Биоразнообразие бактерий родов Rhizobium и Xanthomonas и создание молекулярной системы их идентификации и диагностики тема диссертации и автореферата по ВАК 03.01.04, кандидат биологических наук Зотов, Василий Сергеевич

Диссертация и автореферат на тему «Биоразнообразие бактерий родов Rhizobium и Xanthomonas и создание молекулярной системы их идентификации и диагностики». disserCat — научная электронная библиотека.
Автореферат
Диссертация
Артикул: 491839
Год: 
2013
Автор научной работы: 
Зотов, Василий Сергеевич
Ученая cтепень: 
кандидат биологических наук
Место защиты диссертации: 
Москва
Код cпециальности ВАК: 
03.01.04
Специальность: 
Биохимия
Количество cтраниц: 
180

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Зотов, Василий Сергеевич

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ, ИСПОЛЬЗОВАННЫХ В РАБОТЕ

ВВЕДЕНИЕ - 6 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Глава 1. Азотфиксирующие клубеньковые бактерии рода Rhizobium

1.1. Структура ризобиального генома: хромосома и плазмиды. Генетические рекомбинации

1.2. Понятие "Вида" для ризобий

1.3. Таксономия Ризобий

1.4. Генетическое разнообразие, основанное на "аксессорных" симбиотических генах:

1.4.1. Гены фиксации азота (иг/и fix)

1.4.2. Гены клубенькообразования

1.5. Филогенетические и биогеографические заключения, основанные на анализе ядерных и акцессорных генов

1.6. Идентификация природных популяций ризобий

1.7. Экологическая значимость несимбиотических штаммов Rhizobium

1.8. Разнообразие популяций:

1.8.1. Ризобии клевера (Trifolium spp.)

1.8.2. Ризобии ГНИ гороха (Pisum), бобов (Vicia), чечевицы (Lens) и чины (Lathyrus)

1.8.3. Ризобии фасоли (Phaseolus spp.)

1.8.4. Ризобии козлятника (Galega spp.) -

Глава 2. Фитопатогенные бактерии рода Xanthomonas

2.1. Бактерии рода Xanthomonas

2.2.Полифазная таксономия бактерий рот.Xanthomonas

2.3. Разнообразие внутри рода Xanthomonas на уровне генома и патовариантов

2.4. Использование ДНК фингерпринтинга для оценки геномного разнообразия ксантомонад

Глава 3. Методические подходы к идентификации и оценки генетического разнообразия бактерий

3.1. От групп перекрестной инокуляции к полифазной таксономии

3.2. Фенотипические методы:

3.2.1.Тесты на восприимчивость растений к патогенным и симбиотическим бактериям

3.2.2. Культуральные, физиологические и биохимические признаки

3.2.3. Мультилокусный электрофорез ферментов (MLEE)

3.2.4. SDS-полиакриламидный гель электрофорез клеточных белков (SDS-PAGE)

3.2.5. Серологические признаки

3.3. Генотипические методы диагностики:

3.3.1. ДНК-ДНК гибридизация нуклеиновых кислот

3.3.2. Анализ плазмидного состава

3.3.3. Рестрикционный анализ бактериальных геномов (RFLP и PCR-RFLP)

3.3.4. Техники ДНК-фингерпринтинга: гер-ПЦР, Eric-ПЦР, Вох-ПЦР, RAPD, ISSR, ПЦР со специфическими праймерами, Insertion Sequences (IS-ПЦР), tRNA-ILP

3.3.5. Мультилокусный анализ белок-кодирующих генов (MLSA)

3.3.6. Анализ нуклеотидного полиморфизма гена 16S рРНК и межгенного региона рибосомального кластера 16S-23S рРНК (ITS). Риботипирование.

3.3.7. Биоинформационный анализ данных (программное обеспечение и интернет-ресурсы) - 80 ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

Глава 4. Материалы и методы исследования

4.1. Объекты исследования: фитопатогенные бактерии рода Xanthomonas и симбиотические бактерии рода Rhizobium

4.2. Выделение и хранение чистых культур клубеньковых бактерий

4.3. Проверка тестовых растений на восприимчивость к взаимодействию с клубеньковыми бактериями

4.4. Оценка конкурентоспособности штаммов клубеньковых бактерий

4.5. Определение азотфиксирующей активности клубеньковых бактерий на интактных клубеньках

4.6. Изучение физиолого-биохимических свойств изолятов ризобий

4.7. Генетический анализ: - 93 4.7.1 Выделение бактериальной геномной ДНК

4.7.2. Анализ нуклеотидных последовательностей генов 16S рРНК, gyrB, nodD, межгенных симбиотического ni/D-K региона и хромосомного Лш-региона

4.7.3. Анализ нуклеотидных последовательностей межгенного региона 16-23S рРНК (ITS) при помощи техник RFLP и прямого секвенирования ПЦР-продуктов

4.7.4. In-silico анализ генетического разнообразия бактерий с помощью метода RFLP

4.7.5. Анализ полиморфизма длин амплифицируемых фрагментов (AFLP)

4.7.6. Single adapter AFLP с использованием одной из редкощепящих эндонуклеаз ХЬаУХтаП

4.7.7. Ферментативная очистка фрагментов ДНК перед секвенированием

4.8. Биоинформационный анализ данных

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Глава 5. Оценка генетического разнообразия бактерий рода Xanthomonas

5.1. Анализ saAFLP - новый подход к изучению генетического разнообразия симбиотических и фитопатогенных бактерий на внутривидовом уровне

5.2. hin-регион - новый таксономический маркер для идентификации и диагностики фитопатогенных бактерий рода Xanthomonas

5.3. Структура и генетическое разнообразие hin-региона у бактерий рода Xanthomonas, поражающих рапс и горчицу в России

5.4. In-silico анализ нуклеотидного полиморфизма /»'«-региона ксантомонад -

Глава 6. Оценка разнообразия природных популяций бактерий рода Rhizobium из различных эколого-географических зон Украины

6.1. Культурально-морфологические и физиолого-биохимические свойства изолятов клубеньковых бактерий

6.2. Тесты на восприимчивость бобовых растений к изолятам клубеньковых бактерий

6.3. Установление родового и видового статуса изолятов путём анализа нуклеотидного полиморфизма гена 16S рРНК

6.4. Оценка генетического разнообразия ризобий на внутривидовом уровне:

6.4.1. Анализ нуклеотидного полиморфизма межгенного региона 16-23S рРНК (ITS)

6.4.2. ДНК-фингерпринтинг saAFLP (ХтаЛ)

6.4.3. hin-регион - новый таксономический маркер для идентификации и диагностики симбиотических бактерий рода Rhizobium

6.4.4. Структура и генетическое разнообразие /гш-региона у бактерий рода Rhizobium

6.5. Экспресс-метод оценки эффективности симбиотической системы <(Phaseolus vulgaris - Rhizobium sp. bv. phaseoli»

6.5.1. Анализ нуклеотидного полиморфизма гена gyrB

6.5.2. Анализ нуклеотидного полиморфизма гена nod

6.5.3. Анализ нуклеотидного полиморфизма межгенного региона nijD-K

6.6. Генетическое разнообразие природных популяций клубеньковых бактерий рода Rhizobium, как основа высокоэффективных симбиозов для современной агробиотехнологии

Введение диссертации (часть автореферата) На тему "Биоразнообразие бактерий родов Rhizobium и Xanthomonas и создание молекулярной системы их идентификации и диагностики"

Актуальность темы. Изучение взаимодействий между растениями и микроорганизмами - одно из активно развивающихся направлений современных биологических наук. Эти взаимодействия играют важную роль в жизни растений, их питании, защите от патогенов и вредителей, а также адаптации к стрессам и регуляции развития.

В данной работе были изучены бактерии двух родов, отличающихся по типу питания и сельскохозяйственной важности: симбиотические бактерии рода Rhizobium и фитопатогенные бактерии рода Xanthomonas.

Семейство Бобовые (Fabaceae) включает в себя более 19000 описанных видов растений, которые, как правило, способны вступать в симбиотические взаимоотношения с азотфиксирующими бактериями с образованием клубеньков на корнях. Одними из представителей бактерий-симбионтов ценных сельскохозяйственных культур, таких как горох, чечевица, бобы, клевер, фасоль, козлятник являются бактерии рода Rhizobium.

Необходимость изучения таксономической структуры и биоразнообразия данного рода связана с тем, что знание их генетической структуры и полиморфизма сортовых линий растений, позволяет выявить динамику эволюционной изменчивости, и тем самым, спрогнозировать наиболее адаптированные друг к другу пары микро-макросимбионтов. Такая координированная селекция позволит создавать комбинации симбионт-растение с более эффективным процессом азотфиксации для полноценного развития и формирования высокого урожая. Бактерии рода Xanthomonas поражают более 400 видов растений, что приводит к серьезным экономическим потерям. Род Xanthomonas включает более 27 видов, обладающих сходными физиологическими и генетическими признаками. Недостатком их диагностики, применяемой в настоящее время, является тестирование штаммов на одном таксономическом уровне, и только известной группы бактерий.

Вследствие частых межвидовых рекомбинаций между различными аллелями таксономически важных генов (dnaK, nod, hrp) или их консервативности {16S рРНК, 23S рРНК), не всегда удается адекватно классифицировать изоляты ризобий и ксантомонад, что приводит к необходимости получения дополнительных генетических данных. Диагностика и идентификация фитопатогенных и симбиотических бактерий затруднена также присутствием на растении эпифитов родственных видов, со сходными физиологическими и генетическими признаками.

Таким образом, становится необходимой разработка быстрого и надёжного метода молекулярно-генетического анализа данных родов бактерий, как основы для фундаментально прикладных исследований, направленных на защиту и повышение урожая сельскохозяйственных культур.

Цель и задачи исследования. Целью работы является изучение разнообразия природных популяций бактерий родов Rhizobium и Xanthomonas с помощью самостоятельно разработанной единой маркерной системы бактериальной идентификации и диагностики. Для реализации цели были поставлены следующие задачи:

• Разработка уникальных маркеров для фитопатогенных бактерий рода Xanthomonas и симбиотических бактерий рода Rhizobium на основе данных ПЦР-фингерпринтинга.

• Разработка новых техник ПЦР-фингерпринтинга бактерий на внутривидовом уровне, отвечающие требованиям достоверности, воспроизводимости и информативности, а также простоты исполнения.

• Проведение биохимического и молекулярно-генетического анализа изолятов и штаммов коллекции азотфиксирующих бактерий рода Rhizobium из различных эколого-географических зон Украины.

• Оценка генетического разнообразия ксантомонад, поражающих рапс {Brassica napus) в России, с помощью новой разработанной техники ПЦР-фингерпринтинга.

• Формирование единой базы данных, включающей совокупность биохимических и уникальных генетических признаков исследуемых бактерий.

Научная новизна работы.

Впервые обнаружен специфичный для различных родов бактерий Л/я-регион (заявка на патент per. № 2011135461 от 25.08.2011. Получено положительное решение о выдаче от 09.01.13.), позволяющий изучать биоразнообразие бактерий на внутривидовом уровне. На его основе разработаны специфические для клубеньковых бактерий родов Rhizobium и Хаи/йо/иолоТмар^

Предложен новый подход к изучению генетического разнообразия фитопатогенных и симбиотических бактерий на внутривидовом уровне с помощью разработанных техник hin-регион ПЦР и saAFLP (single adapter AFLP).

Впервые изучена природная популяция клубеньковых бактерий рода Rhizobium из различных эколого-географических зон Украины с помощью методов молекулярно-генетического анализа, включая техники й/л-регион ПЦР и saAFLP.

Впервые с помощью разработанных техник изучено генетическое разнообразие ксантомонад, в том числе поражающих рапс (Brassica napus) в России.

Создана библиотека обобщённых биохимических и уникальных генетических данных для представительной коллекции фитопатогенных бактерий рода Xanthomonas и для азотфиксирующих бактерий рода Rhizobium (http://hin-proiect.comA.

Практическая значимость.

Установлено, что saAFLP-фингерпринтинг и секвенирование последовательностей ДНК Л/л-регионов обладают большой разрешающей способностью на внутривидовом уровне. Данные техники могут быть использованы для:

- паспортизации ценных штаммов полезных бактерий;

- мониторинга экологической обстановки и динамики развития почвенных сообществ микроорганизмов;

- идентификации, диагностики и изучения генетического разнообразия широкого круга не только бактерий, но и растений.

Предложенные техники и обобщённая база биохимических и генетических данных являются весьма полезным инструментарием для сопоставления результатов, получаемых в различных лабораториях.

Апробация работы. Результаты работы были доложены на конференции "Вычислительная филогенетика и геносистематика" (Москва, 2007), на международных конференциях NOVA PhD курс "Понимание взаимодействий растение-патоген в постгеномную эру" (Hyytiala, Финляндия, 2008) и "Адаптация к изменению климата в Балтийском регионе: вклад растительной и микробной биотехнологии" (Миккели, Финляндия, 2010), на школах молодых учёных "Молекулярные методы в микробиологии. Практическое введение" (Симферополь, Украина, 2010) и "Основы практической молекулярной экологии микроорганизмов" (Симферополь, Украина, 2011), на школе-конференции молодых учёных "Фундаментальная наука для биотехнологии и медицины 2011" (Москва, 2011 )~ "на ~Ю-ой~ Европейской конференции по-азотфиксации (Мюнхен, Германия, 2012), а также на международной школе-конференции молодых ученых «Растительно-микробные группировки: молекулярные основы адаптивного потенциала» (Алушта, Крым, Украина, 2012).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 13 печатных работ, в том числе 4 статьи в журналах, включённых в список, рекомендованный ВАК РФ.

Объем и структура работы. Диссертация включает введение, 4 главы, состоящих из обзора литературы, описания материалов и методов исследования, результатов и их обсуждения, а также заключения, выводов и списка цитируемой литературы. Работа изложена на 180 страницах текста, иллюстрирована 37 рисунками, включает 12 таблиц. Список литературы состоит из 498 источников, из них 477 - зарубежных авторов. Работа выполнена в Лаборатории биохимии азотфиксации и метаболизма азота Института биохимии им. А.Н. Баха РАН.

Заключение диссертации по теме "Биохимия", Зотов, Василий Сергеевич

выводы

1. Разработаны маркерные ПЦР-системы на хромосомный Аш-регион, специфичные для клубеньковых бактерий рода Rhizobium и фитопатогенных бактерий рода Xanthomonas, позволяющие изучить их на уровне вида - группы штаммов (подана заявка на патент per. № 2011135461 от 25.08.2011 и 09.01.2013 получено положительное решение о выдаче).

2. Разработан новый подход (saAFLP и А/и-регион ПЦР) к изучению генетического разнообразия фитопатогенных и симбиотических бактерий на внутривидовом уровне, который превосходит аналоги по разрешающей способности.

3. Показана эффективность разработанных техник ПЦР-фингерпринтинга при оценке биоразнообразия природных популяций азотфиксирующих бактерий рода Rhizobium, симбионтов культурных бобовых растений, а также выявлены группы штаммов R. leguminosarum, которые невозможно было разделить ранее существующими методами, что коррелировало с эволюционной близостью бактерий.

4. Показана эффективность разработанных техник ПЦР-фингерпринтинга при оценке биоразнообразия штаммов рода Xanthomonas на внутривидовом уровне, а также установлено, что рапс (Brassica napus) в России поражается штаммами ксантомонад, относящимися к видам X. campestris, X. arboricola и X. gardneri.

5. Создана представительная база данных, включающая совокупность биохимических и уникальных генетических признаков для фитопатогенных бактерий рода Xanthomonas sp. и симбиотических - рода Rhizobium sp. (http://hin-proiect.com/').

В заключение хочу выразить глубокую благодарность моему научному руководителю, доктору биологических наук, заведующему лабораторией биохимии азотфиксации и метаболизма азота Института биохимии им. А.Н. Баха РАН Алексею Федоровичу Топунову за доверие и предоставленные мне и моим коллегам исключительные возможности для создания рабочего коллектива и самостоятельного развития предложенной нами тематики исследований в области изучения генетического разнообразия симбиотических, ассоциативных и фитопатогенных бактерий.

Сердечно благодарю кандидата биологических наук Наталию Владимировну Лунину за научное консультирование, поддержку и активное участие в развитии наших исследований этого бесконечного в своём многообразии мира - Hin World\

Особо хочу поблагодарить заведующую лабораторией биологического азота и фосфора Института сельского хозяйства Крыма НААНУ кандидата сельскохозяйственных наук Светлану Витальевну Дидович за предоставление в качестве объектов наших исследований уникальной коллекции симбиотических бактерий и помощь в проведении вегетационных экспериментов.

Выражаю признательность всему коллективу лаборатории биохимии азотфиксации и метаболизма азота Института биохимии им. А.Н. Баха РАН и особенно Софье Арсеновне Хапчаевой за неоценимую помощь в выполнении работы.

От лица нашего рабочего коллектива хочу выразить благодарность ООО "Гринвайд" в лице директора Алексея Игоревича Якшина за предоставленные целевые инвестиции, благодаря которым становится реальным осуществление поставленных нами задач, и информационную поддержку.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Была разработана маркерная система, специфическая для клубеньковых бактерий рода Rhizobium и отдельно для фитопатогенных бактерий рода Xanthomonas, позволяющая разделить их на уровне вида и группы штаммов. Родоспецифичная ПЦР ///«-регионов позволяет идентифицировать бактерии данных родов, а определение их нуклеотидных последовательностей даёт информацию о внутривидовом разнообразии. Применение же анализа ///«-регионов совместно с другими методами геномного фингерпринтинга и MLSA, дает полную картину о таксономии как симбиотических, так и фитопатогенных бактерий на любом уровне.

Данные, полученные с помощью анализа /гш-регионов, согласуются с результатами традиционных техник, рассмотренных выше, но значительно превосходят их по своей информативности. Так, на основании проведенных исследований при сравнительном анализе ДНК последовательностей ///«-регионов было выявлено 8 генотипов ризобий, выделенных из различных эколого-географических зон Украины. Разделение штаммов на группы совпадало с филогенией, полученной по последовательности гена 16S рРНК и группированием штаммов по результатам анализа saAFLP. Однако вариабельность нуклеотидной последовательности ///«-регионов внутри отдельных генотипов была выше и составляла от 3,3 до 77,5% (по сравнению с 0,1-1,2% для 16S рРНК и 3,2-19,2% для saAFLP).

Хотя пока остаётся до конца неясным происхождение и значение ///«-региона для ризобий, на основании проведенных исследований можно предположить, что он является и необходимым для их жизнедеятельности. Известно, что данная последовательность, аналогов которой не найдено ни в одном секвенированном геноме про- и эукариот, располагается между повторами генов тРНК (Глу), которые в свою очередь являются предшественниками на начальной стадии биосинтеза тетрапирролов (гемоглобинов и хлорофилла) в растениях, археях и бактериях (Jahn et. al., 1992).

В клубеньках бобовых растений синтезируется легоглобин (леггемоглобин, Lb), симбиотический гемоглобин, который играет первостепенную роль в процессе азотфиксации: способствует переносу кислорода в симбиосомы, снабжая азотфиксирующих микросимбионтов связанным кислородом. С другой стороны, Lb выполняет буферные функции, связывая избыточный кислород, подавляющий каталитическую активность нитрогеназы (Топунов, Петрова, 2001; Космачевская, Топунов, 2009). Количество генов тРНК (Глу) и тип антикодона влияют на интенсивность биосинтеза Lb и возможность участия в биосинтезе других белковых соединений С5 метаболического пути (Levican et al., 2005).

Был проведен предварительный поиск наличия транскрипционных факторов и промоторных областей в данном регионе. По результатам исследования регион R2 содержал консервативную область длиной 46 п.о., которая со 100% вероятностью для растений и 90% вероятность для бактерий являлась промотором, содержащим GATA и GCGC мотивы и необходимым для распознавания белковыми молекулами сигнальной (иммунной) системы растений. Исследования региона R1 не выявили характерных промоторных областей и мотивов, кроме ТАТА-бокса. Однако вторичная структура данного региона была аналогичной у всех классов ДНК последовательностей R1 и образовывала двухшпилечную пространственную конформацию в позициях, примерно, -30 и -60 п.о.

Учитывая вышесказанное, можно предположить, что hin-регион является промотором генов тРНК (Глу), а его уникальная последовательность, возможно, является следствием совместной адаптации (эволюции) бактерий и растений-хозяев друг к другу.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Зотов, Василий Сергеевич, 2013 год

1. Булат С.А., Мироненко Н.В. 1989. ДНК-полиморфизмы фитопатогенного гриба Pyrenophora tritici-repentis (Died.) Drechsler // Генетика. 25(11):2059-2063.

2. Вавилов Н.И. 1926. Центры происхождения культурных растений // Труды по прикладной ботанике, генетике и селекции. 16(2):3-248.

3. Возняковская Ю.М., Попова Ж.П., 1985. Методические указания по идентификации неспоровых бактерий, доминирующих в ризосфере растений. Л.: ВНИИСХМ. 48с.

4. Зотов B.C., Пунина Н.В., Топунов А.Ф. Способ идентификации и дифференциации прокариотических организмов. Заявка на патент. Per. № 2011135461 от 25.08.2011.

5. Зотов B.C., Пунина Н.В., Хапчаева С.А., Дидович C.B., Мельничук Т.Н., Топунов А.Ф. 2012. Новый таксономический маркер клубеньковых бактерий рода Rhizobium и его эволюция // Экологическая генетика. 10(2):49-62.

6. Коростик Е.В., Пинаев А.Г., Ахтемова Г.А., Андронов Е.Е. 2006. Универсальные 16S рРНК праймеры BDI для описания генетического разнообразия сообщества почвенных прокариот // Экологическая генетика. 4(4):32-37.

7. Космачевская О.В., Топунов А., 2009. Гемоглобины разнообразие структур и функций //Прикл. биохимия и микробиология. 45(6):627-653.

8. Красильников H.A., Кореняко А.И. 1940. О методах количественного учета клубеньковых бактерий в почве // Микробиология. 9:27-31.

9. Методы почвенной микробиологии и биохимии. / Под ред. Звягинцева Д. Г. М: изд-воМГУ, 1991.303 с.

10. Насонова Е.С. 2008. Пульс-электрофорез: теория метода, инструментальный арсенал и области применения // Цитология. 50(11):927-935.

11. Новикова Н.И., 1996. Современные представления о филогении и систематике клубеньковых бактерий //Микробиология. 65(4):437-450.

12. Определитель бактерий Берджи / Под ред. Хоулта Дж., Крига Н., Снита П.; перевод с англ, в 2-х тт . М.: Мир, 1997. 1232 с.

13. Платонов А.Е., Шипулин Г. А., Платонова О.В. 2000. Мультилокусное секвенирование — новый метод генотипирования бактерий и первые результаты его применения //Генетика. 36(5):597-605.

14. Симаров Б.В. 1984. Генетические методы селекции клубеньковых бактерий (методические рекомендации) // Ленинград. С. 38.

15. Сулимова Г.Е. 2004. ДНК-маркеры в генетических исследованиях: типы маркеров, их свойства и области применения // Успехи современной биологии. 124(3):260-271.

16. Топунов А.Ф., Петрова Н.Э., 2001. Гемоглобины: эволюция, распространение и гетерогенность // Успехи биологической химии. 41:199-228.

17. Ферранд С.К. 1998. Конъюгативные плазмиды и их перенос // In Nitrogen Fixation: Fundamentals and Applications, Tikhonovich I.A. et al., Eds., Kluwer, The Netherlands, 587.

18. Хотянович A.B. 1991. Методы культивирования азотфиксирующих бактерий, способы получения и применения препаратов на их основе (Методические рекомендации) // Ленинград. С.60.

19. Шарыпова Л.А., Симаров Б.В. 1985. Способ сравнения конкурентоспособости эффективных штаммов Rhizobium meliloti II Труды ВНИИСХМ. Ленинград. 55:85-90.

20. Adhikari Т.В., Vera Cruz С.М., Zhang Q., Nelson R.J., Skinner D.Z., Mew T.W., Leach J.E. 1995. Genetic diversity of Xanthomonas oryzae pv. oryzae in Asia // Appl. Env. Microbiol. 61(3):966-971.

21. Ajmone-Marsan P., Valentini A., Cassandro M., Vecchiotti-Antaldi G., Bertoni G., Kuiper M. 1997. AFLP markers for DNA fingerprinting in cattle // Anim. Genet. 28(6):418-426.

22. Altschul S.F., Gish W., Miller W. et al., 1990. Basic local alignment search tool // J. Mol. Biol. 215(3):403-410.

23. Amann R.I., Ludwig W., Schleifer K.H. 1995. Phylogenetic identification and in situ detection of individual microbial cells without cultivation // Microbiol. Rev. 59(1): 143-169.

24. Amarger N. 1981. Competition for nodule formation between effective and ineffective strains of Rhizobium meliloti //Soil Biol, and Biochem. 13(6):475-480.

25. Amarger N., Bours M., Revoy E., Allard M.R., Laguerre G. 1994. Rhizobium tropici nodulates field-grown Phaseolus vulgaris in France // Plant and Soil 161(2): 147-156.

26. Amarger N., Macheret V., Laguerre G. 1997. Rhizobium gallicum sp. nov. and Rhizobium giardinii sp. nov., from Phaseolus vulgaris nodules // Int. J. Syst. Bacteriol. 47(4):996-1006.

27. Amarger N. 2001. Rhizobia in the field // Advances in Agronomy. 73:109-168.

28. Anderson P., Roth J.R. 1981. Spontaneous tandem genetic duplications in Salmonella typhimurium arise by unequal recombination between rRNA (rm) cistrons // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 78(5):3113-3117.

29. Andrewes A.G., Jenkins C.L., Starr M.P., Shepherd J., Hope H. 1976. Structure of xanthomonadin I, a novel dibrominated arylpolyene pigment produced by the bacteria Xanthomonas juglandis II Tetrahedron Lett. 45:4023-4024.

30. Anyango B., Wilson K.J., Beynon J.L., Giller K.E. 1995. Diversity of rhizobia nodulating Phaseolus vulgaris L in two Kenyan soils with contrasting pHs // Appl. Env. Microbiol. 61(11):4016—4021.

31. Aserse A.A., Rasanena L.A., Assefa F., Hailemariam A., Lindstrom K. 2012. Phylogeny and genetic diversity of native rhizobia nodulating common bean (Phaseolus vulgaris L.) in Ethiopia// Syst. Appl. Microbiol. 35(2): 120-131.

32. Barry T., Powell R., Gannon F. 1990. A general method to generate DNA probes for microorganisms // Biotechnology. 8(3):233-236.

33. Barry T., Colleran G., Glennon M., Dunican L.K., Gannon F. 1991. The 16s/23s ribosomal spacer region as a target for DNA probes to identify eubacteria // PCR Methods Applic. 1(1):51-56.

34. Belay N., Sparling R., Daniels L. 1984. Dinitrogen fixation by a thermophilic methanogenic bacterium //Nature. 312(5991):286-288.

35. Beringer J.E., 1974. R1 transfer in Rhizobium leguminosarum II J. Gen. Microbiol. 84:188198.

36. Beynon J.L., Josey D.P. 1980. Demonstration of heterogeneity in a natural population of Rhizobium phaseoli using variation in intrinsic antibiotic resistance // J. Gen. Microbiol. 118(2):437-442.

37. Bikandi J., San Millan R., Rementeria A., Garaizar J. 2004. In silico analysis of complete bacterial genomes: PCR, AFLP-PCR and endonuclease restriction // Bioinformatics. 20(5):798-799.

38. Blears M.J., de Grandis S.A., Lee H., Trevors J.T. 1998. Amplified fragment length polymorphism (AFLP): review of the procedure and its applications // J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 21(3):99-114.

39. Bogdanove A.J., Koebnik R., Lu H. et al., 2011. Two new complete genome sequences offer insight into host and tissue specificity of plant pathogenic Xanthomonas spp. // J. Bacteriol. 193(19):5450-5464.

40. Bottomley P.J., Cheng H., Strain S.R. 1994. Genetic structure and symbiotic characteristics of a Bradyrhizobium population recovered from a pasture soil // Appl. Env. Microbiol. 60(6):1754-1761.

41. Bragard C., Singer E., Alizadeh A., Vauterin L., Maraite H., Swings J. 1997. Xanthomonas translucens from small grains: Diversity and phytopathological relevance // Phytopathology 87(11):1111-1117.

42. Bromfíeld E.S.P., Barran L.R. 1990. Promiscuous nodulation of Phaseolus vulgaris, Macroptilium atropurpureum, and Leucaena leucocephala by indigenous Rhizobium meliloti II Can. J. Microbiol. 36(5):369-372.

43. Bromfíeld E.S.P., Barran L.R., Wheatcroft R. 1995. Relative genetic structure of a population of Rhizobium meliloti isolated directly from soil and from nodules of alfalfa (Medicago sativa) and sweet clover (Melilotus alba) // Mol. Ecol. 4(2):183-188.

44. Burgin A.B., Parodos K., Lane D.J., Pace N.R. 1990. The excision of intervening sequences from salmonella 23S ribosomal RNA // Cell. 60(3):405-414.

45. Burgmann H., Widmer F., von Sigler W., Zeyer J. 2004. New Molecular Screening Tools for Analysis of Free-Living Diazotrophs in Soil // Appl. Env. Microbiol. 70(l):240-247.

46. Caballero-Mellado J., Fuentes-Rámirez L.E., Reis V.M., Martinez-Romero E. 1995. Genetic structure of Acetobacter diazotrophicus populations and identification of a new genetically distant group // Appl. Env. Microbiol. 61(8):3008-3013.

47. Caballero-Mellado J., Martinez-Romero E. 1999. Soil fertilization limits the genetic diversity of Rhizobium in bean nodules I I Symbiosis. 26(2): 111-121.

48. Caetano-Anolles G., Bassam B.J., Gresshoff P.M. 1991. DNA amplification fingerprinting using very short arbitrary oligonucleotide primers // Biotechnology. 9(6):553-557.

49. Campbell A.M. 1992. Chromosomal insertion sites from phages and plasmids // J. Bacteriol. 174(23):7495-7499.

50. Carle G.F., Olson M.V. 1984. Separation of chromosomal DNA molecules from yeast by orthogonal field alternation gel electrophoresis // Nucl. Acids Res. 12(14):5647-5664.

51. Carle G.F., Frank M., Olson M.V. 1986. Electrophoretic separation of large DNA molecules by periodic inversion of the electric field // Science. 232(4746):65-68.

52. Castro I.V., Ferreira E.M., McGrath S.P. 1997. Effectiveness and genetic diversity of Rhizobium leguminosarum bv. trifolii isolates in Portuguese soils polluted by industrial effluents // Soil Biol. Biochem. 29(8):1209-1213.

53. Cazalet C., Gomez-Valero L., Rusniok C. et al., 2010. Analysis of the Legionella longbeachae genome and transcriptome uncovers unique strategies to cause legionnaires' disease //PLoS Genet. 6(2):el000851.

54. Chaudri A.M., McGrath S.P., Giller K.E., Rietz E., Sauerbeck D.R. 1993. Enumeration of indigenous Rhizobium leguminosarum biovar trifolii in soils previously treated with metal-contaminated sewage sludge // Soil Biol. Biochem. 25(3):301-309.

55. Chen M., Alexander M. 1972. Resistance of soil microorganisms to starvation // Soil Bid. Biochem. 4(3):283-288.

56. Chen W.M., Laevens S., Lee T.M., Coenye T., de Vos P., Mergeay M., Vandamme P. 2001. Ralstonia taiwanensis sp. nov., isolated from root nodules of Mimosa species and sputum of a cystic fibrosis patient // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 51(5):1729—1735.

57. Chen W.M., Moulin L., Bontemps C., Vandamme P., Bena G., Boivin-Masson C. 2003. Legume symbiotic nitrogen fixation by beta-Poteobacteria is widespread in nature // J. Bacteriol. 185(24):7266-7272.

58. Chu G., Vollrath D., Davis R.W. 1986. Separation of large DNA molecules by contour-clamped homogeneous electric fields // Science. 234(4783):1582-1585.

59. Church M.J., Short C.M., Jenkins B.D., Karl D.M., Zehr J.P. 2005. Temporal Patterns of Nitrogenase Gene {nijH) Expression in the Oligotrophic North Pacific Ocean // Appl. Env. Microbiol. 71(9):5362-5370.

60. Ciccarelli F.D., Doerks T., von Mering C., Creevey C.J., Snel B., Bork P. 2006. Toward automatic reconstruction of a highly resolved tree of life // Science 311(5765): 1283-1287.

61. Claros M.C., Haase G., Schonian G., Citron D.M., Gerardo S.H., Goldstein E.J.C., Schumacher U., Rodloff A.C. 1997. Differentiation of clinical Bacteroides ovatus isolates using RNA gene size polymorphisms // Rev. Med. Microbiol. 8(1):103-104.

62. Cohan F.M. 1994. Genetic exchange and evolutionary divergence in prokaryotes // Trends Ecol. Evol. 9(5):175-180.

63. Cohan F.M. 2002. What are bacterial species? // Annu. Rev. Microbiol. 56:457-487.

64. Comas I., Moya A., Azad R.K., Lawrence J.G., Gonzalez-Candelas F. 2006. The evolutionary origin of Xanthomonadales genomes and the nature of the horizontal gene transfer process // Mol. Biol. Evol. 23(11):2049-2057.

65. Cooney C.A. 1992. Separation and size determination of DNA over a 10—200 kbp range // In: Methods in molecular biology. Totowa: Humana Press. 12(1):31-38.

66. Corich V., Giacomini A., Ollero F.J., Squartini A., Nuti M.F. 1991. Pulsed-fieldelectrophoresis in contour-clamped homogenous electricfields (CHEF) for fingerprinting of Rhizobium spp // FEMS Microbiol. Letters. 83(2): 193-197.

67. Corich V., Giacomini A., Carlot M., Simon R. 2001. Comparative strain typing of Rhizobium leguminosarum bv. viciae natural populations // Can. J. Microbiol. 47(6):580-584.

68. Coventry D.R., Hirth J.R. 1992. Effects of tillage and lime on Rhizobium trifolii populations and survival in wheat-subterranean clover rotation in Southeastern Australia // Soil Tillage Res. 25(l):67-74.

69. Crist D.K., Wyza R.E., Mills K.K., Bauer W.D., Evans W.R. 1984. Preservation of Rhizobium viability and symbiotic infectivity by suspension in water // Appl. Env. Microbiol. 47(5):895-900.

70. Crow V.L., Jarvis B.D.W., Greenwood R.M. 1981. Deoxyribonucleic acid homologies among acid-producing strains of Rhizobium II Int. J. Syst. Bacteriol. 31 (2): 152-172.

71. Dar G.H., Anand R.C., Sharma P.K. 1993. Genetically engineered microorganisms to rescue plants from frost injury // Adv. Biochem. Eng. Biotechnol. 50:1-19.

72. Demezas D.H., Reardon T.B., Watson J.M., Gibson A.H. 1991. Genetic diversity among Rhizobium leguminosarum bv. trifolii strains revealed by allozyme and restriction fragmentlength polymorphism analyses//Appl. Env. Microbiol. 57(12):3489-3495.

73. Demezas D.H., Reardon T.B., Strain S.R., Watson J.M., Gibson A.H. 1995. Diversity and genetic structure of a natural population of Rhizobium leguminosarum bv. trifolii isolated from Trifolium subterraneum L. // Mol. Ecol. 4(2):209-220.

74. Denny T.P., Gilmour M.N., Selander R.K. 1988. Genetic diversity and relationships of two pathovars of Pseudomonas syringae II J. Gen. Microbiol. 134(7): 1949-1960.

75. Dooley J.J., Harrison S.P., Mytton L.J., Dey M., Cresswell A., Skot L. 1993. Phylogenetic grouping and identification of Rhizobium isolates on the basis of random amplified polymorphic DNA profiles // Can. J. Microbiol. 39(7):665-673.

76. Depret G., Houot S., Allard M-R., Breuil M-C., Nouaim R., Laguerre G. 2004. Long-term effects of crop management on Rhizobium leguminosarum biovar viciae populations 11 FEMS Microbiol. Ecol. 51(1):87—97.

77. Dobert R.C., Brei B.T., Triplett E.W. 1994. DNA sequence of the common nodulation genes of Bradyrhizobium elkanii and their phylogenetic relationship to those of other nodulating bacteria // Mol. Plant-Microbe Interact. 7(5):564-572.

78. Dreyfus B., Garcia J.L., Gillis M. 1988. Characterization of Azorhizobium caulinoduns gen. nov., sp. nov., a stem-nodulating nitrogen-fixing bacterium isolated from Sesbania rostrata II Int. J. Syst. Bacteriol. 38(l):89-98.

79. Drouin P., Prevost D., Antoun H. 1996. Classification of bacteria nodulating Lathyrus japonicus and Lathyrus pratensis in northern Quebec as strains of Rhizobium leguminosarum biovar viciae II Int. J. Syst. Bacteriol. 46(4): 1016-1024.

80. Dusha I., Kovalenko S., Bonfalvi Z., Kondorosi A. 1987. Rhizobium meliloti insertion element lSRm2 and its use for identification of the JixX gene // J. Bacteriol. 169(4): 1403-1409.

81. Dundon W.G., Marshall D.G., Morain C.A., Smyth C.J. 1999. A novel tRNA-associated locus (trl) from Helicobacter pylori is co-transcribed with tRNAGly and reveals genetic diversity //Microbiology 145(6): 1289-1298.

82. Eardly B.D., Hannaway D.B., Bottomley P.J. 1985. Characterization of rhizobia from ineffective alfalfa nodules: Ability to nodulate bean plants (Phaseolus vulgaris L. Savi) // Appl. Env. Microbiol. 50(6): 1422-1427.

83. Eardly B.D., Materon L.A., Smith N.H., Johnson D.A., Rumbaugh M.D., Selander R.K. 1990. Genetic structure of natural populations of the nitrogen-fixing bacterium Rhizobium melilotill Appl. Env. Microbiol. 56(1): 187-194.

84. Eardly B.D. 1994. In: Weaver R.W., Angel J.S., Bottomley P.J. (eds.) Methods of Soil Analysis. Part 2 Microbiological and Biochemical Properties. Soil Science Society of America, Inc., Madison, WI, p.557-573.

85. Eardly B.D., Wang F.-S, Whittam T.S., Selander R.K. 1995. Species limits in Rhizobium populations that nodulate the common bean (Phaseolus vulgaris) II Appl. Env. Microbiol. 61(2):507-512.

86. Eardly B.D., Nour S.M., van Berkum P., Selander R.K. 2005. Rhizobial 16S rRNA and dnaK genes: mosaicism and the uncertain phylogenetic placement of Rhizobium galegae II App. Env. Mic. 71(3):1328-1335.

87. Eckhardt T. 1978. A rapid method for the identification of plasmid deoxyribonucleic acid in bacteria // Plasmid. 1(4):584—588.

88. Ehrenstein B., Bernards A.T., Dijkshoorn L., Gerner-Smidt P., Towner K.J., Bouvet P.J.M., Daschner F.D., Grundmann H. 1996. Actinetobacter species identification by using tRNA spacer fingerprinting //J. Clin. Microbiol. 34(10):2414-2420.

89. Engvild K.C., Jensen E.S., Skot L. 1990. Parallel variation in isoenzyme and nitrogen fixation markers in a Rhizobium population // Plant Soil. 128(2):283-286.

90. Evgenieva-Hackenberg E., Selenska-Pobell S. 1995. Variability of the 5'-end of the large subunit rDNA and presence of a new short class of rRNA in Rhizobiaceae // Lett. Appl. Microbiol. 21(6):402-405.

91. Fang D.Q., Federici C.T., Roose M.L. 1998. A high-resolution linkage map of the citrus tristeza virus resistance gene region in Poncirus trifoliata (L.) Raf // Genetics. 150(2):883-890.

92. Fenton M., Jarvis B.D.W. 1994. Expression of the symbiotic plasmid from Rhizobium leguminosarum biovar trifolii in Sphingobacterium multivorum II Can. J. Microbiol. 40(10):873-879.

93. Field D., Wills C. 1996. Long, polymorphic microsatellites in simple organisms // Proc. Biol. Sci. 263(1367):209-215.

94. Flores M., Gonzalez V., Brom S., Martinez-Romero E., Pinero D., Romero D., Davila G., Palacios R. 1987. Reiterated DNA sequences in Rhizobium and Agrobacterium spp. // J. Bacteriol. 169(12):5782-5788.

95. Folkesson A., Advani A., Sukupolvi S., Pfeifer J., Normark S., Lofdahl S. 1999. Multiple insertions of Salmonella serovars responsible for human disease // Mol. Microbiol. 33(3):612-622.

96. Fox G.E., Wisotzkey J.D., Jurtshuk P. 1992. How close is close: 16s rRNA sequence identity may not be sufficient to guarantee species identity // Int. J. Syst. Bacteriol. 42(1):166-170.

97. Frank B. 1889. Über die Pilzsymbiose der Leguminosen. // Ber. Deutsch. Bot. Ges. 7:332346.

98. Fred E.B., Baldwin I.L., McCoy E. 1932. Root Nodule Bacteria and Leguminous Plants // University of Wisconsin, Madison, WI., USA.

99. Freiberg C., Fellay R., Bairoch A., Broughton W.J., Rosenthal A., Perret X. 1997. Molecular basis of symbiosis between Rhizobium and legumes //Nature. 387(6631):394-401.

100. Gabriel D.W., Hunter J.E., Kingsley M.T., Miller J.W., Lazo G.R. 1988. Clonal population structure of Xanthomonas campestris and genetic diversity among citrus canker strains // Mol. Plant-Microbe Interact. l(2):59-65.

101. Galas D.J., Chandler M. 1989. Bacterial insertion sequences // Mobile DNA (Berg DE and Howe MM, eds), pp. 109-162. American Society for Microbiology, Washington, DC.

102. Galibert F., Finan T.M., Long S.R., et al. 2001. The composite genome of the legume symbiont Sinorhizobium meliloti II Science. 293(5530):668-672.

103. Gao J., Terefework Z., Chen W., Lindstro K. 2001. Genetic diversity of rhizobia isolated from Astragalus adsurgens growing in different geographical regions of China // J. Biotechnol. 91(2-3):155-168.

104. Gardiner K., Laas W., Patterson D. 1986. Fractionation of large mammalian DNA restriction fragments using vertical pulsed-field gradient gel electrophoresis // Somatic Cell Mol. Genet. 12(2):185-195.

105. Gaunt M.W., Turner S.L., Rigottier-Gois L., Lloyd-Macgilp S.A., Young J.P. 2001. Phylogenies of atpD and recA support the small subunit rRNA-based classification of rhizobia // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 51(6):2037-2048.

106. Gay P., Le coq D., Steinmetz M., Berkelman T., Kado C.I. 1985. Positive selection procedure for entrapment of insertion sequence elements in gram-negative bacteria // J. Bacteriol. 164(2):918-921.

107. Geniaux E., Laguerre G., Amarger N. 1993. Comparison of geographically distant populations of Rhizobium isolated from root nodules of Phaseolus-vulgaris II Mol. Ecol. 2(5):295-302.

108. Geniaux E., Flores M., Palacios R., Martinez-Romero E. 1995. Presence of megaplasmids in Rhizobium tropici and further evidence of differences between the two R. tropici subtypes // Int. J. Syst. Bacteriol. 45(2):392-394.

109. Gibbins A.M., Gregory K.F. 1972. Relatedness among Rhizobium and Agrobacterium species determined by three methods of nucleic acid hybridization // J. Bacteriol. 111(1): 129141.

110. Gibson J.R., Slater E., Xerry J., Tompkins D.S., Owen R.J. 1998. Use of an amplified-fragment length polymorphism technique to fingerprint and differentiate isolates of Helicobacter pyloriIIJ. Clin. Microbiol. 36(9):2580-2585.

111. Giller K.E., Nussbaum R., Chaudri A.M., McGrath S.P. 1993. Rhizobium meliloti is less sensitive to heavy-metal contamination in soil than R. leguminosarum bv. trifolii or R. loti II Soil Biol. Biochem. 25(2):273-278.

112. Gonzalez V., Bustos P., Ramirez-Romero M.A. et al. 2003. The mosaic structure of the symbiotic plasmid of Rhizobium etli CFN42 and its relation to other symbiotic genome compartments // Genome Biol. 4(6):R36.

113. Goulding J.N., Stanley J., Saunders N., Arnold C. 2000. Genome-sequenced-based fluorescent amplified fragment length polymorphism analysis of Mycobacterium tuberculosis II J. Clin. Microbiol. 38(3):1121-1126.

114. Gupta M., Chyi Y.S., Romero-Severson J., Owen J.L. 1994. Amplification of DNA markers from evolutionarily diverse genomes using single primers of simple-sequence repeats // Theoret. Appl. Genet. 89(7-8):998-1006.

115. Gur-Arie R., Cohen C.J., Eitan Y., Shelef L., Hallerman E.M., Kashi Y. 2000. Simple sequence repeats in Escherichia coir, abundance, distribution, composition, and polymorphism // Genome Res. 10(1):62-71.

116. Gurtler V., Wilson V.A., Mayall B.C. 1991. Classification of medically important Clostridia using restriction endonuclease site differences of PCR-amplified 16S rDNA // J. Gen. Microbiol. 137(11):2673-2679.

117. Gürtler V., Stanisich V.A. 1996. New approaches to typing and identification of bacteria using the 16S-23S rDNA spacer region // Microbiology. 142(1):3-16.

118. Graham P.H. 1964. The application of computer technique to the taxonomy of the root nodule bacteria of legumes // J. Gen. Microbiol. 35(3):511-517.

119. Graham P.H. 1981. Some problems of nodulation and symbiotic nitrogen fixation in Phaseolus vulgaris L.: A review // Field Crops Res. 4:93-112.

120. Grange L., Hungria M. 2004. Genetic diversity of indigenous common bean (Phaseolus vulgaris) rhizobia in two Brazilian ecosystems // Soil Biol. Biochem. 36(9): 1389-1398.

121. Green C.J., Void B. 1993. Staphylococcus aureus has clustered tRNA genes // J. Bacteriol. 175(16):5091-5096.

122. Grimont F., Grimont P.A. 1986. Ribosomal ribonucleic acid gene restriction pattern as potential taxonomic tools // Ann. Inst. Pasteur Microbiol. 137(2):165-175.

123. Grimont P.A.D. 1988. Use of DNA reassociation in bacterial classification // Can. J. Microbiol. 34(4):541-546.

124. Hagen M.J., Hamrick J.L. 1996. Population level processes in Rhizobium leguminosarum bv. trifolii: The role of founder effects // Mol. Ecol. 5(6):707-714.

125. Hall T.A., 1999. BioEdit: a user-friendly biological sequence alignment editor and analysis program for Windows 95/98/NT // Nucl. Acids. Symp. Ser. 41(41):95-98.

126. Handley B.A., Hedges A.J., Beringer J.E. 1998. Importance of host plants for detecting the population diversity of Rhizobium leguminosarum biovar viciae in soil // Soil Biol. Biochem. 30(2):241-249.

127. Harrison S.P., Young J.P.W., Jones D.G. 1987. Rhizobium population genetics: effect of clover variety and inoculum dilution on the genetic diversity sampled from natural populations // Plant Soil. 103(1):147-150.

128. Harrisons P., Jones D.G., Schünmann H.D., Forster J.W., Young J.P.W. 1988. Variation in Rhizobium leguminosarum biovar trifolii Sym plasmids and the association with effectiveness of nitrogen fixation // J. General Microbiol. 134(10):2721-2730.

129. Harrison S.P., Jones D.G., Young J.P.W. 1989. Rhizobium population genetics: genetic variation within and between populations from diverse locations // Gen. Microbiol. 135(5):1061-1069.

130. Hartmann A., Amarger N. 1991. Genotypic diversity of an indigenous Rhizobium meliloti field population assessed by plasmid profiles, DNA fingerprinting, and insertion sequence typing // Can. J. Microbiol. 37(8):600-608.

131. Haukka K., Lindstrom K. 1994. Pulsed-field gel electrophoresis for genotypic comparison of Rhizobium bacteria that nodulate leguminous trees // FEMS Microbiology Letters. 119(1-2):215-220.

132. Haukka K., Lindstrom K., Young J.P. 1998. Three phylogenetic groups of nodA and nifH genes in Sinorhizobium and Mesorhizobium isolates from leguminous trees growing in Africa and Latin America // Appl. Env. Microbiol. 64(2):419-426.

133. Hayward A.C. 1993. The hosts of Xanthomonas, p. 1-95. In Swings J. and Civerolo E.L. (ed.), Xanthomonas. Chapman & Hall, Ltd., London.

134. Hennecke H., Kaluza K., Thony B., Fuhrmann M., Ludwig W., Stackebrandt E. 1985. Concurrent evolution of nitrogenase genes and 16S rRNA in Rhizobium species and other nitrogen fixing bacteria// Arch. Microbiol. 142(4):342-348.

135. Hernandez-Lucas I., Segovia L., Martinez-Romero E., Pueppke S.G. 1995. Phylogenetic relationships and host range of Rhizobium spp. that nodulate Phaseolus vulgaris L. // Appl. Environ. Microbiol. 61(7):2775-2779.

136. Hernandez-Lucas I., Ramirez-Trujillo J.A., Gaitan M.A., et al. 2006. Isolation and characterization of functional insertion sequences of rhizobia // FEMS Microbiol. Lett. 261(1):25-31.

137. Herrera-Cervera J.A., Caballero-Mellado J., Laguerre G., et al. 1999. At least five rhizobial species nodulate Phaseolus vulgaris in a Spanish soil // FEMS Microbiol. Ecol. 30(1):87—97.

138. Hildebrand D.C., Schroth M.N., Huisman O.C. 1982. The DNA homology matrix and non-random variation concepts as the basis for the taxonomic treatment of plant pathogenic and other bacteria // Annu. Rev. Phytopathol. 20:235-256.

139. Hill C.W., Grafstrom R.H., Harnish B.W., Hillman B.S. 1977. Tandem duplications resulting from recombination between ribosomal RNA genes in Escherichia coli II J. Mol. Biol. 116(3):407-428.

140. Hill G.T., Mitkowski N.A., Aldrich-Wolfe L., Emele L.R., Jurkonie D.D., Ficke A., Maldona-Ramirez S., Lynch S.T., Nelson E.B. 2000. Methods for assessing the composition and diversity of soil microbial communities // Appl. Soil Ecol. 15(l):25-36.

141. Hollis A.B., Kloos W.E., Elkan G.H. 1981. DNA:DNA Hybridization Studies of Rhizobium japonicum and Related Rhizobiaceae // Microbiol. 123(2):215-222.

142. Hou B.C., Wang E.T., Li Y.Jr., Jia R.Z., Chen W.F., Gao Y., Dong R.J., Chen W.X. 2009. Rhizobium tibeticum sp. nov., a symbiotic bacterium isolated from Trigonella archiducis-nicolai (Sirj.) Vassilcz // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 59(12):3051-3057.

143. Huber I., Selenska-Pobell S. 1994. Pulsed-field gel electrophoresis-fingerprinting, genome size estimation and rrn loci number of Rhizobium galegae II J. Appl. Microbiol. 77(5):528-533.

144. Hugenholtz P., Goebel B.M., Pace N.R. 1998. Impact of culture-independent studies on the emerging phylogenetic view of bacterial diversity // J. Bacteriol. 180(18):4765^774.

145. Hulton C.S.J., Higgins C.F., Sharp P.M. 1991. ERIC sequences: a novel family of repetitive elements in the genomes of Escherichia coli, Salmonella typhimurium and other enterobacteria//Mol. Microbiol. 5(4):825-834.

146. Hynes M.F., O'Connell M.P. 1990. Host plant effect on competition among strains of Rhizobium leguminosarum II Can. J. Microbiol. 36(12):864-869.

147. Irzykowska L., Wolko B., Swiecicki W.K. 2001. The genetic linkage map of pea (Pisum sativum L.) based on molecular, biochemical and morphological markers // Pisum Genetics. 33(1): 13-18.

148. Jagdale N.G., More B.B., Konde B.K., Paril P.L. 1980. Effect of different doses of Rhizobium inoculant on nodulation, dry watter weight nitrogen content and yield of Bengal gram // Food farm and agr. 12(2):216-217.

149. Jahn D., Verkamp E., Soil D., 1992. Glutamyl-transfer RNA: a precursor of heme and chlorophyll biosynthesis // Trends. Biochem. Sci. 17(6):215-223.

150. Janssen P., Coopman R., Huys G., Swings J., Bleeker M., Vos P., Zabeau M., Kersters K. 1996. Evaluation of the DNA fingerprinting method AFLP as a new tool in bacterial taxomony // Microbiology. 142(7): 1881-1893.

151. Janssen P., Dijkshoorn L. 1996. High resolution DNA fingerprinting of Acinetobacter outbreak strains // FEMS Microbiol. Lett. 142(2-3): 191-194.

152. Janssen P., Maquelin K., Coopman R., Tjernberg I., Bouvet P., Kersters K., Dijkshoorn L. 1997. Discrimination of Acinetobacter genomic species by AFLP fingerprinting // Int. J. Syst. Bacteriol. 47(4): 1179-1187.

153. Jarvis B.D.W., McLean T.S., Fanning G.R. 1977. Phenetic similarity and DNA base sequence homology of root nodule from NewZealand native legumes and Rhizobium strains from agriculture plants // N. Z. J. Agric. Res. 20(2):235-248.

154. Jarvis B.D.W., Ward L.J.H., Slade E.A. 1989. Expression by soil bacteria of nodulation genes from Rhizobium leguminosarum biovar trifolii II Appl. Env. Microbiol. 55(6): 1426-1434.

155. Jenkins C.L., Starr M.P. 1985. Formation of halogenated arylpolyene (xanthomonadin) pigments by the type and other yellow-pigmented strains of Xanthomonas maltophilia II Ann. Inst. Pasteur Microbiol. 136B(3):257-264.

156. Jensen M.A., Webster J.A., Straus N. 1993. Rapid Identification of Bacteria on the Basis of Polymerase Chain Reaction-Amplified Ribosomal DNA Spacer Polymorphisms // Appl. Env. Microbiol. 59(4):945-952.

157. Jensen M.A., Straus N. 1993. Effect of PCR conditions on the formation of heteroduplex and single-stranded DNA products in the amplification of bacterial ribosomal DNA spacer regions // Genome Res. 3(3):186-194.

158. Johnson L.I. 1984. Bergey's manual of systematic bacteriology. (Eds.) Krieg N.R., Holt J.G. Baltimore: Williams and Wilkins. 1:8-11.

159. Johnson J.R. 2000. Development of polymerase chain reaction- based assays for bacterial gene detection // J. Microbiol. Methods. 41(3):201-209.

160. Jones C.J., Edwards K.J., Castaglione S., Winfield M.O. et al., 1997. Reproducibility testing of RAPD, AFLP and SSR markers in plants by a network of European Laboratories // Mol. Breed. 3(5):381-390.

161. Jordan D.C. 1982. Transfer of Rhizobium japonicum Buchanan 1980 to Bradyrhizobium gen. nov., a genus of slow-growing root nodule bacteria from leguminous plants // Int. J. Syst. Bacteriol. 32(1): 136-139.

162. Jordan D.C. 1984. Family III. Rhizobiaceae. In "Bergey's Manual of Systematic Bacteriology" (Krieg N.R. and Holt J.G., Eds.), 1:234-256. Williams & Wilkins, Baltimore.

163. Jun S.-R., Sims G.E., Wu G.A., Kim S.H. 2010. Whole-proteome phylogeny of prokaryotes by feature frequency profiles: an alignment-free method with optimal feature resolution // Proc. Natl Acad. Sci. USA 107(1):133-138.

164. Kaijalainen S., Lindstrom K. 1989. Restriction fragment polymorphism analysis of Rhizobium galegae strains // J. Bacteriol. 171(10):5561-5566.

165. Kaneko T., Nakamura Y., Sato S. et al., 2000. Complete genome sequence of the nitrogen-fixing symbiotic bacterium Mesorhizobium loti IIDNA Res. 7(6):331-338.

166. Kaneko T., Nakamura Y., Sato S. et al., 2002. Complete genomic sequence of nitrogen-fixing symbiotic bacterium Bradyrhizobium japonicum USDA110 // DNA Res. 9(6):189—197.

167. King T.C., Sirdeskmukh R., Schlessinger D. 1986. Nucleolytic processing of ribonucleic acid transcripts in procaryotes // Microbiol. Rev. 50(4):428-451.

168. Kolb S., Knief C., Stubner S., Conrad R. 2003. Quantitative Detection of Methanotrophs in Soil by Novel pmoA-Targeted Real-Time PCR Assays // Appl. Env. Microbiol. 69(5):2423-2429.

169. Kordes E., Jock S., Fritsch J., Bosch F., Klug G. 1994. Cloning of a gene involved in rRNA precursor processing and 23S rRNA cleavage in Rhodobacter capsulatus II J. Bacteriol. 176(4):1121-1127.

170. Kosier B., Puhler A., Simon R. 1993. Monitoring the diversity of Rhizobium meliloti field and microcosm isolates with a novel rapid genotyping method using insertion elements // Mol. Ecol. 2(l):35—46.

171. Krawiec S., Riley M. 1990. Organization of the bacterial chromosome // Microbiol. Rev. 54(4):502-539.

172. Kucey R.M.N., Hynes M.F. 1989. Populations of Rhizobium leguminosarum biovars phaseoli and viceae in fields after bean or pea in rotation with nonlegumes // Can. J. Microbiol. 35(6):661-667.

173. Kimura M. A., 1980. A simple method for estimating evolutionary rate at base substitudions through comparative studies of nucleotide sequences // J. Mol. Evol. 16(2): 111120.

174. Kumar S., Tamura K., Nei M. 2004. MEGA3: Integrated software for Molecular Evolutionary Genetics Analysis and sequence alignment // Briefings in Bioinformatics. 5(2): 150163.

175. Kunding C., Hennecke H., Gottfert M. 1995. A single rRNA gene region in Bradyrhizobium japonicum II J. Bacteriol. 177(17):5151-5154.

176. Kuske C.R., Barns S.M., Bush J.D. 1997. Diverse uncultivated bacterial groups from soils of the arid southwestern United States that are present in many geographic regions // Appl. Env. Microbiol. 63(9):3614-3621.

177. Labes G., Ulrich A., Lentzsch P. 1996. Influence of bovine slurry deposition on the structure of nodulating Rhizobium leguminosarum bv. viciae soil populations in a natural habitat // Appl. Env. Microbiol. 62(5): 1717-1722.

178. Laguerre G., Mazurier S.I., Amarger N. 1992. Plasmid profiles and restriction fragment length polymorphism of Rhizobium leguminosarum bv. viciae in field populations // FEMS Microbiol. Ecol. 10(l):17-26.

179. Laguerre G., Bardin M., Amarger N. 1993b. Isolation from soil of symbiotic and nonsymbiotic Rhizobium leguminosarum by DNA hybridization // Can. J. Microbiol. 39(12): 1142-1149.

180. Laguerre G., Allard M.R., Revoy F., Amarger N. 1994. Rapid Identification of Rhizobia by Restriction Fragment Length Polymorphism Analysis of PCR-Amplified 16S rRNA Genes // Appl. Env. Microbiol. 60(l):56-63.

181. Laguerre G., Rigottier-Gois L., Lemanceau P. 1996. Fluorescent Pseudomonas species categorized by using polymerase chain reaction (PCR) restriction fragment analysis of 16S rDNA // Mol. Ecol. 3(5):479-487.

182. Laguerre G., Nour S.M., Macheret V., Sanjuan J., Drouin P., Amarger N. 2001. Classification of rhizobia based on nodC and nifH gene analysis reveals a close phylogenetic relationship among Phaseolus vulgaris symbionts // Microbiol. 147(4):981-993.

183. Laguerre G., Louvrier P., Allard M.R., Amarger N. 2003. Compatibility of rhizobial genotypes within natural populations of Rhizobium leguminosarum biovar viciae for nodulation of host legumes//Appl. Env. Microbiol. 69(4):2276-2283.

184. Lan R.T., Reevers P.R. 2000. Intraspecies variation in bacterial genomes: the need for a species genome concept // Trends. Microbiol. 8(9):396-401.

185. Lan R.T., Reevers P.R. 2001. When does a clone deserve a name? A perspective on bacterial species based on population genetics // Trends Microbiol 9(9):419-324.

186. Lange R.T. 1961. Nodule bacteria associated with the indigenous leguminosae of South-Western Australia // J. Gen. Microbiol. 26(2):351-359.

187. Laranjo M., Young J.P.W., Oliveira S. 2012. Multilocus sequence analysis reveals multiple symbiovars within Mesorhizobium species // Syst. Appl. Microbiol. 35(6):359-367.

188. Latour X., Corberand T., Laguerre G., Allard F., Lemanceau P. 1996. The composition of fluorescent pseudomonad populations associated with roots is influenced by plant and soil type // Appl. Env. Microbiol. 62(7):2449-2456.

189. Lazo G.R., Roffey R., Gabriel D.W. 1987. Pathovars of Xanthomonas campestris are distinguishable by restriction fragment-length polymorphism // Int. J. Syst. Bacterioi. 37(3):214-221.

190. Lee Y.-A., Hildebrand D.C., Schroth M.N. 1992. Use of quinate metabolism as a phenotypic property to identify members of Xanthomonas campestris DNA homology group 6 // Phytopathology. 82(9):971-973.

191. Lee B.M., Park Y.J., Park D.S. et al. 2005. The genome sequence of Xanthomonas oryzae pathovar oryzae KACC10331, the bacterial blight pathogen of rice // Nucleic Acids Res. 33(2):577-586.

192. Leung K., Strain S.R., De Bruijn F.J., Bottomley P.J. 1994. Genotypic and phenotypic comparisons of chromosomal types within an indigenous soil population of Rhizobium leguminosarum bv. trifolii // Appl. Env. Microbiol. 60(2):416-426.

193. Leung K., Strain S.R., de Bruijn F.J., Bottomley P.J. 1994a. Genotypic and phenotypic comparisons of chromosomal types within an indigenous soil population of Rhizobium leguminosarum bv. trifoliill Appl. Env. Microbiol. 60(2):416-426.

194. Leung K., Yap K., Dashti N., Bottomley P.J. 1994b. Serological and ecological characteristics of a nodule-dominant serotype from an indigenous soil population of Rhizobium leguminosarum bv. trifoliill Appl. Env. Microbiol. 60(2):408-415.

195. Levene S.D. 1992. Theories of pulsed-field gel electrophoresis // Methods Mol Biol. 12:347-365.

196. Levican G., Katz A., Valenzuela P., Soil D., Orellana O. 2005. A tRNA(Glu) that uncouples protein and tetrapyrrole biosynthesis // FEBS Letters 579(28):6383-6387.

197. Levin B.R., Bergstrom C.T. 2000. Bacteria are different: Observations, interpretations, speculations, and opinions about the mechanisms of adaptive evolution in prokaryotes // PNAS. 97(13): 6981-6985.

198. Leyns F., de Cleene M., Swings J., de Ley J. 1984. The host range of the genus Xanthomonas II Bot. Rev. 50(3):308-356.

199. Lie T.A. 1978. Symbiotic specialisation in pea plants: The requirement of specific Rhizobium strains for peas from Afghanistan // Ann. Appl. Biol. 88(3):462-465.

200. Lima W.C., van Sluys M.A., Menck C.F.M. 2005. Non-gamma-proteobacteria gene islands contribute to thq Xanthomonas genome // OMICS 9(2):160-172.

201. Lima W.C., Paquola A.C.M., Varani A.M., van Sluys M.A., Menck C.F.M. 2008. Laterally transferred genomic islands in Xanthomonadales related to pathogenicity and primary metabolism // FEMS Microbiol. Lett. 281(l):87-97.

202. Lindstrom K., Jarvis B.D.V., Lindstrom P.E., Patel J.J. 1983. DNA homology, phage-typing, and cross-nodulation studies of rhizobia infecting Galega species // Can. J. Microbiol. 29(7):781-789.

203. Lindstrom K. 1989. Rhizobium galegae, a new species of legume root nodule bacteria // Int. J. Syst. Bacteriol. 39(3):365-367.

204. Lindstrom K., Paulin L., Roos C., Suominen L. 1995. Nodulation genes of Rhizobium galegae II In Nitrogen Fixation: Fundamentals and Applications, Tikhonovich I.A. et al., Eds., Kluwer, The Netherlands, 587.

205. Lindstrom K., Gyllenberg H.G. 2006. The species paradigm in bacteriology: proposal for cross-disciplinary species concept // World federation of culture collections Newsletter. V. 2006(42):4-13.

206. Lipsanen P., Lindstrom K. 1988. Lipopolysaccharide and protein patterns of i?, galegae. In Bothe H., De Bruijn F.J., Newton W.E. (ed.), Nitrogen fixation: hundred years after. VCH Publishers, Stuttgart, Germany.

207. Lock J.M., Schrire B.D. 2005. Tribe Galegeae. In: Legumes of the world (eds Lewis G, Schrire B, Mackinder B, Lock M), pp.475-487, Royal Botanic Gardens, Kew, Surrey, UK.

208. Long S.R. 1989. Rhizobium genetics // Annu. Rev. Genet. 23:483-506.

209. Lopez M.M., Bertolini E., Olmos A., Caruso P., Gorris M.T., Llop P., Penyalver R., Cambra M. 2003. Innovative tools for detection of plant pathogenic viruses and bacteria // Int. Microbiol. 6(4):233-243.

210. Louvrier P. 1995. Diversite et structure des populations de Rhizobium leguminosarum biovar viciae isolees du sol, de la rhizosphere et des nodosites racinaires du Pois (Pisum sativum), et de la Feverole (Vicia faba L.). Universite de Bourgogne, Dijon.

211. Louvrier P., Laguerre G., Amarger N. 1996. Distribution of symbiotic genotypes in Rhizobium leguminosarum biovar viciae populations isolated directly from soils // Appl. Env. Microbiol. 62(11):4202-4205.

212. Louws F.J., Fulbright D.W., Taylor Stephens C„ de Bruijn F.J. 1995. Differentiation of genomic structure by rep-PCR fingerprinting to rapidly classify Xanthomonas campestris pv. vesicatoria II Phytopathology. 85:528-536.

213. Lu J., Knox M.R., Ambrose M.J., Brown J.K.M., Ellis T.H.N. 1996. Comparative analysis of genetic diversity in pea assessed by RFLP- and PCR-based methods // Theor. Appl. Genet. 93(7):1103-1 111.

214. Ludwig W., Rossello-Mora R., Aznar R., Klugbauer S. et al., 1995. Comparative Sequence Analysis of 23S rRNA from Proteobacteria//Appl. Microbiol. 18(2):164-188.

215. Maarit Niemi R, Heiskanen I., Wallenius K., Lindstom K. 2001. Extraction and purification of DNA in rhizosphere soil samples for PCR-DGGE analysis of bacterial consortia // J. Microbiol. Meth., 45(3):155-165.

216. Macario A.J.L., de Macario E.C. 1990. Gene probes for bacteria // (Editors). Academic Press, pp. 515.

217. Mahler R.L., Bezdicek D.F. 1978. Diversity of Rhizobium leguminosarum in the Palouse of eastern Washington // Appl. Env. Microbiol. 36(5):780-782.

218. Maidak B.L., Larsen N., McCaughy M.J., Overbeek R„ Olsen G.J., Fogel K., Blandy J., Woese C.R. 1994. The ribosomal database project // Nucl. Acids Res. 22(17):3485-3487.

219. Maiden M.C., Bygraves J.A., Feil E., et al. 1998. Multilocus sequence typing: a portable approach to the identification of clones within populations of pathogenic microorganisms // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 95(6):3140-3145.

220. Martinez-Romero E., Palacios R., Shnchez F. 1987. Nitrogen-fixing nodules induced by Agrobacterium tumefaciens harboring Rhizobium phaseoli plasmids // J. Bacteriol., 169(6):2828-2834.

221. Martinez-Romero E., Romero D., Palacios R. 1990. The Rhizobium genome // Crit. Rev. Plant Sci. 9(1):59—93.

222. Martinez-Romero E., Segovia L., Mercante F.M., Franco A.A., Graham P., Pardo M.A. 1991. Rhizobium tropici, a novel species nodulating Phaseolus vulgaris L. beans and Leucaena sp. trees // Int. J. Syst. Bacteriol. 41(3):417-426.

223. Martinez-Romero E. 1994. Recent developments in Rhizobium taxonomy // Plant Soil. 161(1): 11-20.

224. Martinez-Romero E., Caballero-Mellado J., 1996. Rhizobium phylogenies and bacterial genetic diversity // Critical Rev. Plant Sci. 15(2): 113-140.

225. Maslow J.N., Mulligan M.E., Arbeit R.D. 1993. Molecular epidemiology: application of contemporary techniques to the typing of microorganisms // Clin. Infect. Dis. 17(2):153-164.

226. Mavingui P., Flores M., Guo X., Davila G., Perret X., Broughton W.J., Palacios R. 2002. Dynamics of genome architecture in Rhizobium sp. strain NGR234 // J. Bacteriol. 184(1): 171— 176.

227. Maynard Smith J., Dowson C.G., Spratt B.G. 1991. Localized sex in bacteria // Nature. 349(6304):29-31.

228. Maynard Smith J., Smith N.H., O'Rourke M., Spratt B.G. 1993. How clonal are bacteria? Proc. Natl. Acad. Sci. USA 90(10):4384-^388.

229. Maynard Smith J. 1995. Do bacteria have population genetics? // In Population Genetics of Bacteria. (Eds). Baumberg S., Young J.P.W., Wellington E.M.H., Saunders J.R. P. 1-11.

230. Mayr E. 1957. Species concept and definitions: In: Mayr E. (ed) The species problem. The American Association for the Advancement of Science, Washington D.C., USA, pp. 1-22.

231. Mazurier S.I. 1989. "Diversite de populations naturelles nodulantes de Rhizobium leguminosarum." Universite Claude Bernard, Lyon 1, Lyon.

232. Mazurier S.I., Rigottier-Gois L., Amarger N. 1996. Characterization, distribution, and localization of ISR12, and insertion sequence element isolated from Rhizobium leguminosarum bv. viciae II Appl. Env. Microbiol. 62(2):685-693.

233. McArthur J.V., Kovacic D.A., Smith M.H. 1988. Genetic diversity in natural populations of a soil bacterium across a landscape gradient // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 85(24):9621-9624.

234. McClelland M., Petersen C., Welsh J. 1992. Length polymorphisms in tRNA intergenic spacers detected by using the polymerase chain reaction can distinguish streptococcal strains and species // J. din. Microbiol. 30(6): 1499-1504.

235. McGinnis M.R., Padhye A.A., Ajello L. 1974. Storage of Stock Cultures of Filamentous Fungi, Yeasts, and Some Aerobic Actinomycetes in Sterile Distilled Water // Appl. Microbiol. 28(2):218-222.

236. Mehta M.P., Baross J.A. 2006. Nitrogen fixation at 92 degrees C by a hydrothermalvent archaeon // Science 314(5806):1783-1786.

237. Mhamdi R., Jebara M., Aouani M.E., Ghrir R., Mars M. 1999. Genotypic diversity and symbiotic effectiveness of rhizobia isolated from root nodules of Phaseolus vulgaris L. grown in Tunisian soils // Biol. Fertil. Soils. 28(3):313-320.

238. Mhamdi R., Laguerre G., Aouani M.E., Mars M., Amarger N. 2002. Different species and symbiotic genotypes of field rhizobia can nodulate Phaseolus vulgaris in Tunisian soils // FEMS Microbiol. Ecol. 41(l):77-84.

239. Michiels J., Dombrecht B., Vermeiren N., Xi C.W., Luyten E., Vanderleyden J. 1998. Phaseolus vulgaris is a nonselective host for nodulation // FEMS Microbiol. Ecol. 26:193-205.

240. Midha S., Ranjan M., Sharma V., Pinnaka A.K., Patil P.B. 2012. Genome sequence of Xanthomonas citri pv. mangiferaeindicae strain LMG 941 // J. Bacteriol. 194(11):3031.

241. Moreira L.M., Almeida N.F.Jr, Potnis N. et al. 2010. Novel insights into the genomic basis of citrus canker based on the genome sequences of two strains of Xanthomonas fuscans subsp. aurantifolii II BMC Genomics 11:238.

242. Morgante M., Hanafey M., Powell W. 2002. Microsatellites are preferentially associated with nonrepetitive DNA in plant genomes //Nature Genetics. 30(2): 194-200.

243. Moss F.E., Cardozo T.J., Zychlinsky A., Groisman E.A. 1999. The se/C-associated SHI-2pathogenicity isolate of Shigella flexneri II Мої. Microbiol. 33(l):74-83.

244. Moulin L., Munive A., Dreyfus B., Bovin-Masson C. 2001. Nodulation of legumes by members of the beta-subclass of Poteobacteria II Nature. 411(6840):948-950.

245. Moulin L., Bena G., Boivin-Masson C., Stepkowski T. 2004. Phylogenetic analyses of symbiotic nodulation genes support vertical and lateral gene co-transfer within the Bradyrhizobium genus // Мої. Phylogenet. Evol. 30(3):720-732.

246. Mousavi S.A., Osterman J., Wahlberg N., Paulin L., Lindstrom K. 2012. Is Rhizobium a proper genus name for the Rhizobium galegae complex? // 10th European Nitrogen Fixation Conference, Munich, Germany, 02.-05.09.2012, p.127.

247. Mueller U.G., Lipari S.E., Milgroom M.G. 1996. Amplified fragment length polymorphism (AFLP) fingerprinting of symbiotic fungi cultured by the fungus-growing ant Cyphomyrmex minutus II Мої. Ecol. 5(1):119-122.

248. Musser J.M., Hewlett E.L., Peppier M.S., Selander R.K. 1986. Genetic diversity and relationships in populations of Bordetella spp. // J. Bacteriol. 166(l):230-237.

249. Musser J.M., Bemis D.A., Ishikawa H., Selander R.K. 1987. Clonal diversity and host distribution in Bordetella bronchiseptica II J. Bacteriol. 169(6):2793-2803.

250. Musser J.M., Rapp V.J., Selander R.K. 1987. Clonal diversity in Haemophilus pleuropneumoniae // Infect. Immun. 55(5):1207-1215.

251. Muto A., Andachi Y., Yuzawa H., Yamao F., Osawa S. 1990. The organization and evolution of transfer RNA genes in Mycoplasma capricolum II Nucleic Acids Res. 18(17):5037-5043.

252. Naqvi N.I., Chattoo B.B. 1996. Development of sequence characterized amplified region (SCAR) based indirect selection method for dominant blast-resistance gene in rice // Genome. 39(l):26-30.

253. Navarro E., Simonet P., Normand P., Bardin R. 1992. Characterization of natural population of Nitrobacter spp. using PCR/RFLP analysis of the ribosomal intergenic spacer // Arch. Microbiol. 157(2):107-115.

254. Nazih N., Sen D., Weaver R.W. 1993. Population densities of clover rhizobia in Texas pastures and response to liming // Biol. Fertil. Soils. 15(l):45-49.

255. Nei M., Kumar S., 2000. Molecular evolution and phylogenetics. New York: Oxford University Press. P. 336.

256. Nei M., Li W.-H. 1979. Mathematical model for studying genetic variations in terms of restriction endonucleases // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 76(10):5269-5273.

257. Ngom A., Nakagawa Y., Sawada H. et al. 2004. A novel symbiotic nitrogen-fixing member of the Ochrobactrum clade isolated from root nodules of Acacia mangium // J. Gen. Appl. Microbiol. 50(1): 17-27.

258. Normand P., Cournoyer B., Simonet P., Nazaret S. 1992. Analysis of a ribosomal operon in the actinomycete Frankia II Gene. 111(1): 119-124.

259. Ochiai H., Inoue Y., Takeya M., Sasaki A., Kaku H. 2005. Genome sequence of Xanthomonas oryzae pv. otyzae suggests contribution of large numbers of effector genes and insertion sequences to its race diversity // JARQ 39(4):275-287.

260. Ormeno-Orillo E., Vinuesa P., Zuniga-Davila D., Martinez-Romero E. 2006. Molecular diversity of native bradyrhizobia isolated from Lima bean (Phaseolus lunatus L.) in Peru // Syst. Appl. Microbiol. 29(3):253-262.

261. Osterman J., Chizhevskaja E.P., Andronov E.E. et al., 2011. Galega orientalis is more diverse than Galega officinalis in Caucasus-whole-genome AFLP analysis and phylogenetics of symbiosis-related genes // Mol. Ecol. 20(22):4808-4821.

262. Palleroni N.J., Bradbury J.F. 1993. Stenotrophomonas, a new bacterial genus for Xanthomonas maltophilia (Hugh 1980) Swings et al. 1983 // Int. J. Syst. Bacteriol. 43(3):606-609.

263. Palleroni N.J., Hildebrand D.C., Schroth M.N., Hendson M.1993. Deoxyribonucleic acid relatedness of 21 strains of Xanthomonas species and pathovars // J. Appl. Bacteriol. 75(5):441-446.

264. Palmer K.M., Young J.P.W. 2000. Higher Diversity of R. leguminosarum bv. viciae Populations in Arable Soils than in Grass Soils // App. and Env. Microbiol. 66(6):2445-2450.

265. Paran J., Michelmore R.W. 1993. Development of reliable PCR-based markers linked to downy mildew resistance genes in lettuce // Theor. Appl. Genet. 85(8):985-993.

266. Perez-Ramirez N.O., Rogel M.A., Wang E., Castellanos J.Z., Martinez-Romero E. 1998. Seeds of Phaseolus vulgaris bean carry Rhizobium etli // FEMS Microbiol. Ecol. 26(4):289-296.

267. Parker M.A., Lafay B., Burdon J., van Berkum P. 2002. Conflicting phylogeographic patterns in rRNA and nifD indicate regionally restricted gene transfer in Bradyrhizobium II Microbiol. 148(8):2557-2565.

268. Parkinson N., Aritua V., Heeney J., Cowie C., Bew J., Stead D. 2007. Phylogenetic analysis of Xanthomonas species by comparison of partial gyrase В gene sequences // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 57(12):2881-2887.

269. Paulus F., Huss B., Bonnard G., Ride M., Szegedi E., Tempe J., Petit A., Otten L. 1989. Molecular systematics of biotype 111 Ті plasmids of Agrobacterium tumefaciens II Мої. Plant-Microbe Interact. 2(2):64-74.

270. Peterson J.D., Umayam L.A., Dickinson T.M., Hickey E.K., White O. 2001. The Comprehensive Microbial Resource // Nucleic Acids Research. 29(1):123-125.

271. Petes T.D., Hill C.W. 1988. Recombination between repeated genes in microorganisms // Annu. Rev. Genet. 22:147-168.

272. Pieretti I., Royer M., Barbe V. et al., 2009. The complete genome sequence of Xanthomonas albilineans provides new insights into the reductive genome evolution of the xylem-limited Xanthomonadaceae II BMC Genomics 10:1471-1475.

273. Pinero D., Martinez-Romero E., Selander R.K. 1988. Genetic diversity and relationships among isolates of Rhizobium leguminosarum biovar phaseoli II Appl. Env. Microbiol. 54(ll):2825-2832.

274. Ponsonnet C., Nesme X. 1994a. Identification of Agrobacterium strains by PCR-RFLP analysis of pTi and chromosomal regions // Arch. Microbiol. 161(4):300-309.

275. Potnis N., Krasileva K., Chow V. et al., 2011. Comparative genomics reveals diversity among xanthomonads infecting tomato and pepper // BMC Genomics 12, 146.

276. Powell W., Morgante M., Andre C., Hanafey M., Vogel J., Tingey S., Rafalski A. 1996. The comparison of RFLP, RAPD, AFLP and SSR (micro-satellite) markers for germplasm analysis // Mol. Breeding 2(3):225-238.

277. Priefer U.B., Kalinowski J., Ruger B., Heumann W., Puhler A. 1989. ISR1 a transposable DNA sequence resident in Rhizobium class IV strains, shows structural characteristics of classical insertion elements //Plasmid. 21(2):120—128.

278. Pueppke S.G. 1996. The genetic and biochemical basis for nodulation of legumes by rhizobia // Crit. Rev. Biotechnol. 16(1):1-51.

279. Rademaker J.L.W. 1999. Computer-assisted pattern analysis of rep-PCR genomic fingerprints in the molecular systematics of Xanthomonas //Ph.D. thesis. Universiteit Gent, Gent, Belgium.

280. Radeva G., Jurgens G., Niemi M., Nick G., Suominen L., Lindstrom K. 2001. Description of two biovars in the Rhizobium galegae species: biovar orientalis and biovar officinalis II Syst. Appl. Microbiol. 24(2): 192-205.

281. Raymond J., Siefert J.L., Staples C.R., Blankenship R.E. 2004. The natural history of nitrogen fixation // Mol. Biol. Evol. 21(3):541-554.

282. Ribeiro R.A., Barcellos F.G., Thompson F.L., Hungria M. 2009. Multilocus sequence analysis of Brazilian Rhizobium microsymbionts of common bean (.Phaseolus vulgaris L.) reveals unexpected taxonomic diversity // Res. Microbiol. 160(4):297-306.

283. Ribeiro R.A., Rogel M.A., Lopez-Lopez A. et al., 2012. Reclassification of Rhizobium tropici type A strains as Rhizobium leucaenae sp. nov. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 62(5):1179-1184.

284. Rivas R., Martens M., de Lajudie P., Willems A. 2009. Multilocus sequence analysis of the genus Bradyrhizobium II Syst. Appl. Microbiol. 32(2): 101—110.

285. Riley M. 1993. Functions of the gene products of Escherichia coli II Microbiol. Rev. 57(4):862-952.

286. Robert F.M., Schmidt E.L. 1983. Population changes and persistence of Rhizobium phaseoli in soil and rhizospheres // Appl. Env. Microbiol. 45(2):550-556.

287. Robert F.M., Schmidt E.L. 1985. Somatic serogroups among 55 strains of Rhizobium phaseoli II Can. J. Microbiol. 31(6):519-523.

288. Roberts G.P., Leps W.T., Silver L.E., Brill W.J. 1980. Use of two-dimensional polyacrylamide gel electrophoresis to identify and classify Rhizobium strains // Appl. Env. Microbiol. 39(2):414-422.

289. Rochepeau P., Selinger L.B., Hynes M.F. 1997. Transposon-like structure of a new plasmid-encoded restriction-modification system in Rhizobium leguminosarum VF39SM // Mol. Gen. Genet. 256(4):387-396.

290. Romero D., Martinez-Salazar J., Girard L., Brom S., Davilla G., Palacios R., Flores M., Rodriguez C. 1995. Discrete amplifiable regions (amplicons) in the symbiotic plasmid of Rhizobium etli CFN42 // J. Bacteriol. 177(4):973-980.

291. Rothschild D.I. 1976. Long survival of root-nodule bacteria in nodules preserved in antimicrobial fluids and a possible intranodular new method for their preservation // Biotecnia (Argentina). 19(9): 3 -11.

292. Russell J.R., Fuller J.D., Macaulay M., Hatz B.G., Jahoor A., Powell W., Waugh R. 1997. Direct comparison of levels of genetic variation among barley accessions detected by RFLPs, AFLPs, SSRs and RAPDs // Theor. Appl. Genet. 95(4):714-722.

293. Ruvkun G.B., Ausubel F.M. 1980. Interspecies homology of nitrogenase genes I I Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 77(1): 191-195.

294. Ryan R.P., Koebnik R., Szurek B., Boureau T., Bernal A., Bogdanove A., Dow J.M. 2009. Passing GO (gene ontology) in plant pathogen biology: a report from the Xanthomonas Genomics Conference // Cell. Microbiol. 11(12): 1689-1696.

295. Quandt J., Hynes M.F. 1993. Versatile suicide vectors which allow direct selection for gene replacement in gram-negative bacteria// Gene. 127(1): 15-21.

296. Sadowsky M.J., Cregan P.B., Keyser H.H. 1988. Nodulation and nitrogen fixation efficacy of Rhizobium fredii with Phaseolus vulgaris genotypes // Appl. Env. Microbiol. 54(8): 19071910.

297. Salzberg S.L., Sommer D.D., Schatz M.C. etal. 2008. Genome sequence and rapid evolution of the rice pathogen Xanthomonas oryzae pv. oryzae PX099A // BMC Genomics. 9:204.

298. Sanger F., Air G.M., Barrell B.G. et al. 1977. Nucleotide sequence of bacteriophage phi XI74 DNA //Nature. 265(5596):687-695.

299. Savelkoul P.H.M., Aarts H.J.M., de Haas J., Dijkshoorn L., Duim B., Otsen M., Rademaker J.L.W., Schouls L., Lenstra J.A. 1999. Amplified-Fragment Length Polymorphism Analysis: the State of an Art // J. Clin. Microbiol. 37(10):3083-3091.

300. Sawada H., Kuykendall L.D., Young J.M. 2003. Changing concepts in the systematics of bacterial nitrogen-fixing legume symbionts // J. Gen. Appl. Microbiol. 49(3): 155-179.

301. Schlotterer C. 2004. The evolution of molecular markers just a matter of fashion? // Nature Rev. Genet. 5(l):63-69.

302. Schneider M., de Bruijn F.J. 1996. Rep-PCR mediated genomic fingerprinting of rhizobia and computer-assisted phylogenetic pattern analysis // World J. Microbiol. Biotechnol. 12(2):163-174.

303. Schofield P.R., Gibson A.H., Dudman W.F., Watson J.M. 1987. Evidence for genetic exchange and recombination of Rhizobium symbiotic plasmids in a soil population // Appl. Environ. Microbiol. 53(12):2942-2947.

304. Scholz B.K., Jakobek J.L., Lindgren P.B. 1994. Restriction fragment length polymorphism evidence for genetic homology within a pathovar of Pseudomonas syringae II Appl. Env. Microbiol. 60(4): 1093-1100.

305. Schwartz D.C., Saffran W., Welsh J., Haas R., Goldenberg M., Cantor C.R. 1983. New techniques for purifying large DNAs and studying their properties and packaging // Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol. 47(1):189-195.

306. Schwartz D.C., Cantor C.R. 1984. Separation of yeast chromosome-sized DNAs by pulsed field gradient gel electrophoresis // Cell. 37(l):67-75.

307. Seal S.E., Jackson L.A., Daniels M.J. 1992. Use of tRNA consensus primers to indicate subgroups of Pseudomonas solanacearum by polymerase chain reaction amplification // Appl. Environ. Microbiol. 58(11):3759-3761.

308. Segovia L., Pinero D., Palacios R., Martinez-Romero E. 1991. Genetic structure of a soil population of non-symbiotic Rhizobium leguminosarum II Appl. Env. Microbiol. 57(2):426-433.

309. Segovia L., Young J.P.W., Martinez-Romero E. 1993. Reclassification of American Rhizobium leguminosarum biovar phaseoli type I strains as Rhizobium etli sp. nov. // Int. J. Syst. Bacterid. 43(2):374—377.

310. Selander R.K., McKinney R.M., Whittam T.S., Bibb W.F., Brenner D.J., Nolte F.S., Pattison P.E. 1985. Genetic structure of populations of Legionella pneumophila II J. Bacterid. 163(3): 1021-1037.

311. Selander R.K., Caugant D.A., Ochman H., Musser J.M., Gilmour M.N., Whittam T.S. 1986. Methods of multilocus enzyme electrophoresis for bacterial population genetics and systematics // Appl. Env. Micr. 51(5):873-884.

312. Selander, R.K., Li J., Boyd E.F., Wang F.-S., Nelson K. 1994. In Bacterial Diversity and Systematics, eds. Priest F.G., Ramos-Cormenzana A., Tindall B.J. Plenum, New York. P. 17-49.

313. Selenska-Pobell S., Evguenieva-Hackenberg E. 1995. Fragmentations of the Large-Subunit rRNA in the Family Rhizobiaceae // J. Bacterid. 177(23):6993-6998.

314. Selenska-Pobell S., Gigova L., Petrova N. 1995. Strain specific fingerprint of Rhizobium galegae generated by PCR with arbitrary repetitive primers // J. Appl. Bacterid. 79(4):425-431.

315. Selenska-Trajkova S., Radeca G., Markov K. 1990. Comparison between Rhizobium galegae and R. meliloti plasmid contents // Lett. Appl. Microbiol. 10(3):123—126.

316. Sessitsch A., Hardarson G., Akkermans A.D.L., de Vos W.M. 1997a. Characterization of Rhizobium etli and other Rhizobium spp. that nodulate Phaseolus vulgaris L. in an Austrian soil // Mol. Ecol. 6(7):601-608.

317. Sessitsch A., Ramirezsaad H., Hardarson G., Akkermans A.D.L., de Vos W.M. 1997b. Classification of Austrian rhizobia and the Mexican isolate F127 obtained from Phaseolus vulgaris L. as Rhizobium gallicum II Int. J. Syst. Bacterid. 47(4): 1097-1101.

318. Shaik R., Pillay D., Pillay B. 2009. Amplified fragment length polymorphisms reveal genetic differentiation among strains of Xanthomonas albilineans II J. Microbiol. Methods. 76(1):43-51.

319. Silva C., Eguiarte L.E., Souza V. 1999. Reticulated and epidemic population genetic structure of Rhizobium etli biovar phaseoli in a traditionally managed locality in Mexico // Mol. Ecol. 8(2):277-287.

320. Silva C., Vinuesa P., Eguiarte L.E., Souza V., Martnez-Romero E. 2005. Evolutionary genetics and biogeographic structure of Rhizobium gallicum sensu lato, a widely distributed bacterial symbiont of diverse legumes // Mol. Ecol. 14(13):4033-4050.

321. Skipper H.D., Palmer J.H., Giddens J.E., Woodruff J.M. 1980. Evalution of commercial inoculans from South Carolina and Georgia // 72(4):673-674.

322. Smith N.H., Beltran P., Selander R.K. 1990. Recombination of Salmonella phase 1 flagellin genes generates new serovars // J. Bacteriol. 172(5):2209-2216.

323. Soberon-Chavez G., Najera R. 1989. Isolation from soil of Rhizobium leguminosarum lacking symbiotic information // Can. J. Microbiol. 35(4):464-468.

324. Souza V., Nguyen T.T., Hudson R.R., Pinero D., Lenski R.E. 1992. Hierarchical analysis of linkage disequilibrium in Rhizobium populations: evidence for sex? // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 89(17):8389-8393.

325. Speijer H., Savelkoul P.H.M., Bonten M.J., Stobberingh E.E., Tjhie H.T. 1999. Application of different genotyping methods for Pseudomonas aeroginosa in an endemic setting on an intensive care // J. Clin. Microbiol. 37(11):3654-3661.

326. Stackebrandt E., Liesack W., Goebel B.M. 1993. Bacterial diversity in a soil sample from subtropical Australian environment as determined by 16S rDNA analysis // FASEB J. 7(1):232-236.

327. Stackebrandt E., Goebel B.M. 1994. Taxonomic notes: a place for DNA-DNA reassociation and 16S rRNA sequence analysis in the present species definition in bacterial // Int. J. Syst. Bacteriol. 44(4):846-849.

328. Starr M.P., Jenkins C.L., Bussey L.B., Andrewes A.G. 1977. Chemotaxonomic significance of the xanthomonadins, novel brominated arylpolyene pigments produced by bacteria of the genus Xanthomonas 11 Arch. Microbiol. 113(1-2): 1-9.

329. Stepkowski T., Moulin L., Krzyzanska A., Mclnnes A., Law I.J., Howieson J. 2005. European origin of Bradyrhizobium populations infecting lupins and serradella in soils of Western Australia and South Africa // Appl. Env. Microbiol. 71(11):7041-7052.

330. Stern M.J., Ames G.F.-L., Smith N.H., Robinson E.C., Higgins C. 1984. Repetitive extragenic palindromic sequences: a major component of the bacterial genome // Cell. 37(3): 1015-1026.

331. Strain S.R., Whittam T.S., Bottomley P.J. 1995. Analysis of genetic structure in soil populations of Rhizobium leguminosarum recovered from the USA and the UK // Mol. Ecol. 4(1): 105-114.

332. Studholme D.J., Kemen E., MacLean D. et al., 2010. Genome-wide sequencing data reveals virulence factors implicated in banana Xanthomonas wilt // FEMS Microbiol. Lett. 310(2):182—192.

333. Sullivan J.T., Patrick H.N., Lowther W.L., Scott D.B., Ronson C.W. 1995. Nodulating strains of Rhizobium loti arise through chromosomal symbiotic gene transfer in the environment II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 92(19):8985-8989.

334. Sullivan J., Eardly B.D., van Berkum P., Ronson C.W. 1996. Four unnamed species of nonsymbiotic rhizobia isolated from the rhizosphere of Lotus corniculatus II Appl. Environ. Microbiol. 62(8):2818-2825.

335. Sullivan J.T., Ronson C.W. 1998. Evolution of rhizobia by acquisition of a 500-kb symbiosis island that integrates into a phe-tRNA gene // Proc. Natl. Acad. Sci. 95(9):5145-5149.

336. Suominen L., Roos C., Lortet G., Paulin L., Lindstrom K. 2001. Identification and structure of the Rhizobium galegae common nodulation genes: evidence for horizontal gene transfer//Mol. Biol. Evol. 18(6):907-916.

337. Suominen L., Luukkainen R., Roos C., Lindstrom K. 2003. Activation of the nodh promoter by the nodD genes of Rhizobium galegae induced by synthetic flavonoids or Galega orientalis root exudate // FEMS Microbiol. Lett. 219(2):225-232.

338. Sy A., Giraud E., Jourand P. et al., 2001. Methylotrophic Methylobacterium bacteria nodulate and fix nitrogen in symbiosis with legumes // J. Bacteriol .183(l):214-220.

339. Terefework Z., Nick G., Suomalainen S., Paulin L., Lindstrom K. 1998. Phylogeny of Rhizobium galegae with respect to other rhizobia and agrobacteria // Int. J. Syst. Bacteriol. 48(2):349-356.

340. Terefework Z., Kaijalainen S., Lindstrom K. 2001. AFLP fingerprinting as a tool to study the genetic diversity of Rhizobium galegae isolated from Galega orientalis and Galega officinalis II J. Biotechnol. 91(2-3):169-180.

341. Thieme F., Koebnik R., Bekel T. et al., 2005. Insights into genome plasticity and pathogenicity of the plant pathogenic bacterium Xanthomonas campestris pv. vesicatoria revealed by the complete genome sequence // J. Bacteriol. 187(21):7254-7266.

342. Thompson J.D., Higgins D.G., Gibson T.J. 1994. CLUSTAL W: improving the sensitivity of progressive multiple sequence alignment through sequence weighting, position specific gap penalties and weight matrix choice // Nuc. Ac. Res. 22(22):4673-4680.

343. Thornton H.G. 1929. The influence of the number of nodule bacteria applied to the seed upon nodule formation in legumes // J. Agrie. Sci. 19(2):373-381.

344. Tjahjoleksono A. 1993. "Caractérisation et diversité des souches de Rhizobium nodulant le haricot (Phaseolus vulgaris L) cultivé en trois sites tropicaux." Université Claude Bernard-Lyon I, Lyon France.

345. Trindade L.C., Lima M.F., Ferreira M.A.S.V. 2005. Molecular Characterization of Brazilian Strains of Xanthomonas campestris pv. vitícola by rep-PCR Fingerprinting // Fitopatología Brasileira. 30(l):46-54.

346. Turco R.F., Bezdicek D.F. 1987. Diversity within two serogroups of Rhizobium leguminosarum native to soils in the Palouse of eastern Washington // Ann. Appl. Biol. 111(1):103—114.

347. Qian W., Jia Y., Ren S.X. et al. 2005. Comparative and functional genomic analyses of the pathogenicity of phytopathogen Xanthomonas campestris pv. campestris II Genome Res. 15(6):757-767.

348. Ueda T., Suga Y., Yahiro N., Matsuguchi T. 1995a. Genetic diversity of N2-fixing bacteria associated with rice roots by molecular evolutionary analysis of nifD library // Can. J. Microbiol. 41(3):23 5-240.

349. Ueda T., Suga Y., Yahiro N., Matsuguchi T. 1995b. Phylogeny of Sym plasmids of rhizobia by PCR-based sequencing of a nodC segment // J. Bacteriol. 177(2):468-472.

350. Ueda T., Suga Y., Yahiro N., Matsuguchi T. 1995c. Remarkable N2-fixing bacterial diversity detected in rice roots by molecular evolutionary analysis of nifii gene sequences // J. Bacteriol. 177(5):1414-1417.

351. Vandamme P., Pot B., Gillis M., Devos P., Kersters K., Swings J. 1996. Polyphasic taxonomy, a consensus approach to bacterial systematics // Microbiol. Reviews 60(2):407-438.

352. Vandamme P., Coenye T. 2004. Taxonomy of the genus Cupravidus: a tale of lost and found // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 54(6):2285-2289.

353. Vaneechoutte M. 1996. DNA fingerprinting techniques for microorganisms. A proposal for classification and nomenclature // Mol. Biotechnol. 6(2): 115-142.

354. Varis E. 1986. Goat's rue (Galega orientalis Lam.) a potential pasture legume for temperate conditions // J. Agric. Sci. Finland, 58(2):83—101.

355. Vasquez Arroyo J., Sessitsch A., Martinez E., Pena Cabriales J.J. 1998. Nitrogen fixation and nodule occupancy by native strains of Rhizobium on different cultivars of common bean (Phaseolus vulgaris L.) // Plant Soil. 204(1):147-154.

356. Vauterin L., Swings J., Kersters K. et al., 1990. Towards an improved taxonomy of Xanthomonas II Int. J. Syst. Bacteriol. 40(3):312-316.

357. Vauterin L., Swings J., Kersters K. 1991. Grouping of Xanthomonas campestris pathovars by SDS-PAGE of proteins // J. Gen. Microbiol. 137(7): 1677-1687.

358. Vauterin L., Hoste B., Yang P., Alvarez A., Kersters K., Swings J. 1993. Taxonomy of the genus Xanthomonas. Pages 157-192 in: Xanthomonas. Swings J.G. and Civerolo E.L., eds. Chapman & Hall, London.

359. Vauterin L., Hoste B., Kersters K., Swings J. 1995a. Reclassification of Xanthomonas II Int. J. Syst. Bacteriol. 45(3):472-489.

360. Vauterin L., Yang P., Swings J. 1995b. Utilization of fatty acid methyl esters for the differentiation of the Xanthomonas species // Int. J. Syst. Bacteriol. 46(l):298-304.

361. Vauterin L., Yang P., Alvarez A., Takikawa Y., Roth D.A., Vidaver A.K., Stall R.E., Kersters K., Swings J. 1996. Identification of non-pathogenic Xanthomonas strains associated with plants // Syst. Appl. Microbiol. 19(1):96-105.

362. Vauterin L., Rademaker J., Swings J. 2000. Synopsis on the Taxonomy of the Genus Xanthomonas // Phytopathology 90(7):677-682.

363. Ventorino V., Chiurazzi M., Aponte M., Pepe O., Moschetti G. 2007. Genetic Diversity of a Natural Population of Rhizobium leguminosarum bv. viciae Nodulating Plants of Vicia faba in the Vesuvian Area // Curr. Microbiol. 55(6):512—517.

364. Versalovic J., Koeth T., Lupski J.R. 1991. Distribution of repetitive DNA sequences in eubacteria and application to fingerprinting of bacterial genomes // Nucleic Acids Res. 19(24):6823-6831.

365. Versalovic J., Woods C.R.Jr., Georghiou P.R., Hamill R.J., Lupski J.R. 1993. DNA-based identification and epidemiologic typing of bacterial pathogens // Arch. Pathol. Lab. Med. 117(11):1088-1098.

366. Versalovic J., Schneider M., de Bruijn F.J., Lupski J.R. 1994. Genomic fingerprinting of bacteria using repetitive sequence based polymerase chain reaction // Methods Mol. Cell Biol. l(5):25-40.

367. Vessey J.K., Chemining'wa G.N. 2006. The genetic diversity of Rhizobium leguminosarum bv. viciae in cultivated soils of the eastern Canadian prairie // Soil Biology & Biochemistry 38(1):153-163.

368. Viale A.M., Arakaki A.K., Soncini F.C., Ferreyra R.G. 1994. Evolutionary relationships among eubacterial groups as inferred from GroEL (chaperonin) sequence comparisons // Int. J. Syst. Bacteriol. 44(3):527-533.

369. Vincent J.M. 1970. A Manual for the Practical Study of Root Nodule Bacteria // Oxford: Blackwell Scientific Publications.

370. Vinuesa P., Silva C. 2004. Species delineation and biogeography of symbiotic bacteria associated with cultivated and wild legumes. In: Werner D (ed) Biological resources and migration. Springer Verlag, Berlin, pp. 143-155.

371. Canary Islands, along with Bradyrhizobium japonicum bv. genistearum, Bradyrhizobium genospecies alpha and Bradyrhizobium genospecies beta // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 55(2):569-575.

372. Void B. 1985. Structure and organization of genes for transfer ribonucleic acid in Bacillus subtilis //Microbiol. Rev. 49(l):71-80.

373. Vorholter F.J., Schneiker S., Goesmann A. et al. 2008. The genome of Xanthomonas campestris pv. campestris B 100 and its use for the reconstruction of metabolic pathways involved in xanthan biosynthesis // J. Biotechnol. 134(l-2):33—45.

374. Vos P., Hogers R., Bleeker M. et al., 1995. AFLP: a new technique for DNA fingerprinting // Nucleic Acids Res. 23(21):4407-4414.

375. Ward D.M., Weller R., Bateson M.M. 1990. 16S rRNA sequences reveal numerous uncultured microorganisms in a natural community //Nature. 345(6270):63-65.

376. Waugh R., Powell W. 1992. Using RAPD markers for crop improvement // Trends Biotechnol. 10:186-191.

377. Wayne L.G., Brenner D.J., Colwell R.R., et al. 1987. Report of the ad hoc committee on reconciliation of approaches to bacterial systematics // Int. J. Syst. Bacteriol. 37(4):463-464.

378. Weisburg W.G., Barns S.M., Pelletier D.A., Lane D.J. 1991. 16S ribosomal DNA amplification for phylogenetic study//J. Bacteriol. 173(2):697-703.

379. Welsh J., McClelland M. 1990. Fingerprinting genomes using PCR with arbitrary primers //Nucleic Acids Res. 18(24):7213-7218.

380. Welsh J., McClelland M. 1991. Genomic fingerprints produced by PCR with consensus tRNA gene primers // Nucleic Acids Res. 19(4):861-866.

381. Welsh J., McClelland M. 1992. PCR-amplified length polymorphisms in tRNA intergenic spacers for categorizing Staphylococci II Mol. Microbiol. 6(12):1673-1680.

382. Wernegreen J.J., Harding E.E., Riley M.A. 1997. Rhizobium gone native: unexpected plasmid stability of indigenous Rhizobium leguminosarum II Proc . Natl . Acad . Sci . 94(10):5483-5488.

383. Wernegreen J.J., Riley M.A. 1999. Comparison of the evolutionary dynamics of symbiotic and housekeeping loci: a case for the genetic coherence of rhizobial lineages // Mol. Biol. Evol. 16(1):98-113.

384. Widmer R., Shaffer B.T., Porteous L.A., Seidler J. 1999. Analysis of w/H gene pool complexity in soil and litter at a Douglas fir forest site in the Oregon cascade mountain range // Appl. Env. Microbiol. 65(2):374-380.

385. Wielbo J., Marek-Kozaczuk M., Kubik-Komar A., Skorupska A. 2007. Increased metabolic potential of Rhizobium spp. is associated with bacterial competitiveness // Can. J. Microbiol. 53(8):957-967.

386. Wielbo J., Marek-Kozaczuk M., Mazur A., Kubik-Komar A., Skorupska A. 2010. Genetic and Metabolic Divergence within a Rhizobium leguminosarum bv. trifolii Population Recovered from Clover Nodules //Appl. Env. Microbiol. 76(14):4593^600.

387. Wielbo J., Marek-Kozaczuk M., Mazur A., Kubik-Komar A., Skorupska A. 2011. The Structure and Metabolic Diversity of Population of Pea Microsymbionts Isolated from Root Nodules // British Microbiol. Res. J. l(3):55-69.

388. Wilkinson H.H., Spoerke J.M., Parker M.A. 1996. Divergence in symbiotic compatibility in a legume-Bradyrhizobium mutualism // Evolution. 50(4): 1470-1477.

389. Williams I., Kubelik A.R., Livak K.I., Rafalski I.A., Tongey S.N. 1990. DNA polymorphism amplified by arbitrary primers are useful as genetic markers // Nucleic Acids Res. 18(22):6531-6535.

390. Willems A., Collins M.D. 1993. Phylogenetic analysis of rhizobia and agrobacteria based on /¿SrRNA gene sequences // Int. J. Syst. Bacteriol. 43(2):305-313.

391. Wilson J.K. 1944. Over five hundred reasons for abandoning the cross-inoculation groups of legumes// Soil Sci. 58(l):61-69.

392. Woese C.R. 1987. Bacterial evolution // Microbiol. Rev. 51(2):221-271.

393. Wolde-meskel E., Terefework Z., Frostega A., Lindstrom K. 2005. Genetic diversity and phylogeny of rhizobia isolated from agroforestry legume species in southern Ethiopia // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 55(4): 1439-1452.

394. Yamamoto S., Harayama S. 1995. PCR amplification and direct sequencing of gyrB genes with universal primers and their application to the detection and taxonomic analysis of Pseudomonasputida strains // Appl. Env. Microbiol. 61(3): 1104—1109.

395. Yang P., de Vos P., Kersters K., Swings J. 1993. Polyamine patterns as chemotaxonomic markers for the genus Xanthomonas II Int. J. Syst. Bacteriol. 43(4):709-714.

396. Yang P., Vauterin L., Vancanneyt M., Swings J., Kersters K. 1993. Application of fatty acid methyl esters for the taxonomic analysis of the genus Xanthomonas I I Syst. Appl. Microbiol. 16(1):47—71.

397. Yeoman K.H., Hong G.F., Mimmack M.L., Johnston A.W. 1996. A region of a Sym plasmid of Rhizobium leguminosarum biovar phaseoli has similarity to prokaryotic insertion sequences and to eukaryotic integrases // Plasmid. 35(2):121-130.

398. Young J.P.W. 1985. Rhizobium population genetics: enzyme polymorphism in isolates from peas, clover, beans and lucerne grown at the same site // J. Gen. Microbioi. 131(9):2399-2408.

399. Young J.P.W., Demetriou L., Apte R.G. 1987. Rhizobium population genetics: enzyme polymorphism in Rhizobium leguminosarum from plants and soil in a pea crop // Appl. Env. Microbiol. 53(2):397-402.

400. Young J.P.W., Wexler M. 1988. Sym plasmid and chromosomal genotypes are correlated in field populations of Rhizobium leguminosarum II J. Gen. Microbiol. 134(10):2731-2739.

401. Young J.P.W., Johnston A.W.B. 1989. The evolution of specificity in the legume-Rhizobium symbiosis // Trends Ecol. Evol. 4(11):341—349.

402. Young J.P.W., Downer H.L., Eardly B.D. 1991. Phylogeny of the phototrophic Rhizobium strain BTAi 1 by polymerase chain reaction-based sequencing of a 16S rRNA gene segment // J. Bacteriol. 173(7):2271-2277.

403. Young J.P.W. 1992. Phylogenetic classification of nitrogen-fixing organisms. In Stacey G, Burris RH, Evans HJ (eds) Biological nitrogen fixation. Chapman and Hall, New York, NY, pp 43-86.

404. Young J.P.W. 1993. Molecular phylogeny of rhizobia and their relatives // In New Horizons in Nitrogen Fixation, Palacios, R. et al., Eds., Kluwer, The Netherlands, 587.

405. Young J.P.W. 1994. All those new names: an overview of the molecular phylogeny of plant-associated bacteria // In Advances in Molecular Genetics of Plant-Microbe Interactions // Daniels M.J., et al., Eds., Kluwer, The Netherlands, 73.

406. Young J.P.W. 1996. Phylogeny and taxonomy of rhizobia // Plant and Soil. 186(l):45-52.

407. Young J.P.W., Haukka K.E. 1996. Diversity and Phylogeny of Rhizobia // New Phytologist. 133(l):87-94.

408. Young J.P.W., Crossman L.C., Johnston A.W.B. et al. 2006. The genome of Rhizobium leguminosarum has recognizable core and accessory components // Genome Biol. 7:R34.

409. Zabeau M., Vos P. 1993. Selective restriction fragment amplification: a general method for DNA fingerprinting. Publication 0 534 858 Al, bulletin 93/13. European Patent Office, Munich, Germany.

410. Zeze A., Mutch L.A., Young J.P. 2001 Direct amplification of nodD from community DNA reveals the genetic diversity of Rhizobium leguminosarum in soil // Env. Microbiol. 3(6):363-370.

411. Zhaxybayeva O., Gogarten J.P. 2004. Cladogenesis, coalescence and the evolution of the three domains of life // Trends. Genet. 20(4): 182-177.

412. Zheng J.F., Liu G.R., Liu S.L. 2006. Phylogenetically clustering of rhizobia by genome structure: application to unclassified Rhizobium II J. Env. Sci. (China). 18(3):530-536.

413. Zietkiewicz E., Rafalski A., Labuda D. 1994. Genome fingerprinting by simple sequence repeat (SSR)-anchored polymerase chain reaction amplification // Genomics. 20(2): 176-183.

Обратите внимание, представленные выше научные тексты размещены для ознакомления и получены посредством распознавания оригинальных текстов диссертаций (OCR). В связи с чем, в них могут содержаться ошибки, связанные с несовершенством алгоритмов распознавания.
В PDF файлах диссертаций и авторефератов, которые мы доставляем, подобных ошибок нет.

Автореферат
200 руб.
Диссертация
500 руб.
Артикул: 491839