Биосинтез и метаболизм N-ацилдофаминов в тканях и клетках животных тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат химических наук Акимов, Михаил Геннадьевич

• Акимов, Михаил Геннадьевич
• кандидат химических наук
• 2009

Оглавление диссертации кандидат химических наук Акимов, Михаил Геннадьевич

1 Оглавление.

2 Основные обозначения и сокращения.

3 Введение.

4 Метаболизм нейролипинов в организме животных.

4.1 Введение.'.

4.2 Биосинтез нейролипинов.

4.2.1 М-ацилэтаноламиды [20].

4.2.2 Первичные амиды жирных кислот.

4.2.3 ]М-ациламинокислоты [40].

4.2.4 2-ацилглицерины [19, 47].

4.2.5 М-ацилдофамины.

4.2.6 Альтерантивные пути биосинтеза.

4.3 Катаболизм нейролипинов.

4.3.1 Гидролазный путь [38, 67, 68].

4.3.2 Оксигеназный метаболизм нейролипинов [47, 68].

4.3.3 Другие пути катаболизма.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Акимов, Михаил Геннадьевич

8 Выводы

1. Установлено, что в исследованных моделях биосинтез 1М-ацилдофаминов может осуществляться путём конъюгации жирной кислоты и дофамина или в результате превращения Ы-ацилтирозина. Определены тканевые и видовые различия в протекании этого процесса.

2. При биосинтезе с промежуточным образованием Ы-ацилтирозина декар-боксилирование молекулы предшествует окислению.

3. Дофаминамиды ненасыщенных жирных кислот метилируются в цито-зольных фракциях в печени и отделов нервной системы крысы, тогда как в микросомальной фракции метилирование М-ацилдоф ам и н о в не детектируется.

4. Сульфатирование 1Ч-ацилдофаминов является ещё одним путём их метаболизма во всех исследованных тканях крысы, а также в пресноводной гидре Н. magnipapillata.

5. >1-ацилдофамины являются модуляторами активности оксидаз митохондрий и плазмалеммы. Продукт их окисления по катехольной группе реагирует с белками, вызывая их олигомеризацию.

7 Заключение

В результате проведённой работы удалось уточнить пути метаболизма ]Ч-ацштдофаминов в тканях животных (Рис. 40).

Рис. 40 — Метаболическая схема N-ацштдофаминов на примере АА-DA по результатам исследований. СОМТ — катехол О-метилтрансфераза, AST — арилсульфотрансфераза, HR — гидролазы, ОХ— оксидазы. 1 — АА-DA, 2 — AA-3MDA, 3 — N-арахидоноил-З-О-сульфодофамин, 4 — арахидо-новая кислота, 5 — М-арахидоноил-я-этиламино-о-бензохинон, 6 — аддукт N-арахидоноилдофамина.

Для выполнения сигнальных функций N-ацилдофамины синтезируются путём конъюгации жирной кислоты и тирозина с последующим его декарбок-силированием и окислением до дофамина. Поскольку в результате окисления могут образовываться высокореакционноспособные хиноны, реакция должна жёстко контролироваться. В специальных или патологических условиях синтез может происходить с вовлечением других аминов, дофамина и тирамина. По-видимому, биосинтез N-ацилдофаминов с разными остатками жирной кислоты может быть тканеспецифичным, о чём свидетельствует значительная разница в эффективности биосинтеза из разных жирных кислот, обнаруженная в культуре клеток PC 12, особенности биосинтеза в культуре клеток

S. глиомы, а также тканевые различия в эффективности метаболизма. Механизм активации субстрата перед конъюгацией у млекопитающих остаётся неустановленным, однако, это АТФ-зависимый процесс, не использующий кофер-мент А.

Основной путь сигнальной инактивации 1чГ-ацилдофаминов — это метилирование, результатом которого является резкое снижение аффинности как к ванилоидному рецептору УЯ1 [16], так и к каннабиноидному рецептору СВ1 (Бобров М.Ю., личное сообщение), причём метилируются только ненасыщенные ванилоиды. Рассматриваемые вещества распознаются исключительно цитоплазматической катехол О-метилтрансферазой. Скорость процесса метилирования (от 0,15 до 160 пмоль/минхмг) такова, что он может справиться только с небольшим количеством субстрата, сравнимым с его обнаруженной в тканях нервной системы концентрацией. При превышении количества Ы-ацилдофаминов или при попадании их из экзогенного источника подключается вторая, более высокопроизводительная система — сульфати-рование (0,5 до 1,5 нмоль/минхмг). Этот путь метаболизма отличает тканевая специфичность относительно дофаминамидов арахидоновой и стеариновой кислот: первый из них не сульфатируется в головном мозге, а второй сульфа-тируется исключительно в печени. Биологическое значение обнаруженной особенности пока не ясно.

Окисление катехольной группы представляет собой вполне возможный, но имеющий специальное значение путь. При наличии нужного сигнала молекулы ненасыщенных Ы-ацилдофаминов могут достаточно быстро (до 2 нмоль/минхмг) окисляться системами плазмалеммы и митохондрий. Продуктами их окисления являются высокореакционноспособные о-хиноны, которые с лёгкостью образуют ковалентные аддукты с сульфгидрильными группами белков и иных компонентов клетки. Результатом этого процесса может быть инактивация различных компонентов клетки, прежде всего, систем окисления. Это может иметь важное значение, например, при борьбе с трансформированными клетками, для которых электрон-транспортные системы плазмалеммы являются жизненно необходимыми.

В эволюционно более древнем животном — пресноводной гидре — также наблюдается биосинтез AA-DA и DHA-DA, о чем свидетельствует и идентификация этих молекул в экстракте липидов из гомогенатов Hydra atte-nuata и Hydra magnipapillata. В отличие от млекопитающих у гидры наблюдается СоА-зависимый путь активации жирной кислоты при биосинтезе NADA. Катаболизм дофаминамидов у гидры тоже отличается: сульфатиро-вание N-ацилдофаминов наблюдается, а метилирование в гомогенатах не происходит и этот путь требует уточнений. Кроме того, автором зафиксирован низкоэффективный (не более 23 пмоль/минхмг) гидролиз AA-DA и DHA-DA; вероятно, роль этого процесса у пресноводной гидры так же незначительна, как у млекопитающих.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Акимов, Михаил Геннадьевич, 2009 год

1. O'sullivan S.E., Kendall D.A., Randall M.D. Characterisation of the vasorelaxant properties of the novel endocannabinoid N-arachidonoyl-dopamine (NADA). // Br. J. Pharmacol.— 2004.— V. 141.— Pp. 803-812.

2. De Petrocellis L., Chu C.J., Moriello A.S., Kellner J.C., Walker J.M., Di Marzo V. Actions of two naturally occurring saturated N-acyldopamines on transient receptor potential vanilloid 1 (TRPV1) channels. // Br. J. Pharmacol.—2004.—V. 143.—Pp. 251-256.

3. Przegalinski E., Filip M., Zajac D., Pokorski M. N-oleoyl-dopamine increases locomotor activity in the rat. // Int. J. Immunopathol. Pharmacol.— 2006.—V. 19.—Pp. 897-904.

4. Маркова JI.H., Остроумова T.B., Безуглов B.B., Бузников Г.А. Влияние арахидоноилдофамина, галоперидола и их смесей на регенерацию пресноводной гидры Hydra attenuata // Онтогенез.— 2004.— V. 35.— Pp. 367-374.

5. De Petrocellis L., Melck D., Bisogno T., Milone A., Di Marzo V. Finding of the endocannabinoid signalling system in Hydra, a very primitive organism: possible role in the feeding response // Neuroscience.— 1999.— V. 92.— Pp. 377-387.

6. Hendler R.W. Possible involvement of lipids in protein synthesis. // Science.— 1958.—V. 128.—Pp. 143-144.

7. Colodzin M., Bachur N.R., Weissbach H., Udenfriend S. Enzymatic formation of fatty acid amides of ethanolamine by rat liver microsomes. // Bio-chem. Biophys. Res. Commun.— 1963.—V. 10— Pp. 165-170.

8. Devane W.A., Dysarz F.A.R., Johnson M.R., Melvin L.S., Howlett A.C. Determination and characterization of a cannabinoid receptor in rat brain. // Mol. Pharmacol.— 1988.— V. 34.— Pp. 605-613.

9. Cravatt B.F., Prospero-Garcia O., Siuzdak G., Gilula N.B., Henriksen S.J., Boger D.L., Lerner R.A. Chemical characterization of a family of brain lipids that induce sleep. // Science.— 1995.—V. 268.—Pp. 1506-1509.

10. Saghatelian A., Trauger S.A., Want E.J., Hawkins E.G., Siuzdak G., Cravatt B.F. Assignment of endogenous substrates to enzymes by global metabolite profiling. // Biochemistry.— 2004.— V. 43.— Pp. 14332-14339.

11. Saghatelian A., Cravatt B.F. Discovery metabolite profiling—forging functional connections between the proteome and metabolome. // Life Sci.— 2005.—V. 77.—Pp. 1759-1766.

12. Sugiura T., Kishimoto S., Oka S., Gokoh M. Biochemistry, pharmacology and physiology of 2-arachidonoylglycerol, an endogenous cannabinoid receptor ligand. // Prog. Lipid Res — 2006.— V. 45.— Pp. 405-446.

13. Okamoto Y., Wang J., Morishita J., Ueda N. Biosynthetic pathways of the endocannabinoid anandamide. // Chem. Biodivers.— 2007.— V. 4.— Pp. 1842-1857.

14. Bachur N.R., Masek K., Melmon K.L., Udenfriend S. Fatty acid amides of ethanolamine in mammalian tissues. // J. Biol. Chem.— 1965.— V. 240.— Pp. 1019-1024.

15. Di Marzo V., Fontana A., Cadas H., Schinelli S., Cimino G., Schwartz J.C., Piomelli D. Formation and inactivation of endogenous cannabinoid anandamide in central neurons // Nature.— 1994.— V. 372.— Pp. 686-691.

16. Reddy P.V., Schmid P.C., Natarajan V., Schmid H.H. The role of cardiolipin as an acyl donor in dog heart N-acylethanolamine phospholipid biosynthesis. // Biochim. Biophys. Acta.— 1983.— V. 751.— Pp. 241-246.

17. Schmid H.H., Schmid P.C., Natarajan V. N-acylated glycerophospholipids and their derivatives. // Prog Lipid Res.— 1990.— V. 29.— Pp. 1-43.

18. Natarajan V., Reddy P.V., Schmid P.C., Schmid H.H. N-Acylation of etha-nolamine phospholipids in canine myocardium. // Biochim. Biophys. Acta.— 1982.—V. 712.—Pp. 342-355.

19. Wang J., Ueda N. Biology of endocannabinoid synthesis system. // Prostaglandins Other Lipid Mediat.— 2008.—

20. Schmid P.C., Reddy P.V., Natarajan V., Schmid H.H. Metabolism of N-acylethanolamine phospholipids by a mammalian phosphodiesterase of the phospholipase D type. // J. Biol. Chem.— 1983 — V. 258.—Pp. 93029306.

21. Bisogno T. Endogenous cannabinoids: structure and metabolism. // J. Neu-roendocrinol —2008.—V. 20 Suppl 1.—Pp. 1-9.

22. Simon G.M., Cravatt B.F. Anandamide Biosynthesis Catalyzed by the Phosphodiesterase GDE1 and Detection of Glycerophospho-N-acyl Ethanola-mine Precursors in Mouse Brain. // J. Biol. Chem.— 2008.— V. 283.— Pp. 9341-9349.

23. Liu J., Wang L., Harvey-White J., Osei-Hyiaman D., Razdan R., Gong Q., Chan A.C., Zhou Z., Huang B.X., Kim H.-Y., Kunos G. A biosynthetic pathway for anandamide. // Proc. Natl. Acad. Sei. U S A.-— 2006.— V. 103.—Pp. 13345-13350.

24. Mcfarland M.J., Barker E.L. Lipid rafts: a nexus for endocannabinoid signaling? I I Life Sci.— 2005.— V. 77.— Pp. 1640-1650.

25. Arafat E.S., Trimble J.W., Andersen R.N., Dass C., Desiderio D.M. Identification of fatty acid amides in human plasma. // Life Sci.— 1989.— V. 45.— Pp. 1679-1687.

26. Bisogno T., Sepe N., De Petrocellis L., Mechoulam R., Di Marzo V. The sleep inducing factor oleamide is produced by mouse neuroblastoma cells. // Biochem. Biophys. Res. Commun.— 1997.—V. 239,—Pp. 473-479.

27. Merkler D.J., Merkler K.A., Stern W., Fleming F.F. Fatty acid amide biosynthesis: a possible new role for peptidylglycine alpha-amidating enzyme and acyl-coenzyme A: glycine N-acyltransferase. // Arch. Biochem. Biophys.— 1996.—V. 330.—Pp. 430-434.

28. Alexander S.P.H., Kendall D.A. The complications of promiscuity: endocannabinoid action and metabolism. // Br. J. Pharmacol.— 2007.— V. 152.— Pp. 602-623.

29. Merkler D.J., Chew G.H., Gee A .J., Merkler K.A., Sorondo J.-P.O., Johnson M.E. Oleic acid derived metabolites in mouse neuroblastoma N18TG2 cells. //Biochemistry.—2004.—V. 43.—Pp. 12667-12674.

30. Farrell E.K., Merkler D.J. Biosynthesis, degradation and pharmacological importance of the fatty acid amides // Drug Discovery Today.— 2008.— V. 13,— Pp. 558-568.

31. Driscoll W.J., Chaturvedi S., Mueller G.P. Oleamide synthesizing activity from rat kidney: identification as cytochrome c. // J. Biol. Chem.— 2007.— V. 282.—Pp. 22353-22363.

32. Guan Z., Li S., Smith D.C., Shaw W.A., Raetz C.R.H. Identification of N-acylphosphatidylserine molecules in eukaryotic cells. // Biochemistry.— 2007,—V. 46,—Pp. 14500-14513.

33. Cain B.D., Singer M., Donohue T.J., Kaplan S. In vivo metabolic intermediates of phospholipid biosynthesis in Rhodopseudomonas sphaeroides. // J. Bacterid.— 1983.—V. 156.—Pp. 375-385.

34. Saghatelian A., Mckinney M.K., Bandell M., Patapoutian A., Cravatt B.F. A FAAH-regulated class of N-acyl taurines that activates TRP ion channels. // Biochemistry.— 2006,— V. 45.— Pp. 9007-9015.

35. Reilly S.-J., O'shea E.M., Andersson U., O'byrne J., Alexson S.E.H., Hunt M.C. A peroxisomal acyltransferase in mouse identifies a novel pathway for taurine conjugation of fatty acids. // FASEB J.— 2007.— V. 21.— Pp. 99107.

36. Marzo V., Bisogno Т., Petrocellis L. The Biosynthesis, Fate and Pharmacological Properties of Endocannabinoids // Cannabinoids.— Heidelberg, 2005.—Pp. 147-185.

37. Акимов М.Г., Грецкая Н.М., Шевченко К.В., Шевченко В.П., Мясоедов Н.Ф., Безуглов В.В., Бобров М.Ю. Новые аспекты биосинтеза и метаболизма N-ацилдофаминов в тканях крысы // Биоорг. Химия.— 2007.— Т. 33.— Pp. 648-652.

38. Liu X., Yamada N., Maruyama W., Osawa T. Formation of dopamine ad-ducts derived from brain polyunsaturated fatty acids: Mechanism for Parkinson's disease. // J. Biol. Chem.— 2008.—V. 283. — 34887-34895.

39. Fukui T., Axelrod B. Amino acid incorporation into lipoidal material by cell-free liver preparations // JACS.— 1959.— V. 81.— Pp. 1259-1260.

40. Bachur N.R., Udenfriend S. Microsomal synthesis of fatty acid amides // J. Biol. Chem.— 1966.—V. 241.—Pp. 1308-1313.

41. Muderhwa J.M., Schmid P.C., Brockman H.L. Regulation of fatty acid 180 exchange catalyzed by pancreatic carboxylester lipase. 1. Mechanism and kinetic properties. //Biochemistry.— 1992.—V. 31.— Pp. 141-148.

42. Deutsch D.G., Chin S.A. Enzymatic synthesis and degradation of ananda-mide, a cannabinoid receptor agonist. // Biochem. Pharmacol.— 1993.— V. 46.—Pp. 791-796.

43. Ueda N., Kurahashi Y., Yamamoto S., Tokunaga T. Partial purification and characterization of the porcine brain enzyme hydrolyzing and synthesizing anandamide. // J. Biol Chem.— 1995.— V. 270.— Pp. 23823-23827.

44. Schmid P.C., Schwindenhammer D., Krebsbach R.J., Schmid H.H. Alternative pathways of anandamide biosynthesis in rat testes. // Chem. Phys. Lipids.— 1998,—V. 92.—Pp. 27-35.

45. Ansari G.A.S., Kaphalia B.S., Khan M.F. Fatty acid conjugates of xenobio-tics // Toxicol. Lett.— 1995.— V. 75.— Pp. 1-17.

46. Ahmad F., Kaphalia B.S., Khan M.F., Ansari G.A.S. Fatty-acid anilides a new conjugation pathway of aniline // Biochem. Arch.— 1993.— V. 9.— Pp. 111-118.

47. Kaphalia B.S., Ansari G.A.S. Purification and characterization of rat pancreatic fatty acid ethyl ester synthase and its structural and functional relationship to pancreatic cholesterol esterase. // J. Biochem. Mol. Toxicol.— 2003.—V. 17.—Pp. 338-345.

48. Kaphalia B.S., Fritz R.R., Ansari G.A. Purification and characterization of rat liver microsomal fatty acid ethyl and 2-chloroethyl ester synthase and their relationship with carboxylesterase (pi 6.1). // Chem. Res. Toxicol.— 1997.—V. 10.—Pp. 211-218.

49. Khan S.H., Kaphalia B.S., Ansari G.A.S. In vitro conjugation of ethanolamine with fatty acids by rat liver subcellular fractions. // J. Toxicol. Environ. Health A.— 2005.— V. 68,— Pp. 667-676.

50. Golczak M., Imanishi Y., Kuksa V., Maeda T., Kubota R., Palczewski K. Lecithin:retinol acyltransferase is responsible for amidation of retinylamine, a potent inhibitor of the retinoid cycle. // J. Biol. Chem.— 2005.— V. 280.— Pp. 42263-42273.

51. Ruiz A., Winston A., Lim Y.H., Gilbert B.A., Rando R.R., Bok D. Molecular and biochemical characterization of lecithin retinol acyltransferase. // J. Biol. Chem.— 1999.— V. 274,—Pp. 3834-3841.

52. Rando R.R. Membrane-bound lecithin-retinol acyltransferase. // Biochem. Biophys. Res. Commun.—2002.—V. 292.—Pp. 1243-1250.

53. Macdonald P.N., Ong D.E. A lecithimretinol acyltransferase activity in human and rat liver. // Biochem. Biophys. Res. Commun.— 1988.— V. 156.— Pp. 157-163.

54. Jauhiainen M., Yuan W., Gelb M.H., Dolphin P.J. Human plasma lecithin-cholesterol acyltransferase. Inhibition of the phospholipase A2-like activity by sn-2-difluoroketone phosphatidylcholine analogues. // J. Biol. Chem.— 1989.—V. 264.—Pp. 1963-1967.

55. Gómez-Ruiz M., Hernández M., De Miguel R., Ramos J.A. An overview on the biochemistry of the cannabinoid system. // Mol. Neurobiol.— 2007.— V.36.— Pp. 3-14.

56. Vandevoorde S., Lambert D.M. The multiple pathways of endocannabinoid metabolism: a zoom out. // Chem. Biodivers.— 2007.— V. 4.— Pp. 18581881.

57. Ueda N., Yamamoto S. Anandamide amidohydrolase (fatty acid amide hydrolase). // Prostaglandins Other Lipid Mediat.— 2000.— V. 61.— Pp. 1928.

58. Mulder A.M., Cravatt B.F. Endocannabinoid metabolism in the absence of fatty acid amide hydrolase (FAAH): discovery of phosphorylcholine derivatives of N-acyl ethanolamines // Biochemistry.— 2006.— V. 45.— Pp. 11267-11277.

59. Wei B.Q., Mikkelsen T.S., Mckinney M.K., Lander E.S., Cravatt B.F. A second fatty acid amide hydrolase with variable distribution among placental mammals. // J. Biol. Chem.— 2006.— V. 281.— Pp. 36569-36578.

60. Tsuboi K., Takezaki N., Ueda N. The N-acylethanolamine-hydrolyzing acid amidase (NAAA) // Chem. Biodivers.— 2007.— V. 4.— Pp. 1914-1925.

61. Сергеева М.Г., Варфоломеева A.H. Каскад арахидоновой кислоты // Москва: Народное образование, 2006.— 255 с.

62. Chandrasekharan N.V., Simmons D.L. The cyclooxygenases. // Genome Biol.—2004.—V. 5.—Pp. 241.

63. Phillis J.W., Horrocks L.A., Farooqui A.A. Cyclooxygenases, lipoxygenases, and epoxygenases in CNS: their role and involvement in neurological disorders. // Brain Res. Rev.— 2006 — V. 52.— Pp. 201-243.

64. Prusakiewicz J.J., Kingsley P.J., Kozak K.R., Marnett L.J. Selective oxygenation of N-arachidonylglycine by cyclooxygenase-2. // Biochem. Biophys. Res. Commun.— 2002.—V. 296,—Pp. 612-617.

65. Prusakiewicz J.J., Turman M.V., Vila A., Ball H.L., Al-Mestarihi A.H., Di Marzo V., Marnett L.J. Oxidative metabolism of lipoamino acids and vanilloids by lipoxygenases and cyclooxygenases. // Arch. Biochem. Biophys.— 2007.— V. 464.— Pp. 260-268.

66. Brash A.R. Lipoxygenases: occurrence, functions, catalysis, and acquisition of substrate. // J Biol Chem.— 1999.— V. 274.— Pp. 23679-23682.

67. Turman M.V., Kingsley P.J., Rouzer C.A., Cravatt B.F., Marnett L.J. Oxidative metabolism of a Fatty Acid amide hydrolase-regulated lipid, arachido-noyltaurine. // Biochemistry.— 2008.— V. 47.— Pp. 3917-3925.

68. Fleming I. Cytochrome P450 epoxygenases as EDHF synthase(s). // Pharmacol. Res.— 2004,—V. 49.—Pp. 525-533.

69. El Fangour S., Balas L., Rossi J.-C., Fedenyuk A., Gretskaya N., Bobrov M., Bezuglov V., Hillard C.J., Durand T. Hemisynthesis and preliminary evaluation of novel endocannabinoid analogues. // Bioorg. Med. Chem. Lett.— 2003.—V. 13.—Pp. 1977-1980.

70. Herrlich P., Sekeris C.E. Identifizierung von N-Acetyl-noradrenalin im Urin eines Patienten mit Neuroblastom // Hoppe-Seyler's Z. Physiol. Chem.— 1962.— V. 58.—Pp. 607-608.

71. Bioque G., Abian J., Bulbena O., Rosello-Catafau J., Gelpi E. Metabolism ofN-phenyllinoleamide by rat liver. // J. Chromatogr.— 1993.— V. 615.— Pp. 191-196.

72. Markey S.P., Dudding T., Wang T.C. Base- and acid-catalyzed interconversions of O-acyl- and N-acyl-ethanolamines: a cautionary note for lipid analyses.//J. Lipid Res.— 2000.— V. 41.—Pp. 657-662.

73. Lambert D.M., Muccioli G.G. Endocannabinoids and related N-acylethanolamines in the control of appetite and energy metabolism: emergence of new molecular players. // Curr. Opin. Clin. Nutr. Metab. Care.— 2007.—V. 10.—Pp. 735-744.

74. Lowry O.H., Rosebrough N.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with the Folin phenol reagent // J. Biol. Chem.— 1951.— V. 193.— Pp. 265-275.

75. Folch J., Lees M., Stanley G.S. A simple method for the isolation and purification of total lipides from animal tissues. // J. Biol. Chem.— 1957.— V. 226.— Pp. 497-509.

76. Lesko L., Donion M., Marinetti G.V., Hare J.D. A rapid method for the isolation of rat liver plasma membranes using an aqueous two-phase polymer system. //Biochim. Biophys. Acta.— 1973.—V. 311—Pp. 173-179.

77. Laposata M., Reich E.L., Majerus P.W. Arachidonoyl-CoA synthetase. Separation from nonspecific acyl-CoA synthetase and distribution in various cells and tissues // J Biol Chem.— 1985.— V. 260.— Pp. 11016-11020.

78. Zazo J.A., Casas J.A., Mohedano A.F., Gilarranz M.A., Rodriguez J.J. Chemical pathway and kinetics of phenol oxidation by Fenton's reagent // Environ. Sci. Technol.— 2005.— V. 39.—Pp. 9295-9302.

79. Mijangos F., Varona F., Villota N. Changes in solution color during phenol oxidation by Fenton reagent // Environ. Sci. Technol.— 2006.— V. 40.— Pp. 5538-5543.

80. Zhou Q., Zuniga M.A. Quinone methide formations in the Cu(2+)-induced oxidation of a diterpenone catechol and concurrent damage on DNA. // Chem. Res. Toxicol.—2005.—V. 18.—Pp. 382-388.

81. Dubinskii V.Z., Belyakov V.A., Roginskii V.A., Miller V.B. Kinetics of the autooxidation of galvinoxyl by molecular oxygen // Russ. Chem. Bull.— 1975.—

82. Jeffery D.R., Roth J. A. Characterization of membrane-bound and soluble catechol-O-methyltransferase from human frontal cortex. // J. Neurochem.— 1984.— V. 42.— Pp. 826-832.

83. Roth J.A. Membrane-bound catechol-O-methyltransferase: a réévaluation of its role in the O-methylation of the catecholamine neurotransmitters. // Rev. Physiol. Biochem. Pharmacol.— 1992 —V. 120 —Pp. 1-29.

84. Maines M.D. Current protocols in toxicology // New York: John Wiley, 1999.

85. Goldenberg H., Crane F.L., Morre D.J. NADH oxidoreductase of mouse liver plasma membranes // J. Biol. Chem.— 1979.— V. 254.— Pp. 2491-2498.

86. Bachurin S.O., Shevtsova E.P., Kireeva E.G., Oxenkrug G.F., Sablin S.O. Mitochondria as a target for neurotoxins and neuroprotective agents. // Ann. N. Y. Acad. Sci.— 2003.—V. 993.—Pp. 334-344; discussion 345-339.

87. Hastings T.G., Zigmond M.J. Identification of catechol-protein conjugates in neostriatal slices incubated with 3H.dopamine: impact of ascorbic acid and glutathione // J. Neurochem.— 1994.— V. 63.— Pp. 1126-1132.

88. Kuhn D.M., Arthur R.E., Thomas D.M., Elferink L.A. Tyrosine hydroxylase is inactivated by catechol-quinones and converted to a redox-cycling quino-protein: possible relevance to Parkinson's disease // J. Neurochem.— 1999.—V. 73.—Pp. 1309-1317.

89. Kuczenski R. Soluble, membrane-bound, and detergent-solubilized rat striatal tyrosine hydroxylase. pH-dependent cofactor binding // J. Biol. Chem.— 1973.—V. 248.—Pp. 5074-5080.

90. Presch I., Birnbacher R., Herkner K., Lubec G. The effect of estradiol and ovariectomy on tyrosine hydroxylase, tyrosine aminotransferase and phenylalanine hydroxylase // Life Sci.— 1997.— V. 60.— Pp. 479-484.

91. Реброва О.Ю. Статистический анализ медицинских данных. Применение пакета прикладных программ STATISTICA // Москва: МедиаСфе-ра, 2002.—312 с.

92. Мецлер Д. Биохимия: Химические реакции в живой клетке // Москва: Мир, 1980.—Т. 1—3.

93. Balsinde J., Balboa М.А., Dennis E.A. Antisense inhibition of group VI Ca2+-independent phospholipase A2 blocks phospholipid fatty acid remodeling in murine P388D1 macrophages // J. Biol. Chem.— 1997.— V. 212.-— Pp. 29317-29321.

94. Okuno S., Fujisawa H. A new mechanism for regulation of tyrosine 3-monooxygenase by end product and cyclic AMP-dependent protein kinase // J. Biol. Chem.— 1985.—V. 260.— Pp. 2633-2635.

95. Karhunen T., Tilgmann C., Ulmanen I., Julkunen L, Panula P. Distribution of catechol-O-methyltransferase enzyme in rat tissues // J. Histochem. Cyto-chem.— 1994.—V. 42.—Pp. 1079-1090.

96. Flatmark T. Catecholamine biosynthesis and physiological regulation in neuroendocrine cells // Acta Physiol. Scand.— 2000.— V. 168.— Pp. 1-17.

97. Hong J., Shu-Leong H., Tao X., Lap-Ping Y. Distribution of catechol-O-methyltransferase expression in human central nervous system // Neuroreport.— 1998.—V. 9.— Pp. 2861-2864.

98. Huh M.M., Friedhoff A J. Multiple molecular forms of catechol-O-methyltransferase. Evidence for two distinct forms, and their purification and physical characterization // J. Biol. Chem.— 1979.— V. 254.— Pp. 299308.

99. Weinshilboum R.M., Otterness D.M., Szumlanski C.L. Methylation pharmacogenetics: catechol O-methytransferase, thiopurine methyltransferase, and histamine N-methyltransferase // Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol.— 1999.—V. 39.—Pp. 19-52.

100. Mannisto P.T., Kaakkola S. Catechol-O-methyltransferase (COMT): biochemistry, molecular biology, pharmacology, and clinical efficacy of the new selective COMT inhibitors // Pharmacol. Rev.— 1999.— V. 51.— Pp. 593-628.

101. Eisenhofer G., Coughtrie M.W., Goldstein D.S. Dopamine sulphate: an enigma resolved // Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. Suppl.— 1999.— V. 26.—Pp. S41-53.

102. Rein G., Glover V., Sandler M. Multiple forms of phenolsulphotransferase in human tissues: selective inhibition by dichloronitrophenol // Biochem. Pharmacol.— 1982.—V. 31.—Pp. 1893-1897.

103. Campbell N.R., Loon J.A.V., Weinshilboum R.M. Human liver phenol sul-fotransferase: assay conditions, biochemical properties and partial purification of isozymes of the thermostable form // Biochem. Pharmacol.— 1987.—V. 36.—Pp. 1435-1446.

104. Roy A.B., Trudinger P.A. The biochemistry of inorganic compounds of sulphur // Cambridge: University Press, 1970.— 399 p.

105. Wang P.C., Kuchel O., Buu N.T., Genest J. Catecholamine glucuronidation: an important metabolic pathway for dopamine in the rat // J. Neurochem.— 1983.—V. 40.—Pp. 1435-1440.

106. Eisenhofer G. Catecholamine Metabolism: A Contemporary View with Implications for Physiology and Medicine // Pharmacol. Rev.— 2004.— V. 56.—Pp. 331-349.

107. Novakovic I., Vujcic Z., Bozic T., Bozic N., Milosavic N., Sladic D. Chemical modification of b-lactoglobulin by quinones // J. Serb. Chem. Soc.— 2003.— V. 68.— Pp. 243-248.

108. Xu Y., Stokes A.H., Roskoski R., Vrana K.E. Dopamine, in the presence of tyrosinase, covalently modifies and inactivates tyrosine hydroxylase // J. Neurosci. Res.— 1998.—V. 54,—Pp. 691-697.

109. Graham D.G. Oxidative pathways for catecholamines in the genesis of neu-romelanin and cytotoxic quinones // Mol. Pharmacol.— 1978.— V. 14.— Pp. 633-643.

110. Richard Willstätter A.P. Ueber Chinon-dimethylimin // Chem. Ber.— 1905.— V. 38.— Pp. 2244-2251.

111. Horner L., Teichmann K.-H., Weber K.-H., Geyer E. Zur Kenntnis der o-Chinone, XXV: Darstellung und Eigenschaften von o-Chinonen mit elektro-philen Substituenten // Chem. Ber.— 1965.— V. 98.— Pp. 1233-1245.

112. Wessely F., Budzikiewicz H., Metlesics W. Zur Konstitution der o-Chinondiacetate (2,2-Diacetoxy-cyclohexadienone) // Monatshefte für Chemie / Chemical Monthly.— 1959.—V. 90.—Pp. 121-133.

113. Novakovic I., Vujcic Z., Bozic T., Bozic N., Milic D., Solaja B., Gasic M.J., Sladic D. Protein covalent modification by biologically active quinones // J.Serb. Chem. Soc.— 2004.—V. 69.—Pp. 901-907.

114. Berridge M.V., Tan A.S. Cell-surface NAD(P)H-oxidase: relationship to trans-plasma membrane NADH-oxidoreductase and a potential source ofcirculating NADH-oxidase // Antioxidants & redox signaling.— 2000.— V. 2.— Pp. 277-288.

115. Sun I.L., Navas P., Crane F.L., Morre D.J., Low H. NADH diferric transferrin reductase in liver plasma membrane // J. Biol. Chem.— 1987.— V. 262.—Pp. 15915-15921.

116. Morre D.J., Sun E., Geilen C., Wu L.Y., De Cabo R., Krasagakis K., Orfa-nos C.E., Morre D.M. Capsaicin inhibits plasma membrane NADH oxidase and growth of human and mouse melanoma lines. // Eur. J. Cancer.— 1996,—V. 32A.—Pp. 1995-2003.

117. Morre D. Cell surface NADH oxidases (ECTO-NOX proteins) with roles in cancer, cellular time-keeping, growth, aging and neurodegenerative diseases // Free Radic. Res.— 2003.— V. 37.— Pp. 795-808.