Исследование изменения активности РНКаз пресноводного моллюска Viviparus viviparus L. под воздействием техногенных загрязнителей тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.08, кандидат биологических наук Филков, Павел Владимирович

• Филков, Павел Владимирович
• кандидат биологических наук
• 2011

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Филков, Павел Владимирович

Список сокращений, использованных в работе

Введение

Глава 1. Обзор литературы

Глава 2. Материалы и методы

Результаты и обсуждения

Глава 3. Характеристика метаболизма РНКаз и РНК пресноводного моллюска УЫрагт viviparus в природных условиях

Глава 4. Влияние тяжелых металлов на активность и множественные формы кислой РНКазы пресноводного моллюска V. уіурапіБ

Глава 5. Влияние тяжелых металлов на активность и множественные формы кислой РНКазы пресноводного моллюска V. уіурагиБ

Глава 6. Исследование изменения активности кислой РНКазы пищеварительной железы пресноводного моллюска V. утрагия под влиянием загрязнителей, содержащихся в конкретных водах

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Исследование изменения активности РНКаз пресноводного моллюска Viviparus viviparus L. под воздействием техногенных загрязнителей»

Актуальность исследования. Одной из наиболее актуальных проблем современности является техногенное загрязнение окружающей среды. Увеличение содержания в воде загрязняющих веществ, в частности тяжелых металлов, представляет угрозу для жизнедеятельности водных экосистем (Под-гурская О.В., 2006). Оценка качества водного объекта физико-химическими методами не раскрывает всей полноты взаимодействия между собой компонентов водной среды. Мировой тенденцией в биотестировании является использование водных моллюсков в качестве биоиндикаторов, так как они обладают рядом преимуществ перед остальными видами тест-объектов (Цветков И.А. и др., 1997; Rainbow P.S., Phillips D.J., 1993; Boening D.W., 1999).

В настоящее время разработано множество систем биотестирования, основанных на количественных показателях выживаемости, смертности, плодовитости тест-объектов, однако, в то же время, существует относительно мало систем биотестирования с клеточными и субклеточными маркерами. В частности, рекомендуется определять уровни металлотионеинов в тканях i двустворчатых моллюсков для оценки концентраций тяжелых металлов в среде (Boening D.W., 1999; Fishelson L. et al., 1999; Boisson F. et al., 1998; ' Regoli F., Orlando E., 1999; Hung T.C. et al., 2001), однако, для оценки воздействия органических загрязнителей подобных маркеров не до сих пор не предложено.

Группой исследователей (Hauser M.J.B., Olsen L.F., 1996; Olsen L.F., Hauser M.J.B., Kummer U., 2003) ранее было предложено использовать неспецифические реакции адаптации организма к изменившимся условиям окружающей среды, выраженные в изменении активности и фракционного состава молекулярных форм кислых гидролаз. В частности, был использован пресноводный брюхоногий моллюск Viviparus viviparus L., ферментные комплексы которого демонстрировали изменение активности неспецифического характера в ответ на воздействие тяжелых металлов и загрязнителей органической природы (Попов А.П., 2002). На этом же объекте ранее был установлен неспецифический характер изменения активности фосфатаз в ответ на воздействие техногенных загрязнителей (Цветков И.А., 1998; Цветков И.А. и др., 1997). До настоящего времени подобных исследований, охватывающих метаболизм РНК и активность РНКаз данного моллюска не проводилось. Принимая во внимание специфику данной группы ферментов, можно предположить наличие значительной адаптивной реакции на воздействие загрязнителей, что делает актуальным изучение метаболизма РЕПС и активности РНКаз моллюска в условиях воздействия сублетальных и летальных концентраций загрязнителя.

Цель исследования состояла в изучении изменения активности рибонуклеаз и фракционного состава РНК пресноводного моллюска V. viviparus, под воздействием сублетальных и летальных концентраций загрязняющих веществ органической и неорганической природы в модельных растворах и в загрязненной воде из природных водоемов.

Задачи исследования.

1. Охарактеризовать комплекс РНКаз моллюска V. viviparus в'естественных условиях: установить значения pH среды, соответствующие максимальной активности РНКаз в ткани пищеварительной железы и в мышечной ткани; изучить состав множественных форм РНКаз; охарактеризовать сезонные колебания активности РНКаз; выделить и изучить фракционный состав препарата тотальной РНК пищеварительной «железы моллюска; исследовать физико-химические свойства кислой РНКазы пищеварительной железы моллюска.

2. Охарактеризовать изменения активности рибонуклеаз пищеварительной железы моллюска V. viviparus под воздействием сублетальных и летальных концентраций различных загрязнителей (ионов ртути (II); кадмия

П); свинца (П); меди (П); трихлорметана; сг/лш-тетрахлорэтилена; тет-рахлорметана; фенола; бензина; ПАВ (синтанол ДС-10; неонол АФ-9-4).

3. Выявить изменения фракционного состава препарата тотальной РНК пищеварительной железы моллюска V. viviparus под воздействием летальных концентраций ионов ртути (П) и кадмия (II).

4. Выявить изменения в наборе форм кислой РНКазы пищеварительной железы моллюска под воздействием сублетальных концентраций тетрах-лорметана, хлороформа и тетрахлорэтилена.

5. Исследовать изменения активности кислой РНКазы пищеварительной железы моллюска под воздействием загрязненной воды из природного водоема; установить концентрации загрязнителей в воде физико-химическими методами и рассчитать корреляцию результатов анализа и* биотестирования.

Научные результаты, выносимые на защиту.

1. Изменение активности кислой РНКазы пищеварительной железы моллюска происходит под воздействием загрязнителей, содержащихся в модельных растворах и в загрязненной воде природного водоема и имеет вид неспецифических волнообразных изменений, схожих у различных токсикантов.

2. Воздействие летальных концентраций ионов ртути (II) и кадмия (II) приводит к необратимым изменениям метаболизма РНК, характеризующимся изменением соотношения основных фракций, образованием низмолеку-лярных фрагментов и исчезновением высокомолекулярных фракций РНК (28s РНК). Воздействие сублетальных концентраций хлорорганических углеводородов, провоцирующее образование свободных радикалов, вызывает изменение активности определенных форм* кислой РНКазы и появление новых форм фермента с ОЭП 0,20 и 0;45.

3. Основные фракции РНК пищеварительной железы моллюска V. viviparus соответствуют фракциям 28s и 18s РНК печени крысы. Молекулярнаямасса кислой РНКазы пищеварительной железы моллюска находится в диапазоне 14-18 кДа.

Научная новизна. Впервые охарактеризована удельная активность РНКазы в ткани пищеварительной железы и в мышечной ткани пресноводного моллюска V. viviparus, имеющая сезонные колебания (6,47 ± 0,11) х 10"4 у.е. летом и (2,55 ± 0,26) х 10"4 у.е. зимой); установлено значение рН 4,6, соответствующие максимальной активности фермента; множественные формы кислой РНКазы с ОЭП 0,35, 0,50 и 0,70; приблизительная молекулярная масса фермента 14-18 кДа.

Выделен и изучен препарат тотальной РНК пищеварительной железы моллюска V. viviparus, охарактеризован фракционный состав и молекулярная масса ее основных фракций.

Показано неспецифическое изменение активности кислой РНКазы под воздействием in vivo загрязнителей различной природы; изменение фракционного состава и активности множественных форм кислой РНКазы пищеварительной железы моллюска.

Показана разница в изменении метаболизма РНК пищеварительной же- < лезы моллюска под воздействием летальных концентраций токсикантов, что свидетельствуют о различных предполагаемых механизмах действия загрязнителей на субклеточные системы.

Показана положительная корреляция между изменением активности кислой РНКазы пищеварительной железы моллюска и содержанием в воде загрязняющих веществ.

Разработан метод выявления множественных форм РНКазы (моллюсков), характеризующийся, по сравнению с ранее известными методами, более четкими результатами.

Теоретическая значимость. Впервые выделены и охарактеризованы препараты тотальной РНК и кислой РНКазы пищеварительной железы моллюска V. vivipariis, что дает представление об их метаболизме в организме пресноводного моллюска; показана высокая* чувствительность и неспецифическая природа изменения активности кислой РНКазы пищеварительной железы пресноводного моллюска V. vivipariis (маркера) под воздействием различных загрязняющих веществ органической и неорганической природы, что может быть положено в основу методики интегральной скрининговой оценки качества водного объекта.

Практическая значимость. Использование неспецифических внутриклеточных маркеров, таких как» кислая РНКаза пищеварительной железы моллюска, позволяет создать универсальный скрининговый метод контроля состояния- водного объекта, характеризующийся высокой степенью инте-гральности оценки качества водного объекта.

Полученные экспериментальные данные можно использовать при разработке учебного курса «Экотоксикология» или «Экологическая биохимия».

Апробация^ работы. Результаты исследований были представлены в* виде тезисов, пленарных и стендовых докладов за период с, 2004г. по 2008г. на российских и международных симпозиумах и конференциях: IV сессия международной Постоянно действующей конференции «Эволюция инфосферы», круглый стол «Экология и город» (Москва, 2004); Международный конгресс по отходам «Waste-Tech 2005» (Москва, 2005); Международная конференция «Analytica-Expo 2006» (Москва, 2006); Конференция РАЕН «Региональные и муниципальные проблемы устойчивого развития территорий» (Москва, 2006); Седьмой международный конгресс «Вода: экология и технология» (Ecwatech — 2006) (Москва, 2006); Российская школа-конференция молодых ученых «Экотоксикология - современные биоаналитические системы, методы и технологии». (Пущино-Тула, 2006); V сессия международной

Постоянно действующей конференции «Эволюция инфосферы», часть первая, круглый стол «Экология и город» (Москва, 2007).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 8 печатных работ (1 в печати), из них 3 статьи в периодических изданиях, рекомендованных ВАК РФ; 4 статьи в материалах международных, всероссийских и других конференций.

Объем и структура работы. Диссертация состоит из введения, 6 глав, заключения и содержит 36 таблиц, 39 рисунков, 3 приложения. В списке литературы 235 источников, в том числе 205 на иностранных языках.

Заключение диссертации по теме «Экология (по отраслям)», Филков, Павел Владимирович

Выводы.

1. Впервые выделена и охарактеризована РНКаза моллюска V. уШра-т?. Фермент имеет: оптимум активности при рН 4,6, с максимальной удельной активностью в ткани пищеварительной железы, молекулярную массу около 14—18 кДа, три множественные формы с ОЭП 0,35; 0,50 и 0,70 и относительной активностью 55%, 25% и 20%.

2. Впервые изучен фракционный состав тотальной РНК пищеварительной железы моллюска и сопоставлен с таковым печени крысы; 28б и 18б РНК моллюска и крысы имеют идентичные электрофоре-тические характеристики, тРНК моллюска имеет коэффициент седиментации, близкий к 4,5 б.

3. Изучено воздействие широкого спектра загрязнителей (ионы тяжелых металлов, галогенуглеводороды, фенол, нефтепродукты, ПАВ) и установлено, что в сублетальных и летальных концентрациях при различных экспозициях (от 4 до 168 часов) они вызывают неспецифические циклические изменения активности кислой РНКазы пищеварительной железы моллюска. Наиболее мощное воздействие на активность фермента оказывают ионы ртути (II), кадмия (II) в концентрации 10 ПДК и тетрахлорметан в концентрации 1 ПДК, а совместное присутствие в воде органического углерода и ионов тяжелых металлов приводит к снижению общей токсичности исследуемой воды.

4. Установлено, что под воздействием летальных концентраций ионов ртути (II) и кадмия (II) изменяется метаболизм РНК, что выражено в образовании низкомолекулярных фрагментов с ОЭП 0,13 - 0,24; 0,40 и 0,85; остановкой синтеза пре-РНК и исчезновением фракции 28б РНК под воздействием кадмия; изменением фракционного состава и соотношения 28з/188 РНК от 2/1 в норме до 4,5/1 под воздействием ртути.

5. Воздействие хлорорганических соединений, провоцирующих развитие свободнорадикальных реакций при детоксикации вызывает образование новых форм фермента с ОЭП 0,20 и 0,45 при полном угнетении форм фермента с ОЭП 0,50 и 0,70 по сравнению с контролем.

6. Загрязненная вода из природных водоемов вызывает изменение активности кислой РНКазы пищеварительной железы моллюска и коррелирует (К2= 0,846 при р<0,05) с содержанием в ней нефтепродуктов, фенолов, тяжелых металлов.

Заключение.

Подводя итоги данного исследования, можно сказать, что процессы адаптации живых организмов к изменяющимся условиям намного сложнее, чем можно себе представить. Все многообразие процессов, протекающих в клетках живых организмов находится в динамическом равновесии друг с другом и окружающей средой, занимая энергетически выгодные состояния лишь с одной основной целью — продлением жизни и размножением организма.

В современных условиях, когда человек давно стал одной из геологических формирующих сил, окружающая среда подвергается жесточайшему прессингу, создаваемому процессами его жизнедеятельности. Особенно остро стоит вопрос загрязнения биосферы несвойственными для нее химическими веществами, имеющими, как правило, токсическое, мутагенное, тератогенное, канцерогенное или комбинированное действие. Для нормирования содержания загрязняющих веществ в различных средах были разработаны системы предельно-допустимых концентраций (ПДК), однако они обладают рядом, существенных недостатков. В частности, в окружающую среду выносится все большее количество индивидуальных химических соединений с каждым годом, в связи с чем постоянно расширяются перечни ПДК. Другой проблемой является пробоподготовка, время и стоимость анализа определения сложных органических соединений, что существенно влияет на спектр определяемых веществ. Кроме того, перечни ПДК не отражают всей полноты картины влияния загрязнителя на животных различных таксономических групп или влияния многокомпонентных смесей. В качестве примера можно привести случай, когда концентрация глутарового альдегида, губительная для рыб и одноклеточных водорослей безвредна для ракообразных (креветок).

Наша работа посвящена исследованию влияния некоторых наиболее широко распространенных загрязнителей техногенного происхождения на метаболизм РНК .и РНКаз пресноводного моллюска Vivipariis viviparus в концентрациях, соответствующих значениям 1 ПДК и 10 ПДК согласно FH 2.1.5.1315-03. В ходе исследований было установленоj что в ответ на воздействие загрязнителя активность фермента.может, в зависимости от продолжительности воздействия, как. падать, так и возрастать, хорошо коррелируя с адаптационным «синдромом Селье». Практически во всех случаях, вне зависимости от загрязнителя, эти изменения носили неспецифичный характер, что,, по всей видимости, свидетельствует о некой общности процессов гомео-стаза и компенсации; токсического воздействия загрязнителя в клетке. Было показано, что при образовании большого количества свободных радикалов в процессе детоксикации . загрязнителя: значительно меняются множественные формы фермента.

В работе было впервые показаны различные механизмы воздействия ионов ртути (II) и кадмия (II) на обмен рибонуклеиновых кислот клетки:: рост РНКазной активности, очень сходной с активностью а-сарцина с гидролизом фракции 18s РНК и необратимое ингибирование белок-синтезирующего аппарата клетки.

На конкретном примере было проиллюстрировано, что высокое содержание в исследуемой воде органического углерода значительно снижает токсический эффект тяжелых металлов, изменяя их степень биодоступности.

Для характеристики токсических изменений метаболизма РНК и РНКаз пресноводного моллюска было проведено^ множество экспериментов без воздействия загрязнителей и установлено, что наибольшая активность фермента наблюдается в кислой области в ткани пищеварительной железы моллюска. Исследованная РНКаза имеет выраженные сезонные пики изменения активности с максимумом летом и минимумом зимой, молекулярную массу в диапазоне 13-16 кДа и три множественные формы.

Впервые приведены данные по эндогенному субстрату кислой РНКазы - препарату тотальной РНК пищеварительной железы моллюска, молекулярные массы основных фракций которой соответствуют массам 28в и 18в РНК печени крысы. В то же время установлено, что тРНК имеет массу, близкую к 4,5Б РНК.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Филков, Павел Владимирович, 2011 год

1. Березкина Г.В., Аракелова Е.С. Жизненные циклы и рост некоторых гребнежаберных моллюсков (Gastropoda: Pectinibranchia) в водоемах европейской части России. // Труды Зоологического института РАН. Том 314. №1.2010. с. 80-92.

2. Водолеев А.С. Субклеточная локализация и свойства рибонуклеаз тутового шелкопряда. Автореферат дис. канд. биол. наук, М., 1977, с. 16.

3. Георгиев «В.И. Быстрый метод получения дезоксирибонуклеиновых кислот в высокополимерном состоянии//Биохимия. 1959. Т. 24. №3. С. 472.

4. Доусон Р., Эллиот Д., Эллиот У., Джонс К. Справочник биохимика. М.: Мир, 1991.544 с.

5. Зиньковский О.Г., Потрохов А.С., Евтушенко Н.Ю. Влияние меди и марганца на нуклеазную активность органов и тканей производителей карпа в репродуктивный период // Гидробиол. журн. 1995. Т. 31. № 4. С. 76-82.

6. Ивахненко, В. И., Мальцев, Г. Ю., Васильев А. В., Гмошинский, И. В. Активность антиоксидантных ферментов при недостаточном содержании в рационе белка и избытке Си, Zn, Мп и Se.// Вопросы питания,2007, Том 76, № 5.

7. Коничев A.C., Водолеев A.C., Севастьянова Г.А., Филиппович Ю.Б. Выделение, очистка и свойства кислой рибонуклеазылизосомальной фракции грены тутового шелкопряда, Биохимия, 1980, т.45, № 5, с. 821-828.

8. Кравченко Ю. В., Мальцев Г. Ю., Васильев А. В., Боряев, Г. И. Онтогенетические аспекты развития окислительного стресса при токсическом воздействии кадмия хлорида. // Микроэлементы в медицине. 2005. Том 6, № 1.

9. И. Лурье Ю.Ю. Справочник по аналитической химии., «Химия», М. 1971. 456 с.

10. Малета Ю.С., Тарасов В.В. Непараметрические методы статистического анализа в биологии и медицине. Изд-во: МГУ, 1982 г. 178 с.

11. Методические указания по установлению эколого-рыбохозяйственных нормативов (ПДК и ОБУВ) загрязняющих веществ для воды водных объектов, имеющих рыбохозяйственное значение / Под. ред. О.Ф. Фи-ленко, С.А. Соколовой. М.: Изд-во ВНИРО. 1998. 145 с.

12. Определитель пресноводных беспозвоночных России. Санкт-Петербург: издание Зоол. Ин-та РАН, том 3, 1996.

13. Остерман JI.A. Хроматография белков и-нуклеиновых кислот. М.: Изд-во «Наука», 1985. 536 с.

14. Остроумов С.А. Система принципов для сохранения биогеоценотиче-ской функции и биоразнообразия фильтраторов // Докл. РАН. 2002 . Т. 383. №5. С.710-713.

15. Подгурская O.B. Механизмы детокеикации тяжелых металлов у моллюсков семейства Mytilidae// Диссертация кандидата биологических наук. Владивосток. 2006. 106 с.

16. Попов А. П. Множественные формы ферментов живородки речной как маркеры токсического загрязнения воды // Диссертация кандидата биологических наук. М. 2002. 171 с.

17. Попов А.П. Множественные формы ферментов живородки речной как маркеры токсического загрязнения воды// Диссертация кандидата биологических наук. М. 2002. 161 с.

18. Предельно допустимые концентрации (ПДК)»химических веществ в воде водных объектов хозяйственно-питьевого и культурно-бытового водопользования (ГН 2.1.5.1315-03). Москва: Минздрав России, 2003.

19. Проскурина И. К. Характеристика комплекса нейтральных рибонуклеаз яиц некоторых насекомых. Дис. канд. биол. наук, М., 1984, с. 153.

20. Филиппович Ю.Б., Егорова Т.А., Севастьянова Г.А. Практикум по общей биохимии. М.: Просвещение. 1982.

21. Хлебович BiB. Акклимация животных организмов. JI. 1981. 136с.

22. Цветков И. JI. Биохимические параметры стресс-редуцирующей реакции гидробионтов при интоксикации // Диссертация на соискание ученой степени доктора биологических наук. М. 2009. 401 с.

23. Цветков И.Л. Кислая фосфатаза гидробионтов как маркерный фермент токсического воздействия на организм // Диссертация кандидата биологических наук. М. 1998. 183 с.

24. Цветков И.Л., Зарубин СЛ., Урванцева Г.А., Коничев А.С., Филиппович Ю.Б. Кислая фосфатаза гидробионтов как фермент-индикатор биохимической адаптации к воздействию токсических веществ // Изв. АН. Сер. биол. 1997. № 5. С. 539-545.

25. Шапот B.C. Нуклеазы. Издательство «Медицина», М:. 1968, 212 с.

26. Abd Allah, А.Т., Thompson, S.N., Borchardt, D.B., Wanas, M.Q.A., 1999. Biomphalaria glabrata: A laboratory model illustrating the potential of pulmonate gastropods as freshwater biomonitors of heavy metal pollutants. Malocologia41, 345-353.

27. Anders M. W., Jakobson J. (1985) Biotransformation1 of halogenated solvents. Scand. J. Work. Environ. Health., 1 l(suppl 1): 23-32.

28. Anderson, R.V., 1977. Contamination of cadmium, copper, lead, and zinc in six species of freshwater clams. Bulletin of Environmental Contamination and Toxicology 18, 492^96.

29. Aravind, L., Koonin, E. V. (2001) A natural classification of ribonucleases. Methods. Enzymol. 341, 3-28.

30. Ardelt W, Shogen K, Darzynkiewicz Z, 2008. Onconase and amphinase, the antitumor ribonucleases from Rana pipiens oocytes. Curr Pharm Biotechnol (2008) 9: 215-25.

31. Ardelt W., Ardelt В., Darzynkiewicz Z. Ribonucleases as potential modalities in anticancer therapy. Eur J Pharmacol. 2009; 625(1-3): 181-189.

32. Asha Devi. Effects of aestivation and rehabilitation on tissue catalase activity of Pila globosa. Proc. Indian natn. Sci. Acad. B49 №6 pp. 610-612 (1983).

33. Avanesyan, A.V. and G.L. Ataev (2004) Hemopoesis of gastropods. Functional morphology, ecology and animal life cycles, N.4, St.-Petersburg, p. 105-111.

34. Berger, B., Dallinger, R., Thomaser, A., 1995a. Quantification of metallothi-onein as a biomarker for cadmium exposure in terrestrial gastropods. Environmental Toxicology and Chemistry 14, 781-791.

35. Bettin, C., Oehlmann, J., Ströhen, E., 1996. TBT-induced imposex in marine neogastropods is mediated by an increasing androgen level. Helgoländer Meeresuntersuchungen 50, 299-317.

36. Binz P.A., Kägi J.H.R., (1999) Metallothioneins: molecular evolution and classification In Klaasen C. D. (ed) Metallothionein IV Birkhäuser Verlag, Basel, pp 7-13.

37. Boening, D.W., 1999. An evaluation of bivalves as biomonitors of heavy metals pollution in marine waters. Environmental Monitoring and Assessment 55, 459^170.

38. Boisson, F., Cotret, O., Fowler, S.W., 1998. Bioaccumulation and retention of lead in the mussel Mytilus galloprovincialis following uptake from seawat'er. The Science of the Total Environment 222, 55-61.

39. Boix, E., Leonidas, D. D., Nikolovski Z., Nogues, M. V., Cuchillo, C. M., Acharya, K. R. (1999a) Crystal'structure of eosinophil cationic protein at 2.4 Ä resolution. Biochemistry, 38, 16794-16801.

40. B0rseth JF, Aunaas T, Einarson S, Nordtug T, Olsen AJ, Zachariassen KE. Pollutant-induced depression of the transmembrane sodium gradient in muscles of mussels. J. Exp. Biol., 1992; 169: 1-18.

41. Bremner I. 1998. Manifest at ions of copper excess. Am. J. Clin. Nutr. 67 (Suppl.): 1069-73 S.

42. Cagen S. Z., Klaassen C. D. 1979. Protection of carbon tetrachloride-induced hepatotoxicity by zinc: role of metallothionein. Toxicol. Appl. Pharmacol. 52:107-16

43. Cajaraville MP, Ortiz-Zarragoitia M. Specificity of the peroxisome proliferation response in mussels exposed to environmental pollutants. Aquat Toxicol. 2006; 78 Suppl 1:S117-23.

44. Campbell P. G. C., Errecalde O., Fortin C., Iliriart-Baer VP., Vigneault B. (2002). Metal bioavailability to phytoplankton applicability of the biotic ligand model. Comp. Biochem. Physiol- C, 133, 189-206:

45. Camusso, M.,Balestrini, R., Muriano, F., Mariani, M., 1994. Use of freshwater mussel Dreissena polymorpha to assess trace metal pollutionf in the lower river Po (Italy): Chemosphere 29, 729-745.

46. Capel I. Di, French M: Ri, MillburmP., et al. 1972. Fate of 14C.-phenol in various species. Xenobiotica. 2:25-34

47. Chatteijee S., Grosshans FL (September 2009). Active turnover modulates mature microRNA activity in Caenorhabditis elegans. Nature 461, (7263): 546-9.

48. Choudhuri S., McKim J. M. Jr., Klaassen C. D. 1992. Role of hepatic lyso-somes in the degradation of metallothionein: ToxicoL Appl. Pharmacol. 115:64.71 ' ;

49. Cobbett C., Goldsbrough P. (2002) Phytochelatins and metallothioneins: roles in heavy metal detoxification and homeostasis. Annu. Rev. Plant Biol. 53: 159-183.

50. Current protocols in protein science. Unit 10. Electrophoresis. Contributed by Sean R. Gallagher. Copyright @ 2000 by John Wiley & Sons, N.Y.

51. Dalton T, Fu K, Palmiter R D, Andrews G K. 1996. Transgenic mice that overexpress metallothionein-I resist dietary zinc deficiency. J. Nutr. 126: 82533

52. Das S., Khangarot B. S. Bioaccumulation of copper and toxic effects on feeding, growth, fecundity and development of pond snail Lymnaea luteola L. J Hazard Mater. 2011; 185 (1): 295-305.

53. David A, Gomez E, Ai't-Ai'ssa S, Bachelot M, Rosain D, Casellas C, Fenet H. Monitoring organic contaminants in small French coastal lagoons: comparison of levels in mussel, passive sampler and sediment. J Environ Monit. 2010 Jul 8; 12(7): 1471-81.

54. David L., Lambert D., Gendron P., Major F. Leadzyme. Methods Enzymol. 2001; 341: 518-40.

55. Davies M.S., Cliffe E.J. (2000). Adsorption of metals in seawater to limpet {Patella vulgata) pedal mucus. Bull. Environ. Contam. Tox., 64, 228-234.

56. Deng D. X., Ono S., Koropatnick J., Cherian M. G. 1998. Metallothionein and apoptosis in the toxic milk mutant mouse. Lab. Invest. 78: 175-83

57. DePalma S. G., Arnold W. R., McGeer J. C., Dixon D. G., Smith D. S. Effects of dissolved organic matter and reduced sulphur on copper bioavailability in coastal marine environments. Ecotoxicol Environ Saf. 2011 Mar; 74 (3): 230-7.

58. Deutscher, M.P. (1988) The metabolic role of RNAses. Trends BiochemSci, 13, 136-139.

59. Deutscher, M.P. (1993) Ribonuclease multiplicity, diversity and complexity. J. Biol. Chem., 268, 13011-13014.

60. Dixit V., Bini E., Drozda Ml, Blum P., Mercury Inactivates Transcription and' the Generalized Transcription Factor TFB in the Archaeon Sulfolobus solfata-ricus. Antimicrob Agents Chemother. 2004 June; 48 (6): 1993-1999.

61. Donis-Keller H., "Phy M: an RNase activity specific for U and'-A residues useful in RNA sequence analysis". Nucleic Acids Res. 1980 July 25; 8 (14): 3133-3142.

62. Dudley R. E., Gammal L. M., Klaassen C. D. 1985. Cadmium-induced hepatic and renal injury in chronically exposed rats: likely role of hepatic cadmi-um-metallothionein in nephrotoxicity. Toxicol. Appl. Pharmacol. 77: 414—26

63. Durnam D. M., Palmiter R. D. 1987. Analysis of the detoxification of heavy metal ions by mouse metallothionein. Experientia 52 (Suppl.): 457-63

64. Elder J.F., Collins J.J. 1991. Freshwater mollusks as indicators of bioavailability and toxicity of metals in surface-water systems. Reviews of Environmental Contamination and Toxicology 122, 36-79.

65. Elia A. C., Dorr A. J. M, Mastrangelo C., Prearo M., Abete M. C. Glutathione and antioxidant enzymes in the hepatopancreas of crayfish Procambarusclarkii (Girard, 1852) of lake Trasimeno (Italy). Bull. Fr. Pêche Piscic. (2006) 380-381 : 1351-1361.

66. Evans R. M., Patierno S. R., Wang D. S., Cantoni O., Costa M. 1983. Growth inhibition and metallothionein induction in cadmium-resistant cells by essential and non-essential metals. Mol. Pharmacol. 24:77-83

67. Feldman S. L., Failla M. L., Cousins R. J. 1978. Degradation of rat liver metallothioneins invitro. Biochim. Biophys. Acta 544:638^46

68. Fillman C., Lykke-Andersen J. RNA decapping inside and outside of processing bodies. Current Opinion in Cell Biology. 2005 Jun; 17 (3): 326-31.

69. Fioroni; P., 1981. Einführung in die Meereszoologie. Wissenschaftliche Buchgesellschaft, Darmstadt.

70. Fowler B. A. (1987). Intracellular compartmentation of metals in aquatic organisms: roles in mechanisms of cell injury. Environ. Health. Perspect., 71, 121-128.

71. Foy C.D., Chaney R.C., White M.C. 1978. The physiology of metal toxicity in plants. Ann. Rev. Plant Physiol. 29: 511-566.

72. Frazäo C., McVey C. E., Amblar M., Barbas A., Vonrhein C., Arraiano C. M., Carrondo M. A. Unravelling the dynamics of RNA degradation by ribo-nuclease II and its RNA-bound complex. Nature 443, 110-114 (7 September 2006).

73. Frazier J.M., 1975. The dynamics of metals in the American oyster, Crassostrea virginica. I. Seasonal effects. Chesapeake Science 16, 162-171.

74. Frazier J.M., 1976. The dynamics of metals in the American oyster, Crassostrea virginica. II. Environmental effects. Chesapeake Science 17, 188-197.

75. Girault L. (1996). Etude au niveau moléculaire des interactions entre les métaux cadmium, mercure inorganique et méthylmercure - et les phospho-lipides membranaires. In: Bordeaux. Université Bordeaux 1, Talence, pp. 213.

76. Goering P. L., Waalkes M. P., Klaassen G. D. 1995. Toxicology of cadmium. See Ref. 204, pp. 189-213

77. Goldberg E.D., 1975. The mussel watch a first step in global marine monitoring. Marine Pollution Bulletin 6, 111.

78. Goldberg E.D., Bowen V.T., Farrington J.W., Harvey G., Martin J.H., Parker P.L., Riseborough R.W., Robertson W., Schneider E., Gamble E. 1978. The mussel watch. Environmental Conservation 5, 101—126.

79. Gotting K.-J., 1996. Mollusca, Weichtiere. In: Westheide, W., Rieger, R. (Eds), Spezielle Zoologie. 1. Teil: Einzeller und Wirbellose' Tiere. Gustav Fischer Verlag,- Stuttgart, Jena, New York, pp. 276-330.

80. Groseil M., Nielsen C., Bianchini A. (2002). Sodium turnover rate determines sensitivity to acute copper and silver exposure in freshwater animals. Comp. Biochem. Physiol. C, 133, 287-303.

81. Grudnik P., Bange G., Sinning I. (August 2009). "Protein targeting by the signal recognition particle". Biological Chemistry 390 (8): 775-82

82. Gruner H.-E. (Ed.) 1993. Lehrbuch der Speziellen Zoologie.' Vol. 1: Wirbellose Tiere. Part 3: Mollusca, Sipunculida, Echgiurida, Annelida, Onychopho-ra, Tardigrada, Pentastomida, 5th edn. Gustav Fischer Verlag, Jena; Stuttgart, New York.

83. Gruner H.-E., Hannemann H.-J., Hartwich G., Kilias R. 1993. UraniaTierreich. Wirbellose Tiere. Urania-Verlag, Leipzig, Jena, Berlin.

84. Guerrier-Takada C., Gardiner K., Marsh T., Pace N., Altman S. (1983). "The RNA moiety of ribonuclease P is the catalytic subunit of the enzyme". Cell 35 (3 Pt 2): 849-57.

85. Hameed P.S., Shaheed K., Iyengar M.A.R. 1996. 228Radium in the Kaveri river ecosystem. Current Science 70, 1076-1080:

86. Hand S. C., Hardewig I. (1996). Downregulation of cellular metabolism during environmental stress: mechanisms and implications. Annu. Rev. Physiol. 58, 539 -563.

87. Harder J., Schroder, J. M. (2002) RNase 7, a novel innate immune defense antimicrobial protein of healthy human skin. J. Biol. Chem., 277, 4677946784.

88. Harris R. N., Anders M. W. (1980) Effect of fasting, diethyl maleate, and alcohols on- carbon tetrachloride-induced hepatotoxicity. Toxicol. Appl. Pharmacol., 56: 191-198.

89. Hauser M. J.1 B., Olsen L. F. (1996) Mixed-mode oscillations and homoclinic chaos in an enzyme reaction. J.Chem. Soc., Faraday Trans. 92, 2857-2863.

90. Heller J. 1990: Longevity in molluscs. Malacologia 31, 259-295.

91. Hemelraad Ji, Holwerda D. A., Herwig H. J., Zandee D. I. (1990) Effects of cadmium in fresh water clams. III. Interaction with-energy metabolism in An-odonta cygnea. Archives of Environmental Contamination and Toxicology, 19, pp. 699-703.

92. Hines A., Staff F J., Widdows J., Compton R., Falciani F., Viant M.R. Discovery of Metabolic Signatures for Predicting Whole Organism Toxicology. Toxicological sciences. 115(2), 369-378 (2010).

93. Hoffmann M. J., Ji S., Hedli C. C., et al. 1999. Metabolism of 14C. phenol in isolated perfused mouse liver. Toxicol Sci 49:40-47.

94. Huanxin W., Lejun Z., Presley (2000). Bioaccumulation of heavy metals in oyster (Crassostrea virginica) tissue and shell. Environ. Geol., 39, 1216-1226.

95. Hulbert A., Else P., Manolis S., Brand M. (2002). Proton leak in hepatocytes and liver mitochondria from archosaurs (crocodiles) and allometric relationships for ectotherms. J. Comp. Physiol. B 172, 387 -397.

96. HungT. C., Meng P. J., Han B. C., Chuang A., Huang C. C. 2001. Trace metals in different species of Mollusca, water and sediments from Taiwan coastal area. Chemosphere 44, 833-841.

97. Ireland D. D. C., Stohlman S. A., Hinton D.' R., Kapil P., Silverman R.H. (2009) RNase L Mediated Protection from Virus Induced Demyelination. PLoS Pathog 5(10)

98. Ishii et al.; Nureki, O; Yokoyama, S (2003). "Crystal-* structure of the tRNA processing enzyme RNase PH from Aquifex aeolicus". J Biol Chem. 278 (34): 32397-404:

99. Iszard M.B., Liu J., Klaassen C.D. // Effect of several metallothionein inducers on oxidative stress defense mechanisms in rats// Toxicology — V. 104, № 1&3 P. 25&33 - 1995.

100. Jacob C, Maret W, Vallee B L. 1998. Control of zinc transfer between thi-onein, metallothionein, and zinc proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 95: 3489-94

101. Jaenicke E., Biichler K., Markl J., Decker H., Barends T. R. Cupredoxin-like domains in haemocyanins. Biochem J. 2010 Feb 24; 426 (3): 373-8.

102. James M.O. Conjugation reactions in drug biotransformation. Drug Metab. Disp. 1982,10,516-522.

103. James M.O. In "Conjugation reactions in drug biotransformation", Aitio, A., Ed.; Elsevier: North Holland, 1978; pp. 121-129.

104. Jarrous N., Reiner R. (2007). "Human RNase P: a tRNA-processing enzyme and transcription factor". Nucleic Acids Res. 35 (11): 3519-24

105. Jennings J. C., Olson B. H., Roga V., Junek A. J., Schuurmans D. M. Alpha sarcin, a new antitumor agent. II. Fermentation and antitumor spectrum. Appl Microbiol. 1965 May; 13: 322-6.

106. Jiang L. J., Maret W., Vallee B. L. 1998. The glutathione redox couple modulates zinc transfer from metallothionein to zinc-depleted sorbitoldehydrogen-ase. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 95:3483-88

107. Johnson R. J., McCoy J. G., Bingman C. A., Phillips G. N. Jr., Raines R. T. Inhibition of Human Pancreatic Ribonuclease by the Human Ribonuclease Inhibitor Protein. J. Mol. Biol. (2007) 368, 434-449.

108. Jungbluth, J.H., von Knorre, D., 1995. Rote Liste der Binnenmollusken Schnecken (Gastropoda) und Muscheln (Bivalvia). in Deutschland. Mitteilungen der Deutschen Malakozoologischen Gesellschaft 56/57,1-17.

109. Kagi J. H. R. 1993. Evolution, structure and chemical activity of class I metal-lothioneins: An overview. In Metallothionein III: Biological Roles and Medical Implications, ed. K T Suzuki, N Imura, M; Kimura, pp. 29-56. Berlin: Birkhausen

110. Kagi J. H. R., Vallee B. L. 1960. Metallothionein, a cadmium and zinc-containing protein from equinerenal cortex. J. Biol. Chem. 235: 3460-65

111. Karlinsey J., Stamatoyannopoulos G., Enver T. //Anal. Biochem. 1989.Vol. 180(2). P. 303-306.

112. Kartha, G., Bello, J., Harker, D. (1967). Tertiary Structure of Ribonuclease. Boston: Nature.

113. Kenyon E. M., Seeley M. E., Janszen D., et al. 1995. Dose-, route-, and sex-dependent urinary excretion of phenol metabolites in B6C3F1 mice. J Toxicol Environ Health 44: 219-233

114. King J., Laemmli, U.K., J. Mol. Biol., 62, pp. 465-473, 1971.

115. Kirby K.S. Isolation and characterization of ribosomal ribonucleic ac-id//Biochem. J. 1965. vol. 96. P.266.

116. Klaassen C. D., (1996) Heavy metals and heavy-metal antagonists. In Goodman & Gilman's The Pharmacological Basis of Therapeutics, ed. J. G. Hard-man, L. E. Limbird, P. B. Molinoff, R. W. Ruddon, A. G. Gilman, pp. 164972. NewYork: McGraw-Hill.

117. Klaassen C. D., Choudhuri S., McKim J. M. Jr., Lehman-McKeeman L. D., Kershaw W. C. 1994. Invitro and invivo studies on the degradation of metal-lothionein. Environ. Health Perspect. 102 (Suppl.3): 141-46

118. Klaassen C. D., Liu J., and Choudhuri S. 1999. METALLOTHIONEIN: An Intracellular Protein to Protect Against Cadmium Toxicity. Annual Review of Pharmacology and Toxicology Vol. 39: 267-294.

119. Kobe B., Deisenhofer J. (1993). "Crystal structure of porcine ribonuclease inhibitor, a protein with leucine-rich repeats". Nature 366 (6457): 751-6.

120. Kojima Y., Hunziker P. E. 1991. Aminoacid'analysis of metallothionein. Methods Enzymol. 205: 419-21

121. Kurosawa S., Shimabuku A. M., Ishizawa H., Sen K. (1990) . "Oligonucleo-tidase activity of phosphodiesterase from the fruit body of Flammulina ve-lutipes". Agric. Biol. Chem. 54 (3): 587-92.

122. Kuwano M., Kwan C. N., Apirion D., Schlessinger D. Ribonuclease v of Escherichia Coli, I. Dependence on ribosomes and translocation. PNAS October 1, 1969 vol. 64 no. 2 693-700.

123. Laemli,U.K. Cleavage of Structural Proteins during the Assembly of the Head of Bacteriophage T4. Nature 227, 680 685 (15 August 1970).

124. Lee R.F. 1985. Metabolism of tributyltin oxide by crabs, oysters and fish. Marine Environmental Research 17, 145-148.

125. Lehman L. Dl, Klaassen C. D. 1986. Dosage-dependent disposition of cadmium administered orally to rats. Toxicol. Appl. Pharmacol. 84:159-67

126. Lehner B., Sanderson C. M. (2004). "A protein interaction framework for human mRNA degradation.". Genome Res. 14 (7): 1315-23.

127. Li Z., Deutscher M. P. "The tRNA processing enzyme RNase T is essential for maturation of 5S RNA" PNAS 1995 92 (15) 6883-6886

128. Liu J., Liu Y. P., Habeebu S. S. M., Klaassen C. D. 1998 Metallothionein-null mice are more susceptible than control mice to the hematotoxic effects from chronic cadmium chloride exposure. Toxicol. Sci. 42 (Suppl.): 1605 (Abstr.).

129. Lowry O.H., Rosebrought N.J., Farr A.L., Randal R.L. Protein measurement with the Folin Phenol Reagent // J. Biol. Chem. 1951. V. 193. № 2. P. 265275.

130. Lundblad E. W., Altman S. Inhibition of gene expression by RNase P. N Bio-technol. 2010 Jul 31; 27 (3): 212-21.

131. Margoshes M., Vallee B. L. 1957. A cadmium protein from equine kidney cortex. J. Am. Chem. Soc. 79: 1813-14.

132. Martin D. J., Rainbow P.S. (1998a). The kinetics of zinc and cadmium in the haemolymph of the shore crab Carcinus maenas (L.). Aquat. Toxicol., 40, 203-231.

133. Martin D.J., Rainbow P.S. (1998b). Haemocyanin and the binding of cadmium and zinc in the haemolymph of the shore crab Carcinus maenas (L.). Sci. Total Environ., 214,133-152.

134. Masters B.A., Kelly E.J., Quaife C.J., Brinster R.L. et Palmiter R.D. (1994). Targeted disruption of metallothionein I and II genes increases sensitivity to cadmium. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 91, 584-588.

135. McArthur A. G. Molecular investigation of the evolutionary origins of hydrothermal vent gastropods. //Thesis, University of Victoria, Canada. (1996).

136. McGregor D., Lang M. (1996) Carbon tetrachloride: genetic effects and other modes of action. Mutat. Res, 366: 181-195.

137. McVeigh A., Moore M., Allen J. I., Dyke P. Lysosomal responses to nutritional and contaminant stress in mussel hepatopancreatic digestive cells: a modelling study. Mar Environ Res. 2006 Jul; 62 Suppl: p 433-8.

138. Michalowicz J., Duda W. Phenols Sources and Toxicity. Polish J. of Environ. Stud. Vol. 16, No. 3 (2007), 347-362.

139. Min K. S., Terano Y., Onosaka S., Tanaka K. 1992. Induction of metallothionein synthesis by menadione or carbon tetrachloride is independent of free radical production. Toxicol. Appl. Pharmacol. 113: 74-79

140. Mishra N.C. "Molecular biology of nucleases" CRC Press, Boca Raton, FL, 1995.

141. Morales K. A., Lasagna M., Gribenko A. V., Yoon Y., Reinhart G. D., Lee J.j

142. C., Cho W., Li P., Igumenova T. I. Pb" as modulator of protein-membrane interactions. J Am Chem Soc. 2011

143. Morcillo M. A., Santamaría J. 1996. Mercury distribution and renal metal-lothionein induction after subchronic oral exposure in rats. Biometals 9: 21320

144. Morrow J. R. Artificial ribonucleases. Adv Inorg Biochem. 1994; 9: 41-74.

145. Neal A. P., Guilarte T. R. Molecular neurobiology of lead (Pb(2+)): effects on synaptic function. Mol Neurobiol. 2010 Dec; 42 (3): 151-60.

146. Nenci A., Gotte G., Bertoldi M., Libonati M. Structural properties of trimers and tetramers of ribonuclease A. Protein Sci. 2001 Oct;10 (10): 2017-27.

147. Nguyen L. K., Kulasiri D. On the functional diversity of dynamical behaviour in genetic and metabolic feedback systems. BMC Systems Biology 2009, 3:51.

148. Obirikorang K. A., Amisah S., Adjei-Boateng D., Madkour H. A., Otchere F. , A. Mercury accumulation in the clam, Galatea paradoxa (Born 1778) at the Volta estuary, Ghana. Bull Environ Contam Toxicol. 2010 Nov; 85 (5): 497501.

149. Olsen L. F., Hauser M. J. B., Kummer U. (2003), Mechanism of protection of peroxidase activity by oscillatory dynamics. European Journal of Biochemistry, 270: 2796-2804.

150. Pace C. N., Heinemann U., Hahn U., Saenger W. (1991). "Ribonuclease Tl: Structure, Function, and Stability". Angewandte Cheni, International Edition 30: 343-360

151. Papageorgiou A. C., Shapiro R. and Acharya K. R. Molecular recognition of human angiogenin by placental ribonuclease inhibitor—an X-ray crystallographic study at 2.0 A resolution. EMBO J. 1997 September 1; 16 (17): 5162-5177.

152. Phillips D. J. H. 1977. The use of biological indicator organisms to monitor trace metal pollution in marine and estuarine environments a review. Environmental Pollution 13, 281-317.

153. Pouckova P., Soucek J., Jelinek J., Zadinova M., Hlouskova D., Polivkova J., Navratil L., Cinatl J., Matousek J. Antitumor action of bovine seminal, ribo-nuclease. Cytostatic effect on human melanoma and mouse seminoma. Neoplasms 1998; 45(1): 30-4.

154. Protein purification handbook.// http://www.gelifesciences.com/

155. Purchon R. D. 1968. The Biology of the Mollusca. Pergamon Press, Oxford.

156. Rainbow P. S., Phillips D. J. H. 1993. Cosmopolitan biomonitors of trace metals. Marine Pollution Bulletin 26, 593-601.

157. Raines R. T. (1998). "Ribonuclease A". Chem. Rev. 98 (3): 1045-66.

158. Rao G., Kumar N. V. N. (1982). The tannery industrial effluent effect on succinate dehydrogenase activity pattern in a freshwater snail, Pila Globosa. Proc Indian Acad. Sci. (Anim. Sci.), Vol. 91, Number 5, September 1982, pp. 427431.

159. Razzel W., Khorama H. Studies on polynucleotides. X. Enzyme degradation. Some properties and mode of action of spleen phosphodiesterase //J. Biol. Chem. 1961. V. 236. №4. P. 1144-1149

160. Regoli F., Orlando E. 1999. Accumulation, and subcellular distribution of metals (Cu, Fe, Mn, Pb and Zn) in the Mediterranean mussel Mytilus gallo-provincialis during a field transplant experiment. Marine Pollution Bulletin 28, 592-600.

161. Renaud C. B., Kaiser K. L. E., Comba M. E., Metcalfe-Smith^. L. 1995. Comparison between lamprey ammocoetes and bivalve mollusks as biomonitors of organochlorine contaminants. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences 52, 376-282.

162. Ribera Di, Narbonne J. F., Michel X., Livingstone D. R., O'Hara S. Responses of antioxidants and lipid peroxidation in mussels to oxidative damage exposure. Comp Biochem Physiol C. 1991; 100 (1-2): 177-81

163. Roiz L., Smirnoff P., et al., "ACTIBIND, an actin-binding fungal T2-RNase with antiangiogenic and anticarcinogenic characteristics", Cancer 15 May 2006; 106 (10): 2295-308.

164. Rosenberg H. F., Dyer K. D. (1995a) Human ribonuclease 4 (RNase 4): coding sequence, chromosomal localization and identification of two distinct transcripts in-human somatic tissues. Nucl. Acid. Res.23, 4290-4295.

165. Rosenberg H. F., Dyer K. D. (1995b) Eosinophil cationic protein and eosino-phil-derived neurotoxin. Evolution of novel function in a primate ribonuclease gene family. J. Biol. Chem. 270, 21539-21544.

166. Rosenberg H. F., Dyer K. D. (1996) Molecular cloning and characterization of a novel human ribonuclease (RNase K6): increasing diversity in the enlarging ribonuclease gene family. Nucleic. Acid. Res. 24, 3507-3513.

167. Rosenberg H. F., Tiffany H. L. (1994) Characterization of the eosinophil granule proteins recognized by the activation-specific antibody EG2. J. Leu-koc. Biol. 56, 502-506.

168. Rushizky G. W., Sober H. A. (1963) " Studies on the Specificity of Ribonuclease T2". J. Biol. Chem. 1963 238: 371-376

169. Saavedra Y., Gonzalez A., Blanco J. Anatomical distribution of heavy metals in the scallop Pecten maximus. Food Addit Contam Part A Chem Anal Control Expo Risk Assess. 2008 Nov; 25 (11): 1339-44.

170. Salánki J., Farkas A., Kamardina T., Rózsa K. S. Molluscs in biological monitoring of water quality. Toxicol Lett. 2003 Apr 11; 140-141:403-10.

171. Salehzada T., Cambier L., Vu Thi N., Manchón L., Regnier L., et al. (2009) Endoribonuclease L (RNase L) Regulates the Myogenic and Adipogenic Potential of Myogenic Cells. PLoS ONE 4 (10)

172. Sarkar D., Fisher P. B. (2006). "Human polynucleotide phosphorylase (hPNPase old-35): an RNA degradation enzyme with pleiotrophic biological effects". Cell Cycle 5 (10): 1080-4.

173. Saxena S. K., Rybak S. M., Davey R.T., et al. (1992). «Angiogenin is a,cytotoxic, tRNA-specific ribonuclease in the RNase A superfamily.». J. Biol. Chem. 267 (30): 21982-6.

174. Scheraga H. A., Wedemeyer W. J., Welker E. (2001). "Bovine pancreatic ribonuclease A: oxidative and conformational folding studies". Meth. Enzymol. 341: 189-221.

175. Schilders G., van Dijk E., Raijmakers R., Pruijn G. J. (2006). "Cell and molecular biology of the exosome: how to make or break an RNA". Int. Rev. Cy-tol. 251: 159-208.

176. Selye H. (1946) The general adaptation syndrome and the diseases of adaptation. J. Clin. Endocrinol. Metab. 6, 117-230.

177. Selye H. (1976) Forty years of stress research: principal remaining problems and misconceptions. Can. Med. Assoc. J. 115, 53-56.

178. Seymour F.K., Henry J.A. Assessment and management of acute poisoning by petroleum products. Hum Exp Toxicol. Nov 2001; 20 (11): 551-62.

179. Shapiro R. (2001). "Cytoplasmic ribonuclease inhibitor". Meth. Enzymol. 341:611-28.

180. Shapiro R., Vallee B. L. (1990). «Site-directed mutagenesis of histidine-13 and histidine-114 of human angiogenin. Alanine derivatives inhibit angiogen-in-induced angiogenesis». Biochemistry 28 (18): 7401-8.

181. Shaw B. P., Panigrahi A. K. (1990). Brain AChE activity studies in fish species collected from a mercury contaminated estuary. Water Air soil Pollut., 53: 327-334.

182. Shi D., Wang W.X. (2004). Understanding the differences in Cd and Zn bioaccumulation and subcellular storage among different populations of marine clams. Environ. Sci. Technol., 38, 449-456.

183. Shunji Y., Yoshitaka K., Fuminori K., Masanari K. and Norifusa M. Noncyto-toxic ribonuclease, RNase Tl, induces tumor cell death via hemagglutinating virus of Japan envelope vector. Eur. J. Biochem. 271, 3567-3572 (2004).

184. Sierakowska H., Shugar D. (1977) Mammalian nucleolytic enzymes. Proc. Nucleic. Acid. Res. Mol. Biol., 20, 59-130.

185. Sivaramakrishna B., Radhakrishnaiah K., 2000. Mercury induced alterations in the energetics of hepatopancreas of two freshwater molluscs, Pila globosa and Lamellidens marginalis. Trace Metals in the Environment, Volume 4, 2000, Pages 389-409

186. Skulachev V. P., Ghistyakov V. V., Jasaitis A. A., Smirnova E. G. (1967). Inhibition of the respiratory chain by zinc ions. Biochem. Biophys. Res. Commun. 26, 1-6.

187. Smirnoff P., Roiz L., Angelkovitch B., Schwartz B., Shoseyov O. A recombinant human RNASET2 glycoprotein, with antitumorigenic and antiangio-genic characteristics: expression, purification, and characterization. Cancer. 2006 Dec 15; 107 (12): 2760-9.

188. Stephenson G. F., Chan H. M., Cherian M. G. 1994. Copper-metallothionein from the toxic milk mutant mouse enhances lipid peroxidation initiated by an organic hydroperoxide. Toxicol. Appl. Pharmacol. 125: 90-96

189. Strategies for protein purification handbook. // http://www.gelifesciences.com/r

190. Sturm C. F., Pearce T. A., Valdes A. The mollusks: a guide to their study, collection, and preservation. Universal-Publishers, 2006 445 p.

191. Suntres Z. E., Lui E. M. 1990. Biochemical mechanism of metallothionein and carbon tetrachloride interaction in vitro. Biochem. Pharmacol. 39: 833-40

192. Suzuki K. T., Rui M., Ueda J., Ozawa T. 1996. Production of hydroxylradi-cals by copper-containing metallothionein: roles as prooxidant. Toxicol. Appl. Pharmacol. 141: 231-37

193. Uchida T., ArimaT., Egami F. Specificity of RNase U2. J Biochem (1970) 67 (1): 91-102.

194. Uno K., Nicholls S. J. (June 2010). «Biomarkers of inflammation and oxidative stress in atherosclerosis». Biomark Med 4 (3): 361-73.

195. Viarengo A. (1989). Heavy metals-in marine invertebrates: mechanisms of regulation and toxicity at the cellular level. Aquat. Toxicol., 1, 295-317.

196. Viarengo, A., Burlando, B., Dondero, F., Marro, A., Fabbri, R. 1999. Metallothionein as a tool in biomonitoring programmes. Biomarkers 4, 455—466.

197. Wallace W. G., Lee B.-G., Luoma S.N. (2003). Subcellular compartmentali-zation of Cd and Zn in two bivalves. I. Significance of metal-sensitive fractions (MSF) and biologically detoxified metal (BDM). Mar. Ecol. Progr. Ser., 249, 183-197.

198. West S., Gromak N., Proudfoot N. J. (November 2004). "Human 5' ~> 3' ex-onuclease Xrn2 promotes transcription termination at co-transcriptional cleavage sites". Nature 432 (7016): 522-5.

199. Whalen KE, Starczak VR, Nelson DR, Goldstone JV, Hahn ME. Cytochrome P450 diversity and induction by gorgonian allelochemicals in the marine gastropod^ Cyphoma gibbosum. BMC Ecol. 2010 Dec 1; 10: 24.

200. Wheldrake J. F., Baudinette R. V., Hewitt S. 1978. The metabolism of phenol in desert rodent Notomys alexis. Comp-Biochem Physiol 61C: 103-107.

201. WHO. Concise International Chemical Assessment Document 58. CHLOROFORM. World Health Organization, Geneva, 2004.

202. WHO. Concise International Chemical Assessment Document 68. TETRA-CHLOROETHENE. World Health Organization, Geneva, 2006.

203. WHO. Environmental Health Criteria 208. CARBON TETRACHLORIDE. World Health Organization, Geneva, 1999.

204. Wu J., Danielsson A., Zern M. A. Toxicity of hepatotoxins: new insights into mechanisms and therapy. Expert Opimlnvestig Drugs. 1999 May; 8(5): 585607.

205. Ye В., Maret W. and Vallee B. L. (2001). Zinc metallothionein imported into liver mitochondria modulates respiration. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 98, 2317-2322.

206. Yehudai-Resheff S., Hirsh M., Schuster G. (2001). "Polynucleotide Phosphorylase functions as both an exonuclease and a poly(A) polymerase in spinach chloroplasts". Mol. Cell. Biol. 21 (16): 5408-16.

207. Yehudai-Resheff S., Zimmer S. L., Komine Y., Stern D. B. (2007). "Integration of chloroplast nucleic acid metabolism into the phosphate deprivation response in Chlamydomonas reinhardtii". Plant Cell 19 (3): 1023-38.

208. Zhang J., Dyer K. D., Rosenberg H. F. (2002) RNase 8, a novel RNase A su-perfamily ribonucleases expressed uniquely in placenta. Nucleic. Acid. Res., 30, 1169-1175.

209. Zhang M., Yu L., Xin Y., Hu P., Fu Q., Yu C., Zhao S. (July 1999). "Cloning and mapping of the XRN2 gene to human chromosome 20pll.l-pll.2". Genomics 59 (2): 252-4.