Кэтчин гладких мышц двустворчатых моллюсков Mizuhopecten yessoensis и Crassostrea gigas. Выделение и физико-химические свойства тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.25, кандидат биологических наук Мороз, Евгений Сергеевич

• Мороз, Евгений Сергеевич
• кандидат биологических наук
• 2002

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Мороз, Евгений Сергеевич

Введение

Содержание

Глава 1. Обзор литературы

1.1. Особенности организации сократительного аппарата гладких мышц

1.1.1. Организация толстых филаментов гладких мышц

1.1.2. Регуляторные механизмы гладких мышц беспозвоночных

1.2. Регуляторные системы гладких мышц позвоночных

1.2.1. Миозиновый тип регуляции

1.2.2. Актиновый тип регуляции

Глава 2. Материалы и методы исследований

2.1. Объекты исследований

2.2. Выделение парамиозина из поперечно-полосатой мышцы МлгиЬорейеп уевзоетшз

2.3. Выделение кальдесмона из мускульного желудка цыпленка

2.4. Получение Р-актина мышц кролика

2.5. Биохимические методы

2.5.1. Определение относительного содержания белковых компонентов в геле экстракцией красителя формамидом

2.5.2. Определение свободных аминогрупп в белковых препаратах

2.5.3. Анализ белковых препаратов с помощью гель-электрофореза в присутствии додецилсульфата натрия

2.5.4. Анализ белковых препаратов методом двумерного электрофореза в полиакриламидном геле

2.5.5. Определение содержания белка микробиуретовым методом

2.6. Разработка метода выделения кэтчина

2.7. Экстракция кэтчина и тропомиозина при разных значениях рН

2.8. Солюбилизация кэтчина при разных значениях ионной силы

2.9. Определение электрофоретической подвижности белков и относительной молекулярной массы кэтчина

2.10. Исследование кэтчина в условиях ограниченного протеолиза трипсином

2.11. Исследование связывания кэтчина с Б-актином

Глава 3. Результаты исследования. Физико-химические свойства кэтчина из гладких мышц МггиЫэре^еп уеззоег^Б и Сгаззоэвгеа gigas

3.1. Термостабильный белок гладкомышечных клеток морских двустворок. Является ли он кальдесмон-подобным?

3.2. Содержание кэтчина в мышечной ткани

3.3. Влияние рН и ионной силы на экстрагируемость кэтчина

3.4. Определение молекулярной массы кэтчина

3.4. Связывание кэтчина с актином

3.5. Частичное протеолитическое расщепление кэтчина трипсином

Глава 4. Кэтчин - новый белок гладких мышц аддуктора двустворчатых моллюсков

4.1. Локализация кэтчина и его относительное содержание в мышце

4.2. Предполагаемая доменная структура кэтчина

4.3. Сравнение свойств кэтчина, парамиозина и кальдесмона

Выводы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Кэтчин гладких мышц двустворчатых моллюсков Mizuhopecten yessoensis и Crassostrea gigas. Выделение и физико-химические свойства»

Актуальность работы. Одной из важных проблем современной клеточной биологии и биохимии является изучение механизмов регуляции сокращения мышечных клеток (Adelstein, Sellers, 1996; Horowitz et al., 1996). У беспозвоночных животных встречаются как поперечнополосатые, так и гладкие мышцы (Paniagua et al., 1996). Классическим и наиболее удобным объектом для изучения этих типов мышц является аддуктор двустворчатых моллюсков. Функциональная дифференциация мышечных клеток накладывает отпечаток как на структуру сократительного аппарата, так и на механизмы регуляции двигательной активности (Barrai, Epstein, 1999). В связи с этим возникает необходимость изучения сократительной активности мышц живого организма с позиций биохимии и клеточной биологии (Walsh, 1991; Naganuma et al., 1994; Плотников, 2001). При этом механизмы регуляции сокращения рассматриваемых типов мышц определяются прежде всего белковым составом клеток (Bennett, Elliott, 1989; Barrai, Epstein, 1999).

Наибольший интерес для исследователей представляют регуляторные механизмы сокращения гладких мышц, так как наряду с обыкновенными физиологическими состояниями: сокращением и расслаблением, для них характерно состояние запирательного тонуса. Это состояние у позвоночных животных носит название "latch" (Rembold, 1991), а у беспозвоночных - "catch" (Takahashi, Morita, 1989). В гладких мышцах моллюсков "catch"- состояние является веками выработанным защитным механизмом при возникновении опасности (Pavlov, 1885; Uexkill, 1912; Ruegg, 1961). Мышца может длительное время находиться в напряженном состоянии, потребляя энергию АТФ на уровне расслабленного состояния (Johnson, Twarog, 1960; Adams et al., 1990).

Среди многообразных белковых компонентов мышечных клеток главными являются миозин и актин, непосредственно ответственные за движение толстых и тонких нитей друг относительно друга и развитие напряжения (Huxley, 1957; Kalabokis, Szentgyorgyi, 1997; Csizmadia et al., 1999). Другие белки выполняют либо структурную (парамиозин, актинины и др.) (Cohen, Parry, 1998; Khaitlina et al., 1999), либо регуляторную (тропомиозин, тропонины и др.) функции (Ruegg, 1961; Takahashi, Hattoni, 1989). Качественный и количественный состав последних во многом определяет особенности функционирования различных типов мышц (Siegman et al., 1998; Csizmadia et al., 1999; Yamada et al., 2001).

В мышечных клетках позвоночных в формировании "latch" состояния ключевую роль играет регуляторный белок - кальдесмон (Hemric et al., 1993).

Иммунохимические детерминанты этого белка выявлены также в фазных и тонических мышцах двустворчатых моллюсков (Bartegi et al., 1989; Bennett, Marston, 1990). Полагают, что кальдесмон или кальдесмон-подобный белок присутствует в гладких мышцах моллюсков и, возможно, участвует в поддержании запирательного состояния (Scizmadia et al., 1994). Этот факт позволил инициировать поиск этого белка в гладких мышцах двустворчатых моллюсков, что и привело к обнаружению нами и другими исследователями нового термостабильного белка - кэтчина (Кумейко и др., 1999; Yamada et al., 2000), именуемого другими авторами миородом (Sheludko et al, 1998).

В связи с необходимостью дальнейшего и более детального изучения нового белка в данной работе нами была поставлена цель - выделить кэтчин из гладких мышц двустворчатых моллюсков Mizuhopecten yessoensis и Crassostrea gigas и определить его физико-химические свойства.

При этом необходимо было решить следующие задачи :

1. Разработать метод выделения кэтчина из гладких мышц двустворчатых моллюсков.

2. Исследовать локализацию кэтчина в различных частях аддукторных мышц Mizuhopecten yessoensis и Crassostrea gigas.

3. Исследовать влияние рН и ионной силы на экстрагируемость кэтчина.

4. Определить электрофоретическую подвижность кэтчина в полиакриламидном геле в присутствии додецилсульфата натрия и по электрофоретической подвижности в геле определить молекулярную массу белка.

5. Исследовать связывание кэтчина с F-актиновыми филаментами в условиях высокой и низкой ионной силы раствора.

6. Выявить особенности молекулярной организации кэтчина методом частичного протеолитического расщепления трипсином.

7. Провести сравнительный анализ свойств кэтчина гладких мышц Mizuhopecten yessoensis и Crassostrea gigas, парамиозина фазных мышц Mizuhopecten yessoensis и кальдесмона мускульного желудка цыпленка.

Научная новизна и теоретическое значение. Разработана эффективная процедура выделения и очистки кэтчина из гладких мышц беспозвоночных животных. Исследовано относительное содержание этого белка в мышечных тканях и во фракции сократительных белков Mizuhopecten yessoensis и Crassostrea gigas. Показано, что исследуемый белок отсутствует в поперечно-полосатых мышцах и присутствует в гладких мышцах беспозвоночных, а такие мышцы, в свою очередь, способны к поддержанию тонического состояния - "catch".

Впервые проведено частичное протеолитическое расщепление кэтчина трипсином и получена картина кинетики образования фрагментов. По полученным данным кинетики фрагментообразования предложена схема доменной организации молекулы кэтчина.

Исследованы такие физико-химические свойства белка как влияние ионной силы и рН буферной системы на экстракцию белка из мышечной ткани. Определены: молекулярная масса кэтчина по подвижности в полиакриламидном геле при электрофорезе в присутствии додецилсульфата натрия и количество свободных аминогрупп в белке. Установлено, что очищенный белок при гель-электрофорезе в присутствии додецилсульфата натрия мигрирует в виде пары полос, нижняя из которых представляет продукт воздействия эндогенных протеаз. Исследовано взаимодействие кэтчина с актином. Проведен сравнительный анализ свойств этого белка с парамиозином беспозвоночных и кальдесмоном позвоночных животных.

Сопоставление физико-химических особенностей кэтчина со свойствами основных сократительных белков мышц беспозвоночных, свидетельствует о том, что это индивидуальный белок сократительного аппарата гладкомышечных клеток.

Практическое значение работы. Данная работа является частью фундаментальных исследований, посвященных выяснению молекулярных механизмов регуляции запирательного тонуса - "catch". Совокупность полученных в работе данных дает представление об особенностях и физико-химических свойствах исследуемого белка и может быть использована для дальнейших исследований по физиологии гладких мышц беспозвоночных животных.

Материалы работы используются для проведения большого практикума на кафедре Биохимии и биотехнологии при Академии экологии, морской биологии и биотехнологии ДВГУ.

Основные положения, выносимые на защиту.

В гладких мышцах двустворчатых моллюсков Mizuhopecten yessoensis и Crassostrea gigas присутствует новый термостабильный функциональный белок, отличный по физико-химическим свойствам и структурной организации от кальдесмона и парамиозина мышечных клеток.

Данный белок не взаимодействует с актиновыми филаментами.

Содержание кэтчина в составе сократительных элементов мышц коррелирует со способностью мышцы к проявлению функционального состояния гладкомышечного тонуса.

Апробация работы. Материалы диссертации доложены на ежегодных научных конференциях ИБМ ДВО РАН (1996, 1998), на международном Европейском мышечном конгрессе (Лунд, Швеция, 1998)

Публикации. По теме диссертации опубликованы 4 работы.

Структура и объем диссертации. Работа состоит из введения, 4-х глав, выводов и списка литературы. Список литературы включает 152 источника, в том числе 140 иностранных. Диссертация изложена на 110 страницах и включает 6 таблиц, 21 рисунок (графики, схемы, фотографии).

Заключение диссертации по теме «Гистология, цитология, клеточная биология», Мороз, Евгений Сергеевич

Выводы

1. Разработана эффективная процедура выделения нового термостабильного белка - кэтчина из гладких мышц двустворчатых моллюсков М1-гикореМеп уеззоетгя и Огто^геа gigas. Выход чистого белка составляет более 600 мг на 100 г массы мышцы.

2. Исследованы физико-химические свойства кэтчина. Показано, что белок хорошо экстрагируется после термообработки раствором высокой ионной силы. Его экстрагируемость имеет 8-образный характер в зависимости от значения рН раствора. Белок хорошо солюбилизируется при значениях рН выше 7,5 и ионной силе экстрагирующего раствора свыше 0,3 М КС1. Полуэкстрагируемость приходится на значение 0,15 М КС1.

3. Очищенный белок при гель-электрофорезе в присутствии додецил-сульфата натрия мигрирует в виде пары полос, нижняя из которых представляет продукт расщепления эндогенными протеазами. Молекулярная масса белка, определенная электрофоретически для кэтчина из тонических мышц гребешка, составляет 120-123 кДа, а для кэтчина из тонических мышц устрицы - 123-125 кДа.

4. Кэтчин содержится только в гладких мышцах и отсутствует в поперечнополосатых. Белок не взаимодействует с Б-актином ни при высокой, ни при низкой ионной силе раствора и не входит в состав тонкого фи-ламента.

5. На основании кинетики частичного протеолитического расщепления кэтчина трипсином выявлено, что белок крайне неустойчив к действию трипсина, в отличие от других мышечных белков. Предложена трехдо-менная структура молекулы кэтчина, состоящая из фрагментов 46 кДа, 41 кДа и 27 кДа, один из которых (46кДа) имеет С а -чувствительный участок.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Мороз, Евгений Сергеевич, 2002 год

1. Гусев Н.Б., Воротников A.B., Бирюков К.Г., Ширинский В.П. Кальдесмон и кальпонин белки, учавствующие в регуляции взаимодействия миозина и актина в немышечных клетках и гладких мышцах // Биохимия.-1991.- Т. 56, Вып. 8.- С. 1347-1367.

2. Джеска Д.Дж., Кепра Дж.Д. Иммуноглобулины: строение и функции // Иммунология / Под ред. У. Пола.- М.: Мир, 1987.- Т. 1.- С. 204-254.

3. Дуллитл Р.Ф. Белки // В мире науки.- 1985.- N 12.- С. 40-51.

4. Корчагин В.П. Структурно-функциональная организация и свойства родопсина минтая : Автореф. дис. . канд. биол. наук. 1982.- 27 С.

5. Корчагин В.П., Мороз Е.С., Плотников C.B., Кумейко В.В. Состав низкомолекулярных белковых компонентов мышц аддуктора гребешка Mizuhopecten yessoensis // Биология моря.- 1999.- Т. 25, N 2.- С. 129-130.

6. Кумейко В.В., Мороз Е.С., Плотников C.B., Корчагин В.П. Новый термостабильный белок толстых филаментов гладких мышц двустворчатых моллюсков //Биология моря.- 1999.- Т. 25, N 2.- С. 132-134.

7. Орлова A.A. Сравнительное изучение парамиозинов из запирательных мышц моллюсков в связи с особенностями структуры толстых нитей : Автореф. дис. . канд. биол. наук. 1990.- 23 С.

8. Пинаев Г.П. Регуляторная роль минорных белков в структурной организации сократительного аппарата // Механизмы контроля мышечной деятельности.- Л.: Наука, 1985.- С. 62-100.

9. Плотников С.В. Миогенная дифференцировка личиночных клеток мидии Mytilys trossulus в условиях культуры: Автореф. дис. . канд. биол. наук. 2001.-21 С.

10. Развитие сократительной функции двигательного аппарата / Под ред. Жукова Е.К.- Л.: Наука, 1974.- С. 181-182.

11. Циглер К.Л. Взаимодействие белков миозиновых нитей мышц насекомых // Биофизика.- 1996.- Т. 41, Вып. 1,- С. 78-85.

12. Adams G.R., Foley J.M., Meyer R.A. Muscle buffer capacity estimated from pH changes during rest-work transitions // J. Appl. Physiol.- 1990 Vol. 69, N3.- P. 968-972.

13. Adelstein R.S., Sellers J.R. Myosin structure and function // Biochemistry of Smooth Muscle Contraction.- 1996.- P. 3-19.

14. Arai K.-i., Watanabe S. A study of troponin, a myofibrillar protein from rabbit skeletal muscle // J. Biol. Chem.- 1968.- Vol. 243, N 21.- P. 5670-5678.

15. Barral J.M., Epstein H.F. Protein machines and self assembly in muscle organization //Bioessays.- 1999.- Vol. 21.- P. 813-823.

16. Bartegi A., Fattoum A., Dagorn C., Gabrion J., Kassab R. Isolation, characterization and immunocytochemical localization of caldesmon-like protein from molluscan streated muscle // Eur. J. Biochem.- 1989.- Vol. 185.- P. 589-595.

17. Bear R.S., Selby C.C. The structure of paramyosin fibrils according to X-ray diffraction // J. Biphis. Biochem. Cytol.- 1956.- Vol. 2.- P. 55-69.

18. Bennett P.M., Elliott A. The 'catch' mechanism in molluscan muscle: an electron microscopy study of freeze-substituted anterior byssue retractor muscle of Mytilus edulis // Muscle Research and Cell Motility.- 1989.- Vol. 10.- P. 297-311.

19. Bennett P.M., Marston S.B. Calcium regulated thin filaments from molluscan catch muscles contain a caldesmon-like regulatory protein // Muscle Research and Cell Motil.- 1990.- Vol. 11.- P. 302-312.

20. Bradford M.M., Williams W.L. Protein-assay reagent and method // Anal. Biochem.- 1978.- Vol. 72.- P. 248.

21. Bretscher A. Smooth muscle caldesmon // J. Biol. Chem.- 1984.- Vol. 259, N20,-P. 12873-12880.

22. Bryan J., Imai M., Lee R., Moore P., Cook R.G., Lim W.G. Cloning and expression of a smooth muscle caldesmon // J. Biol. Chem.- 1989.- Vol. 264.- P. 13873-13879.

23. Bryan J., Saavedra-Alanis V., Wang C.-L. A., Wang L.-W., Lu R.S. Caldesmon has two actin-binding domains // J. C. Seidel Memorial Symposium on the Regulation of Smooth Muscle Contraction Boston.- 1990.- Tues AM, N 2.

24. Bubnis W.A, Ofner C.M. The determination of epsilon amino groups in soluble and poorly soluble proteinacides materials by a spechophotometric method using trinitrobenzenesulfonic acid // Analyt. Biochem.- 1992.- Vol. 207, N 1.- P. 129-133.

25. Bullard B., Luke B., Winkelman L. The paramyosin of Insect flight myscle //J. Mol. Biol.- 1973.- Vol. 75.- P. 359-367.

26. Castellani L., Cohen C. Myosin rod phosphorilation and the catch state of molluscan muscle // Science.- 1987.- Vol. 235,- P. 334-337.

27. Castellani L., Vibert P., Cohen C. Structure of the myosin/paramyosin filaments from a molluscan smooth muscle // J. Mol. Biol- 1983 Vol. 167.- P. 853-872.

28. Chalovich J.M. Actin mediated regulation of muscle contraction // Pharmac. Ther.- 1992.- Vol. 55.- P. 95-148.

29. Chalovich J.M., Hemric M.E., Velaz L. Regulation of ATP hydrolysis by caldesmon: A novel change in interaction of myosin with actin // Ann. NY Acad. Sci.- 1990,-Vol. 599,-P. 85-99.

30. Cohen C., Szent-Gyorgyi A.G., Kendrick-Jones J. Paramyosin and the filaments of molluscan 'catch' muscles. I. Paramyosin: sructure and assembly // J. Mol. Biol.- 1971,- Vol. 56.- P. 223-237.

31. Cohen C. Why fibrous proteins are romantic // J Struct Biol.- 1998.- Vol. 122.-P. 3-16.

32. Cohen C., Parry D.A.D. A conserved C-terminal assembly region in paramyosin and myosin rods // J. Struct Biol.- 1998.- Vol. 122.- P. 180-187.

33. Cowgill R.W. Susceptibility of paramyosin to proteolysis and the relationship of regions of different stability // Biochemistry.- 1972.- Vol. 11, N 24.- P. 4532-4539.

34. Cowgill R.W. Proteolysis of paramyosin from Mercenaria mercenaria and properties of its most stable segment // Biochemistry.- 1975.- Vol. 14, N 3.- P. 503-508.

35. Csizmadia A.M., Bonet-Kerrachet A., Nyitray L., Mornet D. Purification and properties of caldesmon-like protein from molluscan smooth muscle // Comp. Biochem. Physiol.- 1994.- Vol. 108B, N 1.- P. 59-63.

36. Csizmadia A.M., Shimony E., Hegyi G., SzentGyorgyi A.G., Nyitray L. Dimerization of the head-rod junction of scallop myosin // Biochemical and Biophysical Research Communications.- 1998.- Vol. 252.- P. 595-601.

37. Csizmadia A.M., Hegyi G., Tolgyesi F., SzentGyorgyi A.G., Nyitray L. Fluorescence measurements detect changes in scallop myosin regulatory domain // European Journal of Biochemistry.- 1999.- Vol. 261.- P. 452-458.

38. Domínguez R., Freyzon Y., Trybus K.M., Cohen C. Crystal structure of a vertebrate smooth muscle myosin motor domain and its complex with the essential light chain: Visualization of the pre-power stroke state // Cell.- 1998.- Vol. 94.- P. 559-571.

39. Edelman G.M., Cunningham B.A., Gall W.E., Gottlieb P.D., Rutishauser U., Waxdal M.J. The covalent structure of an entire yG immunoglobulin molecule //Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1969.- Vol. 63.- P. 78-85.

40. Elfvin M., Levine R.J.C., Dawey M.M. Paramyosin in invertebrate muscles. 1. ^identification and localization // J. Cell Biol. 1976. - Vol. 71. - P. 261-272.

41. Elliott A. The arrangement of myosin on the surface of paramyosin filaments in the white adductor muscle of Crassostrea angulata II Proc. Roy. Soc. B.- 1974.-Vol. 186.-P. 53-66.

42. Elliott A., Bennett P.M. Molecular organization of paramyosin in the core of molluscan thick filaments // J. Molec. Biol.- 1984.- Vol. 176.- P. 477-493.

43. Epstein H.F., Miller III D.M., Ortiz I., Berliner G.C. Myosin and paramyosin are organized about a newly identified core structure // J. Cell Biol.-1985,-Vol. 100.-P. 904-915.

44. Epstein H.F., Lu G.Y., Deitiker P.R., Ortiz I., Schmid M.F. Preliminary three-dimensional model for nematode thick filament core // J. Struct Biol.- 1995.-Vol. 115,-P. 163-174.

45. Fujii T., Imai M., Rosenfeld G.C., Bryan J. Domain mapping chicken gizzard caldesmon // J. Biol. Chem.- 1987,- Vol. 262, N 6.- P. 2757-2763.

46. Furst D.O., Cross R.A., Mey J., Small J.V. Caldesmon is an elongated, flexible molecule localized in the actomyosin domains of smooth muscle // EMBO J.- 1986.- Vol. 5, N 2.- P. 251-257.

47. Galazkiewicz B., Borovikov Y.S., Dabrowska R. The effect of caldesmon on actin-myosin interaction in skeletal muscle fibers // Biochim. Biophys. Acta.-1987,- Vol. 916.- P. 368-375.

48. Glukhova M.A., Kabakov A.E., Ornatsky O.I.,Vasilevskaya T.D., Koteliansky V.E., Smirnov V.N. Immunoreactive forms of caldesmon in cultivated human vascular smooth muscle cells // FEBS Lett.- 1987.- Vol. 218, N 2.- P. 292294.

49. Halsey J.I., Harrington W.F. Substructure of paramyosin. Correlation of helix stability, tripsin digestion kinetics, and amino acid composition // Biochemistry.- 1973.- Vol. 12, N 4.- P. 693-701.

50. Hanson J., Lowy J. The structure of muscle fibers in the translucent part of the adductor of the oyster Crassostrea angulata // Proc. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci.-1961,- Vol. 154.-P. 173-196.

51. Hardwicke P.M.D., Hanson J. Separation of thick and thin myofilaments // J. Mol. Biol.- 1971.- Vol. 56.- P. 509-516.

52. Hauck R., Achazi R.K. In situ phosphorylation of contractile proteins of a molluscan {Mytilus edulis) catch muscle in different functional states // Comp. Biochem. Physiol.- 1991.-Vol. 100B.- P. 237-242.

53. Hemric M.E., Lu F.W.M., Shrager R., Carey J., Chalovich J.M. Reversal of caldesmon binding to myosin with calcium-calmodulin or by phosphorylatin of caldesmon // J. Biol. Chem.- 1993,- Vol. 268.- P. 15305-15311.

54. Herman I.M., Pollard T.D. Electron microscopic localization of cytoplasmic myosin with ferritin-labeled antibodies // J. Cell Biol.- 1981.- Vol. 88.- P. 346-351.

55. Hodge A.J. A new type of periodic structure obtained by reconstruction of paramyosin from acid solutions // Biochemistry.- 1952.- Vol. 38.- P. 850-855.

56. Horowitz A., Menice C.B., Laporte R., Morgan K.G. Mechanisms of smooth muscle contraction //Physiol. Rev.- 1996.- Vol. 76.- P. 967-1003.

57. Houdusse A., Cohen C. Target sequence recognition by the calmodulin superfamily: Implications from light chain binding to the regulatory domain of scallop myosin // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1995.- Vol. 92.- P. 10644-10647.

58. Houdusse A., Cohen C. Structure of the regulatory domain of scallop myosin at 2 angstrom resolution: Implications for regulation // Structure.- 1996.-Vol. 4,-P. 21-32.

59. Houdusse A., Szentgyorgyi A.G., Cohen C. 3 Conformational States of Scallop Myosin SI // Proc. Nat. Acad. Sci. USA.- 2000.- Vol. 97,- P. 1123811243.

60. Huxley A.F. Muscle structure and theories of contraction // Progr. Biophys. and Biophys. Chem.- 1957.- Vol. 7.- P. 255-318.

61. Huxley H.E. Electron Microscope Studies on the Structure of Natural and Synthetic Protein Filaments from Striated Muscle // J. Mol. Biol.- 1963.- Vol. 7.-P. 281-308.

62. Johnson W.H., Kahn J.S., Szent-Gyorgyi A.G. Paramyosin and contraction of'Catch Muscles'//Science.- 1959.-Vol. 130.- P. 160-161.

63. Johnson W.H., Twarog B. The basis for prolonged contractions in molluscan muscle // J. Gen. Physiol.- I960.- Vol. 43, N 4.- P. 941-960.

64. Kalabokis V.N., Szentgyorgyi A.G. Cooperativity and regulation of scallop myosin and myosin fragments // Biochemistry.- 1997,- Vol. 36.- P. 15834-15840.

65. Kohama K., Miwa M., Murayama K., Okamoto Y. Domane structure of Physarum myosin heavy chain // Protoplasma.- 1989.- Suppl. 2.- P. 37-47.

66. Kominz D.R., Mitchell E.R. The papain digestion of skeletal myosin A // Biochemistry.- 1965.- Vol. 4, N 11.- P. 2373-2382.

67. Kondo S., Morita F. Smooth muscle of scallop adductor contains at least two kinds of myosin // J. Biochem.- 1981.- Vol. 90.- P. 673-681.

68. Mabuchi K., Lin J.J.C., Wang C.L.A. Electron microscopic images suggest both ends of caldesmon interact with actin filaments // J. Muscle Res. Cell Motil.-1993.-Vol. 14,- P. 54-64.

69. Marston S., Pritchard K., Redwood C., Taggart M. Ca2+ regulation of the thin filaments: biochemical mechanism and physiological role // Biochem. Soc. Trans.- 1988.- Vol. 16, N 4.- P. 494-497.

70. Marston S.B., Redwood C.S. The Essential Role of Tropomyosin in Cooperative Regulation of Smooth Muscle Thin Filament Activity by Caldesmon // J. Biol. Chem.- 1993,- Vol. 268 P. 12317-12320.

71. Marston S.B., Redwood C.S. The molecular anatomy of caldesmon // Biochem. J.- 1991.- Vol. 279.-P. 1-16.

72. Matsuno A., Kuga H. Ultrastructure of muscle cells in the adductor of the boring clam Tridacna crocea//J. Morphol.- 1989.- Vol. 200.- P. 247-253.

73. Matsuno A., Kannda M., Okuda M. Ultrastructural studies on paramyosin core filaments from native thick filaments in catch muscles // Tissue & Cell.-1996.- Vol. 28,- P. 501-505.

74. Melson G.L., Cowgill R.W. Comparison of the muscle protein paramyosin from different molluscan species // Comp. Biochem. Physiol.- 1976.- Vol. 55B.- P. 503-510.

75. Mendelson R.A., Morris E.P. The structure of the acto-myosin subfragment-1 complex: Results of searches using data from electron microscopy and x-ray crystallography // Proc. Nat. Acad. Sci. USA.- 1997.- Vol. 94,- P. 85338538.

76. Morita F., Kondo S., Tomari K., Minowa O., Ikura M., Nikichi K. Calcium binding and conformation of regulatory light chains of smooth muscle myosin of scallop // J. Biochem.- 1985.- Vol. 97,- P. 553-561.

77. Murphy R.A., Herlihy J.T., Megerman J. Force-generating capacity and contractile protein content of arterial smooth muscle // J. Gen. Physiol.- 1974.-Vol. 64, N6.- P. 691-705.

78. Naganuma T., Degnan B.M., Horikoshi K., Morse, D.E. Myogenesis in primary cell cultures from larvae of the abalone, Haliotis rufescens // Molecular Marine Biology and Biotechnology.- 1994,- Vol. 3, N 3,- P. 131-140.

79. Ngai P.K., Walsh M.P. Inhibition of smooth muscle actin-activated myosin Mg2+-ATPase activity by caldesmon // J. Biol. Chem.- 1984.- Vol. 259.- P. 1365613659.

80. Ngai P.K., Walsh M.P. Properties of caldesmon isolated from chickin gizzard //Biochem. J.- 1985.- Vol. 230.- P. 695-707.

81. Nonomura Y. Fine structure of the thick filament in molluscan catch muscle//J. Mol. Biol.- 1974.- Vol.88.- P. 445-455.

82. Nyitray L., Jancso A., Ochiai Y., Graf L., Szent-Gyorgyi A.G. Scallop striated and smooth-muscle myosin heavy-chain isoforms are produced by alternative RNA splicing from a single-gene // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1994.-Vol. 91.-P. 12686-12690.

83. Oiwa K., Yamaga T., Yamada A. Direct observation of a central bare zone in a native thick filament isolated from the anterior byssus retractor muscle of Mytilus edulis using fluorescent ATP analogue // J. Biochem. Tokyo.- 1998.- Vol. 123,-P. 614-618.

84. Paniagua R., Royuela M., Garciaanchuelo R.M., Fraile B. Ultrastructure of invertebrate muscle cell types // Histol. Histopathol.- 1996.- Vol. 11.- P. 181-201.

85. Pavlov I.P. Wie die muschel ihre schaale offnet // Pflug. Arch. ges. Physiol.- 1885.- Vol. 37.- P. 6-31.

86. Porter R.R. The hydrolysis of rabbit y-globulin and antibodies with crystalline papain // Biochem. J.- 1959.- Vol. 73.- P. 119-126.

87. Pritchard K., Marston S.B. The Ca2+-sensiviting component of smooth muscle thin filaments: properties of regulatory factors that interact with caldesmon //Biochem. Biophys. Res. Commun.- 1993.- Vol. 190, N 2,- P. 668-673.

88. Rembold C.M. Relaxation, <Ca2+>i, and the latch-bridge hypothesis in swine arterial smooth muscle // Am. J. Physiol.- 1991.- Vol. 261, N 1.- P. 41-50.

89. Ruegg J.C. On the tropomyosin-paramyosin system in relation to the viscous tone of lamellibranch 'catch' muscle // Proc. Roy. Soc.- 1961.- Vol. В154.-P. 224-249.

90. Ruegg J.C. Smooth muscle tone // Physiol.- 1971.- Rev. 51.- P. 201-248.

91. Schmid M.F., Epstein H.F. Muscle thick filaments are rigid coupled tubules, not flexible ropes // Cell Motil. Cytoskeleton.- 1998.- Vol. 41.- P. 195201.

92. Schmitz H., Lucaveche C., Reedy M.K., Taylor K.A. Oblique section 3-D reconstruction of relaxed insect flight muscle reveals the cross-bridge lattice in helical registration //Biophys. J.- 1994.- Vol. 67.- P. 1620-1633.

93. Shelud'ko N.S. The protein composition of rabbit skeletal myofibrils as determined by disc-electrophoresis in the presence of sodium dodecyl sulphate // Cytologic- 1975.-Vol. 17.-P. 1148-1154.

94. Sheludko N.S., Tuturova K.Ph., Permyakova T.V., Orlova A.A. Thick filaments in smooth muscles of bivalve molluscs contain unknown protein // Biophis. J.- 1998,- Vol. 74, N 2.- P. 262.

95. Sheludko N.S., Tuturova K.F., Permyakova T.V., Plotnikov S.V., Orlova A. A novel thick filament protein in smooth muscles of bivalve molluscs // Comparative Biochemistry and Physiology B Biochemistry & Molecular Biology.- 1999.-Vol. 122.-P. 277-285.

96. Sheludko N., Permyakova T., Tuturova K., Neverkina O., Drozdov A. Myorod, a thick filament protein in molluscan smooth muscles: isolation, polymerization and interaction with myosin // J. Muscle Res. Cell Motil.- 2001.-Vol. 22.-P. 91-100.

97. Sobue K., Muramoto Y., Fujita M., Kakiuchi S. Purification of calmodulin-binding protein from chiken gizzard that interacts with F-actin // Proc. Nat. Acad. Sci. USA.- 1981.- Vol. 78, N 10.- P. 5652-5655.

98. Sobue K., Kanda K., Tanaka T., Ueki N. Caldesmon: a common actin-linked regulatory protein in the smooth muscle and non muscle contractile system //J. Cell. Biochem.- 1988.- Vol. 37, N 3.- P. 317-325.

99. Sohma H., Yazawa M., Morita F. Phosphorylation of regulatory light chaina (RLC-a) in smooth muscle myosin of scallop, Patinipecten yessoensis // J. Biochem.- 1985.- Vol. 98.-P. 569-572.

100. Sohma H., Inouse K., Morita F. A cAMP-dependent regulatory protein for RLC-a myosin kinase catalyzing the phosporylation of scallop smooth muscle myosin light chain// J. Biochem.- 1988.- Vol. 103.- P. 431-435.

101. Spudich J., Watt S. The regulation of rabbit skeletal muscle contraction // J. Biol. Chem.- 1971.- Vol. 246.- P. 4866-4871.

102. Standiford D.M., Davis M.B., Miedema K., Franziniarmstrong C., Emerson C.P. Myosin rod protein: A novel thick filament component of Drosophila muscle // J. Mol. Biol.- 1997.- Vol. 265.- P. 40-55.

103. Stepkowski D. The role of the skeletal muscle myosin light chains N-terminal fragments //FEBS Lett.- 1995.- Vol. 374,- P. 6-11.

104. Sutherland C., Renaux B.S., Mckey D.J., Walsh M.P. Phosphorilation of caldesmon by smooth-muscle kasein-kinase II // J. Muscle Res. Cell Motil.- 1994.-Vol. 15.-P. 440-456.

105. Szent-Gyorgyi A.G., Cohen C., Kendrick-Jones J. Paramyosin and the filaments of molluscan 'catch' muscles. 2. Native filaments: Isolation and characterization // J. Mol. Biol.- 1971.- Vol. 56,- P. 239-258.

106. Szent-Gyorgyi A.G., Szentkiralyi E.M., Kendrick-Jones J. The light chains of scallop myosin as regulatory subunits // J. Mol. Biol.- 1973.- Vol. 74.- P. 179203.

107. Szentkiralyi E.M. Triptic digestion of scallop SI: evidence for a complex between the two light-chains and a heavy-chain peptide // J. Muscle Res. Cell Motil.- 1984.-Vol. 5.-P. 147-164.

108. Szpacenco A., Dabrowskaya R. Functional domain of caldesmon // FEBS Lett.- 1986.- Vol. 202, N 2.- P. 182-186.

109. Szymanski P.T., Tao T. Localization of protein regions involved in the interaction between calponin and myosin // J. Biol. Chem.- 1997,- Vol. 272.- P. 11142-11146.

110. Takagi T., Yazawa M., Ueno T., Suzuki S., Yagi K. Amino acid sequence studies on cyanogen bromide peptides of chiken caldesmon wich bind to calmodulin // J. Biochem. (Tokyo).- 1989.- Vol. 106, N 5,- P. 778-783.

111. Takahashi K., Hattori A. a-Actinin is a component of the Z-filament, a structural backbone of skeletal mascle Z-disks // J. Biochem.- 1989.- Vol. 105, N 4.- P. 529-536

112. Takahashi M., Morita F. Myosin may stay in EADP species during the catch contraction in scallop smooth muscle // J. Biochem.- 1989.- Vol. 106, N 5.-P. 868-871.

113. Ueki N., Sobue K., Kanda K., Hada T., Higashino K. Expression of high and low molecular weight caldesmons during phenotypic modulation of smooth muscle cells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1987,- Vol. 84,- P. 9049-9053.

114. Uexkull J. //Z. Biol.- 1912.- Vol. 58.- P. 305-331.

115. Vanburen P., Work S.S., Warshaw D.M. Enhanced force generation by smooth muscle myosin in vitro // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1994.- Vol. 91.- P. 202-205.

116. Velaz L., Ingraham R.H., Chalovich J.M. Dissociation of the effect of the caldesmon on the ATPase activity and on the binding of smooth heavy meromyosin to the actin by partial digestion of caldesmon // J. Biol. Chem.- 1990.-Vol. 265, N 5,-P. 2929-2934.

117. Vibert P., Craig R. Electron-Microscopy and Image-Analysis of Myosin-Filaments from Scallop Striated-Muscle // J. Mol. Biol.- 1983.- Vol. 165.- P. 303320.

118. Vibert P., Craig R. Structural-Changes That Occur in Scallop Myosin-Filaments upon Activation // J. Cell Biol.- 1985.- Vol. 101.- P. 830-837.

119. Vibert P., Castellani L. Substructure and accessory proteins in scallop myosin filaments // J. Cell Biol.- 1989.- Vol. 109.- P. 539-547.

120. Vorotnikov A.V., Gusev N.B., Hua S., Collins J.H., Redwood C.S., Marston S.B. Identification of casein kinase-II as a major endogeneous caldesmon kinase in sheep aorta smooth muscle // FEBS Lett.- 1993.- Vol. 334, N 1.- P. 1822.

121. Walsh M.P. Calcium-Dependent Mechanisms of Regulation of Smooth-Muscle Contraction // Biochemistry and Cell Biology-Biochimie et Biologie Cellulaire.- 1991.- Vol. 69.- P. 771-800.

122. Waterston R.H. The Minor Myosin Heavy-Chain, Mhca, of Caenorhabditis-Elegans Is Necessary for the Initiation of Thick Filament Assembly // EMBO J.-1989,- Vol. 8,-P. 3429-3436.

123. Weeds A. G. Light chains of myosin // Nature.- 1969.- Vol. 223, N 5213.-P. 1362.110

124. Winkelman L. Comparative studies of paramyosin // Comp. Biochem. Physiol- 1976.- Vol. 55B.- P. 391-397.

125. Xie X., Harrison D.H., Schlichtling I., Sweet R.M., Kalabokis V.N., Szentgyorgyi A.G., Cohen C. Structure of the Regulatory Domain of Scallop Myosin at 2.8 angstrom Resolution // Nature.- 1994.- Vol. 368.- P. 306-312.

126. Yamada A, Yoshio M, Oiwa K, Nyitray L. Catchin, a novel protein in molluscan catch muscles, is produced by alternative splicing from the myosin heavy chain gene //J. Mol. Biol.- 2000.- Vol. 295, N 2,- P. 169-178.

127. Yamada A., Yoshio M., Kojima H., Oiwa K. An in vitro assay reveals essential protein components for the "catch" state of invertebrate smooth muscle // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 2001.- Vol. 98, N 12,- P. 6635-6640.

128. Ytzhaki R.F., Gill D.M. A micro-biuret method for estimating proteins // Analyt. Biochem.- 1964.- Vol. 49, N 1.- P. 401-407.