Механизмы избирательного формирования электрических связей в нервной системе моллюска тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.13, кандидат биологических наук Кельмансон, Илья Владимирович

• Кельмансон, Илья Владимирович
• кандидат биологических наук
• 2001

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Механизмы избирательного формирования электрических связей в нервной системе моллюска»

Правильное взаимодействие элементов нервной системы является основой работы мозга. Двумя основными способами такого взаимодействия являются химические и электрические синапсы между нейронами. Механизмы, управляющие избирательным формированием химических синапсов в нервной системе, активно изучаются на протяжении долгого времени, и в этой области уже достигнут значительный прогресс. В то же время для электрических синапсов такие данные практически отсутствуют. На наш взгляд, это вызвано преимущественно двумя причинами - отсутствием удобной модельной системы для исследований и недооценкой роли электрических связей в нервной системе позвоночных. Однако за последние несколько лет ситуация изменилась. Во-первых, резко возросло количество публикаций, посвященных изучению роли электрических синапсов в работе разных отделов нервной системы млекопитающих, в том числе и столь высокоорганизованных, как кора головного мозга. Во-вторых, открытие белков щелевых контактов, лежащих в основе функционирования электрических синапсов у беспозвоночных животных, сделало возможным проведение исследований на молекулярном уровне с использованием таких удобных и хорошо изученных объектов нейрофизиологии, как членистоногие, нематоды и моллюски.

Целью данной работы было изучение механизмов, лежащих в основе избирательного формирования электрических связей в нервной системе. Поскольку в процессе выполнения работы были впервые охарактеризованы гены, отвечающие за формирование электрических синапсов у моллюсков, дополнительной задачей являлся поиск гомологичных генов в других группах животных.

В качестве основного модельного объекта настоящей работы был использован морской крылоногий моллюск Clione limacina (клион, или морской ангел). Нервная система этого животного активно изучалась на протяжении нескольких десятилетий, было идентифицировано большое количество нейронов, в частности, все нейроны локомоторного генератора, подробно изучены связи между этими нейронами. Многие нервные клетки морского ангела обладают сравнительно большими размерами, что делает возможным их изоляцию из нервной системы и изучение как на клеточном, так и на молекулярном уровне.

В ходе работы были разработаны и усовершенствованы новые методы изоляции и культивирования идентифицированных нейронов крылоногого моллюска Clione limacina (клиона). Эти методы позволили осуществить функциональную трансплантацию нейронов из одного животного в нервную систему другого животного в системе in vitro. Такая система является хорошей моделью для изучения механизмов формирования новых межнейронных связей.

Нами впервые охарактеризованы гены, кодирующие белки щелевых контактов у моллюсков (Clione limacina) и плоских червей (Girardia tigrina). Кроме того, нами были найдены гомологичные гены у позвоночных, в том числе три у человека. Ранее такие гены были известны лишь у двух типов животных - круглых червей (Caenorabditis elegans) и членистоногих (Drosophila melanogaster). Из-за этого считалось, что данное семейство генов присутствует лишь у беспозвоночных животных, более того, существовала гипотеза, что наличие таких генов является специфическим свойством недавно постулированной таксономической группы Ecdysozoa (линяющие животные, включающие в себя в том числе членистоногих и нематод, но не моллюсков и плоских червей) (Phelan et al., 1998а). Наши результаты опровергают эти гипотезы и позволяют предположить существование второго, после коннексинов, семейства генов, кодирующих белки щелевых контактов у позвоночных животных.

Впервые показано, что изолированные нейроны сохраняют способность к избирательному образованию электрических связей, подробно изучены условия, при которых такая избирательность поддерживается или пропадает. Оказалось, что изолированный нейрон, трансплантированный in vitro в нервную систему другого животного, формирует электрические связи именно с теми нервными клетками, с которыми данный нейрон электрически связан в норме. В ситуации, когда такие нервные клетки недоступны, формируются неправильные связи. Однако и в этом случае для каждого нейрона можно найти более и менее предпочтительных партнеров для образования электрических синапсов.

Выяснено, что внутринейронные инъекции синтетической мРНК, кодирующей один из открытых нами белков паннексинов, специфично влияют на селективность образования электрических связей в нервной системе клиона. Это одно из первых экспериментальных подтверждений того, что избирательность формирования электрических связей зависит от набора белков щелевых контактов, экспрессирующихся в нейронах. Опровергнуто сделанное ранее предположение (Guthrie et al., 1994), что электрические синапсы не могут формироваться между двумя частями одного нейрона.

Разработанная модель дает новые возможности для изучения механизмов формирования межнейронных связей, что является одной из основных задач современной нейробиологии. Полученные сведения о механизмах избирательного формирования электрических связей между нейронами клиона помогут приблизиться к пониманию того, как подобные процессы происходят в нервной системе человека. Обнаруженные нами гены человека, вероятно, принимают участие в межклеточной коммуникации, и таким

Заключение диссертации по теме «Физиология», Кельмансон, Илья Владимирович

ВЫВОДЫ

1. Гомологи генов иннексинов, кодирующих белки щелевых контактов насекомых и нематод, найдены у моллюсков, плоских червей, птиц и млекопитающих. Выделено новое семейство паннексины, объединяющее все эти гены.

2. Разработана модельная система, позволяющая изучать механизмы избирательного формирования электрических связей нейронами крылоногого моллюска СНопе Нтаста.

3. Показано, что нейроны крылоногого моллюска СНопе Нтаста не теряют после изоляции способности к избирательному образованию правильных электрических связей. Для селективного формирования электрических связей нейронам необходим выбор между партнерами. Неправильные электрические связи образуются в том случае, если в системе есть хотя бы один нейрон, у которого отсутствует возможность сформировать правильную связь.

4. Показано, что выбор партнера для формирования электрической связи происходит на уровне отдельных отростков нейрона, а не на уровне целой клетки.

5. Показано, что между отростками изолированного нейрона возможно формирование рефлексивных электрических синапсов.

6. Показано, что внутриклеточная инъекция мРНК, кодирующей белок паннексин 1 клиона, специфично влияет на селективность образования электрических связей нейроном 2А. Выдвинута гипотеза, что специфичность формирования электрических синапсов определяется составом белков щелевых контактов, экспрессирующихся в нейронах.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ.

Используя наши методы изоляции и культивирования отдельных нейронов и ганглиев нервной системы клиона, мы разработали модельную систему для изучения механизмов избирательного формирования электрических синапсов. На основе этой системы было проведено детальное исследование данных механизмов на клеточном и молекулярном уровне. Нами было показано, что изолированные из взрослого животного идентифицированные нейроны способны правильно находить мишени для формирования электрических связей. Однако при отсутствии выбора нейроны формируют электрические связи с теми клетками, с которыми в норме они таких связей не имеют. В этом случае также может наблюдаться некоторая степень селективности, когда одни неправильные связи формируются чаще, чем другие. Мы также экспериментально доказали, что между отростками одного нейрона возможно формирование рефлексивных электрических синапсов.

Нами были открыты гены, гомологичные генам иннексинам дрозофилы и нематоды, в трех новых типах животных - моллюсках, плоских червях и хордовых. Таким образом, мы опровергли предположение о том, что такие гены являются специфической особенностью животных группы Есс^огоа, и выделили семейство генов под названием паннексины. Для части этих генов мы полностью выяснили нуклеотидные последовательности их кодирующих областей.

Исходя из результатов экспериментов по внутриклеточным инъекциям синтетической мРНК, кодирующей паннексин 1 клиона, мы предполагаем, что специфичность формирования электрических синапсов определяется составом белков щелевых контактов, экспрессирующихся в нейронах. о

Изменяя этот состав, мы изменяем предпочтения данного нейрона в выборе мишени для формирования электрической связи.

Существует множество данных о физиологическом сходстве щелевых контактов, построенных из коннексинов позвоночных и иннексинов. В связи с этим кажется вероятным, что описанные нами механизмы селективности работают и при формировании электрических синапсов, построенных из коннексинов. Кроме того, существует вероятность того, что паннексины позвоночных также функционируют в качестве структурных компонентов щелевых контактов. Это делает проведенное исследование важным для понимания механизмов работы и причин патологий многих систем организма человека.

В заключение хочется поблагодарить администрацию Беломорской биологической станции ЗИН РАН «Картеш», где проводилась большая часть исследований;

Сотрудников лаборатории Генов регенерации ИБХ РАН, а особенно Михаила Матца, Дмитрия Шагина, Наташу Усман, Костю Лукьянова и заведующего лабораторией Сергея Лукьянова за обучение, помощь и всестороннюю поддержку в проведении молекулярно-биологической части работы;

И научного руководителя Юрия Панчина, без которого данной работы не было бы вообще.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Кельмансон, Илья Владимирович, 2001 год

1. Сахаров,Д.А. (1960). Об автоматизме педальных ганглиев у крылоногого моллюска (Clione limacina L). Науч. докл. высш. школы. Сер. биол. наук 3, 60-62.

2. Adams,M.D., et al. (2000). The genome sequence of Drosophila melanogaster. Science 257,2185-2195.

3. Altschul,S.F., Madden,T.L., Schaffer,A.A., Zhang,J., Zhang,Z., Miller,W., and Lipman,D.J. (1997). Gapped BLAST and PSI-BLAST: a new generation of protein database search programs. Nucleic Acids Res. 25, 3389-3402.

4. Arshavsky,Y., Beloozerova,I.N., Orlovsky,G.N., Panchin,Y., and Pavlova,G.A. (1985c). Control of locomotion in marine mollusc Clione limacina. I. Efferent activity during actual and fictitious swimming. Exp. Brain Res. 58, 255-262.

5. Arshavsky,Y., Beloozerova,I.N., Orlovsky,G.N., Panchin,Y., and Pavlova,G.A. (1985d). Control of locomotion in marine mollusc Clione limacina. II. Rhythmic neurons of pedal ganglia. Exp. Brain Res. 58, 263-272.

6. Arshavsky,Y., Beloozerova,I.N., Orlovsky,G.N., Panchin,Y., and Pavlova,G.A. (1985a). Control of locomotion in marine mollusc Clione limacina. III. On the origin of locomotory rhythm. Exp. Brain Res. 58, 273-284.

7. Arshavsky,Y., Beloozerova,I.N., Orlovsky,G.N., Panchin,Y., and Pavlova,G.A. (1985b). Control of locomotion in marine mollusc Clione limacina. IV. Role of type 12 interneurons. Exp. Brain Res. 58, 285-293.

8. Arshavsky,Y., Deliagina,T.G., Orlovsky,G.N., Panchin,Y., Pavlova,G.A., and Popova,L.B. (1986). Control of locomotion in marine mollusc Clione limacina. VI. Activity of isolated neurons of pedal ganglia. Exp. Brain Res. 63, 106-112.

9. Arshavsky,Y., Orlovsky,G.N., Panchin,Y., and Pavlova,G.A. (1989). Control of locomotion in marine mollusc Clione limacina. VII Reexamination of type 12 interneurons. Exp. Brain Res. 78, 398-406.

10. Arshavsky,Y., Orlovsky,G.N., Panchin,Y., Roberts,A., and Soffe,S.R. (1993). Neuronal control of swimming locomotion: analysis of the pteropod mollusc Clione and embryos of the amphibian Xenopus. Trends Neurosci. 16, 227-233.

11. Avery,L. (1993). The genetics of feeding in Caenorhabditis elegans. Genetics 133, 897-917.

12. Avery,L. and Horvitz,H.R. (1989). Pharyngeal pumping continues after laser killing of the pharyngeal nervous system of C. elegans. Neuron 3, 473-485.

13. Bailey,C.H. and Chen,M. (1989). Structural plasticity at identified synapses during long-term memory in Aplysia. J. Neurobiol. 20, 356-372.

14. Balice-Gordon,R.J., Bone,L.J., and Scherer,S.S. (1998). Functional gap junctions in the Schwann cell myelin sheath. J. Cell Biol. 142, 1095-1104.

15. Bennett,M.V. (1997). Gap junctions as electrical synapses. J. Neurocytol. 26, 349-366.

16. Berdan,R.C. and Bulloch,A.G. (1990). Role of activity in the selection of new electrical synapses between adult Helisoma neurons. Brain Res. 537, 241-250.

17. Bergoffen,J., Scherer,S.S., Wang,S., Scott,M.O., Bone,L.J., Paul,D.L., Chen,K., Lensch,M.W., Chance,P.F., and Fischbeck,K.H. (1993). Connexin mutations in X-linked Charcot-Marie-Tooth disease. Science 262, 2039-2042.

18. Bevans,C.G., Kordel,M., Rhee,S.K., and Harris,A-L. (1998). Isoform composition of connexin channels determines selectivity among second messengers and uncharged molecules. J. Biol. Chem. 273 , 2808-2816.

19. Beyer,E.C., Gemel,J., Seul,K.H., Larson,D.M., Banach,K., and Brink,P.R. (2000). Modulation of intercellular communication by differential regulation and heteromeric mixing of co-expressed connexins. Braz. J. Med. Biol. Res. 33, 391-397.

20. Britz-Cunningham,S.H., Shah,M.M., Zuppan,C.W., and Fletcher,W.H. (1995). Mutations of the Connexin43 gap-junction gene in patients with heart malformations and defects of laterality. N. Engl. J. Med. 332, 1323-1329.

21. Bruzzone,R., White,T.W., and Paul,D.L. (1996). Connections with connexins: the molecular basis of direct intercellular signaling. Eur. J. Biochem. 238, 1-27.

22. Bukauskas,F.F., Elfgang,C., Willecke,K., and Weingart,R. (1995). Heterotypic gap junction channels (connexin26-connexin32) violate the paradigm of unitary conductance. Pflugers Arch. 429, 870-872.

23. Bulloch,A.G. and Kater,S.B. (1981). Selection of a novel connection by adult molluscan neurons. Science 212, 79-81.

24. Bulloch,A.G. and Kater,S.B. (1982). Neurite outgrowth and selection of new electrical connections by adult Helisoma neurons. J. Neurophysiol. 48, 569-583.

25. Bulloch,A.G., Kater,S.B., and Miller,H.R. (1984). Stability of new electrical connections between adult Helisoma neurons is influenced by preexisting neuronal interactions. J. Neurophysiol. 52, 1094-1105.

26. Carlen,P.L., Skinner,F., Zhang,L., Naus,C., Kushnir,M., and Perez Velazquez,J.L. (2000). The role of gap junctions in seizures. Brain Res. Brain Res. Rev. 32, 235-241.

27. Chenchik,A., Diachenko,L., Moqadam,F., Tarabykin,V., Lukyanov,S., and Siebert,P.D. (1996). Full-length cDNA cloning and determination of mRNA 5' and 3' ends by amplification of adaptor-ligated cDNA. Biotechniques 21, 526534.

28. Chomczynski,P. and Sacchi,N. (1987). Single-step method of RNA isolation by acid guanidinium thiocyanate- phenol-chloroform extraction. Anal. Biochem. 162, 156-159.

29. Cohan,C.S., Haydon,P.G., Mercier,A.J., and Kater,S.B. (1987). Formation, maintenance, and functional uncoupling of connections between identified Helisoma neurons in situ. J. Neurobiol. 18, 329-341.

30. Colamarino,S.A. and Tessier-Lavigne,M. (1995b). The axonal chemoattractant netrin-1 is also a chemorepellent for trochlear motor axons. Cell 81, 621-629.

31. Colamarino,S.A. and Tessier-Lavigne,M. (1995a). The role of the floor plate in axon guidance. Annu. Rev. Neurosci. 18, 497-529.

32. Davenport,R.W., Dou,P., Rehder,V., and Kater,S.B. (1993). A sensory role for neuronal growth cone filopodia. Nature 361, 721-724.

33. Davies,A.M. (1988). Role of neurotrophic factors in development. Trends Genet. 4, 139-143.

34. Deans,M.R., Gibson,J.R., Sellitto,C., Connors,B.W., and Paul,D.L. (2001). Synchronous activity of inhibitory networks in neocortex requires electrical synapses containing connexin36. Neuron 31, 477-485.

35. Flagg-Newton,J., Simpson,I., and Loewenstein,W.R. (1979). Permeability of the cell-to-cell membrane channels in mammalian cell juncton. Science 205, 404-407.

36. Fukuda,T. and Kosaka,T. (2000). Gap junctions linking the dendritic network of GABAergic interneurons in the hippocampus. J. Neurosci. 20, 1519-1528.

37. Furshpan,E.J. and Potter,D.D. (1959). Transmission at the giant motor synapses of the crayfish. J. Physiol. 145, 289-325.

38. Goodenough,D.A. (1974). Bulk isolation of mouse hepatocyte gap junctions. Characterization of the principal protein, connexin. J. Cell Biol. 61, 557-563.

39. Guthrie,P.B., Lee,R.E., Rehder,V., Schmidt,M.F., and Kater,S.B. (1994). Self-recognition: a constraint on the formation of electrical coupling in neurons. J. Neurosci. 14, 1477-1485.

40. Hadley,R.D., Wong,R.G., Kater,S.B., Barker,D.L., and Bulloch,A.G. (1982). Formation of novel central and peripheral connections between molluscan central neurons in organ cultured ganglia. J. Neurobiol. 13, 217-230.

41. Haydon,P.G. (2001). GLIA: listening and talking to the synapse. Nat. Rev. Neurosci. 2, 185-193.

42. Heffner,C.D., Lumsden,A.G., and 0'Leary,D.D. (1990). Target control of collateral extension and directional axon growth in the mammalian brain. Science 247,211-220.

43. Hejtmancik,J.F. (1998). The genetics of cataract: our vision becomes clearer. Am. J. Hum. Genet. 62, 520-525.

44. Herr,J.C. (1976). Reflexive gap junctions. Gap junctions between processing arising from the same ovarian decidual cell. J. Cell Biol. 69, 495-501.

45. Ho,R.K. and Goodman,C.S. (1982). Peripheral pathways are pioneered by an array of central and peripheral neurones in grasshopper embryos. Nature 297, 404-406.

46. Jacobs,K., Todman,M.G., Allen,M.J., Davies,J.A., and Bacon,J.P. (2000). Synaptogenesis in the giant-fibre system of Drosophila: interaction of the giant fibre and its major motorneuronal target. Development 127, 5203-5212.

47. Jansen,J.K. and Fladby,T. (1990). The perinatal reorganization of the innervation of skeletal muscle in mammals. Prog. Neurobiol. 34, 39-90.

48. Jaslove,S.W. and Brink,P.R. (1986). The mechanism of rectification at the electrotonic motor giant synapse of the crayfish. Nature 323, 63-65.

49. Jessell,T.M. (1988). Adhesion molecules and the hierarchy of neural development. Neuron 1, 3-13.

50. Kater,S.B. and Rehder,V. (1995). The sensory-motor role of growth cone filopodia. Curr. Opin. Neurobiol. 5, 68-74.

51. Kelsell,D.P., Di,W.L., and Houseman,M.J. (2001b). Connexin mutations in skin disease and hearing loss. Am. J. Hum. Genet. 68, 559-568.

52. Kelsell,D.P., Dunlop,J., and Hodgins,M.B. (2001a). Human diseases: clues to cracking the connexin code? Trends Cell Biol. 11, 2-6.

53. Kelsell,D.P., Dunlop,J., Stevens,H.P., Lench,N.J., Liang,J.N., Parry,G., Mueller,R.F., and Leigh,I.M. (1997). Connexin 26 mutations in hereditary non-syndromic sensorineural deafness. Nature 387, 80-83.

54. Kennedy,T.E. and Tessier-Lavigne,M. (1995). Guidance and induction of branch formation in developing axons by target-derived diffusible factors. Curr. Opin. Neurobiol. 5, 83-90.

55. Keynes,R.J. and Cook,G.M. (1992). Repellent cues in axon guidance. Curr. Opin. Neurobiol. 2, 55-59.

56. Klose,M. and Bentley,D. (1989). Transient pioneer neurons are essential for formation of an embryonic peripheral nerve. Science 245, 982-984.

57. Krishnan,S.N., Frei,E., Schalet,A.P., and Wyman,R.J. (1995). Molecular basis of intracistronic complementation in the Passover locus of Drosophila. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A 92, 2021-2025.

58. Kumar,N.M. and Gilula,N.B. (1996). The gap junction communication channel. Cell 84, 381-388.

59. Kuwada,J.Y. (1992). Growth cone guidance in the zebrafish central nervous system. Curr. Opin. Neurobiol. 2, 31-35.

60. Laskowski,M.B. and Sanes,J.R. (1987). Topographic mapping of motor pools onto skeletal muscles. J. Neurosci. 7, 252-260.

61. Lawrence,T.S., Beers,W.H., and Gilula,N.B. (1978). Transmission of hormonal stimulation by cell-to-cell communication. Nature 272, 501-506.

62. Letourneau,P.C. (1975). Cell-to-substratum adhesion and guidance of axonal elongation. Dev. Biol. 44, 92-101.

63. Lipshitz,H.D. and Kankel,D.R. (1985). Specificity of gene action during central nervous system development in Drosophila melanogaster: analysis of the lethal (1) optic ganglion reduced locus. Dev. Biol. 108, 56-77.

64. Liu,X.Z., Xia,X.J., Xu,L.R., Pandya,A., Liang,C.Y., Blanton,S.H., Brown,S.D., Steel,K.P., and Nance,W.E. (2000). Mutations in connexin31 underlie recessive as well as dominant non- syndromic hearing loss. Hum. Mol. Genet. 9, 63-67.

65. Llinas,R., Baker,R., and Sotelo,C. (1974). Electrotonic coupling between neurons in cat inferior olive. J. Neurophysiol. 37, 560-571.

66. Lo,Y.J. and Poo,M.M. (1991). Activity-dependent synaptic competition in vitro: heterosynaptic suppression of developing synapses. Science 254, 10191022.

67. Lukyanov,K., Diatchenko,L., Chenchik,A., Nanisetti,A., Siebert,P., Usman,N., Matz,M., and Lukyanov,S. (1997). Construction of cDNA libraries from smallamounts of total RNA using the suppression PCR effect. Biochem. Biophys. Res. Commun. 230, 285-288.

68. Lumsden,A.G. and Davies,A.M. (1986). Chemotropic effect of specific target epithelium in the developing mammalian nervous system. Nature 323, 538-539.

69. Mackay,D., Ionides,A., Kibar,Z., Rouleau,G., Berry,V., Moore,A., Shiels,A., and Bhattacharya,S. (1999). Connexin46 mutations in autosomal dominant congenital cataract. Am. J. Hum. Genet. 64, 1357-1364.

70. Majack,R.A. and Larsen,W.J. (1980). The bicellular and reflexive membrane junctions of renomedullary interstitial cells: functional implications of reflexive gap junctions. Am. J. Anat. 157, 181-189.

71. Matz,M., Shagin,D., Bogdanova,E., Britanova,0., Lukyanov,S., Diatchenko,L., and Chenchik,A. (1999). Amplification of cDNA ends based on template-switching effect and step- out PCR. Nucleic Acids Res. 27, 1558-1560.

72. McConnell,S.K., Ghosh,A., and Shatz,C.J. (1994). Subplate pioneers and the formation of descending connections from cerebral cortex. J. Neurosci. 14, 1892-1907.

73. Menesini Chen,M.G., Chen,J.S., and Levi-Montalcini,R. (1978). Sympathetic nerve fibers ingrowth in the central nervous system of neonatal rodent upon intracerebral NGF injections. Arch. Ital. Biol. 116, 53-84.

74. Meyer,R.A., Laird,D.W., Revel,J.P., and Johnson,R.G. (1992). Inhibition of gap junction and adherens junction assembly by connexin and A-CAM antibodies. J. Cell Biol. 119, 179-189.

75. Moorman,S.J. and Hume,R.I. (1990). Growth cones of chick sympathetic preganglionic neurons in vitro interact with other neurons in a cell-specific manner. J. Neurosci. 10, 3158-3163.

76. Nicholson,B.J, Weber,P.A, Cao,F, Chang,H, Lampe,P, and Goldberg,G. (2000). The molecular basis of selective permeability of connexins is complex and includes both size and charge. Braz. J. Med. Biol. Res. 33, 369-378.

77. Panchin,Y.V, Popova,L.B, Pavlova,G.A, Zelenin,P.V, and Arshavsky,Y.I. (1995). Formation of connections between cultured identified neurones from the pleural ganglion of the pteropod mollusc Clione limacina. Brain Res. 669, 315-319.

78. Paul,D.L., Yu,K., Bruzzone,R., Gimlich,R.L., and Goodenough,D.A. (1995). Expression of a dominant negative inhibitor of intercellular communication in the early Xenopus embryo causes delamination and extrusion of cells. Development 121, 371-381.

79. Phelan,P., Nakagawa,M., Wilkin,M.B., Moffat,K.G., 0'Kane,C.J., Davies,J.A., and Bacon,J.P. (1996). Mutations in shaking-B prevent electrical synapse formation in the Drosophila giant fiber system. J. Neurosci. 16, 1101-1113.

80. Phelan,P. and Starich,T.A. (2001). Innexins get into the gap. Bioessays 23, 388396.

81. Phelan,P., Stebbings,L.A., Baines,R.A., Bacon,J.P., Davies,J.A., and Ford,C. (1998b). Drosophila Shaking-B protein forms gap junctions in paired Xenopus oocytes. Nature 391, 181-184.

82. Plum,A., Hallas,G., Magin,T., Dombrowski,F., Hagendorff,A., Schumacher,B., Wolpert,C., Kim,J., Lamers,W.H., Evert,M., Meda,P., Traub,0., and Willecke,K. (2000). Unique and shared functions of different connexins in mice. Curr. Biol. 10, 1083-1091.

83. Purves,D., Hadley,R.D., and Voyvodic,J.T. (1986). Dynamic changes in the dendritic geometry of individual neurons visualized over periods of up to three months in the superior cervical ganglion of living mice. J. Neurosci. 6, 10511060.

84. Ramon y Cajal,S. (1893). La retine des vertebres. La Cellule 9, 119-258.

85. Rozental,R., Campos de Carvalho,A.C., and Spray,D.C. (2000a). Nervous system diseaes involving gap junctions. Brain Res. Brain Res. Rev. 32, 189191.

86. Rozental,R., Giaume,C., and Spray,D.C. (2000b). Gap junctions in the nervous system. Brain Res. Brain Res. Rev. 32, 11-15.

87. Saez,J.C., Connor,J.A., Spray,D.C., and Bennett,M.V. (1989). Hepatocyte gap junctions are permeable to the second messenger, inositol 1,4,5-trisphosphate, and to calcium ions. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A 86, 2708-2712.

88. Sambrook J., Fritsch E.F., and Maniatis T. (1989). Molecular Cloning: A Laboratory Manual.

89. Satterlie,R.A. (1993). Neuromuscular organization in the swimming system of the pteropod mollusc Clione limacina. J. Exp. Biol. 181, 119-140.

90. Scherer,S.S., Deschenes,S.M., Xu,Y.T., Grinspan,J.B., Fischbeck,K.H., ando

91. Paul,D.L. (1995). Connexin32 is a myelin-related protein in the PNS and CNS. J. Neurosci. 15, 8281-8294.

92. Shatz,C.J. (1990). Impulse activity and the patterning of connections during CNS development. Neuron 5, 745-756.

93. Simpson,!, Rose,B., and Loewenstein,W.R. (1977). Size limit of molecules permeating the junctional membrane channels. Science 195, 294-296.

94. Spray,D.C. (1996). Molecular physiology of gap junction channels. Clin. Exp. Pharmacol. Physiol 23, 1038-1040.

95. St Clair,D., Blackwood,D., Muir,W., Carothers,A., Walker,M., Spowart,G., Gosden,C., and Evans,H.J. (1990). Association within a family of a balanced autosomal translocation with major mental illness. Lancet 336, 13-16.

96. Starich,T.A., Herman,R.K., and Shaw,J.E. (1993). Molecular and genetic analysis of unc-7, a Caenorhabditis elegans gene required for coordinated locomotion. Genetics 133, 527-541.

97. Starich,T.A., Lee,R.Y., Panzarella,C., Avery,L., and Shaw,J.E. (1996). eat-5 and unc-7 represent a multigene family in Caenorhabditis elegans involved in cell-cell coupling. J. Cell Biol. 134, 537-548.

98. Taylor,C.P. and Dudek,F.E. (1982). Synchronous neural afterdischarges in rat hippocampal slices without active chemical synapses. Science 218, 810-812.

99. Temme,A., Buchmann,A., Gabriel,H.D., Nelles,E., Schwarz, M., and Willecke,K. (1997). High incidence of spontaneous and chemically induced liver tumors in mice deficient for connexin32. Curr. Biol. 7, 713-716.

100. Tessier-Lavigne,M. and Goodman,C.S. (1996). The molecular biology of axon guidance. Science 274,1123-1133.

101. Tessier-Lavigne,M. and Placzek,M. (1991). Target attraction: are developing axons guided by chemotropism? Trends Neurosci. 14, 303-310.

102. Tessier-Lavigne,M., Placzek,M., Lumsden,A.G., Dodd,J., and Jessell,T.M. (1988). Chemotropic guidance of developing axons in the mammalian central nervous system. Nature 336, 775-778.

103. The C.elegans Sequencing Consortium. (1998). Genome sequence of the nematode C. elegans: a platform for investigating biology. The C. elegans Sequencing Consortium. Science 282, 2012-2018.

104. Thomas,J.B. and Wyman,R.J. (1984). Mutations altering synaptic connectivity between identified neurons in Drosophila. J. Neurosci. 4, 530-538.

105. Thompson, W.J. (1985). Activity and synapse elimination at the neuromuscular junction. Cell Mol. Neurobiol. 5, 167-182.

106. Van Essen,D.C., Gordon,H., Soha,J.M., and Fraser,S.E. (1990). Synaptic dynamics at the neuromuscular junction: mechanisms and models. J. Neurobiol. 21, 223-249.

107. Veenstra,R.D., Wang,H.Z., BebloJD.A., Chilton,M.G., Harris,A.L., Beyer,E.C., and Brink,P.R. (1995). Selectivity of connexin-specific gap junctions does not correlate with channel conductance. Circ. Res. 77, 11561165.

108. Wang,T., Xie,Z., and Lu,B. (1995). Nitric oxide mediates activity-dependent synaptic suppression at developing neuromuscular synapses. Nature 374, 262266.

109. Watanabe,T. and Kankel,D.R. (1990). Molecular cloning and analysis of l(l)ogre, a locus of Drosophila melanogaster with prominent effects on the postembryonic development of the central nervous system. Genetics 126, 10331044.

110. White,T.W. and Bruzzone,R. (1996). Multiple connexin proteins in single intercellular channels: connexin compatibility and functional consequences. J. Bioenerg. Biomembr. 28, 339-350.

111. White,T.W. and Paul,D.L. (1999). Genetic diseases and gene knockouts reveal diverse connexin functions. Annu. Rev. Physiol 61, 283-310.

112. Zelenin,P.V. and Panchin,Y.V. (1999). Selective regeneration of the neuromuscular connections in the pteropod mollusc Clione limacina. Eur. J. Neurosci. 11, 1800-1808.

113. Zhang,Z., Curtin,K.D., Sun,Y.A., and Wyman,R.J. (1999). Nested transcripts of gap junction gene have distinct expression patterns. J. Neurobiol. 40, 288301.