Разработка молекулярно-генетических методов для выявления и дифференциации представителей семейства Chlamydiaceae тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.07, кандидат биологических наук Эйдельштейн, Инна Александровна

• Эйдельштейн, Инна Александровна
• кандидат биологических наук
• 2004

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Эйдельштейн, Инна Александровна

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

ЦЕЛЬ ИССЛЕДОВАНИЯ.

ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ.

НАУЧНАЯ НОВИЗНА.

ОСНОВНЫЕ ПОЛОЖЕНИЯ, ВЫНОСИМЫЕ НА ЗАЩИТУ.

АПРОБАЦИЯ РАБОТЫ И НАУЧНЫЕ ПУБЛИКАЦИИ.

ЧАСТЬ I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

Глава 1. Разнообразие и классификация хламидий.

1.1. Общая характеристика представителей семейства СМатусИасеае.

1.2. Систематика хламидий.

1.2.1. Развитие классификации.

1.2.2. Современная классификация и таксономия представителей семейства СМатусИасеае и их роль в развитии заболеваний.

Глава 2. Современные методы выявления и типирования хламидий.

2.1. Немолекулярные методы.

2.1.1. Морфологические методы.

2.1.2. Культивирование.

2.1.3. Иммунологические методы.

2.2. Молекулярно-генетические методы.

2.2.1. Выбор генетических локусов для выявления представителей семейства СЫатусИасеае.

2.2.2. Молекулярно-генетические методы, используемые для дифференциации видов СЫатусИасеае.

ЧАСТЬ II. СОБСТВЕННЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ.

Глава 3. Материалы и методы исследования.

3.1. Характеристика штаммов.

3.2. Модельные и клинические образцы, использованные для оптимизации ПЦР и выявления хламидий.

3.3. Выделение ДНК для ПЦР.

3.3.1. Быстрое выделение ДНК с использованием СЬе1ех-100.

3.3.2. Выделение ДНК с использованием протеиназы К.

3.3.3. Выделение ДНК с помощью сорбционного метода.

3.4. ПЦР-амплификация фрагмента гена отрА.

3.5. Клонирование и определение нуклеотидных последовательностей амплификационных фрагментов отрА различных видов Chlamydiaceae.

3.6. Получение гетерогенного внутреннего стандарта ПЦР.

3.7. Электрофоретическое разделение амплификационных фрагментов отрА в присутствии бисбензимида-ПЭГ.

3.8. ПЦР в режиме реального времени с SYBR Green I и анализ кривых плавления.

3.9. Мультиплексная ПЦР в режиме реального времени с использованием зондов TaqMan-THna (5'-экзонуклеазный метод).

3.10. Компьютерный анализ нуклеотидных последовательностей.

Глава 4. Результаты и обсуждение.

4.1. ПЦР-амплификация и анализ фрагмента последовательности отрА различных видов хламидий.

4.1.1. Выбор праймеров и оптимизация ПЦР.

4.1.2. Клонирование амплификационных фрагментов отрА и характеристика их нуклеотидных последовательностей.

4.2. Разработка и получение внутреннего стандарта ПЦР.

4.3. Дифференциация представителей Chlamydiaceae путем электрофоретического разделения в геле с добавлением бисбензимида-ПЭГ

4.4. Выявление и типирование представителей семейства Chlamydiaceae с помощью ПЦР в режиме реального времени и анализа кривых плавления с SYBR Green I.

4.5. Идентификация Chlamydia spp., Chlamydophilapneumoniae и возбудителей зоонозных хламидиозов с помощью мультиплексной TaqMan ПЦР в режиме реального времени.

4.6. Анализ чувствительности и специфичности разработанных методов при исследовании клинических образцов.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Разработка молекулярно-генетических методов для выявления и дифференциации представителей семейства Chlamydiaceae»

Микроорганизмы семейства Chlamydiaceae являются облигатными внутриклеточными паразитами и вызывают ряд заболеваний человека и животных, известных под общим названием «хламидиозы». Для многих хламидий характерна высокая видоспецифичность, однако некоторые виды Chlamydiaceae имеют широкий круг естественных хозяев, включающий представителей нескольких классов позвоночных животных. Наиболее распространенные хламидийные инфекции человека, вызываемые Chlamydia trachomatis и Chlamydophila pneumoniae (биовар TWAR) носят антропонозный характер. Другие виды хламидий являются причиной зоонозных заболеваний [99, 111]. Хламидиозы характеризуются разнообразием клинических симптомов, могут протекать латентно или сопровождаться тяжелыми поражениями различных органов и систем. Характер и степень выраженности заболевания определяются принадлежностью возбудителя к определенному виду, биовару или серовару, поскольку многие штаммы хламидий проявляют тканеспецифичность, а также особенностями организма хозяина [29, 31, 66, 73, 107].

С. trachomatis, открытая раньше других хламидий, в настоящее время рассматривается как самый распространенный бактериальный возбудитель заболеваний, передающихся половым путем. По данным ВОЗ, количество инфекций, вызываемых С. trachomatis во всем мире, ежегодно составляет около 90 млн. случаев [84, 170]. При этом почти у 75% женщин и 50% мужчин урогенитальный хламидиоз протекает бессимптомно, что значительно усложняет эпидемиологический надзор за ним [2, 48]. В то же время данное заболевание является частой причиной бесплодия, невынашивания беременности и может сопровождаться различными экстрагенитальными поражениями [6, 204]. Помимо инфекций, передающихся половым путем, С. trachomatis вызывает эндемичную трахому (хронический кератоконъюнктивит) - заболевание, особенно широко представленное в развивающихся странах Азии, Африки, Южной Америки и являющееся одной из наиболее частых причин потери зрения [3, 105].

С. pneumoniae известна в основном как возбудитель заболеваний респираторного тракта, на долю которого приходится от 10 до 20% пневмоний и 5%-15% случаев бронхитов и синуситов [И, 89]. Кроме того, многие исследования, проведенные в последнее время, свидетельствуют о вероятной взаимосвязи между хронической инфекцией, вызванной С. pneumoniae, и развитием некоторых неинфекционных заболеваний, например, атеросклероза [10, 67], бронхиальной астмы [121] и некоторых заболеваний центральной нервной системы [26, 220].

Значительно большую группу представляют виды семейства Chlamydiaceae, патогенные для животных [5]. Хламидийные инфекции наносят существенный экономический ущерб различным отраслям животноводства и птицеводства, вызывая гибель животных, аборты, рождение мертвого или нежизнеспособного приплода [7]. Так, ежегодные потери от хламидиозов в сфере животноводства в Великобритании составляют 25 млн. евро [23]. Некоторые виды возбудителей хламидиозов домашних и сельскохозяйственных животных, например, Chlamydophila psittaci, Chlamydophila abortus, Chlamydophila felis, представляют угрозу спорадических заболеваний людей, особенно лиц, профессионально занятых в сельском хозяйстве [99, 111]. Возможные пути передачи и опасность для человека других видов хламидий, вызывающих инфекции животных, до сих пор недостаточно изучены из-за отсутствия эпидемиологических данных. В связи с этим программа «Хламидиозы животных и опасность зоонозных заболеваний» Европейского сотрудничества в области научных и технических исследований (COST) уделяет первостепенное внимание разработке эффективных методов выявления хламидий [23].

Несмотря на разнообразие существующих диагностических методов, проблема идентификации представителей семейства Chlamydiaceae остается чрезвычайно актуальной. Культуральный метод, ранее рассматриваемый как золотой стандарт», представляет собой трудоемкий и длительный процесс, требующий использования нескольких клеточных линий для поддержания роста различных видов, и доступный лишь немногим лабораториям [120, 204]. Серологические методы, вследствие перекрестной реактивности основных антигенных детерминант хламидий, а также особенностей формирования иммунного ответа, недостаточно специфичны [85, 141, 154].

В последние годы интенсивно разрабатываются молекулярно-генетические методы обнаружения и типирования хламидий на основе полимеразной цепной реакции (ПЦР). Значение этих методов существенно возросло в связи с накоплением данных о биологическом разнообразии представителей семейства Chlamydiaceae и фундаментальными изменениями их классификации, в основу которой положены принципы современной геносистематики [71, 73, 74, 210]. ПЦР широко используется для выявления отдельных видов хламидий и, прежде всего, С. trachomatis. В то же время, известные в настоящее время универсальные методы типирования хламидий с использованием ПЦР являются недостаточно чувствительными для их прямого обнаружения в клиническом материале или требуют использования трудоемких процедур анализа продуктов ПЦР [100, 165, 218]. Ни в одном из описанных в настоящее время методов ПЦР для универсального обнаружения представителей семейства Chlamydiaceae не предусмотрена возможность использования внутреннего стандарта, который позволяет выявлять ингибирование реакции.

Таким образом, широкий спектр заболеваний, вызываемых представителями семейства Chlamydiaceae, особенности течения хламидиозов человека и животных с часто сходной, но не всегда типичной клинической картиной, а также сложность идентификации хламидий с помощью стандартных подходов, обуславливают необходимость разработки универсальных методов обнаружения и типирования возбудителей данной группы.

ЦЕЛЬ ИССЛЕДОВАНИЯ

Разработать молекулярно-генетические методы для выявления и дифференциации представителей семейства Chlamydiaceae и оценить эффективность предложенных методов при тестировании контрольных и клинических образцов в сравнении с альтернативными методами ПЦР.

ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ

1. Разработать протоколы ПЦР-амплификации фрагментов гена отрА, обеспечивающие возможность обнаружения всех видов семейства Chlamydiaceae в клинических образцах как с использованием электрофоретического анализа продуктов реакции, так и в режиме реального времени.

2. Создать коллекцию штаммов Е. coli, несущих клонированные амплификационные фрагменты гена отрА различных видов Chlamydiaceae, для использования в качестве контрольных ПЦР-матриц.

3. Определить нуклеотидные последовательности амплифицируемых фрагментов гена отрА у штаммов С. ресогит и С. suis.

4. Разработать систему дифференциации видов семейства Chlamydiaceae с использованием электрофореза амплификационных фрагментов отрА в присутствии сайт-специфического ДНК-лиганда — бисбензимида-ПЭГ.

5. Разработать методы выявления и дифференциации Chlamydia spp., С. pneumoniae и возбудителей зоонозов (С. psittaci, С. felis, С. abortus) на основе ПЦР в режиме реального времени с использованием неспецифического флуоресцентного красителя SYBR Green I и анализа кривых плавления ПЦР-продуктов, а также мультиплексной TaqMan ПЦР.

6. Создать гетерогенный внутренний стандарт ПЦР на основе гибридной последовательности ДНК фага X для контроля ингибирования ПЦР.

7. Оценить чувствительность и специфичность предложенных способов выявления хламидий при тестировании контрольных и клинических образцов в сравнении с альтернативными методами на основе ПЦР.

НАУЧНАЯ НОВИЗНА

Впервые:

1. Показана возможность видовой дифференциации хламидий путем электрофоретического разделения продуктов ПЦР в агарозном геле с добавлением сиквенс-специфического ДНК-лиганда - бисбензимида-ПЭГ.

2. Исследованы нуклеотидные последовательности амплифицируемых фрагментов гена отрА у штаммов С. ресогит и С. suis.

3. Разработан метод дифференциального выявления представителей семейства Chlamydiaceae с применением ПЦР в режиме реального времени и анализа кривых плавления продуктов ПЦР в присутствии SYBR Green I.

4. Разработаны специфические флуоресцентные зонды и предложена система дифференциального выявления патогенных для человека видов хламидий: Chlamydia trachomatis, Chlamydophila pneumoniae и возбудителей зоонозных инфекций с помощью мультиплексной TaqMan ПЦР.

5. Создана коллекция штаммов Е. coli, несущих клонированные фрагменты гена отрА различных видов Chlamydiaceae, для использования в качестве системы контроля качества предложенных ПЦР методов.

ОСНОВНЫЕ ПОЛОЖЕНИЯ, ВЫНОСИМЫЕ НА ЗАЩИТУ

1. Амплификация 5'-концевого участка гена отрА с последующим разделением продуктов ПЦР в агарозном геле с добавлением ДНК-лиганда - бисбензимида-ПЭГ позволяет определить видовую принадлежность неизвестных штаммов хламидий.

2. ПЦР в режиме реального времени с использованием праймеров к 5'-концевому фрагменту отрА и TaqMan зондов или неспецифического флуоресцентного красителя SYBR Green I в сочетании с анализом кривых плавления продуктов ПЦР является высокоэффективным и быстрым методом обнаружения и дифференциации представителей семейства Chlamydiaceae.

АПРОБАЦИЯ РАБОТЫ И НАУЧНЫЕ ПУБЛИКАЦИИ

Результаты исследования доложены на 9 Европейском конгрессе по клинической микробиологии и инфекционным заболеваниям (Берлин, 1999), на конкурсе молодых ученых СГМА (Смоленск, 2000), 4-й Всероссийской научно-практической конференции «Генодиагностика инфекционных заболеваний» (Москва, 2002), XXIII межобластной научно- практической конференции терапевтов Центра и Запада России (Смоленск, 2003), межкафедральном заседании СГМА (Смоленск, 2003), 14 Европейском конгрессе по клинической микробиологии и инфекционным заболеваниям (Прага, 2004).

По материалам диссертации опубликовано 13 научных работ, из них 4 — в зарубежной печати.

Заключение диссертации по теме «Микробиология», Эйдельштейн, Инна Александровна

ВЫВОДЫ

1. Разработанные методы ПЦР с использованием семейственно-специфических праймеров к 5'-концевому участку гена отрА обеспечивают чувствительное и специфическое детектирование всех видов семейства Chlamydiaceae, что позволяет рассматривать их как перспективные подходы для диагностики хламидийных инфекций человека и животных.

2. Анализ нуклеотидных последовательностей амплифицируемого фрагмента отрА, включая впервые описанные в данной работе последовательности штаммов С. suis и С. ресогит, свидетельствует об их высокой внутривидовой консервативности (98,3-100% гомологии для каждого вида). В то же время, выраженные различия в структуре данного участка генома у разных видов обеспечивают возможность их дифференциации в щ соответствии с современной системой классификации хламидий.

3. Созданная панель штаммов Е. coli, несущих клонированные фрагменты отрА и гетерогенный внутренний стандарт, может быть использована для контроля качества ПЦР-диагностики и дифференциации представителей семейства Chlamydiaceae.

4. Благодаря различиям в структуре сайтов связывания бисбензимида в ПЦР-фрагментах отрА различных видов хламидий, электрофорез в агарозном геле с добавлением бисбензимида-ПЭГ может быть использован для определения видовой принадлежности неизвестных штаммов хламидий.

5. Разработанные методы выявления и дифференциации Chlamydia spp., С. pneumoniae и возбудителей зоонозных хламидиозов (С. psittaci, С. abortus

• ' и C.felis) на основе ПЦР в режиме реального времени с использованием

SYBR Green I и анализа кривых плавления продуктов ПЦР, а также мультиплексной TaqMan ПЦР со специфическими зондами отличаются высокой чувствительностью, специфичностью и производительностью по сравнению с ранее предложенными методами универсального обнаружения представителей семейства Chlamydiaceae на основе ПЦР.

ПРАКТИЧЕСКИЕ РЕКОМЕНДАЦИИ

1. Метод электрофоретического разделения амплификационных фрагментов ^ ошрА в агарозном геле с добавлением сайт-специфического ДНК-лиганда бисбензимида-ПЭГ может быть рекомендован в качестве простого и экономически эффективного метода определения видовой принадлежности как культивированных, так и выделенных из клинического материала штаммов хламидий.

2. Использование рекомбинантных штаммов E.coli, несущих клонированные фрагменты ошрА девяти видов Chlamydiaceae и гетерогенный внутренний стандарт, рекомендуется для контроля качества выявления и дифференциации хламидий с помощью ПЦР с семейственно-специфическими праймерами СМ1 и СМ2.

3. Предложенные методы идентификации Chlamydia spp., С. pneumoniae и • возбудителей зоонозных хламидиозов (С. psittaci, С. abortus и С. felis) на основе ПЦР в режиме реального времени могут быть рекомендованы для использования в медицинских и ветеринарных лабораториях, проводящих диагностику хламидийных заболеваний.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Эйдельштейн, Инна Александровна, 2004 год

1. Брагина Е.Е., Дмитриева Г.А., Кисина В.И. Структурно-функциональные особенности жизненного цикла хламидий in vivo. // Вестник дерматологии. - 1995. - № 6. - С. 18-21.

2. Егоров A.M., Сазыкин Ю.О. Хламидии. Молекулярная организация клетки и некоторые особенности патогенеза инфекций. // Антибиотики и химиотерапия. 2000. - № 45. - С. 3-5.

3. Зайцева Н.С. Трахома. Москва: МНИИГБ, 1976. -130 с.

4. Казанцев А.П. Орнитоз. Ленинград: Медицина, 1973. -216 с.

5. Кротов С.А., Кротова В.А., Юрьев С.Ю. Хламидиозы: эпидемиология, характеристика возбудителя, методы лабораторной диагностики, лечение генитального хламидиоза. Барнаул: Алтайский центр по борьбе со СПИД, 1995. - 34 с.

6. Митрофанов П.М. Паталого-анатомическая диагностика малоизвестных инфекционных болезней сельскохозяйственных животных. Саранск.: 1997. - 58-65 с.

7. Обухов И.П., Шипулин Г.А., Груздев К.Н., Панин А.Н. Использование полимеразной цепной реакции для определения видов хламидий // Доклады Россельхозакадемии. 1997. - № 1. - С. 1-3.

8. Савичева A.M., Башмакова М.А. Урогениталльный хламидиоз у женщин и его последствия / Под ред. Э.К. Айламазяна. Н. Новгород: Издательство НМГА, 1998. -10-12 с.

9. Сумароков А.Б., Панкратова В.Н. Изучение титров специфических IgG, IgA- и IgM-антител к микроорганизму Chlamydia pneumoniae убольных с начальным атеросклерозом сонных артерий // Практикующий врач. 1999. - № 15. -С. 10-12.

10. И. Тартаковский И.С. Современные подходы к диагностике атипичных пневмоний // Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2000. - № 2. - С.60-68.

11. Шаткин A.A., Попов B.JL, Бескина С.Р. Урогенитальные гальпровиозы (хламидиозы). Морфологические и ультраструктурные особенности возбудителя. // Вестн. дерматол. и венерол. 1981. - № 1. - С.24-28.

12. Шаткин A.A. Персистенция хламидийной инфекции в культуре клеток. // Вест. Академ. Мед. Науки СССР. 1985. - № 3. - С.51-55.

13. Шипицина Е.В. Микробиологические аспекты устойчивости Chlamydia trachomatis к антибиотикам: Автореф. дис. канд. биол. наук: 03.00.07 / СПбГМУ. СПб., 2003. - 10 с.

14. Alakarppa Н., Surcel Н.М., Laitinen К., Juvonen Т., Saikku P., Laurila A. Detection of Chlamydia pneumoniae by colorimetric in situ hybridization // APMIS. 1999. - Vol.107, No 4. - P.451-454.

15. An Q., Olive D.M. Molecular cloning and nucleic acid sequencing of Chlamydia trachomatis 16S rRNA genes from patient samples lacking the cryptic plasmid // Mol. Cell Probes. 1994. - Vol.8, No 5. - P.429-435.

16. Andersen A.A. Serotyping of Chlamydia psittaci isolates using serovar-specific monoclonal antibodies with the microimmunofluorescence test // J.Clin.Microbiol. 1991. - Vol.29, No 4. - P.707-711.

17. Andersen A.A. Two new serovars of Chlamydia psittaci from North American birds // J.Vet.Diagn.Invest. 1997. - Vol.9, No 2. - P.l59-164.

18. Andersen A.A., Grimes J.E., Shivaprasad H.L. Serotyping of Chlamydia psittaci isolates from ratites // J.Vet.Diagn.Invest. 1998. - Vol. 10, No 2. -P.186-188.

19. Andersen A.A., Rogers D.G. Resistance to tetracycline and sulfadiazine in swine C. trachomatis isolates. San Francisco, CA. International Chlamydia Symposium. // Ninth International Symposium on Human Chlamydial Infections, 1998. P.313-316.

20. Animal Chlamydioses and the Zoonotic Implications. Electronic citation.: European Cooperation in the field of Scientific and Technical Research, COST. 11-3-2002. // http://cost.cordis.lu/src/pdf/855-e.pdf.

21. Baghian A., Kousoulas K., Truax R., Storz J. Specific antigens of Chlamydia pecorum and their homologues in C. psittaci and C. trachomatis II Am.J.Vet.Res. 1996. - Vol.57, No 12. - P.1720-1725.

22. Batteiger B.E. The major outer membrane protein of a single Chlamydia trachomatis serovar can possess more than one serovar-specific epitope // Infect.Immun. 1996. - Vol.64, No 2. - P.542-547.

23. Batteiger B.E., Lennington W., Newhall W.J., Katz B.P., Morrison H.T., Jones R.B. Correlation of infecting serovar and local inflammation in genital Chlamydial infections // J.Infect.Dis. 1989. - Vol.160, No 2. - P.332-336.

24. Beatty W.L., Morrison R.P., Byrne G.I. Reactivation of persistent Chlamydia trachomatis infection in cell culture // Infect.Immun. 1995. -Vol.63, No 1.- P. 199-205.

25. Beaty C.D., Grayston J.T., Wang S.P., Kuo C.C., Reto C.S., Martin T.R. Chlamydia pneumoniae, strain TWAR, infection in patients with chronic obstructive pulmonary disease // Am.Rev.Respir.Dis. 1991. - Vol.144, No 6.- P.1408-1410.

26. Bedson S.P., Bland J.O. The developmental forms of the psittacosis virus // British Journal of Experimental Pathology. 1934. - Vol.15 P.243-247.

27. Black P.N., Scicchitano R., Jenkins C.R., Blasi F., Allegra L., Wlodarczyk J., Cooper B.C. Serological evidence of infection with Chlamydia pneumoniae is related to the severity of asthma // Eur.Respir.J. 2000. -Vol.15, No 2.- P.254-259.

28. Bush R.M., Everett K.D. Molecular evolution of the Chlamydiaceae II Int.J.Syst.Evol.Microbiol. 2001. - Vol.51, No Pt 1. - P.203-220.

29. Bustin S.A. Absolute quantification of mRNA using real-time reverse transcription polymerase chain reaction assays // J Mol.Endocrinol. 2000. -Vol.25, No 2.- P.169-193.

30. Byrne G.I., Lehmann L.K., Landry G.J. Induction of tryptophan catabolism is the mechanism for gamma-interferon-mediated inhibition of intracellular Chlamydia psittaci replication in T24 cells // Infect.Immun. 1986. - Vol.53, No 2.- P.347-351.

31. Caldwell H.D., Hitchcock P.J. Monoclonal antibody against a genus-specific antigen of Chlamydia species: location of the epitope on chlamydial lipopolysaccharide // Infect.Immun. 1984. - Vol.44, No 2. - P.306-314.

32. Campbell L.A., Kuo C.C., Grayston J.T. Characterization of the new Chlamydia agent, TWAR, as a unique organism by restriction endonuclease analysis and DNA-DNA hybridization // J.Clin.Microbiol. 1987. - Vol.25, No 10.- P.1911-1916.

33. Campbell S., Richmond S.J., Yates P. The development of Chlamydia trachomatis inclusions within the host eukaryotic cell during interphase and mitosis II J.Gen.Microbiol. 1989. - Vol.135 ( Pt 5) P.l 153-1165.

34. Chae C., Cheon D.S., Kwon D., Kim O., Kim B., Suh J., Rogers D.G., Everett K.D., Andersen A.A. In situ hybridization for the detection andlocalization of swine Chlamydia trachomatis II Vet.Pathol. 1999. - Vol.36, No 2.- P.133-137.

35. Chernesky M., Jang D., Chong S., Sellors J., Mahony J. Impact of urine collection order on the ability of assays to identify Chlamydia trachomatis infections in men // Sex Transm.Dis. 2003. - Vol.30, No 4. - P.345-347.

36. Chernesky M.A. Nucleic acid tests for the diagnosis of sexually transmitted diseases // FEMS Immunol.Med.Microbiol. 1999. - Vol.24, No 4. - P.437-446.

37. Chlamydia. Disease Information. Electronic citation.: National Center for HIV, STD and TB Prevention Division of Sexually Transmitted Diseases. 2003. // http://www.cdc.gov/nchstp/dstd/Fact Sheets/C/7/a/wvc//afacts.htm.

38. Clarkson M.J., Philips H.L. Isolation of faecal Chlamydia from sheep in Britain and their characterization by cultural properties // Vet J. 1997. -Vol.153, No 3.- P.307-310.

39. Cles L.D., Stamm W.E. Use of HL cells for improved isolation and passage of Chlamydia pneumoniae II J Clin.Microbiol. 1990. - Vol.28, No 5. -P.93 8-940.

40. Comanducci M., Ricci S., Cevenini R., Ratti G. Diversity of the Chlamydia trachomatis common plasmid in biovars with different pathogenicity // Plasmid. 1990. - Vol.23, No 2. - P.149-154.

41. Comanducci M., Ricci S., Ratti G. The structure of a plasmid of Chlamydia trachomatis believed to be required for growth within mammalian cells // Mol.Microbiol. 1988. - Vol.2, No 4. - P.531-538.

42. Corsaro D., Valassina M., Venditti D. Increasing diversity within Chlamydiae II Crit.Rev.Microbiol. 2003. - Vol.29, No 1. - P.37-78.

43. Corsaro D., Venditti D., Le Faou A., Guglielmetti P., Valassina M. A new Chlamydia-like 16S rDNA sequence from a clinical sample I I Microbiology. -2001.-Vol.147, No Pt3.- P.515-516.

44. Corsaro D., Venditti D., Valassina M. New chlamydial lineages from freshwater samples // Microbiology. 2002. - Vol.148, No Pt 2. - P.343-344.

45. Creelan J.L., McCullough S.J. Evaluation of strain-specific primer sequences from an abortifacient strain of ovine Chlamydophila abortus (iChlamydia psittaci) for the detection of EAE by PCR // FEMS Microbiol.Lett. 2000. - Vol.190, No 1. - P. 103-108.

46. Danesh J., Whincup P., Walker M., Lennon L., Thomson A., Appleby P., Wong Y., Bernardes-Silva M., Ward M. Chlamydia pneumoniae IgG titres and coronary heart disease: prospective study and meta-analysis // BMJ. -2000. Vol.321, No 7255. - P.208-213.

47. Darougar S., Forsey T., Brewerton D.A., Rogers K.L. Prevalence of antichlamydial antibody in London blood donors // Br.J.Vener.Dis. 1980. -Vol.56, No 6. - P.404-407.

48. DeGraves F.J., Gao D., Kaltenboeck B. High-sensitivity quantitative PCR platform // Biotechniques. 2003. - Vol.34, No 1. - P. 106-5.

49. Demkin V.V., Zimin A.L. Family specific PCR detection and genus specific differentiation of Chlamydiaceae species // Proc 4th Meet Eur Soc Chlam Res, Helsinki, Finland, Aug.20. 2000. P.82.

50. Dreses-Werringloer U., Padubrin I., Jurgens-Saathoff B., Hudson A.P., Zeidler H., Kohler L. Persistence of Chlamydia trachomatis is induced by ciprofloxacin and ofloxacin in vitro II Antimicrob.Agents Chemother. -2000. Vol.44, No 12. - P.3288-3297.

51. Dwyer R.S., Treharne J.D., Jones B.R., Herring J. Chlamydial infection. Results of micro-immunofluorescence tests for the detection of type-specific antibody in certain chlamydial infections // Br.J.Vener.Dis. 1972. - Vol.48, No 6.- P.452-459.

52. Eckert L.O., Suchland R.J., Hawes S.E., Stamm W.E. Quantitative Chlamydia trachomatis cultures: correlation of chlamydial inclusion-forming units with serovar, age, sex, and race // J.Infect.Dis. 2000. -Vol.182, No 2.- P.540-544.

53. Ellis R.W. Infection and coronary heart disease // J.Med.Microbiol. 1997. -Vol.46, No 7. - P.535-539.

54. Engel J.N., Ganem D. Chlamydial rRNA operons: gene organization and identification of putative tandem promoters // J.Bacteriol. 1987. - Vol.169, No 12. - P.5678-5685.

55. Erlich H.A., Gelfand D., Sninsky J.J. Recent advances in the polymerase chain reaction//Science. 1991. - Vol.252, No 5013. - P.1643-1651.

56. Escalante-Ochoa C., Ducatelle R, Haesebrouck F. Dynamics of the development of Chlamydophila psittaci inclusions in epithelial andfibroblast host cells // J Vet.Med.B Infect.Dis.Vet.Public Health. 2000. -Vol.47, No 5.- P.343-349.

57. Everett K.D., Andersen A.A. The ribosomal intergenic spacer and domain I of the 23 S rRNA gene are phylogenetic markers for Chlamydia spp. // Int.J.Syst.Bacteriol. 1997. - Vol.47, No 2. - P.461-473.

58. Everett K.D., Andersen A.A. Identification of nine species of the Chlamydiaceae using PCR-RFLP // Int.J Syst.Bacteriol. 1999. - Vol.49 Pt 2 P.803-813.

59. Everett K.D., Hornung L.J., Andersen A.A. Rapid detection of the Chlamydiaceae and other families in the order Chlamydiales: three PCR tests // J.Clin.Microbiol. 1999. - Vol.37, No 3. - P.575-580.

60. Evolution of Chlamydiaceae. Electronic citation.: The comprehensive reference and education site to Chlamydia and the Chlamydiae. 2004. // http://www.Chlamydiae.com/docs/Chlamydia\es/evgenseqs.htm.

61. Fitch W.M., Peterson E.M., de la Maza L.M. Phylogenetic analysis of the outer-membrane-protein genes of Chlamydiae, and its implication for vaccine development // Mol.Biol.Evol. 1993. - Vol.10, No 4. - P.892-913.

62. Forsey T., Darougar S. Acute conjunctivitis caused by an atypical chlamydial strain: Chlamydia IOL 207 // Br.J.Ophthalmol. 1984. - Vol.68, No 6.- P.409-411.

63. Frost E.H., Deslandes S., Bourgaux-Ramoisy D. Sensitive detection and typing of Chlamydia trachomatis using nested polymerase chain reaction // Genitourin.Med. 1993. - Vol.69, No 4. - P.290-294.

64. Fukushi H., Hirai K. Proposal of Chlamydia pecorum sp. nov. for Chlamydia strains derived from ruminants // Int.J.Syst.Bacteriol. 1992. -Vol.42, No 2. - P.306-308.

65. Fukushi H., Hirai K. Restriction fragment length polymorphisms of rRNA as genetic markers to differentiate Chlamydia spp. // Int.J.Syst.Bacteriol. -1993.-Vol.43, No 3.- P.613-617.

66. Garrett A.J. Some properties of the polysaccharide from cell cultures infected with TRIC agent (Chlamydia trachomatis) II J.Gen.Microbiol. -1975.-Vol.90, No 1.- P.133-139.

67. Global prevalence and incidence of selected curable sexually transmitted infections. Electronic citation.: WHO department of HIV/AIDS. 2004. // http://www.who.int/docstore/hiv/GRSTI/003.htm.

68. Grayston J.T. Chlamydia pneumoniae, strain TWAR // Chest. 1989. -Vol.95, No 3. - P.664-669.

69. Hackstadt T., Fischer E.R., Scidmore M.A., Rockey D.D., Heinzen R.A. Origins and functions of the chlamydial inclusion // Trends Microbiol. -1997.-Vol.5, No 7.- P.288-293.

70. Halberstaedter L., Prowazek S. Uber Zelleinschlusse Parasitärer Nature beim Trachom II Arbeiten aus dem Kaiselichen Gesundheitsamke. 1907. -Vol.26 P.44-47.

71. Hammerschlag M.R. The Role of Chlamydia in Upper Respiratory Tract Infections I I Curr.Infect.Dis.Rep. 2000. - Vol.2, No 2. - P. 115-120.

72. Hammerschlag M.R. The intracellular life of Chlamydiae II Semin.Pediatr.Infect.Dis. 2002. - Vol.13, No 4. - P.239-248.

73. Hartley J.C., Kaye S., Stevenson S., Bennett J., Ridgway G. PCR detection and molecular identification of Chlamydiaceae species // J.Clin.Microbiol. -2001.-Vol.39, No 9.- P.3072-3079.

74. Hatch T.P., Vance D.W., Jr., AI Hossainy E. Identification of a major envelope protein in Chlamydia spp. // J.Bacteriol. 1981. - Vol.146, No 1. -P.426-429.

75. Hatt C., Ward M.E., Clarke I.N. Analysis of the entire nucleotide sequence of the cryptic plasmid of Chlamydia trachomatis serovar LI. Evidence for involvement in DNA replication // Nucleic Acids Res. 1988. - Vol.16, No 9. - P.4053-4067.

76. Helps C., Reeves N., Egan K., Howard P., Harbour D. Detection of Chlamydophila felis and feline herpesvirus by multiplex real-time PCR analysis // J Clin.Microbiol. 2003. - Vol.41, No 6. - P.2734-2736.

77. Helps C., Reeves N., Tasker S., Harbour D. Use of real-time quantitative PCR to detect Chlamydophila felis infection // J.Clin.Microbiol. 2001. -Vol.39, No 7. - P.2675-2676.

78. Hermann C., Graf K., Groh A., Straube E., Härtung T. Comparison of eleven commercial tests for Chlamydia pneumoniae-specific immunoglobulin G in asymptomatic healthy individuals // J.Clin.Microbiol. 2002. - Vol.40, No 5. - P.1603-1609.

79. Holland S.M., Gaydos C.A., Quinn T.C. Detection and differentiation of Chlamydia trachomatis, Chlamydia psittaci, and Chlamydia pneumoniae by DNA amplification // J.Infect.Dis. 1990. - Vol.162, No 4. - P.984-987.

80. Horn M., Wagner M. Evidence for additional genus-level diversity of Chlamydiales in the environment // FEMS Microbiol.Lett. 2001. - Vol.204, No 1.- P.71-74.

81. Hsieh Y.H., Bobo L.D., Quinn T.C., West S.K. Determinants of trachoma endemicity using Chlamydia trachomatis ompA DNA sequencing // Microbes.Infect. 2001. - Vol.3, No 6. - P.447-458.

82. Huang J., DeGraves F.J., Gao D., Feng P., Schlapp T., Kaltenboeck B. Quantitative detection of Chlamydia spp. by fluorescent PCR in the LightCycler//Biotechniques. 2001. - Vol.30, No 1. - P. 150-157.

83. Inoue H., Nojima H., Okayama H. High efficiency transformation of Escherichia coli with plasmids // Gene. 1990. - Vol.96, No 1. - P.23-28.

84. International trachoma initiative. Electronic citation.: Applied Research. 2003. // http ://www.trachoma. org/apply. asp.

85. Jackson L.A., Campbell L.A., Schmidt R.A., Kuo C., Cappuccio A.L., Lee M.J., Grayston J.T. Specificity of detection of Chlamydia pneumoniae incardiovascular atheroma // J.Infect.Dis. 2000. - Vol.181. Suppl. 3. -P.S447-S448.

86. Jantos C.A., Heck S., Roggendorf R., Sen-Gupta M., Hegemann J.H. Antigenic and molecular analyses of different Chlamydia pneumoniae strains // J.Clin.Microbiol. 1997. - Vol.35, No 3. - P.620-623.

87. Johnson W.D., Moses J., Kipshidze N. Absence of Chlamydia pneumoniae in surgical specimens of coronary and carotid arteries by polymerase chain reaction // Cardiovasc.Radiat.Med. 2001. - Vol.2, No 4. - P.221-224.

88. Johnston S.L. The role of viral and atypical bacterial pathogens in asthma pathogenesis//Pediatr.Pulmonol.Suppl. 1999. - Vol.18 P.141-143.

89. Jones H., Rake G., Stearns B. Studies on L. G. V. Ill // Journal of Infectious Diseases. 1945. - Vol.76 P.55-69.

90. Jorgensen D.M. Gestational psittacosis in a Montana sheep rancher // Emerg.Infect.Dis. 1997. - Vol.3, No 2. - P. 191-194.

91. Kalman S., Mitchell W., Marathe R., Lammel C., Fan J., Hyman R.W., dinger L., Grimwood J., Davis R.W., Stephens R.S. Comparative genomes of Chlamydia pneumoniae and C. trachomatis II Nat.Genet. 1999. - Vol.21, No 4. - P.385-389.

92. Kaltenboeck B., Kousoulas K.G., Storz J. Two-step polymerase chain reactions and restriction endonuclease analyses detect and differentiate ompA DNA of Chlamydia spp. // J Clin.Microbiol. 1992. - Vol.30, No 5. -P. 1098-1104.

93. Kaltenboeck B., Kousoulas K.G., Storz J. Structures of and allelic diversity and relationships among the major outer membrane protein (<ompA) genes of the four chlamydial species // J.Bacteriol. 1993. - Vol.175, No 2. - P.487-502.

94. Kazuyama Y. An isolation procedure of Chlamydia pneumoniae and Chlamydia trachomatis 11 Kansenshogaku Zasshi. 1992. - Vol.66, No 2. -P.189-193.

95. Klein M., Kotz A., Bernardo K., Kronke M. Detection of Chlamydia pneumoniae-specific antibodies binding to the VD2 and VD3 regions of the major outer membrane protein // J Clin.Microbiol. 2003. - Vol.41, No 5. -P. 1957-1962.

96. Koh W.P., Taylor M.B., Chew S.K., Phoon M.C., Kang K.L., Chow V.T. Chlamydia pneumoniae IgG seropositivity and clinical history of ischemic heart disease in Singapore // J Microbiol Immunol.Infect. 2003. - Vol.36, No 3. - P. 169-174.

97. Korner I., Blatz R., Wittig I., Pfeiffer D., Ruhlmann C. Serological evidence of Chlamydia pneumoniae lipopolysaccharide antibodies in atherosclerosis of various vascular regions // Vasa. 1999. - Vol.28, No 4. - P.259-263.

98. Kuo C.C., Grayston J.T. A sensitive cell line, HL cells, for isolation and propagation of Chlamydia pneumoniae strain TWAR // J.Infect.Dis. 1990. - Vol.162, No 3.- P.755-758.

99. Kuo C.C., Jackson L.A., Campbell L.A., Grayston J.T. Chlamydia pneumoniae (TWAR) // Clin.Microbiol.Rev. 1995. - Vol.8, No 4. - P.451-461.

100. Kuoppa Y., Boman J., Scott L., Kumlin U., Eriksson I., Allard A. Quantitative detection of respiratory Chlamydia pneumoniae infection by real-time PCR // J.Clin.Microbiol. 2002. - Vol.40, No 6. - P.2273-2274.

101. Lampe M.F., Wong K.G., Kuehl L.M., Stamm W.E. Chlamydia trachomatis major outer membrane protein variants escape neutralization by both monoclonal antibodies and human immune sera // Infect.Immun. 1997. -Vol.65, No 1.- P.317-319.

102. Laroucau K., Souriau A., Rodolakis A. Improved sensitivity of PCR for Chlamydophila using pmp genes // Vet.Microbiol. 2001. - Vol.82, No 2. -P.155-164.

103. Larsen F.O., Norn S., Mordhorst C.H., Skov P.S., Milman N., Clementsen P. Chlamydia pneumoniae and possible relationship to asthma. Serum immunoglobulins and histamine release in patients and controls // APMIS. -1998. Vol.106, No 10. - P.928-934.

104. Liu W., Saint D.A. Validation of a quantitative method for real time PCR kinetics // Biochem.Biophys.Res Commun. 2002. - Vol.294, No 2. - P.347-353.

105. Lovett M., Kuo K.-K., Holmes K., Falkow S. Plasmids of the genus Chlamydia II Current chemotherapy and infectious diseases. Washington DC: American Society of Microbiology, 1980. - P.1250-1252.

106. McElnea C.L., Cross G.M. Methods of detection of Chlamydia psittaci in domesticated and wild birds // Aust.Vet.J. 1999. - Vol.77, No 8. - P.516-521.

107. Messmer T.O., Skelton S.K., Moroney J.F., Daugharty H., Fields B.S. Application of a nested, multiplex PCR to psittacosis outbreaks // J.Clin.Microbiol. 1997. - Vol.35, No 8. - P.2043-2046.

108. Meyer K.F. Psittacosis group II Ann.N.Y.Acad.Sci. 1953. - Vol.56, No 3. -P.545-556.

109. Miyashita N., Matsumoto A., Fukano H., Niki Y., Matsushima T. The 7.5kb common plasmid is unrelated to the drug susceptibility of Chlamydia trachomatis II J.Infect.Chemother. 2001. - Vol.7, No 2. - P.l 13-116.

110. Miyashita N., Matsumoto A., Matsushima T. In vitro susceptibility of 7.5-kb common plasmid-free Chlamydia trachomatis strains // Microbiol.Immunol. 2000. - Vol.44, No 4. - P.267-269.

111. Miyashita N., Matsumoto A., Soejima R., Kubota Y., Kishimoto T., Nakajima M., Niki Y., Matsushima T. Evaluation of a direct fluorescent antibody assay for detection of Chlamydia pneumoniae II Kansenshogaku Zasshi. 1996. - Vol.70, No 3. - P.224-231.

112. Morrissey I., Salman H., Bakker S., Farrell D., Bebear C.M., Ridgway G. Serial passage of Chlamydia spp. in sub-inhibitory fluoroquinoloneconcentrations // J.Antimicrob.Chemother. 2002. - Vol.49, No 5. - P.757-761.

113. Moulder J.W., Hatch T.P., Byrne G.I., Kellogg K.R. Immediate toxicity of high multiplicities of Chlamydia psittaci for mouse fibroblasts (L cells) // Infect.Immun. 1976. - Vol.14, No 1. - P.277-289.

114. Moulder J.W., Hatch T.P., Kuo C.C., Schachter J. Genus Chlamydia II Bergey's Manual of Systematic Bacteriology. 1984. - P.729-739.

115. Moulder J.W., Levy N.J., Schulman L.P. Persistent infection of mouse fibroblasts (L cells) with Chlamydia psittaci: evidence for a cryptic chlamydial form // Infect.Immun. 1980. - Vol.30, No 3. - P.874-883.

116. Muller M., Kruse L., Tabrett A.M., Barbara D.J. Detection of a single base exchange in PCR-amplified DNA fragments using agarose gel electrophoresis containing bisbenzimide-PEG //Nucleic Acids Res. 1997. -Vol.25, No 24. - P.5125-5126.

117. Mygind T., Birkelund S., Falk E., Christiansen G. Evaluation of real-time quantitative PCR for identification and quantification of Chlamydia pneumoniae by comparison with immunohistochemistry // J.Microbiol.Methods. 2001. - Vol.46, No 3. - P.241-251.

118. Nurmi J., Ylikoski A., Soukka T., Karp M., Lovgren T. A new label technology for the detection of specific polymerase chain reaction products in a closed tube // Nucleic Acids Res. 2000. - Vol.28, No 8. - P.28.

119. Orfila J.J. Seroepidemiological evidence for an association between Chlamydia pneumoniae and atherosclerosis. // Atherosclerosis. 1998. -Vol.140. Suppl. 1.-P.11-15.

120. Ossewaarde J.M. Extreme diversity of the Order Chlamydiales / 2002. -P.123.

121. Ossewaarde J.M., Meijer A. Molecular evidence for the existence of additional members of the order Chlamydiales I I Microbiology. 1999. -Vol.145 (Pt 2). - P.411-417.

122. Ostergaard L. Diagnosis of urogenital Chlamydia trachomatis infection by use of DNA amplification // APMIS. Suppl. 1999. - Vol.89. - P.5-36.

123. Ozanne G., Lefebvre J. Specificity of the microimmunofluorescence assay for the serodiagnosis of Chlamydia pneumoniae infections // Can.J.Microbiol. 1992. - Vol.38, No 11. - P. 1185-1189.

124. Page L.A. Interspecies transfer of psittacosis-LGV-trachoma agents: pathogenicity of two avian and two mammalian strains for eight species of birds and mammals // Am.J.Vet.Res. 1966. - Vol.27, No 117. - P.397-407.

125. Page L.A. Proposal for the recognition of two species in the genus Chlamydia I I International Journal of Systematic Bacteriology. 1968. -Vol.18.-P.51-66.

126. Peeling R.W., Wang S.P., Grayston J.T., Blasi F., Boman J., Clad A., Freidank H., Gaydos C.A., Gnarpe J., Hagiwara T., Jones R.B., Orfila J.,

127. Persson K., Puolakkainen M., Saikku P., Schachter J. Chlamydia pneumoniae serology: interlaboratory variation in microimmunofluorescence assay results // J Infect.Dis. 2000. - Vol.181. Suppl 3. - P.S426-S429.

128. Pham D.G., Madico G.E., Quinn T.C., Enzler M.J., Smith T.F., Gaydos C.A. Use of lambda phage DNA as a hybrid internal control in a PCR-enzyme immunoassay to detect Chlamydia pneumoniae II J.Clin.Microbiol. 1998. -Vol.36, No 7.- P.1919-1922.

129. Pollard D.R., Tyler S.D., Ng C.W., Rozee K.R. A polymerase chain reaction (PCR) protocol for the specific detection of Chlamydia spp. // Mol.Cell Probes. 1989. - Vol.3, No 4. - P.383-389.

130. Poppert S., Essig A., Marre R., Wagner M., Horn M. Detection and differentiation of Chlamydiae by fluorescence in situ hybridization // Appl.Environ.Microbiol. 2002. - Vol.68, No 8. - P.4081-4089.

131. Pudjiatmoko, Fukushi H., Ochiai Y., Yamaguchi T., Hirai K. Phylogenese analysis of the genus Chlamydia based on 16S rRNA gene sequences // Int.J.Syst.Bacteriol. 1997. - Vol.47, No 2. - P.425-431.

132. Raeymaekers L. Basic principles of quantitative PCR // Mol.Biotechnol. -2000.-Vol.15, No 2.- P. 115-122.

133. Rasmussen S.J., Douglas F.P., Timms P. PCR detection and differentiation of Chlamydia pneumoniae, Chlamydia psittaci and Chlamydia trachomatis //Mol.Cell Probes. 1992. - Vol.6, No 5. - P.389-394.

134. Read T.D., Brunham R.C., Shen C. Genome sequences of Chlamydia trachomatis MoPn and Chlamydia pneumoniae AR39 // Nucleic Acids Res. 2000. - Vol.28, No 6. - P.1397-1406.

135. Read T.D., Myers G.S., Brunham R.C. Genome sequence of Chlamydophila caviae {Chlamydia psittaci GPIC): examining the role of niche-specific genes in the evolution of the Chlamydiaceae II Nucleic Acids Res. 2003. -Vol.31, No 8.- P.2134-2147.

136. Reeve P. The inactivation of Chlamydia trachomatis by povidone-iodine // J.Antimicrob.Chemother. 1976. - Vol.2, No 1. - P.77-80.

137. Rekiki A., Sidi-Boumedine K., Souriau A., Jemli J., Hammami S., Rodolakis A. Isolation and characterization of local strains of Chlamydophila abortus {Chlamydia psittaci serotype 1) from Tunisia // Vet.Res. 2002. - Vol.33, No 2. - P.215-222.

138. Richey C.M., Macaluso M., Hook E.W. Determinants of reinfection with Chlamydia trachomatis II Sex Transm.Dis. 1999. - Vol.26, No 1. - P.4-11.

139. Rodolakis A., Bernard F., Lantier F. Mouse models for evaluation of virulence of Chlamydia psittaci isolated from ruminants // Res.Vet.Sci. -1989. Vol.46, No 1. - P.34-39.

140. Rodolakis A., Souriau A. Restriction endonuclease analysis of DNA from ruminant Chlamydia psittaci and its relation to mouse virulence // Vet.Microbiol. 1992. - Vol.31, No 2-3. - P.263-271.

141. Rogers D.G., Andersen A.A., Hunsaker B.D. Lung and nasal lesions caused by a swine chlamydial isolate in gnotobiotic pigs // J.Vet.Diagn.Invest. -1996.-Vol.8, No 1.- P.45-55.

142. Sachse K., Grossmann E., Jager C., Diller R., Hotzel H. Detection of Chlamydia suis from clinical specimens: comparison of PCR, antigen ELISA, and culture // J.Microbiol.Methods. 2003. - Vol.54, No 2. - P.233-238.

143. Saikku P., Wang S.P., Kleemola M., Brander E., Rusanen E., Grayston J.T. An epidemic of mild pneumonia due to an unusual strain of Chlamydia psittaci II J Infect.Dis. 1985. - Vol.151, No 5. - P.832-839.

144. Samra Z., Rosenberg S., Soffer Y., Dan M. In vitro susceptibility of recent clinical isolates of Chlamydia trachomatis to macrolides and tetracyclines // Diagn.Microbiol Infect.Dis. 2001. - Vol.39, No 3. - P.177-179.

145. Schachter J. Chlamydial infections (first of three parts) // N.Engl.J Med. -1978.-Vol.298, No 8.- P.428-435.

146. Schachter J., Ostler H.B., Meyer K.F. Human infection with the agent of feline pneumonitis // Lancet. 1969. - Vol.1, No 7605. - P.1063-1065.

147. Schiller I., Koesters R., Weilenmann R. Mixed infections with porcine Chlamydia trachomatislpecorum and infections with ruminant Chlamydia psittaci serovar 1 associated with abortions in swine // Vet.Microbiol. -1997. Vol.58, No 2-4. - P.251-260.

148. Schirm J. The QCMD 2003 Chlamydia trachomatis proficiency panel // Quality Control for Molecular Diagnostics. 2004. - Vol.2. - P.3-9.

149. Scieux C., Grimont F., Regnault B., Grimont P.A. DNA fingerprinting of Chlamydia trachomatis by use of ribosomal RNA, oligonucleotide and randomly cloned DNA probes // Res.Microbiol. 1992. - Vol.143, No 8. -P.755-765.

150. Sheehy N., Markey B., Gleeson M., Quinn P.J. Differentiation of Chlamydia psittaci and C. pecorum strains by species-specific PCR // J.Clin.Microbiol.- 1996.-Vol.34,No 12.- P.3175-3179.

151. Shen L., Shi Y., Douglas A.L., Hatch T.P., O'Connell C.M., Chen J.M., Zhang Y.X. Identification and characterization of promoters regulating tuf expression in Chlamydia trachomatis serovar F // Arch.Biochem.Biophys. -2000. Vol.379, No 1. - P.46-56.

152. Shi Y., Tokunaga O. Chlamydia pneumoniae and multiple infections in the aorta contribute to atherosclerosis I I Pathol.Int. 2002. - Vol.52, No 12. -P.755-763.

153. Shirai M., Hirakawa H., Kimoto M. Comparison of whole genome sequences of Chlamydia pneumoniae J138 from Japan and CWL029 from USA//Nucleic Acids Res.-2000.-Vol.28, No 12.- P.2311-2314.

154. Sriprakash K.S., MacAvoy E.S. Characterization and sequence of a plasmid from the trachoma biovar of Chlamydia trachomatis II Plasmid. 1987. -Vol.18, No 3.- P.205-214.

155. Stary A., Gene M., Heller-Vitouch C., Mardh P.A. Chlamydial antigen detection in urine samples by immunofluorescence tests // Infection. 1992. - Vol.20, No 2. - P.101-104.

156. Stephens R.S. Chlamydia. Intracellular Biology, Pathogenesis, and Immunity. Washington: 1999. - 143-146 p.

157. Stepien E., Pieniazek P., Branicka A., Bozek M. Chlamydia pneumoniae infections-diagnostic methods // Przegl.Lek. 2002. - Vol.59, No 3. - P. 142146.

158. Stratton C.W., Sriram S. Association of Chlamydia pneumoniae with central nervous system disease // Microbes.Infect. 2003. - Vol.5, No 13. - P. 12491253.

159. Suchland R.J., Geisler W.M., Stamm W.E. Methodologies and cell lines used for antimicrobial susceptibility testing of Chlamydia spp. // Antimicrob.Agents Chemother. 2003. - Vol.47, No 2. - P.636-642.

160. Sykes J.E., Studdert V.P., Anderson G., Browning G.F. Comparison of Chlamydia psittaci from cats with upper respiratory tract disease by polymerase chain reaction analysis of the ompA gene // Vet.Rec. 1997. -Vol.140, No 12.- P.310-313.

161. Szeredi L., Schiller I., Sydler T., Guscetti F., Heinen E., Corboz L., Eggenberger E., Jones G.E., Pospischil A. Intestinal Chlamydia in finishing pigs // Vet.Pathol. 1996. - Vol.33, No 4. - P.369-374.

162. Tabrizi S.N., Lees M.I., Garland S.M. Comparison of polymerase chain reaction and culture techniques for detection of Chlamydia trachomatis II Mol.Cell Probes. 1993. - Vol.7, No 5. - P.357-360.

163. Takashima I., Imai Y., Itoh N., Kariwa H., Hashimoto N. Polymerase chain reaction for the detection of Chlamydia psittaci in the feces of budgerigars // Microbiol Immunol. 1996. - Vol.40, No 1. - P.21-26.

164. Tam J.E., Davis C.H., Thresher R.J., Wyrick P.B. Location of the origin of replication for the 7.5-kb Chlamydia trachomatis plasmid // Plasmid. 1992. -Vol.27, No 3.- P.231-236.

165. Thomas N.S.&.C.I.N. Revised map of the Chlamydia trachomatis L1/440/LN plasmid. // Proceedings of the 2nd meeting of the European

166. Society for chlamydial research. Bologna Italy: Societa Editrice Esculapio, 1992.-P.42.

167. Thomas N.S., Lusher M., Storey C.C., Clarke I.N. Plasmid diversity in Chlamydia II Microbiology. 1997. - Vol.143 ( Pt 6). - P. 1847-1854.

168. Thompson S.E., Washington A.E. Epidemiology of sexually transmitted Chlamydia trachomatis infections // Epidemiol.Rev. 1983. - Vol.5 P.96-123.

169. Tong C.Y., Sillis M. Detection of Chlamydia pneumoniae and Chlamydia psittaci in sputum samples by PCR // J.Clin.Pathol. 1993. - Vol.46, No 4. -P.313-317.

170. Tuuminen T., Palomaki P., Paavonen J. The use of serologic tests for the diagnosis of chlamydial infections // J.Microbiol.Methods. 2000. - Vol.42, No 3. - P.265-279.

171. Uyeda C.T., Welborn P., Ellison-Birang N., Shunk K., Tsaouse B. Rapid diagnosis of chlamydial infections with the MicroTrak direct test // J.Clin.Microbiol. 1984. - Vol.20, No 5. - P.948-950.

172. Wang S.P., Grayston J.T. Chlamydia pneumoniae elementary body antigenic reactivity with fluorescent antibody is destroyed by methanol // J Clin.Microbiol. 1991.-Vol.29, No 7.- P.1539-1541.

173. Watson M.W., Clarke I.N., Everson J.S., Lambden P.R. The CrP operon of Chlamydia psittaci and Chlamydia pneumoniae II Microbiology. 1995. -Vol.141 (Pt 10) P.2489-2497.

174. Watson M.W., Lambden P.R., Clarke I.N. Genetic diversity and identification of human infection by amplification of the chlamydial 60-kilodalton cysteine-rich outer membrane protein gene // J.Clin.Microbiol. -1991.-Vol.29, No 6.- P.l 188-1193.

175. Wawer C., Ruggeberg H., Meyer G., Muyzer G. A simple and rapid electrophoresis method to detect sequence variation in PCR-amplified DNA fragments // Nucleic Acids Res. 1995. - Vol.23, No 23. - P.4928-4929.

176. Wessely S., Mall G. No detection of Chlamydia pneumoniae in normal and atherosclerotic femoral arteries by polymerase chain reaction (PCR)-an autopsy study II Z.Kardiol. 2003. - Vol.92, No 3. - P.229-235.

177. Wong Y.K., Gallagher P.J., Ward M.E. Chlamydia pneumoniae and atherosclerosis // Heart. 1999. - Vol.81, No 3. - P.232-238.

178. Yoshida H., Kishi Y., Shiga S., Hagiwara T. Differentiation of Chlamydia species by combined use of polymerase chain reaction and restriction endonuclease analysis // Microbiol.Immunol. 1998. - Vol.42, No 5. -P.411-414.

179. Yucesan C., Sriram S. Chlamydia pneumoniae infection of the central nervous system // Curr.Opin.Neurol. 2001. - Vol.14, No 3. - P.355-359.

180. Zhao Q., Schachter J., Stephens R.S. Lack of allelic polymorphism for the major outer membrane protein gene of the agent of guinea pig inclusion conjunctivitis (Chlamydia psittaci) II Infect.Immun. 1993. - Vol.61, No 7. -P.3078-3080.