Активность бутирилхолинэстеразы рыб как показатель загрязнения водной среды фосфорорганическими и карбаматными соединениями тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.18, кандидат биологических наук Желнин, Юрий Юрьевич

• Желнин, Юрий Юрьевич
• кандидат биологических наук
• 1999

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Желнин, Юрий Юрьевич

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ ГЛАВА 1. ХАРАКТЕРИСТИКА ХОЛИНЭСТЕРАЗ

1.1. Типы холинэстераз, их свойства, функции, локализация и идентификация

1.2. Холинэстеразы рыб

ГЛАВА 2. ВЛИЯНИЕ ФАКТОРОВ ОКРУЖАЮЩЕЙ СРЕДЫ НА АКТИВНОСТЬ

ХОЛИНЭСТЕРАЗ РЫБ

2.1. Действие естественных экологических факторов и манипуляций с рыбой

2.2. Действие неантихолинэстеразных соединений

2. 3. Действие фосфорорганических и карбаматных

ингибиторов.(

ЗАКЛЮЧЕНИЕ ПО ОБЗОРУ ЛИТЕРАТУРЫ

ГЛАВА 3. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

3.3. Объекты

3. 2. Методы исследования

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ ГЛАВА 4. АКТИВНОСТЬ БУТИРИЛХОЛИНЭСТЕРАЗЫ В ОРГАНАХ И ТКАНЯХ

РАЗЛИЧНЫХ ВИДОВ РЫБ

ГЛАВА 5. СЕЗОННАЯ ДИНАМИКА АКТИВНОСТИ БУТИРИЛХОЛИНЭСТЕРАЗЫ В РАЗЛИЧНЫХ ОРГАНАХ И ТКАНЯХ ПЛОТВЫ

(Rutilus rutilus (L.))

ГЛАВА 6. ВЛИЯНИЕ ДДВФ И ПРОЗЕРИНА НА БУТИРИЛХОЛИНЭСТЕРАЗУ

РЫБ В "ОПЫТАХ in vitro

ГЛАВА 7. ДЕЙСТВИЕ ДДВФ НА БУТИРИЛХОЛИНЭСТЕРАЗУ ТКАНЕЙ РЫБ

В ОПЫТАХ in vivo

ГЛАВА 8. ОСОБЕННОСТИ ОПРЕДЕЛЕНИЯ АКТИВНОСТИ БУТИРИЛХОЛИНЭСТЕРАЗЫ В ПЛАЗМЕ КРОВИ РЫБ

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

ПРАКТИЧЕСКИЕ РЕКОМЕНДАЦИИ

ЛИТЕРАТУРА

УСЛОВНЫЕ ОБОЗНАЧЕНИЯ

ATX - ацетилтиохолин (иодид);

АХ - ацетилхолин;

АХЭ - ацетилхолинэстераза (ацетилгидролаза ацетилхолинов,

КФ 3.1.1.7); БзХ - бензоилхолин;

БуТХ - бутирилтиохолин (иодид); БуХ - бутирилхолин;

БуХЭ - бутирилхолинэстераза (ацилгидролаза ацилхолинов,

КФ 3.1.1.8); ВБ - водорастворимый белок;

ДДВФ - 0, 0-диметил-0-(2, 2-дихлорвинил)фосфат; ДТНБ - 5, 5-дитиобис-2-нитробензойная кислота; ИФА - индофенилацетат;

Карбаматы - соединения, производные карбаминовой кислоты; Km - константа Михаэлиса, М;

Kj i - бимолекулярная константа скорости ингибирования

фермента, моль"1 *л*мин~1; МеХ - ацетил-р-метилхолин;

ПАУ - полиароматические углеводороды;

Прозерин - М-(мета-диметилкарбамоилоксифенил)-триметиламмоний

метилсульфат; ПрТХ - пропионилтиохолин; ПрХ - пропионилхолин;

ТМ - тяжелые металлы;

ФОИ - фосфорорганические ингибиторы;

ФОС - фосфорорганические соединения;

ХОС - хлорорганические соединения;

ХЭ - холинэстераза;

pl50 - обратный десятичный логарифм концентрации

ингибитора, угнетающей активность фермента на 50%.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Активность бутирилхолинэстеразы рыб как показатель загрязнения водной среды фосфорорганическими и карбаматными соединениями»

ВВЕДЕНИЕ

Сохранение качества водной среды - острая и актуальная проблема современности. Большой вклад в ее решение вносит как гидробиология в целом, так и водная токсикология в частности. В последние годы заметно усилилась прикладная направленность исследований в этих областях, связанная с разработкой и внедрением в природоохранную практику современных методов биологического контроля и нормирования качества природных и сточных вод.

Известно, что на начальных этапах воздействие пестицидов на организм животных проявляется на уровне нарушения отдельных звеньев метаболизма и, в частности, функционирования тех или иных ферментов, регулирующих протекание многочисленных реакций обмена веществ. Важной практической задачей современной гидробиологии является разработка экспрессных методов, позволяющих с высокой избирательностью и разрешающей способностью определять загрязнение водной среды различными соединениями в низких концентрациях, не вызывающих видимых симптомов отравления гидробионтов и не регистрируемых обычными химико-аналитическими методами.

Одними из наиболее широко используемых во всем мире и часто попадающими в водоемы пестицидов являются фосфорорганические соединения (ФОС). Все более широкое применение в сельском хозяйстве находят и карбаматы (Мартыненко и др., 1992). Показано, что эти соединения обладают специфическим антихолинэстеразным действием (О'Брайн, 1964; Олдридж, 1972).

Молекулярные механизмы воздействия ФОС и карбаматов на холин-эстеразы (ХЭ) изучены достаточно полно. Активность этих ферментов давно используется в качестве показателя отравления млекопитающих и человека антихолинэстеразными веществами (О'Брайн, 1964; Франке, 1973). Для оценки загрязнения воды и отравления рыб данными

токсикантами в подавляющем большинстве случаев в настоящее время используется, предложенная рядом авторов, активность ацетилхолин-эстеразы (АХЭ) их мозга (Weiss, 1965; Coppage, 1971 и др.).

Вместе с тем, в сыворотке крови некоторых представителей сем. Карповых (Cyprinidae): плотвы, синца и части особей леща наряду с АХЭ обнаружен фермент, обладающий свойствами бутирилхолинэсте-разы (БуХЭ) (Козловская, Чуйко, 1979; Чуйко и др., 1985), по чувствительности к некоторым ФОС намного превышающий АХЭ рыб (Чуйко, 1987). В связи с этим активность БуХЭ рыб была предложена для биотестирования загрязнения воды ФОС (Козловская и др., 1987а; Тон-копий и др., 1993). Однако использование активности БуХЭ рыб в качестве биотеста невозможно без знаний о распространении фермента в тканях разных видов рыб, сезонных изменениях активности и межвидовых различиях его чувствительности к различным ФОС и кар-баматам, динамике активности этого фермента в тканях рыб при действии антихолинэстеразных токсикантов in vivo и т.д. Помимо того, активность ХЗ рыб различные авторы выражают либо на мг белка, либо на г(мл) ткани, что часто не позволяет сравнить такие данные.

Изучение БуХЭ рыб представляет также и большой теоретический интерес, поскольку способствует лучшему пониманию роли ферментативных систем в адаптации животных к загрязнению среды обитания.

Целью работы явилось изучение активности БуХЭ в тканях различных видов пресноводных костистых рыб для использования ее в качестве теста на загрязнение водной среды ФОС и карбаматами. Для достижения данной цели были поставлены следующие задачи:

1. Исследовать локализацию и уровень активности БуХЭ в тканях различных видов пресноводных костистых рыб. Выявить виды с высокой активностью фермента.

2. Изучить изменения активности БуХЭ в различных органах и

тканях рыб в течение годового цикла.

i f

3. Определить чувствительность БуХЭ плазмы крови различных видов рыб к действию in vitro типичного ФОС - ДДВФ и карбамата -прозерина. Сравнить чувствительность БуХЗ плазмы крови рыб с чувствительностью их АХЭ и типичных ХЭ к этим токсикантам.

4. Изучить влияние ДДВФ на активность БуХЗ в различных тканях рыб in vivo. Сравнить динамику активности фермента при действии токсиканта с изменениями общей активности ХЭ и активности АХЭ.

5. Разработать методические рекомендации по использованию активности БуХЭ рыб для выявления загрязнения водной среды антихо-линэстеразными соединениями в природных условиях.

Научная новизна. Впервые проведено сравнительное исследование распространения БуХЗ в органах и тканях пресноводных рыб. Показано, что активность фермента обнаруживается в плазме крови, печени и селезенке, причем наивысшая из них чаще всего встречается в плазме. Установлено, что активность БуХЭ в плазме крови максимальна у карповых рыб и превышает 83% от общей активности ее ХЭ.

Впервые изучена сезонная динамика активности БуХЭ в плазме крови, печени и селезенке пресноводных костистых рыб. Показано, что активность фермента закономерно изменяется в течение года: в весенне-летний период она высокая, зимой - низкая. Во время нереста происходит увеличение активности БуХЭ в тканях рыб. Динамика показателя в плазме крови'аналогична изменениям содержания в ней водорастворимого белка. Удельная активность БуХЭ в печени обратно коррелирует с массой органа.

Впервые исследована чувствительность БуХЭ крови ряда видов пресноводных костистых рыб к действию in vitro ФОС ДДВФ и карбамата прозерина. Показано, что чувствительность фермента к ДДВФ на 3-4 порядка выше, чем у АХЭ млекопитающих и рыб. По чувствитель-

ности к прозерину БуХЭ рыб уступает АХЭ в 100 раз.

Впервые изучена динамика активности БуХЭ плазмы крови и печени рыб в острых и ..хронических экспериментах с ДДВФ in vivo. Выявлено, что в первую очередь снижение активности фермента регистрируется в крови и происходит при очень низких концентрациях токсиканта за непродолжительный промежуток времени. Активность АХЭ мозга при этом практически не изменяется.

Практическое значение. В результате исследования дополнен список видов и тканей рыб, пригодных для выявления антихолинэстераз-ных соединений в воде с использованием активности БуХЭ. Полученные данные позволяют расширить область применения показателя и, наряду с биотестированием, использовать для биоиндикации загрязнения водной среды ФОС и карбаматами в естественных условиях.

'' • »

Предложены методические рекомендации по определению активности БуХЭ в плазме крови рыб методом Эллмана.

Структура и объем работы. Диссертация состоит из введения, обзора литературы (главы 1 и 2), описания материала и методов исследования (глава 3), изложения полученных результатов и их обсуждения (главы 4-8), заключения, выводов, практических рекомендаций и списка цитируемой литературы. Работа изложена на 152 страницах машинописного текста, включая 24 таблицы и 24 рисунка. Библиография содержит 357 наименований, из них 139 на русском и 218 на иностранных языках.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ ГЛАВА 1. ХАРАКТЕРИСТИКА ХОЛИНЭСТЕРАЗ.

1.1. Типы холинэстераз, их свойства, функции, локализация и идентификация.

• I

Медиаторная роль ацетилхолина (АХ) в процессе передачи нервного импульса открыта в 1921 г.(Loewi, 1921). Через 5 лет был обнаружен фермент, расщепляющий АХ на холин и уксусную кислоту (Loewi, Nawratil, 1926), названный "холинэстераза" (Stedman, Easson, 1932). Позднее исследования показали, что у млекопитающих присутствуют 2 типа холинэстераз (ХЭ), которые по свойствам и распространению в организме животных существенно отличаются друг от друга. Для их обозначения ввели термины "истинная ХЭ" и "псевдо-ХЭ". (Alles, Hawes, 1940; Mendel, Rudney, 1943; Augustinsson, 1948; 1949; August insson, Nachmanson, 1949; Голиков, Розенгарт, 1964; О'Брайн, 1964; Розенгарт 1973; 1974; Silver, 1974 и др.).

В настоящее время, согласно номенклатуре ферментов, эти две группы ферментов отнесены к классу гидролаз, подклассу эстераз, подподклассу эстераз эфиров карбоновых кислот и соответствуют двум типам: ацетилхолинэстеразе, номенклатурное название "ацетил-гидролаза ацетилхолинов", КФ 3.1.1.7, и холинэстеразе, номенклатурное название "ацилгидролаза ацилхолинов", КФ 3.1.1.8 (Номенклатура ферментов, 1979). Поскольку исторически "холинэстеразами" называют все ферменты, относящиеся к обоим типам, термин "холинэстераза" предложено использовать как групповой, а "ацетилхолин-эстераза" (АХЭ) и "бутирилхолинэстераза" (БуХЭ) - для обозначения ферментов КФ 3.1.1.7 и КФ 3.1.1.8 соответственно (Silver, 1974; Розенгарт, Шерстобитов, 1978). В дальнейшем изложении мы будем придерживаться данной рекомендации.

АХЭ и БуХЭ значительно отличаются друг от друга по многим при-

Таблица 1.

Основные свойства АХЭ и БуХЭ (Голиков, Розенгарт, 1964; О'Брайн, 1964; Silver, 1974; Розенгарт, Шерстобитов, 1978).

Критерии сравнения: АХЭ Бу X 3

Наиболее быстро гид-ролизуемый субстрат Ацетилхолин Бутирил-, бензоил- или пропионилхолин (ПрХ)

Избирательный субстрат Ацетил-р-метил-холин (МеХ) Бутирилхолин (БуХ)

Негидролизуемый субстрат Бутирил- и бензоилхолин (БзХ) Ацетил-р-метилхолин

Избыток субстрата Угнетает активность Не угнетает активность

Активность каталитического центра 7*105 - 9*105 молекул АХ/ мин 5*104 - 9*104 молекул АХ/ мин

Орган или ткань, наиболее богатая ферментом Мозг, эритроциты, симпатические ганглий Сыворотка крови, печень, слизистая оболочка кишечника

Избирательные ингибиторы Бис-четвертичные аммониевые соединения, 3116СТ, ГД-42, ВДО284С51 ФОС, особенно с изо-пропильными группами: ДФФ, изо-ОМПА, мипа-фокс; некоторые производные фенотиазина: лизиван, АСТРА1397

знакам, благодаря чему их не трудно раздельно выявлять и количественно определять. Основные свойства этих ХЭ приведены в табл.1.

Указанные свойства ХЗ изучены на примере ферментов, которые принято считать типичными. Это АХЗ .эритроцитов человека и крупного рогатого скота, мозга млекопитающих, электрического органа рыб

и БуХЗ плазмы крови человека и лошади. В большинстве случаев ХЭ другого происхождения на основании изучения их свойств могут быть отнесены к одному из этих двух типов. Каждый из типов ХЗ включает в себя множество молекулярных форм ферментов, специфичных для каждого вида животного. Вместе с тем, у некоторых животных встречаются такие формы ферментов, которые не могут быть с достаточной определенностью отнесены к АХЗ или БуХЗ. Примером могут служить ХЭ мозга и сыворотки крови птиц, плазмы черепахи, мышц камбалы (Augustinsson, 1961; Lundin, 1967; Августинссон, 1972).

Строение и функциональная роль ХЭ в настоящее время изучены достаточно подробно. Основное функциональное значение всех ферментов этой группы заключается в расщеплении молекул холиновых эфиров до физиологически неактивных: холина и карбоновых кислот.

Молекула всех типов ХЗ является простым белком, по структурным характеристикам которого выделяется два основных типа молекул: глобулярные и асимметричные (Schumacher et al., 1986; Pezzementi et al., 1988; 1989). Активный центр фермента состоит из двух функционально важных и пространственно разделенных участков: анионного и эстеразного. Анионный ориентирует молекулы субстрата относительно активного центра фермента, эстеразный осуществляет гид-

• t

ролиз эфирной связи. Помимо названных двух участков, большая роль в формировании и функционировании активного центра ХЭ принадлежит гидрофобным областям. В частности, они обеспечивают высокую анти-холинэстеразную активность гидрофобных ингибиторов ХЭ. Нередко эти области являются главным фактором, определяющим различия в свойствах ХЭ разного происхождения (Кабачник и др., 1970; Kabach-nicetal., 1970; Bracha, O'Brien, 1970). Молекулы ХЭ, относящиеся к разным типам, имеют определенные различия. Так, на каждый эстеразный участок у АХЭ имеется два анионных, а у БуХЗ - один (Bergman, Segal, 1954). АХЗ имеет три гидрофобные области в райо-

- и -

не активного центра: по одной вблизи зстеразного и анионного участков и одну, непосредственно окружающую анионный участок. У БуХЭ - четыре области: по две в районе зстеразного и анионного участков. При этом, их структура у обоих типов ХЭ существенно различается (Кабачник и др., 1970; Kabachnic et al., 1970; Bra-cha, O'Brien, 1970). Более детально представления по этому вопросу даны в ряде монографий, обзоров и статей (Augustinsson, 1948; 1963; Koelle, 1963; Голиков, Розенгарт, 1964; 0'Брайн, 1964; Ми-хельсон, Зеймаль, 1970; Silver, 1974; Розенгарт, Шерстобитов, 1978; My сил и др. i 1981; Чернышевская, 1983; Leibel, 1988а, b; Abramson et al., 1989; Nemcsok et al., 1990).

Активность ХЭ, в частности АХЭ, проявляется на ранних стадиях развития животных. Активность ферментов выявлена в различных тканях разных классов животных. Это свидетельствует о том, что ХЭ выполняют большое число функций в организме (Uesugi, Yamazoe, 1964; Чернышевская, 1983; Бузников, 1987 и др.).

Наиболее полно на современном этапе изучена физиологическая функция АХЭ нервной ткани животных. Основной функцией синаптичес-кой АХЭ является гидролиз ацетилхолина - нейромедиатора холинэр-гических синапсов (Михельсон, Зеймаль, 1970). Следовательно, АХЭ выполняет одну из ключевых функций , нормальной работы нервной системы. Это продемонстрировано в большом числе экспериментальных работ на животных различных классов, включая рыб (Koelle, 1969; Schneider, Weber, 1975; Bone, 1978; Contestabile, 1978; Desai, 1978 и др.). Показана важная роль холинэргических структур в функционировании сенсорных систем животных, в частности зрения, обоняния и осязания (Иванова, Назарова, 1971; Reutter, 1974; Contestabile, 1978; Migani et al., 1980; Contestabile et al., 1986). В работах на высших позвоночных выявлено важное значение АХЭ, как нейрохимического агента в интегративной деятельности головного

мозга в процессах'запоминания, выработке условных рефлексов и прочих видах ВНД (Алексидзе, Балавадзе, 1977; Розенгарт, 1974; Селиванова, Голиков, 1975; Barchas et al., 1978; Коштоянц и др., 1981 и др.). Имеются данные, свидетельствующие о непосредственном участии системы АХ-АХЭ в регуляции активного или пассивного переноса ионов через мембраны (плацента, эритроциты, кожа) (Bull et al., 1961; Cuthbert, Wilson, 1981), регуляции зародышевого развития (Бузников, 1967), активации кальциевых каналов в гладких мышцах кишечника морской свинки (Hurwits, Weissinger, 1980) и Na, К-АТФ-азы микросом головного мозга крысы (Потапенко, 1980), синтезе соматостатина в гипоталамусе крыс (Richardson et al., 1980), про-стагландина Е и диглицеридов в поджелудочной железе мыши (Bans-chabach, Hokin-Neawerson, 1980; Banschabach et al., 1981), в двигательных процессах, не зависящих от иннервации: в движении жаберных ресничек моллюсков, эпителия пищевода лягушки, трахеи кролика (Берн, 1961), а также в функционировании катехоламинэргичес-ких и других ферментативных и регуляторных систем организма (Крылов, Снегирев, 1970; Vanchoutte, 1977; Shepherd et al., 1978; Tapper et al., 1978; Цакадзе, 1990). Однако полностью функции АХЭ в организме животных не изучены. Остается невыясненной также непосредственная роль внесинаптической АХЭ, в частности, фермента эритроцитов, несмотря на его высокую функциональную активность и доступность для исследования (Розенгарт, Шерстобитов, 1978).

До сих пор не существует ясных представлений и о роли БуХЭ. Высказывается предположение, что фермент, имеющийся в небольших количествах в нервной системе, гидролизует ненормально высокие концентрации АХ, защищая тем самым АХЭ от ингибирующего действия избытка субстрата (Португалов, Яковлев, 1953; Розенгарт, 1973)-. Имеется мнение, что БуХЭ нервной системы предназначена для предотвращения угнетающего действия на АХЭ таких холиновых эфиров,

как пропионилхолин, бутирилхолин, валерилхолин, некоторых ароматических эфиров, которые не гидролизуются АХЭ, но могут образовываться в организме (Lechmann, Silk, 1953; Lechmann et al., 1961; Панюков, 1963). Предполагается, что' БуХЗ сыворотки крови, существующая там в больших количествах, предотвращает распространение АХ по тканям при его возможном попадании в кровяное русло (Голиков, Розенгарт, 1964). Получены данные, позволяющие предположить участие БуХЗ в регуляции липидного обмена у"млекопитающих (Kutty et al., 1973; 1977; Popescu et al., 1976). Существует мнение, что в раннем пренатальном онтогенезе высших позвоночных животных, в частности млекопитающих, в процессе биосинтеза, БуХЗ выполняет роль прекурсора по отношению к АХЭ (Чернышевская, 1983). Кроме того, имеется концепция, согласно которой холинэргические структуры играют определенную роль в общей резистентности организма (Сайко, 1975а, б). -

Данные о механизмах регуляции активности ХЗ в организме животных получены в основном на АХЭ млекопитающих. Одним из таких механизмов является изменение интенсивности синтеза субстрата - АХ, находящееся под контролем различных биохимических систем и зависящее от физиологического статуса организма в целом (Кассиль, Со-колинская, 1971; Мухамеджанов, 1974; Мустафин, Есырев, 1978; Ела-ев и др., 1982; 1983; Судакова, Елаев, 1983). Исследованиями показано, что между холинэргическими и другими регуляторными системами организма существует глубокая связь (Алексидзе и др., 1971; Резник, 1972; Калчев и др., 1973; Карпова, 1974; Алексидзе, Бала-вадзе, 1977; Ройтруб и др., 1980 и др. ).

1.2. Холинэстеразы рыб.

Изучение ХЭ рыб началось практически одновременно с аналогичными исследованиями на млекопитающих. Mendel и Rudney (1943)

установили, что гомогенат мозга карпа с наибольшей скоростью гид-ролизует АХ и МеХ, а БуХ - с низкой скоростью. При этом избыток АХ и МеХ тормозит ферментативную активность гомогенатов. Авторы предположили существование в мозге карпа АХЭ и отсутствие в нем БуХЭ. Augustinsson (1948) провел анализ субстратной специфичности ХЭ плазмы крови хрящевых и костистых рыб. В то же время было установлено, что электрический орган рыб очень богат АХЭ, по своим свойствам являющейся, как оказалось в дальнейшем, типичной АХЭ (Nachmansohn et al., 1941; Augustinsson, 1949 и др.). Хотя изучение ХЭ рыб ведется довольно давно, к настоящему времени эти ферменты изучены недостаточно полно. Сведения носят фрагментарный характер, мало обобщающих работ по данной теме (Brestkin et al., 1973; Чуйко, 1987; Козловская и др., 1990; Павлов, 1992; Kozlovs-kaya et al., 1993).

ХЭ рыб по своим свойствам, распределению по тканям и внутриклеточной локализации близки к ферментам млекопитающих. В нервной ткани и, в первую очередь, мозге присутствует практически только АХЭ. В этой ткани активность фермента у рыб наивысшая. При этом среди позвоночных костистые рыбы обладают самой высокой активностью АХЭ (Augustinsson, 1948; Лейбсон, 1963; Вержбинская, 1964).

В зависимости от используемого метода, условий определения, а также физиологического статуса организма, активность АХЭ гомогенатов мозга костистых рыб составляет от 140 до 2960 мкмоль АХ /г ткани/ч. Значительные межвидовые различия при этом не выявлены (Weiss, 1958; Williams, Sova, 1966; Hogan, Knowles, 1968a; Murphy et al., 1968; Lim et al., 1971; Coppage, 1972; Coppage et al., 1975; Coppage, Braidech, 1976; Sugden, Newsholme, 1977; Михкиева, Богдан, 1978; Хайдарлиу и др., 1984; Чуйко, Козловская, 1989; Козловская и др., 1990). По основным кинетическим свойствам этот фермент является типичной АХЭ. С наибольшей скоростью он гидроли-

зует АХ; МеХ и ПрХ - более медленно; БуХ - практически не разрушает. Кривая зависимости активности фермента от концентрации субстрата имеет характерную колоколообразную форму. Оптимальная концентрация АХ при температуре 37°С лежит в диапазоне от 10~3 до

о

10 М, значение константы Михаэлиса (Кт) для этого субстрата составляет 1. 6-6. 5*10"4 М и сходно со значением Кт для типичной АХЗ, а наибольшая активность проявляется при pH 7.0-8.5. Активность каталитического центра АХЗ Käpna равна 326000 моль/мин, что сближает ее с АХЗ эритроцитов быка. Фермент мозга костистых рыб

О ß

угнетается эзерином в концентрации 10 -10 М. Ф0С также подавляют активность АХЗ мозга рыб. Фермент канального сомика Ictalu-rus punctatus угнетается малатионом и паратионом в концентрациях

- R 4

4.5*10 и 7*10 М соответственно. Взаимодействие фермента с фосфорорганическими ингибиторами зависит от их строения. Чувствительность АХЗ мозга разных видов рыб к одним и тем же Ф0И сходна. Наибольший антихолинэстеразный эффект оказывают специфические ингибиторы АХЗ (например, ГД-42). При этом бимолекулярная константа скорости ингибирования (Kj: ) для ГТ106 - избирательного ингибитора БуХЭ - на'2 порядка ниже, <чем для типичной БуХЗ и близка к Kj х для АХЗ эритроцитов (Augustinsson, 1948; Ludtke, Ohnesorge, 1966; Hogan, Knowles, 1968a; Брик, 1969; Coppage, 1971; Edwards, 1971a, b; Hogan, 1971a; Hobden, Klaverkamp, 1977; Михкиева, Богдан, 1978; Mikaisen et al., 1982; Чуйко, 1987; da Cunha et al., 1988; Козловская и др., 1990).

АХЗ хрящевых и ганоидных рыб имеет меньшую субстратную специфичность. Так, у скатов и осетровых в цитоплазме нервных клеток выявляется отчетливая гистохимическая реакция с бутирилтиохоли-ном, полностью воспроизводящая реакцию с ацетилтиохолином. Гомо-генаты мозга этих рыб гидролизуют БуХ лишь в 2 раза медленнее, чем АХ, в то время как гомогенаты мозга костистых рыб расщепляют

БуХ совсем незначительно (Лейбсон, 1963). МеХ по сравнению с АХ активнее разрушается ферментом некоторых хрящевых рыб, чем костистых (Augustinsson, 1948).

АХЭ у костистых рыб содержится во всех отделах нервной системы, но максимальной активностью фермента обладают средний и промежуточный мозг. Локализуется фермент главным образом в определенных синаптических областях крупных нейронов, что характерно для высокоорганизованных позвоночных, часть фермента диффузно

расположена по всей цитоплазме нейрона. У низших рыб фермент рав-

> >

номерно распределен по всей цитоплазме очень крупных нейронов (Лейбсон, 1963; Козловская и др., 1984; Kozlovskaya et al., 1993).

АХЭ мозга рыб представлена одной или несколькими молекулярными формами. В мозге Carassius auratus выявлено 5 фракций АХЭ, инак-тивирующихся ДФФ в равной степени. Однако их активность восстанавливается с различной скоростью (Lim et al., 1971). В мозге С. carassius выделено 4 фракции. Острая интоксикация рыб хлорофосом и метидатионом вызывает полное инактивирование в первую очередь двух более подвижных из них (Козловская, Флеров, 1981; Nemcsok et al., 1990). АХЭ мозга рыб-хирургов существует в виде множества сиалированных и несиалированных глобулярных и асимметрично агрегированных молекул'(Leibel, 1988с).' Наличие тех или иных молекулярных форм и их количество зависит от температуры среды. Так, у форели Salmo gairdneri при 2°С обнаружена одна, при 12°С - две фракции фермента. Кинетические характеристики их при разных температурах одинаковы. Однако сродство к субстрату зависит от температуры (Baldwin, Hocíiachka, 1970). У тропических видов рыб Mu-gil cephalus, Elops hawaienses, Parupeneus chryserydros, Euthyn-nus yaito и антарктического Trematomus borchgrevinki имеется одна фракция АХЭ (Baldwin, 1971). Вместе с тем у антарктических видов Notothenia gibberifrons и Pseudochaenichtys georgianus - 4 и

2 фракции соответственно (Niemierko et al., 1977). В ряде работ описана тонкая структура молекул АХЭ рыб (Schumacher et al. ,1986; Lockridge et al., 1987; Taylor et al., 1987; Doctor et al.,1990).

ХЭ присутствуют в крови рыб, котя по мнению ряда исследователей (Augustinsson, 1959; Til ley et al., 1981), у некоторых видов они отсутствуют. У хрящевых и большинства костистых рыб содержание ХЭ в плазме крови значительно ниже, чем в мозге (Augustinsson, 1948; 1959; Hogan, 1971b; Козловская и др., 1990). По субстратной специфичности, кинетическим свойствам и чувствительности к ингибиторам (эзерин, мипафокс, изо-ОМПА) фермент плазмы крови Squalus acanthias, Scyliorhinus canícula, Lophius piscatorius, Esox lucius, Gadus callarlas, Labrus bergylta, Anquilla anquilla, Electrophorus electricus, Ictalurus punctatus идентифицируется как АХЭ (Augustinsson, 1948; 1959; Zech, Engelhart, 1967; Hogan, 1971b). Ферменты сыворотки карпа Cyprinus carpió и окуня Perca fluviátil is близки по своим свойствам к ферментам плазмы перечисленных выше видов рыб. При этом у карпа выявляется одна фракция АХЭ при электрофорезе, у окуня - две, обладающие одинаковой специфичностью (Козловская и др., 1990). Экспериментально показано, что АХЭ в крови карпа присутствует в виде множества молекулярных форм (Baiint et al., 1995). По чувствительности к ингибиторам, включая ФОС, эти ферменты сыворотки крови рыб идентичны АХЭ мозга данных видов (Hogan, 1971b; Чуйко, 1987).

Ранее считалось, что в крови рыб присутствует лишь АХЭ. В последнее время установлено, что в сыворотке и плазме крови некоторых видов карповых рыб (плотвы, синца, части особей леща) наряду с АХЭ присутствует фермент со свойствами БуХЗ (Козловская, Чуйко, 1979; Чуйко и др., 1983; 1985; Жуковский и др., 1994). Он с гораздо большей скоростью гидролизует БуХ, чем ПрХ и АХ, при этом скорость гидролиза АХ является наименьшей. Избыток субстрата не

снижает его гидролизующую способность. В отличие от АХЗ сыворотки крови рыб, БуХЭ имеет большую относительную электрофоретическую подвижность (0. 26-0.29 против 0.07) (Козловская, Флеров, 1981; Чуйко и др., 1983; Чуйко, 1987). Активность этого фермента тормозится карбаматами в концентрации 10"4-10"3 М, Ф0С - в концентрации 10"8-10"7 М (Чуйко, 1987; Козловская и др., 1990; Тонкопий и др., 1993; Жуковский и др., 1994). И БуХЭ, и АХЭ локализуются в жидкой части крови рыб и находятся в растворенной форме. В эритроцитах рыб они не найдены (Brestkin et al., 1973; Tilley et al., 1981). У млекопитающих АХЗ крови является мембраносвязанным ферментом и локализуется в эритроцитах, тем не менее ее свойства и свойства АХЗ крови рыб идентичны.

Достаточно подробно кинетические характеристики ХЭ сыворотки крови исследованы у синца (Abramis ballerus) (Жуковский и др., 1994). Максимальная скорость гидролиза субстратов наблюдается при pH около 8.5. БуХ и БуТХ фермент гидролизует быстрее, чем АХ в 11-13 раз, тогда как БуХЭ крови лошади и ХЗ крови кур и голубей -только в 1.2-2.6 раз. Торможение скорости ферментативного гидролиза избытком субстратов не наблюдается: для БуХ и ПрТХ скорость возрастает вначале относительно быстро, затем все медленнее - в соответствии с уравнением Михаэлиса - Ментен. Для АХ, ПрХ и АТХ соответствие этому уравнению проявляется лишь при относительно небольших концентрациях субстрата, а при высоких наблюдается заметная "активация" фермента. Величина Кт для ХЭ крови синца резко уменьшается в ряду субстратов АХ > ПрХ > БуХ и АТХ > ПрТХ > БуТХ, тогда как для типичной БуХЭ эта закономерность проявляется в гораздо меньшей степени, и только в ряду тиохолиновых эфиров; для типичной АХЭ - АХ < ПрХ и АТХ < ПрТХ.

Однако следует отметить, что в данной работе рассматривается общая активность холинэстераз сыворотки крови синца. Такой подход

не позволяет оценить отдельные свойства БуХЭ и АХЭ. Вместе с тем показано, что в сыворотке крови этого вида присутствуют и элект-рофоретически четко разделяются две фракции ХЭ, одна - типичная АХЭ, другая - обладающая свойствами БуХЭ, хотя и менее избирательная к субстратам по сравнению с классической БуХЭ (Козловская, Чуйко, 1979; Козловская и др., 1990).

Активность ХЭ у рыб встречается также в мышечной ткани. Удельная активность ферментов мышц у большинства видов рыб ниже, чем в нервной системе, хотя встречаются виды, величина показателя у которых близка к активности фермента мозга: например, Carassius au-ratus и Lebistes specium (Augustinsson, 1949; Baslow, Nigrelli, 1961). Предполагается, что скорость гидролиза субстрата ХЭ мышц рыб зависит от их двигательной активности: чем она выше, тем с большей скоростью гидролизуется АХ (Baslow, Nigrelli, 1961).

У пресноводных рыб фермент мышц по его свойствам является типичной АХЭ. Он обладает высокой субстратной специфичностью, наибольшее сродство имеет к АХ, оптимум концентрации субстрата 10~2-10~3 М. Специфический ингибитор АХЭ BW 284С51 угнетает их активность в такой же степени, как и типичных АХЭ. Кт для фермента мышц Tinea vulgaris одного порядка с Кт для типичной АХЭ. По месту и характеру локализации этот фермент сходен с материалом в концевых пластинках нервных окончаний и является АХЭ нервно-мышечных синапсов. У карпа он представлен множеством мембраносвя-занных и цитоплазматических молекулярных изоформ, соотношение которых существенно изменяется при воздействии ФОС метидатиона и пиретроида дельтаметрина (по 2 мкг/л) (Lundin, 1958; 1959; 1962; 1968; Ludtke, Ohnesorge, 1966; Михкиева, Богдан, 1978; Bal int et al., 1995; Szegletes et al., 1995b).

У морских рыб (сем. Gadidae и Pleuronectidae) наряду с АХЭ, аналогичной ферменту пресноводных рыб, в мышцах присутствует фер-

мент, который по своим свойствам не может быть отнесен ни к БуХЭ, ни к АХЭ. Наибольшее сродство он проявляет к АХ, но избыток субстрата не угнетает его активность, в то время, как БуХ вызывает субстратное торможение. По чувствительности к специфическим ингибиторам фермент ближе к БуХЭ. В отличие от АХЭ мышц пресноводных рыб, этот фермент располагается диффузно вдоль всей поверхности мышечного волокна и связан с мембраной мышечной клетки. Предполагают, что различия ХЭ мышц морских и пресноводных рыб связаны с особенностями их водно-солевого обмена. Растворенный и частично очищенный фермент представляет собой смесь множественных форм, разделяющихся изоэлектрическим фокусированием. По способности гидролизовать АХ, БуХ и БзХ молекулярные формы этого фермента сходны (Lundin, 1958; 1962; Brodbeck et al., 1975; Reddy, Laksh-mipathi, 1988; Haritos et al., 1985).

ХЭ печени костистых рыб изучены намного меньше, чем ферменты мозга, плазмы кровй, мышц. Известно, что у одних видов гомогенаты печени способны гидролизовать лишь АХ, у других кроме этого - и БуХ, но скорость гидролиза АХ выше. Соотношение скоростей гидролиза АХ, МеХ, БзХ гомогенатом печени хрящевой рыбы Scylliorliinus canícula составляет 100:71:57 соответственно. При гистохомическом исследовании продукты реакции с АХ и БуХ выявляются в виде мельчайших гранул и локализуются вдоль лакун и стенок кровеносных сосудов печени. АХЭ печени карпа представлена несколькими молекулярными формами, спектр которых после воздействия метидатиона (2 мг/л) изменялся за счет повышения концентрации Gi форм. При воздействии дельтаметрина (2 мкг/л) отмечено существенное изменение соотношения мембранной и цитоплазматической изоформ фермента. В морской (нагульный) период жизни рыб активность ХЭ печени выше, чем в речной (нерестовый) период. В целом же вопрос о точной локализации •и свойствах ХЭ печени рыб до настоящего времени остает-

ся открытым (Augustinsson, 1948; Метелев, Тростинина, 1969; De-sal, 1978; Маляревская, 1979; Rath, Misra, 1981; Reddy, Lakshmi-pathi, 1988; Bai int et al., 1995; Szegletes et al., 1995b).

Иммуноцитохимическими методами установлено, что ХЭ электрического органа ската Torpedo californica - типичная АХЭ. Она локализована исключительно в иннервируемых зонах. При этом в органе рыбы выделено 2 формы фермента. Асимметричная форма обнаружена в области синаптических образований и в инвагинациях постсинапти-ческой мембраны. Гидрофобная - преимущественно на внесинаптичес-кой поверхности нервных окончаний; в синаптической щели она отсутствует (Abramson et al., 1989).

В желудочно-кишечном тракте рыб также зарегистрирована активность ХЭ. Основными носителями ее являются сеть поверхностных нервных волокон, иннервирующая эпителий, мелкие кровеносные сосуды и отдельные клетки эпителия и внутренних слоев слизистой оболочки. Ферментативной активностью обладает также пристеночная слизь (Thorndyke, Holmgren, 1990; Рябухина и др., 1992; 1993; Скопичев и др., 1992; Скопичев, Соколова, 1994).

В последнее время в литературе появился ряд работ, указывающих на наличие активности ХЭ также в таких органах и тканях рыб, как кожа (Вихман, Анкудинова, 1987); сердце и венозный синус (Хайдар-лиу и др., 1987; Nemcsok et al., 1987; Szegletes et al., 1995a); жабры (Bashamohideen, Sai lbala, 1989; Sambasiva, Ramana, 1989; Cuisance, 1990; Gill et al., 1991; Reddy et al.,1992; Reddy, Philip, 1994); почки, интерреналовая ткань, яичники (Хайдарлиу и др., 1987; Bashamoh ideen, Sailbala, 1989). Однако, в них не рассматриваются свойства, локализация, функциональная роль и другие характеристики ХЭ. Эти работы посвящены, в основном, изучению подавления активности ХЭ в этих органах различными токсикантами. Данных о наличии ХЭ в селезенке рыб в имеющейся литературе нет.

В тканях рыб-хирургов Acanthurus dussumieri, A. bahianus, А. chirurgus и A. coeruleus обнаружена "атипичная" ХЭ, которая представлена двумя изоформами. Одна из них выделяется только в ткани печени, другая, наряду с АХЭ, - в тканях хрусталика глаза, мозга и в большом количестве в скелетных мышцах. По своим характеристикам фермент достоверно отличается от типичных ХЭ. Он предпочтительно гидролизует АТХ. ПрТХ гидролизует с меньшей, но сравнимой скоростью, как и ряд нехолиновых эфиров. Активность фермента, как и классической АХЭ] подавляется избытком субстрата. При этом чувствительность его к параоксону выше, чем для АХЭ в 1000-10 ООО раз. Высказано предположение, что возникновение аномальных биохимических свойств "атипичной" ХЭ у рыб-хирургов связано с "последствиями" ферментативного полиморфизма (Leibel, 1988а,b, с).

Имеются сведения о динамике активности ХЭ в тканях рыб на ранних стадиях онтогенеза. В мозге, печени и особенно крови молоди некоторых осетровых активность ферментов сильно возрастает в период с 30 по 60 день с момента выклева. Увеличение количества ХЭ опережает рост массы тела. В мозге активность возрастает медленнее, чем в других тканях. Видимо, рост и качественная дифференци-ровка нервной ткани рыб завершается раньше. Начиная с 60-дневного возраста активность ХЗ в этих тканях снижается (Шеремета, 1987).

В последнее время установлено, что холинэргические структуры рыб, как и у млекопитающих, играют важную роль в функционировании систем зрения, обоняния, слуха (Drujan et al., 1979; Гдовский,. Ружинская, 1986; 1990; Deplano, 1989; Ружинская и др., 1990; Khan et al., 1991; Ружинская, Гдовский, 1990а, б; 1992а, б). Имеются данные, свидетельствующие о том, что холинэргические системы участвуют в осуществлении некоторых целостных функций и имеют отношение к общей резистентности организма рыб (Symons, 1973; Bull', Mclnerney, 1974; Post, Leasure, 1974; Welsh, Hanselka, 1978; Avis, Peeke, 1979; Richmonds, Dutta, 1992).

ГЛАВА 2. ВЛИЯНИЕ ФАКТОРОВ ОКРУЖАЮЩЕЙ СРЕДЫ НА АКТИВНОСТЬ ХОЛИНЭСТЕРАЗ РЫБ.

2.1. Действие естественных экологических факторов и манипуляций с рыбой.

Данных о влиянии естественных факторов среды на активность ХЭ рыб не много. Зависимость динамики активности ХЭ рыб от изменений температуры окружающей среды изучена только- для АХЭ мозга: установлена тесная положительная корреляция между этими показателями (Baslow, Nigrelli, 1964; Hazel, 1969; Edwards, 1971a,b; Hogan,

1971a). К примеру, у горчака Rhodeus amarus, адаптированного к

2

29°С, активность фермента на 60% выше, чем у адаптированного к 10°С (Hauss, 1975). С изменением температуры воды меняется также и спектр изоформ АХЭ. При этом ферменты различных видов рыб, обитающих в одинаковых температурных условиях, часто сильно отличаются по температурному оптимуму (Baldwin, Hochachka, 1970; Guil-lon„ Massoulie, 1970; Niemierko et al., 1977). Скачкообразные изменения температуры среды приводят к повышению активности АХЭ рыб. Так, в мозге карпа наблюдали активацию фермента при резком увеличении температуры воды (Jurkowski et al., 1979).

Изменения активности ХЭ рыб в течение года изучены недостаточно. Исследования выполнены лишь на АХЭ мозга некоторых субтропических видов (Baslow, Nigrelli, 1964; Edwards, 1971а, b) и двух европейских пресноводных: окуне (сем. Окуневые) и плотве (сем. Карповые) (Чуйко, Козловская, 1989; Павлов, 1992; Чуйко, Павлов, 1992). Наивысшая активность фермента у тепловодных рыб совпадает с периодом максимальных температур воды (Baslow, Nigrelli, 1964; Edwards, 1971а, b). У окуня и плотвы при характерных сезонных изменениях, положительно коррелирующих с изменениями температуры среды, максимальные значения показателя приходятся на период размножения, не совпадающий с временем наивысшей температуры воды

(Чуйко, Козловская, 1989; Павлов, '1992). Нерест является чрезвычайно стрессовым событием для рыб, поскольку активность нейросек-реторной системы интенсифицируется и уровни гормонов, таких как адреналин, высоки (Shulman, 1972). Вызванный адреналином стресс также увеличивает активность АХЭ и содержание ВБ в мозге рыб (Pavlov et al, 1994). У мозамбикской тиляпии Oreochromis mossam-bicus, наряду с температурозависимым повышением активности фермента, переход рыб в нерестовое состояние характеризуется значительным повышением активности ÀX3 мозга (Павлов, 1992; Pavlov, 1994). После введения индуцирующего нерест лютеинизирующего гормона зафиксировано увеличение активности ÁX3 в каудальной нейро-секреторной системе у японского вьюна Misgurnus angui11icaudatus (Xu Genxing et al., 1989). Таким образом, во время нереста в мозге рыб наблюдается увеличение активности АХЭ. Данные об изменениях активности ХЭ в других органах рыб в течение года, динамике БуХЗ в тканях отсутствуют.

Активность ХЭ тканей рыб не постоянна в течение суток. Так, у белого толстолобика Hypophthalmichthys molitrix выявлена четкая циркадная динамика активности АХЭ в большинстве отделов ЦНС, связанная с функциональной активностью и биологическими ритмами данного вида. Максимальная активность фермента отмечена в ночные и утренние часы, а к 15 ч зафиксировано ее снижение, особенно выраженное в мозжечке (на 36-38%), среднем (на 24-26%) и продолговатом мозге (на 13-36%). Воздействие' экстремальных раздражителей нарушает циркадную ритмику, вызывая значительные сдвиги активности АХЭ в большинстве отделов ЦНС, степень выраженности которых зависит от природы и продолжительности стрессорного воздействия (Хайдарлиу и др., 1984; 1985).

Активность АХЭ тканей рыб снижается при их голодании (Кычанов и др., 1986). Уровень общей активности ХЭ сыворотки крови разводимой искусственно семги Salmo salar практически в 2 раза ниже,

чем у диких особей (Шубин, 1990).

Резкое снижение; содержания кислорода в воде приводит к изменению активности ХЭ рыб. При острой гипоксии у погибающих окуней активность АХЭ мозга снижалась на 70.6-88.5% по сравнению с контролем (Маляревская, 1979). При нелетальной гипоксии активность АХЭ в мозге плотвы через 1 сутки снижалась на 23. 4%, затем повышалась на 19% над контрольной и в течение 10 суток практически не изменялась. У окуня проявлялась сходная реакция (Павлов, 1992).

Лабораторные эксперименты показали, что резкое изменение кислотности воды вызывает повышение активности АХЭ мозга рыб. Так, снижение pH воды с 8.1 до 4.5, не сопровождавшееся гибелью окуней, вызывало увеличение активности фермента до 121 и 114 %% от контроля на 1 и 3 сутки соответственно. Через 7 суток пребывания рыб в закисленной среде показатель возвращался к норме. При хроническом действии низких pH активность фермента оказывается ниже нормальной (Павлов, 1992). Кроме непосредственного действия на рыб, снижение pH воды приводит к повышению биодоступности ионов различных металлов (Baker, 1982; LaZerte, 1986; Campbell, Stokes, 1985; Wiener, 1987; Spry, Wiener, 1991), которые также вызывают изменения активности ХЭ рыб (Christensen, 1975; Немчок и др., 1986; Nemcsok et al., 1986; Vig et al., 1987; Герасимов и др., 1989; Павлов и др., 1990; Baatrup, 1991; Павлов, Чуйко, 1992).

Уровень активности ХЭ рыб зависит также от концентрации минеральных солей в воде. Нелетальное резкое изменение солености воды вызывает и у эвригалинных (мозамбикская тиляпия), и у стеногалин-ных (окунь) видов временное повышение активности АХЭ мозга. После завершения процесса адаптации рыб (7-15 суток) активность фермента возвращается к норме. При летальной смене солености воды активность АХЭ резко снижается (Павлов, 1992).

Изменение активности ХЭ в тканях рыб происходит в результате различных манипуляций. Иммобилизация приводит к активации АХЭ в

мозге карпа Cyprinus carpio (Jurkowski et al., 1979). В условиях транспортировки наблюдали снижение активности АХЭ в мышечной ткани молоди осетровых рыб и белорыбицы Stenodus leucichthys (Кыча-нов и др., 1986). У белого толстолобика Hypophthalmichthys molit-rix отлов и хэндлинг с последующей 'транспортировкой вызывали угнетение активности ХЭ во всех отделах ЦНС и большинстве внутренних органов. После хэндлинга активность ХЭ сердца также снижалась, хотя отлов и транспортировка приводили к увеличению показателя. В печени, напротив, хэндлинг сопровождался повышением, а отлов и транспортировка - снижением активности фермента. (Хайдар-лиу и др., 1987; Крепис и др., 1989). К сожалению, из этих работ не ясно, приводят ли указанные воздействия к гибели рыб. Не описана и динамика активности ХЭ. Влияние подобных воздействий на ХЭ рыб показано также в ряде других работ (Strange et al., 1977; Pickering et al., 1982; Thomas, 1984; Лега, 1990; Шубин, 1990).

* t

2.2. Действие неантихолинэстеразных соединений.

Литературных данных о влиянии различных по химической природе токсикантов на активность ХЭ рыб довольно много.

Действие хлорорганических веществ.

При 48 ч экспозиции в циперметрине (20 мг/л) активность АХЭ в мозге, мышцах, жабрах и печени карпа Cyprinus carpio снижалась на 61, 40, 37 и 31 %% соответственно (Гдовский, Флеров, 1979). За более короткий промежуток времени активность фермента подавлялась в меньшей степени (Reddy et al.,1992; Reddy, Philip, 1994). Острое действие (стадия агонии) ДДТ приводило к снижению активности АХЭ у окуня: в мозге на 49.6%, в печени - на 7.5%; у карася: в мозге всего-на 4.9%, а в печени - на 58.9% (Маляревская, 1979). Как в острых, так и в хронических опытах 2М-4Х подавлял активность ХЭ крови, мозга и печени рыб. Длительное воздействие (30 дней) малых концентраций пестицида на молодь некоторых осет-

- ZI -

ровых рыб вызывало трехфазное изменение ферментативной активности в этих тканях: первоначальное снижение, последующее увеличение и новое стойкое снижение. Данные изменения наиболее четко проявлялись для мозга рыб, тогда как в печени и крови они были выражены слабее (Шеремета, 19886). Хлордан и альдрин в концентрации 1/15 LC50 угнетали активность АХЭ мозга и печени мешкожаберного сома Heteropneustes fossil is (Verraaetal., 1981; Verma, Tonk, 1984). Авторы объясняют это возникновением анаэробных условий в мозге вследствие нарушения тканевого дыхания, а не специфическим действием токсикантов на АХЭ.

Зндрин практически не влияет на активность АХЭ крови карпа ни при сублетальных, ни при летальных воздействиях. Лишь очень высокие концентрации токсиканта вызывают слабое снижение активности фермента (Науаюа, Kuwabara, 1961). Аналогичную картину наблюдали в мозге сома Ciarias batrachus и пятнистого змееголова Channa punctatus при действии высокотоксичного эндосульфана (Inbaraj, Haider, 1988; Das, Sengupta, 1993). He обнаружено корреляции между активностью АХЭ мозга плотвы из Рыбинского водохранилища и накоплением различных (tí-ГХЦГ, tf-ГХЦГ, ДДТ, ДДЕ) хлорорганических пестицидов (Козловская и др., 1989; Павлов, 1992).

Токсафен (0. 5 и 0. 75 мг/л; экспозиция 10 ч) угнетал активность АХЭ в плазме, но стимулировал ее в эритроцитах карпа (Litzbarski, Litzbarski, 1974). ДДТ в 48- и 96-ч LC50 концентрации увеличивал активность АХЭ мозга полосатого змееголова Channa striatus. В то же время в опытах in vitro он не влиял на активность фермента (Bhaskaran, Pandian, 1987). В опытах с АХЭ черноголовой пимефалес Pimephales promelas показано, что ряд исследованных ХОС in vitro не влияют на активность фермента. Они незначительно подавляют ее лишь при очень высоких концентрациях (Olson, Christensen, 1980).'

Действие ионов различных металлов.

В опытах in vitro и in vivo ионы металлов оказывают разнонап-

равленное влияние на активность ХЭ рыб. Активность АХЭ мозга кар-

2 +

па Cyprinus carpió в хронических экспериментах с РЬ в концентрации 1-12 мг/л достоверно увеличивалась и стойко держалась на высоком уровне в течение 10 дней (Тишинова-Нанова, Мулешкова, 1984). Аналогичные результаты получены на соме Ciarias batrachus и личинках ручьевой форели Salvelinus font inal is (Katti, Sathya-nesan, 1986; Christensen, 1975). При этом ионы свинца не влияли

на активность АХЭ мозга карпа in vitro (Тишинова-Нанова, Мулешко-

? +

ва, 1984). Хроническое действие ионов Cd стимулировало активность АХЭ мозга ручьевой форели, а также АХЭ мозга, печени и мышц огненных барбусов (Christensen, 1975; Gill et al., 1991). В опытах же с черноголовой пимефалес in vitro зарегистрировано сильно-ингибирующее влияние Cd2+ на АХЭ (Olson, Christensen, 1980).

Влияние ионов металлов на ХЭ рыб в опытах in vitro неоднозначно. Ионы Cu2+, Au3+, Pd3+, Pd4+, Cd2+ оказывали сильное ингибиру-ющее влияние на активность АХЭ гомогенатов черноголовой пимефалес Pimephales promelas, превосходящее многие ФОС. Ионы Ag+, Au+, Hg2+, Sn2 + , Pt4+, Sn4+ и Fe2+ оказались средними по силе ингибиторами, а катионы Pb2 + , Cr3+, Со2+, Zn2+, Al3+, Fe3+ и ионы щелочных и щелочно-земельных металлов либо незначительно, либо вовсе не влияли на активность ХЭ. Совместное действие указанных ионов на АХЭ мозга этих рыб вызывает аддитивный эффект (Olson, Christensen, 1980). Аналогичные результаты получены на шайнере Cymatogaster aggregata (Abou-Donia, Menzel, 1967). Однако в опы-

О, Oí Oí

тах in vitro ионы Ca , Mg и Mn стимулировали активность АХЭ мозга форели Salmo clarki, катионы Со2+, Cu2+, Ni2+, Zn2+ ингиби-ровали ее, a Fe3+- не оказывали влияния (Hogan, 1971а).

Одни и те же ионы металлов in vivo вызывают различную реакцию ХЭ разных, а в ряде случаев и одних и тех же тканей рыб. Так, нелетальное 48-ч действие ионов РЬ2+ стимулировало активность АХЭ мозга и печени огненного барбуса Barbus conchonius, тогда как ак-

тивность фермента в мышцах и жабрах не изменялась (Gill et al., 1991). Ионы Znz+ (0.1, 1.0 и 10 мг/л) вызывали увеличение активности АХЗ в жабрах и мышцах карпа Cyprinus carpió через 15 суток. Дальнейшая экспозиция рыб в этих растворах привела к возрастанию показателя в мышцах и снижению в жабрах (Строганов, 1979). Угнетение активности АХЗ мозга отмечено при сублетальном 48-ч воздействии Cu2+ на пятнистого змееголова и мешкожаберного сома. Экспонирование в растворах ионов меди вызывало снижение активности ХЭ в крови карпа Cyprinus carpió, сома Silurus glanis и толстолобика Hypophthalmichthys.molitrix, а также в мозге и мышцах других видов рыб (Mukherjee, Bhattacharya, 1974; Nemcsok et al., 1984; 1985; Немчок и др., 1986; Vig et al., 1987; Baatrup, 1991). Однако при действии сублетальных концентраций сульфата меди в сыворотке крови карпа через 2 недели экспозиции зарегистрировано увеличение активности ХЭ (Nemcsok et al., 1986). Хроническое воздействие ионов Cd2 + стимулировало активность АХЗ мозга молоди ручьевой форели (Christensen, 1975). Экспозиция огненных барбусов в растворе этих ионов (12.6 мг/л; 48 ч) увеличивала активность АХЭ в мозге, печени и мышцах, но снижала в жабрах (Gill et al., 1991). У сего-

О I

леток леща Abramis brama, выдерживаемых в воде с ионами Cd (0.3, 0.5 и 1 мг/л), на 9 сутки отмечено достоверное снижение активности АХЭ мозга, которое не зависело от концентрации токсиканта (Герасимов и др., 1989). Показано, что в начальный период ин-

о i

токсикации лещей Cd активность АХЗ мозга увеличивается. Однако зависимости между накоплением этих ионов в рыбе и изменениями активности АХЭ не обнаружено (Павлов, 1992; Павлов, Чуйко, 1992). Корреляции между содержанием тяжелых металлов (Ni, Cd, Zn, Cr, Co, Pb, Sr, Cu, Mn, Se, Th, Fe, Sb, Sc) в теле плотвы из трех популяций Рыбинского водохранилища и активностью АХЭ их мозга также не обнаружено (Козловская и др., 1989).

Однако следует подчеркнуть, что приведенные данные лишь отно-

сительно сравнимы, так как получены на разных по концентрации и силе токсического действия ионах, различных тканях и видах рыб, а также при разных сроках экспозиции. Механизмы действия ионов металлов на ХЗ in vivo выяснены пока недостаточно.

Действие moho-, поли-, гетероциклических ароматических и

некоторых других соединений.

В острых опытах с фенолом угнетение активности ХЗ в крови и мышцах рыб зарегистрировано уже в первые минуты экспонирования в токсиканте (Лукьяненко, 1983). Вместе с тем, в той же работе показано, что длительное действие сублетальных концентраций фенола вызывает достоверное увеличение активности ХЗ в крови леща. При хроническом действии фенола на карпа вначале наблюдали стимуляцию активности ÀX3 в мозге (Козловская, Мартемьянов, 1991). Однако в хронических опытах на щуке Esox lucius этот токсикант не вызывал достоверных изменений активности ХЗ крови (Kristofferson et al., 1974).

При действии сульфатного лигнина (нерегулярный полимер, состоящий в основном из остатков замещенных фенолспиртов) (2. 5 мг/л) на сибирского осетра Асipenser baeri и чешуйчатого карпа (линия Cyprinus carpió) описано увеличение активности ХЭ в клетках поверхностного слоя слизистой тонкой кишки (Скопичев и др., 1992; Рябухина и др., 1993). Авторы считают, что такой эффект связан с активацией защитного механизма, приводящего к усилению синтеза ХЭ в слизистой оболочке кишки рыб.

Экспонирование мозамбикской тиляпии Oreochromis mossambicus в растворе ПАУ нафталина (0.5 мг/л) на 15 сутки привело к увеличению активности АХЭ в мозге на 18%. Через 30 суток она снизилась и колебалась на уровне ниже контроля, причем достоверные отличия отмечались только на 60-е сутки экспозиции. Снижение было довольно неустойчивым и сменялось новым подъемом при замене раствора токсиканта на чистую воду (Павлов, 1992; Павлов, Чуйко, 1992).

Реакция активности АХЭ мозга плотвы на действие нафталина была аналогичной (Павлов, 1992). Однако в опытах in vitro нафталин ни в одной из испытанных концентраций (от 20 до 25000 мкг/л) не активировал АХЗ мозга рыб. Наоборот, в высоких концентрациях (20-25 мг/л) токсикант достоверно подавлял активность фермента (Павлов, 1992). Активность АХЭ мозга "оседлой" плотвы через 15 суток после сброса в Рыбинское водохранилище стоков с высоким содержанием ПАУ и других органических соединений была достоверно выше, чем у животных из чистых вод. Корреляции между активностью АХЭ и содержанием токсикантов в тканях обнаружено не было (Павлов, 1992).

Хроническое воздействие коричневого и розового фениленового вызвало увеличение активности ХЭ в почках, кишечнике и печени сома Сlarias batrachus. В то же время активность ферментов в жабрах и мышцах рыб снизилась (Goel et al.', 1982).

Экспозиция личинок Cnestrodon decemmaculatus в течение 48 и 96 ч в параквате (соединение группы дипиридилов) привела к уменьшению общей активности их ХЭ соответственно на 22 и 49 %% независимо от концентрации токсиканта (Di Marzio, Tortorelli, 1991). Подавление ее активности при действии параквата наблюдалось также в крови карпа, сома и толстолобика (Немчок и др., 1986; Vig et al., 1987). В хронических экспериментах (5, 10, 15 мг/л; экспозиция 60 суток) отмечено зависимое от времени действия токсиканта небольшое увеличение активности АХЭ мозга у пресноводной Вгуосоп-americus iheringii (Di Marzio, Tortorelli, 1993). При действии токсиканта на 7 сутки возрастала активность ХЭ сыворотки крови карпа (Neracsok et al., 1986). Общая активность ХЭ личинок Cnestrodon decemmaculatus в растворах параквата (5.6, 7.5, 13.5 и 24 мг/л) через 48 ч экспозиции увеличивалась на 42, 63, 55 и 82 %% соответственно, а через 96 ч была снижена до 50% от контроля (Di Marzio, Tortorell i, 1994).

Через 24, 48, 72 и 96 ч экспозиции взрослых карпов в пиретро-

идном пестициде дельтаметрине с концентрацией 1.0 мг/л активность АХЗ в сыворотке крови рыб составила 93, 90, 85 и 83 %%; при концентрации 1.5 мг/л - 81, 75, 70 и 63 %% от контроля соответственно. В сердце и кишечнике активность фермента через 96 ч экспозиции подавлялась на- 50-60% независимо от концентрации дельтаметри-на. В печени даже через 96 ч ни одна из испытанных концентраций не угнетала активность АХЗ. Экспонирование рыб в растворе токсиканта с концентрацией 2 мкг/л через 72 ч привело к снижению активности АХЭ в плазме на 20%, тогда как в других тканях показатель не изменился (Szegletes et al., 1995а,b).

Стоки целлюлозно-бумажного комбината, содержащие дегидроабие-тиновую кислоту, не влияли на активность АХЭ мозга радужной форели Salmo gairdneri (Oikari et al., 1983). Стоки же другого ЦБК вызвали подавление активности ХЭ крови форели. При этом величина активности АХЭ мозга не изменилась (Oikari et al., 1985).

Сублетальное воздействие раствора фторида натрия стимулировало

1 / активность ХЗ крови пятнистого змееголова, но не влияло на активность ХЭ печени (Chitta, Rao, 1981).

2.3. Действие фосфорорганических и карбаматных ингибиторов.

Фосфорорганические соединения (ФОС) являются группой органических веществ, представляющих собой различные производные кислот пятивалентного фосфора. Химическое строение подавляющего большинства ФОС можно выразить общей структурной формулой:

0(S) где Rb R2 и R3 - нециклические или циклические || (в том числе ароматические) радикалы, связанные с

Rj —Р—R3 атомом фосфора через атом кислорода, или без него-,. | S -.атом серы, который может замещать атом кисло-

R2 рода 0.

Карбаматами называют группу соединений, являющихся производными карбаминовой кислоты. Схематично их строение можно выразить

следующей общей структурной формулой:

где fy и Rg - атомы водорода или радикалы раз-R2 0(S) личной структуры; R3 - радикал, связанный с | || атомом углерода через атом кислорода (или за-

fy—U—С—R3 мещающий его - серы) или без него; S - атом

серы, который может замещать атом кислорода 0. Большинство ФОС и карбаматов в силу своего химического строения относятся к числу веществ, обладающих достаточно высокой реакционной способностью. Это обусловливает их большую физиологическую и биохимическую активность. Специфической особенностью их является способность блокировать ХЭ. Антихолинэстеразное действие этих соединений основано на сходстве их структуры со структурой природных субстратов ферментов - холиновых эфиров.

Молекулярные механизмы взаимодействия антихолинэстеразных токсикантов с ХЭ изучены достаточно полно (Голиков, Розенгарт, 1960; 1964; О'Брайн, 1964; Бресткин и др., 1965; Aldridge, Reiner, 1969; 1972; Олдридж, 1972; Фукуто, 1972; Silver, 1974; Садыков и др., 1976; Фрейдлин и др., 1977; Розенгарт, Шерстобитов, 1978; Froede et al., 1986; Seto, Shinohara, 1988). В общем виде взаимодействие этих соединений с ферментами, так же как и природных субстратов, представляет собой реакцию ацилирования (для ФОС - фосфорилирова-ния). В обоих случаях связывание происходит с остатком серина в эстеразном центре молекулы ХЭ (Олдридж,, 1972).

Фосфорилированный фермент является очень прочным комплексом и в обычных условиях практически не дефосфорилируется. После взаимодействия с ФОС эстеразный центр фермента оказывается чаще всего необратимо блокированным и не способным выполнять свою каталитическую функцию. Это усугубляется тем, что в фосфорилированном ферменте достаточно быстро происходит изменение, не имеющее аналогии в реакции фермент - субстрат: алкокси-группа, связанная с фосфором теряет алкильную группу (Jansz et al., 1959; Berends et

al.,1959). Такое деалкилирование, названное "феноменом старения", однако, происходит только у фосфорилированных ферментов, имеющих С-О-Р связи (Cou.lt et al., 1966; Benschop, Keijer, 1966;' Pickering, Malone, 1967,; Олдридж, 1972). Карбаматы реагируют с ХЭ, образуя нестойкие карбамилированные ферменты (Goldstein, 1951; Wilson et al., 1960; 1961). Связывание этих соединений с ферментом происходит не по одному эстеразному центру, как в случае с ФОС, а по обоим: эстеразному и анионному (Франке, 1973).

Закономерности реагирования АХЭ рыб на действие ФОС и карбама-тов изучены достаточно полно. Исследование БуХЭ рыб в этом плане началось только недавно и данных по этому вопросу еще не много.

Подавление активности ХЭ при действии различных ФОС и карбама-тов in vitro и in vivo, в лабораторных и полевых условиях зафиксировано у различных видов рыб во многих органах и тканях (Hogan, 1971а, b; Coppage, 1977; Шеремета, 1.9886, в; Bashamohideen, Sailba-la, 1989; Sambasiva, Ramana, 1989; Cossarini-Dunier et al., 1990; Demael et al., 1990; Тонкопий и др., 1993; Beyers, Sikoski, 1994; Straus, Chambers, 1995 и др.). Результат действия карбаматов и ФОС на ХЗ рыб сходен. Отличия заключаются в скорости подавления активности ферментов (Шеремета, 1988в; Sambasiva, Ramana, 1989; Hände, Pradhan, 1990; Тонкопий и др., 1993; Жуковский и др., 1994; Beyers, Sikoski, 1994).

Степень подавления активности ХЭ рыб пропорциональна концентрации токсикантов в воде, времени экспозиции, а также зависит от химической структуры соединений, физиологического состояния и устойчивости рыб к действию этих препаратов (Weiss, 1958; 1961; 1965; Williams, Sova, 1966; Косинова, Прокопенко, 1979; Keizer et al., 1991; Павлов, 1992; Richmonds, Dutta, 1992; Keizer et al., 1995 и др.). При этом играет роль и возраст рыб. Так, при воздействии на мешкожаберного сома Heteropneustes fossil is сублетальной концентрации (1.2 мг%) малатиона в течение 24, 48, 72 и 96 ч,

снижение активности АХЭ мозга у молодых особей наблюдалось при всех исследованных сроках воздействия, а у взрослых - лишь через 72 ч (Dutta et al., 1995). Время восстановления активности ХЗ обратно пропорционально концентрации ингибиторов, времени экспозиции и степени угнетения ХЭ. При этом оно не одинаково для разных видов, разновозрастных особей, различных тканей одного и того же вида и зависит от природы и структуры как непосредственно фермента, так и токсиканта, а также скорости синтеза самого фермента в ткани (Weiss, 1958; 1961; О'Брайн, 1964; Олдридж, 1972; Post, Leasure, 1974; Wallace, Herzberg, 1988; Bashamohideen, Sailbala, 1989; Wel H. van der, Welling, 1983; Morgan et al., 1990 и др.). Между содержанием антихолинэстеразных токсикантов в тканях рыб и степенью подавления активности ХЗ в них существует достоверная положительная корреляция (Macek et al., 1972; Lockhart et al., 1973; Cook et al., 1976; Doe et al., 1988; Horsberg et al., 1989; De Bruijin et al., 1991; Keizer et al., 1991; Martinez et al., 1994). Восстановление активности ферментов начинается только после прекращения действия антихолинэстеразных препаратов. Максимальная его скорость наблюдается обычно в начальный период восстановления. В дальнейшем этот процесс замедляется. Восстановление активности ХЗ в тканях рыб идет довольно долго и может полностью не наступить даже., через 30-50 суток после перевода животных в чистую воду (Verma et al., 1979; Козловская и др., 1983; Nataraj-ап, 1984; Nemcsok et al., 1987; Турунина, 1989; Bashamoh ideen, Sailbala, 1989; Morgan et al., 1990; Thangipon et al., 1995).

Подавление активности ХЗ рыб антихолинэстеразными токсикантами происходит при очень низких концентрациях. Так, достоверное снижение активности АХЭ в опытах in vitro наблюдается при концентра-

fi А

циях ФОС порядка 10-10 М. In vivo снижение активности ХЭ регистрируется уже при концентрациях токсикантов, составляющих мкг в литре (Hogan, Know les, 1968; Hogan, 1971a; Hobden, Klaverkamp,

1977; Гантверг, 1985; Козловская и др., 1990; Тонкопий и др., 1993; Жуковский и др., 1994; Straus/Chambers, 1995).

В настоящее время однозначно установлено, что симптомы отравления антихолинэстеразными ядами животных, имеющих холинэргичес-кие системы, связаны с угнетением синаптической АХЭ, хотя непосредственные причины смерти могут быть различны. У млекопитающих смерть наступает в результате паралича дыхания, к которому могут привести как центральные (паралич дыхательного центра), так и периферические эффекты (бронхоспазмы, паралич дыхательной мускулатуры) . Принципиальных видовых различий в клинических проявлениях острого отравления у млекопитающих нет. Они могут касаться величины смертельных доз или преобладания тех или иных симптомов (Ро-зенгарт, Шерстобитов, 1978). При отравлении рыб наблюдаются аналогичные симптомы. Гибель чаще всего наступает, как и у млекопитающих, от асфиксии. Ведущая роль в этом процессе принадлежит угнетению АХЭ нервной ткани и, в первую очередь, мозга (Метелев, Грищенко, 1969; Метелев и др., 1971-; Грищенко, 1972; Кокуричева, 1973; Грищенко и др., 1976; Козловская, Степанова, 1980). Ингиби-рование ХЭ у рыб при действии ФОС и карбаматов, также как и у млекопитающих, вызывает нарушение поведенченских реакций, снижение воспроизводства, темпов роста, резистентности к воздействиям различных раздражителей, изменение термопреферендума (Matton, Lattam, 1969; Symons, 1973; Rand et al., 1976; Domanic, Zar, 1978; Welsh, Hanselka, 1978; Avis, Peeke, 1979; Henry, Atchison, 1984; Gant et al., 1987; McDonald, 1979; Anjum, Siddiqui, 1990; Rich-monds, Dutta, 1992; Pavlov et al., 1992 и др.). Однако рыбы иногда обнаруживают большую устойчивость к ингибированию ХЭ, чем млекопитающие (Schneider, Weber, 1975). Это может быть обусловлено спецификой самих ферментов данных животных, различием способов попадания токсикантов в их организм, эффективностью их детоксика-ции и выведения (Wang Cheng, Murphi, 1982; Johnson, Wallace,

1987; Wallace, Herzberg, 1988; Rahman et al., 1989).

Подавление активности ХЭ в тканях рыб наступает намного раньше, чем проявляются внешние симптомы отравления и она еще долго остается низкой после прекращения действия токсикантов и исчезновения симптомов отравления (Weiss, 1958; 1961; Coppage, 1972; Али, 1976; Косинова, Кузнецов, 1977; Козловская и др., 1983). Так, в опытах с малатионом и ДДВФ активность АХЗ в мозге лососей была низкой, даже когда остаточные количества токсикантов и продуктов их метаболизма в тканях практически не определялись. Таким образом, активность ХЗ рыб является более надежным и чувствительным показателем загрязнения воды ФОС, чем содержание токсикантов в тканях (Cook et al., 1976; Horsberg et al., 1989).

Разные авторы высказывают различные мнения о том, какая степень подавления активности ХЭ рыб является летальной или вызывает ту или иную патологию (Nicholson, 1967; Coppage, Matthews, 1975; Лукьяненко, 1983 и др.). В опытах с ФОС базудином показано, что подавление активности АХЭ мозга на 30-35% сопровождается средней степенью отравления у леща и карпа, практически не влияет на осетра и в то же время критично для, судака (Косинова, Прокопенко, 1979). Активность АХЭ мозга у некоторых лососевых рыб, погибших при действии ФОС в естественных условиях, составила 4%, у живых -30% от контроля (Saite et al., 1987). В различных работах показано, что гибельным для рыб является снижение активности фермента на 82-83% (Coppage, 1971; 1972; Грищенко и др., 1976); 48-54% (Hayama, Kuwabara, 1961; Али, 1976), 30-60% (Weiss, 1958) и др. Вместе с тем, имеются данные, свидетельствующие, что гибель и другие внешние признаки отравления у рыб могут отсутствовать даже при падении уровня активности АХЭ на 55% от контроля (Козловская и др.,1983). При хроническом действии ДДВФ в малых концентрациях, вызывавшем снижение активности АХЗ мозга на 90%, гибели мозамбик-ской тиляпии, леща'и плотвы не происходило (Павлов, 1992). Более

того, при этом наблюдали устойчивый линейный и весовой рост животных, не отличающийся по темпам от роста контрольных особей. В то же время, при действии больших концентраций токсиканта гибель рыб зарегистрировали при ингибировании фермента всего на 40-50%. На основании полученных экспериментальных и анализа литературных данных автор считает, что сам по себе уровень ингибирования ХЗ (в частности, АХЭ мозга) не может быть индикатором летального действия антихолинэстеразных токсикантов. Важную роль здесь играет время, за которое происходит снижение активности фермента.

Много разногласий существует и в вопросе о том, в каких тканях падение активности ХЭ является наиболее адекватным показателем отравления рыб. Динамика угнетения активности ХЭ в различных тканях сходна. Большинство исследователей считают, что наиболее пригодным показателем токсичности является активность АХЭ мозга рыб. Однако, по чувствительности к ФОС БуХЗ (ХЭ) крови рыб превосходит АХЭ в 1000 и более раз (Чуйко, 1987; Kozlovskaya et al., 1993; Жуковский и др., 1994). Многие ученые разделяет мнение о том, что степень подавления активности ХЭ и токсичность соединений зависят друг от друга прямо пропорционально (Weiss, 1958; Nicholson, 1967; Klaverkamp et al., 1977; Verma et al., 1979; Kabeer, Ramana Rao, 1980; Nemcsok'et al., 1985a, b;- Morgan et al., 1990; Straus, Chambers, 1995).

ЗАКЛЮЧЕНИЕ ПО ОБЗОРУ ЛИТЕРАТУРЫ

Таким образом, в настоящее время считается общепринятым существование двух основных типов ХЭ: АХЭ и БуХЭ. Достаточно подробно изучены их свойства, строение и некоторые функции. Оба типа ХЭ обладают своими характерными особенностями, позволяющими отличать их друг от друга. Каждый из ферментов состоит из множества молекулярных форм. У разных систематических групп животных эти формы специфичны. Специфичность касается тех или иных свойств ХЭ и, в частности, чувствительности к ингибиторам. Существующие представления о типах ХЭ и их свойствах основаны главным образом на результатах изучения ферментов млекопитающих. Вместе с тем, ХЭ животных других систематических групп изучены недостаточно.

Установлено, что в тканях костистых рыб присутствуют оба типа ХЭ. По своим свойствам они близки соответствующим ферментам млекопитающих. Встречаются также ХЭ, обладающие в той или иной мере свойствами и АХЭ, и БуХЭ. Подавляющее большинство исследований ХЭ рыб проводилось на АХЭ.

Изменения активности ХЭ рыб при нелетальных резких сменах условий среды (солености, рН, температуры воды, содержания в ней растворенного кислорода), манипуляциях с рыбой, а также воздействиях различных по природе неантихолинэстеразных соединений аналогичны. В начальный период происходит резкое возрастание ферментативной активности, время стимуляции которой зависит от силы воздействия данных факторов (амплитуды изменений показателей среды, концентрации токсикантов и т.д.). Затем активность ХЭ приходит в в норму и держится на контрольном уровне или немного ниже. Это снижение довольно неустойчиво и может смениться новым повышением при резкой смене условий среды. Такая динамика активности ХЭ рыб при сублетальном действии названных факторов представляет собой типичную стресс-реакцию. Необратимое подавление активности чаще

всего регистрируется при остро-летальном их воздействии.

Корреляции между накоплением неантихолинэстеразных соединений и активностью ХЭ в тканях рыб не обнаруживается. Действие неспецифических для ХЭ ингибиторов часто приводит к разнонаправленным изменениям активности ферментов в различных тканях рыб. В опытах in vitro и in vivo с этими веществами также наблюдается противоположная направленность изменений активности ХЭ.

Основные закономерности воздействия ФОС и карбаматов на активность ХЭ рыб исследованы достаточно полно. При этом биологическая роль подавления ими активности данных ферментов остается неясной. По вопросу о том, какая степень ингибирования активности ХЭ и в каких тканях рыб может служить критерием токсичности антихолинэс-теразных соединений, ведется полемика. Однако не вызывает сомнения, что активность этих ферментов является высоко-чувствительным показателем действия ФОС и карбаматов. Реакция ХЭ на действие ан-тихолинэстеразных соединений однотипна и достаточно специфична. При сублетальном действии ФОС и карбаматов активность ХЭ постепенно снижается. Данное снижение устойчиво. Восстановление активности наблюдается только после прекращения действия токсикантов и происходит также плавно. Достоверное снижение показателя проявляется уже при малых концентрациях ингибиторов в воде задолго до появления внешних симптомов отравления рыб и сохраняется длительное время после их исчезновения. При этом для антихолинэстеразных соединений характерна четкая зависимость между содержанием их, или их метаболитов, в тканях и подавлением активности ХЭ.

В настоящее время для оценки загрязнения водной среды антихо-линэстеразными веществами из ХЭ рыб в подавляющем большинстве случаев используется только АХЭ мозга. Вместе с тем показано, что по чувствительности к ФОС БуХЭ рыб во много раз превосходит АХЭ. Следовательно, активность данного фермента может служить очень

ценным чувствительным показателем биоиндикации загрязнения воды, особенно ФОС. Это имеет большое практическое значение.

Однако работ, посвященных изучению БуХЭ рыб, не много. Данные об активности этого фермента и его распространении среди различных видов и в разных тканях рыб практически отсутствуют. Показано наличие его только в крови единичных видов. Не исследованы сезонные изменения активности БуХЭ в тканях рыб, влияние антихолинэс-теразных ингибиторов на ее активность in vivo. Недостаточно данных о чувствительности фермента к различным ФОС и карбаматам in vitro. Без этих сведений активность БуХЭ рыб невозможно использовать в качестве теста на загрязнение водной среды антихолинэсте-разными соединениями.

Настоящая работа направлена на решение перечисленных вопросов по данной проблеме.

Заключение диссертации по теме «Гидробиология», Желнин, Юрий Юрьевич

ВЫВОДЫ

1. Активностью БуХЭ обладают плазма крови, печень и селезенка пресноводных костистых рыб. Внутри семейств показатель в тканях сильно варьирует. Наибольшей активностью фермента характеризуется плазма карповых рыб (50.0±5.8 - 1082.6±84.7 мкмоль БуТХ/мл плаз-' мы/ч). Доля БуХЭ в общей активности ХЭ этой ткани превышает 83%. Активность фермента в печени карповых - средняя (16.2±0.7 - 69.5± ±5.6 мкмоль БуТХ/г ткани/ч). Величина показателя в плазме и печени рыб, относящихся к другим семействам; селезенке животных -низкая или совсем отсутствует.

2. В летний период активность БуХЭ в тканях плотвы высокая, зимой - низкая; во время нереста - значительно увеличивается. Сезонная динамика показателя в плазме имеет сходный характер с изменениями содержания водорастворимого белка, в печени - обратно коррелирует с динамикой массы органа. Пол, зрелость, размер рыб не оказывают заметного влияния на сезонные изменения активности БуХЭ в тканях.

3. Межвидовые различия чувствительности БуХЭ плазмы крови рыб к действию ДДВФ и прозерина in vitro незначительны. По чувствительности к ДДВФ фермент превосходит АХЭ рыб и млекопитающих на 3-4 порядка, типичную БуХЭ - на 2 и более порядка. По чувствительности к прозерину БуХЭ рыб уступает их АХЭ и типичным ХЭ в.100 с лишним раз.

4. При остром и хроническом сублетальном действии ДДВФ на плотву характерный ответ первой проявляет и дольше всех сохраняет активность БуХЭ крови. Значительное снижение показателя (до 29+2% от контроля в острых опытах; до 4±1 и 60±4 %% - в хронических) происходит при очень низких концентрациях ингибитора в воде (1.5 мкг/л; 1.5 и 0.7 мкг/л) и за короткое время (1 ч; 1 и 1 сутки соответственно). Быстрое, но менее глубокое и устойчивое подавление активности БуХЭ происходит в печени рыб. Достоверное снижение активности АХЭ в тканях животных наступает позднее и при более высоких концентрациях ингибитора в воде.

5. Разовое попадание ДДВФ в воду (1.5 мкг/л) вызывает резкое снижение активности БуХЭ в тканях плотвы. Затем показатель медленно возрастает до уровня, превышающего контрольный, после чего возвращается к норме. При постоянной концентрации токсиканта в воде (0.7 мкг/л) активность фермента первоначально резко подавляется, затем возрастает до уровня, не достигающего контрольного, и вновь стойко снижается'. Продолжительное экспонирование рыб в растворе ДДВФ вызывает сходную картину токсического эффекта в тканях.

6. Для оценки загрязнения водной среды ФОС наиболее пригодна активность БуХЭ плазмы крови синца, уклеи, плотвы, густеры и язя (карповые). В случаях, когда кровь у рыб отобрать невозможно, у уклеи, плотвы и густеры в этих целях может быть использована активность фермента печени. Для оценки загрязнения воды карбамата-ми активность БуХЭ рыб малопригодна.

7. Результаты сравнения активности БуХЭ в различных тканях разных видов рыб, ее сезонной динамики, а также изменений активности при действии ДДВФ in vivo, в целом, не зависят от способа выражения показателя (на г(мл) ткани или мг белка).

ПРАКТИЧЕСКИЕ РЕКОМЕНДАЦИИ

1. Для индикации загрязнения воды антихолинэстеразными соединениями, в частности ФОС, наиболее целесообразно использовать активность БуХЭ плазмы крови синца, уклеи, густеры, язя и плотвы благодаря высокой и маловариабельной активности фермента в них. Предпочтительным видом, ввиду возможности отлова в любое время года, является плотва.

2. При определении в полевых условиях загрязнения воды с использованием активности БуХЭ тканей рыб необходимо учитывать сезонные изменения данного показателя,, а также особенности динамики активности фермента при разовом попадании в воду и постоянном действии на животных малых доз антихолинэстеразных соединений.

3. При определении активности БуХЭ в плазме крови рыб по Зллма-ну для анализа предпочтительно использовать образцы негемолизиро-ванной плазмы. Следует также избегать попадания интенсивного света на пробы, особенно работая с субстратом АТХ. Оптимальными для снятия показаний по прибору являются следующие отрезки времени после внесения ингибитора в реакционную смесь: негемолизированная плазма с БуТХ - 5-30 мин; гемолизированная плазма с БуТХ - не более 7-10 мин; негемолизированная и гемолизированная плазма с АТХ - 5-15 мин.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Желнин, Юрий Юрьевич, 1999 год

- 318 -ЛИТЕРАТУРА

Августинссон К. Б. Сравнительное изучение методов очистки и свойств холинэстераз // Бюлл. ВОЗ. 1972. Т.44, № 1-2-3. С. 81-89.

Алексидзе Н. Г., Балавадзе М.В. Об участии адреналин-аденил-циклаза-3'-5'-АМФ-системы в индуктивном синтезе холинэстеразы в мозге животных // Доклады АН СССР. 1976. Т.81. С. 189-191.

Алексидзе Н.Г., Балавадзе М.В. Об участии аденилатциклазной системы в индуктивном синтезе ацетилхолинэстеразы в головном мозге // Бюлл. экспер. биол. 1977. Т. 83, iV°5. С. 545-548.

Алексидзе Н. Г., Мешвелишвили Д.Ф., Белецкая Р.П. О влиянии серотонина на холинэстеразную активность гомогенатов головного мозга белых крыс//'Сообщ. АН Груз. ССР. 1971. Т. 62, jV°2. С. 441-443.

Али М. А. Сравнительное изучение действия пестицидов различного химического состава на рыб. Автореф. дисс. канд. биол. наук. М., 1976. 23 с.

Аминеева В.А., Яржомбек A.A. Физиология рыб. М., 1984. 200 с.

Берг Л. С. Рыбы пресных вод СССР и сопредельных стран. Ч. 1-3. М. -Л. : Изд-во АН СССР, 1948-1949. 1381 с.

Берн Г. Функции химических передатчиков вегетативной нервной системы. М., 1961. 173 с.

Бресткин А.П., Брик И. Л., Волкова Л. И., Розенгарт Е. В., Сагал A.A. О взаимодействии фосфорорганических ингибиторов с холин-эстеразой // Тр. III конф. по химии и применению фосфорорганических соединений. М.,' 1965. С. 431-437'.

Брик И. Л. Характеристика ацетилхолинэстеразы мозга карпа // Биохимия. 1969. Т. 34, JV°2. С. 90-95.

Бузников Г. А. Низкомолекулярные регуляторы зародышевого развития. М.: Наука, 1967.

Бузников Г. А. Нейротрансмиттеры в эмбриогенезе. М.,1987. 232с.

Ведемейер Г.А., Мейер Ф. П., Смит Л. Стресс и болезни рыб. М., 1981. 128 с.

Вержбинская Н.А. Некоторые черты функциональной эволюции ферментных систем клеточного обмена нервной ткани позвоночных // Эволюция функций. Физиологические, биохимические и структурные основы эволюции функций. М.-Л., 1964. С.219-228.

Веселов Е.А. Определитель пресноводных рыб фауны СССР. М.: Просвещение, 1977. 238 с.

Вихман А. А., Анкудинова В. А. Разработка модификации холинэс-теразного метода для определения ФОС в тканях рыб // Сб. науч. тр. ВНИИ пруд. рыб. х-ва. 1987. JV°50. С. 160-166.

Врочинский К. К., Перевозников М. А. Ихтиотоксикологическая характеристика химических веществ (пестициды, углеводы, металлы, радионуклиды) // Сб. науч. тр. ГосНИОРХ. 1990. №313. С. 3-15.

Гантверг А.Н. Особенности резистентности некоторых видов пресноводных рыб к карбофосу и другим фосфорорганическим пестицидам. Автореф. дисс. канд. биол. наук. Л., 1985. 22 с.

Гдовский П. А., Ружинская H.H. Роль холинэргической системы в восприятии запаха у рыб различной экологии // Всес. конф. Экол. и биол.продуктив. Баренц, моря. Тез. докл. Мурманск, 1986. С. 227-228.

Гдовский П. А., Ружинская H.H. Оценка функционального развития обонятельной и зрительной систем рыб по активности ацетилхолинэс-теразы // Вопр. ихтиол. 1990. T.30,,JV°2. С. 305-314.

Гдовский П. А., Флеров Б. А. Физиолого-биохимические механизмы действия хлорорганических соединений у водных животных // Гидро-биол. журн. 1979. Т. 15, №б. С. 76-85.

Герасимов Ю. В., Павлов Д.Ф., Чуйко Г. М., Козловская В.И. Пищевое поведение и некоторые биохимические показатели мозга леща при хроническом действии кадмия // Всес. совещ. Поведение рыб. Тез. докл. М., 1989. С. 92.

Голиков С.Н., Розенгарт В.И. Фармакология и токсикология фос-форорганических соединений. Л., 1960. 112 с.

Голиков С.Н., Розенгарт В.И. Холинэстеразы и антихолинэсте-разные вещества. Л.: Медицина, 1964. 382 с.

Ррищенко Л. И. 'Клинические признаки и патоморфологические изменения при экспериментальном отравлении карпов пестицидами // Эксперим. водн. токсикол. Рига, 1972. №3. С. 25-33.

Грищенко Л.И. Гистохимические изменения активности ацетилхо-линэстеразы при отравлении рыб фосфорорганическими пестицидами // 5 Всес. конф. по вод. токсикол. Одесса, 1988. М., 1988. С. 111.

Грищенко Л.И., Верховский А.П., Трондина Г.А. Механизм действия бензофосфата (фозалона) на организм рыб // Эксперим. водн. токсикол. Рига, 1976. №б. С. 195-203.

Досон Р., Эллиот Д., Эллиот У., Джонс К. Справочник биохимика. М.: Мир, 1991. 544 с.

Елаев Н.Р., Рылеева Е. А., Судакова Н. М., Онегина Л.К. Регуля-

' I

ция уровня АХЭ микросом мозга и печени как проявление трофической функции ацетилхолина//Физиол. журн. СССР. 1983. Т.69,№4. С.554-556.

Елаев Н.Р., Судакова Н. М., Онегина Л.К. Регуляция уровня аце-тилхолинэстеразы микросом нервных клеток ацетилхолином и циклическими нуклеотидами// Бюлл.экспер.биол. 1982. Т.93, W°l. С.40-41.

Жуковский Ю.Г., Куценко С.А., Кузнецова Л. П., Сочилина Е. Е., Дмитриева Е. Н., Фарцейгер Н.Л., Тонкопий В.Д., Коркишко Н.Н., Козловская В.И., Фельд В.Э. Кинетическое исследование холинэсте-разной активности сыворотки крови пресноводной рыбы Abramis bal-lerus // Ж. эволюц. биохим. и физиол. Л. ,1994. Т. 30, JV°2. С. 117-184.

Захарова Л. К. Материалы по биологии размножения рыб Рыбинского водохранилища//,Тр. биол. станц. "Борок". 1956. Вып.2. С.200-265.

Иванова Л. Н., Назарова Л. А. Ацетилхолин-холинэстеразная система в механизме восприятия запахов у рыб // Автомат, контроль и методы электр. измерен. Тез.докл. Т.1. Новосиб., 1971. С.280-285.

Кабачник М.И., Бресткин А.П., Годовиков Н.Н., Михайлов С.С., Розенгарт В. И., Розенгарт Е.В. Гидрофобные области активной поверхности холинэстераз// У сп. химии. 1970. Т. 39, №б. С. 1050-1074.

Калчев Л. А., Мулешкова Н., Москова В. Влияние на гамма-амино-маслена киселина, глутамат и глицин върху холинэстеразната и аде-

нозинтрифосфатазна активносът в главен мозък на пльх // Годишн. Софийск. ун-т, Биол. фак., 1970-1971. 1973. T.65,'JV°1. С. 253-259.

Карпова С. М. Возрастные особенности влияния катехоламинов на обмен ацетилхолина в миокарде // Геронтология и гериатрия. Киев, 1974. С. 22-26.

Кассиль Г.Н., Соколинская Р. А. Холинэргическая активность крови человека при различных состояниях организма (К вопросу о немедиаторном действии ацетилхолина) // Физиол. ж. СССР. 1971. Т. 57, П°2. С. 248-259.

Козловская В.И., Мартемьянов В. И. Активность ацетилхолинэсте-разы мозга карпа (Cyprinus carpió L.) при острой и хронической интоксикации фенолом // Гидробиол. ж. 1991. Т.27, N4. С.75-81.

Козловская В. И., Мензикова 0. В., Чуйко Г. М., Майер Ф. Л. Хо-линэстеразы водных животных // Физиология, биохимия и токсикология пресноводных животных. Тр. ИБВВ АН СССР. Вып.57(60). Л.: Наука, 1990. С. 42-66.

Козловская В. И., Павлов Д. Ф., Селютин А. П., Жук Л. И. Содержание коллагена позвоночника и активность ацетилхолинэстеразы мозга у плотвы Рыбинского водохранилища // Физиол. аспекты токсикол. гидробионтов. Ярославль, 1989. С.19-30.

Козловская В.И., Степанова В. М. Симптомокомплекс и обратимость интоксикации карпа (Cyprinus carpió L.) карбофосом. Рук. деп. в ВИНИТИ 27.11.1980 г., JV0 4974-80 Деп. 18 с.

Козловская В. И., Степанова В.М., Чуйко Г.М. Обратимость интоксикации карпа карбофосом // Реакция гидробионтов на загрязнение. Сб. науч. тр. Л., 1983. С. 191-199.

Козловская В.И., Флеров Б.А. Фосфорорганические пестициды и их опасность для водных животных // Теоретические вопросы водной токсикологии. Л.: Наука, 1981. С. 77-78.

Козловская В.И., Чуйко Г.М. Холинэстеразы сыворотки крови рыб сем. Cyprinidae с различной устойчивостью к хлорофосу // Физиология и паразитология пресноводных животных. Л., 1979. С.32-41.

Козловская В. И., Чуйко Г. М., Мензикова 0. В., Петухова В. А. Способ определения фосфорорганических пестицидов в воде. Авторское свидетельство изобретения W0 1359741 от 15.08.1987 г. (Гос. реестр изобретений СССР). 1987а. 7 с.

Козловская В. И., Чуйко Г. М., Подгорная В. А. Определение активности ацетилхолинэстеразы мозга рыб при изучении токсичности фосфорорганических пестицидов // 1 Всес. симп. Методы ихтиотокси-кол. исслед. Тез. докл. Л., 19876. С.60-61.

Кокуричева М. П. К вопросу о механизме действия летальных концентраций хлорофоса // Эксперим. водн. токсикол. Рига, 1973. №5. С.162-168. '

Комаров И.П., Комаров П.В. К изучению количественного соотношения белковых фракций сыворотки крови леща из дельты Волги // Гидробиологич. ж. 1975. Т. II, JV°2. С. 82-84.

Косинова Н. Р., Кузнецов Ю.Г. Биохимические аспекты влияния фосфорорганических пестицидов на рыб.// Экол.-физиол. исследования в природе и эксперименте. Фрунзе, 1977. С.307-308.

Косинова Н. Р., Прокопенко В. А. Влияние фосфорорганических пестицидов на ихтиофауну Азовского бассейна // Рыб. х-во. 1979, JV°2. С. 19-20.

Коштоянц 0.X., Маркарова М. Ю., Эйкель М. Участие нейромедиа-торных систем в интегративной деятельности мозга // Изв. АН СССР. 1981. Т. 5, №б. С. 731-741.

Крепис О.И., Хайдарлиу С. X., Тонкоглас В. П., Духовная Н.П. Состояние системы ацетилхолина у белого толстолобика и ее реагирование на острое действие стрессовых факторов // Интенсиф. выращивания товар. рыбы в Молдавии. Кишинев, 1989. С. 79-86.

Крылов С.С., Снегирев Е.А. 0 действии некоторых центральных холинолитиков на адреналиновую и серотониновую медиаторные системы // Биогенные амины в клинике. М., 1970. С.260-267.

Кычанов В. М., Гераскин П. П., Занозина И. А., Леонтьева Н. С. Активность мышечной ацетилхолинэстеразы (АХЭ) у молоди осетровых

рыб и белорыбицы // Формир. запасов осетров, в условиях комплекс, использ. вод. ресурсов. Кратк. тез. науч. докл. к предстоящ. Всес. совещ. в окт. 1986. Астрахань, 1986. С. 172-173.

Лакин Г.Ф. Биометрия. М., 1973. 343 с.

Лебедев В.Д., Спановская В.Д., Савваитова К. А., Соколов Л.И., Цепкин Е. А. Рыбы СССР. М.: Мысль, 1-969. 448 с.

Лега Г. А. Воздействие хэндлинга на физиологические показатели

\

радужной форели при товарном выращивании в условиях марикультуры // Всес. конф. "Науч. -тех. пробл. марикультуры в стране" (Владивосток, 1989). Тез. докл. Владивосток, 1990. С.36-37.

Лейбсон Н.Л. Ацетилхолинэстераза мозга в филогенезе позвоночных //Докл. АН СССР. 1963. Т. 153, iV°6. С. 1435-1442.

Лиманский В. В. Изменение характеристик крови рыб различной экологии при искусственном содержании // V Всес. конф. по экол. физиол. и биохим. рыб. Тез. докл. Киев, 1982. 4.1. С. 98-99.

Лукьяненко В.И. Общая ихтиотоксикология // М., 1983. 320 с.

Маляревская А. Я. Обмен веществ в условиях антропогенного ев-трофйрования водоемов. Киев: Наука,' 1979. 255 с.

Мартыненко В.И., Промоненков В.К., Кукаленко С.С., Володко-вич С.Д., Каспаров В.А. Пестициды. Справочник. М., 1992. 368 с.

Маслова М.Н., Резник Л.В.. Угнетение холинэстеразной активности в мозге крыс фосфорорганическими ингибиторами с различной степенью гидрофобности// Укр. биохим. ж. 1976. Т. 48, iV°4. С. 450-454.

Мельников H.H., Новожилов К. В., Белан С. Р., Пылова Т.Н. Справочник по пестицидам. М.: Химия, 1985. 352 с.

Метелев В.В., Грищенко Л.И., Экспериментальные данные по токсикологии метилнитрофоса и фосфамида для рыб // Бюлл. Всес. инст. эксперим. ветеринарии. 1969. Вып.VI. С.51-54.

Метелев В.В., Канаев А.И., Дзасохова Н. Г. Водная токсикология. М., 1971. 248 с.

Метелев В.В., Тростинина В. И. Энзиматические методы индикации ФОС в рыбе и воде // Бюлл. Всесоюзн. ин-та эксперим. ветеринарии.

1969. Вып. 6. С. 60-63.

Михельсон М. Я.-j Зеймаль Э. В. Ацетилхолин. Л. / 1970. 280 с.

Михкиева В. С., Богдан В.В. К вопросу об определении активности холинэстеразы в мышечной и нервной тканях пресноводных рыб // Экологич. биохим. животных. Петрозаводск: Наука, 1978. С.97-103.

Мусил Я., Новакова 0., Кунц К. Современная биохимия в схемах. М., 1981. 215 с.

Мустафин А.М., Есырев 0.В. Индуцируемые ацетилхолином реци-прокные изменения Na, К-АТФазной и ацетилхолинэстеразной активности в нерве и мембранном препарате Na, К-АТФазы // Бюлл.экспер. биол. 1978. Т. 86, iV°8. С. 182-183.

Мухамеджанов З.К. Саморегулирование ацетилхолинэстеразной активности под влиянием субстрата // 3-й Всес. биохим. съезд (Рига, 1974) . Реф. науч. Сообщ. Рига, 1974'. С. 280.

Мягков H.A. Атлас-определитель рыб. М.: Просвещ. 1994. 282 с.

Немчок Я., Олах Я., Борош Л., Немет А., Бузаш 1., Шимон Л. Влияние загрязнения окружающей среды на некоторые биохимические и физиологические процессы рыб // Экол. кооп. 1986. W°2. С. 132-136.

Номенклатура ферментов. М., 1979. 320 с.

О'Брайн Р. Токсические эфиры кислот фосфора. М., 1964. 632 с.

Олдридж В.Н. Механизм взаимодействия фосфорорганических соединений и карбаматов с эстеразами // Бюлл. ВОЗ. 1972. Т. 44, iV°l-2-3. С. 27-32.

Павлов Д. Ф. Динамика активности ацетилхолинэстеразы и содержания белка в мозге рыб при действии загрязняющих веществ. Авто-реф. дисс. канд. биол. наук. Борок,' 1992. 23 с.

Павлов Д. Ф., Чуйко Г. М. Динамика активности ацетилхолинэстеразы (АХЭ) в мозгу мозамбикской тиляпии при адаптации к хроническому действию кадмия и нафталина // 8 Науч.конф. по экол. физиол. и биохим. рыб. Тез. докл. Петрозаводск, 1992. Т. 2. С. 33-34.

Павлов Д. Ф., Чуйко Г. М., Герасимов Ю. В. Содержание белка и активность ацетилхолинэстеразы в мозгу леща при хроническом дей-

ствии кадмия // Биол. внутр. вод. Тр.ИБВВ РАН. 1990. №89. С. 72-77.

Панюков А.Н. О роли неспецифической холинэстеразы в головном мозге // Тез. докл. 1-го Всесоюзн. биохим. съезда. М.-Л., 1963. 4.2. С. 134-135.

Перевозников М.А. О токсичности некоторых пестицидов для рыб //Тр. ГосНИОРХ. 1978. Т.121. С.95-96.

Перевозников М.А. Ихтиоцидные свойства карбофоса // Тр. ГосНИОРХ. 1979. Т. 146. С. 42-52.

Перевозников М.А. Экологические аспекты рыбохозяйственной токсикологии пестицидов// Сб. науч. тр. ГосНИОРХ. 1988. iV°287. С. 4-30.

Пирус Р.И., Гамкало 3.Г. Влияние хлорофоса на активность аце-тилхолинэстеразы в тканях печени и мозга карпа // 1 Всес. симп. Методы ихтиотоксикол. исслед. Тез. докл. Л., 1987. С.136-137.

Португалов В.В., Яковлев В.А. Холинэстеразы и антихолинэсте-разные вещества /АВопр. .мед. химии. 1953. №5. С. 188-192.

Потапенко Р. И. Влияние ацетилхолина на Na, К-АТФ-азу микросом головного мозга крыс разного возраста // Бюлл. эксп. биол. и мед. 1980. Т. 90, iV012. С. 677-678.

Проссер Л. (ред. колл. авт.). Сравнительная физиология животных. М. : Мир, 1978. Т. 3. 656 с.

Резник Л.В. Динамика изменения активности холинэстеразы в мозгу и эритроцитах крыс при действии экстремальных факторов. Ав-тореф. дисс. канд. биол. наук. Л., 1972. 22 с.

Розенгарт В. И. Холинэстеразы. Функциональная роль и клиническое значение // Проблемы мед. химии. М. : Наука, 1973. С. 66-105.

Розенгарт В.И. Некоторые биологические особенности ацетилхо-линэстеразы головнйго мозга // Успехи нейрохимии. Докл. на 6-й Всесоюзн.конф.по нейрохимии (Л., 1972). Л.: Наука, 1974. С.196-209.

Розенгарт В.И., Балашова Е. К., Шерстобитов 0.Е., Фрейдлин Т.С. Быстрый метод количественного определения хлорофоса и сравнительные данные о его антихолинэстеразной эффективности // Всес. симп. Тигиенич. и биол. аспекты применения пест, в усл. Ср. Азии и Ка-

захстана". Матер, докл. Душанбе, 1978. С.241-244.

Розенгарт В. И., Шерстобитов 0. Е. Избирательная токсичность фосфорорганических инсектоакарицидов. Л., 1978. 174 с.

Ройтруб Б. А., Зима В. Л., Олешко H.H., Оксамитный В. Н. Алло-стерические сдвиги в ацетилхолинэстеразе, наблюдаемые при ее взаимодействии с физиологически активными веществами // Молекулярная генетика и биофизика. Киев, 1980. С. 11-16.

Ружинская Н. Н., Гдовский П.А. Локализация ацетилхолинэстеразы в обонятельной луковице карпа Cyprinus carpió // Ж. эволюц. биохим. и физиол. Л., 1990а. Т.26. JV°3. С. 323-327.

Ружинская Н. Н., Гдовский П. А. Ацетилхолинэстераза в обонятельной системе рыб // Тр. ИБВВ АН СССР. 19906. №57. С. 67-78.

Ружинская Н. Н.,' Гдовский П. А. ' Ультраструктурная локализация ацетилхолинэстеразы в обонятельной луковице карпа Cyprinus carpió //Ж. эволюц. биохим. и физиол. Л., 1992а. Т. 28, JV°6. С. 715-719.

Русинская H.H., Гдовский П.А. Особенности локализации и возможная роль ацетилхолинэстеразы в обонятельной луковице рыб // Сенсор, системы. 19926. Т. 6, JV°3. С. 26-29.

Ружинская Н.Н., Гдовский П.А., Мензикова 0. В. Влияние аносмии и деэфферентации на активность ацетилхолинэстеразы обонятельной луковицы карася // Физиология, биохимия и токсикология пресноводных животных. Тр. ИБВВ АН СССР. Вып.57(60). Л., 1990. С.79-84.

Рябухина Е. В., Скопичев В. Г., Балашов И. В., Ноздрачев А. Д. Экологически обусловленные изменения активности холинэстеразы кишечника осетра при воздействии сульфатного лигнина // 8 Науч. конф. по экол. физиол. и биохим. рыб. Тез. докл. Петрозаводск, 1992. Т. 2. С. 72-73.

Рябухина Е. В., Скопичев В.Г., Ноздрачев А. Д. Участие холинэр-гического механизма в реакциях желудочно-кишечного тракта рыб на токсические воздействия // Сенсор, морфофизиол. мор. рыб. Матер, межд. сем., п. Д. Зеленцы, Мур.обл., 1992. Апатиты, 1993. С. 60-62.

Садыков А. С., Розенгарт Е. В., Абдувахабов А. А., Асланов X. А.

Холинэстеразы. Активный центр и механизм действ. Ташк., 1976.208с.

Сайко А. А. Активность ацетилхолинэстеразы как показатель неспецифической резистентности организма // С.-Х. биология. 1975а. Т. 10, JV°4. С. 568-573.

Сайко 0.0. 0 роли холинэргических процессов в резистентности организма // Ф1зюл. ж. (Укр.). 19756. Т. 21, №±. С. 494-499.

Свирепо Б.Г. Белки крови прудовых рыб в норме и при некоторых заболеваниях // Вестник зоологии. 1967. №б. С. 38-42.

Селиванова А. Т., Голиков С.Н. Холинэргические механизмы высшей нервной деятельности. JT., 1975.. 183 с.

Скопичев В. Г., Рябухина Е.В., Балашов И. В., Ноздрачев А. Д. Состояние холинэстеразы энтральной части метасимпатической нервной системы кишечника рыб в норме и при токсических воздействиях // Вестн. С.-Петербург, ун-та. Сер.З. 1922. JV°2. С. 79-84.

Скопичев В. Г., Соколова И.0. Реакция эпителия желудочно-кишечного тракта молоди кеты на воздействие фосфорорганического ингибитора холинэстеразы// Морфология. 1994. Т. 107, №7-12. С. 30-38.

Строганов Н.С. Экологическая физиология рыб. М., 1962. 444 с.

Строганов Н. С. Теоретические вопросы экологической физиологии рыб в связи с усилением токсичности водной среды // Современные вопросы экологической физиологии рыб. М., 1979. С.19-34.

Судакова Н. М.,'Елаев Н. Р. Сист'ема регуляции биосинтеза ацетилхолинэстеразы микросом клеток головного мозга ацетилхолином и циклическими нуклеотидами // Нейрохимия. 1983. Т. 2, JV°1. С. 52-58.

Тишинова-Нанова В., Мулешкова Н. Влияние на оловото върху ак-тивностата на ацетилхолинестеразата в мозъка на шарани in vivo и in vitro // Годишн. Софийск. Универс. 1984. Т. 46. С. 11-15.

Тонкопий В. Д., Коркишко H.H., Струкова Р. Ю., Фельд В. Э. Идентификация антихолинэстеразных соединений в водной среде с использованием холинэстеразы плазмы крови рыб // Загрязнен, окруж. среды: Пробл. токсикол. и эпидемиол. Тез. докл. Междунар. конф., М.-Пермь, 1993. Пермь, 1993. С. 121-122.

Турунина Н. В. Изменение эстеразной активности под действием некоторых фосфорорганических соединений // 1 Всес. конф. по рыбо-хоз. токсикол. Тез. докл. Рига, 1989. С. 160-161.

Франке 3. Химия отравляющих веществ Т. 1. М., 1973. 440 с.

Фрейдлин Т. С., Балашова Е. К., Розенгарт В. И., Шерстобитов 0. Е. Влияние условий среды на аллостерические свойства ацетилхолинэстеразы // Биохимия. 1977. Т. 42, №9. С. 1626-1630.

Фукуто Т. Зависимость между строением фосфорорганических соединений и их ингибиторной активностью в отношении ацетилхолинэс-тераз //Бюлл. ВОЗ. 1972. Т. 44, №1-2-3. С. 33-43.

Хайдарлиу С.X., Крепис 0.И., Тонкоглас В. П., Духовная Н.П. Распределение и суточные ритмы активности холинэстераз в различных отделах ЦНС и внутренних органах толстолобика. Рук. деп. в ВИНИТИ. 1984. № 5798-84 Деп. 13 с.

Хайдарлиу С. X., Крепис 0. И., Тонкоглас В. П., Духовная Н. П. Циркадные вариации функционального состояния основных отделов ЦНС белого толстолобика // VI Всес. конф. по экологич. физиол. и биохим. рыб. Тез. докл. Вильнюс, 1985. С. 256-257.

Хайдарлиу С.X., Крепис 0. И., Тонкоглас В. П., Духовная Н.П. Влияние стрессовых факторов на активность холинэстераз в отделах ЦНС и внутренних органах толстолобиков // Первый Симп. по экол. биохим. рыб. Тез. докл. Ярославль,, 1987. С. 197-198.

Цакадзе Л. Г. Регуляция На, К-АТФазной системы нейротрансмит-терами. Автореф. дисс. докт. биол. наук. Тбилиси, 1990. 43 с.

Чернышевская И. А. Гистохимия холинэстераз коры головного мозга. М., 1983. 104 с.

Чуйко Г.М. Чувствительность ацетилхолинэстеразы мозга к хлорофосу и его токсичность для плотвы, леща, карпа и окуня // Биология внутр. вод. Информ. бюлл. Л., 1985. №66.

Чуйко Г. М. Биохимические и физиологические механизмы различной устойчивости пресноводных костистых рыб к действию хлорофоса и дихлофоса. Автореф. дисс. канд. биол. наук. Л., 1987. 22 с.

- 129 -

■' t

Чуйко Г. М., Козловская В. И. Сезонные изменения активности ацетилхолинэстеразы мозга окуня (Perca fluviátil is L.) // Физиология и токсикология гидробионтов. Ярославль, 1989. С.27-38.

Чуйко Г.М., Козловская В.И., Степанова В. М. Эстеразы эфиров карбоновых кислот сыворотки крови синца (Abramis ballerus), плотвы (Rutilus rutilus), леща (Abramis brama) и окуня (Perca fluvia-t i 1 is). Рук. деп. в ВИНИТИ 22.11.1983 г., № 6193-83 Деп. 10 с.

Чуйко Г.М., Козловская В.И., Степанова В. М. Зстеразы эфиров карбоновых кислот сыворотки крови некоторых видов пресноводных рыб // VI Всес. конф. по экология, физиол. и биохим. рыб. Тез. докл. Вильнюс, 1985. С. 265-266.

Чуйко Г.М., Павлов Д.Ф. Сезонные изменения активности ацетилхолинэстеразы мозга плотвы (Rutilus rutilus L.) Рыбинского водохранилища // VIII Научн. конф. по экол. физиол. и биохим. рыб. Тез. докл. Петрозаводск, 1992. Т. 2. С. 160-161.

Шамшурин A.A., Кример М.3. Физико-химические свойства органических ядохимикатов и регуляторов роста. Справочник. М. ,1966. 172с.

Шеремета Н. Г. Динамика активности холинэстеразы различных органов и тканей в раннем онтогенезе севрюги и белуги // 1 Симп. по экол. биохим. рыб. Тез. докл. Ярославль, 1987. С. 216-217.

Шеремета Н.Г. Динамика активности холинэстеразы молоди осетровых при остром отравлении пестицидами // Физиол. и токсикол. гидробионтов. Ярославль, 1988а. С.95-99.

Шеремета Н.Г. Изменение активно'сти холинэстеразы молоди осетровых при остром и хроническом отравлении пестицидами // Вод. токсикол. и оптимиз. биопродукц. процессов в аквакультуре. М., 19886. С. 75-84.

Шеремета Н. Г. Определение антихолинэстеразной активности пестицидов различных химических типов // 5 Всес. конф. по вод. токсикол. Одесса, 1988. Тез. докл. М., 1988в. С. 152-153.

Шеремета Н.Г. Влияние токсикантов на активность ацетилхолинэстеразы мозга рыб // Экол.-физиол. и токсикол. аспекты и методы

рыбохоз. исслед. Тр. ВНИИ мор. рыб. х-ва и океаногр. М.,1990. С.55-61. Шубин Ю.П. Уровень активности холинэстеразы сыворотки крови у

заводской и дикой молоди семги (Salmo salar L.) // Тр. Коми науч.

1 »

центра УрО АН COOP. 1990. №114. С. 115-120.

Шульман Г.Е. Физиолого-биохимические особенности годовых циклов рыб. М., 1972. 285 с.

Яковлев В. А. Кинетика ферментативного катализа. М., 1965. 248с. Яржомбек А. А., Лиманский В. В., Щербина Т. В., Бекина Е. Н., Лысенко П. В. Справочник по физиологии рыб. М., 1986. 192 с.

Яржомбек А.А., Шмаков Н.Ф., Лиманский В. В. Временные рекомендации по определению физиологического состояния рыб по физиолого-биохимическим данным. М.: ВНИИПРХ, 1982. 53 с.

Abou-Donia М. В., Menzel D.B. Fish brain cholinesterase: its inhibition by carbamates and automatic assay // Сотр. Biochem.Physiol.. 1967. V. 21, №l. P. 99-108. ,

Abramson S.N., Ellisman M. N., Deerinck T.J., Maulet Y., Gentry M.K., Doctor B.P., Taylor P. Differences in structure and distribution of the molecular forms of acetylcholinesterase // J. Cell. Biol. 1989. V. 108, №6. P. 2301-2311.

Aldridge W.N. The differentation of true and pseudocholines-terase by organo-phosphorus compounds // Biochem. J. 1953. V.53. P. 62-67.

Aldridge W. N., Reiner E. Acetylcholinesterase. Two types of inhibition by an organophosphorus compounds // Biochem. J. 1969. V. 115, №l. P. 147-162.

Aldridge W. N., Reiner E. Enzyme inhibiters as substrates. Amsterdam, 1972. 328'p.

Alles Y.A., Hawes R.S. Cholinesterases in the blood of man // J. BiOl. Chem. 1940. V. 133, №2. P. 375-390.

Anjum F., Siddiqui M. In vivo inhibition of fish Tilapia mos-sambica brain calcium ATPase by monocrotophos, dimethoat, diazi-non and DDT // Indian J. Exp. Biol. 1990. V. 28, №5. P. 488-489.

Ansari B.A., Kumar K. Diazinon toxicity: effect on protein and nucleic acid metabolism in the liver of zebrafish, Brachyda-nio rerio (Cyprinidae)//Sci. Total Environ.1988. V.76, 1. P.63-68.

Augustinsson K.B. Cholinesterases: a study in comparative en-zymology // Acta. Physiol. Scand. 1948. V. 15, Suppl.52. P.1-182.

Augustinsson K. B. Substrate concentration and specificity of choline ester-splitting enzymes // Arch. Biochem. 1949. V.23. P. 111-126.

Augustinsson K.B. Electrophoresis study of the blood plasma esterases. II. Avies, reptilia, amphipoda and piscine plasmata //

Acta. Chem. Scand. 1959. V. 13, iV°6. P. 181-187.

< i

Augustinsson K. B. Multiple forms of esterase in vertebrate blood plasma // Ann. N. Y. Acad. Sci. 1961. V.94. P. 844-860.

Augustinsson K.B. Classification and comparative enzymology of the cholinesterases and methods for their determination // Handbuch. der Pharmacologie. Berlin, 1963. Bd. 15. St. 89-128.

Augustinsson K.B., Nachmanson D. Studies on cholinesterase. XI. Kinetics of inhibition of AChE // J. Biol. Chem. 1949. V. 179, JV°3. P. 543-559.

Avis H.H. Peeke H.V. The effect of pargyline, scopolamine and imipramine on territorial aggression in the convict cichlid (Ci-chlasoma nigrofasciatum)// Psychopharmacol. 1979. V. 66, №l. P. 1-2.

Baatrup E. Structural and functional effects of heavy metal on the nervous system, including sense organs of fish // Compar. Biochem. and Physiol. C. 1991. V. 100, JV°l-2. P.253-257.

Baker J.P. Effects on fish of metal associated with acidification // "Acid rain / Fisheries" (Bethesda, 1982): Proc. Int. Symp. Bethesda, 1982. P. 165-176.

Baldwin J. Adaptation of enzymes to temperature: acetylcholinesterase in the central nervous system of fishes // Comp. Biochem. Physiol. 1971. V. 40B, №l. P. 181-187.

Baldwin J. Hochachka P.W. Functional significance of isoenzy-

mes in thermal acclimatization. Acetylcholinesterase from trout brain// Biochem. J. 1970. V.116, N°4. P.883-887.

Balint T., Szegletes T., Szegletes Zs., Halasy K., Nemcsok J. Biochemical and subcellular changes in carp exposed to the orga-nophosphorus methidathion and the pyrethroid deltamethrin // Aquat. Toxicol. 1995. V. 33, iV03-4. P. 279-295.

Banschabach M.W., Gieson R.L., Hokin-Neaverson M. Effects of cholinergic stimulation on levels and fatty acid composition of diacylglycerols in mouse pancreas// Biochem. Biophys. Acta. 1981. V.663, JV°3. P. 34-45.

Banschabach M.W., Hokin-Neaverson M. Acetylcholine promotes the synthesis of prostaglandin E in mouse pancreas // FEBS Lett. 1980. V. 117, JV°1. P. 131-133.

Barchas J.D., Akil H., Elliot G. R., Holman R. B., Watson S.J. Behavioral neurochemistry: Neuroregulators and behavioral states //Science. 1978. V.200. P. 964-973.

Bashamohideen M., Sailbala T. Acetylcholinesterase activity in the tissues of the common carp Cyprinus carpio (Linnaeus) subjected to the sub-lethal exposure of malathion. A time-course evaluation // J. Environ. Biol. 1989. V. 10, JV°1. P.51-57.

Baslow M.N., Nigrelli R.F. Muscle acetylcholinesterase level as an index of general activity in fishes // Copeia. 1961. JV°1. P. 8-11.

Baslow M.N., Nigrelli R.F. The effect of thermal acclimation on brain cholinesterase activity of the killifish, Fundulus hete-roclitus // Zoologica. 1964. V. 49, JV°1. P. 41-51.

Bayoumi O.C., El Basyoni S. A. Toxic effect of some carbamate insecticides and their respective metabolites towards Clarius la-zera// Meded. Fac. landbouwwetensch. Rijksuniv. Gent. 1987. V. 52, №2, Part. B, Deel.2. P. 525-528.

Benschop H.P., Keijer J.H. On the mechanism of ageing of phosphonylated cholinesterases // Biochim. Biophys. Acta. (Amst.)

1966. V. 128, iV°3. P. 586-588.

Berends F., Posthumus C.H., Sluys I.V.D., Deierkauf F.A. The chemical basis of the "aging process" of DFP-inhibited pseudocho-linesterase// Biochim. Biophys. Acta.(Amst.). 1959. V.34. P.576-578.

Bergman F., Segal R. The relationship guaternary of ammonium salts to the anionic site of the true and pseudo cholinesterase// Biochem. J. 1954. V. 58. P. 692-698.

Beyers D.W., Sikoski P.J. Acetylcholinesterase inhibition in federally endangered Colorado squawfish exposed to carbaryl and malathion// Environ. Toxicol, and Chem. 1994. V. 13, N°6. P. 935-939.

Bhaskaran B., Pandian T.J. Effect of DDT and methyl parathion on the acetylcholinesterase activity in the air-breathing fish

Cahnna striatus // J. Singapore Natl. Acad. Sci. 1987. V. 16, iV°l.

i ,

P. 48-50.

Bone Q. Locomotor muscle// Fish. Physiology. N.Y., 1978. V.7. P.394-395.

Bracha P., O'Brien R.D. Hydrophobic bonding of trialkyl phosphates to acetylcholinesterase // Biochemistry. 1970. V. 9, №4. P. 741-745.

Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem. 1976. V.72. P.248-254.

Brestkin A. P., - Brick I.L., Grigor'eva G. M. Comparative Pharmacology of Cholinesterases // Intern. Encycl. Pharmacol. Therap. 1973. Sect. 85. V. 1, P. 241-344.

Brodbeck U., Gentinetta R., Lundin S.J. Multiple forms of a cholinesterase from body muscles of plaice (Pleuronectes plates-sa) and possible role of sialic acid in cholinesterase reaction specificity // Acta. Chem. Scand. 1975. V. 27, JV°2. P. 561-572.

Bull G., Hebb C., Ratkovic D. Choline acetylase in the human placenta at different stages of development // Nature. 1961. V. 190, JV°4782. P. 1202.

Bull С., Mclnerney J. Behavior of juvenile coho salmon (On-corhynchus kisutch) exposed to sumithion (fenitroth ion), an orga-nophosphate insecticide // J. Fish Res. Bd Can. 1974. V.31, W°12. P. 1867-1872.

Campbell P.G., Stokes P.M. Acidification and toxicity of metals to aquatic biota // Can. J. Fish. Aquat. Sci. 1985. V.42, Af°ll. P.2034-2049.

Chitta Т., Rao J.V. Effect of sodium fluoride on blood and liver enzymes of Channa punctatus // Fluoride. 1981. V.14, W°3. P. 115-118.

Christensen G.M. Biochemical effects of methylmercuric chloride, cadmium chloride, and lead nitrate on embryos and alevins of the brook trout, Salvelinus fontinalis // Toxicol. Pharmacol. 1975. V. 32, №l. P. 191-197.

Contestabile A. Acetylcholinesterase concentration in the optic tectum and in the two main cerebellar subdivisions of three freshwater and three marine teleosts // Brain. Research. 1978. V. 157, N°2. P. 182-185.

Contestabile A., Munarini A., Bissoli R., Chiodini 0., Villa-ni L. Modification of ultrastructural and neurochemical parameters in synaptosomes of the retino-deprived goldfish optic tectum // Exp. Brain. Res. 1986. V. 62, N°3. P. 560-566.

Cook G.H., Moore J.C., Coppage D. L. The relationship of mala-thion and its metabolities to fish poisoning // Bull. Environ. Contam. Toxicol. 1976. V. 16, JV°3. P.283-290.

Coossarini-Dunier M., Demael A., Siwicki A.K. In vivo effect of the organophosphorus insecticides trichlorphon on the immune response of carp (Cyprinus carpio). I. Effect of contamination on antibody prodaction in relation to residue levei in organs// Eco-toxicol. and Environ. Safety. 1990. V. 12, W°l. P. 93-98.

Coppage D. Anticholinesterase action of pesticidal carbamates in the central nervous system of poisoned fishes // Physiological

responses of marine biota to pollutants. N.Y., 1977. P.93-102.

Coppage D. L. Braidech Т. E. River pollution by anticholinesterase agents // Water Res. 1976. V. 10, JV°1. P. 19-24.

Coppage D.L. characterization of fish brain acetylcholinesterase with an automated pH stat for inhibition studies// Bull. Environ. Contam. Toxicol. 1971. V.6, W°4. P. 304-310.

Coppage D.L., Matthews E. Brain acetylcholinesterase inhibition in a marine teleost during lethal and sublethal exposures to 1,2-dibrom-2,2-dichlorethyl dimethyl phosphate (nalid) in seawa-ter // Toxicol. Appl. Pharmacol. 1975. V. 31, P. 128-133.

Coppage D. L., Matthews E., Cook G.H., Knight Y. Brain acetylcholinesterase inhibition in fish as a diagnosis of environmental poisoning by malath ion 0-dimethyl-S-(l, 2-dicarbethoxyethyl) phos-phorodithioate//Pest. Biochem. Physiol. 1975. V.5, N°3. P. 536-542.

Coppage D. L. Organophosphate pesticides: specific level of brain AChE inhibition related to death in sheepshead minnows // Trans. Amer. Fish. Soc. 1972. V. 101, W°3. P. 534-536.

Coult D. B.Marsh D. J., Read G. Dealkylation studies on inhibited acetylcholinesterase // Biochem. J. 1966. V.98. P.869-873.

Cuisance D. Измерения активности холинэстераз у Tilapia nilo-tica до и после проведения зимних полевых работ в Сенегале (фр. яз.) // Revue Elev. Med. Vet. Says. trop. 1990. V.43, JV°4. P.515-518.

Cuthbert A.W., Wilson S. A. Mechanisms for the effects of acetylcholine on sodium transport in frog skin // J. Membrane Biol. 1981. V. 59, JV°1. P. 65-75.

Da Cunha В. V. L.F., Da Cunha B.N. J., De Mendonca R. L., De Castro F.M.V. Main kinetic characteristics of acetylcholinesterase from brain of Hypostomus punctatus, a Brazilian bentonic fish (Cascudo)//Сотр. Biochem. and Physiol. C. 1988. V.91,W°2. P.327-331.

Das R. C., Sengupta B. Effect of endosulphan and malathion on the ovarian steroidogenesis and brain acetylcholinesterase activity of the catfish, Clarias batrachus (Linnaeus) // Vet. arh.

1993. V. 63, №2. P, 75-83.

De Bruijin J., Yedema E., Seinen W., Hermens J. Lethal body hurdens of four organophosphorous pesticides in the guppy (Poeci-lia reticulata)// Aquatic Toxicology. 1991. V.20, W°2. P.111-112.

Demael A., Dunier M., Siwicki A.R. Some effects of dichlorvos on carp metabolism // Comp. Biochem. and Physiol. C. 1990. V.95, 1V02. P. 237-240.

Deplano S. Acetylcholinesterase activity and alpha-bungaroto-xin binding in the inner retina of a marine teleost // Neurobiol. Inner Retina: Proc. NATO Adv. Res. Workshop, Oldenburg, 1988. Berlin etc., 1989. P. 487-493.

Desai A.K. Distribution of cholinesterase in the liver and stomach of the migratory fish, Hilsa ilisha and non-migratory Hilsa toli// J. Anim.Morphol. Physiol. 1978. V. 25, W°l-2. P. 129-131.

Di Marzio W.D., Tortorelli M.C. Efecto de un formulado de paraquat sobre la actividad colinesterasica total en larvas de Cnesterodon decemmaculatus (Pisces, Poeciliidae): [Rep.] Cient. 2 Reum. Argent, limnol., La Plata, 1991. Parte 2 // Biol, acuat.1991, №15, Pt.2. P. 204-205.

Di Marzio W.D., Tortorelli M.C. Acute toxicity of paraquat and no-inhibitory chronic effect of brain acetylcholinesterase activity of freshwater fish Bryoconamericus iheringii (Pisces, Characidae)//J. Environ. Sci and Health. B. 1993. V. 28, iV°6. P. 701-709.

Di Marzio W.D., Tortorelli M.C. Effect of paraquat on survival and total cholinesterase activity in fry of Cnesterodon decemmaculatus (Pisces, Poeciliidae) // Bull. Environ. Contam. and Toxicol. 1994. V. 52, iV°2. P. 274-278.

Doctor B. P., Chapman T.C., Christner C.E., Deal C. D., De La-Hoz D.M., Gentry M. K., Ogert R. A., Rush R. S., Smyth K. K., Wolfe A.D. Complete amino acid sequence of fetal bovine serum acetylcholinesterase and its comparison in various regions with other cholinesterases // FEBS Let. 1990. V.226, № 1-2. P. 123-127.

Doe K., Ernst W., Parker W., Julien G., Hennigar P. Influence of pH on the acute lethality of fenitroth ion, 2, 4-D, and amino-carb and some pH-altered sublethal 'effects of aminocarb on rainbow trout (Salmo gairdneri) // Can. J. Fish. Aquat. Sci. 1988. V. 45, N°2. P. 287-293.

Domanic A., Zar J. The effect of malathion on the temperature selection response of the common shiner, Notropis cornutus // Arch. Environ. Contam. Toxicol. 1978. V. 7, JV°2. P. 193-206.

Drujan B.D., Borges J.M., Brzin M. Histochemical and cytoche-mical localization of acetylcholinesterase in retina and optic tectum of teleost fish// Can. J. Biochem. 1979. V. 57, №l. P. 43-48.

Dutta H. M., Munshi J.S.D., Dutta G. R., Singh N.K., Adhikari S., Richmonds C.R. Age related differences in the inhibition of brain acetylcholinesterase activity of Heteropneustes fossil is (Bloch) by malathion // Compar. Biochem. and Physiol. A. 1995. V. Ill, N°2. P. 331-334.

Edwards G.D. Normal brain cholinesterase activity in the white perch// Edgewood Arsenal Techn. Report 4524. USA, 1971a. 27 p.

Edwards G.D. Normal brain cholinesterase activity in the pampkinseed sunfish // Edgewood Arsenal Technical Report 4538. USA, 1971b. 12 p.

Ellman G.L., Courtney K.D., Andres V., Featherstone I., Fea-therstone R.M. A new and rapid colorimetric determination of acetylcholinesterase activity // Biochem. Pharmacol. 1961. V. 7, M°2. P. 88-95.

Fairbrother A., Marden B. T., Bennett J.K., Hooper M.J. Methods used in determination of cholinesterase activity // Chemicals in agriculture. Vol.2: Cholinesterase-inhibiting insecticides. Their impact on wildlife and the environment. Ed. P.Mineau. Amst.-London-N. Y. -Tokyo: Elsevier, 1991. Chapt.3. P. 35-72.

Froede H., Wilson I., Kaufman H. Acetylcholinesterase theory of noncompetitive inhibition // Arch. Biochem. Biophys. 1986.

V. 247, №2. P. 420-423.

Gant D., Eldefrawi M., Eldefrawi A. Action of organophospha-tes on GABA-A receptor and voltage-dependent chloride channels // Fundam. Appl. Toxicol. 1987. V. 9, 1V04. P. 698-704.

Gill T. S., Tewari H., Pande J. In vivo and in vitro effects of cadmium on selected enzymes in different organs of the fish Barbus conchonius Ham. (Rosy barb) // Compar. Biochem. and Physiol. C. 1991. V. 100, №3. P. 501-505.

Gill T., Tewari H., Pandee J., Lai S. In vivo tissue enzyme activities in the'rosy barb (Barbus conchonius Hamilton) experimentally exposed to lead // Bull. Environ. Contam. Toxicol. 1991. V. 47., iV°6. P. 934-946.

Goel K., Awasthi A., Tyagi S. Dye induced enzymological changes in certain tissues of Clarias batrachus // Nat. Acad. Sci. Lett. 1982. V. 5, iV°2. P. 67-69.

Goglia G., Sdino C., Raneletti F., Sica G., Fanto S. Stress and AChE activity in the rat brain // Acta. Med. Romana. 1974. V. 12, №3-4. P. 225-230.

Goldstein A. Properties and behavior of purified human plasma cholinesterase. III. Competitive inhibition by prostigmine and

other alkaloids with special reference to differences in kinetic

' ■ «

behavior // Arch. Biochem. Biophys. 1951. V.34. P. 169-195.

Guillon G., Massoulie J. Multiplicité des formes moleculares de acetylcholinesterase et acclimation thermique chez le Carassi-us auratus // Biochemie. 1970. V. 58, №4. P. 465-471.

Habig C., Di Giulio R.T., Abou-Donia M.B. Comparative properties of channel catfish (Ictalurus punctatus) and blue crab (Cal-linectes sapidus) acetylcholinesterases // Comp.Biochem. and Physiol. C. 1988. V. 91, №2. P. 293-300.

Hande R., Pradhan P. In vivo effect of dimethoate on acetylcholinesterases from a freshwater teleost Notopterus notopterus// Proc. Ind. Acad. Sci. Anim. Sci. 1990. V. 99, №l. P. 53-56.

Haritos A.A., Salamastrakis S.S., Vieni M. Electrophoresis and characterization of fish esterases. A method for the study of the effects of pollution by ceriain pesticides and metals // 7 Journees etud. polllut. mar. Mediterranee. Lucerne, 1984. S. I., 1985. P. 811-814.

Hauss R. Wirkungen der temperatur auf Protein, enzyme und izoenzyme aus organen des fisches Phodeus amarus Bloch. II. Eint-luss der Adaptations temperatur auf das Gehirn // Zool.Anz. 1975. V. 194, №3-4. P. 262-278.

Hayama K., Kuwabara S. Studies on enzymes in fish blood. II. Effect of organophosphorus insecticides on Cholinesterase activity // Bull. Jap. Soc. Sei. Fish. 1961. V.27, W°12. P. 179-183.

Hazel J. The effect of thermal acclimation upon brain acetylcholinesterase activity of Carassius auratus and Fundulus he-teroclitus // Life Sciences. 1969. V. 8, №ll. P. 775-784.

Heath A.G. Water pollution and fish physiology. Boca Raton, N.Y., London, Tokyo.: Lewis Pablishers, 1995. 359 p.

Henry M., Atchison G. Behavioral effects of methyl parathion on social groups of bluegill (Lepomis macrochirus) // Environ. Toxicol. Chem. 1984. V. 3, N°3. P. 399-408.

Hobden B.R., Klaverkamp J.F. A pharmacological characterization of acetylcholinesterase from rainbow trout (Salmo gairdneri) brain // Comp. Biochem. Physiol. 1977. V. 57C, №l. P.131-133.

Hogan J.W. Water temperature as a sources of variation in specific activity of brain acetylcholinesterase of bluegills // Bull. Environ. Contam. Toxicol. 1970. V. 5, №4. P. 347-353.

Hogan J.W. Brain acetylcholinesterase from cutthroat trout // Trans. Am. Fish. Soc. 1971a. V. 100,' №4. P. 672-675.

Hogan J.W. Some enzymatic properties of plasma esterases from channel catfish (Ictalurus punctatus) // J. Fish. Res. Board Can. 1971b. V. 28, №4. P. 613-616.

Hogan J.W., Knowles C.0. Some enzymatic properties of brain

acetylcholinesterase from bluegill and channel catfish // J.Fish. Res. Bd. Can. 1968a. V.25, N°4. P.615-623.

Hogan J.W., Knowles C.0. Degradation of organophosphates by fish liver phosphatases // J. Fish. Res. Bd. Can. 1968b. V.25, jV°8. P. 1571-1579.

Horsberg T., Hoy T., Nafstad I. Organophosphate poisoning of atlantic salmon in connection with treatment against salmon lice // Acta Vet. Scand. 1989. V. 30, iV°4. P. 384-390.

Hurwits L., Weissinger J. Effects of variations in extracellular acetylcholine and calcium ion concentration on the operation level of calcium channels in intestinal smoth muscle // J. Pharmacol. Exp. Theur. 1980. V. 214, JV°3. P. 581-588.

Inbaraj R., Haider S. Effect of malathion and endosulfan on brain acetylcholinesterase and ovarian steroidogenesis of Channa punctatus Bl. // Ecotoxicol. Environ. Saf. 1988. V.16,1V02. P. 123-128.

Jansz H.S., Brons D., Warringa M.G. P. J. Chemical nature of the DFP-binding site of pseudocholinesterase // Biochim. Biophys. Acta. (Amst.). 1959. V. 34. P. 573-575.

Johnson J., Wallace K. Species-related differences in the inhibition of brain acetylcholinesterase by paraoxon and malaoxon// Toxicol. Appl. Pharmacol. 1987. V. 88, №2. P. 234-241.

Jurkowski M.K. Stachowiak M., Blalowas J. Effects of certain stress situations and of DBS on acetylcholinesterase, and monoa-mineoxidase activities in various regions of brain of juvenile carp // Acta. Ichthyol. et Piscator. 1979. V. 9, N°2. P. 28-29.

Kabachnic M. I., Brestkin A. P., Godovicov N.N. Michelson M. J., Rozengart V.I. Hydrophobic areas on the active surface of cholin-esterases // Pharmacol. Rev. 1970. V. 22, iV°2. P. 355-388.

Kabeer A., Ramana Rao K. Correlation between subacute toxicity of malathion and acetylcholinesterase inhibition in the tissues of teleost Tilapia mossambica// Bull. Environ. Contam. Toxicol. 1980. V. 24, JV°5. P. 711-718.

Katti S. R., Sathyanesan A.G. Lead nitrate induced changes in the brain constituents of the freshwater fish Clarias batrachus L. // Neurotoxicology. 1986. V. 7, JV°3. P. 47-52.

Keizer L., D'Agostino G., Vittozzi L. The importance of biotransformation in the toxicity of xenobiotics to fish / Toxicity and bioaccumulation of diazinon in guppy (Poecilia reticulata) and zebra fish (Brachydanio rerio) // Aquat. toxicol. 1991. V.21, №3-4. P.239-254.

Keizer J., D'Agostino G., Nagel R., Volpe T., Gnemi P., Vittozzi L. Enzymological differences of AChE and diazinon hepatic metabolism: Correlation of in vitro data with the selective toxicity of diazinon to fish species / Environ. Toxicol.: Hazards to Environ, and Man Med iterr. Reg.: Pap. Reg. Meet. Soc. Ecotoxicol. and Environ. Safety (SECOTOX), - Rome, 26-29 Sept., 1993 // Sci. Total Environ. 1995. V. 171, №l-3. P. 213-220.

Khan K. M., Hatfield J. S., Drescher M. J., DrescherD.G. The histochemical localization of acetylcholinesterase in the rainbow trout saccular macula by electron microscopy // Neurosci. Lett. 1991. V. 131, № 1. P. 109-112.

Klaverkamp J., Duangsavasdi M., McDonald W., Majevski H. An evaluation of fenitrothion toxicity in four life stages of rainbow trout, Salmo gairdneri // Aquatic Toxicol, and Hazard Evaluation. N. Y., 1977. P. 231-240.

Koelle G.B. Cytological distributions and physiological function of cholinesterase // Cholinesterases and anticholinesterases agents. Ed. by G. B. Koelle. Handbuch der exper. Pharmacologie. 1963. Bd. 15. St. 187-299.

Koelle G.B. Significance of acetylcholinesterase in central synaptic transmission // Fed. Proc. 1969. V.28, JV°1. P.95-100.

Kozlovskaya V. I., Mayer F. L., Menzikova 0. V., Chuyko G. M. Cholinesterases of aquatic animals // Reviews of Environ. Contam. and Toxicol. 1993. V. 132. P. 117-142.

Kristofferson R., Broberg S., Oikari A., Pekkarinen M. Effect of a sublethal concentration of phenol on some blood plasma enzyme activities in the pike (Esox lucius L.) in brackish water // Ann. Zool. Fenn. 1974. V. 11, N°3. P. 220-223.

Kunnemann H., Laudien H., Precht H. Der einflub von temperaturanderungen auf enzyme der fischmuskulatur. Versuche mit Gol-denfen Idus idus // Marine Biol. 1970. V. 7, JV°1. P. 71-81.

Kutty K.M., Redbeendran R., Murphy D. Serum Cholinesterase: function in lipoprotein metabolism// Experentia. 1977. V. 33, JV°4. P. 420-422.

Kutty K.H., Rowden G., Cox A.R. Interrelationship between se-rum-lipoprotein in Cholinesterase // Canad. J. Biochem. 1973. V. 51, JV°6. P. 883-887.

LaZerte B.D. Metals and acidification: an overview // Water. Air. Soil. Pollut. 1986. V. 31, JV°4 P. 569-576.

LechmannH., Silk E. Succinylmonocholine // Brit. Med. J. 1953. iV° 4813. P. 767-768.

LechmannH., SilkE., Liddel J. Pseudo-cholinesterase // Brit. Med. Bull. 1961. V. 17, N°3. P. 230-233.

Leibel W.S. An analysis of esterase activities from surgeon-fish tissues yields evidence of an atypical pseudoCholinesterase //Comp. Biochem. and Physiol. B. 1988a. V. 91, JV°3. P. 437-447.

Leibel W.S. Characterization of a pseudoCholinesterase purified from surgeonfish tissues confirms the atypical nature of this enzyme // J. Exp. Zool. 1988b. V.247, W°3. P. 198-208.

Leibel W.S. Antisera probes to an atypical pseudocholinesterase from surgeonfish reveal immunochemical variability and tissue-specific molecular polymorphism // J.Exp.Zool. 1988c. V.247, №3. P. 209-223.

Lim R., Davis G.A., Agranoff B.W. Electrophoretic studies on solubilized proteins of goldfish brain // Brain Research. 1971. V. 25. P. 121-131.

Litzbarski B., Litzbarski H. Hemmung der Acetylcholinesterase durch Toxaphen in Insecten und Fischen // Biol.Rdsch. 1974. V.12, M°5. P. 345-346.

Lockhart W.L., Metner D.A., Griff N. Biochemical and residue studies on rainbow trout (Salmo gairdneri) following field and laboratory exposures to fenitroth ion // Manitoba. Entomol. 1973. V. 7, iV°l. P. 26-36.

Lockridge 0., Bartels C. F., Vaughan T. A., Wong C. K., Norton S.E., Johnson L.L. Complete amino acid sequence of human serum Cholinesterase // Biol. Chem. 1987. V. 262, iV°2. P. 549-557.

Loewi 0. Uber'humoral Ubertragbarkeit der Herznervenwirkung Pflug // Arch. ges. Physiol. 1921. V.189. 239 p.

Loewi 0., Nawratil E. Uber humoral Ubertragbarkeit der Herznervewirkung. - I. Uber der Schiksal des Vagusstoffess Phlug // Arch. ges. Physiol. 1926. Bd. 214. P. 678-699.

Lowry O.H., Rosenbrough N.J., Farr A.L., Randall R.S. Protein measurement with the folin phenol reagent // J. Biol. Chem. 1951. V. 193, iV°l. P. 265-275.

Ludtke A.H., Ohnesorge F.K. Charakterization of cholinestera-ses in various tissues of the tench (Tinea vulgaris) and of the rabbit // Z. Vergleich. Physiol. 1966. V. 52, JV°2. P. 260-275.

Lundin S.J. On the localisation of Cholinesterase in fishes// Experientia. 1958. V. 14, iV°4. P. 131-132.

Lundin S.J. Acetylcholinesterase in goldfish muscles. Studies on some substrates and inhibitors // Biochem. J. 1959. V. 72, iV°2. P. 210-214.

Lundin S.J. Comparative studies of Cholinesterase in body muscles of fishes//J. Cell. Comp. Physiol. 1962. V. 59, iV°2. P. 93-105.

Lundin S.J. Purification of Cholinesterase from the body muscles of plaice (Pleuronectes platessa) // Acta Chem. Scand. 1967. V.21, JV°7. P.2663-2668.

Lundin S.J. Properties of a Cholinesterase from body muscles

of plaice (Pleuronectes platessa) // Acta Chem. Scand. 1968. V. 22, №7. P. 2183-2190.

Macek K. J., Walsh D. F., Hogan J.W., Holz D.D. Toxicity of the insecticide dursban to fish and aquatic invertebrates in ponds // Trans. Am. Fish. Soc. 1972. V. 3, №3. P. 420-427.

Martinez-Tabche L., Galar C. I., Ramirez M. B., Morales R. A. Parathion effect on acetylcholinesterase from fish through an artificial trophic chain: Ankistrodesmus falcatus - Moina macrocopa - Oreochromis hornorum // Bull. Environ. Contam. and Toxicol. 1994. V. 52, №3. P. 360-366.

Matton R., Lattam Q.N. Effect of the organophosphate dylox on rainbow trout larvae // J. Fish. Res. Bd Can. 1969. V. 26, № 11. P.2193-2200.

McDonald T.0. Comparison of effects of parathion and DDT on the concentrations, of serotonin, norepinephrine, and dopamine in the brain and retina/pigment/epithelium/choroid of the goldfish// Doctoral dissertatio. New Orleans, 1979. 105 p.

Mendel B., Rudney H. On the type of cholinesterase present in brain tissue // Science. 1943. V. 98, №2539. P. 201-202.

Migani P., Contestabile A., Cristini G., Labanti V. Evidence of intrinsic cholinergic circuits in the optic tectum of teleosts // Brain Res. 1980. V. 194, №l. P. 125-136.

MikalsenA., Andersen R. A., Beobarstad I.A.B., Lilleheil G. Recovery of activity and molecular forms of cholinesterase in different animal species following irreversible cholinesterase inhibition // Comp. Biochem. Physiol. 1982. V. 1, №l. P. 27-35.

Morgan M., Fancey L., Kiceniu-k J. Response and recovery of brain acetylcholinesterase activity in Atlantic salmon (Salmo salar) exposed to fenitrothion // Can. J. Fish. Aquat. Sci. 1990. V. 47, №9. P. 1652-1654.

Mukherjee S., Bhattacharya S. Effect of some industrial pollutants on fish brain cholinesterase activity // Environ. Physi-

ol. Biochem. 1974. V. 4, W°5. P. 226-231.

Murphy S.D., Lauwerys R.R., Cheever K.L. Comparative anticholinesterase action of organophosphorus insecticides in vertebrates // Toxicol. Appl. Pharmacol. 1968. V. 12, №l. P. 22-35.

Nachmansohn D., Coates C.W., Cox R.T. Electric potencial and activity of choline esterase in the electric organ of Electropho-rus electricus // J. Con. Physiol. 1941. V. 25. P. 75-88.

Natarajan G. Effect of lethal (LC50/48h) concentration of me-tasystox on some selected enzyme systems in the airbreathing fish Channa striatus (Bl. )// Comp. Physiol.Ecol. 1984. V.9,lfl. P.29-32.

Nemcsok J., Asztalos B., Vig E., Orban L. The effect of an organophosphorus pesticide on the enzymes of carp (Cyprinus car-pioL.) // Acta Biol. Hung. 1987. V. 38, №l. P. 77-85.

Nemcsok J., Nemeth A., Buzas Zs.,Boross L. Effects of copper, zinc and paraquat on acetylcholinesterase activity in carp (Cyprinus carpio L. ) // Aquatic Toxicology. 1984. V. 5, ifl. P. 23-32.

Nemcsok J., Orban L., Asztalos B., Buzas Z., Nemeth A., Boross L. Investigations on paraquat toxicity in fishes // Water, int. 1985a. V. 10, JV°2. P. 79-81.

Nemcsok J., Orban L., Szepfalussy J. Acetylcholinesterase activity measurements as a tool for demonstrating the possible cause of fish decay // Acta. Univ. Szeged, Acta. Biol. 1985b. V. 31, JV° 1-4. P. 9-12.

Nemcsok J., Orban L., Vig E., Toth T. Investigations on dama-gin effect of antropogenic agents on carp by the measurement of some giochemical parameters // Acta UL. Folia Biochim. et Biophys. 1986. JV°5. P. 45-46,

Nemcsok L., Rakonczay Z., Kasa P., Asztalos B., Szabo A. Effect of methidathion on distribution of molecular forms of acetylcholinesterase in carp, as revealed by density gradient cen-trifugation//Pestic. Biochem. and Physiol. 1990. V. 37,iV02. P. 140-144.

Nicholson H.P. Pesticide pollution control // Science 1967.

V. 158. P. 871-876.

Niemierko S., Skangiel-Kramska J., MleczkoM., Rakusa-Susz-czewski S. The effect of the assay temperature on brain acetylcholinesterase activity of two antarctic fish species // Bull. Acad. Pol. Sci., Ser. Sci. Biol. 1977. V. 25, JV°12. P. 821-825.

Oikari A., Holmbom B., ANAS, Miilunpalo M., Kruzynski G., Castren M. Ecotoxicological aspects of pulp and paper mill effluents discharged to an inland water system: distribution in water, and toxicant residues and physiological effects in caged fish (Salmo gairdneri) // Aquat. Toxicol. 1985. V. 6, JV°3. P. 219-239.

Qikari A., Lonn B.-E., Castren -M., Nakari T., Snickars-Nikin-maa B., Bister H., Virtanen E. Toxicological effects of dehydroa-bietic acid (DHAA) on the trout, Salmo gairdneri Richardson, in fresh water // Water Res. 1983. V. 17, JV°1. P. 81-89.

Olson D., Christensen G.M. Effects of water pollutants and other chemicals on fish acetylcholinesterase (in vitro) // Environ. Res. 1980. V. 21, N°2. P. 327-335.

Pavlov D.F. Brain acetylcholinesterase activity in relation to induced reproductive activity in Mozambique tilapia (Oreochro-mis mossambicus Peters) // Comp. Biochem. Physiol. 1994. V. 109A, №2. P. 231-233.

Pavlov D. Ph., Chuiko G. M., Gerasimov Y. V., Tonkopiy V. D. Feeding behavior and'brain acetylcholinesterase activity in bream (Abramis brama L.) as affected by DDVP, an organophosphorus insecticide // Comp. Biochem. Physiol. 1992. V. 103C, №3. P. 563-568.

Pavlov D.F., Chuiko G.M., Shabrova A.G. Adrenaline induced changes of acetylcholinesterase activity in the brain of perch (Perca fluviatilis)// Comp. Biochem.Physiol. 1994. V. 108C. P. 113-115.

Pezzementi L., Nickson H.C., Bradley R.J. Lamprey brain contains globular and assymetric forms of acetylcholinesterase // Neurochem. Int. 1988. V. 12, N°2. P. 131-136.

Pezzementi L., Nickson H.C., Dunn R.C., Bradley R.J. Molecu-

lar forms of acetylcholinesterase from the skeletal muscle of the ammocoete of the lamprey Petromyzon marinus // Comp. Biochem. Physiol. 1989. V. 92B, №2. P. 385-388.

Pickering A., Pottinger T., Christie P. Recovery of the brown trout, Salmo trutta L., from acute handling stress: a time-course study // J. Fish. Biol. 1982. V. 20, JV°2. P. 229-244.

Pickering W., Malone J. The acute toxicity of dichloralkyl aryl phosphates in relation to chemical structure // Biochem. Pharmacol. 1967. V. 16. P. 1183-1194.

Poddubny A.G. Ecological topography of fish population in reservoirs. 1976, Washington D. C. 414 p.

Popescu T.A., Fekete T., Popescu E., Bojthy L., Laszlo M. Serum pseudocholinesterase activity during experimental fattening// Rev. Roum. Med., Ser. Med. Intern. 1976. V. 14, JV°1. P. 71-73.

Post G., Leasure R. A. Sublethal effect of malathion to three salmonid species // Bull. Environ. Contain. Toxicol. 1974. V. 12, N°Z. P. 312-319.

Rahman m., Siddiqui M., Anjum F., Qadri S., Sidky M., Osman F. Acute toxicity and acetylcholinesterase potential of some biphe-nyl derivatives to non target species // Indian J. Exp.Biol. 1989. V. 27, fZ. P. 138-140.

Rand G., Kleerekoper H., Matis J. Interaction of odour and flow perception and the effects o'f parathion on the locomotor orientation of the goldfish//J. Fish. Biol. 1976. V. 7, JV°3. P. 497-504.

Rath S., Misra B. Toxicological effect of dichlorvos (DDVP) on brain acetylcholinesterase (AChE) activity of Tilapia mossam-bica // Toxicology. 1981. V. 19., JV°2. P.239-245.

Reddy T.M., Lakshmipathi V. Esterases in Amblypharyngodon mola // Curr. Sci. (India). 1988. V. 57, JV°1. P.24-27.

Reddy P.M., Philip G.H. In vivio inhibition of AChE and ATP-ase activities in the tissues of freshwater fish, Cyprinus carpio exposed to technical grade cypermethrin // Bull. Environ. Contain.

and Toxicol. 1994. V. 52, iV°4. P. 619-626.

Reddy P.M., Philip G. H., Bashamohideen Md. Regulation of AChE system of freshwater fish, Cyprinus carpio, under fenvalerate toxicity// Bui 1. Environ. Contam. and Toxicol. 1992. V.48,JV°1. P. 18-22.

Reutter K. Cholinergic innervation of scattered sensory cells in fish epidermis// Cell. Tissue Res. 1974. V.149, JV°1. P. 143-146.

Richardson S. B., Hollanger C.S.', D'Eletto R., Greenleaf P. W., Thaw C. Acetylcholine inhibits the release of somatostatin from rat hypothalamus in vitro // Endocrinology. 1980. V. 107, JV°1. P. 122-129.

Richmonds C.R., Dutta H.M. Effect of malathion on the brain acetylcholinesterase activity of bluegill sunfish Lepomis macro-chirus//Bull.Environ. Contam. and Toxicol. 1992. V. 49, N°3. P. 431-435.

Roderic T.H. Selection for cholinesterase activity in the cerebral cortex of the rat // Genetica. V.39. P.194-199.

Salte R., Syvertsen C., Kjonnoy M., Fonnum F. Fatal acetylcholinesterase inhibition in salmonids subjected to a routine or-ganophosphate treatment// Aquaculture. 1987. V.61,iV03-4. P. 173-179.

Sambasiva Rao K.R.S., Ramana Rao K. V. Combined action of car-baryl and phenthoate on the sensitivity of the acetylcholinesterase system of the fish, Channa punctatus (Bloch) // Ecotoxicol. and Environ. Safety. 1989. V. 17, JV°1. P. 12-15.

Schneider P.W., Jr, Weber L.J. Neuromuscular function and acetylcholinesterase in pectoral abductor muscle of largemouth bass (Micropterus salmoides), as evidenced by the effects of di-isopropylphluorophosphate // J. Fish. Res. Bd Can. 1975. V.32, iV°ll, P. 2153-2161.

Schumacher M., CampS., MauletY., Newton M., Macphee-Quig-ley K., Taylor S. S., Friedman T., Taylor P. Primary structure of acetylcholinesterase. Implications for regulation and function // Fed. Proceedings. 1986. V. 45, JV°13. P. 2976-2981.

Seto Y., Shinohara T. Structure-activity relationship of re-

versible cholinesterase inhibitors including paraquat // Arch. Toxicol. 1988. V. 62, JV°1. P. 37-40.

Shepherd I.T., Lorenz R. R., Tyce G. M., Vanchoutte P.M. Ace-tylcholine-inhibition of transmitter release from adrenergic nerve terminals mediated by muscarinic receptors // Fed. Proc. 1978. V. 37, JV°1. P. 191-194.

Silver A. The biology of cholinesterases. Amsterdam-Oxford, 1974. 596 p.

Spry D.J., Wiener J.G. Metal bioavailability and toxicity to fish in low-alkalinity lakes: a critical revue // Environmental Pollution. 1991. V. 71, JV°2. P. 243-304.

Stedman E., Easson L. Choline-esterase. An ensymatic present in the blood-serum, of the horse //.Biochem. J. 1932. V.26. P. 2056.

Strange R.J., Schreck C.B., Golden J.T. Corticoid stress responses to handling and temperature in salmonides // Trans. Am. Fish. Soc. 1977. V. 95, iV°2. P. 298-303.

Straus D. L., Chambers J.E. Inhibition of acetylcholinesterase and aliesterases of fingerling channel catfish by chlorpyrifos, parathion, and S, S, S-tributylphosphorotrithioate (DEF) // Aquat. Toxicol. 1995. V. 33, iV°3-4. P. 311-324.

Sugden P. H., Newsholme E. A. Activities of choline acetyltran-sferase, acetylcholinesterase, glutamate decarboxylase, 4-amino-butyrate aminotransferase and carnitine acetyl transferase in nervous tissue from some vertebrates and invertebrates // Comp. Biochem. Physiol. 1977. V. 56C, JV°1. P. 89-94.

Symons P. Behavior of young Atlantic salmon (Salmo salar) exposed to or forse-fed fenitrothion, an organophosphate insecticide // J. Fish. Res. Bd Can. 1973. V. 30, iV°4. P. 651-655.

Szegletes T., Polyhos C.S, Balint T., Rady A. A, Lang G., Kuf-csak 0., Nemcsok J. In vivo effects of deltamethrin on some biochemical parameters of carp (Cyprinus carpio L.) // Environ. Mo-nit. and Assess. 1995a. V. 35, N°2. P. 97-111.

Szegletes T.f Balint T., Szegletes Zs., Nemcsok J. In vivo effects of deltamethrin exposure on activity and distribution of molecular forms of carp AChE // Ecotoxicol. and Environ. Safety. 1995b. V.31, №31. P. 258-263.

Tapper E.J., Powell D.M., Morris S.M. Cholinergic-adrenergic interactions on intestinal ion transport // Amer. J. Physiol. 1978. V. 4. P. E402-E409.

Taylor P., Schumacher M., Macphee-Quigley K., Friedman T., Taylor S. The structure of acetylcholinesterase relationship to its function and cellular disposition // Trends in Neuroscience. 1987. V. 10, №2. P. 93-95.

Thomas P. Influence of some environmental variables on the ascorbic acid status of mullet, Mugil cephallus L., tissues. I. Effect of salinity, capture - stress, and temperature // J. Fish. Biol. 1984. V. 25, №6. P. 711-721.

Thorndyke M., Holmgren S. Bombesin potentiates the effect of acetylcholine on isolated strips of fish stomach // Regul. Peptides. 1990. V. 30, №2. P. 125-135.

Til ley P. A. G., Watson T. A., McKeown B. A. The absence of acetylcholinesterase in various blood preparations of rainbow trout, Salmo gairdneri // Comp. Biochem. Physiol. 1981. V. 69C, №l. P. 125-127.

Uesugi S., Yamazoe S. Acetylcholinesterase activity during the development of the rainbow trout eggs // Gunma J. Med. Sci. 1964. V. 13, №l. P. 91-93.

Vanchoutte P.M. Cholinergic inhibition of adrenergic transmission // Fed. Proc. 1977. V. 36, №l0. P.2444-2449.

Verma S. R., Tonk I. P. Biomonitoring of the contamination of water by a sublethal concentrations of pesticides - a system approach // Acta. Hydrochim. Hydrobiol. 1984. V. 12, №4. P. 399-409.

Verma S., Tonk I., Gupta A., Dalela R. In vivo enzymatic alterations in certain tissues of Saccobranchus fossil is following

exposure to four toxic substances // Environ. Poll. 1981. V.26, №2. P. 189-206.

Ver ma S. R., Tyagi A.K., Bhattnagar M. C., DalelaR.C. Organo-phosphate poisoning to some freshwater teleosts - acetylcholinesterase inhibition // Bull. Environ. Contam. Toxicol. 1979. V.21, iV°4/5. P. 502-506.

Vig E., Orban L., Nemcsok J., Asztalos B. Einige pathophysiologist daten beim karmpfen nach der einwirkung von austgewahl-ten fungiziden und herbiziden // Arch. Exp. Veterinarmed. 1987. V. 41, JV° 4. P. 491-505.

Wallace K., Herzberg U. Reactivation and aging of phosphory-lated brain acetylcholinesterase from fish and rodents// Toxicol. Appl. Pharmacol. 1988. V. 92, №2. P. 307-314.

Wang C., Murphy S. Kinetic analysis of species difference in acetyl cholin esterase sensitivity to organo phosphate insecticide // Toxicol. Appl. Pharmacol. 1982. V. 66, jV°3. P. 409-419.

Weiss C. The determination of cholinesterases in the brain tissues of three species of freshwater fish and its inactivation in vivo // Ecology, 1958. V. 39, JV°1. P. 194-199.

Weiss C.M. Response of fish to sublethal exposures of organic phosphorus insecticides // Sewage and Ind. Wastes. 1959. V. 31, №5. P. 580-593.

Weiss C. Physiological effects of organic phosphorus insecticides on several species of fish // Trans. Am. Fish. Soc. 1961. V. 90, JV°2. P. 143-152.

Weiss C.M. Use of fish to detect organic insecticides in water // Journ. WPCF. 1965. V. 37, jV°5. P. 647-658.

Wei H. van der, Welling W. Inhibition of acetylcholinesterase in guppies, Poecilia reticulata by chlorpyrifos at sublethal concentrations: methodological aspects // Ecotoxicol. Environ. Saf. 1989. V. 17, №2. P.'205-215.

Welsh M., Hanselka C. Toxicity and sublethal effects of me-

thy1 parathion on behavior of Siamese fighting fish (Betta splen-dens) //Tex. J. Sci. 1978. V. 23, №4. P.519-529.

Wiener J.G. Metal contamination of fish in low-pH lakes and potential implications for piscivorous wildlife // Trans. N. Am. Wild. Nat. Resour. Conf. 1987. V. 52, W°4. P. 645-657.

Williams A., Sova C. Acetylcholinesterase levels in brains of fishes from polluted waters // Bull. Environ. Contam. Toxicol.

1966. V. 1, iV°2. P. 198-204.

Wilson I.В., Harrison M.A., Ginsburg S. Carbamyl derivatives of acetylcholinesterase // J. Biol. Chem. 1961. V. 236, JV°5. P. 1498-1500.

Wilson I.В., Hatch M.A., Ginsburg S. Carbamylation of acetylcholinesterase // J. Bio/l. Chem. 1960. V. 235, iV°8. P. 2312-2315.

Xu Genxing, Zhu Hongwen, Sun Yun, Pan Jiaming. Моноаминерги-ческая иннервация и активность ацетилхолинэстеразы в каудальной нейросекреторной системе Misgurnus anguillicaudatus в связи с искусственно индуцированным нерестом (кит. яз.)// J. Nanjing. Univ. Natur. Sci. Ed. 1989. V. 25, W°4. P. 657-664.

Zar J.H. Biostatistical analysis. Prentice-Hall, Inc., Engle-wood Cliffs, N.Y., 1984.

Zech R., Engelhart H. Acetylcholinesterase Aktivitat in Serum des elektrischen A&ls // Hoope-Seyler's Ztschr. Physiol. Chem.

1967. Bd. 347. St. 735-736.