Аналитические системы на основе технологии сухих пятен крови и высокопористых мембранных носителей для целей ветеринарной диагностики тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.06, кандидат наук Саушкин Николай Юрьевич

• Саушкин Николай Юрьевич
• кандидат наук
• 2019

Оглавление диссертации кандидат наук Саушкин Николай Юрьевич

СОДЕРЖАНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Технология сухих пятен крови

1.1.1. Принцип метода

1.1.2. Применение технологии СПК

1.1.3. Аналитические аспекты технологии СПК

1.1.4. Проблемы и ограничения применения технологии СПК

1.1.5. Подходы для преодоления эффекта гематокрита

1.1.6. Форматы устройств на основе технологии СПК

1.2. Технология СПК в ветеринарии

1.3. Инфекционные заболевания КРС

1.3.1. Ящур КРС

1.3.2. Энзоотический лейкоз КРС

1.4. Инфекционные заболевания птиц

1.5. Резюме

ГЛАВА II. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

2.1. Материалы и оборудование

2.1.1. Химические реагенты и материалы

2.1.2. Оборудование

2.2. Методики проведения эксперимента

2.2.1. Исследование физико-химических свойств мембран

2.2.2. Получение сухих образцов

2.2.3. Методики проведения ИФА

2.2.4. Проведение ИФА с использованием сухих образцов

2.2.5. Проведение ПЦР с использованием жидких и сухих образцов

2.2.6. Латекс-агглютинация

ГЛАВА III. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Выбор и обоснование использования нового формата пробоподготовки сухих образцов

3.2. Изучение физико-химических и структурных свойств мембранных материалов

3.3. Изучение влияния гидрофилизирующих веществ на поверхностную смачиваемость пористых мембранных носителей

3.4. Изучение распределения и степени извлечения низкомолекулярного модельного вещества с мембранных материалов

3.4.1. Распределение низкомолекулярного вещества вдоль мембраны

3.4.2. Оценка эффективности экстракции низкомолекулярного вещества

3.5. Изучение распределения и степени извлечения биологической жидкости с мембранных материалов

3.6. Адаптация ИФА тест-систем для использования стрипованных образцов крови

3.7. Оптимизация методики экстракции ДНК со стрипованных образцов крови для выявления провирусной ДНК ВЛ КРС

3.8. Сравнительный анализ жидких и стрипованных образцов крови и сыворотки для выявления ЭЛ КРС методами ИФА и ПЦР

3.9. Стабильность стрипованных образцов сыворотки и крови

3.10. Мониторинговые исследования с использованием аналитических систем на основе стрипованных образцов

3.10.1. Выявление ЭЛ КРС методами ИФА и ПЦР

3.10.2. Серодиагностика других инфекций КРС

3.10.3. Серодиагностика артрита-энцефалита и токсоплазмоза МРС

3.10.4. Мониторинг вакцинирования ВЯ КРС

3.10.5. Оценка уровня поствакцинального иммунитета кур

ВЫВОДЫ

Список используемой литературы

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ББК - бурсальная болезнь кур

ВД - вирусная диарея

ВИЧ -вирус иммунодефицита человека

ВК - внутренний контроль

ВЛ - вирус лейкоза

ВЯ - вирус ящура

ГХ - газовая хроматография

ЖХ - жидкостная хроматография

ИБК - инфекционный бронхит кур

ИРТ - инфекционный ринотрахеит

ИФА - иммуноферментный анализ

КРС - крупный рогатый скот

ЛА - латекс-агглютинация

ЛБ - лизирующий буфер

МРС - мелкий рогатый скот

МС - масс-спектрометрия

НБК - ньюкаслская болезнь кур

ПАВ - поверхностно-активное вещество

ПВС - поливиниловый спирт

ПЦР - полимеразная цепная реакция

РИА - радиоимуноанализ

РИД - реакция иммунодиффузии

РТГА - реакция торможения гемагглютинации

СПК - сухие пятна крови

ТЕ - Трис-ЭДТА

ТМБ - 3, 3\ 5, 5-тетраметилбензидин ЭБ - элюирующий буфер ЭЛ - энзоотический лейкоз

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Аналитические системы на основе технологии сухих пятен крови и высокопористых мембранных носителей для целей ветеринарной диагностики»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность и разработанность темы исследования. Технология сухих пятен крови (СПК) (от англ. - Dried Blood Spots, DBS) получила распространение с 60-х годов прошлого столетия, когда полученные на фильтровальной бумаге сухие пятна крови новорожденных были успешно использованы для обнаружения наследственного заболевания фенилкетонурии. С этого времени началось развитие неонатального скрининга, а технология получила широкое распространение в медицинской диагностике и различного рода исследованиях. На сегодняшний день помимо выявления редких генетических заболеваний новорожденных технология получает широкое распространение в различных биоаналитических исследованиях, целью которых являются, к примеру, доклинические исследования лекарственных препаратов, их терапевтический мониторинг, токсикодинамика и токсикокинетика. Технология применяется для выявления как низкомолекулярных веществ, так и крупных белковых молекул, например, антител и ДНК. Использование технологии СПК позволяет снизить инвазивность процесса отбора крови, т.е. травмируемость пациента, уменьшить смертность подопытных животных в доклинических исследованиях, так как для получения одного сухого образца в виде пятна требуется всего одна капля крови. Сухие образцы обладают высокой стабильностью и не требуют соблюдения норм холодовой цепи при транспортировке. Именно поэтому данная технология хорошо зарекомендовала себя при использовании в дистанционной диагностике заболеваний человека, мониторинге эпидемиологических ситуаций, например, при выявлении вируса иммунодефицита человека (ВИЧ) в странах Африки, где жаркий климат и недостаточное лабораторное обеспечение затрудняют работу с жидкими образцами.

Образцы крови в классическом варианте получают в виде пятен на

специальных карточках из целлюлозного материала. Однако, стоит отметить, что

строение и свойства целлюлозных волокон серьезно препятствует проведению

точных количественных измерений, что, прежде всего, связано с эффектом

гематокрита - сильной зависимостью распределения крови по носителю от ее

клеточного состава, который может варьироваться в широких пределах в

зависимости от возраста, состояния и индивидуальных особенностей пациента.

Преодоление эффекта гематокрита - непростая задача, пути решения которой

5

неоднозначны и трудоемки, что тормозит развитие технологии СПК и требует создания новых альтернативных систем пробоотбора.

В ветеринарной диагностике применение технологии сухих пятен для мониторинга инфекционных заболеваний мало распространено, что связано, прежде всего, с высокой стоимостью предлагаемых на рынке устройств для отбора крови, рассчитанных на медицинское применение, отсутствием альтернативных систем и форматов пробоподготовки, удобных для ветеринарного применения, в частности для отбора крови у животных и птицы в полевых условиях. Как следствие, отсутствуют универсальные методики пробоподготовки и анализа высушенных образцов. Для широкого внедрения технологии СПК в ветеринарию требуется разработка новых эффективных форматов устройств с альтернативными пористыми впитывающими материалами, которые бы позволили превзойти существующие карты для отбора и транспортировки крови на основе целлюлозы по эксплуатационным и аналитическим характеристикам. Помимо этого, требуется разработка соответствующих методических подходов к работе с сухими образцами без изменения протоколов существующих диагностических систем, что позволило бы проводить достоверный анализ широкого спектра веществ с использованием сухих проб. Простота и доступность устройств для отбора крови и других биологических жидкостей, а также удобство последующей работы с сухими образцами при анализе могли бы способствовать эффективному внедрению в широкую ветеринарную практику технологии СПК, заменяя при этом традиционный отбор жидких проб.

Цели и задачи исследования. Целью данной работы является разработка аналитических систем на основе технологии СПК для ветеринарной диагностики с использованием высокопористых мембранных носителей. Для достижения поставленной цели требуется решить следующие задачи:

- разработать эффективный формат пробоподготовки образцов биологических жидкостей в высушенном виде для проведения количественного анализа,

- изучить физико-химические свойства впитывающих мембранных

материалов различного состава с целью определения наиболее оптимального

носителя для использования в разрабатываемом формате пробоподготовки,

6

- исследовать процессы сорбции, распределения и экстракции биологической жидкости с мембранных материалов, изучить влияние повышенной температуры при хранении сухих образцов на аналитический сигнал (стабильность),

- разработать научно-методические основы использования сухих образцов биологических жидкостей для диагностики инфекционных заболеваний животных и птицы с помощью серологических методов и метода ПЦР и провести апробацию разработанных аналитических систем для мониторинговых исследований.

Научная новизна и теоретическая значимость работы. Разработан новый формат пробоподготовки сухих образцов в виде маркированных впитывающих полосок (стрипов) высокопористого мембранного материала. Изучены физико-химические свойства мембранных материалов различного состава для оценки возможности их использования в данном формате. Найдено, что наиболее подходящим материалом с точки зрения эксплуатационных характеристик, таких как емкость, скорость капиллярного поднятия, устойчивость к деформациям является стекловолоконный мембранный материал. Изучен характер распределения модельного низкомолекулярного вещества и сывороточных антител по мембранному стрипу, оценена степень их извлечения с носителя. Обосновано и показано преимущество использования стекловолоконного материала в качестве носителя для получения и анализа сухих образцов. Разработаны научно -методические основы проведения анализа стрипованных сухих образцов с использованием серологических методов и ПЦР, включая различные протоколы, требующие разведение образца от десятков до сотен раз.

Практическая значимость работы. Показана эффективность применения высокопористых мембранных стекловолоконных носителей в форме узкой полоски (стрипа) для получения, транспортировки и последующего анализа сухих образцов сыворотки и крови в ветеринарной диагностике на примере инфекционных заболеваний птицы, крупного и мелкого рогатого скота. Показано, что стрипованные образцы биологических жидкостей можно использовать в качественных и количественных методах анализа инфекционных заболеваний (таких как ИФА, ПЦР, латекс-агглютинация). Проведены полевые испытания аналитических систем на основе сухих стрипованных образцов, начиная от отбора крови, транспортировки и

заканчивая анализом и интерпретацией результатов, в ходе массового ветеринарного мониторинга. Сухие образцы крови могут служить хорошей альтернативой жидким образцам сыворотки при отборе, хранении и транспортировке биоматериала, особенно из удаленных районов.

Методология и методы исследования. В рамках данной работы при исследовании мембранных материалов использовали физико-химические методы, такие как спектрофотомерия, электронная сканирующая микроскопия, метод измерения прочности на разрыв при растяжении и удлинении и метод проекции капли. Для анализа биообразцов использовали серологические методы (ИФА, латекс-агглютинацию), метод ПЦР с детекцией в режиме реального времени.

Положения, выносимые на защиту.

• Формат пробоподготовки в виде маркированной полоски (стрипа) высокопористого впитывающего мембранного материала обеспечивает удобный отбор и дозирование образца при проведении анализа.

• Использование высокопористого стекловолоконного материала для получения сухих стрипованных образцов обеспечивает равномерное распределение низко- и высокомолекулярных веществ по носителю, а также позволяет проводить их экстракцию в раствор со степенью извлечения более 90% для последующего проведения лабораторного анализа.

• Разработанные научно-методические основы на основе ИФА и ПЦР позволяют использовать сухие стрипованные образцы крови и сыворотки вместо жидких проб в качественных и количественных методах анализа с высокой степенью достоверности интерпретации результата.

• Аналитические системы на основе технологии сухих пятен и высокопористых мембранных носителей позволяют проводить массовый ветеринарный мониторинг, включающий отбор крови и транспортировку в лабораторию с сохранением высокой стабильности образцов, проведение анализа и интерпретацию результатов.

Личный вклад автора. Представленные в диссертационной работе экспериментальные данные получены лично автором, либо при его непосредственном участии на всех этапах исследований, включая планирование,

выполнение экспериментов, сбор и обработку данных, оформление и публикацию результатов.

Степень достоверности. Достоверность результатов обеспечена проведением экспериментов с помощью современных инструментальных методов и статистической оценки погрешностей результатов.

Апробация работы. Основные результаты работы представлены на

1 Всероссийской конференции с международным участием "Химический анализ и медицина" (Москва, 2015), VIII Московском международном конгрессе "Биотехнология: состояние и перспективы развития" (Москва, 2015), VII Ежегодном Всероссийском конгресса по инфекционным болезням с международным участием (Москва, 2015), IX Международной конференции молодых ученых по химии "Менделеев 2015" (Санкт-Петербург, 2015), VI Международном молодежном медицинском конгрессе "Санкт-Петербургские научные чтения - 2015" (Санкт-Петербург, 2015), International conference BIOCATALYSIS-2015: Fundamentals and Applications (Москва, 2015), The European Conference of Analytical Chemistry (Бордо, Франция, 2015), Международном молодежном научном форуме "Ломоносов" (Москва, 2016, 2017), Всероссийской научно-методической конференции с международным участием "Наука и молодежь: новые идеи и решения в АПК" (Иваново, 2016), Международном конкурсе научных работ студентов, аспирантов и молодых ученых (Тамбов, 2016), Международном научном форуме "Open science" (Гатчина, 2016), IX Всероссийской научно-практической конференции с международным участием "Молекулярная диагностика 2017" (Тамбов, 2017), 5-ой Международной научно-практической конференции "Наноматериалы и живые системы" (Казань, 2018).

Публикации. По материалам диссертационной работы опубликовано 8 статей в изданиях, индексируемых в базах данных "Web of Science", "Scopus" и RSCI,

2 статьи в сборниках, 10 тезисов докладов на международных и российских конференциях, получено 2 патента РФ.

Связь работы с государственными программами. Работа выполнена при поддержке ФЦП «Исследования и разработки по приоритетным направлениям развития научно-технологического комплекса России на 2014 - 2020 годы»,

(соглашение №14.578.21.0010) и ФГБУ «Фонд содействия развитию малых форм предприятий в научно-технической сфере» по программам «УМНИК» и «СТАРТ» (договоры №8035ГУ/2015 и №2558ГС1/41308).

Объем и структура работы. Диссертационная работа состоит из введения, обзора литературы (глава 1), экспериментальной части (глава 2), результатов и обсуждения (глава 3), выводов, списка цитируемой литературы (168 источников). Работа изложена на 174 страницах, содержит 39 таблиц и 52 рисунка.

ГЛАВА I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 1.1. Технология сухих пятен крови

Технология сухих пятен крови (СПК) получила свое распространение с 60-х годов XX века [1]. Используя высушенную на фильтровальной бумаге каплю крови новорожденного, доктор Роберт Гатри определил в полученном сухом образце содержание фенилаланина - маркера заболевания фенилкетонурии. С помощью данного метода Гатри на ранней стадии обнаружил 39 случаев заболевания среди 400 тыс. новорожденных в течение двух лет, что, в конечном, итоге, послужило толчком в развитии неонатального скрининга и внедрению технологии СПК в медицину. На сегодняшний день СПК широко применяется в медицинских исследованиях и является важнейшим средством для проведения неонатального скрининга, доклинических испытаний лекарств, токсикокинетических и фармакокинетических исследований, для клинической фармакологии а также в судебной, допинговой и экологической экспертизах [2-4].

Технология СПК имеет массу преимуществ по сравнению с традиционным отбором крови. Процесс отбора крови проходит менее инвазивно за счет малого объема отбираемого образца. Для нанесения образца достаточно объема биологической жидкости до 100 мкл, который можно получить, например, из пальца. Это позволяет успешно использовать данную технологию при отборе крови у новорожденных в неонатальном скрининге, а также при фармакокинетических исследованиях препаратов, где требуется многократный отбор крови у лабораторных животных. Технология позволяет упростить хранение и транспортировку биобразцов, так как не требует их замораживания. В отличие от жидких образцов цельной крови, для которой требуется соблюдение норм холодовой цепи, сухие образцы могут храниться при повышенных температурах в течение нескольких дней, сохраняя при этом стабильность сорбированных на мембранный носитель компонентов [5]. При транспортировке образцов в виде сухих пятен также снижается риск биологического заражения. Сухие образцы после проведения анализа проще утилизировать, чем жидкие. Сухие пятна могут быть легко получены пациентом самостоятельно, так как не требуют специальных навыков работы с комплектом для отбора, а высушенные образцы могут быть

направлены в лабораторию, к примеру, по почте, исключая лишние расходы на транспортировку. Биоаналитические методы, основанные на технологии СПК, за счет своих преимуществ уже стали серьезной альтернативой традиционному анализу жидкой венозной крови или сыворотки. Использование технологии СПК на сегодняшний день с успехом распространяется не только на цельную кровь, но также и на другие биологические жидкости, такие как слюна, плазма, синовиальная жидкость, моча [6]. Такие сухие пятна определяются общим названием матричные пятна (от англ. "matrix spots"). Целевые аналиты определяют в сухих пятнах с помощью различных аналитических методов, таких как газовая (ГХ) или жидкостная хроматография (ЖХ) в сочетании с масс-спектрометрией (МС), иммунохимические методы, полимеразная цепная реакция (ПЦР) и другие [7-9].

В России, по данным Scopus, число научных публикаций по тематике СПК в десятки раз меньше по сравнению со многими развитыми странами (рис. 1). Это говорит о том, что данной тематике уделяется недостаточное внимание в отечественной науке, а использование технологии СПК на практике носит довольно ограниченный характер.

Рисунок 1. Количество публикаций по тематике СПК с 2000 по 2017 год по данным

Scopus [10]

1.1.1. Принцип метода

Метод СПК основан на капельном нанесении биологической жидкости на специальную впитывающую мембрану и последующем высушивании пробы. В классическом варианте карточка представляет собой конверт, внутри которого находится целлюлозная мембрана в виде прямоугольника. На впитывающей мембране обозначены круглые зоны для нанесения образца (рис. 2).

Рисунок 2. Классический вариант карточки для отбора крови ШИаШап 903

Кровь пациента по каплям наносят в центр окружности, соблюдая правило: одна капля - одна окружность. У взрослых пациентов кровь, как правило, отбирают из пальца, у новорожденных - из пятки (рис. 3). Подготовка к отбору крови стандартна: пациент, либо медицинский персонал должен соблюдать правила стерильности, протирая место прокола раствором антисептика, используя одноразовые иглы-скарификаторы и перчатки. Для лучшего притока крови к месту прокола предварительно проводят растирание. Первая капля, образовавшаяся на месте прокола не используется - ее стирают ватным тампоном. Последующие капли

Рисунок 3. Капельное нанесение крови из пальца (слева) или пятки младенца (справа) на

целлюлозную карточку

поочередно наносят на впитывающую мембрану. Для получения одного пятна требуется 30-50 мкл крови. После нанесения биопробы карточку с образцом высушивают в течение 2-х часов при комнатной температуре. После высушивания конверт складывают. В таком виде мембрана с образцом оказывается в изолированном со всех сторон состоянии, предотвращающем возможную контаминацию. Помимо капельного нанесения возможно нанесение необходимого объема биологической жидкости на карточку полуавтоматическим дозатором, например, из пробирки, содержащей анализируемую биопробу. Это делает такие карточки универсальным средством для хранения и транспортировки биообразцов.

Для проведения анализа в лаборатории из пятна крови вырезают участок мембраны в виде диска диаметром в несколько миллиметров. Это можно сделать с помощью специального ручного приспособления - медицинского дырокола или панчера (от англ. "puncher") (рис. 4). Большая часть современных аналитических систем направлена на автоматизацию процессов пробоподготовки, экстракции и анализа проб. Существуют автоматизированные станции, которые способны работать одновременно с десятками карточек, проводить их идентификацию, сортировку, отделение участков с образцом, последующую экстракцию и добавление внутреннего контроля (ВК) (рис. 5) [2]. Такие автосэмплеры в тандеме с аналитическими установками на базе ЖХ-МС позволяют проводить быстрый количественный анализ диагностически значимых веществ в крови [11-14].

^ к ^^

Рисунок 4. Виды медицинских дыроколов для ручного вырезания мембранного диска

с сухим образцом крови

Рисунок 5. Автосэмплер CAMAG DBS-MS 500

1.1.2. Применение технологии СПК

На сегодняшний день СПК применяется преимущественно для определения низкомолекулярных веществ, например, биологически активных фармацевтических соединений и запрещенных наркотических веществ [9]. Метод СПК хорошо подходит для терапевтического лекарственного мониторинга, требующего многократных измерений во время терапии веществами с коротким интервалом воздействия [15]. Особое место технология занимает в дистанционной диагностике заболеваний человека и в неонатальном скрининге.

Мониторинг заболеваний человека

По мнению авторов работы [16], можно выделить как минимум 45 аналитов, выявление которых в СПК представляет наибольшую ценность для популяционных исследований. Среди них биомаркеры, характеризующие состояние эндокринной, сердечно-сосудистой, репродуктивной, иммунной систем организма, которые на современном уровне развития диагностических технологий могут быть выявлены в малом объеме исследуемого образца. В настоящее время технология СПК интегрирована в несколько национальных американских и международных программ популяционных исследований детей старшего возраста, взрослых и пожилых людей.

Технология СПК нашла широкое применение в дистанционном исследовании ВИЧ в африканских странах [6,17]. Усилия, направленные на то, чтобы сделать

тестирование на ВИЧ более доступными в сельских районах развивающихся стран, где находится более 90% всех ВИЧ инфицированных людей, имеют решающее значение для борьбы с этой болезнью. Технология СПК дает возможность обеспечить простые, надежные и доступные варианты сбора образцов крови для скрининга болезни, контроля качества санитарной помощи, измерения вирусной нагрузки ВИЧ и тестирования лекарственной устойчивости в условиях, когда отбор венозной крови и ее транспортировка не могут быть осуществимы [18].

Большинство количественных анализов на вирусную нагрузку ВИЧ проводят с использованием метода ПЦР, которая требует большого количества плазмы (100600 мкл) и транскрипции РНК в ДНК до амплификации. Кроме внеклеточной РНК ВИЧ-1, которая содержится в образцах плазмы, сухие образцы содержат цельную кровь, а, следовательно, внутриклеточную РНК ВИЧ-1 и провирусную ДНК ВИЧ-1. В результате при анализе на вирусные нагрузки использование технологии СПК делает исследование потенциально более чувствительным, чем определение ВИЧ-1 в плазме или сыворотке. Это имеет большое значение для раннего выявления ВИЧ

[19].

Доклинические и клинические исследования

В основе проведения работ в области доклинических испытаний лежит отбор крови подопытных животных в течение определенного периода времени после введения препарата для установления точных значений концентраций соответствующих препаратов в крови животных. Доклинические испытания включают в себя исследование фармакологических и токсикологических свойств препаратов. Главным преимуществом технологии СПК в данном направлении является минимальный объем при отборе анализируемого образца. В настоящее время очень большое количество проводимых исследований и публикуемых работ посвящены именно этому направлению использования технологии СПК в области фармакокинетики [4,20-26].

Для стандартной методики выполнения анализов и проведения фармакокинетических исследований выполняется серийный забор достаточно большого объема крови (обычно около 1 мл) из животных (крыс, мышей), при этом животное в процессе отбора крови погибает. Переход на технологию СПК позволяет

значительно сократить объем отбираемого биологического материала для слежения за кинетикой распределения препаратов в живых организмах и имеет очень большое значение как с точки зрения финансовой экономии средств, так и с гуманной точки зрения, так как с помощью СПК можно использовать одно и то же животное в одной и той же серии измерений многократно [26].

В 2010 году Еврокомиссия опубликовала директиву 2010/63/Еи по защите животных, используемых в научных исследованиях. Она направлена на усиление этических аспектов при проведении исследований с подопытными животными. Три направления, выделенные Еврокомиссией - это сокращение количества подопытных животных, замена их при возможности современными искусственными тест-системами и усовершенствование исследовательских процедур, в результате которых животные смогли бы получать наименее возможный вред и страдания при таких процедурах. В данном контексте применение технологии СПК как нельзя лучше подходит под эти параметры, так как для получения СПК не требуется большого количества крови. Это, в конечном итоге, приводит к снижению травмируемости и смертности животных при проведении фармакокинетических и фармакодинамических исследований и снижает необходимость их содержания в таком большом количестве, как раньше. Технология СПК позволяет отбирать минимальное количество крови в каждом эксперименте и сохранить жизнь всем подопытным животным, что важно в условиях массовых проведений фармакокинетических исследований в специализированных лабораториях.

Терапевтический мониторинг лекарств

Низкая травмируемость, достигаемая при использовании технологии СПК, делает ее незаменимой для применения в терапевтическом мониторинге лекарственных препаратов, когда с целью назначения необходимого курса приема препарата необходимо отслеживать концентрацию препарата в организме в динамике. Особенно актуально это для препаратов с малым терапевтическим временем воздействия на организм или для весьма нестабильных препаратов. Например, в работе [27] анализировали иммуносупрессоры в СПК методом ЖХ с детекцией при помощи тандемной МС (ЖХ-МС/МС).

Технология СПК, особенно в сочетании с методом анализа ЖХ-МС/МС, активно используется в клиническом исследовании лекарственных средств, таких как жаропонижающие, противокашлевые, противовирусные, противосудорожные, иммуносупрессорные, противоэпилептические и др. Определение лекарственных средств в СПК может дать явное представление об эффектах, возникших в результате действия препаратов, что имеет принципиальное значение в вопросе «доза-эффект» (например, корректировка дозы или режима приема лекарства). Однако, в данном применении технологии СПК необходимо учитывать некоторые другие важные факторы, которые могут значительно повлиять на результаты, полученные при анализе СПК и жидких образцов (к примеру, гематокрит) [16].

Неонатальный скрининг

Использование технологии СПК в неонатальном скрининге получило широкое распространение во всем мире [4]. Ввиду малого объема отбираемой крови травмируемость новорожденных снижается, облегчается отбор и становится возможным ранняя диагностика патологий. У грудных детей по большей части выявляют этиологию и патогенез врожденных заболеваний. Такие заболевания встречаются очень редко и составляют единицы на тысячу и десятки тысяч новорожденных, однако их своевременная диагностика и последующее наблюдение гарантирует избавление ребенка в последующем от негативных проявлений заболевания. Так, например, при обнаружении фенилкетонурии (нарушения метаболизма фенилаланина) ребенку назначается специальная диета, исключающая потребление высокобелковой пищи. Ограничение в потреблении организмом фенилаланина позволяет избежать необратимых паталогических изменений, приводящих к умственной отсталости [28].

Перспективы развития

Технология СПК находит широкое применение в разработке новых лекарственных препаратов, где возникает необходимость постоянно брать образцы биологических жидкостей у лабораторных животных. Вероятно, технология будет распространяться на методики сбора и анализа образцов различных биологических жидкостей [2,6]. Весьма перспективными являются работы по использованию для

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Саушкин Николай Юрьевич, 2019 год

Список используемой литературы

1. Guthrie R., Ada S. A simple phenylalanine method for detecting phenylketonuria in lage populations of newborn infants // Pediatr. 32. 1963. Vol. 32, № 3. P. 338-343.

2. Meesters R.J., Hooff G.P. State-of-the-art dried blood spot analysis: an overview of recent advances and future trends // Bioanalysis. 2013. Vol. 5, № 17. P. 2187-2208.

3. Demirev P.A. Dried blood spots: analysis and applications // Anal Chem. 2013. Vol. 85, № 2. P. 779-789.

4. Sharma A., Jaiswal S., Shukla M., Lal J. Dried blood spots: concepts, present status, and future perspectives in bioanalysis // Drug Test. Anal. 2014. Vol. 6, № 5. P. 399414.

5. Bowen C.L., Volpatti J., Cades J., Licea-Perez H., Evans C.A. Evaluation of glucuronide metabolite stability in dried blood spots. // Bioanalysis. 2012. Vol. 4, № 23. P. 2823-2832.

6. Li W., Lee M.S. Dried blood spots: applications and techniques. Wiley Series on Pharmaceutical Science and Biotechnology: Practices, Applications and Methods, 2014. 363 p.

7. Lehmann S., Picas A., Tiers L., Vialaret J., Hirtz C. Clinical perspectives of dried blood spot protein quantification using mass spectrometry methods // Crit. Rev. Clin. Lab. Sci. 2017. Vol. 54, № 3. P. 173-184.

8. Freeman J.D., Rosman L.M., Ratcliff J.D., Strickland P.T., Graham D.R., Silbergeld E.K. State of the science in dried blood spots // Clin. Chem. 2018. Vol. 64, № 4. P. 656-679.

9. Li W., Tse F.L.S. Dried blood spot sampling in combination with LC-MS/MS for quantitative analysis of small molecules // Biomed. Chromatogr. 2010. Vol. 24, № 1. P. 49-65.

10. Barfield M. The application of dried blood spots in toxicokinetic and pharmacokinetic studies. University of Lincoln, 2017. 188 p.

11. Thomas A., Deglon J., Steimer T., Mangin P., Daali Y., Staub C. On-line desorption of dried blood spots coupled to hydrophilic interaction/reversedphase LC/MS/MS system for the simultaneous analysis of drugs and their polar metabolites // J. Sep. Sci. 2010. Vol. 33, № 6-7. P. 873-879.

12. Wong P., Pham R., Whitely C., Soto M., Salyers K., James C., Bruenner B.A. Application of automated serial blood sampling and dried blood spot technique with liquid chromatography-tandem mass spectrometry for pharmacokinetic studies in mice // J. Pharm. Biomed. Anal. 2011. Vol. 56, № 3. P. 604-608.

13. Johnson C.J., Christianson C.D., Sheaff C.N., Laine D.F., Zimmer J.S., Needham S.R. Use of conventional bioanalytical devices to automate DBS extractions in liquid-handling dispensing tips // Bioanalysis. 2011. Vol. 3, № 20. P. 2303-2310.

14. Déglon J., Thomas A., Mangin P., Staub C. Direct analysis of dried blood spots coupled with mass spectrometry: concepts and biomedical applications // Anal. Bioanal. Chem. 2012. Vol. 402, № 8. P. 2485-2498.

15. Alfazil A.A., Anderson R.A. Stability of benzodiazepines and cocaine in blood spots stored on filter paper // J. Anal. Toxicol. 2008. Vol. 32, № 7. P. 511-515.

16. McDade T.W., Williams S.A., Snodgrass J.J. What a Drop Can Do: Dried Blood Spots as a Minimally Invasive Method for Integrating Biomarkers Into Population-Based Research // Demography. 2007. Vol. 44, № 4. P. 899-925.

17. Parry C.M. et al. Field study of dried blood spot specimens for HIV-1 drug resistance genotyping // J. Clin. Microbiol. 2014. Vol. 52, № 8. P. 2868-2875.

18. Solomon S.S., Solomon S., Rodriguez I.I., McGarvey S.T., Ganesh A.K., Thyagarajan S.P., Mahajan A.P., Mayer K.H. Dried blood spots (DBS): A valuable tool for HIV surveillance in developing/tropical countries // Int. J. STD AIDS. 2002. Vol. 13, № 1. P. 25-28.

19. Smit P.W., Elliott I., Peeling R.W., Mabey D., Newton P.N. Review article: An overview of the clinical use of filter paper in the diagnosis of tropical diseases // Am. J. Trop. Med. Hyg. 2014. Vol. 90, № 2. P. 195-210.

20. Beaudette P., Bateman K.P. CIRRIG: Weather-based irrigation management program for container nurseries // J. Chromatogr. B Anal. Technol. Biomed. Life Sci. 2004. № 809. P. 153-158.

21. Chen J., Hsieh Y. Stabilizing drug molecules in biological samples // Ther. Drug Monit. 2005. Vol. 27, № 5. P. 617-624.

22. Pandya H.C., Spooner N., Mulla H. Dried blood spots, pharmacokinetic studies and better medicines for children // Bioanalysis. 2011. Vol. 3, № 7. P. 779-786.

23. Patel P., Mulla H., Kairamkonda V., Spooner N., Gade S., Della Pasqua O., Field

D.J., Pandya H.C. Dried blood spots and sparse sampling: A practical approach to estimating pharmacokinetic parameters of caffeine in preterm infants // Br. J. Clin. Pharmacol. 2013. Vol. 75, № 3. P. 805-813.

24. Emmons G., Rowland M. Pharmacokinetic considerations as to when to use dried blood spot sampling // Bioanalysis. 2010. Vol. 2, № 11. P. 1791-1796.

25. Rowland M., Emmons G.T. Use of Dried Blood Spots in Drug Development: Pharmacokinetic Considerations // AAPS J. 2010. Vol. 12, № 3. P. 290-293.

26. Henion J., Oliveira R. V., Chace D.H. Microsample analyses via DBS: Challenges and opportunities // Bioanalysis. 2013. Vol. 5, № 20. P. 2547-2565.

27. Marca G. la, Malvagia S., Pasquini E., Innocenti M., Fernandez M.R., Donati M.A., Zammarchi E. The inclusion of succinylacetone as marker for tyrosinemia type I in expanded newborn screening programs // Hell. J. Nucl. Med. 2008. Vol. 22. P. 812818.

28. Blau N. Genetics of Phenylketonuria: Then and Now // Hum. Mutat. 2016. Vol. 37, № 6. P. 508-515.

29. Samsonova J. V., Osipov A.P., Kondakov S.E. A new dried milk sampling technique and its application for progesterone detection in cows // Vet. J. 2014. Vol. 199, № 3. P. 471-472.

30. Samsonova J. V., Osipov A.P., Kondakov S.E. Strip-dried whole milk sampling technique for progesterone detection in cows by ELISA // Talanta. 2017. Vol. 175, № April. P. 143-149.

31. Deglon J., Thomas A., Cataldo A., Mangin P., Staub C. On-line desorption of dried blood spot: A novel approach for the direct LC/MS analysis of ^-whole blood samples // J. Pharm. Biomed. Anal. 2009. Vol. 49, № 4. P. 1034-1039.

32. Ganz N., Singrasa M., Nicolas L., Gutierrez M., Dingemanse J., Dobelin W., Glinski M. Development and validation of a fully automated online human dried blood spot analysis of bosentan and its metabolites using the Sample Card And Prep DBS System // J. Chromatogr. B Anal. Technol. Biomed. Life Sci. 2012. Vol. 885-886. P. 50-60.

33. Meesters R.J., Hooff G.P. State-of-the-art dried blood spot analysis: an overview of recent advances and future trends // Bioanalysis. 2013. Vol. 5, № 17. P. 2187-2208.

34. Janzen N., Sander S., Terhardt M., Peter M., Sander J. Fast and direct quantification

of adrenal steroids by tandem mass spectrometry in serum and dried blood spots // J. Chromatogr. B. 2008. Vol. 861, № 1. P. 117-122.

35. Chace D.H. Mass spectrometry in newborn and metabolic screening: Historical perspective and future directions // J. Mass Spectrom. 2009. Vol. 44, № 2. P. 163170.

36. Meesters R.J., Zhang J., Van Huizen N.A., Hooff G.P., Gruters R.A., Luider T.M. Dried matrix on paper disks: The next generation DBS microsampling technique for managing the hematocrit effect in DBS analysis // Bioanalysis. 2012. Vol. 4, № 16. P.2027-2035.

37. Meesters R.J.W., Hooff G.P., Gruters R., Van Kampen J.J.A., Luider T.M. Incurred sample reanalysis comparison of dried blood spots and plasma samples on the measurement of lopinavir in clinical samples // Bioanalysis. 2012. Vol. 4, № 3. P. 237-240.

38. Meesters R.J.W. et al. Ultrafast and high-throughput mass spectrometric assay for therapeutic drug monitoring of antiretroviral drugs in pediatric HIV-1 infection applying dried blood spots // Anal. Bioanal. Chem. 2010. Vol. 398, № 1. P. 319328.

39. Kehler J.R., Bowen C.L., Boram S.L., Evans C.A. Application of DBS for quantitative assessment of the peptide Exendin-4; comparison of plasma and DBS method by UHPLC-MS/MS. // Bioanalysis. 2010. Vol. 2, № 8. P. 1461-1468.

40. Abu-Rabie P., Denniff P., Spooner N., Brynjolffssen J., Galluzzo P., Sanders G. Method of Applying Internal Standard to Dried Matrix Spot Samples for Use in Quantitative Bioanalysis // Anal. Chem. 2011. Vol. 83, № 22. P. 8779-8786.

41. Meesters R., Hooff G., van Huizen N., Gruters R., Luider T. Impact of internal standard addition on dried blood spot analysis in bioanalytical method development // Bioanalysis. 2011. Vol. 3, № 20. P. 2357-2364.

42. Kato K., Wanigatunga A.A., Needham L.L., Calafat A.M. Analysis of blood spots for polyfluoroalkyl chemicals // Anal. Chim. Acta. 2009. Vol. 656, № 1-2. P. 5155.

43. Van Berkel G.J., Pasilis S.P., Ovchinnikova O. Established and emerging atmospheric pressure surface sampling/ionization techniques for mass spectrometry // J. Mass Spectrom. 2008. Vol. 43, № 9. P. 1161-1180.

44. Strnadova K.A. et al. Long-term stability of amino acids and acylcarnitines in dried blood spots // Clin. Chem. 2007. Vol. 53, № 4. P. 717-722.

45. Fingerhut R., Ensenauer R., Roschinger W., Arnecke R., Olgemoller B., Roscher A.A. Stability of acylcarnitines and free carnitine in dried blood samples: Implications for retrospective diagnosis of inborn errors of metabolism and neonatal screening for carnitine transporter deficiency // Anal. Chem. 2009. Vol. 81, № 9. P. 3571-3575.

46. Michaud V. et al. Long-term storage at tropical temperature of dried-blood filter papers for detection and genotyping of RNA and DNA viruses by direct PCR // J. Virol. Methods. 2007. Vol. 146, № 1-2. P. 257-265.

47. Prieto J.A., Andrade F., Lage S., Aldamiz-Echevarria L. Comparison of plasma and dry blood spots as samples for the determination of nitisinone (NTBC) by highperformance liquid chromatography-tandem mass spectrometry. Study of the stability of the samples at different temperatures // J. Chromatogr. B Anal. Technol. Biomed. Life Sci. 2011. Vol. 879, № 11-12. P. 671-676.

48. De Kesel P.M., Sadones N., Capiau S., Lambert W.E., Stove C.P. Hemato-critical issues in quantitative analysis of dried blood spots: challenges and solutions // Bioanalysis. 2013. Vol. 5, № 16. P. 2023-2041.

49. Mei J. V., Alexander J.R., Adam B.W., Hannon W.H. Use of Filter Paper for the Collection and Analysis of Human Whole Blood Specimens // J. Nutr. 2001. Vol. 131, № 5. P. 1631S-1636S.

50. Adam B.W., Alexander J.R., Smith S.J., Chace D.H., Loeber J.G., Elvers L.H., Hannon W.H. Recoveries of phenylalanine from two sets of dried blood spot reference materials: prediction from hematocrit, spot volume, and paper matrix // Clin. Chem. 2000. Vol. 46, № 1. P. 126-128.

51. Wilhelm A.J., den Burger J.C.G., Swart E.L. Therapeutic Drug Monitoring by Dried Blood Spot: Progress to Date and Future Directions // Clin. Pharmacokinet. 2014. Vol. 53, № 11. P. 961-973.

52. Koster R.A., Botma R., Greijdanus B., Uges D.R.A., Kosterink J.G.W., Touw D.J., Alffenaar J.W.C. The performance of five different dried blood spot cards for the analysis of six immunosuppressants // Bioanalysis. 2015. Vol. 7, № 10. P. 12251235.

53. Denniff P., Spooner N. The effect of hematocrit on assay bias when using DBS samples for the quantitative bioanalysis of drugs // Bioanalysis. 2010. Vol. 2, № 8. P.1385-1395.

54. Ter Heine R., Rosing H., Van Gorp E.C.M., Mulder J.W., Van Der Steeg W.A., Beijnen J.H., Huitema A.D.R. Quantification of protease inhibitors and non-nucleoside reverse transcriptase inhibitors in dried blood spots by liquid chromatography-triple quadrupole mass spectrometry // J. Chromatogr. B Anal. Technol. Biomed. Life Sci. 2008. Vol. 867, № 2. P. 205-212.

55. Spooner N., Lad R., Barfield M. Dried blood spots as a sample collection technique for the determination of pharmacokinetics in clinical studies: Considerations for the validation of a quantitative bioanalytical method // Anal. Chem. 2009. Vol. 81, № 4. P.1557-1563.

56. Liang X., Li Y., Barfield M., Ji Q.C. Study of dried blood spots technique for the determination of dextromethorphan and its metabolite dextrorphan in human whole blood by LC-MS/MS // J. Chromatogr. B Anal. Technol. Biomed. Life Sci. 2009. Vol. 877, № 8-9. P. 799-806.

57. Holub M., Tuschl K., Ratschmann R., Strnadova K.A., Mühl A., Heinze G., Sperl W., Bodamer O.A. Influence of hematocrit and localisation of punch in dried blood spots on levels of amino acids and acylcarnitines measured by tandem mass spectrometry // Clin. Chim. Acta. 2006. Vol. 373, № 1-2. P. 27-31.

58. Zheng N., Yuan L., Ji Q.C., Mangus H., Song Y., Frost C., Zeng J., Aubry A.F., Arnold M.E. "Center punch" and "whole spot" bioanalysis of apixaban in human dried blood spot samples by UHPLC-MS/MS // J. Chromatogr. B Anal. Technol. Biomed. Life Sci. 2015. Vol. 988. P. 66-74.

59. O'Mara M., Hudson-Curtis B., Olson K., Yueh Y., Dunn J., Spooner N. The effect of hematocrit and punch location on assay bias during quantitative bioanalysis of dried blood spot samples // Bioanalysis. 2011. Vol. 3, № 20. P. 2335-2347.

60. Youhnovski N., Bergeron A., Furtado M., Garofolo F. Pre-cut Dried Blood Spot (PCDBS): An alternative to Dried Blood Spot (DBS) technique to overcome hematocrit impact // Rapid Commun. Mass Spectrom. 2011. Vol. 25, № 19. P. 29512958.

61. Li F., Zulkoski J., Fast D., Michael S. Perforated dried blood spots: a novel format

for accurate microsampling // Bioanalysis. 2011. Vol. 3, № 20. P. 2321-2333.

62. Li F., Ploch S., Fast D., Michael S. Perforated dried blood spot accurate microsampling: the concept and its applications in toxicokinetic sample collection. // J. Mass Spectrom. 2012. Vol. 47, № 5. P. 655-667.

63. Capiau S., Stove V. V., Lambert W.E., Stove C.P. Prediction of the hematocrit of dried blood spots via potassium measurement on a routine clinical chemistry analyzer // Anal. Chem. 2013. Vol. 85, № 1. P. 404-410.

64. Miller IV J.H. An On-card Approach for Assessment of Hematocrit on Dried Blood Spots which Allows for Correction of Sample Volume // J. Anal. Bioanal. Tech. 2013. Vol. 4, № 1. P. 1-8.

65. Li Y., Henion J., Abbott R., Wang P. The use of a membrane filtration device to form dried plasma spots for the quantitative determination of guanfacine in whole blood // Rapid Commun. Mass Spectrom. 2012. Vol. 26, № 10. P. 1208-1212.

66. Velghe S., Delahaye L., Stove C.P. Is the hematocrit still an issue in quantitative dried blood spot analysis? // J. Pharm. Biomed. Anal. Elsevier B.V., 2019. Vol. 163. P. 188-196.

67. Li W., Doherty J.P., Kulmatycki K., Smith H.T., Tse F.L. Simultaneous LC-MS/MS quantitation of acetaminophen and its glucuronide and sulfate metabolites in human dried blood spot samples collected by subjects in a pilot clinical study // Bioanalysis. 2012. Vol. 4, № 12. P. 1429-1443.

68. Lawson G., Cocks E., Tanna S. Quantitative determination of atenolol in dried blood spot samples by LC-HRMS: A potential method for assessing medication adherence // J. Chromatogr. B Anal. Technol. Biomed. Life Sci. 2012. Vol. 897. P. 72-79.

69. Cohen S.L., Downs W.C., Hudson W.C., Boguszewski P. Dried blood spotting paper device and method: pat. US20120045792A1 USA. 2012.

70. Rosypal A.C., Pick L.D., Hernandez J.O.E., Lindsay D.S. Evaluation of a novel dried blood spot collection device (HemaSpotTM) to test blood samples collected from dogs for antibodies to Leishmania infantum // Vet. Parasitol. 2014. Vol. 205, № 12. P. 338-342.

71. Denniff P., Spooner N. Volumetric absorptive microsampling: A dried sample collection technique for quantitative bioanalysis // Anal. Chem. 2014. Vol. 86, № 16. P. 8489-8495.

72. Kip A.E., Kiers K.C., Rosing H., Schellens J.H.M., Beijnen J.H., Dorlo T.P.C. Volumetric absorptive microsampling (VAMS) as an alternative to conventional dried blood spots in the quantification of miltefosine in dried blood samples // J. Pharm. Biomed. Anal. 2017. Vol. 135. P. 160-166.

73. Sedia Biosciences Corporation [Electronic resource]. URL: http://www.sediabio.com/products/blood-specimen-collection-devices.

74. Leuthold L.A., Heudi O., Deglon J., Raccuglia M., Augsburger M., Picard F., Kretz O., Thomas A. New microfluidic-based sampling procedure for overcoming the hematocrit problem associated with dried blood spot analysis // Anal. Chem. 2015. Vol. 87, № 4. P. 2068-2071.

75. Neto R., Gooley A., Breadmore M.C., Hilder E.F., Lapierre F. Precise , accurate and user - independent blood collection system for dried blood spot sample preparation // Anal. Bioanal. Chem. 2018. Vol. 410, № 14. P. 3315-3323.

76. Polley S.D., Bell D., Oliver J., Tully F., Perkins M.D., Chiodini P.L., Gonzalez I.J. The design and evaluation of a shaped filter collection device to sample and store defined volume dried blood spots from finger pricks // Malar. J. 2015. Vol. 14, № 1. P. 1-7.

77. Nobuto K. Toxoplasmosis in animal and laboratory diagnosis // Jpn. Agric. Res.Q. 1966. Vol. 1, № 1939. P. 11-18.

78. Wolff K.L., Hudson B.W. Paper-strip blood-sampling technique for the detection of antibody to the plague organism Yersinia pestis. // Appl. Microbiol. 1974. Vol. 28, № 2. P. 323-325.

79. Curry P.S., Ribble C., Sears W.C., Hutchins W., Orsel K., Godson D., Lindsay R., Dibernardo A., Kutz S.J. Blood collected on filter paper for wildlife serology: detecting antibodies to Neospora Caninum, West Nile virus, and five bovine viruses in reindeer // J. Wildl. Dis. 2014. Vol. 50, № 2. P. 297-307.

80. Curry P.S., Elkin B.T., Campbell M., Nielsen K., Hutchins W., Ribble C., Kutz S.J. Filter-Paper Blood Samples for Elisa Detection of Brucella Antibodies in Caribou // J. Wildl. Dis. 2011. Vol. 47, № 1. P. 12-20.

81. Jara R.F., Sepulveda C., Ip H.S., Samuel M.D. Total Protein Concentration and Diagnostic Test Results for Gray Wolf ( Canis lupus ) Serum using Nobuto Filter Paper Strips // J. Wildl. Dis. 2015. Vol. 51, № 2. P. 475-478.

82. Dusek R.J., Hall J.S., Nashold S.W., TeSlaa J.L., Ip H.S. Evaluation of Nobuto Filter Paper Strips for the Detection of Avian Influenza Virus Antibody in Waterfowl // Avian Dis. 2011. Vol. 55, № 4. P. 674-676.

83. Mucker E.M., Dubey J.P., Lovallo M.J., Humphreys J.G. Seroprevalence of Antibodies to Toxoplasma gondii in the Pennsylvania Bobcat (Lynx rufus rufus) // J. Wildl. Dis. 2006. Vol. 42, № 1. P. 188-191.

84. Curry P.S. et al. Blood Collected on Filter Paper for Wildlife Serology: Evaluating Storage and Temperature Challenges of Field Collections // J. Wildl. Dis. 2014. Vol. 50, № 2. P. 308-321.

85. Chadio S., Xylouri E., Kalogiannis D., Michalopoulou E., Evagelatos S., Menegatos I. Early pregnancy diagnosis in swine by direct radioimmunoassay for progesterone in blood spotted on filter paper // Anim. Reprod. Sci. 2002. Vol. 69, № 1-2. P. 6572.

86. Wang C.-Y.J., Giambrone J.J., Smith B.F. Detection of duck hepatitis B virus DNA on filter paper by PCR and SYBR green dye-based quantitative PCR // J. Clin. Microbiol. 2002. Vol. 40, № 7. P. 2584-2590.

87. Lehner A.F., Rumbeiha W., Shlosberg A., Stuart K., Johnson M., Domenech R., Langner H. Diagnostic Analysis of Veterinary Dried Blood Spots for Toxic Heavy Metals Exposure // J. Anal. Toxicol. 2013. Vol. 37, № 7. P. 406-422.

88. Shlosberg A., Rumbeiha W.K., Lublin A., Kannan K. A database of avian blood spot examinations for exposure of wild birds to environmental toxicants: The DABSE biomonitoring project // J. Environ. Monit. 2011. Vol. 13, № 6. P. 1547-1558.

89. Shlosberg A., Wu Q., Rumbeiha W.K., Lehner A., Cuneah O., King R., Hatzofe O., Kannan K., Johnson M. Examination of eurasian griffon vultures (Gyps fulvus fulvus) in Israel for exposure to environmental toxicants using dried blood spots // Arch. Environ. Contam. Toxicol. 2012. Vol. 62, № 3. P. 502-511.

90. Lehner A.F., Johnson M., Buchweitz J. Veterinary utility of dried blood spots for analysis of toxic chlorinated hydrocarbons // Toxicol. Mech. Methods. 2017. Vol. 28, № 1. P. 29-37.

91. Perkins M., Basu N. Dried blood spots for estimating mercury exposure in birds // Environ. Pollut. 2018. Vol. 236. P. 236-246.

92. Posyniak A., Zmudzki J., Niedzielska J. Liquid chromatography analysis of

enrofloxacin and ciprofloxacin in chicken blood spotted on filter-paper disks // J. Chromatogr. B Anal. Technol. Biomed. Life Sci. 2002. Vol. 780, № 2. P. 309-314.

93. Mohamed R., Mercolini L., Cuennet-Cosandey S., Chavent J., Raggi M.A., Peyrou M. Validation of a dried blood spot LC-MS/MS approach for cyclosporin A in cat blood: Comparison with a classical sample preparation // J. Pharm. Biomed. Anal. 2012. Vol. 66. P. 298-305.

94. Karstad L., Spalatin J., Hanson R.P. Application of the paper disc technique to the collection of whole blood and serum samples in studies on eastern equine encephalomyelitis // J. Infect. Dis. 1957. Vol. 101, № 3. P. 295-299.

95. Aldo Gaggero C., Sutmoller P. The Use of Serum and Blood Dried on Blotting Paper in the Detection of Foot-And-Mouth Disease Antibody // Br. Vet. J. 1965. Vol. 121, № 11. P. 509-514.

96. Ashkar T., Ochilo M. The application of the indirect fluorescent antibody test to samples of sera and dried blood from cattle in the Lambwe Valley, South Nyanza, Kenya. // Bull. World Health Organ. 1972. Vol. 47, № 6. P. 769-772.

97. Kimber C.D., Burridge M.J. The Indirect Fluorescent Antibody Test for Experimental East Coast Fever (Theileria parva Infection of Cattle). Evaluation of Dried Blood Samples as a Source of Antibody // Res. Vet. Sci. 1972. Vol. 13, № 2. P. 133-135.

98. Young E.R., Purnell R.E. Evaluation of dried blood samples as a source of antibody in the micro ELISA test for Babesia divergens. // Vet. Rec. 1980. Vol. 106, № 3. P. 60-61.

99. Katakura K., Lubinga C., Chitambo H., Tada Y. Detection of Trypanosoma congolense and T. brucei subspecies in cattle in Zambia by polymerase chain reaction from blood collected on a filter paper // Parasitol. Res. 1997. Vol. 83, № 3. P. 241-245.

100. Hopkins J.S., Chitambo H., Machila N., Luckins A.G., Rae P.F., Van Den Bossche P., Eisler M.C. Adaptation and validation of antibody-ELISA using dried blood spots on filter paper for epidemiological surveys of tsetse-transmitted trypanosomosis in cattle // Prev. Vet. Med. 1998. Vol. 37, № 1-4. P. 91-99.

101. Sun D., Cho Y. Il, Comyn P., Yoon K.J. Use of blood collected onto and dried on filter paper for diagnosing pregnancy in cattle // Vet. J. 2013. Vol. 198, № 2. P. 494167

102. Santos N., Nunes T., Fonseca C., Vieira-Pinto M., Almeida V., Gortázar C., Correia-Neves M. Spatial Analysis of Wildlife Tuberculosis Based on a Serologic Survey Using Dried Blood Spots, Portugal // Emerg. Infect. Dis. 2018. Vol. 24, № 12. P. 2169-2175.

103. Holland W.G., Thanh N.G., My L.N., Magnus E., Verloo D., Büscher P., Goddeeris B., Vercruysse J. Evaluation of whole fresh blood and dried blood on filter paper discs in serological tests for Trypanosoma evansi in experimentally infected water buffaloes // Acta Trop. 2002. Vol. 81, № 2. P. 159-165.

104. Bhuiyan A.R., Chowdhury E.H., Kwiatek O., Parvin R., Rahman M.M., Islam M.R., Albina E., Libeau G. Dried fluid spots for peste des petits ruminants virus load evaluation allowing for non-invasive diagnosis and genotyping // BMC Vet. Res. 2014. Vol. 10, № 1.

105. Yoon K., Cho Y., Kim W., Pittman J.S., Brinkman M., Winton C. Experimental and field trial of TEGO TM animal blood collection kit for PRRS testing // Am. Assoc. Swine Vet. Annu. Meet. 2010. P. 211-214.

106. Bruner D.W. A filter paper disc method for collecting canine blood samples for serological procedures // Cornell Vet. 1964. Vol. 54. P. 331-334.

107. Jefferies R., Ryan U.M., Irwin P.J. PCR-RFLP for the detection and differentiation of the canine piroplasm species and its use with filter paper-based technologies // Vet. Parasitol. 2007. Vol. 144, № 1-2. P. 20-27.

108. Kennedy L.J., Brown J.J., Barnes A., Ollier W.E.R., Knyazev S. Major histocompatibility complex typing of dogs from Russia shows further dog leukocyte antigen diversity // Tissue Antigens. 2008. Vol. 71, № 2. P. 151-156.

109. Tani H., Tada Y., Sasai K., Baba E. Improvement of DNA extraction method for dried blood spots and comparison of four PCR methods for detection of Babesia gibsoni (Asian genotype) infection in canine blood samples. // J. Vet. Med. Sci. 2008. Vol. 70, № 5. P. 461-467.

110. Sewell A.C., Haskins M.E., Giger U. Dried blood spots for the enzymatic diagnosis of lysosomal storage diseases in dogs and cats // Vet. Clin. Pathol. 2012. Vol. 41, № 4. P. 548-557.

111. Bolais P.F., Vignoles P., Pereira P.F., Keim R., Aroussi A., Ismail K., Dardé M.L.,

Amendoeira M.R., Mercier A. Toxoplasma gondii survey in cats from two environments of the city of Rio de Janeiro, Brazil by Modified Agglutination Test on sera and filter-paper // Parasites and Vectors. 2017. Vol. 10, № 1. P. 1-8.

112. Brugh M., Beard C.W. Collection and processing of blood samples dried on paper for microassay of Newcastle disease virus and avian influenza virus antibodies // Am. J. Vet. Res. 1980. Vol. 41, № 9. P. 1495-1498.

113. Avakian A.P., Dick J.W. Comparison of Filter-Paper-Eluted Whole Blood with Serum in Fowl Cholera Serology Using the Enzyme-Linked Immunosorbent Assay // Avian Dis. 1985. Vol. 29, № 4. P. 1277-1280.

114. Trudeau S., Mineau P., Cartier S.G., Fitzgerald G., Wilson L., Wheler C., Knopper L.D. Using dried blood spots stored on filter paper to measure cholinesterase activity in wild avian species // Biomarkers. 2007. Vol. 12, № 2. P. 145-154.

115. Suriyaphol G., Kunnasut N., Sirisawadi S., Wanasawaeng W., Dhitavat S. Evaluation of dried blood spot collection paper blotters for avian sexing by direct PCR // Br. Poult. Sci. 2014. Vol. 55, № 3. P. 321-328.

116. Stallknecht D.E., Davidson W.R. Antibodies to Bluetongue and Epizootic Hemorrhagic Disease Viruses from White-Tailed Deer Blood Samples Dried on Paper Strips // J. Wildl. Dis. 1992. Vol. 28, № 2. P. 306-310.

117. Dubay S.A., Rosenstock S.S., Stallknecht D.E., DeVos J.C. Determining Prevalence of Bluetongue and Epizootic Hemorrhagic Disease Viruses in Mule Deer in Arizona (USA) Using Whole Blood Dried on Paper Strips Compared to Serum Analyses // J. Wildl. Dis. 2006. Vol. 42, № 1. P. 159-163.

118. Sintasath D.M. et al. Simian T-lymphotropic virus diversity among nonhuman primates, Cameroon // Emerg. Infect. Dis. 2009. Vol. 15, № 2. P. 175-184.

119. Sintasath D.M. et al. Genetic characterization of the complete genome of a highly divergent simian T-lymphotropic virus (STLV) type 3 from a wild Cercopithecus mona monkey // Retrovirology. 2009. Vol. 6. P. 97.

120. The World Bank and The TAFS Forum. World Livestock Disease Atlas: A Quantitative Analysis of Global Animal Health Data (2006-2009). Washington, DC. World Bank, 2011.

121. Приказ Минсельхозпрода РФ от 11 мая 1999 г. N 359 "Об утверждении Правил по профилактике и борьбе с лейкозом крупного рогатого скота."

Регистрационный N 1799, 1999.

122. Randriamparany T. et al. African Swine Fever Diagnosis Adapted to Tropical Conditions by the Use of Dried-blood Filter Papers // Transbound. Emerg. Dis. 2016. Vol. 63, № 4. P. 379-388.

123. Ridpath J.F. Bovine Viral Diarrhea Virus: Global Status // Vet. Clin. North Am. -Food Anim. Pract. 2010. Vol. 26, № 1. P. 105-121.

124. Nandi S., Kumar M., Manohar M., Chauhan R.S. Bovine herpes virus infections in cattle. // Anim. Health Res. Rev. 2009. Vol. 10, № 1. P. 85-98.

125. Методические указания по диагностике лейкоза крупного рогатого скота. Минсельхоз России, Департамент ветеринарии. 23.08.2000 №13-7-2/2130.

126. Верховский О.А. Лабораторная диагностика инфекционных болезней крупного рогатого скота с использованием иммуноферментного анализа (лейкоз, ящур, бруцеллёз) // Ветеринария Кубани. 2007. № 2. С. 11-12.

127. Ковалюк Н.В., Сацук В.Ф., Мачульская Е.В. Современные методы диагностики лейкоза крупного рогатого скота // Ветеринария Кубани. 2007. № 1. С. 11-12.

128. World Organization of Animal Health (OIE). Manual of Diagnostic Tests and Vaccines for Terrestrial Animals. Chapter 3.1.8. Foot and Mouth Disease (infection with virus) // OIE Terr. Man. 2018. P. 433-464.

129. Лозовой Д.А. Реализация комплекса совместных мер государств-участников СНГ по профилактике и борьбе с ящуром как фактор обеспечения эпизоотической безопасности молочного и мясного скотоводства // Ученые Записки УО ВГАВМ. 2017. Т. 53, № 1. С. 93-97.

130. Pattnaik B., Subramaniam S., Sanyal A., Mohapatra J.K., Dash B.B., Ranjan R., Rout M. Foot-and-mouth Disease: Global Status and Future Road Map for Control and Prevention in India // Agric. Res. 2012. Vol. 1, № 2. P. 132-147.

131. Лозовой Д.А., Фомина С.Н., Караулов А.Н., Семакина В.П. Эпизоотическая ситуация по ящуру в мире в период с 2013 по 2019 гг. // Материалы IX Международного ветеринарного конгресса, конференция «Актуальные ветеринарные аспекты молочного и мясного животноводства», 17-20 апреля 2019 г., г. Светлогорск (электронные материалы).

132. Рахманов А.М., Кременчугская С.Р., Мищенко А.В., Щербаков А.В.

Результаты мониторинговых исследований по ящуру в России в 2011 году // Труды Федерального центра охраны здоровья животных. 2011. Т. 10. С. 7-18.

133. Remond M., Kaiser C., Lebreton F. Diagnosis and screening of foot-and-mouth disease // Comp. Immunol. Microbiol. Infect. Dis. 2002. Vol. 25, № 5-6. P. 309320.

134. Ma L.-N., Zhang J., Chen H.-T., Zhou J.-H., Ding Y.-Z., Liu Y.-S. An overview on ELISA techniques for FMD // Virol. J. 2011. Vol. 8. P. 1-9.

135. Приказ Министерства сельского хозяйства РФ от 6 декабря 2018 г. № 564 // "Об утверждении Ветеринарных правил осуществления профилактических, диагностических, ограничительных и иных мероприятий, установления и отмены карантина и иных ограничений, направленных на предотвращение распространения и ликвидацию очагов ящура".

136. Frie M.C., Coussens P.M. Bovine leukemia virus: A major silent threat to proper immune responses in cattle // Vet. Immunol. Immunopathol. 2015. Vol. 163, № 34. P. 103-114.

137. Bartlett P.C., Sordillo L.M., Byrem T.M., Norby B., Grooms D.L., Swenson C.L., Zalucha J., Erskine R.J. Options for the control of bovine leukemia virus in dairy cattle // J. Am. Vet. Med. Assoc. 2014. Vol. 244, № 8. P. 914-922.

138. Мищенко В.А., Петрова О.Н., Караулов А.К., Мищенко А.В. Проблема лейкоза крупного рогатого скота. Владимир: ФГБУ «ВНИИЗЖ», 2018.

139. Buehring G.C., Shen H.M., Jensen H.M., Jin D.L., Hudes M., Block G. Exposure to bovine leukemia virus is associated with breast cancer: A case-control study // PLoS One. 2015. Vol. 10, № 9. P. 1-13.

140. Ковалюк Н.В., Якушева Л.И. Методы диагностики лейкоза крупного рогатого скота. Краснодар: ГНУ Северо-Кавказский научно-исследовательский институт животноводства, 2012.

141. Klintevall K., Naslund K., Svedlund G., Hajdu L., Linde N., Klingeborn B. Evaluation of an indirect ELISA for the detection of antibodies to bovine leukaemia virus in milk and serum // J. Virol. Methods. 1991. Vol. 33, № 3. P. 319-333.

142. Carli K.T., Sen A., Batmaz H., Kennerman E. Detection of IgG antibody to bovine leukaemia virus in urine and serum by two enzyme immunoassays // Lett. Appl. Microbiol. 1999. Vol. 28, № 6. P. 416-418.

143. World Organization of Animal Health (OIE). Manual of Diagnostic Tests and Vaccines for Terrestrial Animals. Chapter 3.4.9. Enzootic Bovine Leucosis. // OIE Terr. Man. 2018. P. 1113-1124.

144. Rola-Luszczak M., Finnegan C., Olech M., Choudhury B., Kuzmak J. Development of an improved real time PCR for the detection of bovine leukaemia provirus nucleic acid and its use in the clarification of inconclusive serological test results // J. Virol. Methods. 2013. Vol. 189, № 2. P. 258-264.

145. Kuckleburg C.J., Chase C.C., Nelson E.A., Marras S.A.E., Dammen M.A., Christopher-Hennings J. Detection of Bovine Leukemia Virus in Blood and Milk by Nested and Real-Time Polymerase Chain Reactions // J. Vet. Diagnostic Investig. 2003. Vol. 15, № 1. P. 72-76.

146. Jimba M., Takeshima S., Murakami H., Kohara J., Kobayashi N., Matsuhashi T., Ohmori T., Nunoya T., Aida Y. BLV-CoCoMo-qPCR: a useful tool for evaluating bovine leukemia virus infection status // BMC Vet. Res. 2012. Vol. 8, № 1. P. 167.

147. Nagy D.W., Tyler J.W., Kleiboeker S.B., Stoker A. Use of a polymerase chain reaction assay to detect bovine leukosis virus in dairy cattle // J. Am. Vet. Med. Assoc. 2006. Vol. 222, № 7. P. 983-985.

148. Mirsky M.L., Olmstead C.A., Da Y., Lewin H.A. The prevalence of proviral bovine leukemia virus in peripheral blood mononuclear cells at two subclinical stages of infection. // J. Virol. 1996. Vol. 70, № 4. P. 2178-2183.

149. Martin D., Arjona A., Soto I., Barquero N., Viana M., Gómez-Lucía E. Comparative study of PCR as a direct assay and ELISA and AGID as indirect assays for the detection of bovine leukaemia virus // J. Vet. Med. Ser. B. 2001. Vol. 48, № 2. P. 97-106.

150. Rola M., Kuzmak J. The detection of bovine leukemia virus proviral DNA by PCR-ELISA // J. Virol. Methods. 2002. Vol. 99, № 1-2. P. 33-40.

151. Fechner H., Kurg A., Geue L., Blankenstein P., Mewes G., Ebner D., Beier D. Evaluation of polymerase chain reaction (PCR) application in diagnosis of bovine leukaemia virus (BLV) infection in naturally infected cattle. // J. Vet. Med. Ser. B. 1996. Vol. 43, № 10. P. 621-630.

152. Monti G.E., Frankena K., Engel B., Buist W., Tarabla H.D., De Jong M.C.M. Evaluation of a new antibody-based enzyme-linked immunosorbent assay for the

detection of bovine leukemia virus infection in dairy cattle // J. Vet. Diagnostic Investig. 2005. Vol. 17, № 5. P. 451-457.

153. Nikbakht G., Rabbani M., Emam M., Rezatogfighi E. Serological and genomic detection of bovine leukemia virus in human and cattle samples // Int. J. Vet. Res. 2010. Vol. 4, № 4. P. 253-258.

154. Фисинин В.И. Современные тенденции развития мирового и российского птицеводства // Материалы IX Международного ветеринарного конгресса, конференция «Актуальные ветеринарные аспекты молочного и мясного животноводства», 17-20 апреля 2019 г., г. Светлогорск [электронные материалы]. 2019.

155. Зеленкова Г.А., Карантыш Г.В., Тамбиев Т.С., Малышева Л.А., Капелист И.В., Ермаков А.М. Птичий грипп: экология, морфология, молекулярные маркеры патогенности вируса, современная эпизоотическая ситуация // Ветеринарная паталогия. 2018. №1. С. 5-17.

156. Циванюк М.А., Сосипаторова В.Ю., Алтунин Д.А., Андриясов А.В., Чвала И.А. Результаты мониторинговых исследований по гриппу среди диких и синантропных птиц на территории российской федерации в 2015 году // Труды федерального центра охраны здоровья животных. М.: ФГБНУ«Росинформагротех», 2016. Vol. XIV. P. 107-117.

157. Lei J., Shi T., Sun D., Mo K., Yan Y., Jin Y., Liao M., Zhou J. Development and application of nsp5-ELISA for the detection of antibody to infectious bronchitis virus // J. Virol. Methods. 2017. Vol. 243. P. 182-189.

158. Kumar M.A., Barathidasan R., Palanivelu M., Singh S.D., Wani M.Y., Malik Y.S., Singh R., Dhama K. A novel recombinant Meq protein based dot-ELISA for rapid and confirmatory diagnosis of Marek's disease induced lymphoma in poultry // J. Virol. Methods. 2016. Vol. 236. P. 271-280.

159. Yan B., Ma J.Z., Yu T.F., Shao S.L., Li M., Fan X.D. Development of an indirect ELISA with epitope on nonstructural protein of Muscovy duck parvovirus for differentiating between infected and vaccinated Muscovy ducks // Lett. Appl. Microbiol. 2014. Vol. 59, № 6. P. 631-635.

160. Clavijo A., Wright P., Kitching P. Developments in diagnostic techniques for differentiating infection from vaccination in foot-and-mouth disease // Vet. J. 2004.

Vol. 167, № 1. P. 9-22.

161. Yan L. et al. Novel protein chip for the detection of antibodies against infectious bronchitis virus // BMC Vet. Res. 2018. Vol. 14, № 1. P. 284.

162. Wang H., Cong F., Guan J., Xiao L., Zhu Y., Lian Y., Huang R., Chen M., Guo P. Development of a sensitive and specific xMAP assay for detection of antibodies against infectious laryngotracheitis and bronchitis viruses // Virol. J. 2018. Vol. 15, № 1. P. 1-8.

163. Chao T.C., Trybala A., Starov V., Das D.B. Influence of haematocrit level on the kinetics of blood spreading on thin porous medium during dried blood spot sampling // Colloids Surfaces A Physicochem. Eng. Asp. 2014. Vol. 451, № 1. P. 38-47.

164. Khudhair Y.I., Hasso S.A., Yaseen N.Y., Al-Shammari A.M. Serological and molecular detection of bovine leukemia virus in cattle in Iraq // Emerg. Microbes Infect. 2016. Vol. 5, № 1. P. 1-6.

165. Lee E.J., Kim E.J., Ratthanophart J., Vitoonpong R., Kim B.H., Cho I.S., Song J.Y., Lee K.K., Shin Y.K. Molecular epidemiological and serological studies of bovine leukemia virus (BLV) infection in Thailand cattle // Infect. Genet. Evol. 2016. Vol. 41. P. 245-254.

166. Lojkic I., Balic D., Rudan N., Kovacic M. Eradication of bovine leukosis virus on a diary farm through improved virus detection. // Vet. Arh. 2013. Vol. 83, № 6. P. 581-591.

167. Верховский О.А., Федоров Ю.Н., Гараева М.М., Алипер Т.И. Структурные и функциональные особенности иммуноглобулинов птиц // Ветеринария. 2007. Т. 1. С. 18-22.

168. Czopowicz M., Szalus-Jordanow O., Moroz A., Mickiewicz M., Witkowski L., Markowska-Daniel I., Bagnicka E., Kaba J. Use of two commercial caprine arthritis-encephalitis immunoenzymatic assays for screening of arthritic goats // J. Vet. Diagnostic Investig. 2018. Vol. 30, № 1. P. 36-41.