Антиокислительные системы лишайников тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.12, кандидат биологических наук Котлова, Екатерина Робертовна

• Котлова, Екатерина Робертовна
• кандидат биологических наук
• 2000

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Котлова, Екатерина Робертовна

СПИСОК ПРИНЯТЫХ СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

Глава 1. Основы взаимодействия партнеров в симбиотических ассоциациях

1.1. Природа лишайникового симбиоза.

1.2. Биохимические системы регуляции взаимодействия между лишайниковыми симбионтами.

1.3. Взаимодействия в системе «хозяин-патоген»

Глава 2. Активированные кислородные метаболиты в биологических системах.

2.1. Молекулярные механизмы генерации активированных кислородных метаболитов.

2.2. Общая характеристика основных форм активированных кислородных метаболитов.

Глава 3. Деструктивные процессы, индуцированные активированными кислородными метаболитами.

3.1. Модификация ДНК.

3.2. Окисление белков.

3.3. Окисление хлорофиллов.

3.4. Окисление липидов.

Глава 4. Особенности состава мембранных липидов лишайников.

4.1. Состав индивидуальных фосфолипидов.

4.2. Состав индивидуальных гликолипидов.

Глава 5. Системы защиты от окислительных повреждений.

5.1. Низкомолекулярные соединения

5.1.1. Токоферолы.

5.1.2. Другие фенольные соединения.

5.1.3. Глутатион.

5.1.4. Каротиноиды.

5.2. В ысокомолекулярные соединения.

5.2.1. Супероксидцисмутазы.

5.2.2. Пероксидазы.

5.2.3. Катал аза.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

Глава 1. Объекты исследования и постановка эксперимента.

1.1. Объекты исследования.

1.2. Постановка эксперимента.

1.3. Изоляция лишайниковых симбионтов.

Глава 2. Методы исследования.

2.1. Анализ липидов и продуктов их окисления.

2.1.1. Экстракция общих липидов.

2.1.2. Выделение фракции гликолипидов, фосфолипидов и ДГТС.

2.1.3. Разделение индивидуальных классов полярных липидов.

2.1.4. Количественное определение фосфолипидов.

2.1.5. Количественное определение гликолипидов.

2.1.6. Количественное определение ДГТС.

2.1.7. Определение относительного количества ц гидроперекисей жирных кислот в составе полярных липидов.

2.1.8. Получение метиловых эфиров жирных кислот.

2.1.9. Газо-жидкостная хроматография метиловых эфиров жирных кислот.

2.2. Анализ токбферолов.

2.2.1. Экстракция токоферола.

2.2.2. Выделение фракции токоферола.

2.2.3. Количественное определение токоферола.

2.3. Анализ каротиноидов.

2.3.1. Экстракция каротиноидов.

2.3.2. Разделение каротиноидов.

2.3.3. Количественное определение каротиноидов.

2.4. Определение активности ферментов антиокислительной защиты.

2.4.1. Приготовление ферментной вытяжки.

2.4.2. Определение активности супероксиддисмутазы.

2.4.3. Определение активности гваяколпероксидазы.

2.4.4. Определение количества белка.

2.5. Определение антиокислительной активности лишайниковых веществ в опытах in vitro.

2.6. Статистическая обработка результатов.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

Глава 1. Результаты разделения симбионтов лишайников. Получение фракций, обогащенных грибами, водорослями и цианобактериями

Глава 2. Мембранные липиды лишайниковых симбионтов в норме и в условиях окислительного стресса.

2.1. Состав индивидуальных фосфолипидов.

2.2. Изменения в составе индивидуальных фосфолипидов лишайниковых симбионтов в ходе АКМ-индуцированного окислительного стресса.

2.3. Состав жирных кислот фосфолипидов.

2.4. Действие АКМ на состав жирных кислот фосфолипидов.

2.5. Состав индивидуальных гликолипидов лишайниковых фотобионтов.

2.6. Изменения в составе индивидуальных гликолипидов в ходе АКМ-индуцированного окислительного стресса.

Глава 3. Антиокислительная система низкомолекулярных веществ липидной фазы у симбионтов лишайников.

3.1. Каротиноиды лишайниковых симбионтов в норме и в условиях окислительного стресса.

3.1.1. Состав каротиноидов.

3.1.2. Изменение содержания каротиноидов как одна из реакций адаптации к воздействию АКМ.

3.2. Содержание токоферолов у лишайниковых симбионтов в норме и в условиях окислительного стресса.

Глава 4. Ферменты антиокислительной защиты лишайниковых симбионтов в норме и в условиях действия АКМ.

4.1. Супероксиддисмутаза.

4.2. Гваяколпероксидаза.

Глава 5. Антиокислительная активность лишайниковых веществ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Антиокислительные системы лишайников»

Полученные за последние годы многочисленные данные по анатомии, цитологии и физиологии лишайников дают основание рассматривать их как высокоспециализированную паразитическую ассоциацию (Ahmadjian, 1993) с элементами мутуалистических отношений (Hawksworth, 1988). Ее высокая стабильность по сравнению с большинством паразитарных систем связана с физиологическими особенностями симбионтов. Так, в качестве фотобионта (хозяина) в лишайниковом симбиозе могут существовать только самые неприхотливые виды водорослей, способные противостоять механическому и химическому воздействию грибного компонента. С другой стороны, способность водорослей нормально развиваться в талломе лишайника может быть обусловлена умеренностью паразитизма ^ самого гриба, который, как известно, отличается от других паразитических видов более медленным ростом и низкой активностью физиологических процессов (Голлербах, Седова, 1974; Голубкова, 1977, 1993).

В настоящее время достигнуты большие успехи в области экспериментальной лихенологии. Однако биохимические основы взаимодействия симбионтов в талломе лишайника до сих пор остаются не выясненными. Предполагают, что для лишайниковой ассоциации, в которой микобионт постоянно контактирует со многими особями одноклеточных водорослей-хозяев, характерны те же неспецифические биохимические реакции, что и для типичной паразитарной системы. В частности, взаимодействие организмов в такой системе сопровождается генерацией активированных кислородных метаболитов (АКМ), которые образуются в результате ♦ действия ряда веществ, продуцируемых патогеном, а также в ходе защитных реакций хозяина. В связи с этим нами была выдвинута гипотеза о том, что эволюционный успех лишайникового симбиоза объясняться еще и тем, что в этой высокоспециализированной ассоциации сформировались надежные и эффективные системы детоксикации АКМ, обеспечивающие защиту симбионтов от окислительного повреждения.

Защитные механизмы древних групп организмов (грибы, водоросли, мохообразные, папоротники, хвощи и плауны) не уступают по сложности защитным системам цветковых растений (Heath, 1987; Каратыгин, 1993). Лишайниковые симбионты, прошедшие долгий путь совместного существования, по-видимому, не являются исключением.

I У живых организмов существуют две принципиальные стратегии (действующие независимо или в комбинации), обеспечивающие защиту от окислительного повреждения, вызванного действием АКМ (Cumming, Taylor, 1990). Первая включает изменение молекулярного состава мембран, что влечет за собой изменение проницаемости и, соответственно, доступности клеточных компонентов для токсичных продуктов. Вторая основана на активации систем, обеспечивающих химическую детоксикацию АКМ и свободных органических радикалов. Изучению реализации данных стратегий у симбионтов лишайников и посвящено наше исследование.

На первом этапе оценивалось действие АКМ на основной субстрат окисления -мембранные липиды. Прежде всего необходимо было ответить на следующие вопросы: 1) как влияет окислитель на фосфо- и гликолипиды (имеют место синхронные изменения в составе индивидуальных липидов или существуют различия в их ♦ чувствительности); 2) происходят ли в ходе окислительного стресса какие-либо адаптивные перестройки в липидном компоненте мембран; 3) изменяется ли состав ЖК липидов? Для того чтобы выяснить, как реагирует лишайник на экзогенное воздействие - как единый организм или же антагонизм в отношениях бионтов в условиях окислительного стресса еще более усиливается - исследования были проведены отдельно на фракциях, обогащенных тем или иным симбионтом (грибами, зелеными водорослями или цианобактериями). Индуктором АКМ служила смесь - Ре2+-аскорбат, которую часто используют в подобных исследованиях (Kunimoto et al., 1981; McKersie et al., 1990 и др.), в частности при моделировании окислительного действия элиситоров в паразитарной системе (Rogers et al., 1988; Degousee et al., 1994).

На втором этапе исследований планировалось изучение ряда систем, способных в той или иной мере осуществлять антиокислительную защиту. В норме и в условиях окислительного стресса на фракциях, обогащенных различными симбионтами, были изучены изменения в составе низкомолекулярных липофильных соединений (токоферолы и каротиноиды), а также оценена активность ферментов антиокислительной защиты (супероксиддисмутазы, гваяколпероксидазы). Кроме того на модели сопряженного окисления (3-каротина и ненасыщенных ЖК было проведено сравнительное исследование потенциальной антиокислительной активности наиболее распространенных лишайниковых веществ фенольной природы.

Изучение особенностей функционирования антиокислительных систем лишайников имеет большое значение для разрешения многочисленных вопросов, касающихся взаимоотношений организмов в симбиотических ассоциациях. Кроме того, Щ установленные в этом направлении закономерности помогут на новом уровне взглянуть на проблему адаптации лишайников к стрессовым воздействиям окружающей среды.

Помимо теоретического значения, полученные результаты могут быть полезны и для решения ряда практических задач. Многие соединения растительного и грибного происхождения, обладающие антиокислительной активностью, находят широкое применение в различных отраслях промышленности и медицины. Углубленное изучение свойств этих веществ, а также их роли в устойчивости живых организмов к изменяющимся факторам внешней среды является научной основой дальнейшего направленного поиска новых биологически активных соединений. 0 Ф

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Физиология и биохимия растений», Котлова, Екатерина Робертовна

выводы

1. Из талломов лишайников Peltigera aphthosa и P. canina выделены и охарактеризованы четыре фракции симбионтов: фракция, обогащенная зелеными водорослями Соссотуха sp. (содержание интактных клеток водорослей 98—99%); фракция, обогащенная цианобактериями Nostoc sp. (содержание интактных клеток цианобактерий 30—34%); фракция, обогащенная микобионтом P. aphthosa (содержание бесцветных тонкостенных гиф 50—54%, пигментированных толстостенных - 42—46%); фракция, обогащенная микобионтом P. canina (содержание бесцветных тонкостенных гиф 58—62%, пигментированных толстостенных - 36—40%).

2. Во фракциях, обогащенных лишайниковыми симбионтами, проведен качественный и количественный анализ полярных липидов. Показано, что состав полярных липидов симбиотических организмов и свободноживущих представителей тех же таксономических групп не имеет принципиальных различий. Установлено, что: а) в состав фосфолипидов фракции, обогащенной Соссотуха sp. входят ФГ (доминирующий компонент), ФХ, ФЭ, ДФГ, ФИ, ФС, ФК; б) фосфолипиды фракции, обогащенной Nostoc sp. представлены ФГ (доминирующий компонент), а также ФХ и ФЭ (наличие этих липидов может быть связано с присутствием микобионта); в) микобионты двух видов лишайников характеризуются высокой степенью сходства в распределении индивидуальных липидных классов, среди которых выявлены ФЭ (доминирующий компонент), ФХ, ФИ, ДФГ, а также минорные фракции - ФС, ФК, ФГ; г) в состав гликолипидов фракций, обогащенных фотобионтами, входят МГДГ (основной компонент), ДГДГ, СХДГ, а также неидентифицированный гликолипид (у Nostoc sp.), являющийся, по-видимому, гетероцистным гликолипидом.

3. Для симбионтов лишайников показана определенная специфичность ответной реакции на окислительный стресс. В условиях действия прооксиданта происходят следующие изменения в содержании полярных липидов: а) во фракции, обогащенной Соссотуха sp. - увеличение содержания основных групп фосфолипидов при сохранении исходной пропорции липидных классов, снижение содержания ДГДГ; б) во фракции, обогащенной Nostoc sp. - снижение содержания

ФГ и ДГДГ; в) во фракциях, обогащенных микобионтами - изменение соотношения индивидуальных фосфолипидов (увеличение относительного содержания ФХ).

4. Для всех симбионтов показано неспецифическое увеличение содержания ДГТС -бесфосфорного бетаинового липида. Высказано предположение о возможной адаптивной роли этого процесса.

5. Состояние окислительного стресса сопровождается следующими изменениями в жирнокислотном компоненте ФЛ и ДГТС: а) незначительное увеличение степени ненасыщенности во фракции, обогащенной Соссотуха sp.; б) снижение степени ненасыщенности, увеличение относительного содержания короткоцепочечных ЖК во фракции, обогащенной Nostoc sp.; в) снижение степени ненасыщенности во фракциях, обогащенных микобионтами (за счет увеличения относительного содержания насыщенных ЖК - у микобионта P. aphthosa, за счет увеличения относительного содержания моноеновых ЖК - у микобионта P. canina).

6. На основании данных по увеличению относительного содержания гидропероксидов ЖК, а также изменению состава ЖК установлено, что: а) в клетках Соссотуха sp. функционируют достаточно эффективные системы антиокислительной защиты и репарации поврежденных липидных молекул; б) в клетках Nostoc sp. на фоне достаточно стабильного состояния большей части ГЛ происходит интенсивное окисление ФЛ; в) антиокислительные системы микобионта P. aphthosa менее эффективны по сравнению с P. canina, низкий уровень ПОЛ в клетках которого может быть связан со структурными перестройками ЖК фосфолипидов («регуляция субстратом»),

7. Изучен состав низкомолекулярных АО липидной фазы - каротиноидов и токоферолов. Показано, что все симбионты содержат (3-каротин. У Соссотуха sp. идентифицированы также лютеин (доминирующий компонент), неоксантин, виолаксантин и зеаксантин. У Nostoc sp. обнаружены эхиненон (основной компонент), кантаксантин, зеаксантин. Среди токоферолов у симбионтов лишайников обнаружена только а-форма.

8. Показано, что окислительный стресс вызывает накопление зеаксантина у зеленой симбиотической водоросли Соссотуха sp. и зеаксантина с кантаксантином у цианобионта Nostoc sp. Возможно, дополнительный синтез этих соединений, известных своей высокой антиокислительной активностью, является одной из адаптивных реакций лишайниковых фотобионтов, позволяющих им сохранять жизнеспособность в стрессовых условиях. Действие АКМ сопровождается постепенным снижением содержания а-токоферола в клетках фотобионтов, что указывает на активное участие этого соединения в процессе торможения ПОЛ.

9. Изучение влияния АКМ на работу ферментативных систем антиокислительной защиты выявило два типа ответа на стрессовое воздействие: а) скоординированная работа ферментов, активность которых в ходе эксперимента не опускается ниже контрольных значений (Соссотуха sp., микобионт P. canina); б) попеременная активация ферментных систем антиокислительной защиты, сопровождающаяся частичным ингибированием того или иного энзима (Nostoc sp., микобионт Р. aphthosa).

10. В опытах in vitro протестирована потенциальная антиокислительная активность лишайниковых вещества фенольной природы (депсидов и депсидонов). Максимальная активность обнаружена у депсидона физодовой кислоты. Сделано предположение, что соединения класса фенолов в составе редокс-системы гваяколпероксидаза/фенолы/аскорбиновая кислота играют главную роль в защите грибных компонентов от окислительного стресса.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В ходе эволюции в различных группах живых организмов параллельно возникали и совершенствовались многоуровневые системы антиокислительной защиты. Процесс становления и развития этих систем особенно быстро протекал в паразитических ассоциациях, где паразит стимулировал развитие защитных систем хозяев и одновременно приобретал новые формы устойчивости к ним. Существует мнение, что коадаптация паразитов и их хозяев является одним из важнейших факторов развития новых форм защитных систем (Астафьев, Петров, 1992: Каратыгин, 1993).

В этой связи особый интерес представляют устойчивые паразитические ассоциации, сохраняющие стабильность на протяжении многих лет. Длительное сосуществование организмов в такой ассоциации является свидетельством эффективности их защитных систем, в том числе систем антиокислительной защиты. Ярким примером подобных ассоциаций являются лишайники - древний симбиоз между паразитическими грибами, водорослями и цианобактериями.

Защита от повреждающего действия продуктов свободнорадикального окисления (АКМ, органические радикалы) происходит на различных уровнях. Например, у многих грибов и микроорганизмов детоксикация этих токсичных веществ происходит экстрацеллюлярно за счет выделяющихся в среду ферментов антиокислительной защиты (преимущественно пероксидаз), низкомолекулярных АО, соединений, участвующих в хелатировании ионов металлов - катализаторов ПОЛ. В ходе исследования было показано, что подобные явления, по-видимому, имеют место и у микобионтов лишайников, обладающих чрезвычайно высокой активностью гваяколпероксидазы и содержащих многочисленные АО на поверхности клеточных стенок. Возможно, у лишайниковых грибов функционирует своеобразный внеклеточный редокс-цикл, включающий гваяколпероксидазу и лишайниковые вещества фенольной природы. Кроме гипотетического участия в составе редокс-цикла, лишайниковые вещества обладают собственной антиокислительной активностью. Они активно элиминируют свободные радикалы (доказано в модельных опытах in vitro) и участвуют в подавлении ферментативного липоксигенирования. Таким образом, лишайниковые вещества способны обрывать развитие свободнорадикального процесса как на стадии инициации, так и на стадии продолжения цепи. Учитывая высокую активность и полифункциональность данной группы веществ, можно предположить, что они и связанные с ними соединения составляют основу антиокислительных систем лихенизированных грибов.

Избежавшие экетрацеллюлярного распада АКМ легко попадают в клетку. На этой стадии, одной из важнейших стратегий, обеспечивающих защиту организма от окислительного стресса, является биохимическая адаптация мембранных структур. Ведущую роль в поддержании определенных физико-химических характеристик мембран играют липиды, при этом наибольшей пластичностью обладает их жирнокислотный компонент. В работе показано, что реализация данной стратегии у симбионтов лишайников происходит двумя путями - за счет поддержания исходного состава липидов (данная стратегия с большей или меньшей эффективностью осуществляется у фотобионтов) либо за счет изменений липидного профиля. Последнее особенно характерно для лишайниковых грибов. Причем, у микобионта P. canina реализация данной программы происходит в первую очередь на уровне жирнокислотного компонента (замена легкоокисляемых полиненасыщенных ЖК на более устойчивые моноеновые ЖК), в то время как у микобионта P. aphthosa - на уровне полярных групп (замена ФЭ на ФХ).

В условиях свободнорадикального окисления параллельно с адаптацией липидного компонента мембран, усиливается синтез многочисленных низкомолекулярных АО, а также комплексов, ответственных за их регенерацию. Активируются ферменты антиокислительной защиты - супероксиддисмутазы, пероксидазы, каталаза. Было показано, что у лишайниковых фотобионтов в процесс торможения свободнорадикального окисления активно вовлекаются каротиноиды, токоферолы и локализованная в хлоропласте (в межтилакоидном матриксе у цианофит) СОД. Таким образом, в клетках фотобионтов большая часть реакций антиокислительной защиты протекает на уровне хлоропласта, в состав мембранных структур которого входят наиболее уязвимые для АКМ легкоокисляемые полиненасыщенные ЖК.

Относительное содержание субклеточных мембранных структур, а соответственно и содержание входящих в них полярных липидов, в клетках лихенизированных грибов не велико. Поэтому кроме плазматической мембраны, в полной мере испытывающей окислительную нагрузку, основной мишенью действия АКМ у этих организмов являются цитоплазма и многочисленные «пищеварительные» вакуоли, содержащие ненасыщенные нейтральные липиды, в состав которых входит легкоокисляемая арахидоновая кислота. Эти особенности ультраструктуры грибов определяют распространение иных систем детоксикации АКМ , приуроченных в первую очередь к цитоплазме и вакуолям. Среди таких систем наибольшей эффективностью обладают пероксидазы. Высокая активность этого фермента антиокислительной защиты была обнаружена у лишайниковых микобионтов. Гипотетическая схема взаимодействия антиокислительных систем лишайниковых симбионтов приведена на рис. 50.

Рис. 50. Гипотетическая схема взаимодействия антиокислительных систем лишайниковых симбионтов. 1 - супероксиддисмутаза, 2 - гваяколпероксидаза, 3 - каротиноиды, 4 - токоферолы, 5 - лишайниковые вещества фенольной природы.

В заключение необходимо отметить, что выявление всего комплекса систем антиокислительной защиты, с учетом многоуровневых связей между АО, компенсаторных путей адаптации и т.п., в такой сложной симбиотической системе как лишайник невозможно осуществить в рамках одной работы. В связи с этим, можно предложить некоторые перспективные направления дальнейших исследований в этой области.

1. Приводимые в настоящем исследовании доказательства паразитической природы лишайникового симбиоза основаны, большей частью, на анатомических и цитологических данных. Серьезным доводом в пользу паразитической активности микобионта могут стать данные цитохимических исследований. Например, выявление АКМ, образующихся при взаимодействии хозяина и патогена, в местах контактов фото-и микобионтов, позволило бы с большей уверенностью говорить о паразитической природе лишайников.

2. Данные о потоке органических веществ в виде моносахаров от фото- к микобионту, полученные в 60—70-х годах, по всей вероятности, являются неполными.

Необходимо продолжать исследования в этом направлении с использованием мечен ых предшественников, ингибиторов метаболизма и др. Неожиданная находка а-токоферола у микобионтов, по-видимому, указывает на то, что это соединение (или его предшественники), также транспортируется из клеток фотобионта. Кроме того, по аналогии с микоризными грибами, существует вероятность переноса органических веществ в виде ЖК.

3. Синтез бесфосфорного полярного липида ДГТС, вероятно, играет важную роль в симбиотических (паразитарных) ассоциациях древних групп живых организмов. В условиях дефицита фосфора, характерного для подобных систем, построение мембран из ДГТС является своеобразной адаптацией для успешного сосуществования. Вероятно, способность к синтезу ДГТС становится особенно актуальной в период выхода из состояния анабиоза, при стрессовых воздействиях и других состояниях, характеризующихся активацией АТФ-зависимых процессов.

4. Изучение антиокислительных систем в дальнейшем должно проводиться с учетом всего комплекса низкомолекулярных соединений и ферментов, обеспечивающих бесперебойную работу редокс-циклов. Например, особое внимание необходимо уделить взаимосвязи токоферола и пигментов виолаксантинового цикла с аскорбиновой кислотой, а также ферментами, обеспечивающими оптимальное содержание аскорбата в клетке.

5. Более тщательного изучения заслуживают экзогенные системы детоксикации АКМ. Например, важным компонентом таких систем может быть комплекс гваяколпероксидаза/лишайниковые вещества фенольной природы. В связи с этим возникают новые вопросы о роли и возможных путях синтеза этих веществ. Например, процесс этерификации карбоксифенольных предшественников с образованием типичных лишайниковых депсидов и депсидонов может быть своеобразной реакцией, протекающей у микобионта гриба в ответ на действие АКМ, продуцируемых симбиотической водорослью. Возможная последовательность событий такова: воздействие микобионта приводит к активации ферментных систем фотобионта, участвующих в образовании АКМ (в частности, Н2О2); выделяемая во внешнюю среду перекись водорода активирует экстрацеллюлярную пероксидазную систему микобионта; пероксидаза начинает восстанавливать Н2О2, что сопровождается полимеризацией монофенолов с образованием депсидов и депсидонов.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Котлова, Екатерина Робертовна, 2000 год

1. Антиоксидаитные свойства антибиотиков // Биоантиоксидант. Материалы международного симпозиума в рамках международной выставки «Медицина и охрана здоровья. Медтехника и аптека». Тюмень: Изд-во Тюменского государственного ун-та, 1997. С. 114—115.

2. Астафьев Б.А., Петров О.Е. Эволюционно-генетическая теория паразитизма // Успехи соврем, биол. 1992. Т. 112. Вып. 2. С. 163—175.

3. Бажанова Н.В., Маслова Т.Г., Попова И.А., Попова О.Ф., Сапожников Д.И., Эйдельман З.М., Черноморский С.М., Меницкая И.М. Пигменты пластид зеленых растений и методика их исследования. М.-Л.: Наука, 1964. 122 с.

4. Бергельсон Л.Д., Дятловицкая Э.В., Молотковский Ю.Г., Батраков С.Г., Барсуков Л.И.,• Проказова Н.В. Препаративная биохимия липидов. М.: Наука, 1981. 256 с.

5. Болдырев А.А. Введение в биохимию мембран. М.: Высшая школа, 1986. 112 с.

6. Бородин Е.А., Доровских В.А., Егоров К.Е., Штарберг М.А. Антиоксидантный ипрооксидантный эффекты фосфолипидов. Есть ли здесь противоречие? // Тез. стенд, сообщ. II съезд биохимического общества РАН. Пущино, 1997. Ч. 2. С. 406.

7. Бурлакова Е.Б., Храпова Н.Г. Перекисное окисление липидов мембран и природные антиоксиданты // Успехи хим. 1985. Т. 54. Вып. 9. С. 1540—1558.

8. Бычек И.А. Влияние температурных особенностей и уровня освещенности в средеобитания на состав липидов лишайников и бриофитов: Автореф. дис. . канд. биол. наук. СПб, 1995.20 с.

9. Бычек И.А., Бычек Е.А. Влияние условий освещенности на состав липидов и жирных кислот у лишайника Parmelia tinctina II Биохимия. 1996. Т. 61. Вып. 4. С. 629— 634.

10. Бычек И.А., Бычек Е.А., Байбулатова Н.Э. Липиды и жирные кислоты лишайника

11. Umbilicaria virginis Schaer. на различных стадиях онтогенеза // Биохимия. 1996.• Т. 61. Вып. 5. С. 821—825.

12. Бычек-Гущина И.А. Изучение биохимических аспектов лишайникового симбиоза. I. Липиды и жирные кислоты культивируемых симбионтов лишайников // Биохимия. 1997. Т. 62. Вып. 5. С. 574—580.

13. Бычек-Гущина И.А., Котлова Е.Р., Хейпиепер X. Влияние сернистого ангидрида налипидный и жирнокислотный состав лишайников // Биохимия. 1999. Т. 64. Вып. 1. С. 76—82.

14. Вайнштейн Е.А. Лишайниковые кислоты и проницаемость клеток водоросли Trebouxia ericill Физиол. раст. 1985. Т. 32. №6. С. 1153—1157.

15. Вайнштейн Е.А. Лишайниковый симбиоз и физиолого-биохимическая регуляциявзаимоотношений грибного и водорослевого компонентов: Автореф. дис. . д-ра биол. наук. Л., 1988. 45 с.

16. Вайнштейн Е.А. Регуляторные механизмы лишайникового симбиоза II Успехи соврем, биол. 1990. Т. 109. Вып. 2. С. 311—320.

17. Вайнштейн Е.А. О лишайниковых углеводах // Новости систематики низших растений. 1993. Т. 28. С. 73—83.

18. Веселова T.B., Веселовский В.А., Чернавский Д.С. Стресс у растений (биофизическийподход). М.: Изд-во Московского государственного ун-та, 1993. 144 с.

19. Годнев Т.Н., Ходасевич Э.В., Арнаутова А.И. О биосинтезе пигментов приотрицательной температуре у лишайников и зимующих растений // Докл. Акад. Наук СССР, сер. биол. 1966. Т. 167. № 2. С. 451—453.

20. Голлербах М.М., Седова Т.В. Симбиоз у водорослей // Бот. журн. 1974. Т. 59. № 9. С.1359—1374.

21. Голубкова Н.С. Компоненты лишайников и их взаимоотношения // Жизнь растений. Т. 3. Водоросли. Лишайники. Голлербах М.М. (ред.). М.: Просвещение, 1977. С. 380—389.

22. Голубкова Н.С. К вопросу о происхождении и путях эволюции лишайниковогосимбиоза // Новости систематики низших растений. 1993. Т. 28. С. 84—104.

23. Гомбоева С.Б., Гесслер Н.Н., Шумаев К.Б., Хомич Т.Н., Мойсеенок А.Г., Быховский

24. В.Я. Некоторые природные и синтетические антиоксиданты как стабилизаторы превращения p-каротина в витамин А // Биохимия. 1998. Т. 63. Вып. 2. С. 224— 229.

25. Гудвин Т. Сравнительная биохимия каротиноидов. М.: Изд-во иностраннойлитературы, 1954. 396 с.

26. Дембицкий В.М., Печенкина Е.Е. Фосфолипидный и жирнокислотный состав высших грибов // Хим. прир. соедин. 1991. № 2. С. 182—184.

27. Денисова Н.П. Протеолитические ферменты базидиальных грибов, таксономические и экологические аспекты их изучения. Автореф. дис. . д-ра биол. наук. Л., 1991. 31 с.

28. Дикарев В.П. Полярные липиды и жирные кислоты морских микроводорослей: Автореф. дис. . канд. биол. наук. Владивосток, 1987. 22 с.

29. Досон Р., Эллиот Д., Эллиот У., Джонс К. Справочник биохимика. М.: Мир., 1991. 544 с.

30. Ерошин В.К., Дедюхина Э.Г., Чистякова Т.И., Желифонова В.П., Ботаст РДж. Исследование синтеза арахидоновой кислоты грибами рода Mortierella: микробиологический метод селекции продуцентов арахидоновой кислоты // Микробиология. 1996. Т. 65. № 1. С. 31—36.

31. Журавлев А.И. Развитие идей Б.Н. Тарусова о роли цепных процессов в биологии // ^ Биоантиокислители в регуляции метаболизма в норме и патологии. Журавлев

32. А.И. (ред.). // Труды Московск. общ. исп. прир., отд. биол. 1982. Т. 57. С. 3—37.

33. Зайцев Г.Н. Математическая статистика в экспериментальной ботанике. М.: Наука, 1984. 424 с.

34. Зайцев Г.Н. Математический анализ биологических данных. М.". Наука, 1991. 184 с.

35. Зверева С.Б. Влияние недостатка цинка на состав фосфолипидов и их жирных кислот гетеротрофной эвглены (Euglena gracilis): Автореф. дис. . канд. биол. наук. Л., 1983. 16 с.

36. Зенков Н.К., Меныцикова Е.Б. Активированные кислородные метаболиты вбиологических системах // Успехи соврем, биол. 1993. Т. 113. Вып. 3. С. 286— 296.

37. Зинченко Г.А., Фунтикова Н.С., Белов А.П. Изучение элонгации жирных кислот вмикросомах грибов Mucor lusitanicus II Микробиология. 1993. Т. 62. Вып. 2. С. 238—241.

38. Ильинская Л.И., Озерецковская О.Л. Продукты липоксигеназного окисления жирных ^ кислот как сигнальные молекулы в индуцировании устойчивости растенийобзор) // Прикл. биохим. и микробиол. 1998. Т. 34. № 5. С. 467—479.

39. Ильинская Jl.И., Васюкова Н.И., Озерецковская О.Л. Биохимические аспектыиндуцированной устойчивости и восприимчивости растений // Итоги науки и техн., сер. защ. раст. 1991. Т. 7. С. 1—196.

40. Каган В.Е., Орлов О.Н., Прилипко Л.Л. Проблема анализа эндогенных продуктовперекисного окисления липидов // Итоги науки и техн., сер. биофиз. 1986. Т. 18. С. 5—135.

41. Капич А.Н., Шишкина Л.Н. Фосфолипиды мицелия дереворазрушающихбазидиомицетов // Микол. и фитопатол. 1993. Т. 27. Вып. 3. С. 32—37.

42. Капич А.Н., Шишкина Л.Н. Перекисное окисление липидов и его регуляция в мицелии ксилотрофных базидиомицетов //Микробиология. 1995. Т. 64. № 3. С. 320—326.

43. Капич А.Н., Романовен Е.С., Войт С.П. Содержание и жирнокислотный состав липидов дереворазрушающих базидиомицетов // Микол. и фитопатол. 1990. Т. 24. № 1. С. 51—56.

44. Каратыгин И.В. Коэволюция грибов и растений. СПб: Гидрометеоиздат, 1993. 118 с.

45. Кейтс М. Техника липидологии. Выделение, анализ и идентификация липидов. М.: Мир, 1975.322 с.

46. Кения М.В., Лукаш А.И., Гуськов Е.П. Роль низкомолекулярных антиоксидантов при % окислительном стрессе // Успехи соврем, биол. 1993. Т. 113. Вып. 4. С. 456—470.

47. Кирхнер Ю. Тонкослойная хроматография. М.: Мир, 1981. Т. 1.616 с.

48. Климов А.Н., Никульчева Н.Г. Липиды, липопротеиды и атеросклероз. СПб: Питер Пресс, 1995.304 с.

49. Клячко-Гурвич Г.Л., Семененко В.Е. О количественной экстракции нативных липидов из клеток хлореллы // Физиол. раст. 1978. Т. 25. Вып. 2. С. 412—417.

50. Конова И.В., Волкова О.В. Лабильность полярных липидов у фикомицетов // Микробиология. 1982. Т. 51. Вып. 6. С. 1010—1013.

51. Конова И.В., Гончарова О.В., Бирюзова В.И. Влияние концентрации фосфора напроцессы цитодифференциации гриба Blakeslea trispora II Микробиология. 1987. Т. 56. Вып. 6. С. 1006—1009.

52. Корнюшенко Г.А. Исследование гетерогенности виолаксантина с помощью * "физиологической метки": Автореф. дис. . канд. биол. наук. Л., 1970. 20 с.

53. Кузнецова Л.С. Влияние антиоксидантов на состав липидов Cunninghamella japonica в норме и в состоянии стресса: : Автореф. дис. . канд. биол. наук. М., 1990. 25 с.

54. Кухтина Е.Н., Храпова Н.Г., Бурлакова Е.Б., Сарычева И.К., Евстигнеева Р.П.

55. Лавриненко И.А., Лавриненко О.В., Елсаков В.В. Использование методовпопуляционной генетики при исследовании лишайников // Биоиндикация состояния природной среды Воркутинской тундры. Сыктывкар, 1996. С. 103— 114.

56. Лось Д.А. Регуляция экспрессии генов десатураз жирных кислот: молекулярныемеханизмы низкотемпературной адаптации: Автореф. дис. . д-ра биол. наук. М., 1996.48 с.

57. Лось Д.А. Десатуразы жирных кислот: адаптивная экспрессия и принципы регуляции // Физиол. раст. 1997. Т. 44. № 4. С. 528—540.

58. Марголис Л.Б., Бергельсон Л.Г. Липосомы и их взаимодействия с клетками. М.: Наука, 1986. 240 с.

59. Маслова Т.Г., Попова И.А., Корнюшенко Г.А., Королева О.Я. Развитие представлений о функциях виолаксантинового цикла в фотосинтезе // Физиол. раст. 1996. Т. 43. № 3. С. 437—449.

60. Матвиенко A.M. Класс протококковые (Protococcophyceae) // Жизнь растений. Т. 3.

61. Водоросли. Лишайники. Голлербах М.М. (ред.). М.: Просвещение, 1977. С. 273—281.

62. Меньшов В.А., Шишкина Л.Н., Бурлакова Е.Б., Кишковский З.Н. Биофизические и биохимические аспекты регуляции перекисного окисления липидов клеток винных дрожжей // Биофизика. 1996. Т. 41. Вып. 6. С. 1239—1246.

63. Мерзляк М.Н. Активированный кислород и окислительные процессы в мембранахрастительной клетки // Итоги науки и техн., сер. физиол. раст. 1989. Т. 6. С. 5— 167.

64. Новицкая Г.В. Методическое руководство по тонкослойной хроматографии фосфолипидов. М.: Наука, 1972. 64 с.

65. Окснер А.Н. Морфология, систематика и географическое распространение // Определитель лишайников СССР. Л.: Наука, 1974. Вып. 2. С. 1—284.

66. Осипов А.Н., Азизова О.А., Владимиров Ю.А. Активные формы кислорода и их роль в организме //Успехи биол. хим. 1990. Т. 31. С. 180—208.

67. Поберезкина Н.Б., Осинская Л.Ф. Биологическая роль супероксиддисмутазы // * Украшськ. 6ioxiM. журн. 1989. Т. 61. № 2. С. 14—27.

68. Равинская А.П. Лишайниковые кислоты и их биологическая роль // Новости систематики низших растений. 1984. Т. 21. С. 160—178.

69. Равинская А.П., Вайнштейн Е.А. Влияние экстрактов из лишайников и лишайниковых кислот на водоросли // Бот. журн. 1976. Т. 61. № 10. С. 1410—1416.

70. Самуилов В.Д., Безряднов Д.В., Гусев М.В., Киташов А.В., Федоренко Т.А. Н202 ингибирует рост цианобактерий // Биохимия. 1999. Т. 64. Вып. 1. С. 60—67.

71. Медтехника и аптека". Тюмень: Изд-во Тюменского государственного ун-та,1997. С. 26—28.

72. Тарчевский И.А. Катаболизм и стресс у растений. М.: Наука, 1993. 80 с. Телитченко М.М., Остроумов С.А. Введение в проблемы биохимической экологии:

73. Биотехнология, сельское хозяйство, охрана среды. М.: Наука, 1990. 288 с. Терешина В.М., Меморская А.С., Феофилова Е.П. Экспресс-метод определениясодержания ликопина и |3-каротина// Микробиология. 1994. Т. 63. Вып. 6. С. 1111—1116.

74. Титов В.Н. Транспорт липопротеидами насыщенных и полиеновых жирных кислот //

75. Микробиология. 1994. Т. 63. Вып. 5. С. 757—776. Феофилова Е.П. Прогресс в области экспериментальной микологии как основа для создания современных биотехнологий // Микробиология. 1997. Т. 66. № 3. С. * 302—309.

76. Феофилова Е.П., Кузнецова J1.C. Влияние антиоксидантов на рост и состав липидов Cunninghamella japonica в норме и под действием стрессора // Микробиология.1996. Т. 65. №4. С. 467—473.

77. Чиркова Т.В. Пути адаптации растений к гипоксии и аноксии: Л.: Изд-во ЛГУ, 1988.244 с.

78. Чиркова Т.В., Синютина Н.Ф., Блюдзин Ю.А., Барский И.Э., Сметанникова С.В.

79. Жирные кислоты фосфолипидов митохондрий и микросом корней проростков пшеницы и риса при аэрации и анаэробиозе // Физиол. раст. 1989. Т. 36. Вып. 1. С. 126—133.

80. Шапиро И.А. Физиолого-биохимические изменения у лишайников под влияниематмосферного загрязнения // Успехи соврем, биол. 1996. Т. 116. Вып. 2. С. 159— 171.

81. Шишкина Л.Н., Меньшов В.А., Брин Э.Ф. Перспективы использования модельной реакции окисления метилолеата для исследования кинетических свойств липидов // Известия Российской Академии Наук, сер. биол. 1996. № 3. С. 292— 297.

82. Abumrad N., Harmon С., Ibrahimi A. Membrane transport of long-chain fatty acids: evidence for facilitated process // J. Lipid Res. 1998. Vol. 39. No. 12. P. 2309—2318.

83. Adams III W.W. Demmig-Adams В., Lange O.L. Carotenoid composition and metabolism ingreen and blue-green algal lichens in the field // Oecologia. 1993. Vol. 94. P. 576— 584.

84. Aebi H.E. Catalase // Methods of enzymatic analysis. Vol. III. Enzymes 1: Oxidoreductases, transferases. Bergmeyer I., Grassl M. (eds.). Weinheim etc., 1983. P. 271—286.

85. Aebi H. Catalase in vitro II Methods in enzymology. Vol. 105. Oxygen radicals in biological systems. Packer L. (ed.). San Diego etc.: Academic Press, 1984. P. 121 —126.

86. Ahmadjian V. Algal/fungal symbiosis // Progress in physiological research. Round F.E.,

87. Chapman D.J. (eds.). Amsterdam: Elsevier Biomedical Press, 1982. Vol. 1. P. 179— 233.

88. Ahmadjian V. The lichen symbiosis. New York: John Wiley & Sons, 1993. 250 p.

89. Ahmadjian V., Jacobs J.B. Algal-fungal relationships in lichens: recognition, synthesis and development// Algal symbiosis. Goff L.J. (ed.). Cambridge: Cambridge University Press, 1983. P. 147—172.

90. Alscher R.G., Donahue J.L., Cramer C.L. Reactive oxygen species and antioxidants: relationships in green cells // Physiol. Plant. 1997. Vol. 100. P. 224—233.

91. Amako K., Chen G.-X., Asada K. Separate assays specific for ascorbate peroxidase and ^ guaiacol peroxidase and for the chloroplastic and cytosolic isozymes of ascorbateperoxidase in plants // Plant Cell Physiol. 1994. Vol. 35. No. 3. P. 497—504.

92. Aoyama Т., Nakakita Y., Nakagawa M., Sakai H. Screening for antioxidants of microbial origin // Agric. Biol. Chem. 1982. Vol. 46. No. 9. P. 2369—2371.

93. Apostol I., Heinstein P.F., Low P.S. Rapid stimulation of a oxidative burst during elicitation of cultured plant cells. Role in defense and signal transduction // Plant Physiol. 1989. Vol. 90. P. 109—116.

94. Aratani Т., Mita K., Mizui F. Application of direct spectrophotometry to the analysis ofchromatograms. III. A new micro thin-layer chromatoplate and its application to the analysis of tocopherols // J. Chromatogr. 1973. Vol. 79. P. 179—185.

95. Physiol. 1998. Vol. 117. P. 565—574.

96. Arisz S.A., van Himbergen J.A.J., Musgrave A., van den Ende H., Munnik T. Polarglycerolipids of Chlamidomonas moewusii II Phytochemistry. 2000. Vol. 53. No. 2. P. 265—270.

97. Ascaso C. A rapid method for the quantitative isolation of green algae from lichens // Ann. Bot. 1980. Vol. 45. P. 483.

98. Asada K. Ascorbate peroxidase a hydrogen peroxide-scavenging enzyme in plants. // Physiol. Plant. 1992. Vol. 85. P. 235—241.

99. Asada K., Kanematsu S., UchidaK. Superoxide dismutases in photosynthetic organisms:absence of the cuprozinc enzyme in eukaryotic algae // Arch. Biochem. Biophys. 1977. Vol. 179. No. l.P. 243—256.

100. Ascaso C. A rapid method for the quantitative isolation of green algae from lichens // Ann. Bot. 1980. Vol. 45. P. 483.

101. Askerlund P., Larsson C., Widell S., Moller I.M. NAD(P)H oxidase and peroxidase activity in . purified plasma membranes from cauliflower inflorescence // Physiol. Plant. 1987.1. Vol. 71. P. 8—19.

102. Aust S.D., Morehouse L.A., Thomas C.E. Role of metals in oxygen radical reactions // Free

103. D.J., LaMorte R.L., Wall G.W. Seasonal variations of antioxidants in wheat (Triticum aestivum) leaves grown under field conditions // Austral. J. Plant Physiol. 1996. Vol. 23. P. 687—698.

104. Bouaid K., Vicente C. Chlorophyll degradation effected by lichen substances // Ann. Bot.

105. Fenn. 1998. Vol. 35. No. 1. P. 71—74. Bowler C., Van Montagu M., Inze D. Superoxide dismutase and stress tolerance // Annul Rev.

106. Plant Physiol. Plant Molec. Biol. 1992. Vol. 43. P. 83—116. Brandt P., Eichenberger W. Developmental heterogeneity of the lipid distribution in thethylakoid membranes of Euglena gracilis II Physiol. Plant. 1991. Vol. 82. P. 594— 598.

107. Brash A.R., Ingram C.D., Harris T.M. Analysis of a specific oxygenation reaction of soybean lipoxygenase-1 with fatty acids esterified in phospholipids // Biochemistry. 1987. Vol. 26. No. 17. P. 5465—5471.

108. Brenner R.R. Effect of unsaturated acids on membrane structure and enzyme kinetics // Progr.1.pid Res. 1984. Vol. 23. P. 69—96.

109. Brigelius-Flohe R., Traber M.G. Vitamin E: function and metabolism // F.A.S.E.B. J. 1999. Vol. 13. No. 10. P. 1145—1155.

110. Brown D.J., DuPont F.M. Lipid composition of plasma membranes and endomembranesprepared from roots of barley (Hordeum vulgare L.). Effects of salt. // Plant Physiol. 1989. Vol. 90. P. 955—961.

111. Brown D., Kershaw K.A. Electrophoretic and gas exchange patterns of two populations of Peltigera rufescens // Lichen physiology and cell biology. Brown D.H. (ed.). New York, London: Plenum Press, 1985. P. 111—128.

112. Brown J.H., Chambers J.A., Thompson J.E. Acyl chain and head group regulation ofphospholipid catabolism in senescing carnation flowers // Plant Physiol 1991. Vol. 95. P. 909—916.

113. Brash A.R., Ingram C.D., Harris T.M. Analysis of a specific oxygenation reaction of soybean lipoxygenase-1 with fatty acids esterified in phospholipids // Biochemistry. 1987. Vol. 26. No. 17. P. 5465—5471.

114. Bueno P., Varela J., Gimeenez-Gallego G., del Rio L.A. Peroxisomal copper, zinc superoxide fc dismutase. Characterization of the isoenzyme from watermelon cotyledons // Plant

115. Physiol. 1995. Vol. 108. P. 1151—1160.

116. Buettner G.R. Activation of oxygen by metal complexes and its relevance to autoxidative process in living systems // Bioelectrochem. Bioenerget. 1987. Vol. 18. P. 29—36.

117. Buettner G.R. The pecking order of free radicals and antioxidants: lipid peroxidation, atocopherol, and ascorbate // Arch. Biochem. Biophys. 1993. Vol. 300. No. 2. P. 535— 543.

118. Burczyk J., Szkawran H., Zontek I., Czygan F.-C. Carotenoids in the outer cell-wall layer of Scenedesmus (Chlorophyceae) II Planta. 1981. Vol. 151. No. 3. P. 247—250.

119. Burton G.W., Ingold K.U. p-carotene: an unusual type of lipid antioxidant // Science. 1984. Vol. 224. P. 569—573.

120. Burton G.W., Ingold K.U. Mechanisms of antioxidant action: preventive and chain-breaking antioxidants // Handbook of free radicals and antioxidants in biomedicine. Miquel J. (ed.). Boca Raton: CRC Press, 1988. Vol. 2. P. 29—43.

121. Burton G.W., LaPage Y., Fabe E.J., Ingold K.U. Antioxidant activity of vitamin E and related phenols: importance of stereoelectronic factors // J. Amer. Chem. Soc. 1980. Vol. 102. • P. 7791—7792.

122. Burton G.W., Doba Т., Gabe E.J., Hughes L., Lee F.L., Prasad L., Ingold K.U. Autooxidation of biological molecules. 4. Maximizing the antioxidant activity of phenols // J. Amer. Chem. Soc. 1985. Vol. 107. P. 7053—7065.

123. Bychek I.A., Bychek E.A. Comparison of lipids and fatty acids of the lichen Rhizoplaca peltata collected from foothill and high mountain habitats in the same region // Lichenologist. 1996. Vol. 28. No. 5. P. 465—469.

124. Bychek I.A., Kotlova E.R. Role of lipids and fatty acids in adaptation of lichen species

125. Cetraria islandica (L.) Ach. to sulfur dioxide effect // Programme and abstracts of the Fourth International Symposium on Responses of Plant Metabolism to Air Pollution and Global Change. Egmond aan Zee, 1997. P. 79.

126. Bychek I. A., Kotlova E.R. Effect of sulfur dioxide on lipids of Peltigera aphthosa and itsisolated photobiont // Progress and problems in lichenology in nineties. Abstract of the Third Symposium IAL3. Salzburg, 1996. P. 217.

127. Bychek I.A., Bychek E.A., Baybulatova N.E. Polar and neutral lipids in some lichens from , Issyk-Kul and Baikal regions // J. Hattori Bot. Lab. 1996. No. 79. P. 99—106.

128. Cakmak I., Horst W.J., Effect of aluminium on lipid peroxidation, superoxide dismutase,catalase, and peroxidase activities in root tips of soybean (Glycine max) II Physiol. Plant. 1991. Vol. 83. P. 463—468.

129. Canas M.S., Orellana L., Pignata M.L. Chemical response of the lichens Parmotrema austrosinense and P. conferendum transplanted to urban and non-polluted environments // Ann. Bot. Fenn. 1997. Vol. 34. P. 27—34.

130. Castelluccio C., Paganga G., MelikianN., Bolwell G.P., Pridham J., Sampson J., Rice-Evans C. Antioxidant potential of intermediates in phenylpropanoid metabolism in higher plants // Fed. Eur. Biochem. Soc. Lett. 1995. Vol. 368. P. 188—192.

131. Caudales R., Wells J.M. Differentiation of free-living Anabaena and Nostoc cyanobacteria on the basis of fatty acid composition // Int. J. Syst. Bacteriol. 1992. Vol. 42. No. 2. P. 246—251.

132. Caudales R., Wells J.M., Antoine A.D. Cellular fatty acid composition of symbiotic ^ cyanobacteria isolated from the aquatic fern Azolla II J. Gen. Microbiol. 1992. Vol.138. P. 1489—1494.

133. Cerda-Olmedo E., Avalos J. Oleaginous fungi: carotene-rich oil from Phycomyces II Progr. Lipid Res. 1994. Vol. 33. No. 1—2. P. 185—192.

134. Certik M., Andrasi P., Sajbidor J. Effect of extraction methods on lipid yield and fatty acid composition of lipid classes containing y-linolenic acid extracted from fungi // J. Amer. Oil Chem. Soc. 1996. Vol. 73. No. 3. P. 357—365.

135. Chandlee J.M., Tsaftaris A.S., Scandalios J.G. Purification and partial characterization ofthree genetically defined catalases of maize // Plant Sci. Lett. 1983. Vol. 29. P. 117— 131.

136. Chen G.-X., Asada K. Inactivation of ascorbate peroxidase by thiols requires hydrogen peroxide // Plant Cell Physiol. 1992. Vol. 33. P. 117—123.

137. Chen J., Goldsborough P.B. Increased activity of y-glutamylcysteine synthetase in tomato cells selected for cadmium tolerance // Plant Physiol. 1994. Vol. 106. P. 233—239.

138. Cheng W.-H., Fu Y.X., Porres J.M., Ross D.A., Lei X.G. Selenium-dependent cellular glutathione peroxidase protects mice against a pro-oxidant-induced oxidation of NADPH, NADH, lipids, and protein//F.A.S.E.B. J. 1999. Vol. 13. P. 1467—1475.

139. Cifuentes B. Regulation of urease activity by lichen phenols // Surface physiology of lichens. Vicente C., Brown D.H., Legaz M.E. (eds.). Madrid: Universidad Complutense, 1985. P. 73—85.

140. Conconi A., Miquel М., Browse J.A., Ryan С.A. Intracellular levels of free linolenic andlinoleic acids increase in tomato leaves in response to wounding // Plant Physiol. 1996. Vol. 111. P. 797—803.

141. Cooney R.W., France A.A., Harwood P.J., Hatch-Pigott V., Custer L.J., Mordan L.J. y-Tocopherol detoxification of nitrogen dioxide: superiority to a-tocopherol // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1993. Vol. 90. P. 1771—1775.

142. Cooke R. The biology of symbiotic fungi. Chichester etc.: John Wiley & Sons, 1978. 282 p.

143. Costa V., Reis E., Quintanilha A., Moradas-Ferreira P. Acquisition of ethanol tolerance in Saccharomyces cerevisiae: the key role of the mitochondrial superoxide dismutase // Arch. Biochem. Biophys. 1993. Vol. 300. No. 2. P. 608—614.

144. Croft K.P.C. Voisey C.R., Slusarenko A.J. Mechanism of hypersensitive cell collapse: fc correlation of increased lipoxygenase activity with membrane damage in leaves of

145. Phaseolus vulgaris L. inoculated with an avirulent race of Pseudomonas syringae pv. phaseolicola II Physiol. Molec. Plant Pathol. 1990. Vol. 36. P. 49—62.

146. Cuello J. Differential effects of linolenic acid and methyl jasmonate on the degradation ofchlorophylls and carotenoids of senescing barley leaves // Acta Bot. Neerl. 1997. Vol. 46. No. 3. P. 303—314.

147. Culberson C.F. Chemical and botanical guide to lichen products. Chapel Hill: University of North Carolina Press, 1969. 628 p.

148. Culberson C.F., Ahmadjian V. Artificial reestablishment of lichens. II. Secondary products of resynthesized Cladonia cristatella and Lecanora chrysoleuca II Mycologia. 1980. Vol. 72. No. LP. 90—109.

149. Culberson C.F., Culberson W.L., Johnson A. Second supplement to "Chemical and botanical guide to lichen products". St. Louis: Missouri Botanical Garden, 1977. 400 p.

150. Czeczuga B. Investigations on carotenoids in lichens. I. The presence of carotenoids in representatives of certain families // Nova Hedwigia. 1979. Vol. 31. P. 337—347.

151. Czeczuga B. Investigations on carotenoids in lichens. III. Species of Peltigera Willd. // Cryptog. Bryol. Lichenol. 1980. Vol. 1. No. 2. P. 189—196.

152. Czeczuga В., Olech M. Investigations on carotenoids in lichens. XXV. Studies of carotenoids in lichens from Spitsbergen. Phyton. 1990. Vol. 30. P. 235—245.

153. Czeczuga В., Stenroos S., Christensen S.N., Ahti T. Variability of carotenoid composition in some species of the lichen genera Cladonia and Cladina II Ann. Bot. Fenn. 1991. Vol. 28. P. 123—130.

154. Czeczuga В., Kudratov I., Baibulatova N.E. Carotenoids in certain lichens from Pamir-Alai and Tien-Shan mountains // Feddes Repert. 1993. Vol. 104. No. 1—2. P. 59—66.

155. Czeczuga В., Etayo J., Giralt M,, Casares M., Lumbsch H.T., Salema R. Carotenoids in the thalli of lichen species on the Iberian Peninsula // Feddes Repert. 1996. Vol. 107. No. 1—2. P. 89—97.

156. DeLong J.M., Steffen K.L. Lipid peroxidation and a-tocopherol content in a-tocopherol-supplemented thylakoid membranes during UV-B exposure // Environm. Exp. Bot.1998. Vol. 39.No. 2. P. 177-185.

157. Dembitsky V.M. Betaine ether-linked glycerolipids: chemistry and biology // Progr. Lipid

158. Dembitsky V.M., Rezanka Т., Bychek I.A., Shustov M.V. Identification of fatty acids from

159. Cladonia lichens // Phytochemistry. 1991b. Vol. 30. No. 12. P. 4015—4018. Dembitsky V.M., Bychek I.A., Kashin A.G. Chemical constituents of some lichen species // J.

160. Hattori Bot. Lab. 1992a. No. 71. P. 255—262. Dembitsky V.M., Rezanka Т., Bychek I. A. Lipid composition of some lichens // Phytochemistry. 1992b. Vol. 31. No. 5. P. 1617—1620.

161. Demmig В., Winter К., Kriiger A., Cygan F.-C. Photoinhibition and zeaxanthin formation inintact leaves. A possible role of the xanthophyll cycle in the dissipation of excess light energy // Plant Physiol. 1987. Vol. 84. P. 218—224.

162. Demmig-Adams B. Carotenoids and photoprotection in plants: a role for the xanthophyll zeaxanthin//Biochim. Biophys. Acta. 1990. Vol. 1020. P. 1—24.

163. Depka В., Jahns P., Trebst A. p-Carotene to zeaxanthin conversion in the rapid turnover of the ¥ D1 protein of photosystem II // Fed. Eur. Biochem. Soc. Lett. 1998. Vol. 424. P.267—270.

164. DePriest P.T. Molecular innovations in the lichen systematics: the use of ribosomal and intron nucleotide sequences in the Cladonia chlorophaea complex // Bryologist. 1993. Vol. 96. P. 314—325.

165. Dertien B.K., de Kok L.J., Kuiper J.C. Lipid and fatty acid composition of tree-growing and terrestrial lichens // Physiol. Plant. 1977. Vol. 40. P. 175—180.

166. Devlin W.S., Gustine D.L. Involvement of the oxidative burst in phytoalexin accumulationand the hypersensitive reaction // Plant Physiol. 1992. Vol. 100. No. 3. P. 1189—1195.

167. Dhindsa R.S. Drought stress, enzymes of glutathione metabolism, oxidation injury, and protein synthesis in Tortula ruralis II Plant Physiol. 1991. Vol. 95. P. 648—651.

168. Dillard C.J., Gavino V.C., Tappel A.L. Relative antioxidant effectiveness of a-tocopherol and y-tocopherol in iron-loaded rats // J. Nutr. 1983. Vol. 113. P. 2266—2273.

169. Di Mascio P., Kaiser S., Sies H. Lycopene as the most efficient biological carotenoid singlet oxygen quencher // Arch. Biochem. Biophys. 1989. Vol. 274. No. 2. P. 532—538.

170. Di Mascio P., Sundquist A.R., Devasagayam T.P.A., Sies H. Assay of lycopene and other ^ carotenoids as singlet oxygen quenchers // Methods in enzymology. Vol. 213.

171. Carotenoids. Packer L. (ed.). Part A. Chemistry, separation, quantitation, and antioxidation. San Diego etc.: Academic Press, 1992. P. 429—438.

172. Dionisio-Sese M.L., Tobita S. Antioxidant responses of rice seedlings to salinity stress // Plant Sci. 1998. Vol. 135. No. l.P. 1—9.

173. Dixon R.A. The phytoalexin response: elicitation, signalling and control of host gene expression//Biol. Rev. 1986. Vol. 61. P. 239—291.

174. Dixon R.A., Lamb C.J. Molecular communication in interactions between plants andmicrobial pathogens // Annul Rev. Plant Physiol. Plant Molec. Biol. 1990. Vol. 41. P. 339—367.

175. Doke N. NADPH-dependent 02 generation in membrane fractions isolated from wounded ^ potato tubers inoculated with Phytophthora infestans II Physiol. Plant Pathol. 1985.1. Vol. 27. P. 311—322.

176. Doke N., Ohashi Y. Involvement of an 02 generating system in the induction of necroticlesions on tobacco leaves infected with tobacco mosaic virus // Physiol. Molec. Plant Pathol. 1988. Vol. 32. P. 163—175.

177. Drew E.A., Smith D.C. Studies in the physiology of lichens. VII. The physiology of the Nostoc symbiont of Peltigera polydactyla compared with cultured and free-living forms. New Phytol. 1967. Vol. 66. No. 3. P. 379—388.

178. Duke M.V., Salin M.L. Purification and characterization of an iron-containing superoxidedismutase from a eukaryote, Ginko biloba II Arch. Biochem. Biophys. 1985. Vol. 243. P. 305—314.

179. Egger R., Schlee D., Turk R. Changes of physiological and biochemical parameters in thelichen Hypogimnia physodes (L.) Nyl. Due to the action of air pollutans a field study // Phyton. 1994. Vol. 34. No. 2. P. 229—242.

180. Eichenberger W., Araki S., Miiller D.G. Betaine lipids and phospholipids in brown algae // Phytochemistry. 1993. Vol. 34. No. 5. P. 1323—1333.

181. Eichenberger W., Gfeller H., Grey P., Gribi C., Henderson R.J. Gas chromatographic-massspectrometric identification of betaine lipids in Chroomonas salina II Phytochemistry. 1996. Vol. 42. No. 4. P. 967—972.

182. Elix J.A. Biochemistry and secondary metabolites // Lichen biology. Nash III T.A. (ed.). Cambridge: Cambridge University Press, 1996. P. 154—180.

183. Elix J. A., Whitton A. A. Recent progress in the chemistry of lichen substances // Progress in the chemistry of organic natural products. Herz W., Griseback H., Kirby G.W. (eds.). Vienna: Springer-Verlag, 1984. P. 103—234.

184. El-Sheek M.M., Rady A. A. Effect of phosphorus starvation on growth, photosynthesis and some metabolic processes in the unicellular green alga Chlorella kessleri II Phyton. 1995. Vol. 35. No. l.P. 139—151.

185. Elstner E.F. Comparison of "inflammation" of pine tree and humans // Oxygen radicals inchemistry and biology. Bors W., Saran M., Tait D. (eds.). Berlin etc.: Walter de Gruyter, 1984. P. 369—381.

186. Elstner E.F. Metabolism of activated oxygen species // Biochemistry of plants. Vol. 11. Biochemistry of metabolism. Davies D.D. (ed.). San Diego etc.: Academic Press, 1987. P. 253—315.

187. Elstner E.F., Youngman R.J., OBwald W. Superoxide dismutase // Methods of enzymaticanalysis. Vol. III. Enzymes 1: Oxidoreductases, transferases. Bergmeyer I., Grassl M. (eds.). Weinheim etc., 1983. P. 293—302.

188. Emmerich R., Giez I., Lange O.L., Proksch P. Toxicity and antifeedant activity of lichen compounds against the polyphagous herbivorous insect Spodoptera littoralis II . Phytochemistry. 1993. Vol. 33. No. 6. P. 1389—1394.

189. C. (ed.). Boca Raton: CRC Press, 1990. P. 240—268.

190. D.H. (ed.). New York, London: Plenum Press, 1985. P. 129—143.

191. Falch B.S., Konig G.M., Sticher O., Wright A.D. Studies on the glycolipid content of the cyanobacterium Fischerella ambigua 11 Planta Med. 1995. Vol. 61. P. 540—543. Farrar J.F The uptake and metabolism of phosphate by the lichen Hypogymnia physodes II

192. Cladonia furcata (Huds.) Schrad. //Naturwissenschaften. 1960. Bd. 47. S. 405—406. Follmann G., Peters R. Flechtenstoffe und Bodenbildung // Z. Naturf. 1966. Bd. 21. S. 386— 387.

193. Foote C.S., Denny R.W. Chemistry of singlet oxygen. VIII. Quenching by (3-carotene // J.

194. Friedl T. Systematik und Biologie von Trebouxia (Microthamniales, Clorophyta) als

195. Phycobiont der Parmeliaceae (lichenisierte Ascomyceten): Ph.D. thesis. Bayreuth: Universitat Bayreuth, 1989. Fryer M.J. The antioxidant effects of thylakoid vitamin E (a-tocopherol) // Plant Cell

196. Biophys. Acta. 1991. Vol. 1084. P. 221—239. Gaspar Т., Penel C., Thorpe Т., Greppin H. Peroxidases 1970—1980. Geneve: Universite de Geneve, 1982. 324 p.

197. Giannopolitis C.N., Ries S.K. Superoxide dismutase. I. Occurrence in higher plants // Plant

198. Girotti A.W. Mechanisms of lipid peroxidation // Free Radic. Biol. Med. 1985. Vol. 1. P. 8795.

199. Gissurarson S.R., Sigurdsson S.B., Wagner H., Ingolfsdottir K. Effect of lobaric acid on %> cysteinyl-leukotriene formation and contractile activity of Guinea pig taenia coli // J.

200. Grechkin A.N., Kuramshin R.A., Latypov S.K., Safonova Y.Y., Gafarova Т.Е., Ilyasov A.V.

201. Hydroperoxides of a-ketols. Novel products of the plant lipoxygenase pathway// Eur. J. Biochem. 1991a. Vol. 199. No. 2. P. 451—457.

202. Grechkin A.N., Kuramshin R.A., Safonova E.Y., Yefremov Y.J., Latypov S.K., Ilyasov A.V., Tarchevsky I.A. Double hydroperoxidation of a-linolenic acid by potato tuber lipoxygenase//Biochim. Biophys. Acta. 1991b. Vol. 1081. No. 1. P. 79—84.

203. Guckert J.В., Cooksey K.E., Jackson L.L. Lipid solvent systems are not equivalent foranalysis of lipid classes in the microeukaryotic green alga, Chlorella // J. Microbiol. Meth. 1988. Vol. 8. P. 139—149.

204. Gueta-Dahan Y., Yaniv Z., Zilinskas B.A., Ben-Hayyim G. Salt and oxidative stress: similar and specific responses and their relation to salt tolerance in citrus // Planta. 1997. Vol. 203. No. 4. P. 460—469.

205. Gupta S., Sharma S.C., Singh B. Changes in the composition and peroxidation of yeast % membrane lipids during ethanol stress // Acta Microbiol. Immunol. Hung. 1994. Vol.41. No. 2. P. 197—204.

206. Gustine D.L. Induction of medicarpin biosynthesis in Landino clover by pchloromercuribenzoic acid is reversed by dithiothreitol // Plant Physiol. 1987. Vol. 84. P. 3—6.

207. Gutteridge J.M.C. Lipid peroxidation initiated by superoxide-dependent hydroxyl radicals using complexed iron and hydrogen peroxide // Fed. Eur. Biochem. Soc. Lett. 1984. Vol. 172. P. 245—249.

208. Haberland M.E., Fong D., Cheng L. Malondialdehyde-altered protein occurs atheroma of Watanabe heritable hyperlipidemic rabbits // Science. 1988. Vol. 241. P. 215—218.

209. Haigh W.G., Yoder T.F., Ericson L., Pratum P., Winget R.R. The characterization and cyclic production of a highly unsaturated homoserine lipid in Chlorella minutissima II Biochim. Biophys. Acta. 1996. Vol. 1299. P. 183—190.

210. Halliwell В., Gutteridge J.M.C. Oxygen toxicity, oxygen radicals, transition metals and decease//Biochem. J. 1984. Vol. 219. No. l.P. 1—14.

211. Halliwell В., Gutteridge J.M.C. Iron and free radical reactions: two aspects of antioxidant * protection// Trends Biochem. Sci., Ref. Ed. 1986. Vol. 11. P. 372—375.

212. Hammond-Kosack K.E., Jones J.D.G. Resistance gene-dependent plant defense responses // Plant Cell. 1996. Vol. 8. P. 1773—1791.

213. Hamzawi L.F. Role of phospholipids and a-tocopherol as natural antioxidants in buffalo batter fat // Milchwissenschaft. 1990. Vol. 45. P. 95—97.

214. Harker M., Hirschberg J. Biosynthesis of ketocarotenoids in transgenic cyanobacteriaexpressing the algal gene for З-С-4-oxigenase, crtO // Fed. Eur. Biochem. Soc. Lett. 1997. Vol. 404. No. 2—3. P. 129—134.

215. Hartman P.E., Dixon W.J., Dahl T.A, Daub M.E. Multiple modes of photodynamic action of cercosporin//Photochem. Photobiol. 1988. Vol. 47. No. 5. P. 699—703.

216. Hassan H.M., Scandalios J.G. Superoxide dismutase in aerobic organisms // Stress responses in plants: adaptation to acclimation mechanisms. Alscher R., Cumming J. (eds.). New York: Wiley-Liss, 1990. P. 175—179.

217. Hassett D.J., Cohen M.S. Bacterial adaptation to oxidative stress: implications forpathogenesis and interaction with phagocytic cells // F.A.S.E.B. J. 1989. Vol. 3. P. 2574—2582.

218. Hatcher P.E. Three-way interactions between plant pathogenic fungi, herbivorous insects and their host plants // Biol. Rev. Biol. Proc. Cambridge Philos. Soc. 1995. Vol. 70. P. 639—694.

219. Havaux M., Niyogi K. The violaxanthin cycle protects plants from photooxidative damage by more than one mechanism // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1999. Vol. 96. P. 8762— 8767.

220. Heath M.C. Evolution of plant resistance and susceptibility to fungal invaders //J. Plant Pathol. 1987. Vol. 9. No. 4. P. 389—397.

221. Heinfling A., Martinez M.J., Martinez А.Т., Bergbauer M., Szewzyk U. Purification andcharacterization of peroxidases from the dye-decolorizing fungus Bjerkandera adusta II F.E.M.S. Microbiol. Lett. 1998. Vol. 165. No. 1. P. 43—50.

222. Heipieper H.J., Loffeld В., Keweloh H., de Bont J.A.M. The cis/trans isomerisation ofunsaturated fatty acids in Pseudomonas putida S12: an indicator for environmental stress due to organic compounds // Chemosphere. 1995. Vol. 30. No. 6. P. 1041— 1051.

223. Hernandez J.A., Olmos E., Corpas F.J., Sevilla F., del Rio L.A. Salt-induced oxidative stress in chloroplasts of pea plants // Plant Sci. 1995. Vol. 105. No. 2. P. 151—167.

224. Hirschberg J., Chamovitz D. Carotenoids in cyanobacteria // The molecular biology of cyanobacteria. Bryant D.A. (ed.). The Netherlands: Kluwer Academic Publishers, 1994. P. 559—579.

225. Hofmann M., Eichenberger W. Biosynthesis of diacylglyceryl-N, A^-trimethylhomoserine in Rhodobacter sphaeroides and evidence for lipid-linked N methylation // J. Bacteriol. 1996. Vol. 178. No. 21. P. 6140—6144.

226. Hofrichter M., Scheibner K., SchneegaB I., Ziegenhagen D., Fritsche W. Mineralization of synthetic humic substances by manganese peroxidase from the white-rot fungus Nematolomafrowardii II Appl. Microbiol. Biotechnol. 1998. Vol. 49. No. 5. P. 584— 588.

227. Hoglen N.C., Waller S.C., Sipes I.G., Liebler D.C. Reaction of peroxynitrite with y-tocopherol // Chem. Res. Toxicol. 1997. Vol. 10. P. 401-^07.

228. Honneger R. Ultrastructural studies in lichens. I. Haustorial types and their frequencies in arange of lichens with trebouxioid photobionts // New Phytol. 1986. Vol. 103. P. 785— 795.

229. Honneger R. Functional aspects of the lichen symbiosis // Annul Rev. Plant Physiol. Plant Molec. Biol. 1991. Vol. 42. P. 553—578.

230. Honneger R. Morphogenesis // Lichen biology. Nash III Т.Н. (ed.). Cambridge: Cambridge University Press, \996a. P. 65—87.

231. Honneger R. Mycobionts // Lichen biology. Nash III Т.Н. (ed.). Cambridge: Cambridge University Press, 1996b. P. 24—36.

232. Honneger R., Brunner U. Sporopollenin in the cell walls of Соссотуха and Myrmeciaphycobionts of various lichens: an ultrastructural and chemical investigations // Canad.

233. J. Bot. 1981. Vol. 59. P. 2713—2734.

234. Hoshino Т., Ohta V., Ishigino I. The effect of sulfhydryl compounds on the catalytic activity of Cu,Zn-superoxide dismutase purified from rat liver // Experientia. 1985. Vol. 41. No. 11. P. 1416—1419.

235. Jackson P., Ricardo C.P.P. The changing peroxidase polymorphism in Lupinus albus during vegetative development // Austral. J. Plant Physiol. 1998. Vol. 25. P. 261—269.

236. Jahns H.M. Morphology, reproduction and water relations a system of morphogenetic interactions in Parmelia saxatilis II Nova Hedwigia. 1984. Vol. 79. P. 715—737.

237. Jones A.M., Dangl J.L. Logjam at the Styx: programmed cell death in plants // Trends Plant . Sci. 1996. Vol. 1. P. 114—119.

238. Jurgens U. J., Golecki J.R., Weckesser J. Characterization of the cell wall of the unicellularcyanobacterium Synechocystis PCC 6714 // Arch. Microbiol. 1985. Vol. 142. P. 168— 174.

239. Kabara J. J., Chen J.S. Microdetermination of lipid classes of thin-layer chromatography // Anal. Chem. 1976. Vol. 48. P. 814—817.

240. Kamal-Eldin A., Appelqvist L.-A. The chemistry and antioxidant properties of tocopherols and tocotrienols // Lipids. 1996. Vol. 31. No. 7. P. 671—701.

241. Kampfenkel K., Van Montagu M., Inze D. Effects of iron excess on Nicotianaplumbaginifolia plants. Implications to oxidative stress // Plant Physiol. 1995. Vol. 107. P. 725—735.

242. Kardish N., Silberstein L., Fleminger G., Galun M. Lectin from the lichen Nephromalaevigatum Ach. localization and function // Symbiosis. 1991. Vol. 11. No. 1. P. 47— 62.

243. Kasai H., Crain P.F., Kuchino Y., Nishimura S., Ootsuyama A., Tanoaka H. Formation of 8-hydroxyguanine moiety in cellular DNA by agents producing oxygen radical and evidence for its repair// Carcinogenesis. 1986. Vol. 7. P. 1849—1851.

244. Kato Т., Maeda Y., Hirukawa T. Lipoxigenase activity increment in infected tomato leaves tr and oxidation product of linolenic acid by its in vitro enzyme reaction // Biosci.

245. Biotech. Biochem. 1992. Vol. 56. No. 3. P. 373—375.

246. Kato M., Sakai M., Adachi K., Ikemoto H., Sano H. Distribution of betaine lipids in marine algae // Phytochemistry. 1996. Vol. 42. No. 5. P. 1341—1345.

247. Kennedy T.A., Leibler D.C. Peroxy radical scavenging by (3-carotene in lipid bilayers: effect of oxygen partial pressure // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267. P. 4658^1663.

248. Keppler D.L., Baker C.J., Atkinson M.M. Active oxygen production during a bacteria-induced hypersensitive reaction in tobacco suspension cells // Phytopathology. 1989. Vol. 79. P. 974—978.

249. Kershaw K.A. Physiological ecology of lichens. Cambridge etc.: Cambridge University Press, 1985. 293 p.

250. Kershaw K.A., Millbank J.W. Nitrogen metabolism in lichens . II. The partition ofcephalodial-fixed nitrogen between the mycobiont and photobionts of Peltigera aphthosa // New Phytol. 1970. Vol. 69. No. 1. P. 75—79.

251. Keweloh H., Heipieper H.J. Trans unsaturated fatty acids in bacteria // Lipids. 1996. Vol. 31. No. 2. P. 129—137.

252. Khotimchenko S.V., Titlyanova T.V. Distribution of an amino acid-containing phospholipidin brown algae // Phytochemistry. 1996. Vol. 41. No. 6. P. 1535—1537.

253. Kim M.-K., Dubacq J.-P., Thomas J.-C., Giraud G. Seasonal variations of triacylglycerols and fatty acids in Fucus serratus II Phytochemistry. 1996. Vol. 43. No. 1. P. 49—55.

254. Kinraide W.T.B., Ahmadjian V. The effects of usnic acid on the physiology of two cultured species of the lichen alga Trebouxia Puym. // Lichenologist. 1970. Vol. 4. No. 3. P. 234—247.

255. Kiseleva L.L., Horvath I., Vigh L., Los D.A. Temperature-induced specific lipid desaturation in the thermophilic cyanobacterium Synechococcus vulcanus // F.E.M.S. Microbiol. Lett. 1999. Vol. 175. P. 179—183.

256. Klapheck S., Chrost В., Starke J., Zimmerman H. y-glutamylcysteinylserine a new Ф homologue of glutathion in plants of family Poaceae // Bot. Acta. 1992. Vol. 105. P.174—179.

257. Krinsky N.I. Function // Carotenoids. Isler O. (ed.). Basel: Birkhauser Verlag, 1971. P. 669— 716.

258. Krinsky N.I. Carotenoid protection against oxidation // Pure Appl. Chem. 1979. Vol. 51. P. 649—660.

259. Krinsky N.I. Antioxidant functions of carotenoids // Free Radic. Biol. Med. 1989. Vol. 7. P. 617—635.

260. Krinsky N.I., Deneke S.M. Interaction of oxygen and oxy-radicals with carotenoid // J. Natl.

261. Kiinzler K., Eichenberger W. Betaine lipids and zwitterionic phospholipids in plants and fungi

262. Malhotra S.S., Khan A.A. Sensitivity to SO, of various metabolic processes in an epiphytic lichen, Evernia mesomorpha II Biochem. Physiol. Pflanzen. Vol. 178. P. 121—130.

263. Malinowski D.P., Fridovich I. Bovine erythrocyte superoxide dismutase: diazo coupling,subunit interactions, and electrophoretic variants // Biochemistry. 1979. Vol. 18. No. 1. P. 237—244.

264. Marklund S.L. Extracellular superoxide dismutase and other superoxide dismutase isozymes ^ in tissues from nine mammalian species // Biochem. J. 1984. Vol. 222. P. 649—655.

265. Margalith P.Z. Pigment microbiology. London: Chapman & Hall, 1992. 156 p.

266. Margalith P., Meydav S. Some observations on the carotenogenesis in the yeast Rhodotorulamucilaginosa // Phytochemistry. 1968. Vol. 7. No. 5. P. 765—768.

267. Marti J. Die Toxizitat von Zink, Schwefel- und Stickstoffverbindungen auf Flechten-Symbionten // Biblioth. Lichenol. 1985. Bd. 21. P. 3—130.

268. Martin B.A., Schoper J.B., Rinne R.W. Change in soybean (Glycine max (L.) Merr.)glycerolipids in response to water stress // Plant Physiol. 1986. Vol. 81. P. 798—801.

269. Masamoto K., Riethman H.C., Sherman L.A. Isolation and characterization of a carotenoid-associated thylakoid protein from the cyanobacterium Anacystis nidulans R2 // Plant Physiol. 1987. Vol. 84. P. 633—639.

270. Mato J.M., Alemany S. What is the function of phospholipid V-methylation? // Biochem. J. 1983. Vol. 213. P. 1—10.

271. Matta J.L., Trench R.K. The enzymatic response of the symbiotic dinoflagellate

272. Symbiodinium microadriaticum (Freudenthal) to growth in vitro under varied oxygen tensions// Symbiosis. 1991. Vol. 11. No. 1. P. 31—45.

273. Maunders M.J., Braun S.B., Woolhouse H.W. The appearance of chlorophyll derivatives in senescing tissues // Phytochemistry. 1983. Vol. 22. No. 11. P. 2443—2446.

274. May M.J., Leaver C.J. Oxidative stimulation of glutathion synthesis in Arabidopsis thaliana f suspension cultures // Plant Physiol. 1993. Vol. 103. P. 621—627.

275. McKersie B.D., Hoekstra F.A., Krieg L.C. Differences in the susceptibility of plant membrane lipids to peroxidation // Biochim. Biophys. Acta. 1990. Vol. 1030. P. 119—126.

276. Mechdy M.C. Active oxygen species in plant defence against pathogens // Plant Physiol. 1994. Vol. 105. P. 467—472.

277. Mehta R.L., Zayas J.F. Antioxidative effect of ajowan in a model system // J. Amer. Oil Chem. Soc. 1995. Vol. 72. No. 10. P. 1215—1218.

278. Merzlyak M.N., Kovrizhnikh V.A. Allomerization of chlorophyll in pea plants treated with diquat and fumigated with sulfur dioxide: possible participation of free-radical reactions in pigment degradation // J. Plant Physiol. 1986. Vol. 123. P. 503—506.

279. Plant lipid metabolism. Kader J.-C., Mazliak P. (eds.). The Netherlands: Kluwer Academic Publishers, 1995. 423^25.

280. Minn J., Daly W.H., Negulescu I.I., McMurtrey K.D., Schultz T.P. Antioxidant properties of the hydrophobic stilbenol chlorophorin//J. Agric. Food Chem. 1996. Vol. 44. No. 10. P. 2946—2947.

281. Minotti G., Aust S.D. Redox cycling of iron and lipid peroxidation // Lipids. 1992. Vol. 27. No. 3. P. 219—226.

282. Mittler R., Lam E. Sacrifice in the face of foes : pathogen-induced programmed cell death in higher plants // Trends Microbiol. 1996. Vol. 4. P. 10—15.

283. Mittler R., Zilinskas B.A. Molecular cloning and characterization of a gene encoding pea cytosolic ascorbate peroxidase // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267. P. 21802—21807.

284. Mittler R., Feng X., Cohen M. Post-transcriptional suppression of cytosolic ascorbateperoxidase expression during pathogen-induced programmed cell death in tobacco // Plant Cell. 1998. Vol. 10. P. 461—474.

285. Miyake С., Asada К. Inactivation mechanism of ascorbate peroxidase at low concentrations ofascorbate; hydrogen peroxide decomposes compound I of ascorbate peroxidase // Plant Cell Physiol. 1996. Vol. 37. No. 4. P. 423^30.

286. Moran P.J. Plant-mediated interaction between insects and a fungal plant pathogen and the role of plant chemical responses to infection // Oecologia. 1998. Vol. 115. No. 4. P. 523—530.

287. Moreau P., Bessoule J.J., Mongrand S., Testet E., Vincent P., Cassagne C. Lipid trafficking in plant cells // Progr. Lipid Res. 1998. Vol. 37. No. 9. P. 371—391.

288. Moreau S., Day D.A., Puppo A. Ferrous iron is transported across the peribacteroid membrane of soybean nodules // Planta. 1998b. Vol. 207. P. 83—87.

289. Mortensen A., Skibsted L.H. Relative stability of carotenoid radical cations and homologue tocopheroxyl radicals. A real time kinetic study of antioxidant hierarchy // Fed. Eur. Biochem. Soc. Lett. 1997. Vol. 417. No. 3. P. 261—266.

290. Murata N., Wada H., Gombos Z. Modes of fatty-acid desaturation in cyanobacteria // Plant Cell Physiol. 1992. Vol. 33. No. 7. P. 933—941.

291. Murphy D.J., Piffanelli P. Fatty acid desaturases: structure, mechanism and regulation // Plant lipid biosynthesis. Fundamentals and agricultural applications. Harwood J.L. (ed.). Cambridge: Cambridge University Press, 1998. P. 95—130.

292. Murphy M.E., Scholich H., Sies H. Protection by glutathione and other thiol compounds against the loss of protein thiols and tocopherol homologs during microsomal lipid peroxidation//Eur. J. Biochem. 1992. Vol. 210. P. 139—146.

293. Murphy T.M., Vu H., Nguyen T. The superoxide synthases of rose cells // Plant Physiol. 1998. Vol. 117. P. 1301—1305.

294. Nagatsu A., Tenmaru K., Matsuura H., Murakami N., Kobayashi Т., Okuyama H., Sakakibara J. Novel antioxidants from roasted perilla seed // Chem. Pharm. Bull. 1995. Vol. 43. No. 5. P. 887—889.

295. Nakano Y., Asada K. Hydrogen peroxide in scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplasts // Plant Cell Physiol. 1981. Vol. 22. No. 5. P. 867—880.

296. Nakayama Т., Amachi T. Fungal peroxidase: its structure, function, and application // J. * Molec. Catalysis. 1999. Vol. 6. No. 3. P. 185—198.

297. Nakayama Т., Kaneko M., Kodama M., Nagata C. Cigarette smoke induces DNA single-strand breaks in human cell // Nature. 1985. Vol. 314. No. 6010. P. 462^64.

298. Nash III Т.Н. Introduction // Lichen biology. Nash III Т.Н. (ed.). Cambridge: Cambridge University Press, 1996. P. 1—7.

299. Navari-Izzo F., Quartacci M.F., Izzo R. Free fatty acids, neutral and polar lipids in Hordeum vulgare exposed to long-term fumigation with S02 // Physiol. Plant. 1991. Vol. 81. P. 467—472.

300. Navari-Izzo F., Quartacci M.F., Izzo R., Pinzino C. Degradation of membrane lipid components and antioxidant levels in Hordeum vulgare exposed to long-term fumigation with S02 // Physiol. Plant. 1992. Vol. 84. P. 73—79.

301. Navari-Izzo F., Quartacci M.F., Sgherri C.M.L. Superoxide generation in relation todehydratation and rehydratation // Biochem. Soc. Trans. 1996. Vol. 24. No. 2. P. 447—451.

302. Neubauer C., Yamamoto H.Y. Mehler-peroxidase reaction mediates zeaxanthin formation and ^ zeaxanthin-related fluorescence quenching in intact chloroplasts // Plant Physiol. 1992.

303. Vol. 99. No. 4. P. 1354—1361.ж Newton R.P., Walton T.J., Moyse C.D. Non-a-tocopherols in the unicellular blue-green alga

304. Gloeocapsa // Biochem. Soc. Trans. 1977. Vol. 5. No. 5. P. 1486—1489.

305. Nichols B.W. Comparative lipid biochemistry of photosynthetic organisms // Phytochemical phylogeny. Harborne J.B. (ed.). London, New York: Academic Press, 1970. P. 105— 118.

306. Nichols B.W., Wood B.J.B. New glycolipid specific to nitrogen-fixing blue-green algae // Nature. 1968. Vol. 217. P. 767—768.

307. Nifontova M.G., Ravinskaya A.P., Shapiro I.A. Effect of acute gamma radiation on somephysiological features of lichens // Lichenologist. 1995. Vol. 27. No. 3. P. 215—224.

308. Nishiuchi Т., Iba K. Roles of plastid co-3 fatty acid desaturases in defense response of higher plants//J. Plant Res. 1998. Vol. 111. No. 1104. P. 481—486.

309. Niyogi K.K., Grossman A.R., Bjorkman O. Arabidopsis mutants define a central role for the xanthophyll cycle in the regulation of photosynthetic energy conversion // Plant Cell. 1998. Vol. 10. No. 7. P. 1121—1134.

310. Okeke B.C., Paterson A., Smith J.E., Watson-Craik I.A. Comparative biotransformation of pentachlorophenol in soils by solid substrate cultures of Lentinula edodes 11 Appl. Microbiol. Biotechnol. 1997. Vol. 48. No. 4. P. 563—569.

311. Olie J., Potts M. Purification and biochemical analysis of the cytoplasmic membrane from the desiccation-tolerant cyanobacterium Nostoc commune UTEX 584 // Appl. Environm. Microbiol. 1986. Vol. 52. P. 706—710.

312. Olsson M. Alterations in lipid composition, lipid peroxidation and anti-oxidative protection during senescence in drought stressed plants and non-drought stressed plants of Pisum sativum II Plant Physiol. Biochem. 1995. Vol. 33. No. 5. P. 547—553.

313. Nerium oleander L. in relation to chilling sensitivity // Plant Physiol. 1987. Vol. 84. P. 88—92.

314. Osman R., Basch H. // J. Amer. Chem. Soc. 1984. Vol. 106. P. 5710—5714.

315. Ott S., Zwoch I. Ethylene production by lichens // Lichenologist. 1992. Vol. 24. No. 1. P. 73—80.

316. Parkhurst R.M., Skinner W.A., Strum P.A. The effect of various concentrations of tocopherolsand tocopherol mixtures on the oxidative stabilities of a sample of lard // J. Amer. Oil Chem. Soc. 1968. Vol. 45. P. 641—642.

317. Parkin K.L., Kuo S.-J. Chiling-induced lipid degradation in cucumber (Cucumis sativa L. cv hybrid C) fruit // Plant Physiol. 1989. Vol. 90. P. 1049—1056.

318. Parthier B. Jasmonates: hormonal regulators of stress factors in leaf senescence? //J, Plant Growth Regulat. 1990. Vol. 9. No. 1. P. 57—63.

319. Patzelt H., Kefiler В., Oschkinat H., Oesterhelt D. The entire metabolite spectrum of the green alga Scenedesmus obliquus in isotope-labelled form // Phytochemistry. 1999. Vol. 50. P. 215—217.

320. Peever T.L., Higgins V.J. Electrolyte leakage, lipoxygenase, and lipid peroxidation induced in tomato leaf tissue by specific and nonspecific elicitors from Cladosporium fulvum II Plant Physiol. 1989. Vol. 90. P. 867—875.

321. Pfander H. Carotenoids: an overview // Methods in enzymology. San Diego etc.: Academic Press, 1992. Vol. 213. Carotenoids. Packer L. (ed.). Part A. Chemistry, separation, quantitation, and antioxidation. P. 3—13.

322. Pfeffer P.E., Douds Jr. D.D., Becard G., Shachar-Hill Y. Carbon uptake and the metabolism and transport of lipids in an arbuscular mycorrhiza // Plant Physiol. 1999. Vol. 120. P. 587—598.

323. Piervittori R., Alessio F., Usai L., Maffei M. Seasonal variations in lipids ofXanthoriaparietina growing at high elevations // Phytochemistry. 1995. Vol. 40. No. 3. P. 717— 723.

324. Polle A., Morawe B. Seasonal changes of antioxidative systems in foliar buds and leaves of field-grown beech trees (Fagus sylvatica, L.) in a stressful climate // Bot. Acta. 1995. Vol. 108. P. 314—320.

325. Porter N.A. Chemistry of lipid peroxidation // Methods in enzymology. Vol. 105. Oxygenradicals in biological systems. Packer L. (ed.). San Diego etc.: Academic Press, 1984. P. 283—282.

326. Porter N.A., Weber B.A., Weenen H., Khan J. Autoxidation of polyunsaturated lipids. Factor ^ controlling the stereochemistry of product hydroperoxides // J. Amer. Chem. Soc.1980. Vol. 102. P. 5597—5601.

327. Powls R., Redfearn E.R. The tocopherols of the blue-green algae // Biochem. J. 1967. Vol. 104. No. 2. P. 24c—26c.

328. Prasad Т.К., Anderson M.D., Stewart C.R. Acclimation, hydrogen peroxidase, and abscisic acid protect mitochondria against irreversible chilling injury on maize seedlings // Plant Physiol. 1994. Vol. 105. P. 619—627.

329. Prasad K.V.S.K., Saradhi P.P., Sharmila P. Concerted action of antioxidant enzymes andcurtailed growth under zinc toxicity in Brassica juncea II Environm. Exp. Bot. 1999. Vol. 42. No. 1. P. 1—10.

330. Pryor W.A. Why is the hydroxyl radical the only radical that commonly adds to DNA.

331. Hypothesis: it has a rare combination of high electrophycility, high termochemicalreactivity, and a mode of production that can occur near DNA // Free Radic. Biol.

332. Med. 1988. Vol. 4. No. 4. P. 219—223.

333. Pryor W.A., CastleL. Chemical methods for the detection of lipid hydroperoxides // Methods in enzymology. Vol. 105. Oxygen radicals in biological systems. Packer L. (ed.). San Diego etc.: Academic Press, 1984. P. 293—299.

334. Putter J., Becker R. Peroxidases // Methods of enzymatic analysis. Vol. III. Enzymes 1:

335. Oxidoreductases, transferases. Bergmeyer I., Grassl M. (eds.). Weinheim etc., 1983. P. 286—293.

336. Quartacci M.F., Pinzino C., Sgherri C.L.M., Navari-Izzo F. Lipid composition and proteindynamics in thylakoids of two wheat cultivars differently sensitive to drought // Plant Physiol. 1995. Vol. 108. P. 191—197.

337. Rabinowitch H.D., Clare D.A., Crapo J.D., Fridovich I. Positive correlation betweensuperoxide dismutase and resistance to paraquat toxicity in the green alga Chlorella sorokiniana // Arch. Biochem. Biophys. 1983. Vol. 225. No. 2. P. 640—648.

338. Radin N.S., Lavin F.B., Brown J.R. Determination of cerebrosides // J. Biol. Chem. 1955. V. 217. No. 2. P. 789—796.

339. Rao M.V., Paliyath G., Ormrod D.P. Ultraviolet-B- and ozone-induced biochemical changes ^ in antioxidant enzymes of Arabidopsis thaliana // Plant Physiol. 1996. Vol. 110. No.1. P. 125—136.

340. Rau W. Functions of carotenoids other than in photosynthesis // Plant pigments. Goodwin T.W. (ed.). London etc.: Academic Press, 1988. P. 231—255.

341. Recknagel R.O., Glende E.A. Spectrophotometric detection of lipid conjugated dienes //

342. Methods in enzymology. Vol. 105. Oxygen radicals in biological systems. Packer L. (ed.). San Diego etc.: Academic Press, 1984. P. 331—337.

343. Redman R.S., Freeman S., Clifton D.R., Morrel J., Brown G., Rodriguez J. Biochemical analysis of plant protection afforded by a nonpathogenic endophytic mutant of Colletotrichum magna // Plant Physiol. 1999. Vol. 119. P. 795—804.

344. Regnault A., Chervin D., Chammal A., Piton F., Calvayrac R., Mazliak P. Lipid composition of Euglena gracilis in relation to carbon-nitrogen balance // Phytochemistry. 1995. * Vol. 40. No. 3. P. 725—733.

345. Remmer S.B., Ahmadjian V., Livdahl T.P. Effects of IAA (indole-3-acetic acid) and kinetin (6-furfurylamino-purine) on synthetic lichen Cladonia cristatella and its isolated symbionts // Lichen Physiol. Biochem. 1986. Vol. 1. P. 1—25.

346. Renaud S., de Lorgeril M. Wine, alcohol, platelets and the French paradox for coronary heart disease // Lancet. 1992. Vol. 339. P. 1523—1526.

347. Rezanka Т., Vyhnalek O., Podojil M. Separation and identification of lipids and fatty acids of the marine alga Fucus vesiculosus by TLC and GC—MS // Folia Microbiol. 1988. Vol. 33. P. 309—313.

348. Rice-Evans C.A., Miller N.J., Paganga J. Structure-antioxidant activity relationships offlavonoids and phenolic acids // Free Radic. Biol. Med. 1996. Vol. 20. P. 933—956.

349. Rice-Evans C.A., Miller N.J., Paganga J. Antioxidant properties of phenolic compounds // Trends Plant Sci. 1997. Vol. 2. No. 4. P. 152—159.

350. Trebouxia symbiont of Xanthoria aureola to the fungus // New Phytol. 1968. Vol. 67. No. 1. P. 61—68.

351. Richardson D.H.S., Hill D.J., Smith D.H. Lichen physiology. XI. The role of the alga indetermining the pattern of carbohydrate movement between lichen symbionts // New Phytol. 1968. Vol. 67. No 3. P. 469—486.

352. Rikkinen J. What's behind the pretty colours? A study on the photobiology of lichens // Bryobrothera. 1995. Vol. 4. P. 1—239.

353. Rogers K.R., Albert F., Anderson A.J. Lipid peroxidation is a consequence of elicitor activity // Plant Physiol. 1988. Vol. 86. P. 547—553.

354. Rucinska R., Waplak S., Gwozdz E.A. Free radical formation and activity of antioxidantenzymes in lupin roots exposed to lead // Plant Physiol. Biochem. 1999. Vol. 37. No. 3. P. 187—194.

355. Rundel P.W. The ecological role of secondary lichen substances // Biochem. Syst. Ecol. 1978. Vol. 66. P. 157—170.

356. Sallal A.-K., Ghannoum M.A., Al-Hasan R.H., Nimer N.A., Radwan S.S. Lanosterol and diacylglycerophosphocholines in lipids from whole cells and thylakoids of the cyanobacterium Chlorogloeopsis fritschii II Arch. Microbiol. 1987. Vol. 148. P. 1—7.

357. SatoN. Betaine lipids//Bot. Mag. 1992. Vol. 105. P. 185—197.

358. Sato N., Furuya M. Distribution of diacylglyceryltrimethylhomoserine andphosphatidylcholine in non-vascular green plants // Plant Sci. 1985. Vol. 38. P. 81 — 85.

359. Sato N., Murata N. Studies on the temperature shift-induced desaturation of fatty acids in monogalactosyl diacylglycerol in the blue-green alga (cyanobacterium) Anabaena variabilis II Plant Cell Physiol. 1981. Vol. 22. No. 6. P. 1043—1050.

360. Saul R.L., Gee D., Ames B.N. Free radicals, DNA damage and aging //Modern biological theories of aging. Warner H.R., Butler R.N., Sprott R.L., Schneider E.L. (eds.). New York: Raven Press, 1987. P. 113—129.

361. Scandalios J.G. Oxygen stress and superoxide dismutases // Plant Physiol. 1993. Vol. 101. P. 7—12.

362. Schaich K.M. Metals and lipid oxidation. Contemporary issues // Lipids. 1992. Vol. 27. No. 3. P. 209—218.

363. Schlarmann G. Cytochemical investigation in all walls of two ascomycetous mycobionts // ^ Progress and problems in lichenology in the eighties. Peveling E. (ed.) // Biblioth.1.chenol. 1987. Vol. 25. P. 133—135.

364. Schlee D., Kandzia R., Tintemann H., Turk R. Activity of superoxide dismutase andmalondialdehyde content in lichens along an altitude profile // Phyton. 1995. Vol. 35. No. 2. P. 233—242.

365. Schmid C.E., Miiller D.G., Eichenberger W. Isolation and characterization of a newphospholipid from brown algae. Intracellular localization and site of biosynthesis // J. Plant Physiol. 1994. Vol. 143. P. 570—574.

366. Schubert H., Kroon B.M.A., Matthijs H.C.P. In vivo manipulation of the xanthophyll cycle and the role of zeaxanthin in the protection against photodamage in the green alga Chlorella pyrenoidosa // J. Biol. Chem. 1994. Vol. 269. No. 10. P. 7267—7272.

367. Schultz J., Mosbach K. Studies on lichen enzymes. Purification and properties of anorsellinate depside hydrolase obtained from Lasallia pustulata II Eur. J. Biochem. 1971. Vol. 22. No. 2. P. 153—157.

368. Schwacke R., Hager A. Fungal elicitors induce a transient release of active oxygen species j from cultured spruce cells that is dependent on Ca2+ and protein-kinase activity //

369. Planta. 1992. Vol. 187. P. 136—141.ф Selstam Е., Campbell D. Membrane lipid composition of the unusual cyanobacterium

370. Gleobacter violaceus sp. PCC 7421, which lacks sulfoquinovosyl diacylglycerol // Arch. Microbiol. 1996. Vol. 166. P. 132—135.

371. Senaratna Т., Stinson R.H. The association between membrane phase properties anddehydration injury in soybean axes // Plant Physiol. 1984. Vol. 76. P. 759—762.

372. Senaratna Т., McKersie B.D., Borochov A. Desiccation and free radical mediated changes in plant membranes // J. Exp. Bot. 1987. Vol. 38. No. 197. P. 2005—2014.

373. Shapiro I.A., Ravinskaya A.P., Bychek I.A. Physiological and lipid composition changes in lichens due to acute gamma radiation // J. Hattori Bot. Lab. 1998. No. 84. P. 315— 324.

374. Shertzer H.G., Tabor M.W., Hogan I.T.D., Brown S.J., Sainsbury M. Molecular modeling parameters predict antioxidant efficacy of 3-indolyl compounds // Arch. Toxicol. 1996. Vol. 70. P. 830—834.

375. Shewfelt R.L., Purvis A.C. Toward a comprehensive model for lipid peroxidation in plant tissue disorders // HortScience. 1995. Vol. 30. No. 2. P. 213—218.

376. Silberstein L., Siegel B.Z., Siegel S.M., Mukhtar A., Galun M. Comparative studies on

377. Xanthoria parietina, a pollution-resistant lichen, and Ramalina duriaei, a sensitive species. II. Evolution of possible air pollution-protection mechanisms // Lichenologist. 1996. Vol. 28. No. 4. P. 367—383.

378. Siu G.M., Draper H.H. Metabolism of malondialdehyde in vivo and in vitro // Lipids. 1982. Vol. 17. P. 349—355.

379. Slater T.F. Overview of methods used for detecting lipid peroxidation // Methods inenzymology. Vol. 105. Oxygen radicals in biological systems. Packer L. (ed.). San Diego etc.: Academic Press, 1984. P. 283—293.

380. Smith D.H., Douglas A.E. The biology of symbiosis. London: Edward Arnold Press, 1987. 302 p.

381. Smith I.K. Stimulation of glutathion synthesis in photorespiring plants by catalase inhibitors // Plant Physiol. 1985. Vol. 79. P. 1044—1047.

382. Smith K.L., Bryan G.W., Harwood J.L. Changes in endogenous fatty acids and lipid synthesis associated with copper pollution in Fucus spp. // J. Exp. Bot. 1985. Vol. 36. No. 165. P. 663—669.

383. Solberg Y. Studies on the chemistry of lichens. XI. Chemical investigations of five

384. Norwegian Alec tor ia species // Acta Chem. Scand. 1975. Vol. 29. No. 2. P. 145—153.

385. Solberg Y. A literature review of the lipid constituents of higher fungi. New investigations of Agaricales species // Int. J. Mycol. Lichenol. 1989. Vol. 4. No. 1—2. P. 137—154.

386. Soni M.J. Antioxidants: helpful or harmful? // Curr. Sci. 1995. Vol. 68. No. 8. P. 783—784.j Soriente A., Bisogno Т., Gambacorta A., Romano I., Sili C., Trincone A., Sodano G.

387. Reinvestigation of heterocyst glycolipids from the cyanobacterium, Anabaena cylindrica II Phytochemistry. 1995. Vol. 38. No. 3. P. 641—645.

388. Sroka Z., Rz^dkowska-Bodalska H., Mazol I. Antioxidative effect of extract from Erodium cicutarium L. // Z. Naturf., C. 1994. Vol. 49. P. 881—884.

389. Stahl U., Banas A., Stymne S. Plant microsomal phospholipid acyl hydrolases haveselectivities for uncommon fatty acids // Plant Physiol. 1995. Vol. 107. P. 953—962.

390. Starr M.P. A generalised scheme for classifying organismic associations // Symp. Soc. Exp. Biol. 1975. Vol. 29. P. 1—20.

391. Steels E.L., Learmonth R.P., Watson K. Stress tolerance and membrane lipid unsaturation in Saccharomyces cerevisiae grown aerobically or anaerobically // Microbiology. 1994. Vol. 140. P. 569—576.

392. Stacker R., Yamamoto Y., McDonagh A.F., Glazer A.N., Ames B.N. Bilirubin is anantioxidant of possible physiological importance // Science. 1987. Vol. 235. No. 4792. P. 1043—1046.

393. Streb P., Feierabend J. Oxidative stress responses accompanying photoinactivation of catalase in NaCl-treated rye leaves // Bot. Acta. 1996. Vol. 109. P. 125—132.

394. Suarna C., Baca M., Craig D.C., Scudder M., Southwell-Keely P.T. Further oxidationproducts of 2.2,5,7,8-pentamethy 1-6-chromanol // Lipids. 1991. Vol. 26. No. 10. P. 847—852.

395. Sukenik A., Carmeli Y., Berner T. Regulation of fatty acid composition by irradiance level in the eustigmatophyte Nannochloropsis sp. // J. Phycol. 1989. Vol. 25. No. 4. P. 686— 692.

396. Sutherland M. W. The generation of oxygen radicals during host plant responses to infection // Physiol. Molec. Plant Pathol. 1991. Vol. 39. P. 79—93.

397. Swanson A., Fahselt D. Effects of ultraviolet on polyphenolics of Umbilicaria americana II Canad. J. Bot. 1997. Vol. 75. P. 284—289.

398. Takeda Т., Yoshimura K., Ishikawa Т., Shigeoka S. Purification and characterization of ascorbate peroxidase in Chlorella vulgaris II Biochimie. 1998. Vol. 80. No. 4. P. 295—301.

399. Tampo Y., Yonaha M. Effects of membrane charges and hydroperoxides on Fe(II)-supported lipid peroxidation in liposomes//Lipids. 1996. Vol. 31. No. 10. P. 1029—1038.

400. Taranto P.A., Keenan T. W., Potts M. Rehydration induces rapid onset of lipid biosynthesis in desiccated Nostoc commune (Cyanobacteria) II Biochim. Biophys. Acta. 1993. Vol. 1168. No. 2. P. 228—237.

401. Tel-Or E., Huflejt M., Packer L. The role of glutathione and ascorbate in hydroperoxideremoval in cyanobacteria // Biochem. Biophys. Res. Communicat. 1985. Vol. 132. No. 2. P. 533—539.

402. Terao J. Antioxidant activity of (3-carotene-related carotenoids in solution // Lipids. 1989. Vol. 24. No. 7. P. 659—661.

403. Terao J., Piskuli M., Yao Q. Protective effect of epicatechin, epicatechin gallate and quercitin on lipid peroxidation in phospholipid bilayers // Arch. Biochem. Biophys. 1994. Vol. 308. P. 278—284.

404. Thomas D.J., Thomas J.В., Prier S.D., Nasso N.E., Herbert S.K. Iron superoxide dismutase protects against chilling damage in the cyanobacterium Synechococcus species PCC7942 // Plant Physiol. 1999. Vol. 120. P. 275—282.

405. Thompson G.A. Lipids and membrane function in green algae // Biochim. Biophys. Acta. 1996. Vol. 1302. P. 17—45.

406. Thompson J.E., Legge R.L., Barber R.F. The role of free radical in senescence and wounding // New Phytol. 1987. Vol. 105. P. 317—344.

407. Tensberg Т., Holtan-Hartwig J. Phycotypes pairs in Nephroma, Peltigera and Lobaria in Norway//Nordic J. Bot. 1983. Vol. 3. P. 681—688.

408. Tokumura A., Miyake M., Yoshimoto O. Metal-ion stimulation and inhibition oflysophospholipase D which generates bioactive lysophosphatidic acid in rat plasma // Lipids. 1998. Vol. 33. No. 10. P. 1009—1015.

409. Torzilli A.P., Lawrey J.D. Lichen metabolites inhibit cell wall-degrading enzymes produced by the lichen parasite Nectraparmeliae II Mycologia. 1995. Vol. 87. No. 6. P. 841— 845.

410. Ф Tran K., Wong J.T., Lee E., Chan A.C., Choy P.C. Vitamin E potentiates arachidonate releaseand phospholipase A2 activity in rat heart myoblastic cells // Biochem. J. 1996. Vol. 319. P. 385—391.

411. Tsang E.W., Bowler C., Herouart D., Van Camp W., Villarroel R., Genetello C., Van Montagu M., Inze D. Differential regulation of superoxide dismutases in plants exposed to environmental stress // Plant Cell. 1991. Vol. 3. P. 783—792.

412. Valadon I.R.G. Carotenoids as additional taxonomic characters in fungi: a review // Trans. Brit. Mycol. Soc. 1976. Vol. 67. P. 1—15.

413. Vargas M.A., Rodriguez H., Moreno J., Olivares H., Del Campo J.A., Rivas J., Guerrero M.G. Biochemical composition and fatty acid content of filamentous nitrogen-fixing cyanobacteria // J. Phycol. 1998. Vol. 34. P. 812—817.

414. Vaskovsky V.E., Latyshev N.A. Modified Jungnickel's reagent for detecting phospholipids and other phosphorus compounds on thin-layer chromatograms // J. Cromatogr. 1975. Vol. 115. No. l.P. 246—249.

415. Vaskovsky V.E., Terekhova T.A. HPTLC of phospholipid mixtures containingphosphatidylglycerol//J. High Resol. Chromatogr. Chromatogr. Communicat. 1979. Vol. 2. No. 11. P. 671-672.

416. Vaskovsky V.E., Kostetsky E.Y., Vasendin I.M. A universal reagent for phospholipid analysis // J. Chromatogr. 1975. Vol. 114. No. 1. P. 129—141.

417. Vaskovsky V.E., Khotimchenko S.V., Xia В., Hefang L. Polar lipids and fatty acids of some marine macrophytes from the Yellow Sea // Phytochemistry. 1996. Vol. 42. No. 5. P. 1347—1356.

418. Velasco L., Goffman F.D. Chemotaxonomic significance of fatty acids and tocopherols in Boraginaceae H Phytochemistry. 1999. Vol. 52. No. 3. P. 423—426.

419. Velikova V., Yordanov I., Edreva A. Oxidative stress and some antioxidant systems in acid rain-treated bean plants. Protective role of exogenous polyamines // Plant Sci. 2000. Vol. 151.No. l.P. 59—66.

420. Vera-Estrella R., Blumwald E., Higgins V.J. Effect of specific elicitors of Cladosporium fulvum on tomato suspension cells. Evidence for the involvement of active oxygen species//Plant Physiol. 1992. Vol. 99. No. 3. P. 1208—1215.

421. Vicente C., Palasi M., Estevez M.P. Urease regulation mechanisms in Lobariapulmonaria (L.) Hoffm. // Rev. Bryol. Liclrenol. 1978. Vol. 44. P. 83—89.

422. Vick B.A. Oxygenated fatty acids of the lipoxygenase pathway // Lipid metabolism in plants. * Moore T.S. (ed.). Boca Raton: CRC Press, 1993. P. 167—191.

423. Vitikainen O. Taxonomic revision of Peltigera (lichenized Ascomycotina) in Europe // Acta Bot. Fenn. 1994. Vol. 152. P. 1—96.

424. Vogel G., Eichenberger W. Betaine lipids in lower plants. Biosynthesis of DGTS and DGTA in Ochromonas danica (Chrysophyceae) and the possible role of DGTS in lipid metabolism // Plant Cell Physiol. 1992. Vol. 33. No. 4. P. 427—436.

425. Wang X.M., Hildebrand D.F. Biosynthesis and regulation of linolenic acid in higher plants // Plant Physiol. Biochem. 1988. Vol. 26. No. 6. P. 777—792.

426. Webber M.M., Webber P.J. Ultrastructure of lichen haustoria symbiosis in Parmelia sulcata II Canad. J. Bot. 1970. Vol. 48. P. 1521—1524.

427. Weete J.D. Lipid biochemistry of fungi and other organisms. New York, London: Plenum Press, 1980. 388 p.

428. Wendel A., Cikryt P. The level and half-life of glutathione in human plasma // Fed. Eur. Biochem. Soc. Lett. 1980. Vol. 120. P. 209—211.

429. Whittle K.J., Pennock J.F. The examination of tocopherols by two-dimensional thin-layerchromatography and subsequent colorimetric determination // Analyst. 1967. Vol. 92. P. 423—430.

430. Winkenbach F., Wolk C.P., Jost M. Lipids of membranes and of the cell envelope in heterocysts of a blue-green alga // Planta. 1972. Vol. 107. P. 69—80.

431. Wingate V.P.M., Lawton M.A., Lamb C.J. Glutathione causes a massive and selective induction of plant defense genes // Plant Physiol. 1988. Vol. 87. P. 206—210.

432. Wolff S.P., Garner A., Dean R.T. Free radicals, lipids and protein degradation // Trends Biochem. Sci., Ref. Ed. 1986. Vol. 11. P. 27—31.

433. Yamamoto Y., Watanabe A. Fatty acid composition of lichens and their phyco- and mycobionts // J. Gen. Appl. Microbiol. 1974. Vol. 20. P. 83—86.

434. Yamamoto Y., Yoshimura I., Yamada Y. Cultures of Usneaceae species and growth factor in their cultured tissues // Progress and problems in lichenology in the eighties. Peveling E. (ed.) // Biblioth. Lichenol. 1987. Vol. 25. P. 163—165.

435. Yamamoto H., Miyake C., Dietz K.-J., Tomizawa K.-I., Murata N., Yokota A. Thioredoxin peroxidase in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803 // Fed. Eur. Biochem. Soc. Lett. 1999. Vol. 447. P. 269—273.

436. Yamasaki H., Grace S.C. EPR detection of phytophenoxyl radicals stabilized by zinc ions: evidence for the redox coupling of plant phenolics with ascorbate in the H2Or peroxidase system // Fed. Eur. Biochem. Soc. Lett. 1998. Vol. 422. P. 377—380.

437. Yamauchi R., Matsui Т., Satake Y., Kato K., Ueno Y. Reaction products of a-tocopherol with a free radical initiator, 2,2'-а2оЫ.у(2,4ч1т1еЙ1у1уа1егопип1е) // Lipids. 1989. Vol. 24. No. 3. P. 204—209.

438. Yu B.P. Cellular defenses against damage from reactive oxygen species // Physiol. Rev. 1994. Vol. 74. No. 1. P. 139—162.

439. Yu Q., Rengel Z. Drought and salinity differentially influence activities of superoxide dismutases in narrow-leafed lupins//Plant Sci. 1999. Vol. 142. No. 1. P. 1—12.

440. Zacheo G., Bleve-Zacheo T. Involvement of superoxide dismutases and superoxide radicals in # the susceptibility and resistance of tomato plants to Meloidogyne incognita attack //

441. Zhu H., He M., Bannenberg G.L., Moldeus P., Shertzer H.G. Effects of glutathione and pH on the oxidation of biomarkers of cellular oxidative stress // Arch. Toxicol. 1996. Vol. 70. No. 10. P. 628—634.

442. Zimmerman M.P., Thomas F.C., Thompson J.E., Djerassi C., Steiner H., Evans E., Murphy P.T. The distribution of lipids and sterols in cell types from the marine sponge Pseudaxinyssa sp. // Lipids. 1989. Vol. 24. No. 3. P. 210—216.

443. Zopes H., Klapheck S., Bergmann L. The function of homoglutathione andhydroxymethylglutathione for the scavenging of hydrogen-peroxide // Plant Cell Physiol. 1993. Vol. 34. P. 515—521.V