Белки теплового шока микоплазм: Клонирование и экспрессия гена dnak тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Вонский, Максим Сергеевич

• Вонский, Максим Сергеевич
• кандидат биологических наук
• 2001

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Вонский, Максим Сергеевич

ВВЕДЕНИЕ.

Цели и задачи исследования.

Научная новизна полученных результатов.

Теоретическое и практическое значение работы.

Апробация работы.

Глава 1. Литературный обзор.

1.1. Филогения и таксономия микоплазм.

1.2. Размер и особенности нуклеотидного состава генома микоплазм.

1.3. Анализ нуклеотидных последовательностей геномов микоплазм.

1.4. Структурная организация геномов микоплазм.

1.5. Открытые рамки считывания в геноме микоплазм и особенности метаболизма.

1.6. Проблемы интерпретации ОРС.

1.7. Рекомбинация как источник вариабельности генов микоплазм.

1.8. Повторяющиеся последовательности ДНК микоплазм.

1.9. Экстрахромосомные ДНК.

1.10. Геном микоплазм и минимальный геном бактериальной клетки.

1.11. Структура белков семейства 70 кДа БТШ эукариот и прокариот.

1.12. Механизм действия шаперонов семейства 70 кДа БТШ.

1.13. Модуляция активности DnaK ко-шаперонами DnaJ и GrpE.

Глава 2. Материалы и методы.

2.1. Штаммы и условия культивирования.

2.2. Индукция синтеза БТШ у микоплазм и импульсное введение метки.

2.3. Иммуноблоттинг.

2.4. Выделение ДНК и клонирование.

2.5. Полимеразная цепная реакция.

2.6. Отбор рекомбинантных фагов или плазмид.

2.7. Сиквенс.

2.8. Компьютерный анализ нуклеотидных и аминокислотных последовательностей.

Глава 3. Результаты.

3.1. Экспрессия БТШ у микоплазм.

3.2. Идентификация основных БТШ микоплазмы.

3.3. Амплификация фрагментов гена dnaK микоплазм разных видов.

3.4. Клонирование и сиквенс гена dnaK A.laidlawii.

Глава 4. Обсуждение.

4.1. Микоплазмы разных видов различаются по способности к индукции синтеза и накоплению DnaK.

4.2. Анализ нуклеотидной последовательности участка хромосомы A.laidlawii, кодирующей ген dnaK.

4.3. Реконструкция филогенетического древа, основанного на последовательностях DnaK.

Выводы.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Белки теплового шока микоплазм: Клонирование и экспрессия гена dnak»

DnaK входит в число белков, синтезируемых в ответ на гипертермию во всех изученных микроорганизмах, за исключением некоторых археобактерий (Gribaldo et al., 1999). 70 кДа БТШ, к которым относятся DnaK прокариот и Hsp70 эукариот, образуют одно из самых консервативных семейств белков в природе, играющих существенную роль как в обеспечении выживания клетки при стрессе, так и в нормальном метаболизме (Маргулис, Гужова, 2000). Как шаперон, DnaK сопровождает молекулы белка, начиная с момента синтеза и вплоть до деградации. Участвуя в биогенезе рибосом, DnaK обеспечивает саму возможность синтеза полипептидов в клетке (Alix, Guerin, 1993).

Хотя аминокислотная последовательность полипептида однозначно определяет конечную третичную структуру белка, в большинстве случаев для формирования правильной биологически активной конформации (фолдинга) необходима помощь шаперонов. При участии ко-шаперонов DnaJ и GrpE DnaK связывается с полипептидами непосредственно в процессе синтеза, когда полипептиды еще связаны с рибосомами, и блокирует тем самым агрегацию развернутых полипептидных цепей. Известно, что правильно упакованный белок приобретает энергетически наиболее выгодную конформацию (за исключением, возможно, прионов). Однако, при фолдинге полипептидов возможно образование относительно стабильных промежуточных продуктов, имеющих неправильную конформацию. 70 кДа БТШ также отвечают за АТФ-зависимое разрушение подобных структур, обеспечивая возможность правильного фолдинга интермедиатов в клетке. Кроме того, DnaK принимает участие в разборке олигомерных белковых комплексов. В случае, когда комплекс DnaK-DnaJ-GrpE связывается с необратимо денатурированным полипептидом, он может модулировать АТФ-зависимый протеолиз субстрата (Mayhew, Hartl, 1996). В ряде случаев, когда DnaK не справляется со своими функциями, он может кооперироваться с другими шаперонами (Goloubinoff et al., 1999; Zolkievski, 1999).

Для клеток важно поддерживать определенный физиологический уровень шаперонов системы DnaKJ. Повышенное содержание DnaK приводит к нарушению клеточного деления и образованию «филаментарных», полинуклеоидных клеток (McCarty, Walker, 1994). Ко-экспрессия DnaJ снимает эти эффекты. Суперпродукция DnaK приводит к гибели клеток E.coli в стационарной фазе, причем DnaJ не супрессирует его бактериоцидный эффект (Blum et al., 1992). Клетки E.coli, дефектные по dnaK, также образуют филаменты при непермиссивных температурах (Bukau, Walker, 1989). Однако в этом случае в клетках с высокой частотой происходят вторичные мутации, супрессирующие эффект филаментообразования. Суперэкспрессия ftsZ также позволяет устранить этот эффект (Paek, Walker, 1987).

Показано, что DnaK играет разную роль у разных микроорганизмов, что видно на примере E.coli и B.subtillis. В клетках E.coli экспрессия dnaK может быть индуцирована тепловым шоком, кислотным и осмотическим стрессами, углеродным голоданием и рядом других факторов (Heyde, Portalier, 1990; Menry, Kohiyama, 1991; Jenkins et al., 1991; Rockabrand et al., 1995). Очевидно, что в клетках E.coli DnaK вовлечен в общий механизм ответа на стресс. Исследование фенотипических особенностей штаммов E.coli с мутациями по гену dnaK подтверждает это заключение (Bukau, Walker, 1989; Spence et al., 1990). У В. subtillis синтез DnaK индуцируется только тепловым шоком, что говорит о его гораздо более ограниченной роли (Volker et al., 1994).

Изучение инсерционных мутантов В. subtillis по dnaK подтверждает это заключение - мутантные штаммы В.subtillis, в которых не индуцируется синтез DnaK, способны к росту в диапазоне температур от 16 до 52°С (Schulz etal., 1995).

Микоплазмы - наиболее просто организованные мельчайшие прокариотические организмы, способные к самостоятельному воспроизведению. От других прокариот микоплазм отличает отсутствие клеточной стенки. Поскольку клеточная стенка считается фундаментальной особенностью бактерий, микоплазмы классифицируют как отдельную таксономическую группу - класс Mollicutes. Тривиальное название - микоплазмы - относится ко всем представителям класса, независимо от того, к какому роду они относятся.

Большинство микоплазм является паразитами, приспособленными к существованию на определенном хозяине. Виды патогенных микоплазм, инфицирующие человека, отличаются от видов патогенных микоплазм, выделяемых от других млекопитающих, таких как грызуны или жвачные. В качестве организма-хозяина микоплазм выступают млекопитающие, птицы, рыбы, растения, и насекомые. Несмотря на отсутствие клеточной стенки и примитивность организации, микоплазмы являются весьма успешными паразитами.

Результаты анализа последовательности 16S рРНК позволяют заключить, что микоплазмы не относятся к "примитивным бактериям" со слабо развитыми метаболитическими путями. Предполагают, что размер генома и биосинтетические возможности были редуцированы в процессе адаптации микоплазм к совместному существованию с эукариотными клетками. Считают, что микоплазмы произошли путем редуктивной эволюции от ветви грам-положительных бактерий с низким содержанием G+C и имеют общего предка с бациллами, лактобадиллами, клостридиями, энтерококками, стафилококками и стрептококками (Weisburg et al., 1989; Woese, 1987). Исходя из этого, предполагают, что основные молекулярно-биологические процессы (репликация, регуляция экспрессии, транскрипция и др.), обусловливающие жизнедеятельность микоплазм и других грам-положительных бактерий, должны быть похожи. В тоже время показано, что микоплазмы являются быстро эволюционирующими, "тахителичными организмами", повышенная скорость мутирования которых не может не привести к появлению и накоплению особенностей в молекулярной организации (Fox et al., 1980).

Двумя необычными особенностями, характеризующими геном микоплазм, являются его размер и нуклеотидный состав. Микоплазмы обладают геномом наименьших размеров, известных для микроорганизмов, способных к самостоятельному воспроизведению. Так, геном M.genitalium составляет всего 580 т.н.п. (Himmelreich et al., 1997). Кроме того, геном микоплазм отличается крайне низким содержанием G+C, составляющим для некоторых видов всего 25 молярных % (Herrmann, 1992).

В процессе эволюции, адаптировавшись к паразитическому образу жизни в физиологически стабильных условиях, микоплазмы лишились целого ряда метаболитических путей, характерных для большинства бактерий и редуцировали значительную часть генетического аппарата. Жизнедеятельность типичной бактериальной клетки, подобной E.coli, обеспечивают около 2000 типов метаболитических реакций. Все метаболитические предшественники нуклеотидов, Сахаров, аминокислот, жирных кислот и коэнзимов бактерии синтезируют из 12 основных метаболитов - глюкозо-6-фосфата, фруктозо-6-фосфата, фосфата триозы, 3-фосфоглицерата, фосфоенолпирувата, пирувата, рибозо-5-фосфата, эритрозо-4-фосфата,

2-оксоглутарата, оксалоацетата, ацетил-коэнзима А и сукцинил-коэнзима A (Neidhardt et al., 1990). Общее число типов метаболитических реакций, обнаруженных или предполагаемых, у микоплазм не превышает 250, причем в них синтезируются или используются только 10 основных метаболитов (Pollack et al., 1997). У микоплазм отсутствуют пути синтеза компонентов клеточной стенки, пути синтеза de novo аминокислот и пуринов, жирных кислот, функциональный цикл трикарбоновых кислот, цитохромы и соответствующий электронный каскад (Finch, Mitchell, 1992; Fraser et al., 1995; Manolukas et al., 1988; Pollack et al., 1996). Количество оперонов pPHK в геноме микоплазм также ограничено. Большинство микоплазм имеют одну копию и только некоторые виды микоплазм содержат в хромосоме два оперона генов pPHK (Amikam, 1984). Можно предположить, что система ответа на тепловой шок у микоплазм также подверглась редукции. Вероятно, микоплазмы обладают ограниченным набором белков теплового шока (БТШ), регуляция экспрессии которых также может быть упрощена.

Acholeplasma laidlawii - единственная из микоплазм, встречающаяся в природе в отсутствие организма-хозяина. Вследствие своего независимого существования, клетки A. laidlawii должны обладать способностью переживать изменение температуры окружающей среды и адекватно на него отвечать. Изучение системы синтеза БТШ у микоплазм, рассматриваемых в качестве естественной модели минимальной клетки, важно для понимания фундаментальных основ защиты клетки от теплового шока. Сравнительный анализ аминокислотных последовательностей поможет уточнить особенности DnaK, обусловленные редуктивной эволюции микоплазм. Кроме того, аминокислотные последовательности DnaK могут служить основой для реконструкции филогенетических отношений, проверки и уточнения существующего филогенетического древа, построенного на базе последовательностей 16S рРНК.

Цели и задачи исследования

Цель настоящей работы состояла в исследовании ответа на тепловой шок микоплазм разных видов, выявлении основных белков теплового шока микоплазм, клонировании и изучении особенностей молекулярной организации гена и белка DnaK микоплазмы A. laidlawii. Исходя из этого, были поставлены следующие задачи:

1. Исследовать ответ на тепловой шок у микоплазм. Выявить и охарактеризовать экспрессию основных БТШ у микоплазм разных видов.

2. Показать присутствие нуклеотидных последовательностей, гомологичных гену dnaK, у микоплазм разных видов.

3. Клонировать ген dnaK микоплазмы A. laidlawii.

4. Провести анализ нуклеотидной последовательности гена dnaK A.laidlawii, выявить особенности организации белка DnaK у микоплазм.

5. На основе известных аминокислотных последовательностей DnaK ряда микроорганизмов реконструировать филогенетическое древо и сравнить его с имеющимися версиями филогенетических древ, построенных на основе первичных структур генов 16S рРНК, устанавливающих отношения микоплазм с другими микроорганизмами.

Научная новизна полученных результатов.

В работе впервые показана экспрессия БТШ у микоплазм. Выявлено, что микоплазмы различаются по способности к индукции синтеза БТШ в ответ на тепловой шок. Показано, что A. laidlawii и М. pneumoniae обладают способностью к индукции синтеза БТШ при тепловом шоке с последующим накоплением, а М. genitalium и М. fermentans синтезируют БТШ только конститутивно. Впервые показано, что DnaK микоплазм обладает общими антигенными детерминантами с Hsp70 человека.

С помощью иммуноблоттинга показана экспрессия у исследованных в работе микоплазм БТШ GroEL и GroES. Впервые показана экспрессия мБТШ р17 у микоплазмы A.laidlawii.

В геномной ДНК всех исследованных в данной работе микоплазм выявлены последовательности, гомологичные dnaK. Впервые определена и исследована структура гена dnaK A.laidlawii, микоплазмы, способной существовать в природе в отсутствие организма-хозяина.

Проведен сравнительный анализ белков DnaK микоплазм и ряда других эубактерий. Выявлены особенности структуры DnaK микоплазм. Показано, что реконструированное на основе аминокислотных последовательностей DnaK древо больше соответствует современным взглядам на филогению микоплазм, чем каноническое рРНК-древо.

Теоретическое и практическое значение работы.

Полученные результаты важны для понимания механизмов устойчивости микоплазм к стрессовым факторам. На примере гена dnaK рассмотрены изменения консервативного генетического элемента в процессе эволюции микоплазм. Изучены особенности организации БТШ семейства DnaK у микоплазм.

Топология филогенетического древа, реконструированного на основе аминокислотных последовательностей БТШ DnaK поддерживает гипотезу о полифилетическом происхождении микоплазм.

Выявленные общие антигенные детерминанты DnaK микоплазм и Hsp70 человека позволяют предположить роль микоплазм в индукции аутоимунных состояний человека.

Апробация работы.

По теме диссертации опубликовано 10 печатных работ, в том числе 3 журнальные статьи. Последовательность гена dnaK A. laidlawii депонирована в GENEBANK под номером AF281816. Материалы диссертации были представлены на 2-ой конференции Немецкого Научно-Исследовательского Общества по ответу на тепловой шок (Бишофсгрюн, Германия, 1992), на семинаре лаборатории микоплазмологии Института медицинской микробиологии и гигиены Университета г.Фрайбург (Германия, 1994), на 2-ом съезде Биохимического общества РАН (Пущино, 1997), 7-ом (Вена, Австрия, 1988), 9-ом (Эймс, США, 1992), 10-ом (Бордо, Франция, 1994), 11-ом ( Орландо, США, 1996), 12-ом (Сидней, Австралия, 1998) конгрессах Международного Общества Микоплазмологов, а также на заседании совместного научного семинара Лаборатории структурной организации генома, Лаборатории стабильности хромосом и клеточной инженерии, Лаборатории молекулярных основ дифференцировки клеток, Лаборатории защитных механизмов клетки и Отдела клеточных культур Института цитологии РАН 4 июля 2000 г.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Вонский, Максим Сергеевич

Выводы:

1. В ответ на тепловой шок микоплазма A. laidlawii синтезирует набор полипептидов 78, 70, 62, 45, 40, 37, 23, 17 и 10 кДа. Полипептид 70 кДа идентифицирован как DnaK, 62 кДа - как GroEL и 10 кДа - как GroES, N-концевой сиквенс 17 кДа полипептида не позволяет провести его идентификацию как мБТШ. Способность к индукции синтеза и накоплению БТШ при тепловом шоке различается у микоплазм разных видов.

2. В геномах микоплазм разных видов присутствуют последовательности, гомологичные гену dnaK.

3. Клонированный ген dnaK A.laidlawii длиной 1833 н.п. на 67% идентичен с геном dnaK B.subtillis и на 60.3% - с геном dnaK E.coli. GC-состав гена превышает средний GC-состав A.laidlawii на 4.7 мол% за счет первой позиции в кодирующих триплетах. Белок DnaK A. laidlawii располагает добавочными тремя N-концевыми аминокислотами, редукция размера DnaK у микоплазм произошла за счет укорочения С-концевого участка белка.

4. Нуклеотидная последовательность HindIII-фрагмента хромосомы A.laidlawii, содержащего ген dnaK, позволяет предположить, что у этой микоплазмы гены БТШ grpE, dnaK и dnaJ организованы в оперон.

5. Топология филогенетического древа, реконструированного на основе аминокислотных последовательностей DnaK, подтверждает происхождение микоплазм от Lactobacillus и показывает близкородственные отношения A.laidlawii и Erysipelothrix rhusiopathiae.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Вонский, Максим Сергеевич, 2001 год

1. Вонский М.С., Аствацатурянц Г.В. и Борхсениус С.Н. 1993. Экспрессия белков теплового шока у микоплазм. ДАН. 331 №1: 112115.

2. Вонский М.С., Усоскин Д.Г. и Борхсениус С.Н. 1998. Гены dnaK как основа для филогенетического анализа микоплазм. ДАН. 359 №2: 270-273.

3. Маргулис Б.А., Гужова И.В. 2000. Белки стресса в эукариотической клетке. Цитология. 42 № 4. 323-342.

4. Alix J.H., Guerin M.F. 1993. Mutant DnaK chaperones cause ribosome assembly defects in Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 90: 9725-9729.

5. Altschul S. F„ Madden T.L., Schaffer A.A., Zhang J., Zhang Z., Miller W., and Lipman D.J. 1997. Gapped BLAST and PSI-BLAST: a new generation of protein database search programs. Nucleic Acids Res. 25:3389-3402.

6. Altschul S.F., Gish W., Miller W., Myers E.W. and Lipman D.J. 1990. Basic local alignment search tool. J Mol Biol. 215:403-410.

7. Amikam D., Glaser G., and Razin S. 1984. Mycoplasmas (Mollicutes) have a low number ofrRNA genes. J. Bacteriol. 158:376-378.

8. Artiushin S., Duvall M., and Minion F.C. 1995. Phylogenetic analysis of mycoplasma strain ISM1499 and its assignment to the Acholeplasma oculi strain cluster. Int. J. Syst. Bacteriol. 45:104-109.

9. Bairoch A. 1991. PROSITE: a dictionary of sites and patterns in proteins. Nucleic Acids Res. 19 Suppl:2241-2245.

10. Bergemann A.D., Whitley J.C., and Finch L.R. 1989. Homology of mycoplasma plasmid pADB201 and staphylococcal plasmid pE194. J. Bacteriol. 171:593-595.

11. Bergemann A.D., Whitley J.C., and Finch L.R. 1990. Taxonomic significance of differences in DNA methylation within the Mycoplasma mycoides cluster detected with restriction endonucleases Mbol and Dpnl. Lett. Appl. Microbiol. 11:48-51.

12. Bhugra В., Dybvig K. 1993. Identification and characterization of IS1138, a transposable element from Mycoplasma pulmonis that belongs to the IS3 family. Mol. Microbiol.7:577-584.

13. Bhugra В., Voelker L.L., Zou N., Yu H., and Dybvig K. 1995. Mechanism of antigenic variation in Mycoplasma pulmonis: interwoven, site-specific DNA inversions. Mol. Microbiol.l8:703-714.

14. Birnboim H.C. 1983. A rapid alkaline extraction method for the isolation of plasmid DNA. Methods Enzymol. 100:243-255.

15. Blanchard A. 1990. Ureaplasma urealyticum urease genes; use of a UGA tryptophan codon. Mol. Microbiol.4:669-676.

16. Blaszczak A., Georgopoulos C., and Liberek K. 1999. On the mechanism of FtsH-dependent degradation of the sigma 32 transcriptional regulator of Escherichia coli and the role of the DnaK chaperone mashine. Mol. Microbiol .1:157-166.

17. Blum P., Ory J., Bauernfeind J., and Krska J. 1992. Physiological consequences of DnaK and DnaJ overproduction in Escherichia coli. J. Bacteriol. 174:7436-7444.

18. Boorstein W.R., Ziegelhoffer Т., and Craig E.A. 1994. Molecular evolution of the HSP70 multigene family. J. Mol. Evol.38:l-17.

19. Borchsenius S.N., Budantseva E.V. and Vonsky M.S. 1990. The heat-shock proteins of Acholeplasma laidlawii. in: Stanek G., Cassell G.H.,

20. Tully J.G. and Whitcomb R.F. editors. Recent Advances in Mycoplasmology. In: Zentralblatt fur Bakteriologie, Suppl.20. Stuttgart, New York: Gustav Fisher Verlag. 657-658.

21. Bork P., Ouzounis C., Casari G., Schneider R., Sander C., Dolan M., Gilbert W., and Gillevet P.M. 1995. Exploring the Mycoplasma capricolum genome: a minimal cell reveals its physiology. Mol. Microbiol. 16:955-967.

22. Bove J.M. 1993. Molecular features of mollicutes. Clin. Infect. Dis.l7:S10-S31.

23. Brosius J., Robinson K., Gilbert W., Church G.M., and Venter J.C. 1996. More Haemophilus and Mycoplasma genes. Science.271:1302-1304.

24. Brown C.R., Doxsey S.J., White E., and Welch W.J. 1994. Both viral (adenovirus E1B) and cellular (hsp 70, p53) components interact with centrosomes. J. Cell Physiol. 160:47-60.

25. Brown J.R., Masuchi Y., Robb F.T., and Doolittle W.F. 1994. Evolutionary relationships of bacterial and archeal glutamine synthetase genes. J.Mol.Evol. 38:566-576.

26. Bukau В., Walker G.C. 1989. Cellular defects caused by deletion of the E.coli dnaK gene indicate roles for heat shock protein in normal methabolism. J. Bacteriol. 171:2337-2346.

27. Bustard K., Gupta R.S. 1997. The sequences of heat shock protein 40 (DnaJ) homologs provide evidence for a close evolutionary relationshipbetween the Deinococcus-thermus group and cyanobacteria. J.Mol.Evol. 45:193-205.

28. Calcutt M.J., Lavrrar J.L., and Wise K.S. 1999. IS1630 of Mycoplasma fermentans, a novel IS30-type insertion element that targets and duplicates inverted repeats of variable length and sequence during insertion. J. Bacteriol. 181:7597-7607.

29. Cao J., Карке P.A., and Minion F.C. 1994. Transformation of Mycoplasma gallisepticum with Tn916, Tn4001, and integrative plasmid vectors. J. Bacteriol. 176:4459-4462.

30. Carter M.J., Milton I.D. 1993. An inexpensive and simple method for DNA purificaton on silica particles. Nucleic. Acids. Res.21:1044

31. Chanock R.M., Hayflick L., and Barile M.F. 1961. Growth on artificial medium of an agent associated with atypical pneumonia and its identification as aPPLO. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.48:41-49.

32. Cordwell S.J. 1999. Microbial genomes and "missing" enzymes: redefining biochemical pathways. Arch. Microbiol. 172:269-279.

33. Cordwell S.J., Basseal D.J., Pollack J.D., and Humphery Smith I. 1997. Malate/lactate dehydrogenase in mollicutes: evidence for a multienzyme protein. Gene.l95:l 13-120.

34. Dascher C.C., Maniloff J. 1992. Heat shock response, in: Maniloff J., McElhaney R.N., Finch L.R. and Baseman J.B. editors. Mycoplasmas: Molecular Biology and Pathogenesis. Washington, D.C. Am. Soc. Microbiol. 349-353

35. Delwiche C.F., Kuhsel M. and Palmer J.D. 1995. Phylogenetic analysis of tufA sequences indicates a cyanobacterial origin of all plastids. Mol Phylogenet Evol. 4:110-128.

36. Dybvig K. 1989. Transformation of Acholeplasma laidlawii with streptococcal plasmids pVA868 and pVA920. Plasmid.21:155-160.

37. DybvigK. 1990. Mycoplasmal genetics. Annu. Rev. Microbiol.44:81-104.

38. Dybvig K., Cassell G.H. 1987. Transposition of gram-positive transposon Tn916 in Acholeplasma laidlawii and Mycoplasma pulmonis. Science.235:1392-1394.

39. Dybvig K., Maniloff J. 1983. Integration and lysogeny by an enveloped mycoplasma virus. J. Gen. Virol.64:l781-1785.

40. Dybvig K., Swinton D., Maniloff J., and Hattman S. 1982. Cytosine methylation of the sequence GATC in a mycoplasma. J. Bacteriol.151-.1420-1424.

41. Dybvig K., Voelker L.L. 1996. Molecular biology of mycoplasmas. Annu. Rev. Microbiol.50:25-57.

42. Dybvig K., Woodart A. 1992. Cloning and DNA sequence of a mycoplasmal recA gene. J. Bacteriol. 174:228-784.

43. Dybvig K., Yu H. 1994. Regulation of a restriction and modification system via DNA inversion in Mycoplasma pulmonis. Mol. Microbiol. 12:547-560.

44. Eisen J.A. 1995. The RecA protein as a model molecule for molecular systematic studies of bacteria: comparison of trees of RecAs and 16S rRNAs from the same species.

45. Falah M., Gupta R.S. 1997. Phylogenetic analysis of mycoplasmas based on hsp70 sequences: cloning of the dnaK (hsp70) gene region of Mycoplasma capricolum. Int. J. System. Bacteriol.47:38-45

46. Farr C.D., Slepenkov S.V., and Witt S.N. 1998. Visualization of a slow, ATP-induced structural transition in the bacterial molecular chaperone DnaK. J. Biol. Chem.273:9744-9748.

47. Finch L.R., Mitchell A. 1992. Sources of Nucleotides, in: Maniloff J., McElhaney R.N., Finch L.R. and Baseman J.B. editors. Mycoplasmas: Molecular Biology and Pathogenesis. Washington, D.C. Am. Soc. Microbiol. 211-230.

48. Flaherty K.M., DeLuca-Flaherty C., and McKay D.B. 1990. Three-dimensional structure of the ATPase fragment of a 7 OK heat-shock cognate protein. Nature.346:623-628.

49. Fox G.E., Stackebrandt E., and Hespell R.B. 1980. The phylogeny of prokaryotes. Science.209:457-463.

50. Freeman B.C., Myers M.P., Schumacher R., and Morimoto R.I. 1995. Identification of a regulatory motif in Hsp70 that affects ATPase activity, substrate binding and interaction withHDJ-1. EMBO J.14:2281-2292.

51. Frey J., Cheng X., Kuhnert P., and Nicolet J. 1995. Identification and characterization of IS 1296 in Mycoplasma mycoides subsp. mycoides SC and presence in related mycoplasmas. Gene. 160:95-100.

52. Gaal Т., Bartlett M.S., Ross W., Trunbough C.L., Jr., and Gourse R.L. 1997. Transcription regulation by initiating NTP concentration: rRNA synthesis in bacteria. Science.278:2092-2097.

53. Gaitanaris G.A., Vysokanov A., Hung S.C., Gottesman M.E., and Gragerov A. 1994. Successive action of Escherichia coli chaperones in vivo. Mol. Microbiol. 14:861-869.

54. Gasparich G.E., Hackett K.J., Clark E.A., Renaudin J., and Whitcomb R.F. 1993. Occurrence of extrachromosomal deoxyribonucleic acids in spiroplasmas associated with plants, insects, and ticks. Plasmid.29:81-93.

55. Gelfand M.S., Koonin E.V. 1997. Avoidance of palindromic words in bacterial and archaeal genomes: a close connection with restriction enzymes. Nucleic. Acids. Res.25:2430-2439.

56. Glass J.I., Lefkowitz E.J., Glass J.S., Heiner C.R., Chen E.Y., and Cassell G.H. 2000. The complete sequence of the mucosal pathogen Ureaplasma urealyticum. Nature.407:757-762.

57. Goebl M.G., Petes T.D. 1986. Most of the yeast genomic sequences are not essential for cell growth and division. Cell. 46:983-992.

58. Goloubinoff P., Mogk A., Zvi A.P., Tomoyasu Т., and Bukau B. 1999. Sequential mechanism of solubilization and refolding of stable protein aggregates by a bichaperone network. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.96:13732-13737.

59. Gonzalez-Marquez H., Perrin C., Bracquart P., Guimont C., and Linden G. 1997. A 16 kDa protein family overexpressed by Streptococcus thermophilus PB18 in acid environment. Microbiology.143:1587-1594.

60. Gottesman M.E., Hendrickson W.A. 2000. Protein folding and unfolding by Escherichia coli chaperones and chaperonins. Curr. Opin. Microbiol. 3:197-202.

61. Gruss A., Ehrlich S.D. 1989. The family of highly interrelated single-stranded deoxyribonucleic acid families. Microbiol. Rev. 53:231-241.

62. Gupta R.S., Golding G.B. and Singh B. 1994. HSP70 phylogeny and the relationship between archaebacteria, eubacteria, and eukaryotes letter., J.Mol.Evol. 39:537-540.

63. Hall T.A. 1999. BioEdit: a user-friendly biological sequence alignment editor and analysis program for Windows 95/98/NT. Nucl. Acids Symp. Ser.41:95-98.

64. Harrison C.J., Hayer Hartl M., Di Liberto M., Hartl F., and Kuriyan J.1997. Crystal structure of the nucleotide exchange factor GrpE bound to the ATPase domain of the molecular chaperone DnaK. Science.276:431-435.

65. Hasegawa M, Hashimoto T. 1993. Ribosomal RNA trees misleading? Nature. 361(6407):23.

66. Heiner C.R., Hunkapiller K.L., Chen S.M., Glass J.I., and Chen E.Y.1998. Sequencing multimegabase-template DNA with BigDye terminator chemistry. Genome Res.8:557-561.

67. Herrmann R. 1992.Genome Structure and Organization, in: Maniloff J., McElhaney R.N., Finch L.R. and Baseman J.B. editors.Mycoplasmas: Molecular Biology and Pathogenesis. Washington, D.C. Am. Soc. Microbiol. 157-168.

68. Herrmann R., Reiner B. 1998. Mycoplasma pneumoniae and Mycoplasma genitalium: a comparison of two closely related bacterial species. Curr. Opin. Microbiol. 1:572-579.

69. Hesterkamp Т., Bukau В. 1998. Role of the DnaK and HscA homologs of Hsp70 chaperones in protein folding in E.coli. EMBO J.17:4818-4828.

70. Heyde M., Portalier R. 1990. Acid shock proteins of Escherichia coli. FEMS Microbiol. Lett.69:19-26.

71. Himmelreich R., Hilbert H., Plagens H., Pirkl E., Li B.C., and Herrmann R. 1996. Complete sequence analysis of the genome of the bacterium Mycoplasma pneumoniae. Nucleic. Acids. Res.24:4420-4449.

72. Himmelreich R., Plagens H., Hilbert H., Reiner В., and Herrmann R. 1997. Comparative analysis of the genomes of the bacteria Mycoplasma pneumoniae and Mycoplasma genitalium. Nucleic. Acids. Res.25:701-712.

73. Hu W.S., Hayes M.M., Wang R.Y., Shih J.W., and Lo S.C. 1998. High-frequency DNA rearrangements in the chromosomes of clinically isolated Mycoplasma fermentans. Curr. Microbiol. 37:1-5.

74. Hu W.S., Wang R.Y.-H., Liou R.-S., Shih J.W.-K., and Lo S.-C. 1990. Identification of an insertion-sequence-like genetic element in the newly recognized human pathogen Mycoplasma incognitus. Gene.93:67-72.

75. Jacobs E., Vonski M., Oberle K., Opitz O., and Pietsch K. 1996. Are outbreaks and sporadic respiratory infections by Mycoplasma pneumoniae due to two distinct subtypes? Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 15:38-44.

76. Janis E.M., Kaufman SHE., Schwartz R.H. and Pardoll D.M. 1989. Activation of y8 T-cells in the primary immune response to Mycobacterium tuberculosis. Science. 244:713-716.

77. Jenkins D.E., Auger E.A., and Matin A. 1991. Role of RpoH, a heat shock regulator protein, in Escherichia coli carbon starvation protein synthesis and survival. J. Bacteriol.173:1992-1996.

78. McCarthy J.E.G., Gualerzi C. 1990. Translational control of prokaryotic gene expression. TIG.6:78-85

79. Kerr A.R., Peden J.F., and Sharp P.M. 1997. Systematic base composition variation around the genome of Mycoplasma genitalium, but not Mycoplasma pneumoniae letter. Mol. Microbiol.25:l 177-1179.

80. King K.W., Dybvig K. 1991. Plasmid transformation of Mycoplasma mycoides subspecies mycoides is promoted by high concentrations of polyethylene glycol. Plasmid.26:108-115.

81. King K.W., Dybvig K. 1993. Mycoplasmal cloning vectors derived from plasmidpKMKl. Plasmid.31:49-59.

82. Klappenbach J.A., Dunbar J.M., and Schmidt T.M. 2000. rRNA operon copy number reflects ecological strategies of bacteria. Appl. Environ. Microbiol.66:1328-1333.

83. Koch AL. 1979.Microbial growth in low concentrations of nutritients. in: Shilo M. editors. Strategies in Microbial Life in Extreme Environments. Berlin. Weinheim: Verlag Chemie. 261-279.

84. Koonin E.V., Mushegian A.R., and Bork P. 1996. Non-orthologous gene displacement (letter). TIG.12:334-336.

85. Krause D.C. 1996. Mycoplasma pneumoniae cytadherence: unravelling the tie that binds. Mol. Microbiol.20:247-253.

86. Kunst F., Ogasawara N., Moszer I., Albertini A.M., Alloni G., Azevedo V., Bertero M.G., Bessieres P., Bolotin A., Borchert S., Borriss R.,

87. Ladefoged S.A., Birkelund S., Hauge S., Brock В., Jensen L.T., and Christiansen G. 1995. A 135-kilodalton surface antigen of Mycoplasma hominis PG21 contains multiple directly repeated sequences. Infect. Immun.63:212-223.

88. Laemmli U.K. 1970. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature (Lond. ).227:680-685.

89. Lamb J.R., Bal V., Rothbarb J.B., Mehlert A., Mendez-Samperio P. and Young D.B. 1989. The mycobacterial GroEL stress protein: a common target of T-cell recognition in infection and autoimmunity. J. Autoimmun. 2:93-100.

90. Laufen Т., Mayer M.P., Beisel C., Klostermeier D., Mogk A., Reinstein J., and Bukau B. 1999. Mechanism of regulation of hsp70 chaperones by DnaJ cochaperones. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.96:5452-5457.

91. Lehner Т., Lavery E., Smith R., van der Zee R., Mizushima Y. and Shinnik T. 1991. Association between the 65-kilodalton heat shock protein, Streptococcus sanguis, and the corresponding antibodies in Behcet's syndrome. Infect. Immun. 59:1434-1441.

92. Lo S-C. 1992.Mycoplasmas and AIDS, in: Maniloff J., McElhaney R.N., Finch L.R. and Baseman J.B. editors. Mycoplasmas: Molecular Biology and Pathogenesis. Washington, D.C. Am. Soc. Microbiol. 525548.

93. Lucier T.S., Hu P.Q., Peterson S.N., Song X.Y., Miller L., Heitzman K., Bott K.F., Hutchison C.A., and Ни P.C. 1994. Construction of an ordered genomic library of Mycoplasma genitalium. Gene. 150:27-34.

94. Mahairas G.G., Minion F.C. 1989. Transformation of Mycoplasma pulmonis: demonstration of homologous recombination, introduction of cloned genes, and preliminary description of an integrating shuttle system. J. Bacteriol.71:1775-1780.

95. Maniloff J. 1983. Evolution of wall-less prokaryotes. Annu. Rev. Microbiol.37:477-499.

96. Maniloff J. 1988. Mycoplasma viruses. Crit. Rev. Microbiol. 15:339389.

97. Maniloff J. 1992.Mycoplasma Viruses, in: Maniloff J., McElhaney R.N., Finch L.R. and Baseman J.B. editors.Mycoplasmas: Molecular Biology and Pathogenesis. Washington, D.C. Am. Soc. Microbiol. 41-62.

98. Maniloff J. 1992.Phylogeny of Mycoplasmas, in: Maniloff J., McElhaney R.N., Finch L.R. and Baseman J.B. editors.Mycoplasmas: Molecular Biology and Pathogenesis. Washington, D.C. Am. Soc. Microbiol. 549-560.

99. Maniloff J, Dybvig К and Sladek TL. 1992.Mycoplasma DNA Restriction and Modification, in: Maniloff J., McElhaney R.N., Finch L.R. and Baseman J.B. editors.Mycoplasmas: Molecular Biology and Pathogenesis. Washington, D.C. Am. Soc. Microbiol. 325-330.

100. Manolukas J.T., Barile M.F., Chandler D.K., and Pollack J.D. 1988. Presence of anaplerotic reactions and transamination, and the absence of the tricarboxylic acid cycle in mollicutes. J. Gen. Microbiol. 134 ( Pt 3):791-800.

101. Markham P.F., Glew M.D., Whithear K.G., and Walker I.D. 1993. Molecular cloning of a member of the gene family that encodes pMGA, a hemagglutinin of Mycoplasma gallisepticum. Infect. Immun.61:903-909.

102. Marmur J. 1961. A procedure for the isolation of deoxyribonucleic acid from microorganisms. J. Mol. Biol.3:208-218.

103. Mattsson J.G., Guss В., and Johansson K.E. 1994. The phylogeny of Mycoplasma bovis as determined by sequence analysis of the 16S rRNA gene. FEMS Microbiol. Lett.l 15:325-328.

104. McCarty J.S., Buchberger A., Reinstein J., and Bukau B. 1995. The role of ATP in the functional cycle of the DnaK chaperone system. J. Mol. Biol.249:126-137.

105. McCarty J.S., Walker G.C. 1994. DnaK mutants defective in ATPase activity are defective in negative regulation of the heat shock response: expression of mutant DnaK proteins results in filamentation. J. Bacteriol. 176:764-780.

106. Meury J., Kohiyama M. 1991. Role of heat shock protein DnaK in osmotic adaptation of Escherichia coli. J. Bacteriol. 173:4404-4410.

107. Milarski K.L., Morimoto R.I. 1989. Mutational analysis of the human HSP70 protein: distinct domains for nucleolar localization and adenosine triphosphate binding. J. Cell Biol. 109:1947-1962.

108. Milarski K.L., Morimoto R.I. 1989. Mutational analysis of the human HSP70 protein: distinct domains for nucleolar localization and adenosine triphosphate binding. J. Cell. Biochem. 109:1947-1961.

109. Mogk A., Bukau В., Lutz R., and Schumann W. 1999. Construction and analysis of hybrid Escherichia coli-Bacillus subtilis dnaK genes. J. Bacteriol.181:1971-1974.

110. Montgomery D.L., Morimoto R.I., and Gierasch L.M. 1999. Mutations in the substrate binding domain of the Escherichia coli 70 kDa molecular chaperone, DnaK, which alter substrate affinity or interdomain coupling. J. Mol. Biol.286:915-932.

111. Mushegian A.R., Koonin Е.У. 1996. A minimal gene set for cellular life derived by comparison of complete bacterial genomes see comments., Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.93:10268-10273.

112. Mushegian A.R., Koonin E.Y. 1996. Gene order is not conserved in bacterial evolution letter. Trends. Genet. 12:289-290.

113. Narberhaus R, Giebeler K., and Bahl H. 1992. Molecular characterization of the dnaK gene region of Clostridium acetobutylicum, including grpE, dnaJ, and a new heat shock gene. J. Bacteriol. 174:32903299.

114. Neidhardt FC, Ingraham JL, Schaechter M. Physiology of the Bacterial Cell. A Molecular Approach. Sunderland, Mass. Sinauer Associates, Inc. 1990;

115. Neimark H., Lange C.S. 1990. Pulse-field electrophoresis indicates full-length mycoplasma chromosomes range widely in size. Nucleic. Acids. Res. 18:5443-5448.

116. Neimark H., Tully J.G., Rose D.L., and Lange C.S. 1992. Chromosome size polymorphism among mollicutes. Int. Org. for Mycoplasmol. Lett.II:261

117. O'Brien R.L., Happ M.P., Dallas A., Palmer E., Kubo R. and Born W.K. 1989. Stimulation of a major subset of lymphocytes expressing T cell receptor y8 by an antigen derived from Mycobacterium tuberculosis. Cell. 57:667-674.

118. Ogasawara N., Yoshikawa H. 1992. Genes and their organization in the replication origin of the bacterial chromosome. Mol. Microbiol.6:629-634.

119. Osawa S., Jukes Т.Н. 1989. Codon reassignment (codon capture) in evolution. J. Mol. Evol.28:271-278.

120. Osawa S., Jukes Т.Н. 1995. On codon reassignment letter. J. Mol. Evol.41:247-249.

121. Ouzounis C., Casari G., Valencia A., and Sander C. 1996. Novelties from the complete genome of Mycoplasma genitalium. Mol. Microbiol.20:895-900.

122. Pace NR., Olsen G.J. and Woese C.R. 1986. Ribosomal RNA phylogeny and the primary lines of evolutionary descent. Cell. 45:325326.

123. Раек K.-H., Walker G.C. 1987. E.coli dnaK null mutants are inviable at high temperature. J. Bacteriol. 169:283-290.

124. Palleros D.R., Welch W.J., and Fink A.L. 1991. Interaction of hsp70 with unfolded proteins: effects of temperature and nucleotides on the kinetics of binding. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.88:5719-5723.

125. Palmer B.R., Marinus M.G. 1994. The dam and dcm strains of Escherichia coli a review. Gene.143:1-13.

126. Pitcher D., Hilbocus J. 1998. Variability in the distribution and composition of insertion sequence-like elements in strains of Mycoplasma fermentans. FEMS Microbiol. Lett.l60:101-109.

127. Pollack J.D. 1992. Carbohydrate Metabolism and Energy Conservation, in: Maniloff J., McElhaney R.N., Finch L.R. and Baseman J.B. editors.Mycoplasmas: Molecular Biology and Pathogenesis. Washington, D.C. Am. Soc. Microbiol. 181-200.

128. Pollack J.D. 1997. Mycoplasma genes: a case for reflective annotation. Trends Microbiol.5:413-419.

129. Pollack J.D., Williams M.V., Banzon J., Jones M.A., Harvey L., and Tully J.G. 1996. Comparative metabolism of Mesoplasma, Entomoplasma, Mycoplasma, and Acholeplasma. Int. J. Syst. Bacteriol.46:885-890.

130. Rainey F.A., Ward-Rainey N.L., Janssen P.H., and Hippe H. 1996. Clostridium paradoxum DSM 7308(T) contains multiple 16S rRNA genes with heterogenous intervening sequences. Microbiology.l42:2087-2095.

131. Ranhand J.M., Mitchell W.O., Popkin T.J., and Cole R.M. 1980. Covalently closed circular deoxyribonucleic acids in spiroplasmas. J. Bacteriol. 143:1194-1199.

132. Razin S. 1991. The genera Mycoplasma, Ureaplasma, Acholeplasma, Anaeroplasma and Asteroplasma. in: Balows A., Truper H.G., Dworkin

133. M., Harder W. and Schleifer K.-H. editors.The prokaryotes. 2nd ed. N.Y. Springer-Verlag, New-York. 1937-1959.

134. Razin S. 1992.Mycoplasma Taxonomy and Ecology, in: Maniloff J., McElhaney R.N., Finch L.R. and Baseman J.B. editors.Mycoplasmas: Molecular Biology and Pathogenesis. Washington, D.C. Am. Soc. Microbiol. 3-22.

135. Reid K.L., Fink A.L. 1996. Physical interactions between members of the DnaK chaperone machinery: characterization of the DnaK.GrpE complex. Cell Stress. Chaperones. 1:127-137.

136. Rensing S.A., Maier U.G. 1994. Phylogenetic analysis of the stress-70 protein family. J Mol Evol. 39:80-86.

137. Roberts M.C., Kenny G.E. 1987. Conjugal transfer of transposon Tn916 from Streptococcus faecalis to Mycoplasma hominis. J. Bacteriol. 169:3836-3839.

138. Rockabrand D., Arthur Т., Korinek G., Livers K., and Blum P. 1995. An essential role for the Escherichia coli DnaK protein in starvation-induced thermotolerance, H2O2 resistance, and reductive division. J. Bacteriol. 177:3695-3703.

139. Rockabrand D., Blum P. 1995. Multicopy plasmid suppression of stationary phase chaperone toxicity in Escherichia coli by phosphogluconate dehydratase and the N-terminus of DnaK. Mol. Gen. Genet.249:498-506.

140. Rodwell AW. 1983 .Defined and partly defined media, in: Methods in Mycoplasmology. 163-172.

141. Rogers M.J., Simmons J., Walker R.T., Weisburg W.G., Woese C.R., and et al. 1985. Construction of the mycoplasma evolutionary tree from 5S rRNA sequence data. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.82:1160-1164.

142. Rose D.L., Коска J.P., Somerson N.L., Tully J.G., Whitcomb R.F., and et al. 1990. Mycoplasma lactucae sp. nov., a sterol-requiring mollicute from a plant surface. Int. J. Syst. Bacteriol.40:138-142.

143. Rudiger S., Buchberger A., and Bukau B. 1997. Interaction of Hsp70 chaperones with substrates. Nat. Struct. Biol.4:342-349.

144. Rudiger S., Germeroth L., Schneider Mergener J., and Bukau B. 1997. Substrate specificity of the DnaK chaperone determined by screening cellulose-bound peptide libraries. EMBO J. 16:1501-1507.

145. Saitou N., Nei M. 1987. The neighbor-joining method: a new method for reconstructing phylogenetic trees. Mol. Biol. Evol. 4:406-425.

146. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. 1989. Molecular cloning: a laboratory manual, 2nd ed. Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, N.Y.

147. Sanger F., Nicklen S., and Coulson A.R. 1977. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.74:5463-5467.

148. Sauer U., Durre P. 1993. Sequence and molecular characterization of a DNA region encoding a small heat shock protein of Clostridium acetobutylicum. J. Bacteriol.l75:3394-3400.

149. Schmid D., Baici A., Gehring H., and Christen P. 1994. Kinetics of molecular chaperone action. Science.263:971-973.

150. Schonfeld H.J., Schmidt D., Schroder H., and Bukau B. 1995. The DnaK chaperone system of Escherichia coli: quaternary structures and interactions of the DnaK and GrpE components. J. Biol. Chem.270:2183-2189.

151. Schulz A., Tzschaschel В., and Schumann W. 1995. Isolation and analysis of mutants of the dnaK operon of Bacillus subtilis. Mol. Microbiol. 15:421-429.

152. Shi L., Kataoka M., and Fink A.L. 1996. Conformational characterization of DnaK and its complexes by small-angle X-ray scattering. Biochemistry.35:3297-3308.

153. Shotland Y., Koby S., Teff D., Oren D.A., Takematsu K., Tomoyasu Т., Kessel M., Bukau В., Ogura Т., and Oppenheim A.B. 1997. Proteolysis of the phage lambda CII regulatory protein by FtsH (Hfffi) of Escherichia coli. Mol. Microbiol.24:1303-1310.

154. Siefert J.L., Martin K.A., Abdi F., Widger W.R., and Fox G.E. 1997. Conserved gene clusters in bacterial genomes provide further support for the primacy of RNA. J. Mol. Evol.45:467-472.

155. Sladek T.L., Nowak J.A., and Maniloff J. 1986. Mycoplasma restriction: identification of a new type of restriction specificity for DNA containing 5- methylcytosine. J. Bacteriol. 165:219-225.

156. Slepenkov S.Y., Witt S.N. 1998. Kinetics of the reactions of the Escherichia coli molecular chaperone DnaK with ATP: evidence that a three-step reaction precedes ATP hydrolysis. Biochemistry.37:1015-1024.

157. Sondergard-Anderson J., Jensen J.S., Uldum S.A. and Lind K. 1990. Heat-shock protein in Mycoplasma pneumoniae shown by immunoblotting to be related to the bacterial common antigen. J. Infect. Dis. 161:10391040.

158. Spence J., Cegielska A., and Georgopoulos C. 1990. Role of Escherichia coli heat shock proteins DnaK and HtpG (C62.5) in response to nutritional deprivation. J. Bacteriol.l72:7157-7166.

159. Sriram M., Osipiuk J., Freeman В., Morimoto R., and Joachimiak A. 1997. Ншпап Hsp70 molecular chaperone binds two calcium ions within the ATPase domain. Structure.5:403-414.

160. Studier J.A., Keppler K.J. 1988. A note on the neighbor-joining algorithm of Saitou and Nei. Mol. Biol. Evol. 5:729-731.

161. Su C.J., Chavoya A., and Baseman J.B. 1988. Regions of Mycoplasma pneumoniae cytadhesin PI structural gene exist as multiple copies. Infect. Immun. 56:3157-61.

162. Su C.J., Dallo S.F., Chavoya A., and Baseman J.B. 1993. Possible origin of sequence divergence in the PI cytadhesin gene of Mycoplasma pneumoniae. Infect. Immun.61:816-822.

163. Sugimura K., Ohno Т., Azuma I., and Yamamoto K. 1993. Polymorphism in genes for the enzyme arginine deiminase among Mycoplasma species. Infect. Immun.61:329-331.

164. Suh W.C., Burkholder W.F., Lu C.Z., Zhao X., Gottesman M.E., and Gross C.A. 1998. Interaction of the Hsp70 molecular chaperone, DnaK, with its cochaperone DnaJ. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.95:15223-15228.

165. Tabor S., Richardson C.C. 1987. DNA sequence analysis with a modified bacteriophage T7 DNA polymerase. Proc Natl Acad Sci USA. 84:4767-4771

166. Thompson J.D., Higgins D.G., and Gibson T.J. 1999. CLUSTALW: improving the sensitivity of progressive multiple sequence alignmentthrough sequence weighting, positions-specific gap penalties and weight matrix choice. Nucl. Acids Res.22:4673-4680.

167. Tigges E., Minion F.C. 1994. Physical map of the genome of Acholeplasma oculi ISM1499 and construction of a Tn4001 derivative for macrorestriction chromosomal mapping. J. Bacteriol. 176:1180-1183.

168. Tigges E., Minion F.C. 1994. Physical map of Mycoplasma gallisepticum. J. Bacteriol. 176:4157-4159.

169. Tomoyasu Т., Ogura Т., Tatsuta Т., and Bukau B. 1998. Levels of DnaK and DnaJ provide tight control of heat shock gene expression and protein repair in Escherichia coli. Mol. Microbiol.30:567-581.

170. Van de Peer Y., de Watcher R. 1994. TREECON for Windows: a software package for the construction and drawing the evolutionary trees for the Microsoft Windows environment. Comput. Applic. Biosci. 10: 569-570.

171. Varela P., Jerez C.A. 1992. Identification and characterization of GroEL and DnaK homologues in Thiobacillus ferrooxidans. FEMS Microbiol. Lett.77:149-153.

172. Viale A.M., Arakaki A.K., Soncini F.C. and Ferreyra R.G. 1994. Evolutionary relationships among eubacterial groups as inferred from

173. GroEL (chaperonin) sequence comparisons. Int J Syst Bacteriol. 44:52733.

174. Voelker L.L., Weaver K.E., Ehle L.J., and Washburn L.R. 1995. Association of lysogenic bacteriophage MAV1 with virulence of Mycoplasma arthritidis. Infect. Immun.63:4016-4023.

175. Volker U., Engelmann S., Maul В., Riethdorf S., Volker A., Schmid R., Mach H., and Hecker M. 1994. Analysis of the induction of general stress proteins of Bacillus subtilis. Microbiology. 140:741-752.

176. Vonski, M., Usoskin D., Borkhsenius S. Cloning and sequence analysis of the Acholeplasma laidlawii dnaK gene. IOM Letters, v.4, 1996, P262

177. Vonski M., Usoskin D. and Borchsenius S. 1998. Structure Analysis of GrpE-DnaK-DnaJ Gene Regulon in Mycoplasmas. IOM Letters, v.5,1. PI 86.

178. Watanabe H., Mori H., Itoh Т., and Gojobori T. 1997. Genome plasticity as a paradigm of eubacteria evolution. J. Mol. Evol.44:S57-S46.

179. Wheeler D.L., Chappey C., Lash A.E., Leipe D.D., Madden T.L., Schuler G.D., Tatusova T.A., and Rapp B.A. 2000. Database resources of the National Center for Biotechnology Information. Nucleic Acids Res.28:10-14.

180. Whitley J.C., Muto A., and Finch L.R. 1991. A physical map for Mycoplasma capricolum Cal. kid with loci for all known tRNAspecies. Nucleic. Acids. Res.l9:399-400.

181. Williams M.V., Pollack J.D. 1990. The importance of differences in pyrimidine metabolism of the mollicutes. Zentralbl, Bakteriol.Suppl.20:163-171.

182. Williams M.V., Pollack J.D. 1990. A mollicute (mycoplasma) DNA repair enzyme: purification and characterization of uracil-DNA glycosylase. J. Bacteriol. 172:2979-2985.

183. Woese C.R. 1987. Bacterial evolution. Microbiol. Rev.51:221-271.

184. Woese C.R., Maniloff J., and Zablen L.B. 1980. Phylogenetic analysis of the mycoplasmas. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A.77:494-498.

185. Wu В., Wawrzynow A., Zylicz M., and Georgopoulos C. 1996. Structure-function analysis of the Escherichia coli GrpE heat shock protein. EMBO J. 15:4806-4816.

186. Zheng J., Mcintosh M.A. 1995. Characterization of IS 1221 from Mycoplasma hyorhinis: expression of its putative transposase in Escherichia coli incorporates a ribosomal frameshift mechanism. Mol. Microbiol. 16:669-685.

187. Zhu X., Zhao X., Burkholder W.F., Gragerov A., Ogata C.M., Gottesman M.E., and Hendrickson W.A. 1996. Structural analysis of substrate binding by the molecular chaperone DnaK. Science.272:1606-1614.

188. Zillig W. 2001.The order Thermococcales. in: Balows A., Truper H.G., Dworkin M., Harder W. and Schleifer K.-H. editors. The Prokaryotes. N.Y. Springer-Verlag, New York. 702-706.

189. Zolkievski M. 1999. ClpB cooperates with DnaK, DnaJ and GrpE in suppressing protein aggregation. A novel multi-chaperone system from Escherichia coli. J. Biol. Chem.274:28083-28086.