Биофизические механизмы изменения механических свойств волокон скелетных мышц при опорной разгрузке тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.02, доктор физико-математических наук Огнева, Ирина Владимировна

• Огнева, Ирина Владимировна
• доктор физико-математических наук
• 2011

Оглавление диссертации доктор физико-математических наук Огнева, Ирина Владимировна

Список обозначений.

ВВЕДЕНИЕ.

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Механочувствительность клеток.

1.2. Механические свойства клеток.

1.2.1. Атомная силовая микроскопия.

1.2.1.1. Принцип работы атомного силового микроскопа.

1.2.1.2. Вычисление поперечной жесткости и модуля Юнга образца по силовым кривым.

1.2.2. Механические свойства немышечных клеток.

1.2.3. Механические свойства мышечных волокон.

1.2.3.1. Поперечная жесткость сарколеммы мышечных волокон.

1.2.3.2. Поперечная жесткость сократительного аппарата мышечных волокон.

1.2.3.3. Структурно-функциональная роль белков внесаркомерного цитоскелета.

Роль гравитации как внешнего механического стимула для волокон скелетных мышц.

Глава 2. ОБЪЕКТ, МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫЕ ПОДХОДЫ.

2.1. Объект исследования.

2.1.1. Экспериментальные животные.

2.1.2. Исследуемые мышцы.

2.2. Методы исследования.

2.2.1. Атомная силовая микроскопия.

2.2.2. Флуоресцентная микроскопия.

2.2.3. Гель-электрофорез с последующим вестерн-блоттингом.

2.3. Экспериментальные подходы.

2.3.1. Антиортостатическое вывешивание грызунов.

2.3.2. Системное введение препарата «Коринфар».

2.3.3. Эксперимент «7-суточная «сухая» иммерсия» человека.

Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ЭКСПЕРИМЕНТОВ.

3.1. Анализ структуры поверхности волокон камбаловидной мышцы крысы в группе «Контроль».

3.2. Динамика изменения массы мышцы, диаметра волокон и водосодержания в условиях опорной разгрузки у крысы.

3.3. Динамика изменения поперечной жесткости разных участков демембранизированных волокон и волокон с проницаемой сарколеммой различных мышц крысы в условиях опорной разгрузки.

3.3.1. Камбаловидная мышца крысы.

3.3.2. Икроножная мышца (медиальная головка) крысы.

3.3.3. Передняя большеберцовая мышца крысы.

3.4. Динамика изменения массы мышцы, диаметра волокон и водосодержания в условиях опорной разгрузки у монгольской песчанки.

3.5. Динамика изменения поперечной жесткости разных участков демембранизированных волокон и волокон с проницаемой сарколеммой различных мышц монгольской песчанки в условиях опорной разгрузки.

3.5.1. Камбаловидная мышца монгольской песчанки.

3.5.2. Икроножная мышца (медиальная головка) монгольской песчанки.

3.5.3. Передняя большеберцовая мышца монгольской песчанки.

3.6. Динамика изменения диаметра волокон камбаловидной мышцы у человека в условиях опорной разгрузки в эксперименте «7-суточная «сухая» иммерсия».

3.7. Динамика изменения поперечной жесткости разных участков демембранизированных волокон и волокон с проницаемой сарколеммой камбаловидной мышцы человека в условиях опорной разгрузки в эксперименте «7-суточная «сухая» иммерсия».

3.8. Результаты эксперимента с препаратом «Коринфар». Динамика изменения массы мышцы, диаметра волокон и водосодержания в условиях опорной разгрузки крыс в эксперименте с препаратом «Коринфар».

3.9. Динамика изменения поперечной жесткости разных участков демембранизированных волокон и волокон с проницаемой сарколеммой различных мышц крысы в условиях опорной разгрузки в эксперименте с препаратом «Коринфар».

3.9.1. Камбаловидная мышца крысы в эксперименте с препаратом «Коринфар».

3.9.2. Икроножная мышца (медиальная головка) крысы в эксперименте с препаратом «Коринфар».

3.9.3. Передняя большеберцовая мышца крысы в эксперименте с препаратом «Коринфар».

3.10. Резюме.

Глава 4. МАТЕМАТИЧЕСКОЕ МОДЕЛИРОВАНИЕ

ЭКСПЕРИМЕНТОВ ПО ИЗМЕРЕНИЮ ЖЕСТКОСТИ

МЫШЕЧНЫХ ВОЛОКОН.

4.1. Точное решение задачи Герца для шарового жесткого штампа и трансверсально изотропного несжимаемого полупространства.

4.2. Строение саркомера и модель его упругих свойств в различных состояниях.

4.3. Приближенное решение задачи Герца для кантилевера АСМ и мышечного волокна.

Глава 5. СОДЕРЖАНИЕ ЦИТОСКЕЛЕТНЫХ БЕЛКОВ И ИОНОВ

КАЛЬЦИЯ В ВОЛОКНАХ МЫШЦ ГОЛЕНИ В

УСЛОВИЯХ ОПОРНОЙ РАЗГРУЗКИ.

5.1. Динамика изменения содержания десмина в различных мышцах в условиях опорной разгрузки.

5.2. Динамика изменения содержания альфа-актинина-1 в различных мышцах в условиях опорной разгрузки.

5.3. Динамика изменения базального содержания ионов кальция в волокнах различных мышц в условиях опорной разгрузки.

5.4. Сравнение изменений содержания десмина, альфа-актинина-1 и ионов кальция в разных мышцах различных животных и человека в условиях опорной разгрузки.

ОБСУЖДЕНИЕ.

Определение локальной поперечной жесткости различных участков мышечного волокна.

Локальная поперечная жесткость различных участков мышечного волокна в контроле.

Оценка вклада упругих характеристик различных участков мышечного волокна в измеренную локальную поперечную жесткость с помощью математического моделирования.

Камбаловидная мышца в условиях опорной разгрузки.

Быстрые мышцы в условиях опорной разгрузки.

Резюме результатов эксперимента.

Эксперимент «7-суточная «сухая» иммерсия».

Снижение жесткости волокон с проницаемой сарколеммой и содержание альфа-актинина-1.

Базальное содержание ионов кальция в мышечных волокнах.

Эксперимент с системным введением препарата

Коринфар».

Видовые особенности монгольской песчанки.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Биофизические механизмы изменения механических свойств волокон скелетных мышц при опорной разгрузке»

Актуальность проблемы

Снижение функциональных возможностей мышечной системы в условиях невесомости (Kozlovskaya I. et al., 1988; McDonald K.S., Fitts R.H., 1995; Toursel Th. et al., 2002; Григорьев А.И. и др., 2004) до сих пор является одной из основных медицинских проблем, препятствующих длительному космическому полету. Кроме того, эта же проблема является крайне актуальной и при восстановлении травматологических и неврологических больных. До недавних пор принято было считать, что атрофические изменения, возникающие в мышечной ткани, связаны лишь с ее функциональной разгрузкой как органа (Booth F.W., Kelso J.R., 1973; Desplanches D. et al. 1990; Caiozzo V.J. et al. 1996). Поэтому поиск путей предотвращения негативных последствий микрогравитации для мышц шел в направлении активации сократительной активности. Тем не менее, большинство предложенных методов профилактики атрофических изменений являются паллиативными, поскольку их основная задача заключается не в предотвращении запуска атрофических изменений, а в их компенсации.

В целом, механизм первичного восприятия внешнего механического, в том числе и гравитационного, стимула клетками скелетных мышц (мышечными волокнами) до сих пор остается неясным. Накопленные в мировой литературе данные свидетельствуют о том, что изменения величины и направления вектора силы тяжести оказывают прямое влияние не только на мышечные волокна, но и на клетки других типов, например, на мезенхимальные стволовые клетки и на клетки эндотелия аорты (Rijken P.J. et al., 1992; Infanger M. et al., 2007; Buravkova L.B. et al.,

2010), несмотря на малость их размеров. Возможно, механизм, обусловливающий запуск изменений в клетке в ответ на изменение внешних механических условий, может быть универсальным для клеток любого типа и обеспечивается подмембранным цитоскелетом. Однако процессы, обеспечивающие клеточный ответ на внешний механический стимул, изучены недостаточно. Это связано как с экспериментальными трудностями, так и с отсутствием интегративных подходов к исследованию этой проблемы клеточной биофизики.

Особый интерес в связи с этим представляют мышечные клетки, которые специализированы к генерации механического напряжения и противодействию гравитационному полю при поддержании позы. В условиях функциональной нагрузки мышечные клетки находятся в напряженном состоянии, которое отсутствует при опорной разгрузке, частным ■ случаем которой является и гравитационная разгрузка. При этом имеет место и изменение уровня нервной активации. По-видимому, суперпозицией этих двух факторов (изменение механического напряжения и нервно-мышечной активности) в условиях отсутствия функциональной нагрузки определяется адаптационный ответ мышечных клеток, но их вклад, вероятно, различен.

Закономерным следствием изменения внешних механических условий будет изменение механических характеристик клеток, таких как прочность, устойчивость, жесткость. Однако прочность и устойчивость в большей степени характеризуют целостность клетки как физического объекта. Поэтому в биофизических исследованиях механических характеристик клеток принято исследовать именно жесткость. Поскольку мышечные клетки имеют особое строение и доминирующую ось, их обычно называют мышечными волокнами и исследуют продольную жесткость. Но проблема восприятия внешнего механического стимула мышечными волокнами при таком подходе не нашла своего решения, что может быть связано с невозможностью оценить состояние мембраны с кортикальным цитоскелетом (сарколеммы) при продольном нагружении вследствие их малого, по сравнению с сократительным аппаратом, вклада в значение модуля упругости в продольном направлении.

В целом механическое волокно представляет собой трехмерную конструкцию, что дает возможность исследовать его свойства не только в продольном, но и в поперечном направлении, используя для этого атомную силовую микроскопию — ACM (Nyland L.R., Maughan D.W., 2000; Mathur А.В. et al., 2001; Collinsworth A.M. et al., 2002; Defranchi E. et al., 2005; Akiyama N. et al., 2006). Однако сложная организация' -мышечного волокна (структурно-функциональное взаимодействие сократительного аппарата, состоящего из саркомеров, и клеточной мембраны вместе с подмембранным кортикальным цитоскелетом — сарколеммы) позволяет предположить, что поперечная жесткость различных участков сарколеммы и сократительного аппарата, а именно, в области Z-диска, М-линии и участка между ними отличаются друг от друга. Более того, в литературе не представлено каких-либо сведений о динамике изменения упругих характеристик мышечных волокон при поперечном нагружении в условиях опорной разгрузки.

Существующие методы анализа результатов измерений поперечной жесткости мышечных волокон с использованием атомной силовой микроскопии сводятся обычно к вычислению обобщенного модуля упругости с применением решения различных модификаций контактной задачи Герца для изотропных тел (Weisenhorn A.L. et al., 1993; Radmacher M. et al., 1996; Shin D., Athanasiou K., 1999; Mathur A.B. et al., 2001; Collinsworth A.M. et al., 2002). Однако подобный подход не дает информации о вкладе модулей упругости различных участков волокна в интегральные механические характеристики. Разработка адекватной математической методики анализа, результатов экспериментов по определению поперечной жесткости различных участков сократительного аппарата может помочь в выявлении механизмов изменения механических характеристик мышечных волокон в условиях опорной разгрузки.

Сократительный аппарат связан с сарколеммой через целый ряд белков, доминирующим из которых является десмин, относящийся к семейству белков, формирующих промежуточные филаменты (Ervasti J.M., 2003; Capetanaki У. et al., 2007). Однако роль десмина в изменениях свойств • мышечных волокон в условиях гравитационной разгрузки практически не изучена. Кроме того, поскольку в сарколемме отсутствуют активные сократительные элементы, ее поперечная жесткость в расслабленном волокне отражает состояние структуры кортикального цитоскелета, что особенно интересно в условиях опорной разгрузки. Одним из ключевых белков, обеспечивающих структурную целостность подмембранного цитоскелета, является альфа-актинин-1. Исследование динамики изменения содержания этого белка в мышечных волокнах в условиях отсутствия опоры представляет интерес в связи с имеющимися в литературе данными об увеличении базального содержания Са2+ в волокнах камбаловидной мышцы в условиях функциональной разгрузки (Ingalls С.Р. et al., 1999, 2001; Пономарева Е.В. и др., 2008). Более того, ничего не известно о динамике базального содержания

Са2+ в других мышцах, чей уровень нервной активации при отсутствии опоры либо не меняется, либо даже увеличивается.

Таким образом, проведение эксперимента, направленного на определение поперечной жесткости волокна различных мышц, разработка методики математического анализа, позволяющего вычислить модуль Юнга различных участков, оценка вклада внесаркомерных цитоскелетных белков в состояние структуры и анализ содержания ионов кальция как одного из вторичных посредников могли бы помочь в поиске универсальных механизмов механорецепции.

Целью данной работы являлось определение биофизических механизмов изменения механических свойств волокон скелетных мышц при опорной разгрузке.

Для достижения этой цели был поставлен ряд следующих конкретных задач:

1. Разработать методику экспериментального определения локальной поперечной жесткости различных участков мышечного волокна.

2. Разработать методику математического анализа, позволяющую определить вклад упругих характеристик различных участков мышечного волокна в измеренную локальную поперечную жесткость.

3. Экспериментально определить динамику изменения поперечной жесткости волокон различных мышц в ходе опорной разгрузки.

4. Определить динамику изменения содержания десмина в волокнах различных мышц в ходе опорной разгрузки.

5. Определить динамику изменения содержания немышечной изоформы альфа-актинина-1 в волокнах различных мышц в ходе опорной разгрузки.

6. Определить динамику изменения базального содержания ионов кальция в волокнах различных мышц в ходе опорной разгрузки.

Положения, выносимые на защиту

1. На основе атомной силовой микроскопии осуществлено дифференциальное определение локальной поперечной жесткости различных участков сарколеммы и сократительного аппарата мышечных волокон в расслабленном, активированном кальцием и ригорном состояниях.

2. Разработанная методика математического анализа результатов измерений локальной поперечной жесткости дает возможность оценить, какие именно изменения послужили причиной изменения поперечной жесткости сократительного аппарата в тех или иных условиях (деградация цитоскелетных белков, снижение вероятности образования поперечных мостиков).

3. Существуют структуры, связывающие М-линию с сарколеммой и формирующие выпуклости поверхности, аналогичные костамерам Z-диcкa.

4. Снижение сократительной активности в условиях функциональной разгрузки приводит к снижению содержания десмина и уменьшению поперечной жесткости сократительного аппарата, в то время как увеличение сократительной активности приводит к поддержанию его структуры.

5. В условиях опорной разгрузки поперечная жесткость сарколеммы снижается вне зависимости от типа мышцы и ее сократительной активности; при этом содержание альфа-актинина-1 и базальный уровень ионов кальция в цитоплазме волокон различных мышц увеличиваются.

Научная новизна исследования

Впервые получены следующие результаты.

1. На основании атомной силовой микроскопии разработан способ определения локальной поперечной жесткости мышечных волокон, защищенный патентом РФ. Экспериментально определена поперечная жесткость различных участков сарколеммы и сократительного аппарата мышечных волокон в расслабленном, активированном кальцием и ригорном состояниях в контрольных условиях и в динамике опорной разгрузки у крысы, монгольской песчанки и человека.

2. Разработана методика математического анализа данных атомной силовой микроскопии, позволяющая оценить, изменение каких именно свойств мышечного волокна приводит к изменению локальной поперечной жесткости различных участков сократительного аппарата.

3. Экспериментально определена динамика изменения содержания десмина в камбаловидной, медиальной головке икроножной и передней болыпеберцовой мышцах на различных сроках опорной разгрузки у крысы, монгольской песчанки и человека.

4. Показано, что имеет место изменение содержания альфа-актинина-1 в камбаловидной, медиальной головке икроножной и передней болыпеберцовой мышцах на различных сроках опорной разгрузки у крысы, монгольской песчанки и человека.

5. Показано увеличение базального содержания кальция через сутки опорной разгрузки, причем вне зависимости от типа мышцы и ее активности.

Научная и практическая значимость исследования

Полученные в работе результаты имеют принципиальное значение для понимания механизмов восприятия внешнего механического стимула клетками скелетных мышц.

Новые экспериментальные данные о механических характеристиках мышечных волокон в условиях опорной разгрузки, содержании цитоскелетных белков и ионов кальция дают возможность сформировать новый подход к фундаментальной проблеме механочувствительности мышечных клеток.

Разработанный интегративный подход, включающий в себя экспериментальный способ оценки механических -характеристик мышечного волокна и методику математического анализа результатов измерений, позволяет получать информацию о состоянии разных внутриклеточных структур при экстремальных и патологических состояниях.

Результаты исследования могут помочь в раскрытии механизмов патогенеза различных нервно-мышечных заболеваний. Кроме того, они могут способствовать поиску путей предотвращения развития гипогравитационного синдрома, сохранению работоспособности мышц после длительных космических полетов.

Апробация работы

Основные материалы диссертационной работы были представлены на I Международной конференции «Математическая биология и биоинформатика» (Пущино, Россия, 2006), на международном симпозиуме «Biological motility: achievements and perspectives» (Пущино, Россия, 2008), на 37-й Европейской мышечной конференции (Оксфорд, Великобритания, 2008), на конференции «Научное наследие академика JI.A. Орбели. Структурные и функциональные основы эволюции функций, физиология экстремальных состояний», (Санкт-Петербург, Россия, 2008), на V, VI Всероссийской с международным участием школе-конференции по физиологии мышц и мышечной деятельности «Системные и клеточные механизмы в физиологии двигательной системы», (Москва, Россия, 2009, 2011), на рабочих совещаниях «Биомеханика 2009», «Биомеханика 2011» (Санкт-Петербург, Россия, 2009, 2011), на международном симпозиуме «30th Annual International Gravitational Meeting» (Сиань, Китай, 2009), на международном симпозиуме «17th IAA Humans in> Space Symposium» (Москва, Россия, 2009), на 38-й Европейской мышечной конференции (Лилль, Франция, 2009), на международном симпозиуме «Biological motility: from fundamental achievements to nanotechnologies» (Пущино, Россия, 2010), на th международном симпозиуме «31 Annual International Gravitational Meeting» (Триест, Италия, 2010), на 39-й Европейской мышечной конференции (Падуя, Италия, 2010), на XXI съезде Физиологического общества им. И.П. Павлова (Калуга, Россия, 2010).

Публикации

По теме диссертации опубликовано 45 работ, среди которых 1 патент, получивший бронзовую медаль на 37-ом Международном салоне изобретений, новой техники и технологий (Женева, Швейцария, 2009), 18 статей в отечественных и международных рецензируемых журналах (в том числе 12 публикаций в отечественных журналах из «Перечня ведущих рецензируемых научных журналов и изданий» ВАК и 5 публикаций в международных журналах из Перечня ВАК), а также тезисы докладов в материалах отечественных и международных конференций.

Исследования, проведенные в рамках диссертационной работы, поддержаны программой фундаментальных исследований ГНЦ РФ — ИМБП РАН, рядом грантов РФФИ, в том числе грантом 10-04-00106-а, грантами Отделения биологических наук РАН, Целевой программой фундаментальных исследований Президиума РАН «Фундаментальная наука — медицине», государственными контрактами с Роскосмосом и ЦСКБ «Прогресс».

Благодарности. Автор выражает огромную благодарность научному консультанту- -д.ф.-м.н. Андрею Кимовичу Цатуряну; -сотрудникам лаборатории миологии ГНЦ РФ - ИМБП РАН и особенно Э.Г. Алтаевой, Е.В. Пономаревой, В.А. Курушину; сотрудникам ОМРБ ПИЯФ и особенно В.В. Исаеву-Иванову, Д.В. Лебедеву.

Объем и структура диссертации

Диссертационная работа изложена на 274 страницах машинописного текста; состоит из введения, пяти глав, обсуждения полученных результатов, заключения, выводов, списка цитируемой литературы. Работа содержит 42 таблицы, 65 рисунков. Список литературы включает 157 наименований. Личный вклад автора являлся определяющим на всех этапах работы и заключался в постановке задач исследования, проведении экспериментов, обработке данных, анализе, обобщении и изложении результатов.

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Огнева, Ирина Владимировна

выводы

1. Разработан метод, позволяющий дифференцированно определять локальную поперечную жесткость различных участков глицеринизированных и демембранизированных мышечных волокон в расслабленном, активированном кальцием и ригорном состояниях.

2. Разработана методика математического анализа и интерпретации экспериментальных данных, основанная на приближенном решении контактной задачи Герца для несжимаемых анизотропных тел и учете структурной организации саркомера, которая дает возможность выявить вклад изменения механических свойств различных участков саркомера в интегральную жесткость.

3. Путем сканирования поверхности глицеринизированных и демембранизированных волокон скелетной мышцы с помощью атомного силового микроскопа показано, что в районе М-линии существуют структуры, связывающие ее с сарколеммой.

4. При активации сокращения ионами С а" и при переходе в ригорное состояние жесткость сократительного аппарата в области середины полусаркомера и М-линии увеличиваются более интенсивно, чем жесткость 2-диска. Жесткость различных участков волокон с проницаемой сарколеммой при активации сокращения и переходе в ригор увеличивается не так интенсивно, как жесткость демембранизированных волокон.

5. В условиях опорной разгрузки происходит снижение поперечной жесткости различных участков сократительного аппарата волокон камбаловидной мышцы. При этом в волокнах медиальной головки икроножной мышцы поперечная жесткость сократительного аппарата не меняется, а в волокнах передней болыпеберцовой мышцы — возрастает.

6. Динамика изменения содержания десмина при опорной разгрузке связана с изменением уровня сократительной активности мышцы.

7. Снижение функциональной нагрузки приводит к уменьшению поперечной жесткости волокон с проницаемой сарколеммой, накоплению в цитоплазме внесаркомерного альфа-актинина-1 и ионов кальция вне зависимости от сократительной активности мышцы.

8. На клеточном уровне установлено, что применение компенсатора опорной разгрузки у человека позволяет предотвратить снижение поперечной жесткости сократительного аппарата и содержания десмина в камбаловидной мышце в условиях функциональной разгрузки.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Мышечные волокна являются специализированными клетками, основной функцией которых является генерация механического напряжения, обеспечивающего локомоции и позволяющего поддерживать позу в условиях действия земной гравитации. Реализация гравитационного стимула в этом случае осуществляется через афферентно-эфферентную связь проприоцепторов (мышечных веретен) и мышечных волокон. Однако существующие литературные данные (1Щкеп Р.1. е1 а1., 1992; Infanger М. е1 а1., 2007; Вигаукоуа Ь.В. е1 а!., 2010) свидетельствуют о том, что гравитационный стимул оказывает существенное влияние и непосредственно на клетки различных типов, хотя первичные акты этого восприятия до сих пор остаются малоизученными.

Поэтому мы предположили, что гравитационный стимул определяет поведение мышечных волокон. не только - путем стимуляции их нервной или механической активности, но и может восприниматься ими как внешний механический стимул, также- как было обнаружено и в других клетках (Кукеп РЛ. е1 а1., 1992; 1^ап§ег М. ег а1., 2007; Вигаукоуа Ь.В. ег а1., 2010).

Чтобы разделить роль нервной активации и непосредственно внешней механической силы, мы исследовали мышцы, у которых уровни активации в условиях гравитационной разгрузки значительно различаются (Юганов Е.М. и др., 1963; А11Ьгс1 Е.К. е! а1., 1987), а также сравнили мышцы млекопитающих различных видов, для которых значение гравитационного стимула различно в силу различия размеров. Полученные в ходе экспериментов результаты дали возможность сделать следующие заключения, которые отражены на схеме (рис. 64).

Гравитационная разгрузка

Цитоскелетные белки

Сократительные возможности мышечного волокна

Фосфорицирование легких цепей миозина

Сократительная

Кальмодулин-киназа m. Soleus т. Tibialis anterior т. Gastrocnemius с.т. активность

Опорная разгрузка приводит к накоплению ионов кальция в мышечных волокнах как камбаловидной мышцы (Ingalls С.Р. et al., 1999, 2001; Пономарева E.B. и др., 2008, раздел 5.3 настоящей работы), причем уже на самых ранних сроках антиортостатического вывешивания (таблица 40, 41), так и медиальной головки икроножной мышцы (таблица 40, 41) и передней большеберцовой мышцы (таблица 40, 41). Это, с одной стороны, приводит к увеличению содержания кальций-зависимые протеаз — кальпаинов (Göll D. et al., 2003; Алтаева Э.Г. и др., 2010), а с другой, — может повышать активность кальций-зависимой кальмодулин-киназы (Pires Е. et al., 1974). Кальпаины разрушают целый ряд цитоскелетных и саркомерных белков (Enns D.L. et al., 2006), способствуя снижению сократительных способностей мышечных волокон. В то же время, кальмодулин-киназа фосфорилирует легкие цепи миозина (Stewart M. et al., 2009), что, : по некоторым данным, ведет к увеличению напряжения при фиксированном уровне рСа в активированных волокнах с проницаемой сарколеммой (Persechini A. et al., 1985) и, таким образом, может способствовать сохранению функциональных возможностей мышечного волокна. По-видимому, регуляция, которую может опосредовать уровень сократительной активности, этих двух процессов в быстрых и медленных мышцах различна. Кроме того, интенсивность сократительной активности может регулировать скорость синтеза белковых компонентов цитоскелета мышечных волокон, например, десмина, поскольку наблюдается прямо пропорциональная зависимость между уровнем активации мышцы и содержанием десмина у животных различных видов (таблица 34, 35 и рис. 34).

Итак, сократительная активность камбаловидной мышцы в условиях опорной разгрузки снижена (Юганов Е.М. и др., 1963; Alford

E.К. et al., 1987) и в ней преобладают атрофические процессы (Booth

F.W., Kelso J.R., 1973; Desplanches D. et al. 1990; Caiozzo V.J. et al. 1996), что также проявляется в виде снижения поперечной жесткости различных участков волокна (таблица 6, 15). Кальций элиминируется медленнее, по-видимому, в силу работы медленной изоформы кальциевого насоса саркоплазматического ретикулума SERCA II (Brandl C.J. et al., 1986, 1987) и его содержание остается достаточно высоким на протяжение всего срока разгрузки (таблица 40, 41). Стимуляция сократительной активности камбаловидной мышцы в условиях функциональной разгрузки приводит к нивелированию негативных эффектов отсутствия опоры на сократительный аппарат у человека при применении электростимуляции (таблица 22) и компенсатора опорной разгрузки (таблица 22), что вполне согласуется с данными, полученными И.Б. Козловской с сотрудниками при исслдеовании поперечной жесткости целой мышцы.

Сократительная активность икроножной мышцы остается при функциональной разгрузке на уровне контроля вплоть до четырех недель антиортостатического вывешивания у крысы (Alford Е.К. et al., 1987). Наблюдаемое на ранних сроках разгрузки накопление ионов кальция (таблица 40) может нивелироваться, вероятно, работой более быстрой изоформы SERCA I, характерной для волокон этой мышцы (Brandl C.J. et al., 1986, 1987). Тем не менее, некоторые деградационные процессы в структуре мышечных волокон имеют место, что находит свое отражение в результатах измерения поперечной жесткости сократительного аппарата (таблица 6).

Сократительная активность передней болыпеберцовой мышцы повышается (А1йж1 Е.К. е1 а1., 1987). Поэтому преобладают процессы активации белкового синтеза с целью обеспечения растущих потребностей и опорная разгрузка оказывает на волокна этой мышцы эффект, аналогичный действию тренировки. При этом поперечная жесткость сократительного аппарата возрастает (таблица 10).

Замедленная динамика описанных выше процессов и/или их меньшая выраженность у монгольской песчанки может быть связана с большим порогом активации внутриклеточных сигнальных систем на изменяющиеся внешние условия. Более высокий порог восприятия различных стимулов, возможно, обусловлен эволюционными аспектами выживания данного вида в экстремальных условиях окружающей среды.

Рассматриваемые механические характеристики глицеринизированных волокон не зависят от уровня активности и проявляются одинаково во всех исследованных мышцах у различных видов животных (таблица 7, 9, 11, 16, 18, 20).

Таким образом, изменения уровня нервной активации в условиях опорной разгрузки приводят к изменениям структурно-функциональных характеристик сократительного аппарата мышечных волокон, что отражают изменения поперечной жесткости сократительного аппарата (таблица 6, 8, 10, 15, 17, 19). Более того, содержание десмина, одного из основных белков, обеспечивающих связь сократительного аппарата и сарколеммы (Егуавй 1.М., 2003; Саре1апак1 У. е1 а1., 2007), по-видимому, также регулируется сократительной активностью, поскольку его содержание коррелирует с уровнем активности (таблица 34, 35). Основной вклад в жесткость мышечного волокна вносит, конечно же, миофибриллярный аппарат как специализированный компартмент мышечных клеток, обеспечивающий развитие активных механических напряжений величиной до нескольких атмосфер, и регуляция его механических характеристик обеспечивается уровнем «потребностей», то есть нервной активацией.

В то же время, к деструкции подмембранного цитоскелета и раннему падению жесткости волокон с проницаемой сарколеммой (таблица 7, 9, 11, 16, 18, 20) приводит, вероятно, неспецифическое действие снижения механического напряжения волокон, что наблюдалось не только в мышечных клетках, но и в различных культивируемых клетках (Rijken P.J. et al., 1992; Infanger M. et al., 2007; Buravkova L.B. et al., 2010). Несмотря на незначительность вклада жесткости сарколеммы в поперечную жесткость волокна и мышцы в целом, именно в этом компартменте могут протекать - первичные процессы реакции на переход в микрогравитационные условия.

Мы предположили ведущую роль в этом процессе подмембранного цитоскелета, хотя нельзя исключать и роль белков-интегринов, различного рода G-белков (Huang Н. et al., 2004). Кроме того, существует теория D.E. Ingber (1998,2006,2008), который полагает, что все процессы механочувствительности клеток опосредуются через цитоскелет как единую трехмерную сеть. Изменение натяжения мембраны может напрямую открывать каналы, приводя к накоплению ионов кальция. Увеличение содержания ионов кальция может способствовать связыванию их с альфа-актинином-1, диссоциации последнего от кортикального актина и последующей деградации подмембранного цитоскелета и снижению жесткости сарколеммы. Однако результаты, полученные на волокнах быстрых мышц, где накопление ионов кальция достигает максимума к седьмым суткам разгрузки, в то время как снижение жесткости мембраны отмечается уже через сутки вывешивания, снижают вероятность сущетсвования такого пути запуска гипогравитационных изменений.

Сила тяжести I

Натяжение мембраны с кортикальным цитоскелетом I

Деформация кортикального цитоскелета

Диссоциация альфа-актинина-1 от акти новых филаментов

Жесткость мембраны

Вероятность открытия МБСв или ТЯРС

Са,

2+ I I

Сигнальные пути

Рисунок 65. Биофизические механизмы первичного восприятия механического стимула для мышечных клеток, в котором ведущую роль играет деформация кортикального цитоскелета.

Поэтому, можно полагать, что биофизические механизмы изменения механических свойств волокон скелетных мышц таковы (рис. 65). В результате перехода в условия меньшего механического напряжения (опорная разгрузка, микрогравитация) меняется натяжение сарколеммы (мембраны с подмембранным цитоскелетом) и происходит деформация кортикального цитоскелета. Это приводит к диссоциации альфа-актинина-1 и, со временем, к деструктуризации кортикального цитоскелета и уменьшению жесткости мембраны. Снижение жесткости мембраны может повышать вероятность открывания кальциевых каналов, например, механочувствительных или каналов семейства ТКРС, приводя к первичному накоплению ионов кальция.

Накопление кальция и О-актина в результате деградации кортикального цитоскелета приведут к запуску ряда сигнальных путей, в первую очередь, протеолитических, и • формированию адаптационного ответа на микрогравитационные условия.

Таким образом, полученные данные свидетельствуют о том, что триггерную роль в формировании адаптационного ответа на изменение внешних механических условий для волокон скелетных мышц играет изменение состояния мембраны с кортикальным цитоскелетом, при этом интенсивность изменений зависит от уровня нервной активации в условиях функциональной разгрузки.

Список литературы диссертационного исследования доктор физико-математических наук Огнева, Ирина Владимировна, 2011 год

1. Большая Советская Энциклопедия // Изд-во «Советская Энциклопедия». 1970. 18240 с.

2. Ватульян А.О. О действии жесткого штампа на ортотропный слой // Известия Академии Наук Армянской ССР. Серия Механика. 1978. Том XXXI. №4. С. 31-41.

3. Григорьев А.И., Козловская И.Б., Шенкман Б.С. Роль опорной афферентации в организации тонической мышечной системы // Российский Физиологический журнал им. И.М. Сеченова. 2004. Том 90. №5. С. 508-521.

4. Камкин А.Г., Ярыгин В.Н., Киселева И.С. Механоэлектрическая обратная связь в сердце // Москва, Натюрморт, 2003 352 с.

5. Кривой И.И., Кравцова В.В., Алтаева Э.Г., Кубасов И.В., Прокофьев A.B., Драбкина Т.М., Никольский Е.Е., Шенкман Б.С.

6. Снижение электрогенного вклада Na-K-АТФазы и мембранного потенциала покоя как возможный механизм накопления ионов кальция в волокнах m. soleus крысы при кратковременной гравитационной разгрузке // Биофизика. 2008. Т. 53. № 6. С. 1051 -1057.

7. Ландау Л.Д., Лифшиц Е.М. Теоретическая физика. Том VII. Теория упругости // ФИЗМАТЛИТ. 2003. 264 с.

8. Мак-Комас А.Дж. Скелетные мышцы // Олимпийская литература, Киев. 2001. 408 с. ^

9. Миронов В.Л. Основы сканирующей зондовой микроскопии // Нижний Новгород, Техносфера, 2004. — 143 с.

10. Морачевская Е.А. Механизмы регуляции катионных каналов в эукариотической клетке // Автореф. дис. докт. биол. наук. Санкт-Петербург, 2009. 42 с.

11. Негуляев Ю.П. Функциональная характеристика натриевых каналов в невозбудимых клетках и роль примембранного цитоскелета в из регуляции // Автореф. дис. докт. биол. наук. Санкт-Петербург, 2002. 45 с.

12. Остерман Л.А. Методы исследования белков и нуклеиновых кислот: Электрофорез и ультрацентрифугирование (практическое пособие) // Москва, Наука, 1981. 288 с.

13. Усик П.И. Континуальная механико-математическая модель мышечной ткани // Прикладная математика и механика. 1973. Т. 37. №7. С. 448-458.

14. Юганов Е.М., Афанасьев Д.Б., Павлов Г.И. Вестибулярный анализатор и искусственная весомость животных // Медико-биологические исследования в невесомости / Под ред. В.В. Парина и И.И. Касьяна. М.: Медицина, 1963. - С. 289-297.

15. Akiyama N., Ohnuki Y., Kunioka Y., Saeki Y., Yamada T. Transverse stiffness of myofibrils of skeletal and cardiac muscles studied by atomic force microscopy // J. Physiol. Sci. 2006. Vol. 56. P. 145 — 151.

16. Alford E.K., Roy R.R., Hodgson J.A., Edgerton V.R. Electromyography of rat soleus, medial gastrocnemius and tibialis anterior during hind limb suspension // Experimental Neurology. 1987. Vol. 96. P. 635 649.

17. Arutyunyan R.S., Kozlovskaya I.B., Nasledov G.A., Nemirovskaya T.L., Radzyukevitch T.L., Shenkman B.S. // Basic and Appl. Myology. 1995. Vol.5. №2. P. 169 175.

18. Bagni M.A., Cecchi G., Colombini В., Colomo F. A non-cross-bridge stiffness in activated frog muscle fibers // Biophys J. 2002. Vol. 82. №6. P. 3118-3127.

19. Bagni M.A., Colombini B., Geiger P, Berlinguer-Palmini R., Cecchi G. Non-cross-bridge calcium-dependent stiffness in frog muscle fibers // Am. J. Physiol. Cell Physiol. 2004. Vol. 286. №6. P. C1353 -C1357.

20. Baldwin K.M. Effect of spaceflight on the functional, biochemical and metabolic propertied of skeletal muscle // Med. Sci. Sports Exerc. 1996. Vol. 28. № 8. P. 983 987.

21. Baron M.D., Davison M.D., Jones P., Critchley D.R. The structure and function of alpha-actinin // Biochem. Soc. Trans. 1987. Vol. 15. P. 796 -798.

22. Barton E.R. Impact of sarcoglycan complex on mechanical signal transduction in murine skeletal muscle // Am J. Physiol Cell Physiology. 2006. Vol. 290. P. 411-419.

23. Bastide B., Conti A., Sorrentino V., Mounier Y. Properties of ryanodine receptor in rat muscles submitted to unloaded conditions // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2000. Vol. 270. №2. P. 442 447.

24. Bausch A.R., Ziemann F., Boulbitch A.A., Jacobson K., Sackmann E. Local measurements of viscoelastic parameters of adherent cell surfaces by magnetic bead microrheometry // Biophys J. 1998. Vol. 75. P. 2038-2049.

25. Bloch R.J., Gonzalez-Serratos H. Lateral force transmission across costameres in skeletal muscle // Exercise and sport sciences reviews. 2003. Vol. 31. P. 73-78.

26. Bonder E.M., Mooseker M.S. Cytochalasin B slows but does not prevent monomer addition at the barbed end of the actin filament // J. Cell Biol. 1986. Vol. 102. P. 282 288.

27. Booth F.W., Kelso J.R. Effect of hind-limb immobilization on contractile and histochemical properties of skeletal muscle // Pflugers Arch. 1973. Vol. 342. P. 231 -238.

28. Borejdo J., Putman S. polarization of fluorescence from single skinned glycerinated rabbit psoas fibers in rigor and relaxation // Biochim. Biophys. Acta. 1977. Vol. 459. №3. P. 578 595.

29. Boriek A.M., Capetanaki Y., Hwang W., Officer T., Badshah M., Rodarte J., Tidball J.G. Desmin integrates the three-dimensional mechanical properties of muscles // Am. J. Physiol. Cell Physiol. 2001. Vol. 280. P. 46-52.

30. Brandl C.J., deLeon S., Martin D.R., MacLennan D.H. Adult forms of the Ca2+-ATPase of sarcoplasmic reticulum. Expression in developing skeletal muscle // J. Biol. Chem. 1987. Vol. 262. № 8. P. 3768 3774.

31. Brandl C.J., Green N.M., Korczak B., MacLennan D.H. Two Ca2+-ATPase genes: homologies and mechanistic implications of deduced amino acid sequences // Cell. 1986. Vol. 44. № 4. P. 597 607.

32. Broderick M.J.F., Winder S.J. Towards a complete atomic structure of spectrin family proteins // J. Struct. Biol. 2002. Vol. 137. P. 184 193.

33. Brown S.S., Spudich J.A. Mechanism of action of cytochalasin: evidence that it binds to actin filament ends // J. Cell Biol. 1982. Vol. 88. P. 487-491.

34. Buravkova L.B., Gershovich Y.G., Grigorev A.I. Sensitivity of stromal precursor cells of different commitment to simulated microgravity // Dokl. Biol. Sci. 2010. Vol. 432. № 1. p. 237-240.

35. Cai X., Cai J., Dong S., Deng H., Hu M. Morphology and mechanical properties of normal lymphocyte and Jurkat revealed by atomic force microscopy // Sheng Wu Gong Cheng Xue Bao. 2009. Vol. 25. №7. P. 1107-1112.

36. Caiozzo V.J., Haddad F., Baker M.J., Herrick R.E., Prietto N., Baldwin K.M. Microgravity-induced transformations of myosin isoforms and contractile properties of skeletal muscle // J Appl Physiol. 1996. Vol. 81. P. 123 132.

37. Capetanaki Y., Bloch R.J., Kouloumenta A., Mavroidis M., Psarras S. Muscle intermediate filaments and their links to membranes and membranous organells // Exp. Cell-Res. 2007. Vol. 313. P.'2063 -2076.

38. Carl Ph., Schillers H. Elasticity measurement of living cells, with atomic force microscope: data acquisition and processing // Pflugers Arch. 2008. Vol. 457. P. 551 559.

39. Chang G., Spencer R.H., Lee A.T., Barclay M.T., Rees D.C. Structure of the MscL homolog from Mycobacterium tuberculosis: a gated mechanosensitive ion channel // Science. 1998. Vol. 228. P. 2220 -2226.

40. Chicurel M.E., Singer R.H., Meyer C.J., Ingber D.E. Integrin binding and mechanical tension induce movement of mRNA and ribosomes to focal adhesions // Nature. 1998. Vol. 392. 730 733.

41. Ciavarella M., Demelio G., Schino M., Vlassak, J.J. The general 3D Hertzian contact problem for anisotropic materials // Experimental Techniques and Design in Composite Materials. 2002. Vol. 5. P. 281 — 292.

42. Collinsworth A.M., Zhang S., Kraus W.E., Truskey G.A. Apparent elastic modulus and hysteresis of skeletal muscle cells throughout differentiation // Am J. Physiol Cell Physiology. 2002. Vol. 283. P. 1219- 1227.

43. Costa K.D., Sim A.J., Yin F.C. Non-Hertzian approach to analyzing mechanical properties of endothelial cells probed by atomic force microscopy // J Biomech Eng. 2006. Vol. 128. №2. P. 176 184.

44. Craig D., Krammer A., Schulten K., Vogel V. Comparison of the'earlystages of forced unfolding for fibronectin type III modules // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001. Vol. 98. P. 5590 5595.

45. Defranchi E., Bonaccurso E., Tedesco M., Canato M., Pavan E., Raiteri R., Reggiani C. Imaging and elasticity measurements of the sarcolemma of fully differentiated skeletal muscle fibres // Microscopy Research and Technique. 2005. Vol. 67. P. 27 35.

46. Delafargue A., Ulm F.-J. Explicit approximations of the indentation modulus of elastically orthotropic solids for conical indenters //1.ternational journal of solids and structures. 2004. Vol. 41. P. 7351 -7360.

47. Desaphy J.-F., Pierno S., Leoty C., George A.L. Jr., De Luca A., Camerino D.C. Skeletal muscle disuse induces fibre type-dependent enhancement of Na+ channel expression // Brain. 2001. Vol. 124. P. 1100-1113.

48. Desplanches D., Mayet M.H., Ilyina-Kakueva E.I., Sempore B., Flandrois R. Skeletal muscle adaptation in rats flown on Cosmos 1667 // J. Appl. Physiol. 1990. Vol. 68. P. 48 52.

49. Dulinska I., Targosz M., Strojny W., Lekka M., Czuba P., Balweierz W., Szymonski M. Stiffness of normal and pathological erythrocyte studied by means of atomic force microscopy // J. Biochem. Biophys. Methods. 2006. Vol. 66. №1-3. P. 1 11.

50. Durieux A.C., Desplanches D., Freyssenet D., Fluck M. Mechanotransduction in striated muscle via focal adhesion kinase // Biochemical society transaction. 2007. Vol. 35. Part 5.

51. Enns D.L., Belcastro A.N. Early activation and redistribution of calpain activity in skeletal muscle during hindlimb unweighting and reweighting// Can. J. Physiol. Pharmacol. 2006. Vol. 84. P. 601 609.

52. Enns D.L., Raastad T., Ugelstad I., Belcastro A.N. Calpain/calpastatin activities and substrate depletion patterns during hindlimb unweighting and reweighting in skeletal muscle // Eur J Appl Physiol. 2007. Vol. 100. №4. P. 445 455.

53. Erickson H.P. Reversible unfolding of fibronectin type III and immunoglobulin domains provides the structural basis for stretch and elasticity of titin and fibronectin // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. Vol. 91. P. 10114-10118.

54. Ervasti J.M. Costameres: the Achilles' Heel of Herculean muscle // Journal of Biological Chemistry. 2003. Vol. 278. P. 13591 13594.

55. Finer J.T., Simmons R.M., Spudich J.A. Single myosin molecule mechanics: piconewton forces and nanometre steps // Nature5: '1994. Vol. 368. P. 113-119.

56. Gao M., Craig D., Vogel V., Schulten K. Identifying unfolding intermediates of FN-III(IO) by steered molecular dynamics // J. Mol.

57. Biol. 2002. Vol. 323. P. 939 950.• ^ |

58. Garcia Diaz B., Gauthier S., Davies P. Ca~ dependency of calpain 3 (p94) activation // Biochemistry. 2006. Vol. 45. P. 3714 3722.

59. Geiger B., Bershadsky A., Pankov R., Yamada K.M. Transmembrane crosstalk between the extracellular matrix-cytoskeleton crosstalk // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2001. Vol. 2. P. 793 805.

60. Goll D., Thompson V., Li H., Wei W., Cong J. The calpain system // Physiol .Rev. 2003. Vol. 83. P. 731 801.

61. Goto K., Okuyama R., Honda M., Uchida H., Akema T., Ohira Y., Yoshioka T. Profiles of connectin (titin) in atrophied soleus muscle induced by unloading of rats // J Appl Physiol. 2003. Vol. 94. №3. P. 897 902.

62. Grady R.M., Grange R.W., Lau K.S., Maimone M.M., Nichol M.C., Stull J.T., Sanes J.R., Role for alpha-dystrobrevin in the pathogenesis of dystrophin-dependent muscular dystrophies // Nat. Cell Biology. 1999. Vol. 1. № 4. P. 215-220.

63. Granzier H., Wang K. Passive tension and stiffness of vertebrate skeletal and insect flight muscles: the contribution of weak cross-bridges and elastic filaments // Biophys. J. 1993. Vol. 65. P. 2141 -2159.

64. Gullingsrud J., Kosztin D., Schulten K. Structural determinants of MscL gating studied molecular dynamics simulation // Biophys. J. 2001. Vol. 80. 2074-2081.

65. Hamill O.P., Martinac B. Molecular basis of mechanotransduction in living cells // Physiol. Rev. 2001. Vol. 81. 685 740.

66. Harteneck C., Plant T.D., Schultz G. From worm to man: three subfamilies of TRP channels // Trends Neurosci. 2000. Vol. 23. №4. P. 159-166.

67. Hayakawa K., Tatsumi H., Sokabe M. Mechanical stress in the actin cytoskeleton activates SA channels in the vicinity of focal adhesions in endothelial cells // Mol. Biol. Cell. 2002. Vol. 13. P. 340a (abstr. 1916).

68. Helmke B.P., Rosen A.B., Davies P.F. Mapping mechanical strain of an endogenous cytoskeletal network in living endothelial cells // Biophys. J. 2003. Vol. 84. P. 2691 2699.

69. Helmke B.P., Thakker D.B., Goldman R.D., Davies P.F. Spatiotemporal analysis of flow-induced intermediate filament displacement in living endothelial cells // Biophys. J. 2001. Vol. 80. 184- 194.

70. Hertz H. Ueber die Beruhrung fester alastischer Korper // J. Reine Angew Mathematik. 1882. Vol. 92. P. 156 171.

71. Hsieh C.H., Lin Y.H., Lin S„ Tsai-Wu J.J., Herbert Wu C.H., Jiang C.C. Surface ultrastructure and mechanical property of human chondrocyte revealed by atomic force microscopy // Osteoarthritis Cartilage. 2008. Vol. 16. №4. P. 480 488.

72. Huang H., Dong C.Y., Kwon H.S., Sutin J.D., Kamm R.D., So P.T. Three-dimensional cellular deformation analysis with two-photon magnetic manipulator workstation // Biophys. J. 2002. Vol. 82. P. 2211 -2223.

73. Huang H., Kamm R.D., Lee R.T. Cell mechanics and mechanotransduction: pathways, probes, and physiology // Am. J. Physiol. Cell Physiol. 2004. Vol. 287. P. CI CI 1.

74. Huxley H., Reconditi M., Stewart A., Irving T. X-ray interference studies of crossbridge action in muscle contraction: evidence from quick releases // J. Mol. Biol. 2006. Vol. 363. № 4. P. 743 761.

75. Huxley H., Reconditi M., Stewart A., Irving T. X-ray interference studies of crossbridge action in muscle contraction: evidence from muscles during steady shortening // J. Mol. Biol. 2006. Vol. 363. № 4. P. 762 772.

76. Ingalls C.P., Warren G.L., Armstrong R.B. Intracellular Ca2+ transients in mouse soleus muscle after hindlimb unloading // J. Appl. Physiol. 1999. Vol. 87. №1. P. 386 390.

77. Ingalls C.P., Wenke J.C., Armstrong R.B. Time course changes in Ca2+.i, force and protein content in hindlimb-suspended mouse soleus muscles // Aviat. Space Environ. Med. 2001. Vol. 72. №5. P. 471 -476.

78. Ingber D.E. Cellular mechanotransduction: putting all pieces together again // FASEB J. 2006. Vol. 20. P. 811 827.

79. Ingber D.E. Tensegrity and mechanotransduction // J. Bodyw. Mov. Ther. 2008. Vol. 12. № 3. P. 198 200.

80. Ingber D.E. The architecture of life // Sei. Am. 1998. Vol. 278. № 1. P. 48-57.

81. Joumaa V., Rassier D.E., Leonard T.R., Herzog W. Passive force enhancement in single myofibrils // Pflugers Arch. Eur. J. Physiol. 2007. Vol. 455. P. 367-371.

82. Kaldor G., DiBattista W., Nuler L. Comparative studies on the enzymological and contractile properties of glycerinated muscle fibers and actomyosin suspensions // Physiol. Chem. Phys. 1982. Vol. 14. №2. P.125 -128.

83. Kandarian S., O'Brien S., Thomas K., Schulte L., Navarro J. Regulation of skeletal muscle dihydropyridine receptor' gene expression by biomechanical unloading// J. Appl. Physiol. 1992. Vol.-72. №6. P. 2510-2514.

84. Kasper C.E., Xun L. Expression of titin in skeletal muscle varies with hind-limb unloading // Biological research for nursing. 2000. Vol. 2. №2. P. 107-115.

85. Kovacs M., Toth J., Hetenyi C., Malnasi-Csizinadia A., Sellers J.R. Mechanism of blebbistatin inhibition of myosin II // The Journal of Biological Chemistry. 2004. Vol. 279. № 34. P. 35557 35563.

86. Kumar A., Chaudhry I., Reid M.B., Boriek A.M. Distinct signaling pathways are activated in response to mechanical stress applied axiallyand transversely to skeletal muscle fibers // J. Biol. Chem. 2002. Vol. 277. №48. P. 46493 46503.

87. Kuwahara K., Barrientos T., Pipes G.C., Li S., Olson E.N. Muscle-specific signaling mechanism that links actin dynamics to serum response factor // Mol. Cell Biol. 2005. Vol. 25. № 8. P. 3173 3181.

88. Lehenkari P.P., Horton M.A. Single integrin molecule adhesion forces in intact cells measured by atomic force microscopy // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1999. Vol. 259. P. 645 650.

89. Lekka M., Fornal M., Pyka-Fosciak G., Lebed K., Wizner B., Grodzicki T., Styczen J. Erythrocyte stiffness probed using atomic force microscope // Biorheology. 2005. Vol. 42. №4. P. 307 317.

90. Linari M., Caremani M., Piperio C., Brandt Ph., Lombardi V. Stiffness and fraction • of myosin motors responsible for active force in permeabilized muscle fibers from rabbit psoas // Biophys. J. 2007. Vol. 92.-P. 2476 2490.

91. Linke W.A., Popov V.I., Pollack G.H. Passive and active tension in single cardiac myofibrils // Biophys. J. 1994. Vol. 67. P. 782 792.

92. Liu S., Calderwood D.A., Ginsberg M.H. Integrin cytoplasmic domain-binding proteins // J. Cell Sci. 2000. Vol. 113. P. 3563 3571.

93. Macintosh B.R., Jones D., Devrome A.N., Rassier D.E. Prediction of summation in incompletely fused titanic contractions of rat muscle // J. Biomech. 2007. Vol. 40. №5. P. 1066 1072.

94. Maclean-Fletcher S., Pollard T.D. Mechanism of action of cytochalasin B on actin // Cell. 1980. Vol. 20. P. 329 341.

95. Malek A.M., Izumo S. Mechanism of endothelial cell shape change and cytoskeletal remodeling in response to fluid shear stress // J. Cell Sci. 1996. Vol. 109. P. 713 726.

96. Maniotis A.J., Chen C.S., Ingber D.E. Demonstration of mechanical connections between integrins, cytoskeletal filaments and nucleoplasm that stabilize nuclear structure // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. Vol. 94. P. 849 854.

97. Martens J.C., Radmacher M. Softening of the actin cytoskeleton by inhibition of myosin II // Pflugers Arch. 2008. Vol. 456. №1. P. 95 -100.

98. Matsubara I., Goldman Y.E., Simmons R.M. Changes in the lateral filament spacing of skinned muscle fibers when cross-bridges attach // J. Mol. Biol. 1984. Vol. 173. № l.P. 15-33.

99. McDonald K.S., Fitts R.H. Effect of hindlimb unloading on rat soleus fiber force, stiffness, and calcium sensitivity // J. Appl. Physiol. 1995. Vol. 79. P. 1796- 1802.

100. Morey-Holton E., Globus R.K., Kaplansky A., Duraova G. The hindlimb unloading rat model: literature overview, technique update and comparison with space flight data. // Adv. Space Biol. Med. 2005. Vol. 10. P. 7-40.

101. Morgan M., Perry S.V., Ottaway J. Myosin light-chain phosphatase // Biochem. J. 1976. Vol. 157. P. 687 697.

102. Nyland L.R., Maughan D.W. Morphology and transverse stiffness of Drosophila myofibrils measured by atomic force microscopy // Biophysical Journal. 2000. Vol. 78. P. 1490 1497.

103. Odde D.J., Ma L., Briggs A.H., DeMarco A., Kirschner M.W. Microtubule bending and breaking in living fibroblast cells // J. Cell Sci. 1999. Vol. 112. 3283 3288.

104. Parr T., Waites G.T., Patel B., Millake D.B., Critchley D.R. A chick skeletal-muscle alpha-actinin gene gives rise to two alternatively spliced isoforms which differ in the EF-hand Ca(2+)-binding domain //Eur. J. Biochem. 1992. Vol. 210. P. 801 809.

105. Patel N.D., Jannapureddy S.R., Hwang W., Chaudhry I., Boriek A.M. Altered muscle force and stiffness of skeletal muscles in a-sarcoglycan-deficient mice // Am J. Physiol Cell Physiology. 2003. Vol. 284. P. 962-968.

106. Perozo E., Cortes D.M., Somporapisut P., Kloda A., Martinac B. Open channel structure of MscL and the gating mechanism of mechanosensitive channels //Nature. 2002. Vol. 418. P. 942 948.

107. Persechini A., Stull J.T., Cooke R. The effect of myosin phosphorylation on the contractile properties of skinned rabbit skeletal muscle fibers. 1985. Vol. 260. P. 7951 7954.

108. Pires E., Perry S.V., Thomas M.A. Myosin light-chain kinase, a new enzyme from striated muscle // FEBS Lett. 1974. Vol. 41. P. 292 -296.

109. Radmacher M., Fritz M., Kacher C.M., Cleveland J.P., Hansma P.K. Measuring the viscoelastic properties of human platelets with atomic force microscope // Biophysical Journal. 1996. Vol. 70. P. 556 557.

110. Ranatunga K.W., Fortune N.S., Geeves M.A. Hydrostatic compression in glycerinated rabbit muscle fibers // Biophys. J. 1990. Vol. 58. №6. P. 1401 1410.

111. Rijken P.J., de Groot R.P., Kruijer W., de Laat S.W., Verkleij A.J., Boonstra J. Identification of specific gravity sensitive signal transduction pathways in human A431 carcinoma cells // Adv. Space. Res. 1992. Vol. 12. №1. P. 145 152.

112. Riley D.A., Ilyina-Kakueva E.I., Ellis S., Bain J.L.W., Slocum G.R., Sedlak F.R. Skeletal muscle fiber, nerve and blood vessel breakdown in space-flown rats // FASEB J. 1990. Vol. 4. P. 84 91.

113. Robinson P.F. Metabolism of the Gerbil, Meriones Unguiculatus II Science. 1959. Vol. 130. P. 502 503.

114. Sachs F. Biophysics of mechanoreception // Membr. Biochem. 1986. Vol. 6. №2. P. 173 195.

115. Sachs F., Sokabe M. Stretch-activated ion channels and membrane mechanics //Neurosci. Res. Suppl. 1990. Vol. 12. P. SI S4.

116. Sanger J.M., Sanger J.W. The dynamic Z band of striated muscle cells // Science Signaling. 2008. Vol. 1. №32. P. 37 39.

117. Sawada Y., Sheetz M.P. Force transduction by Triton cytoskeletons // J. Cell Biol. 2002. Vol. 156. P. 609 615.

118. Shenkman B.S., Litvinova K.S., Nemirovskaya T.L., Podlubnaya Z.A., Vikhlyantsev I.M., Kozlovskaya I.B. Afferent and peripheral control of muscle fiber properties during gravitational unloading // J. Gravit. Physiol. 2004. Vol. 11. №2. P. 111 114.

119. Shenkman B.S., Nemirovskaya T.L. Calcium-dependent signaling mechanisms and soleus fiber remodeling under gravitational unloading // J. Muscle Res. Cell Motil. 2008. Vol. 29. № 6-8. P. 221 230.<

120. Shin D., Athanasiou K. Cytoindentation for obtaining cell biomechanical properties // Journal of Orthopaedic Research. 1999. Vol. 17. P. 880-890.

121. Sneddon I.N. The relation between load and penetration in the axisymmetric boussinesq problem for a punch of arbitrary profile // Int. J. Eng. Sci. 1965. Vol. 3. P. 47 57.

122. Stevens L., Holy X., Mounier Y. Functional adaptation of different rat skeletal muscles to weightlessness // Am. J. Physiol. 1993. Vol. 264(4 Pt 2). P. 770 776.

123. Stewart M., Franks-Skiba K., Cooke R. Myosin regulatory light chain phosphorylation inhibits shortening velocities of skeletal muscle fibersin the presence of the myosin inhibitor blebbistatin // Muscle Res. Cell Motil. 2009. Vol. 30. № 1-2. P. 17 27.

124. Takai E., Costa K.D., Shaheen A., Hung C.T., Guo X.E. Osteoblast elastic modulus measured by atomic force microscopy is substrate dependent // Ann. Biomed. Eng. 2005. Vol. 33. №7. P. 963 971.

125. Tanenbaum S.E. Cytochalasin: biochemical and cell biological aspects // Elsevier/North-Holland Biomedical Press, Amsterdam. 1978. 326 pp.

126. Toursel Th., Stevens L., Granzier H., Mounier Y. Passive tension of rat soleus muscle fibers: effects of unloading conditions // J. Appl. Physiol. 2002. Vol. 92. P. 1465 1472.

127. Towbin H., Staehlin T., Gordon J. Electrophoretic transfer of proteins from polyacrylamide gels to nitrocellulose sheets: procedure and some application // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1970. Vol. 76. P. 4350 -4354. ,

128. Tyapkina O., Volkov E., Nurullin L., Shenkman B., Kozlovskaya I., Nikolsky E., Vyskocil F. Resting membrane potential and Na+-K+-ATPase of rat fast and slow muscles during modeling of hypogravity // Physiol. Res. 2009. Vol. 58. №4. P. 599 603.

129. Urbanic E., Ware B.R. Actin filament capping and cleaving activity of cytochalasin B, D, E and H // Arch. Bioch. Bioph. 1989. Vol. 269. P. 181 187.

130. Vlassak J.J., Nix W.D. Measuring the elastic properties of anisotropic materials by measure of indentation experiments // J. Mech. Phys. Solids. 1994. Vol. 42. № 8. P. 1223 1245.

131. Vogel V., Thomas W.E., Craig D.W., Krammer A., Baneyx G. Structural insights into the mechanical regulation of molecular recognition sites // Trends Biotechnol. 2001. Vol. 19. P. 416 -423.

132. Waites G.T., Graham I.R., Jackson P., Millake D.B., Patel B., Blanchard A.D., Weller P.A., Eperon I.C., Critchley D.R. Mutually exclusive splicing of calcium-binding domain exons in chick alpha-actinin // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267. P. 6263 6271.

133. Weisenhorn A.L., Khorsandi M., Kasas S., Gotzos V., Butt H.J. Deformation and height anomaly of soft surfaces studied with an AFM // Nanotechnology. 1993. Vol. 4. P. 106 113.

134. Xu S., Brenner B., Yu L.C. State-dependent radial elasticity of attached cross-bridges in single skinned fibres of rabbit psoas muscle // J. Physiol. 1993. Vol. 465. P. 749 765.

135. Yim E.K., Darling E.M., Kulangara K., Guilak F., Leong K.W. Nanotopography-induced changes in focal adhesions, cytoskeletal organization and mechanical properties of human mesenchymal stem cells // Biomaterials. 2010. Vol. 31. №6. P. 1299 1306.

136. Youssoufian H., McAfee M., Kwiatkowski D.J. Cloning and chromosomal localization of the human cytoskeletal alpha-actinin gene reveals linkage to the beat-spectrin gene // Am. J. Hum. Genet. 1990. Vol. 47. P. 62-71.

137. Zhong C., Chrzanowska-Wodnicka M., Brown J., Shaub A., Belkin A.M., Burridge K. Rho-mediated contractility exposes a cryptic site in fibronectin and induces fibronectin matrix assembly // J. Cell Biol. 1998. Vol. 141. P. 539-551.