Биосинтетическое сворачивание белков тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, доктор биологических наук Федоров, Алексей Николаевич

• Федоров, Алексей Николаевич
• доктор биологических наук
• 2009

Оглавление диссертации доктор биологических наук Федоров, Алексей Николаевич

СОДЕРЖАНИЕ.

ВВЕДЕНИЕ.

ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР.

Ренатурация белков.

Котрансляционное сворачивание белков.

Ранние стадии сворачивания белка, происходящие котрансляционно.

Связывание кофакторов и лигандов.

Поздние стадии процесса сворачивания и формирование олигомерных структур.

Ферменты, катализирующие сворачивание.

Роль рибосом в сворачивании.

Неравномерность скорости трансляции и котрансляционное сворачивание

Кинетика и эффективность биосинтетического сворачивания, его моделирование.

Пермутированные белки и котрансляционное сворачивание.

Молекулярные шапероны в котрансляционном сворачивании.

Молекулярные шапероны.

Система Н8Р70.

Система НБРбО (шаперонины).

Шаперонины и иммунная система.

Существует ли эволюционный сдвиг от посттрансляционного сворачивания белков к котрансляционному при переходе от прокариот к эукариотам?. 65 Заболевания, вызываемые или ассоциированные с неправильно свернутыми белками.

Белки оболочки вируса гепатита С.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

Бесклеточные системы экспрессии.

Конструирование плазмиды, генов и их фрагментов.

Р субъединица триптофан-синтазы Е. соИ.

Р субъединица люциферазы.

Центрифугирование бесклеточных систем экспрессии в градиенте концентрации сахарозы.

Выделение рибосомной фракции из бесклеточных систем экспрессии.

Иммуноадсорбция полипептидов из систем экспрессии.

Определение равновесной константы связывания/диссоциации антитела с полипептидом из бесклеточной системы трансляции.

Определение компактности структуры полипептидов методом гельфильтрации

Измерение биолюминесцентной активности.

Методы электрофоретического разделения белков.

Анализ абсолютной радиоактивности, детектируемой на бета-имеджере.

JIAJI тест.

Иммобилизация денатурированного яичного альбумина на агарозе.

Определение иммунологической активности антигенов на мышах.

Животные.

Иммунизация.

Непрямой твердофазный иммуноферментный анализ (ИФА).

Культура клеток.

Проточная цитофлуориметрия.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

Котрансляционное сворачивание белков.

Ранние стадии сворачивания белка, проходящие котрансляционно.

Кинетика котрансляционного сворачивания.

Кинетика котрансляционного сворачивания.

Влияние котрансляционного этапа на кинетику биосинтетического сворачивания белка.

Путь сворачивания Р субъединицы люциферазы при биосинтетическом процессе. Его сравнение с путем сворачивания из денатурированного состояния.

Котрансляционное сворачивание белков и его физический смысл.

Биосинтетическое сворачивание белков и молекулярные шапероны.

Взаимодействие синтезируемых полипептидов с молекулярными шаперонами.

Шаперон GroEL модулирует кинетику распределения сворачивающихся полипептидных интермедиатов между альтернативными формами белка, максимально увеличивая выход биологически активного белка.

Обобщенная схема действия шаперонов.

Быстрый и медленный пути биосинтетического сворачивания ( субъединицы бактериальной люциферазы.

Адаптация процесса биосинтетического сворачивания белков в заданном окружении в клетках. Гипотеза.

Структурно-функциональный анализ синтезированных белков.

Локализация антигенных детерминант с использованием растущих полипептидов на рибосомах.

Измерение истинной константы связывания полипептидов. с моноклональными антителами и лигандами.

Изучение структуры альбебетина, белка с заданной пространственной структурой.

Структурно-функциональный анализ белков оболочки вируса гепатита С

Возможность создания субъединичной противотуберкулезной вакцины на основе молекулярного шаперона HSP 70 М. Tuberculosis.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Федоров, Алексей Николаевич

ОСНОВНЫЕ РЕЗУЛЬТАТЫ И ВЫВОДЫ

1. Показано с использованием конформационно-зависимого антитела, что ß субъединица триптофан-синтазы Е. coli начинает сворачиваться во время синтеза на рибосоме. Процесс сворачивания начинается до завершения синтеза N-концевого домена белка. Образующаяся структура рибосомо-связанного полипептида близка к структуре нативного белка.

Сделан вывод, что котрансляционное сворачивание полипептидов может начинаться по мере их синтеза, задолго до завершения синтеза соответствующего домена.

2. Изучен процесс биосинтетического сворачивания ß субъединицы бактериальной люциферазы. Показано, в прямом сравнении с ренатурацией денатурированной ß субъединицы, что котрансляционное сворачивание вносит вклад в кинетику формирования активной люциферазы.

Таким образом, доказано, что котрансляционное сворачивание полипептидов является фактором, который обеспечивает быстрое сворачивание в клетках.

3. Изучен и охарактеризован путь биосинтетического сворачивания ß субъединицы бактериальной люциферазы. Показано, что синтезированный полипептид освобождается из рибосомы в энергетически нестабильной форме * , которая способна очень быстро ассоциировать с а субъединицей. Этот интермедиат находится в равновесии с более стабильной, но инертной формой ßi. В отсутствие а субъединицы, большая часть ß субъединицы переходит в форму ßi.

Показано, что процесс ренатурации денатурированной ß субъединицы проходит через указанный энергетически стабильный конформер ßj. Именно равновесие ß; <=> ß* определяет медленную скорость формирования нативного фермента при ренатурации.

Таким образом, впервые охарактеризован путь биосинтетического сворачивания полипептида, определена его скорость-лимитирующая стадия и показано различие между биосинтетическим путем сворачивания и его ренатурацией.

4. Сформулирована гипотеза, что котрансляционное сворачивание может приводить к появлению синтезированных полипептидов в форме интермедиатов с высокой энергией, которые близки по структуре и энергии к переходному состоянию и, значит, способны быстро формировать уникальные нативные структуры.

5. Изучено участие молекулярных шаперонов в процессе синтеза и котрансляционного сворачивания полипептидов.

Показано, что синтезируемые в бактериальной системе трансляции рибосомо-связанные полипептиды ß субъединицы триптофан-синтазы Е. coli могут ассоциировать с DnaK, членом семейства белков теплового шока HSP70, но не с GroEL, представителем семейства HSP60.

6. Изучено влияние системы GroEL/ES на сворачивание олигомерного белка на примере бактериальной люциферазы. Показано, что при повышении температуры возрастает сродство системы GroEL/ES к ß субъединице и она защищает полипептид от термоинактивации. Показано, что GroEL/ES ускоряет сворачивание ß субъединицы в активную люциферазу и минимизирует альтернативный непродуктивный путь сворачивания.

7. Высказана гипотеза, что шапероны могут ускорять сворачивание полипептидов, понижая энергетический барьер реакции сворачивания. При этом понижение энергетического барьера обеспечивается сдвигом равновесия от стабильных интермедиатов, имеющих высокий барьер до переходного состояния, к кинетически нестабильным интермедиатам с высокой энергией, имеющих меньшую разницу энергии до переходного состояния.

8. Показано, что при синтезе в гетерологичной эукариотической системе трансляции из ретикулоцитов кролика ß субъединица бактериальной люциферазы сворачивается по медленному пути сворачивания, характерному для процесса ренатурации денатурированного полипептида. Показано, что за перевод с быстрого пути сворачивания на медленный отвечает непродуктивное взаимодействие синтезируемого полипептида с эукариотическими шаперонами, включая HSP70.

9. Высказана гипотеза об адаптации сворачивания белков в своем клеточном окружении.

10. Разработан набор подходов для структурно-функционального и иммунологического анализа полипептидов в бесклеточных системах экспрессии на уровне нанограммов. Данные подходы могут применяться для быстрого анализа полипептидов, экспрессия которых в клетках затруднена (из-за токсичности, нестабильности к протеолизу и т.д.)

11. Изучен альбебетин, искусственный белок с заранее заданной пространственной структурой. Проведен начальный структурный анализ* альбебетина на основе разработанных подходов к анализу белков в бесклеточных системах экспрессии. Показано, что белок обладает стабильной структурой, совпадающей в основных элементах с заданной пространственной структурой

12. Начато изучение структурных белков оболочки вируса гепатита С. Получены формы рекомбинантного белка Е2 ВГС, пригодные для его структурно-функционального анализа и показано, что они являются функциональными. Начат структурно-функциональный анализ Е2. Показано, что эктодомен белка состоит из четырех структурных доменов.

13. Изучена возможность создания рекомбинантной противотуберкулезной вакцины на основе молекулярного шаперона HSP70 М. tuberculosis и иммуномодулятора полиоксидония. Показано, что конъюгация HSP70 с полиоксидонием резко усиливает гуморальный и клеточный иммунный ответ.

БЛАГОДАРНОСТИ

Хочу выразить глубокую благодарность моим учителям, академикам A.C. Спирину и Л.П. Овчинникову, в их лабораториях я учился стилю и духу научной работы. Сама идея и инициатива заняться котрансляционным сворачиванием белков принадлежит A.C. Спирину. Эта работа и я лично многим обязан людям, к сожалению, ушедшим от нас: профессору Ю.Б. Алахову и профессору О.Б. Птицыну, с которыми связывали не только профессиональные, но и дружеские отношения. Общение с ними и всеми сотрудниками лабораторий химии белка и физики белка института Белка много дало для понимания не только подходов и методик, но и самого духа и философии науки. Выражаю благодарность всем сотрудникам лаборатории химии белка института Белка. Работа по исследованию искусственного белка, альбебетина, была бы невозможна без проф. О.Б. Птицына, академика М.П. Кирпичникова, чл-корр. A.B. Финкелыптейна, д.ф.-м.н. Д.А. Долгих.

С профессором М. Гольдбергом и Б. Фриге из института Пастера был сделан цикл работ по котрансляционному сворачиванию триптофан-синтазы. Совместно с профессором Т. Болдуиным из Техасского университета был сделан цикл работ по котрансляционному сворачиванию люциферазы и участию шаперонов в этом процессе. А. Патель из Медицинского исследовательского совета (Глазго, Великобритания) и чл-корр. РАН А.Г. Тоневицкий участвовали в работах, связанных со структурным белком Е2 вируса гепатита С. Работа по созданию противотуберкулезной вакцины на основе белка HSP70 М. tuberculosis ведется с чл-корр. РАН Е.С. Севериным, академиком Р.В. Петровым и профессором A.B. Некрасовым. Хочется выразить искреннее восхищение Е.С. Севериным, директором ВНЦМДЛ, за постоянное желание научного поиска и отсутствие боязни совершенно новых задач. Выражаю благодарность всем сотрудникам лаборатории генных технологий

ВНЦМДЛ и лаборатории химии белков МНИИМЭ за участие в проведенных работах. Особенная благодарность к. б. н. М.С. Юрковой, за участие как в работах, описанных здесь, так и всех других работах, ведущихся в лаборатории.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Научная новизна диссертационной работы

Детально исследован процесс котрансляционного сворачивания полипептидов. Для этой цели разработаны целый ряд оригинальных подходов. Показано с использованием конформационно-зависимого антитела, что процесс сворачивания полипептида может начинаться до завершения синтеза соответствующего домена белка. При этом образующаяся структура рибосомо-связанного полипептида близка к структуре нативного белка.

Впервые, на примере (3 субъединицы бактериальной люциферазы, изучен путь биосинтетического сворачивания белка, охарактеризован основной скорость-лимитирующий интермедиат при сворачивании и кинетика процесса. Показано, в прямом сравнении с ренатурацией денатурированной (3 субъединицы, что котрансляционное сворачивание вносит вклад в кинетику формирования активной люциферазы. Таким образом, доказано, что котрансляционное сворачивание полипептидов является фактором, который обеспечивает быстрое сворачивание в клетках. Показано, что ключевым для быстрой кинетики биосинтетического сворачивания является нестабильный интермедиат, освобождающийся из рибосомы после завершения синтеза.

На основании полученных результатов выдвинуты некоторые основные принципы котрансляционного сворачивания.

Изучена роль молекулярных шаперонов в биосинтетическом сворачивании белков. Показана вовлеченность шаперонов в процесс котрансляционного сворачивания полипептидов; продемонстрировано, что эти взаимодействия могут быть ключевыми для определения пути сворачивания полипептида. Показано, на примере вгоБЬ, что шапероны могут играть активную роль в сворачивании белка, максимально повышая путь сворачивания, ведущий к биологически активной структуре белка и минимизируя альтернативные пути, приводящие к появлению биологически не значимых форм. Предложен механизм такого действия шаперонов.

Изучены эволюционные аспекты сворачивания полипептидов. Показано, что биосинтетическое сворачивание полипептида в гомологичном для него окружении может отличаться от сворачивания в гетерологичной системе.

Таким образом, совокупность полученных результатов позволяет сказать, что начато новое научное направление - изучение биосинтетического сворачивания белков как комплексного процесса, определяемого совокупностью факторов, которые делают указанный путь сворачивания уникальным: это и векторный неравновесный характер процесса, определяемый его котрансляционной стадией, и вовлеченность шаперонов, и эволюционная адаптация для сворачивания в определенном клеточном окружении. Этот подход включает определение путей биосинтетического сворачивания и их прямое сравнение с процессом ренатурации полноразмерных полипептидов.

Предложен новый подход к структурно-функциональному и иммунологическому анализу белков - анализ белков, синтезированных в бесклеточных системах экспрессии. Данный подход позволяет изучать белки, которые затруднительно или невозможно получать традиционной наработкой в клеточных системах культивирования. Для этого предложен или адаптирован целый ряд методов. Используя данный подход, изучен искусственный полипептид альбебетин, белок с заранее заданной пространственной структурой. Проведен начальный структурно-функциональный анализ структурного белка оболочки вируса гепатита С. Изучен конъюгат шаперона HSP70 М. tuberculosis с иммуномодулятором полиоксидонием как возможная основа противотуберкулезной вакцины.

Практическая значимость диссертационной работы

Установленные закономерности биосинтетического сворачивания белков вносят заметный вклад в понимание процесса их сворачивания и самоорганизации. Полученные результаты позволяют оптимизировать продукцию рекомбинантных белков в клеточных и бесклеточных системах экспрессии, а также процедуры ренатурации в биологически активные формы.

Разработанные подходы для структурно-функционального и иммунологического анализа полипептидов, в том числе синтезированных в бесклеточных системах, могут применяться для быстрого анализа природных и искусственных полипептидов, экспрессия которых в клетках затруднена, например из-за токсичности, подверженности протеолизу и т.д. Возможности подхода продемонстрированы на начальном структурном анализе альбебетина, полипептида с заранее заданной пространственной структурой.

Большое практическое значение имеет изучение структурных белков ВГС. В настоящее время отсутствуют вакцина против ВГС. Структурные белки вируса рассматриваются как кандидаты на создание соответствующей вакцины и терапии. Их анализ и использование в данных качествах затруднены сложностью работы с данными белками. Получены несколько форм структурного белка Е2, пригодных для структурно-функционального анализа. Установлена его доменная организация.

Показано, что конъюгат шаперона HSP70 М. tuberculosis с иммуномодулятором полиоксидонием может являться основой противотуберкулезной вакцины.

Апробация работы

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Федоров, Алексей Николаевич, 2009 год

1. Башаров МА. (2002). Имеют ли значение искусственные белки в решении проблемы сворачивания белков? Биофизика, 47, 989-995.

2. Долгих Д.А., Кирпичников М.П., Птицын О.Б., Федоров А.Н., Финкельштейн A.B., Чемериз В.В. (1992). De novo белки с заданной пространственной структурой: новые подходы к дизайну и анализу. Молекулярная биология, 26, 1242-1250.

3. Крашенинников И.А., Комар A.A., Аджубей И.А. (1989). Роль избыточности кода в котрансляционном сворачивании белков. Биохимия, 54, 187-200.

4. Крашенинников И.А., Комар A.A., Аджубей И.А. (1989). Частота использования кодонов мРНК и кодирование доменной структуры белков. Доклады Академии Наук СССР, 305, 1006-1012.

5. Светлов М.С., Колб В.А., Спирин А.С. (2007). Фолдинг люциферазы светлячков с иммобилизованным С-концом. Мол. Биол., 41, 96-102.

6. Федоров А.Н., Юркова М.С., Гудим Е.А., Тоневицкий А.Г. (2003). Создание и характеристика рибосомных комплексов, несущих вновь синтезированный белок Е2 вируса гепатита С. Аллергия, астма и клиническая иммунология, 7, 41-44.

7. Федоров А.Н., Юркова М.С., Лауринавичюте Д.К. (2007). Начальный структурный и функциональный анализ иммобилизованного гесЕ2, белка оболочки вируса гепатита С. Вопросы биологической, медицинской и фармацевтической химии, 3, 20-26.

8. Финкелыитейн А.В., Птицын О.Б. (2002). Физика белка. Издательство Книжный Дом, Университет, Москва.

9. Юркова М.С., Лауринавичюте Д.К., Федоров А.Н. (2006). Экспрессия, выделение и характеристика функционального негликозолированного структурного белка Е2 вируса гепатита С. Вопросы биологической, медицинской и фармацевтической химии, 4, 32-37.

10. Adzhubei A.A., Adzhubei I.A., Krasheninnikov I.A., Neidle S. (1996). Non-random usage of "degenerate" codons in related to protein three-dimentional structure. FEBSLett., 399, 78-82.

11. Akanuma S., Yamagishi A. (2005). Identification and characterization of key substructures involved in the early folding events of a (beta/alpha)8-barrel protein as studied by experimental and computational methods. J. Mol. Biol., 353, 1161-1170.

12. AlexandrovN. (1993). Structural argument for N-terminal initiation of protein folding. Protein Sci., 2, 1989-1991.

13. Anderson C.W., Baum P.R., Gesteland R.F. (1973). Processing of adenovirus 2-induced probeins. J. Virol., 12,241-254.

14. Anfinsen C.B., Harrington W.F., Hvidt A., Linderstr0m-Lang K., Ottesen M., Schellman J. (1955). Studies of the structural basis of ribonuclease activity. Biochim. Biophys. Acta, 17, 141-142.

15. Anfinsen C.B., Harrington W.F., Hvidt A., Linderstr0m-Lang K., Ottesen M., Schellman J. (1989). Studies of the structural basis of ribonuclease activity. 1955. Biochim. Biophys. Acta, 1000, 200-201.

16. Arispe N., Rojas E., Pollard H.D. (1993). Alzheimer's disease amyloid beta protein forms calcium channels in bilayer membranes: blockade by tromethamine and aluminium. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 89, 10940-10944.

17. Attanasio R., Pehler K., McClure H.M. (2000). Immunogenicity and safety of Mycobacterium tuberculosis culture filtrate proteins in non-human primates. Clin. Exp. Immunol., 119, 84 — 91.

18. Baker D., Agard D. (1994). Kinetics versus thermodynamics in protein folding. Biochemistry, 33, 7505-7509.

19. Bakke C.K., Jungbauer L.M., Cavagnero S. (2006). In vitro expression and characterization of native apomyoglobin under low molecular crowding conditions. Protein Expr. Purif., 45, 381-392.

20. Baldwin R. L. (1975). Intermediates in protein folding reactions and the mechanism of protein folding. Annu. Rev. Biochem., 44, 454-477.

21. Baldwin T.O., Ziegler M.M., Chaffotte A.F., Goldberg M.E. (1993). Contribution of folding steps involving the individual subunits of bacterial luciferase to the assembly of the active heterodimeric enzyme. J. Biol. Chem., 268, 10766-10772.

22. Baranov V.I., Morozov I.Yu., Ortlepp S.A., Spirin A.S. (1989). Gene expression in a cell-free system on the preparative scale. Gene, 84, 463-466.

23. Basharov M.A. (2000). The posttranslational concept of protein folding: how valid is it? Biochemistry (Mosc.), 65, 1184-1191.

24. Basharov M.A. (2000). Cotranslational folding of proteins. Biochemistry (Mosc.), 65, 1380-1384.

25. Baskakov I.V., Legname G., Stanley B. Prusiner S.B., Cohen F.E. (2001). Folding of prion protein to its native a-helical conformation is under kinetic control. J. Biol. Chem., 276, 19687-19690.

26. Beckmann P., Mizzen L.A., Welch W. (1990). Interaction of Hsp 70 with newly synthesized proteins: implications for protein folding and assembly. Science, 248, 850-854.

27. Beere H.M. (2004). "The stress of dying": the role of heat shock proteins in the regulation of apoptosis. J. Cell Sci., 117, 2641-2651.

28. Bergman L.W., Kuehl W.M. (1979). Formation of intermolecular disulfide bonds on nascent immunoglobulin polypeptides J. Biol. Chem., 254, 5690-5694.

29. Betts S., King J. (1999). There's a right way and a wrong way: in vivo and in vitro folding, misfolding and subunit assembly of the P22 tailspike. Structure Fold. Des., 7, R131-R139.

30. Bigotti M.G., Clarke A.R. (2008). Chaperonins: The hunt for the Group II mechanism. Arch. Biochem. Biophys., 474, 331-339.

31. Blond S., Goldberg M.E. (1987). Partly native epitopes are already present on early intermediates in the folding of tryptophane synthase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 84, 1147-1151.

32. Blond-Elguindi S.B., Goldberg M.E. (1990). Kinetic characterization of early immunoreactive intermediates during the refolding of guanidine-unfolded Eschrrichia coli tryptophan synthase f!2 subunits. Biochemistry, 29, 2409-2412.

33. Bobula J., Tomala K., Jez E., Wloch D.M., Borts R.H., Korona R. (2006). Why molecular chaperones buffer mutational damage: a case study with a yeast Hsp40/70 system. Genetics, 174, 937-944.

34. Bolhassani A., Rafati S. (2008). Heat-shock proteins as powerful weapons in vaccine development. Expert Rev. Vaccines, 7, 1185-1199.

35. Braig K., Otwinowski Z., Hegde R., Boisvert D.C., Joachimiak A., Horwich A.L., Sigler P.B. (1994). The crystal structure of the bacterial chaperonin GroEL at 2.8 A. Nature, 371, 578-586.

36. Brazzoli M., Helenius A., Foung S.K., Houghton M., Abrignani S., Merola M. (2005). Folding and dimerization of hepatitis C virus El and E2 glycoproteins in stably transfected CHO cells. Virology, 332, 438-453.

37. Brodsky J.L., Schekman R. (1993). A Sec63p-BiP complex from yeast is required for protein translocation in a reconstituted proteoliposome. J. Cell Biol., 123, 1355-1363.

38. Broome B.M., Hecht M.H. (2000). Nature disfavors sequences of alternating polar and non-polar amino acids: implications for amyloidogenesis. J. Mol. Biol., 296, 961-968.

39. Bruckner P., Eikenberry E.F., Prockop D.J. (1981). Formation of the triple helix of type I procollagen in cellulo. A kinetic model based on cis-trans isomerization of peptide bonds. Eur. J. Biochem., 118, 607-613.

40. Bucciantini M., Giannoni E., Chiti F., Baroni F., Formigli L., Zurdo J., Taddei N., Ramponi G., Dobson C.M., Stefani M. (2002). Inherent toxicity of aggregates implies a common mechanism for protein misfolding diseases. Nature, 416, 507511.

41. Buchner J., Schmidt M., Fuchs M., Jaenicke R., Rudolph R., Schmid F., Kiefhaber T. (1991). GroE facilitates refolding of citrase synthase by supressing aggregation. Biochemistry, 30, 1586-1591.

42. Buchner J. (1996). Supervising the fold: functional principles of molecular chaperones. FASEB J., 10, 10-19.

43. Buckingham R.H. (1994). Codon context and protein synthesis: enhancements of the genetic code. Biochimie, 16, 351-354.

44. Bukau B., Horwich A.L. (1998). The Hsp70 and Hsp60 chaperone machines. Cell, 92, 351-366.

45. Bulaj G., Goldenberg D.P. (1999). Early events in the disulfide-coupled folding of BPTI. Protein Sci., 8, 1825-1842.

46. Bulaj G., Koehn R.E., Goldenberg D.P. (2004). Alteration in the disulfide-coupled folding pathway of BPTI by circular permutation. Protein Sci., 13, 11821196.

47. Bulleid N., Freedman R.B. (1988). Defective co-translational formation of disulphide bonds in protein disulphide-isomerase-deficient microsomes. Nature, 335, 649-651.

48. Chang J.Y., Li L., Lai P.H. (2001). A major kinetic trap for the oxidative folding of human epidermal growth factor. J. Biol. Chem., 276, 4845-4852.

49. Chang J.Y. (2004). Evidence for the underlying cause of diversity of the disulfide folding pathway. Biochemistry, 43, 4522-4529.

50. Chang J.Y., Li L. (2005). Divergent folding pathways of two homologous proteins, BPTI and tick anticoagulant peptide: compartmentalization of foldingintermediates and identification of kinetic traps. Arch. Biochem. Biophys., 437, 85-95.

51. Chattopadhyay S., Das B., Dasgupta C. (1996). Reactivation of denatured proteins by 23S ribosomal RNA: role of domain V. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 93, 8284-8287.

52. Chaudhuri T.K., Paul S. (2006). Protein-misfolding diseases and chaperone-based therapeutic approaches. FEBSLett., 273, 1331-1349.

53. Cheltsov A.V., Barber M.J., Ferreira G.C. (2001). Circular permutation of 5-aminolevulinate synthase. Mapping the polypeptide chain to its function. J. Biol. Chem., 276, 19141-19149.

54. Chen W., Helenius J., Braakman I., Helenius A. (1995). Cotranslational folding and calnexin binding during glycoprotein synthesis. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 92, 6229-6233.

55. Chen W., Helenius A. (2000). Role of Ribosome and Translocon Complex during Folding of Influenza Hemagglutinin in the Endoplasmic Reticulum of Living Cells. Mol. Biol. Cell, 11, 765-772.

56. Chen J., Wang J., Wang W. (2004). Transition states for folding of circular-permuted proteins. Proteins, 57, 153-171.

57. Chernoff Y.O. (2007). Stress and prions: lessons from the yeast model. FEBS Lett., 581, 3695-3701.

58. Chiti F., Mangione P., Andreola A., Giorgetti S., Stefani M., Dobson C.M., Bellotti V., Taddei N. (2001). Detection of two partially structured species in the folding process of the amyloidogenic protein p2-microglobulin. J. Mol. Biol., 307, 379-391.

59. Chiti F., Calamai M., Taddei N., Stefani M., Ramponi G., Dobson C.M. (2002). Studies on the aggregation of mutant proteins in vitro provide insights into the genetics of amyloid diseases. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 99, 16419-16426.

60. Cho B.K., Palliser D., Guillen E., Wisniewski J., Young R.A., Chen J., Eisen H.N. (2000). A proposed mechanism for the induction of cytotoxic T lymphocytes production by heat shock fusion proteins. Immunity, 12, 263-272.

61. Choukhi A., Ung S., Wychowski C., Dubuisson J. (1998). Involvement of endoplasmic reticulum chaperones in the folding of hepatitis C virus glycoproteins. J. Virol., 72, 3851-3858.

62. Chow C.C., Chow C., Raghunathan V., Huppert T.J., Kimball E.B., Cavagnero S. (2003). Chain length dependence of apomyoglobin folding: structural evolution from misfolded sheets to native helices. Biochemistry, 42, 7090-7099.

63. Christis C, Lubsen NH, Braakman I. (2008). Protein folding includes oligomerization examples from the endoplasmic reticulum and cytosol. FEBS J., 275, 4700-4727.

64. Christopher J., Baldwin T.O. (1996). Implications of N and C-terminal proximity for protein folding. J. Mol. Biol., 257, 175-187.

65. Clark A.C., Sinclair J.F., Baldwin T.O. (1993). Folding of bacterial luciferase involves a non-native heterodimeric intermediate in equilibrium with the native enzyme and the unfolded subunits. J. Biol. Chem., 268, 10773-10779.

66. Clark A.C., Raso S.W., Sinclair J.F., Ziegler M.M., Chaffotte A.F., Baldwin T.O. (1997). Kinetic mechanism of luciferase subunit folding and assembly. Biochemistry, 36, 1891-1899.

67. Clark P.L., King J. (2001). A newly synthesized, ribosome-bound polypeptide chain adopts conformations dissimilar from early in vitro refolding intermediates. J. Biol. Chem., 276, 25411-25420.

68. Clarke A.R. (2006). Cytosolic chaperonins: a question of promiscuity. Mol. Cell, 24, 165-167.

69. Clayton R.F., Owsianka A., Aitken J., Graham S., Bhella D., Patel A.H. (2002). Analysis of antigenicity and topology of E2 glycoprotein present on recombinant hepatitis C virus-like particles. J. Virol, 76, 7672-7682.

70. Clementi C., Jennings P.A., Onuchic J.N. (2001). Prediction of folding mechanism for circular-permuted proteins. J. Mol. Biol., 311, 879-890.

71. Cocquerel L., Meunier J.C., Pillez A., Wychowski C., Dubuisson J. (1998). A retention signal necessary and sufficient for endoplasmic reticulum localization maps to the transmembrane domain of hepatitis C virus glycoprotein E2. J. Virol., 72, 2183-2191.

72. Contreras Martinez L.M., Martinez-Veracoechea F.J., Pohkarel P., Stroock A.D., Escobedo F.A., DeLisa M.P. (2006). Protein translocation through a tunnel induces changes in folding kinetics: a lattice model study. Biotechnol. Bioeng., 94, 105-117.

73. Corrales F., Fersht A.R. (1996). Toward a mechanism for GroEL-GroES chaperone activity: an ATPase-gated and -pulsed folding and annealing cage. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 93, 4509-4512.

74. Cortazzo P., Cervenansky C., Marin M., Reiss C., Ehrlich R., Deana A. (2002). Silent mutations affect in vivo protein folding in Escherichia coli. Biochem. Biophys. Res. Commun., 293, 537-541.

75. Craig E.A., Eisenman H.C., Hundley H.A. (2003). Ribosome-tethered molecular chaperones: the first line of defence against protein misfolding? Curr. Opin. Microbiol., 6, 157-162.

76. Cramp M.E., Carucci P., Rossol S., Chokshi S., Maertens G., Williams R., Naoumov N.V. (1999). Hepatitis C virus (HCV) specific immune responses in anti-HCV positive patients without hepatitis C viraemia. GUT, 44, 424-429.

77. Creighton T.E. (1979). Electrophoretic analysis of the unfolding of proteins by urea. J. Mol. Biol., 129, 235-264.

78. Creighton T.E. (1984). Pathways and mechanisms of protein folding. Advan. Biophys., 18, 1-20.

79. Crombie T., Swaffield J.C., Brown A J. (1992). Protein folding within the cell is influenced by controlled rates of polypeptide elongation. J. Mol. Biol., 228, 7-12.

80. Cyr D.M., Langer T., Douglas M.G. (1994). DnaJ-like proteins : molecular chaperones and specific regulators ofHsp70. Trends Biochem. Sci., 19, 176-181.

81. Daniels R., Kurowski B., Johnson A.E., Hebert D.N. (2003). N-linked glycans direct the cotranslational folding pathway of influenza gemagglutinin. Mol. Cell, 11, 79-90.

82. Deane C.M., Dong M., Huard F.P., Lance B.K., Wood G.R. (2007). Cotranslational protein folding fact or fiction? Bioinformatics, 23, 142-148.

83. De Prat Gay G., Ruiz-Sanz J., Neira J.L., Itzhaki L.S., Fersht A.R. (1995). Folding of a nascent polypeptide chain in vitro: cooperative formation of structure in a protein module. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 92, 3683-3686.

84. Deuerling E., Bukau B. (2004). Chaperone-assisted folding of newly synthesized proteins in the cytosol. Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol., 39, 261-277.

85. Dill K.A., Bromberg S., Yue K., Fiebig K., Yee D., Thomas P., Chan H.S. (1995). Principles of protein folding—a perspective from simple exact models. Protein Sci., 4, 561-601.

86. Dobson C.M. (2001). The structural basis of protein folding and its links with human disease. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B., 356, 133-145.

87. Eder J., Rheinnecker M., Fersht A.R. (1993). Folding of subtilisin BPN': role of the pro-sequence. J. Mol. Biol., 233, 293-304.

88. Elcock A.H. (2006). Molecular simulations of cotranslational protein folding: fragment stabilities, folding cooperativity, and trapping in the ribosome. PLoS Comput. Biol, 2, e98.

89. Ellis R.J., van der Vies S.M., Hemmingsen S.M. (1989). The molecular chaperone concept. Biochem. So.c Symp. 55, 145-153.

90. Ellis R.J. (2001). Macromolecular crowding: an important but neglected aspect of the intracellular environment. Curr. Opin. Struct. Biol., 11, 114-119.

91. Ellis R.J. (2006). Molecular chaperones: assisting assembly in addition to folding. Trends Biochem. Sci., 31, 395-401.

92. Ellis J.P., Bakke C.K., Kirchdoerfer R.N., Jungbauer L.M., Cavagnero S. (2008). Chain dynamics of nascent polypeptides emerging from the ribosome. ACS Chem. Biol., 3, 555-566.

93. Erickson A.H., Blobel G. (1987). Cell-free translation of messenger RNA in a wheat germ system. Methods Enzymol., 96, 38-50.

94. Escher A., Szalay A. (1993). GroE mediated folding of bacterial luciferases in vivo. Mol. Gen. Genet., 238, 65-78.

95. Evans M.S., Clarke T.F. 4th, Clark P.L. (2005). Conformations of cotranslational folding intermediates. Protein Pept. Lett., 12, 189-195.

96. Evans M.S., Sander I.M., Clark P.L. (2008). Cotranslational folding promotes beta-helix formation and avoids aggregation in vivo. J. Mol. Biol., 383, 683-692.

97. Fedorov A.N., Baldwin T.O. (1995). Contribution of cotranslational folding to the rate of formation of native protein structure. Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 92, 1227-1231.

98. Fedorov A.N., Baldwin T.O. (1997). GroE modulates kinetic partitioning of folding intermediates between alternative states to maximize the yield of biologically active protein. J Mol Biol., 268, 712-723.

99. Fedorov A.N., Baldwin T.O. (1997). Cotranslational protein folding. J. Biol. Chem., 272, 32715-32718.

100. Fedorov A.N., Baldwin T.O. (1998). Protein folding and assembly in a cellfree expression system. Methods Enzymol., 290, 1-17.

101. Fedorov A.N., Baldwin T.O. (1999). Process of biosynthetic protein folding determines the rapid formation of native structure. J. Mol. Biol., 294, 579-586.

102. Ferreira S.T., De Felice F.G., Chapeaurouge A. (2006). Metastable, partially-folded states in the productive folding and in the misfolding and amyloid aggregation of proteins. Cell Biochem. Biophys. 44, 539-548.

103. Ferbitz L. Patzelt H., Bukau B., Deuerling E., Ban N. (2004). Trigger Factor in Complex with the Ribosome forms a Molecular Cradle for Nascent Proteins. Nature, 431, 590-596.

104. Fersht A.R. (1995). Optimization of rates of protein folding: The nucleationcondensation mechanism and its implications. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 92, 10869-10873.

105. Fersht A.R. (1997). Nucleation mechanisms in protein folding. Curr. Opin. Struct. Biol., 7, 3-9.

106. Finkelstein A.V., Badretdinov A.Ya. (1997). Rate of protein folding near the point of of the thermodynamic equilibrium between the coil and the most stable chain fold. Fold. Des., 2, 115-121.

107. Fisher A.J., Raushel F.M., Baldwin T.O., Rayment I. (1995). Three-dimensional structure of bacterial luciferase from Vibrio harveyi at 2.4A resolution. Biochemistry, 34, 6581-6586.

108. Fisher M.T., Yuan X. (1994). The rates of commitment to renaturation of rhodanese and glutamine synthetase in the presence of the GroE chaperonins. J. Biol. Chem., 269, 29598-29601.

109. Flaherty K.M., DeLuca-Flaherty C., McKay D.B. (1990). Three-dimentional structure of the ATPase fragment of a 70K heat-shock cognate protein. Nature, 346, 623-628.

110. Flynn G., Beckers C., Baase W., Dahlquist F. W. (1993). Individual subunits of bacterial luciferase are molten globules and interact with molecular chaperones. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 90, 10826-10830.

111. Friguet B., Djavadi-Ohaniance L., Goldberg M.E. (1986). Conformational changes induced by domain assembly within the B2 subunit of Escherichia coli tryptophan synthase analysed with monoclonal antibodies. Eur. J. Biochem., 160, 593-597.

112. Friguet B., Djavadi-Ohaniance L., Goldberg. M.E. (1989). Polypeptide-antibody binding mechanism: conformational adaptation investigated by equilibrium and kinetic analysis. Res. Immunol., 140, 355-376.

113. Friguet B., Fedorov A.N., Djavadi-Ohaniance L. (1993). In vitro gene expression for the localization of antigenic determinants: application to the E. coli tryptophan synthase beta 2 subunit. J. Immunol. Methods., 158, 243-249.

114. Friguet B., Fedorov A.N., Serganov A.A., Navon A., Goldberg M.E. (1993). A radioimmunoassay-based method for measuring the true affinity of a monoclonal antibody with trace amounts of radioactive antigen. Analyt. Biochem., 210, 344-350.

115. Frydman J., Nimmesgern E., Ohtsuka K., Hartl, F.U. (1994). Folding of nascent polypeptide chains in a high molecular mass assembly with molecular chaperones. Nature, 370, 111-117.

116. Frydman J., Hartl F.U. (1996). Principles of Chaperone-Assisted Protein Folding: Differences Between in Vitro and in Vivo Mechanisms. Science, 272, 14971502.

117. Fulton A.B., L'Ecuyer T. (1993). Cotranslational assembly of some cytoskeletal proteins: implications and prospects. J. Cell Set, 105, 867-871.

118. Furie B., Schechter A.N., Sachs D.H., Anfmsen C.B. (1975). An immunological approach to the conformational equilibrium of staphylococcal nuclease. J. Mol. Biol, 92, 497-506.

119. Gaitanaris G.A., Vysokanov A., Hung S.C., Gottesman M.E., Gragerov A. (1994). Successive action of Escherichia coli chaperones in vivo. Mol. Microbiol., 14, 861-869.

120. Gao Y., Thomas J.O., Chow R.L., Lee G.H., Cowan N.J. (1992). A cytoplasmic chaperonin that catalyses beta-actin folding. Cell, 69, 1043-1050.

121. Genevaux P., Georgopoulos C., Kelley W.L. (2007). The Hsp70 chaperone machines of Escherichia coli: a paradigm for the repartition of chaperone functions. Mol. Microbiol., 66, 840-857.

122. Gilmore R., Coffey M.C., Leone G., McLure K., Lee P.W. (1996). Cotranslational trimerization of the reovirus cell attachment protein. EMBO J., 15, 26512658.

123. Goldenberg D.P., Creighton T.E. (1983). Circular and circularly permuted forms of bovine pancreatic trypsin inhibitor. J. Mol. Biol., 165, 407-413.

124. Goldberg M.E., Semisotnov G.V., Friguet B., Kuwajima K., Ptitsyn O.B., Sugai S. (1990). An early immunoreactive folding intermediate of the tryptophan synthase 132 subunit is a 'molten globule'. FEBSLetters, 263, 51-56.

125. Goldenberg D.P., Creighton T.E. (1984). Folding pathway of a circular form of bovine pancreatic trypsin inhibitor. J. Mol. Biol., 179, 527-545.

126. Goldenberg D.P. (1992). Native and non-native intermediates in the BPTI folding pathway. Trends Biochem. Set, 17, 257-261.

127. Goloubinoff P., De Los Rios P. (2007). The mechanism of Hsp70 chaperones: (entropic) pulling the models together. Trends Biochem. Sci., 32, 372-380.

128. Grason J.P., Gresham J.S., Widjaja L., Wehri S.C., Lorimer GH. (2008). Setting the chaperonin timer: the effects of K+ and substrate protein on ATP hydrolysis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 105, 17334-17338.

129. Grason J.P., Gresham J.S., Lorimer G.H. (2008). Setting the chaperonin timer: a two-stroke, two-speed protein machine. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 105, 1733917344.

130. Gu W., Zhou T., Ma J., Sun X., Lu Z. (2003). Folding type specific secondary structure propensities of synonymous codons. IEEE Trans. Nanobioscience, 2, 150157.

131. Guisbert E., Yura T., Rhodius V.A., Gross C.A. (2008). Convergence of molecular, modeling, and systems approaches for understanding of the Escherichia coli heat shock response. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 72, 545-554.

132. Gutsche I., Essen L.O., Baumeister W. (1999). Group II chaperonins: new TRiC(k)s and turns of a protein folding machine. J. Mol. Biol., 293, 295-312.

133. Haas E. (2008). Folding on the assembly line. ACS Chem Biol., 3, 527-529.

134. Hardesty B., Kramer G. (2000). Folding of a nascent peptide on the ribosome. Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol., 66, 41-66.

135. Hardy S., Randall L.L. (1991). A kinetic partitioning model of selective binding of normative proteins by the bacterial chaperone SecB. Science, 251, 439443.

136. Hastings J.W., Baldwin T.O., Nicoli M.Z. (1978). Bacterial luciferase: Assay, purification, and properties. In: Methods in Enzymology 57 (M. DeLuca, ed.), 135152, Academic Press, N.Y.

137. Hatfield G.W., Roth D.A. (2007). Optimizing scaleup yield for protein production: Computationally Optimized DNA Assembly (CODA) and Translation Engineering. Biotechnol. Annu. Rev., 13, 27-42.

138. He M., Taussig M.J. (2002). Ribosome display: cell-free protein display technology. Brief Fund. Genomic Proteomic, 1, 204-212.

139. Hennecke J., Glockshuber R. (1998). Conversion of a catalytic into a structural disulfide bond by circular permutation. Biochemistry, 37, 17590-17597.

140. Hennecke J., Sebbel P., Glockshuber R. (1999). Random circular permutation of DsbA reveals segments that are essential for protein folding and stability. J. Mol. Biol., 286, 1197-1215.

141. Hesterkamp T., Hauser S., Lutcke H., Bukau B. (1996). Escherichia coli trigger factor is a prolyl isomerase that associates with nascent polypeptide chains. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 93, 4437-4441.

142. Hirakura Y., Kagan B.L. (2001). Pore formation by beta-2-microglobulin: a mechanism for the pathogenesis of dialysis-associated amyloidosis. Amyloid, 8, 94100.

143. Hishiya A., Takayama S. (2008). Molecular chaperones as regulators of cell death. Oncogene, 27, 6489-6506.

144. Hoffmann A., Merz F., Rutkowska A., Zachmann-Brand B., Deuerling E., Bukau B. (2006). Trigger factor forms a protective shield for nascent polypeptides at the ribosome. J. Biol. Chem., 281, 6539-6545.

145. Hohfeld J., Minami Y., Hartl F.U. (1995). Hip, a novel cochaperone involved in the eukaryotic Hsc70/Hsp40 reaction cycle. Cell, 83, 589-598.

146. Horwich A. (2004). Cell biology: sight at the end of the tunnel. Nature, 431, 520-522.

147. Houghton M. (1996). Hepatitis C viruses, in: Fields Virology, 3rd edn, Edited by Fields B. N., Knipe D. M. & Howley P. M. Philadelphia: Lippincott-Raven., 1035-1058.

148. Hsu S.T., Fucini P., Cabrita L.D., Launay H., Dobson C.M., Christodoulou J. (2007). Structure and dynamics of a ribosome-bound nascent chain by NMR spectroscopy. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 104, 16516-16521.

149. Huang P., Gautschi M., Walter W., Rospert S., Craig E.A. (2005). The Hsp70 Sszl modulates the function of the ribosome-associated J-protein Zuol. Nat. Struct. Mol. Biol, 12, 497-504.

150. Huard F.P., Deane C.M., Wood G.R. (2006). Modelling sequential protein folding under kinetic control. Bioinformatics, 22, 203-210.

151. Hundley H., Eisenman H., Walter W., Evans T., Hotokezaka Y., Wiedmann M., Craig E. (2002). The in vivo function of the ribosome-associated Hsp70, Sszl, does not require its putative peptide-binding domain. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 99, 4203-4208.

152. Hunt J.F., Weaver A.J., Landry S.J., Gierasch L., Deisenhofer J. (1996). The crystal structure of the GroES co-chaperonin at 2.8 A resolution. Nature, 379, 37-45.

153. Jacobson R.H., Zhang X.J., DuBose R.F., Matthews B.W. (1994). Three-dimentional structure of beta-galactosidase from E. coli. Nature, 369, 761-766.

154. Javid B., MacAry P.A., Lehner P.J. (2007). Structure and function: heat shock proteins and adaptive immunity. J. Immunol., 179, 2035-2040.

155. Jenkins N., Murphy L., Tyther R. (2008). Post-translational modifications of recombinant proteins: significance for biopharmaceuticals. Mol. Biotechnol., 39, 113118.

156. Johnson J.L., Raushel F. (1996). Influence of primary sequence transpositions on the folding pathways of ribonuclease Tl. Biochemistry, 35, 10223-10233.

157. Johnson A.E. (2004). Functional ramifications of FRET-detected nascent chain folding far inside the membrane-bound ribosome. Biochem. Soc. Trans., 32, 668-672.

158. Johnson A.E. (2005). The co-translational folding and interactions of nascent protein chains: a new approach using fluorescence resonance energy transfer. FEBS Lett., 579, 916-920.

159. Jungbauer L.M., Bakke C.K., Cavagnero S. (2006). Experimental and computational analysis of translation products in apomyoglobin expression. J. Mol. Biol., 357, 1121-1143.

160. Kayed R., Head E., Thompson J.L., Mclntire T.M., Milton S.C., Cotman C.W., Glabe C.G. (2003). Common structure of soluble amyloid oligomers implies common mechanisms of pathogenesis. Science, 300, 486^489.

161. Kelly J. (1998). Alternative conformation of amyloidogenic proteins and their multi-step assembly pathways. Curr. Opin. Struct. Biol., 8, 101-106.

162. Kibria F.M., Lees W.J. (2008). Balancing conformational and oxidative kinetic traps during the folding of bovine pancreatic trypsin inhibitor (BPTI) with glutathione and glutathione disulfide. J. Am. Chem. Soc., 130, 796-797.

163. Kiho Y., Rich A. (1964). Induced enzyme formed on bacterial polyribosomes. Proc. Natl. Acad. Sci USA, 51, 111-118.

164. Kim J., Klein P.G., Mullet J.E. (1991). Ribosomes pause at specific sites during synthesis of membrane-bound chloroplast reaction center protein Dl. J. Biol. Chem., 266, 14931-14938.

165. Kim J., Eichacker L.A., Rudiger W., Mullet J.E. (1994). Chlorophyll regulates accumulation of the plastid-encoded chlorophyll proteins P700 and Dl by increasing apoprotein stability. Plant Physiol., 103, 907-916.

166. Kirk T.Z., Evans J.S., Veis A. (1987). Biosynthesis of type I procollagen. Characterization of the distribution of chain sizes and extent of hydroxylation of polysome- associated pro-alpha-chains. J. Biol. Chem., 262, 5540-5545.

167. Kiseleva E.V. (1989). Secretory protein synthesis in Chironomus salivary gland cells is not coupled with protein translocation across endoplasmic reticulum membranes. Electron microscopic evidence. FEBS Lett., 257, 251-253.

168. Klein G., Sjorgen H.O., Klein E., Hellstrom K.E. (1960). Demonstration of resistance against methylcholanthrene-induced sarcomas in the primary autochthonous host. Cancer Res., 20, 1561—1572.

169. Kleizen B., van Vlijmen T., de Jonge H.R., Braakman I. (2005). Folding of CFTR is predominantly cotranslational. Mol. Cell, 20, 277-287.

170. Klumpp M., Baumeister W., Essen L.O. (1997). Structure of the substrate binding domain of a thermosome, an archaeal group II chaperonin. Cell, 91, 263-270.

171. Kolb V.A., Makeyev E.V., Spirin A.S. (1994). Folding of firefly luciferase during translation in a cell-free system. EMBO J., 13, 3631-3637.

172. Kolb V.A., Makeyev E.V., Spirin A.S. (2000). Co-translational folding of an eukaryotic multidomain protein in a prokaryotic tranlation system. J. Biol. Chem., 275, 16597-16601.

173. Komar A.A., Kommer A., Krasheninnikov I.A., Spirin A.S. (1993). Cotranslational heme binding to nascent globin chains. FEBSLett., 326, 261-263.

174. Komar A.A., Jaenicke R. (1995). Kinetics of translation of gamma B crystallin and its circularly permutated variant in an in vitro cell-free system: possible relations to codon distribution and protein folding. FEBS Lett., 376, 195-198.

175. Komar A.A., Kommer A., Krasheninnikov I.A., Spirin A.S. (1997). Cotranslational folding of globin. J. Biol. Chem., 272, 10646-10651.

176. Komar A.A., Guillemet E., Reiss C., Cullin C. (1998). Enhanced expression of the yeast Ure2p protein in Escherichia coli: the effect of synonymous codon substitutions at a selected place in the gene. Biol. Chem., 379, 1295-1300.

177. Komar A.A., Lesnik T., Reiss C. (1999). Synonymous codon substitutions affect ribosome traffic and portein folding during in vitro translation. FEBS Lett., 462,387-391.

178. Komar A.A. (2009). A pause for thought along the co-translational folding pathway. Trends Biochem. Sei., 34, 16-24.

179. Kourie J.I., Shorthouse A.A. (2000). Properties of cytotoxic peptide-induced ion channels. Am. J. Physiol. Cell Physiol., 278, C1063-C1087.

180. Kourie J.I., Henry C.L. (2002). Ion channel formation and membrane-linked pathologies of misfolded hydrophobic proteins: the role of dangerous unchaperoned molecules. Clin. Exp. Pharmacol. Physiol., 29, 741-753.

181. Kramer G., Kudlicki W., McCarthy D., Tsalkova T., Simmons D., Hardesty B. (1999). N-terminal and C-terminal modifications affect folding, release from the ribosomes and stability of in vitro synthesized proteins. Int. J. Biochem. Cell Biol., 31,231-241.

182. Kramer G., Ramachandiran V., Hardesty B. (2001). Cotranslational folding -omnia mea mecum porto? Int. J. Biochem. Cell Biol., 33, 541-543.

183. Kramer G., Rauch T., Rist W., Vorderwulbecke S., Patzelt H., SchulzeSpecking A., Ban N., Deuerling E., Bukau B. (2002). L23 protein functions as a chaperone docking site on the ribosome. Nature, 419, 171-174.

184. Krasheninnikov I.A., Komar A.A., Adzhubei I.A. (1991). Nonuniform size distribution of nascent globin peptides, evidence for pause localization sites, and a cotranslational protein-folding model. J. Prot. Chem., 10, 445-453.

185. Kruse M., Brunke M., Escher A., Szalay A., Tropschug M., Zimmermann R. (1995). Enzyme Assembly after de Novo Synthesis in Rabbit Reticulocyte Lysate Involves Molecular Chaperones and Immunophilins. J. Biol. Chem., 270, 2588-2594.

186. Kubelka J., Hofrichter J., Eaton W.A. (2004). The protein folding "speed limit". Curr. Opin. Struct Biol, 14, 76-88.

187. Kudlicki W., Odom O.W., Kramer G., Hardesty B. (1994). Activation and release of enzymatically inactive, full-length rhodanese that is bound to ribosomes as peptidyl-tRNA.Biol. Chem., 269, 16549-16553.

188. Kudlicki W., Odom O.W., Kramer G., Hardesty B. (1994). Chaperone-dependent folding and activation of ribosome-bound nascent rhodanese. Analysis by fluorescence. J. Mol Biol, 244, 319-331.

189. Kudlicki W., Kitaoka Y., Odom O.W., Kramer G., Hardesty, B. (1995). Elongation and folding of nascent ricin chains as peptidyl-tRNA on ribosomes: the effect of amino acid deletions on these processes. J. Mol Biol, 252, 203-212.

190. Kudlicki W., Odom O.W., Kramer G., Hardesty B., Merrill G.A., Horowitz P.M. (1995). The importance of the N-terminal segment for DnaJ-mediated folding of rhodanese while bound to ribosomes as peptidyl-tRNA. J. Biol Chem., 270, 1065010657.

191. Kudlicki W., Chirgwin J., Kramer G, Hardesty B. (1995). Folding of an enzyme into an active conformation while bound as peptidyl-tRNA to the ribosome. Biochemistry, 34, 14284-14287.

192. Kudlicki W., Odom O.W., Merrill G., Kramer G., Hardesty B. (1995). Inhibition of the release factor-dependent termination reaction on ribosomes by DnaJ and the N-terminal peptide of rhodanese. J. Bacteriol., 177, 5517-5522.

193. Kudlicki W., Odom O.W., Kramer G, Hardesty B. (1996). Binding of an N-terminal rhodanese peptide to DnaJ and to ribosomes. J. Biol Chem., 271, 3116031165.

194. Kudlicki W., Coffman A, Kramer G, Hardesty B. (1997). Ribosomes and ribosomal RNA as chaperons for folding of proteins. Fold Des., 2, 101-108.

195. Kudlicki W., Coffman A, Kramer G, Hardesty B. (1997). Renaturation of rhodanese by translational elongation factor (EF) Tu. Protein refolding by EF-Tu flexing. J. Biol. Chem., 272, 32206-32210.

196. Kunkel T.A. (1985). Rapid and efficient site-specific mutagenesis without phenotypic selection. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 82, 488^192.

197. J., Deutsch C. (2005). Folding zones inside the ribosomal exit tunnel. Nat. Struct. Mol. Biol., 12, 1123-1129.

198. Ma L.C., Anderson S. (1997). Correlation between disulfide reduction and conformational unfolding in bovine pancreatic trypsin inhibitor. Biochemistry, 36, 3728-3736.

199. Macario A.J., Malz M., Conway de Macario E. (2004). Evolution of assisted protein folding: the distribution of the main chaperoning systems within the phylogenetic domain archaea. Front Biosci., 9, 1318-1332.

200. Macario A.J., Conway de Macario E. (2007). Molecular chaperones: multiple functions, pathologies, and potential applications. Front Biosci., 12, 2588-2600.

201. Maggioni M.C., Liscaljet I.M., Braakman I. (2005). A critical step in the folding of influenza virus HA determined with a novel folding assay. Nat. Struct. Mol. Biol., 12, 258-263.

202. Maier T., Ferbitz L., Deuerling E., Ban N. (2005). A cradle for new proteins : trigger factor at the ribosome. Curr. Opin. Struct. Biol., 15, 201-212.

203. Makeyev E.V., Kolb V.A., Spirin A.S. (1996). Enzymatic activity of the ribosome-bound nascent polypeptide. FEBSLett., 378, 166-170.

204. Mamathambika B.S., Bardwell J.C. (2008). Disulfide-linked protein folding pathways. Annu. Rev. Cell dev. Biol., 24, 211-235.

205. Mansell T.J., Fisher A.C., DeLisa M.P. (2008). Engineering the protein folding landscape in gram-negative bacteria. Curr. Protein Pept. Sci., 9, 138-149.

206. Marin M. (2008). Folding at the rhythm of the rare codon beat. Biotechnol. J., 3, 1047-1057.

207. Matthews B.W. (2005). The structure of E, coli beta-galactosidase. C. R. Biol., 328, 549-556.

208. McGinnes L.W., Morrison T.G. (1996). Role of cotranslational disulfide bond formation in the folding of the hemagglutinin-neuraminidase protein of Newcastle disease virus. Virology, 224, 465-476.

209. McShane H., Pathan A.A., Sander C.R., Keating S.M., Gilbert S.C|(2004). Recombinant MVA85A boosts BCG-primed and naturally acquired antimycobacterial immunity in humans. Nature Med., 10, 1240-1244.

210. Mendoza J.A., Rogers E., Lorimer G.H., Horowitz P M. (1991). Chaperonins facilitate the in vitro folding of monomelic mitochondrial rhodanese. J. Biol. Chem., 266, 13044-13049.

211. Merz F., Boehringer D., Schaffitzel C., Preissler S., Hoffmann A., Maier T., Rutkowska A., Lozza J., Ban N., Bukau B., Deuerling E. (2008). Molecular mechanism and structure of Trigger Factor bound to the translating ribosome. EMBO J., 21, 1622-1632.

212. Molinari M., Helenius A. (2002). Analyzing cotranslational protein folding and disulfide formation by diagonal sodium dodecyl sulfate-polyacrilamide gel electrophoresis. Methods Enzymol., 348, 35-42.

213. Molinari M. (2007). N-glycan structure dictates extention of protein folding or onset of disposal. Nat. Chem. Biol., 3, 313-320.

214. Morano K.A. (2007). New tries for an old dog: the evolving world of Hsp70. Ann. N YAcad. Sci., 1113, 1-14.

215. Mukhopadhyay P., Basak S., Ghosh T.C. (2007). Synonymous codon usage in different protein secondary structural classes of human genes: implication for increased non-randomness of GC3 rich genes towards protein stability. J. Biosci., 32, 947-963.

216. Mullet J.E., Klein P.G., Klein R.R. (1990). Chlorophyll regulates accumulation of the plastid-encoded chlorophyll apoproteins CP43 and D1 by increasing apoprotein stability. Proc Natl Acad Sci USA, 87, 4038-4042.

217. Murry-Brelier A., Goldberg M.E. (1988). Kinetics of appearance of an early immunoreactive species during the refolding of acid-denatured Escherichia coli tryptophan synthase 132 subunit. Biochemistry,27, 7633-7640.

218. Mustafa A. S. (2001). Biotechnology in the development of new vaccines and diagnostic reagents against tuberculosis. Current Pharmaceutical Biotechnology, 2, 157-173.

219. Mizukami S., Kajiwara C., Ishikawa H., Katayama I., Yui K., Udono H. (2008). Both CD4+ and CD8+ T cell epitopes fused to heat shock cognate rpotein (hsc70) can function to eradicate tumors. Cancer Sci., 99,1008-1015.

220. Nagradova N.K. (2004). Protein folding in the cell: on the mechanisms of its acceleration. Biochemistry (Mosc.), 69, 830-843.

221. Nagradova N. (2007). Enzymes catalyzing protein folding and their cellular functions. Curr. Protein Pept. Sci., 8, 273-282.

222. Neckers L., Tatu U. (2008). Molecular chaperones in pathogen virulence: emerging new targets for therapy. Cell Host Microbe, 4, 519-527.

223. Neira J.L., Fersht A.R. (1999). Exploring the folding funnel of a polypeptide chain by biophysical studies on protein fragments. J. Mol. Biol., 285, 1309-1333.

224. Nelson R.J., Ziegelhoffer T., Nicolet C., Werner M., Craig E.A. (1992). The translation machinery and 70 kd heat shock protein cooperate in protein synthesis. Cell, 71, 97-105.

225. Netzer W., Hartl F.U. (1997). Recombination of protein domains facilitated by co-translational folding in eukaryotes. Nature, 388, 343-349.

226. Nicola A.V., Chen W., Helenius A. (1999). Co-translational folding of an alphavirus capsid protein in the cytosol of living cells. Nat. Cell Biol., 1, 341-345.

227. Olsen A.W., van Pinxteren L.A.H., Okkels L.M., Rasmussen P.B., Andersen P. (2001). Protection of mice with a tuberculosis subunit vaccine based on a fusion protein of antigen 85B and ESAT-6. Infection and Immunity, 69, 2773 2778.

228. Onuchic J., Wolynes P.G., Luthey-Schulten Z., Socci N. (1995). Toward an outline of the topography of a realistic protein-folding funnel. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 92, 3626-3630.

229. Op De Beek A., Cocquerel L., Dubuisson J. (2001). Biogenesis of hepatitis C virus envelope glycoproteins. J. Gen. Virol., 82, 2589-2594.

230. Otzen D.E., Fersht A.R. (1998). Folding of circular and permuted chymotrypsin inhibitor 2: retention of the folding nucleus. Biochemistry, 37, 81398146.

231. Pelham H.R. (1986). Speculations on the functions of the major heat shock and glucose-regulated proteins. Cell, 46, 959-961.

232. Peters T., Davidson L.K. (1982). The biosynthesis of rat serum albumin. In. vivo studies on the formation of the disulfide bonds. J. Biol. Chem., 257, 8847-8853.

233. Pileri P., Uematsu Y., Campagnoli S., Galli G., Falugi F., Petracca R., Weiner A.J., Houghton M., Rosa D., Grandi G., Abrignani S. (1998). Binding of hepatitis C virus to CD81. Science, 282, 938-941.

234. Pockley A.G., Muthana M., Calderwood S.K. (2008). The dual immunoregulatory roles of stress proteins. Trends Bio chem. Sci., 33, 71-79.

235. Polier S., Dragovic Z., Hartl F.U., Bracher A. (2008). Structural basis for the cooperation of Hsp70 and HspllO chaperones in protein folding. Cell, 133, 10681079.

236. Ptitsyn O.B. (1987). Protein folding: hypotheses and experiments. J. Protein Chem., 6, 273-293.

237. Ptitsyn O.B. (1995). Molten globule and protein folding. Adv. Protein Chem., 47, 83-229.

238. Purvis I.J., Bettany A.J., Santiago T.C., Coggins J.R., Duncan K., Eason R., Brown A.J. (1987). The efficiency of folding of some proteins is increased by controlled rates of translation in vivo. A hypothesis. J. Mol. Biol., 193, 413-417.

239. RansonN.A., DunsterN.J., Burston S.G., Clarke A.R. (1995). Chaperonins can catalyse the reversal of early aggregation steps when a protein misfolds. J. Mol. Biol., 250, 581-586.

240. Randall L.L., Topping T., Hardy S., Pavlov M., Freistroffer D., Ehrenberg M. (1997). Binding of SecB to ribosome-bound polypeptides has the same characteristics as binding to full-length, denatured proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 94, 802-807.

241. Redick S.D., Schwarzbauer J.E. (1995). Rapid intracellular assembly of tenascin hexabrachions suggests a novel cotranslational process. J. Cell Sci., 108, 1761-1769.

242. Reid B.G., Flynn G.C. (1996). GroEL binds to and unfolds rhodanese posttranslationally J. Biol. Chem., 271, 7212-7217.

243. Reilly M.M. (1998). Genetically determined neuropathies. J. Neurol., 245, 613.

244. Roder H., Colon, W. (1997). Kinetic role of early intermediates in protein folding. Curr. Opin. Struct. Biol. 7, 15-28.

245. Rocha W., Verreault A. (2008). Clothing up DNA for all seasons: Histone chaperones and nucleosome assembly pathways. FEBSLett., 582, 1938-1949.

246. Rochet J.C. (2007). Novel therapeutic strategies for the treatment of protein-misfolding diseases. Expert Rev. mol. Med., 9, 1-34.

247. Rommelaere H., De Neve M., Melki R., Vandekerckhove J., Ampe C. (1999). The cytosolic class II chaperonin CCT recognizes delineated hydrophobic sequences in its target proteins. Biochemistry, 38, 3246-3257.

248. Ross C.A. (2002). Polyglutamine pathogenesis: emergence of unifying mechanisms for Huntington's disease and related disorders. Neuron, 35, 819-822.

249. Roth R.A., Pierce S. (1987). In vivo cross-linking of protein disulfide isomerase to immunoglobulins. Biochemistry, 26, 4179-4182.

250. Rothe A., Hosse R.J., Power B.E. (2006). Ribosome display for improved biotherapeutic molecules. Expert Opin. Biol. Ther., 6, 177-187.

251. Routsias J.G., Tzioufas A.G. (2006). The role of chaperone proteins in autoimmunity. Ann. NY Acad. Sei., 1088, 52-64.

252. Rüdiger S., Buchberger A., Bukau B. (1997). Interaction of Hsp70 chaperones with substrates. Nat. Struct. Biol., 4, 342-349.

253. Rüdiger S., Germeroth L., Schneider-Mergener J., Bukau B. (1997). Substrate specificity of the DnaK chaperone determined by screening cellulose-bound peptide libraries. EMBO J., 16, 1501-1507.

254. Rutkowska A., Mayer M.P., Hoffmann A., Merz F., Zachmann-Brand B., Schaffitzel C., Ban N., Deuerling E., Bukau B. (2008). Dynamics of trigger factor interaction with translating ribosomes. J. Biol. Chem., 283, 4124-4132.

255. Sachs D.H., Schechter A.N., Eastlake A., Anfinsen C.B. (1972). An immunological approach to the conformational equilibria of polypeptides. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 69, 3790-3794.

256. Saibil H.R. (2008). Chaperone machines in action. Curr. Opin. Struct. Biol., 18, 35-42.

257. Saiki R.K., Gelfand, D.H., Stoffel S., Schorf S.J., Higuchi R., Horn G.T., Mullis K.B., Erlich H.A. (1988). Primer-directed enzymatic amplification of DNA with a thermostable DNA polymerase. Science, 239, 487-491.

258. Sakahira H., Nagata S. (2002). Co-translational folding of caspase-activated Dnase with Hsp70, Hsp40, and inhibitor of caspase-activated Dnase. J. Biol. Chem., 277,3364-3370.

259. Salamanca S., Chang J.Y. (2006). Pathway of oxidative folding of a 3-disulfide alpha-lactalbumin may resemble either BPTI model or hirudin model. Protein J., 25, 275-287.

260. Sánchez I.E., Morillas M., Zobeley E., Kiefhaber T., Glockshuber R. (2004). Fast folding of the two-domain semliki forest virus capsid protein explains co-translational proteolytic activity. J. Mol. Biol., 338, 159-167.

261. Sargent F. (2007). Constructing the wonders of bacterial world: biosynthesis of complex enzymes. Microbiology, 153, 633-651.

262. Sauk J.J., Smith T., Noms K., Ferreira L. (1994). Hsp47 and the translation-translocation machinery cooperate in the production of alpha 1 (I) chains of type I procollagen. J. Biol. Chem., 269, 3941-3946.

263. Schatz G. (1996). The Protein Import System of Mitochondria. J. Biol. Chem., 271,31763-31766.

264. Schlesinger M.J., Levinthal C. (1965). Complementation at the molecular level of enzyme interaction. Annu. Rev. Microbiol., 19, 267-284.

265. Schwarz R., Istrail S., King J. (2001). Frequencies of amino acid strings in globular protein sequences indicate suppression of blocks of consecutive hydrophobic residues. Protein. Sci., 10, 1023-1031.

266. Segal B.H., Wang X.Y., Dennis C.G., Youn R., Repasky E.A., Manjili M.H., Subjeck J.R. (2006). Heat-shock proteins as vaccine adjuvants in infections and cancer. Drug Discov. Today, 11, 534-540.

267. Shagger H., von Jagow G. (1987). Tricine-sodium dodecyl sulfate-polyacrylamide gel electrophoresis for the separation of proteins in the range from 1 to 100 kDa. Anal. Biochem., 166, 368-379.

268. Shakhnovich E.I. (1997). Theoretical studies of protein-folding thermodynamics and kinetics. Curr. Opin. Struct. Biol., 7, 29-40.

269. Shaner L., Morano K.A. (2007). All in the family: atypical Hsp70 chaperones are conserved modulators of Hsp70 activity. Cell Stress Chaperones, 12, 1-8.

270. Shimizu Y., Kuruma Y., Ying B.W., Umekage S., Ueda T. (2006). Cell-free translation systems for protein engineering. FEBS J., 273, 4133-4140.

271. Shinde U.P., Liu J.J., Inouye M. (1997). Protein memory through altered folding mediated by intramolecular chaperones. Nature, 389, 520-522.

272. Sinclair J.F., Waddle J J., Waddill E.F., Baldwin T.O. (1993). Puri®ed native subunits of bacterial luciferase are active in the bioluminescence reaction but fail to assemble into the a/3 structure. Biochemistry, 32, 5036-5044.

273. Sinclair J.F., Ziegler M.M., Baldwin T.O. (1994). Kinetic partitioning during protein folding yields multiple native states. Nature Struct. Biol., 1, 320-326.

274. Skeiky Y.A.W., Sadoff J.C. (2006). Advances in tuberculosis vaccine strategies. Nat. Rev. Microbiol., 4, 469-476.

275. Smith T.F. (1995). Models of protein folding. Science, 268, 959-961.

276. Sota H., Hasegawa Y., Iwakura M. (1998). Detection of conformational changes in an immobilized protein using surface plasmon resonance. Anal. Chem., 70, 2019-2024.

277. Spirin A.S., (1986). Ribosome Structure and Protein Biosynthesis. Publisher: Benjamin/Cummings Pub. Co., 162-183.

278. Srivastava P. (2002). Interaction of heat shock proteins with peptides and antigen presenting cells: chaperoning of the innate and adaptive immune responses. Annu. Rev. Immunol., 20, 395-425.

279. Stemp M.J., Guha S., Hartl F.U., Barral J.M. (2005). Efficient production of native actin upon translation in a bacterial lysate supplemented with the eukaryotic chaperonin TRiC. Biol. Chem., 386, 753-757.

280. Stefani M., Dobson C.M. (2003). Protein aggregation and aggregate toxicity: new insights into protein folding, misfolding diseases and biological evolution. J. Mol. Med., 81, 678-699.

281. Sugihara J., Baldwin T.O. (1988). Effects of 30 end deletions from the Vibrio harveyi luxB gene on luciferase subunit folding and enzyme assembly: generation of temperature-sensitive polypeptide folding mutants. Biochemistry, 27, 2872-2880.

282. Suh W.C., Lu C.Z., Gross C.A. (1999). Structural features required for the interaction of the Hsp70molecular chaperone DnaK with its cochaperone DnaJ. J. Biol. Chem., 274, 30534-30539.

283. Svetlov M.S., Kommer A., Kolb V.A., Spirin A.S. (2006). Effective cotranslational folding of firefly luciferase without chaperones of the Hsp70 family. Protein Sci., 15, 242-247.

284. Szabo A., Korszun R., Hartl F.U., Flanagan J. (1996). A zinc finger-like domain of the molecular chaperone DnaJ is involved in binding to denatured protein substrates. EMBO J., 15, 408-417.

285. Tabtiang R.K., Cezairliyan B.O., Grant R.A., Cochrane J.C., Sauer R.T. (2005). Consolidating critical binding determinants by noncyclic rearrangement of protein secondary structure. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 102, 2305-2309.

286. Taddei N., Capanni C., Chiti F., Stefani M., Dobson C.M., Ramponi G. (2001). Folding and aggregation are selectively influenced by the conformational preferences of the a-helices of muscle acylphosphatase. J. Biol. Chem., 276, 37149-37154.

287. Taniuchi H., Parr G.R., Juillerat M.A. (1986). Complementation in folding and fragment exchange. Methods Enzymol, 131, 185-217.

288. Taylor W.R. (2006). Topological accessibility shows a distinct asymmetry in the fold of beta/alpha proteins. FEBS Lett, 580, 5263-5267.

289. Thanaraj T.A., Argos P. (1996). Ribosome-mediated translational pause and protein domain organization. Protein Sci., 5, 1594-1612.

290. Thanaraj T.A., Argos P. (1996). Protein secondary structural types are differently coded on messenger RNA. Protein Sci., 5, 1973-1983.

291. Thirumalai D., Lorimer G.H. (2001). Chaperonin-mediated protein folding. Ann. Rev. Biophys. Biomol. Struct., 30, 245-260.

292. Thoden J., Holden H., Fisher A., Sinclair J., Wesenberg G., Baldwin T.O., Rayment I. (1997). Structure of the beta 2 homodimer of bacterial luciferase from Vibrio harveyi: X-ray analysis of a kinetic protein folding trap. Protein Sci., 6, 13-23.

293. Thomas P.J., Qu B.H., Pedersen P.L. (1995). Defective protein folding as a basis of human disease. Trends. Biochem. Sci., 20, 456-459.

294. Tian G., Vainberg I.E., Tap W.D., Lewis S.A., Cowan N.J. (1995). Specificity in chaperonin-mediated protein folding. 375, 250-253.

295. Tobian A.A., Harding C.V., Canaday D.H. (2005). Mycobacterium tuberculosis heat shock fusion protein enhances class I MHC cross-processing and presentation by B lymphocytes. J. Immunol., 174, 5209-5214.

296. Todd M., Viitanen P., Lorimer G.H. (1994). Dynamics of the chaperonin ATPase cycle: implications for facilitated protein folding. Science, 265, 659-666.

297. Todd M.J., Lorimer G.H., Thirumalai D. (1996). Chaperonin-facilitated protein folding: optimization of rate and yield by an iterative annealing mechanism. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 93, 4030-4035.

298. Tomala K., Korona R. (2008). Alleviation of deleterious effects of protein mutation through inactivation of molecular chaperones. Mol. Genet. Genomics, 280, 409-417.

299. Turner G.C., Varshavsky A. (2000). Detecting and measuring cotranslational protein degradation in vivo. Science, 289, 2117-2120.

300. Vega C.A., Kurt N., Chen Z., Rüdiger S., Cavagnero S. (2006). Binding specificity of an alpha-helical protein sequence to a full-length Hsp70 chaperone and its minimal substrate-binding domain. Biochemistry, 45, 13835-13846.

301. Veis A., Kirk T.Z. (1989). The coordinate synthesis and cotranslational assembly of type I procollagen. J. Biol. Chem., 264, 3884-3889.

302. Vembar S.S., Brodsky J.L. (2008). One step at a time: endoplasmic reticulum-associated degradation. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 9, 944-957.

303. Vignais M.L., Corbier C., Mulliert G., Branlant C., Branlant G. (1995). Circular permutation within the coenzyme binding domain of the tetrameric glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase from Bacillus stearothermophilus. Protein Sei., 4, 994-1000.

304. Viguera A.R., Blanco F.J., Serrano L. (1995). The order of secondary structure elements does not determine the structure of a protein but does affect its folding kinetics. J. Mol. Biol., 247, 670-681.

305. Viguera A.R., Serrano L., Wilmanns M. (1996). Different folding transition states may result in the same native structure. Nat. Struct. Biol., 3, 874-880.

306. Walker K.B., Keeble J., Colaco C. (2007). Mycobacterial heat shock proteins as vaccines a model of facilitated antigen presentation. Curr. Mo I. Med., 7, 339350.

307. Wang Y., Kelly J.T., Karttunen T. (2001). CD40 is a cellular receptor mediating mycobacterial heat shock protein 70 stimulation of CC-chemokines. Immunity, 15, 971 983.

308. Wedemeyer W.J., Welker E., Narayan M., Scheraga H.A. (2000). Disulfide bonds and protein folding. Biochemistry, 39, 4207-4216.

309. Wegrzyn R.D., Deuerling E. (2005). Molecular guardians for newborn proteins: ribosome-associated chaperones and their role in protein folding. Cell Mol. Life Scl, 62, 2727-2738.

310. Weikl T.R., Dill K.A. (2003). Folding kinetics of two-state proteins: effect of circularization, permutation, and crosslinks. J. Mol. Biol, 332, 953-963.

311. Weissman J.S., Kim P.S. (1992). The pro region of BPTI facilitates folding. Cell, 71, 841-851.

312. Weissman J., Kashi Y., Fenton W.A., Horwich A.L. (1994). GroEL-mediated protein folding proceeds by multiple rounds of binding and release of nonnative forms. Cell, 78, 693-702.

313. Winderickx J., Delay C., De Vos A., Klinger H., Pellens K., Vanhelmont T., Van Leuven F., Zabrocki P. (2008). Protein folding diseases and neurodegeneration: lessons learned from yeast. Biochim. Biophys. Acta, 1783, 1381-1395.

314. Woolhead C.A., McCormick P.J., Johnson A.E. (2004). Nascent membrane and secretory proteins differ in FRET-detected folding far inside the ribosome and their exposure to ribosomal proteins. Cell, 116, 725-736.

315. Yagnik A.T., Lahm A., Meola A., Roccasecca R.M., Ercole B.B., Nicosia A., Tramontano A. (2000). A model for the hepatitis C virus envelope glycoprotein E2. Proteins, 40, 355-366.

316. Yi M., Kaneko S., Yu D.Y., Murakami S. (1997). Hepatitis C virus envelope proteins bind lactoferrin. J. Virol., 71, 5997-6002.

317. Ying B.W., Taguchi H., Kondo M., Ueda T. (2005). Co-translational involvement of the chaperonin GroEL in the folding of newly translated polypeptides. J. Biol. Chem., 280, 12035-12040.

318. Ying B.W., Taguchi H., Ueda T. (2006). Co-translational binding of GroEL to nascent polypeptides is followed by post-translational encapsulation by GroES to mediate protein folding. J. Biol. Chem., 281, 21813-21819.

319. Young R. A. (1990). Stress proteins and immunology. Annu. Rev. Immunol, 8, 401-420.

320. Yurkova M.S., Patel A.H., Fedorov A.N. (2004). Characterisation of bacterially expressed structural protein E2 of hepatitis C virus. Prot. Exp. Purif., 37, 119-125.

321. Zabin I., Villarejo M.R. (1975). Protein complementation. Annu. Rev. Biochem., 44, 295-313.

322. Zako T., Deguchi H., Kitayama A., Ueda H., Nagamune T. (2000). Refolding of a firefly luciferase immobilized on agarose beads. J. Biochem., 127, 351-354.

323. Zako T., Harada K., Mannen T., Yamaguchi S., Kitayama A., Ueda H., Nagamune T. (2001). Monitoring of the refolding process for immobilized firefly luciferase with a biosensor based on surface plasmon resonance. J. Biochem., 129, 14.

324. Zahn R., Pluckthun A. (1994). Thermodynamic partitioning model for hydrophobic binding of polypeptides by GroEL. II. GroEL recognizes thermally unfolded mature b-lactamase. J. Mol. Biol., 242, 165-174.

325. Zahnd C., Amstutz P., Pluckthun A. (2007). Ribosome display: selecting and evolving proteins in vitro that specifically bind to a target. Nat. Methods, 4, 269-279.

326. Zeilstra-Ryalls J.H., Somerville R.L. (1992). Protein-protein interaction in the alpha-complementation system of beta-galactosidase. Curr. Top. Cell Regul., 33, 81104.

327. Zhang T., Bertelsen E., Benvegnu D., Alber T. (1993). Circular permutation of T4 lysozyme. Biochemistry, 32, 12311-12318.

328. Zhang J., Randall G., Higginbottom A., Monk P., Rice C.M., McKeating J.A. (2004). CD81 is required for hepatitis C virus glycoprotein-mediated viral infection. J. Virol., 78, 1448-1455.

329. Zhong T., Arndt K. (1993). The yeast SIS1 protein, a DnaJ homolog, is required for the initiation of translation. Cell, 73, 1175-1186.

330. M.E., Hendrickson W.A. (1996). Structural analysis of substrate binding by the molecular chaperone DnaK. Science, 272, 1606-1614.

331. Ziegler M M., Goldberg M.E., Chaffotte A.F., Baldwin T.O. (1993). Refolding of luciferase subunits from urea and assembly of the active heterodimer. J. Biol. Chem., 268, 10760-10765.

332. Zipser D., Perrin D. (1963). Complementation between the products of the (3-galactosidase structural gene of E. coli. Cold Spring Harbor symp. Quant. Biol., 28, 533-537.

333. Ziv G., Haran G., Thirumalai D. (2005). Ribosome exit tunnel can entropically stabilize alpha-helices. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 102, 18956-18961.

334. Zubay G. (1973). In Vitro synthesis of proteins in microbial systems. Annu. Rev. Genet., 7, 267-287.