Динамика микротрубочек и механизмы транспорта хромосом при делении клеток тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, доктор наук Гудимчук Никита Борисович

• Гудимчук Никита Борисович
• доктор наук
• 2022

Оглавление диссертации доктор наук Гудимчук Никита Борисович

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Устройство клеточного скелета

1.2. Физиологическая значимость динамической нестабильности микротрубочек

1.3. Развитие представлений о механизмах динамики микротрубочек

1.3.1 Модель ГТФ-шапки

1.3.2. Механо-химический цикл тубулинов

1.3.3. Взаимосвязь между структурой конца микротрубочки и динамической нестабильностью

1.4. Регуляция динамики микротрубочек

1.4.1. Белки, регулирующие динамику микротрубочек

1.4.2. Низкомолекулярные ингибиторы динамики микротрубочек

1.5. Моторные белки

1.6. Компьютерные модели динамики микротрубочек

1.6.1 Ранние модели микротрубочек

1.6.2 Развитие 3D-моделей микротрубочек

1.6.3. Механохимические модели

1.7 Митотическое деление клеток

1.7.1. Фазы митоза и перемещения хромосом

1.7.2. Устройство кинетохора и взаимодействие кинетохорных белков с микротрубочками

1.7.4 Роль кинезина CENP-E и других моторных белков при перемещении хромосом во время митоза

1.7.3. Развитие представлений о микротрубочках как о молекулярных машинах

ГЛАВА 2. МНОГОМАСШТАБНОЕ МОДЕЛИРОВАНИЕ МИКРОТРУБОЧЕК

2.1 Концепция многомасштабного моделирования

2.2. Полноатомная молекулярная модель конформационной подвижности олигомеров тубулина

2.3. Исследование роли неструктурированных заряженных ^концов тубулина при сборке микротрубочек

2.4. Моделирование сборки и разборки микротрубочек методом броуновской динамики

2.5. Применение динамического метода Монте-Карло для моделирования динамической нестабильности микротрубочек

ГЛАВА 3. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОЕ ИССЛЕДОВАНИЕ ДИНАМИКИ МИКРОТРУБОЧЕК И ГЕНЕРАЦИИ ИМИ СИЛ

3.1. Формулировка целей и задач экспериментальных исследований микротрубочек

3.2. Получение препаратов очищенных белков

3.3. Анализ структуры концов микротрубочек при сборке и разборке методом криоэлектронной томографии

3.4. Исследование механизма перехода микротрубочек от разборки к сборке

3.5. Измерение сил, развиваемых микротрубочками при разборке

3.6. Микротрубочки как молекулярные машины

ГЛАВА 4. РОЛЬ КИНЕЗИНА CENP-E ПРИ ТРАНСПОРТЕ ХРОМОСОМ

4.1. Кинетохорный кинезин CENP-E: моторные свойства, функции основных

доменов

3

4.2. Обнаружение способности кинезина CENP-E следовать за концами

микротрубочек и сопрягать с ними микрогрузы

4.3. Теория сопряжения кинезина CENP-E с концами динамических микротрубочек

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ОСНОВНЫЕ РЕЗУЛЬТАТЫ И ВЫВОДЫ

Список сокращений

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Динамика микротрубочек и механизмы транспорта хромосом при делении клеток»

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Диссертация посвящена разработке многомасштабной модели тубулиновых микротрубочек и определению механизмов их работы в качестве молекулярных машин, осуществляющих транспорт хромосом во время клеточного деления. Исследование включает анализ структуры микротрубочек, экспериментальное определение параметров их динамики, взаимодействия с ключевыми кинетохорными белками, а также теоретическое описание этих процессов посредством компьютерного моделирования.

Актуальность темы исследования

Тубулиновые микротрубочки - один из трех основных компонентов клеточного скелета. Они присутствуют во всех эукариотических организмах и выполняют разнообразные функции, от транспорта везикул и позиционирования органелл до участия в миграции всей клетки. Микротрубочки динамически нестабильны: они осуществляют циклы сборки и разборки при наличии источника свободной энергии в форме высокой концентрации димеров тубулина в комплексе с молекулами гуанозинтрифосфата (ГТФ) в растворе. Силы, генерируемые микротрубочками в клетках, управляют рядом жизненно важных процессов, включая перемещение хромосом во время клеточного деления. При этом концы микротрубочек прикрепляются к хромосомам при помощи крупного специализированного комплекса белков - кинетохора. Многие фундаментальные механизмы, лежащие в основе динамической нестабильности микротрубочек и их работы в качестве молекулярных машин для совершения механической работы по перемещению хромосом, а также принципы устройства кинетохора как сопрягающего устройства для передачи сил от микротрубочек к хромосомам до сих пор неизвестны.

Научная новизна

В работе впервые разработана многомасштабная теория работы микротрубочек от атомарного до клеточного уровня. Впервые выполнены прямые измерения максимальных сил, развиваемых разбирающейся микротрубочкой in vitro в присутствии кольцевого кинетохорного комлекса Daml; обнаружены изогнутые

5

протофиламенты на концах микротрубочек при сборке в широком диапазоне условий; открыта роль неструктурированных доменов тубулинов в регуляции скорости сборки микротрубочек; проведены оригинальные по постановке эксперименты для исследования перехода микротрубочек от разборки к сборке; открыта и исследована способность кинезина СЕ№-Е следовать за динамическими концами микротрубочек.

Степень разработанности выбранной темы

Начало исследованиям динамической нестабильности микротрубочек и ее роли в митозе было положено в 1984 году работой Митчисона и Киршнера [1]. Несмотря на значительный прогресс в этой области исследований, на момент начала выполнения диссертационной работы множество важных фундаментальных механизмов оставались неизвестны. В частности, не были определены взаимосвязи между структурой субъединиц микротрубочек - ав-гетеродимеров белка тубулина и динамическими свойствами целой микротрубочки. Не были установлены детали механохимического цикла тубулина, механизмы и величины генерируемых микротрубочками сил, механизмы взаимодействия кинетохорных белков и динамических концов микротрубочек.

Целью исследования являлось создание многомасштабной модели тубулиновых микротрубочек и определение механизмов их работы в качестве молекулярных моторов при транспорте хромосом во время клеточного деления.

Задачи работы

1. На основе метода броуновской динамики и динамического метода Монте-Карло разработать модель граничной зоны (концов) микротрубочки, описывающую её сборку и разборку, а также ее переключение между этими динамическими фазами.

2. Провести полноатомные молекулярно-динамические расчеты конформационной динамики олигомеров тубулина и сопоставить их с данными криоэлектронной томографии. Предложить модели сопряжения гидролиза ГТФ и структурных перестроек тубулинов.

3. Исследовать роль неструктурированных С-концов тубулина как модуляторов динамической нестабильности микротрубочек.

4. Экспериментально проверить основные постулаты и предсказания многомасштабной модели, касающиеся структуры и механических характеристик протофиламентов на концах микротрубочек в клетках различных организмов, а также в очищенной системе in vitro.

5) Экспериментально измерить максимальные силы, развиваемые микротрубочками, и определить теоретически механизм генерации силы.

6) Экспериментально установить вклад кинезина CENP-E в прикрепление концов микротрубочек к хромосомам. Количественно охарактеризовать движение отдельных молекул кинезина CENP-E вдоль микротрубочки под воздействием механической нагрузки. Определить роль каждого из доменов кинезина CENP-E при транспорте грузов вдоль микротрубочки и следовании за динамическими концами микротрубочки и механизм их совместной работы.

7) Обобщить полученные данные в виде многомасштабной функциональной модели и на ее основе выдвинуть гипотезы относительно механизмов регуляции работы микротрубочек при различных внутриклеточных процессах, включая взаимодействие микротрубочек и хромосом в митозе.

Объект и предмет исследования

Основным объектом исследования являлись микротрубочки и кинетохорные белки комплекса Daml и кинезина CENP-E. Предметом исследования были механизмы динамического поведения микротрубочек и генерации микротрубочками сил для перемещения хромосом.

Теоретическая значимость

В результате работы построена многомасштабная модель микротрубочек на пространственных масштабах от нанометров до десятков микрометров и на временных масштабах от микросекунд до часов. Предложен и обоснован новый механизм сборки тубулиновых микротрубочек, а также новый механизм переключения микротрубочек от сборки к разборке. Теоретически описан процесс

7

генерации силы микротрубочкой при сборке и разборке. Определены основные параметры тубулинов, влияющие на величину максимальных сил, которые микротрубочки могут развивать. Полученные теоретические результаты вносят вклад в понимание фундаментальных принципов работы микротрубочек и зависящих от этих филаментов процессов, в частности процесса деления клеток.

Практическая значимость

Полученные в работе данные могут помочь установить молекулярные основы патологических изменений в работе клеток при нарушениях динамики микротрубочек. Построенные теоретические модели позволяют уточнить механизмы действия существующих препаратов химиотерапии, направленных на ингибирование процессов сборки и разборки микротрубочек, и указывают на возможности разработки принципиально новых препаратов, нацеленных на блокирование эффективного взаимодействия кинетохорных белков и микротрубочек при делении клеток.

Методология и методы диссертационного исследования

В работе используется ряд методов компьютерного моделирования: молекулярная динамика, метод нормальных мод, броуновская динамика, динамический метод Монте-Карло. Эксперименты проводятся с использованием методов генной инженерии, биохимии, криоэлектронной микроскопии, оптической микроскопии, лазерного пинцета.

Положения, выносимые на защиту

1) С помощью метода броуновской динамики и динамического метода Монте-Карло построена детальная модель конца микротрубочек, на основе которой предложены механизмы полимеризации тубулинов и переключения микротрубочек между фазами сборки и разборки.

2) Теоретически продемонстрировано, что димеры и продольно связанные олигомеры тубулина имеют изогнутую конформацию независимо от связанного с

ними нуклеотида. Гидролиз ГТФ повышает изгибную жесткость интерфейса между димерами тубулина

3) Теоретически предсказано, что гибкие неструктурированные С-концевые цепочки а-тубулинов взаимодействуют с продольными полимеризационными интерфейсами димеров тубулина и могут модулировать динамику сборки микротрубочки

4) Обнаружено, что изогнутые протофиламенты являются общей структурной особенностью микротрубочек при их разборке и сборке в различных организмах от дрожжей до животных, а также в широком диапазоне экспериментальных условий в очищенных системах in vitro.

5) Показано, что микротрубочки, работая как молекулярные машины с КПД около 37% при разборке и около 15% при сборке, способны в процессе деполимеризации развивать силы порядка 30 пН в присутствии кольцевого сопрягающего устройства. Необходимым условием для эффективного развития силы при деполимеризации микротрубочек является наличие существенного активационного барьера латеральных связей между тубулиновыми протофиламентами.

6) Экспериментально обнаружено, что кинетохорный кинезин CENP-E -моторный белок, который развивает силы до 6 пН и способствуют закреплению хромосом и других микрогрузов за концы полимеризующихся и деполимеризующихся микротрубочек. Показано, что механизм данной активности кинезина CENP-E основан на совместной работе его моторного домена, компактно сложенного гибкого «стебля» и дополнительного сайта связывания с микротрубочкой на неструктурированном C-конце.

7) Полученные данные обобщены в виде многомасштабной функциональной модели, на основе которой сформулированы гипотезы относительно механизмов регуляции работы микротрубочек ассоциированными белками, механизмов воздействия на динамику микротрубочек ряда низкомолекулярных ингибиторов, а также механизмов динамического закрепления хромосом за концы микротрубочек во время митоза.

Степень достоверности результатов

Результаты теоретических расчетов верифицированы сопоставлением предсказаний моделирования с опубликованными и полученными в данной работе экспериментальными данными. Достоверность экспериментальных данных подтверждена методами статистической обработки. Результаты представленных исследований опубликованы в рецензируемых журналах и доложены на крупных международных конференциях.

Личный вклад автора

Представленные в диссертации результаты теоретических исследований выполнены лично автором. Разработанные автором многомасштабные модели динамики микротрубочек и взаимодействия микротрубочек и кинетохорных белков полностью оригинальны. Экспериментальные исследования свойств кинетохорного кинезина CENP-E, характеристик его движения вдоль микротрубочек под механической нагрузкой и его взаимодействия с концами динамических микротрубочек, а также исследования свойств отдельных доменов этого белка выполнены лично автором. Белковые конструкции для работы были получены Б.Витре и Ю.Ким в лаборатории Д.Кливленда (Университет Сан Диего, США) и предоставлены автору диссертационной работы в рамках совместного проекта для проведения исследований in vitro. Эксперименты, на которых основаны выводы работы, выполнены лично автором или под его руководством. Эксперименты по измерению силы, развиваемой микротрубочкой выполнены В.А.Волковым и Е.Л.Грищук (Университет Пенсильвании) при участии автора диссертационной работы, который внес вклад в планирование и анализ проведенных экспериментов. Личный вклад автора в работы №«№ 1, 5, 9, 11, 15, 16 (статьи с «первым авторством» или «совместным первым авторством») состоял в проведении экспериментов, расчетов и написании текста статьи. Личный вклад автора в работы №№ 1, 3-7, 12, 20, 21, 23 (автор или соавтор - корреспондент) состоял в постановке задачи, разработке экспериментальной методики и схемы компьютерной модели, частичном проведении расчетов, анализе данных,

написании и подготовке статьи к публикации. Личный вклад автора в работы №№ 8, 10, 13, 14, 24 состоял в разработке в частичной постановке задачи, анализе данных и написании статьи. Личный вклад автора в работы №№ 2, 17-19, 22 состоял в участии в проведении расчетов, экспериментов и анализе данных.

Публикации

Всего опубликовано 24 статьи. По теме диссертации опубликовано всего 24 статьи, из них 18 статей в рецензируемых научных изданиях, индексируемых в базах Web of Science, Scopus, RSCI и 6 статей, рецензируемых в базе данных РИНЦ.

Апробация работы

Основные результаты диссертации были представлены на XXII, XXIII, XXIV, XXV, XXVI и XXVII международной конференции "Математика. Компьютер. Образование" (Пущино 2015, 2017, 2019; Дубна, 2016, 2018, 2020); на VI Съезде Биофизиков России (Сочи 2019); на V, VII и VIII международной конференции «Математическая биология и биоинформатика» (Пущино 2014, 2018, 2020), на съездах общества биофизиков (Biophysical Society Meeting; Сан-Франциско 2010, Балтимор 2011, 2019, Сан Диего 2012), на съездах американского общества клеточных биологов (American Society for Cell Biology Meeting, Филадельфия 2010, 2017; Сан-Франциско 2012, 2016; Сан Диего 2018; Вашингтон 2019, в виртуальном формате в 2020 году), на 10-м, 12-м и 13-м Европейском конгрессе биофизиков (European Biophysics Congress, Дрезден 2015; Мадрид 2019, Вена 2021), на международных симпозиумах EMBL по микротрубочкам (Гайдельберг 2018, в виртуальном формате в 2020).

Доклады о результатах работы были представлены на семинарах кафедры биофизики физического факультета МГУ имени М.В. Ломоносова, Центра теоретических проблем физико-химической фармакологии РАН, отдела биофизики Центра детской гематологии, онкологии и иммунологии им. Дмитрия Рогачева, на открытом семинаре Université Grenoble Alpes, France; на семинаре Unit of Cell Biology and Biophysics at the National Institutes of Health, USA.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Устройство клеточного скелета

Внутренний скелет клеток состоит из трех основных классов белковых полимеров: актиновые филаменты, микротрубочки, и промежуточные филаменты.

Исторически эти структуры были классифицированы во многом на основе толщины эти филаментов. Микротрубочки имеют диаметр около 25 нм, актиновые микрофиламенты - диметр порядка 7 нм, а промежуточные филаменты, получившие свое название из-за промежуточного по длине поперечного диаметра, - около 10 нм [2] (Рис. 1).

Актиновый филамент Промежуточный филамент

Микротрубочка

Рис.1. Схематическое изображение основных типов филаментов цитоскелета (адаптировано из источника [3]).

Актиновые филаменты и микротрубочки встречаются в клетках всех описанных эукариотических организмов. Промежуточные филаменты представлены более гетерогенной группой белков, их гены экспрессируются в основном у позвоночных, причем экспрессия зависит от типа клеток [4].

Актиновые филаменты состоят из мономеров глобулярного белка актина, которые полимеризуются, образуя спираль из двух протофиламентов. Каждый мономер актина способен связывать молекулу аденозинтрифосфата (АТФ) и катализировать его гидролиз (Рис. 2).

Б Чг^ ®

^3.16

АТФ

А

щ

АТФ

«3

К= 2.0 мкМ

Рис. 2. Актин и актиновый филамент. (А) Модель мономера актина с молекулой АТФ. (Б) Схема актинового филамента. Стрелки изображают переходы. Числа возле стрелок - известные константы переходов. Константы скоростей ассоциации выражены в мкМ'1с'1. Константы скоростей диссоциации выражены в с-1. Плюс-конец актинового филамента - внизу. Кроме того, указаны константы равновесия для каждого из концов двухцепочечного филамента в зависимости от нуклеотидного состояния. Иллюстрации адаптированы из источника [5].

Актиновый филамент полярен. Это проявляется в кинетике полимеризации его концов: один из концов быстрее собирается и разбирается, чем другой. При этом кинетические константы присоединения мономеров актина к концам филамента зависят от нуклеотидного состояния мономеров актина. При определенных условиях, и в частности при подборе концентрации актина, возможна ситуация, когда один из концов актинового филамента удлиняется, а другой - укорачивается. Это создает «эффект беговой дорожки» (англ.: treadmШmg) - видимость перемещения актинового филамента, в то время как каждый из мономеров в его теле покоится [6].

Актиновые филаменты обладают персистентной длиной около 10-20 мкм [7]. Персистентная длина (Р) - важная характеристика биополимера, определяемая исходя из уравнения:

<^(а)> = е-х/р, (1)

где <cos(а)> - средний косинус угла между касательными, проведенными к участкам биополимера, находящихся на расстоянии х друг от друга. Таким образом, персистентная длина определяет масштаб, на котором в среднем происходит изгиб филамента на величину аrccos(1/e) ~ 68 градусов. Актин является одним из наиболее концентрированных белков во многих клетках [8]. Его концентрация в может превышать 100 мкМ [9]. Благодаря многочисленным белкам-регуляторам, белкам-адаптерам и моторным белкам, полимеризация актина четко контролируется клеткой и принимает разнообразные формы. Основными из них можно считать полимеризацию в виде хаотично расположенных неветвящихся филаментов. В такой форме актин часто выстилает изнутри плазматическую мембрану, прикрепляясь к ней через белки спектрины и др. и образуя так называемый клеточный кортекс [10], [11]. Его основная функция - придание клетке механической жесткости для поддержания формы. Другой способ полимеризации актина формирование антипараллельных пучков, способных скользить друг относительно друга за счет моторного белка миозина. Этот моторный белок способен использовать энергию гидролиза АТФ для совершения механической работы по переносу груза вдоль актинового филамента. Антипараллельные пучки актина образуют сократительные волокна для продвижения клетки вдоль субстрата при движении мезенхимальным образом, а также при образовании перетяжки между клетками на завершающей стадии клеточного деления [12] и при сокращении мышечного волокна [13]. Комплекс белков Агр2/3 способен связываться с актиновыми филаментами и нуклеировать ветви, отходящие от материнского филамента под углом около 70 градусов [14]. Таким образом может образовываться сеть из актиновых филаментов с вполне четко заданной геометрией. Узлы сети дополнительно укрепляются белками, такими как филамин

[15]. Полимеризация актина в таком режиме позволяет развивать существенную толкающую силу на переднем крае мигрирующих клеток и отвечает за формирование псевдоподий и ламеллоподий. Наконец, еще один способ полимеризации актиновых филаментов заключается в формировании плотных параллельных пучков, которые скрепляются белками-кросслинкерами и отвечают за формирование линейных выпячиваний цитоплазмы - филоподий и микровиллей

[16].

Микротрубочки - второй из трех основных типов филаментов цитоскелета. Структурно они представляют собой полые цилиндры, построенные из 13 протофиламентов - линейных цепочек гетеродимеров белка тубулина, состоящих из а- и Р-субъединиц [17] (Рис 3).

Время, мин

Рис. 3. Микротрубочка и динамические нестабильность A. Слева: структура гетеродимера тубулина. Красным показаны молекулы нуклеотидов. Справа: структура микротрубочки, составленной из тубулиновых протофиламентов. Источник: [18] Б. Типичный график зависимости длины микротрубочки, демонстрирующей динамическую нестабильность, от времени. Данные воспроизведены из работы [19].

Диаметр микротрубочек равен примерно 25 нм, а длина варьирует в пределах от десятков нанометров до десятков микрон. Изгибная жесткость микротрубочек

значительно превышает жесткости всех других филаментов цитоскелета [20]. Их персистентная длина составляет около 1-10 мм [7]. Сеть микротрубочек динамична. Она постоянно перестраивается и обновляется за счет изменения длин отдельных микротрубочек в ее составе. Каждая микротрубочка поочередно пребывает в фазах роста и укорочения, стохастически переключаясь между этими фазами [1], [21]. Это поведение микротрубочек получило название "динамическая нестабильность". Переход от фазы роста к фазе укорочения называется "катастрофой", а обратный переход - "спасением".

Функции микротрубочек очень разнообразны [17]. Микротрубочки входят в состав жгутиков и ресничек, позволяя клеткам перемещаться, создавать и чувствовать потоки жидкости в межклеточном пространстве [22]. Они также участвуют во внутриклеточном транспорте, служат магистралями для перемещения разнообразных грузов, таких как органеллы, везикулы и сигнальные молекулы. Многие функции микротрубочки выполняют благодаря своей необычной динамике. Подробный обзор этих функций, определяемых динамикой микротрубочек представлен в разделе 1.2.

Микротрубочки полярны, что проявляется в различиях между динамическими свойствами их концов, как и в случае актиновых филаментов. Особенно это различие выражено в живых клетках, но даже в системах in vitro из очищенного тубулина один из концов микротрубочки растет быстрее другого [23]. Быстрорастущий конец микротрубочки, оканчивающийся Р-субъединицами тубулина, принято называть "плюс"-концом, а противоположный - "минус"-концом. В живых клетках минус-концы, как правило, стабилизированы и расположены ближе к центру, у центросомы, а плюс-концы ориентированы к периферии и являются высоко динамичными.

Промежуточные филаменты, в отличие от актиновых филаментов и

микротрубочек, являются полимерами фибриллярных белков. Эти белки

структурно объединяют наличие альфа-спирального участка. Мономеры образуют

симметричный димер, далее стыкуются антисимметрично, в результате формируя

16

неполярный тетрамер (Рис. 4). Тетрамеры укладываются в структуру, напоминающую по свойствам и строению веревку [24]. Промежуточные филаменты обладают высокой гибкостью, но при этом существенно большей стабильностью в растворе, благодаря наличию множества латеральных контактов. В отличие от других филаментов цитоскелета промежуточные филаменты не связываются с макроэргическими молекулами, типа ГТФ или АТФ и не катализируют их гидролиз. Их динамика, однако, может модулироваться за счет пост-трансляционных модификаций, таких как фосфорилирование [25]. Как правило, промежуточные филаменты, имеют основной функцией придание клетке или набору клеток определенных механических свойств [24]. Так, ламины выстилают изнутри оболочку клеточного ядра [26]. Нейрофиламенты придают механическую жесткость аксонам [27], десмины - мышцам [28], кератины - коже [29].

Рис. 4. Схема устройства промежуточного филамента: от элементарной субъединицы (фибриллярного мономера) до сложного многонитевого филамента

Все три вида филаментов цитоскелета тесно взаимодействуют друг с другом и кооперируют при выполнении разнообразных функций. В следующей главе 1.2 изложены основные аспекты данной кооперации в контексте предмета настоящей диссертации, а именно, в связи с функциями динамической нестабильности микротрубочек.

1.2. Физиологическая значимость динамической нестабильности микротрубочек

Одной из наиболее очевидных функций динамической нестабильности микротрубочек является перестройка клеточного скелета в зависимости от условий внешней и внутренней среды, в том числе в ответ на поступающие в клетку химические или механические сигналы. Известны многочисленные примеры масштабных перестроек тубулинового цитоскелета во время клеточной дифференцировки, поляризации, деления и других процессов (Рис. 5).

Например, при морфогенезе нейронов, микротрубочки проникают в клеточные выпячивания и стабилизируют их, облегчая формирование нервных отростков из изначально сферических клеток [30], [31]. По мере развития эпителиальных клеток, микротрубочки реорганизуются из радиальной сети, исходящей от центросомы, образуя нецентросомальную сеть, которая располагается вдоль клеточной базально-апикальной оси [32] (Рис. 5А,Б). Во время роста и ветвления аксонов, сеть динамических микротрубочек постоянно перестраивается, зондируя периферическую область конуса роста, следуя сигналам, направляющим движение и повороты аксонов [33], [34] (Рис. 5В). При активации тромбоцитов, кольцевой пучок динамических микротрубочек сначала формирует седлообразную структуру, которая потом перестаивается в более малое кольцо из микротрубочек, по мере того как происходит сокращение объема тела тромбоцита (контракция) [35], [36] (Рис. 5Г). Во время формирования иммунологического синапса, микротрубочки и ассоциированные органеллы Т-клетки перемещаются, перестраивая сеть микротрубочек вслед за центросомой, передвигающейся по направлению к антиген-презентирующей клетке [37], [38] (Рис. 5Д).

Рис. 5. Примеры перестройки тубулинового цитоскелета благодаря динамике микротрубочек. Микротрубочки изображены в виде зеленых линий. А. Неполяризованная клетка. Б. Поляризованная клетка эпителия. В. Нейрон. Г. Тромбоцит. Д. Иммунологический синапс. Е. Клетка зародыша растения при облучении синим светом. Ж. Делящаяся клетка.

При облучении синим светом, клетки зародыша растений, перестраивают свою сеть микротрубочек так, что микротрубочки меняют перестраиваются в перпендикулярном направлении благодаря быстрой разборке с помощью режущих белков и последующей полимеризации [39] (Рис. 5Е). Наконец, во время клеточного деления, радиальная сеть из микротрубочек полностью перестраивается в биполярную структуру, известную под названием веретено деление [40] (Рис. 5Ж). Этот процесс зависит от моторных белков и динамического поведения микротрубочек [41].

Даже если не происходит существенного изменения формы клетки или других масштабных перестроек цитоскелета, динамическая нестабильность позволяет концам микротрубочек постоянно зондировать объем клетки, осуществляя поиск и захват внутриклеточных органелл и других структур. Самый известный пример действия микротрубочек в этой роли - поиск и захват хромосом во время митоза [42]. Показано, что этот процесс значительно увеличивает скорость, с которой хромосомы могут образовывать концевые прикрепления с микротрубочками по сравнению со сценарием, если бы концы микротрубочек были статичными [43],

Список литературы диссертационного исследования доктор наук Гудимчук Никита Борисович, 2022 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

[1] T. Mitchison and M. Kirschner, "Dynamic instability of microtubule growth," Nature, vol. 312, no. 5991, pp. 237-242, Nov. 1984.

[2] B. Alberts, A. Johnson, J. Lewis, M. Raff, K. Roberts, and P. Walter, "The Self-Assembly and Dynamic Structure of Cytoskeletal Filaments," Molecular Biology of the Cell. 4th edition, 2002, Accessed: Jan. 31, 2021. [Online]. Available: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK26862/

[3] T. D. Pollard and R. D. Goldman, "Overview of the Cytoskeleton from an Evolutionary Perspective," Cold Spring Harb Perspect Biol, vol. 10, no. 7, p. a030288, Jan. 2018, doi: 10.1101/cshperspect.a030288.

[4] J. E. Eriksson et al., "Introducing intermediate filaments: from discovery to disease," J Clin Invest, vol. 119, no. 7, pp. 1763-1771, Jul. 2009, doi: 10.1172/JCI38339.

[5] T. D. Pollard, "Actin and Actin-Binding Proteins," Cold Spring Harb Perspect Biol, vol. 8, no. 8, p. a018226, Jan. 2016, doi: 10.1101/cshperspect.a018226.

[6] A. Wegner, "Treadmilling of actin at physiological salt concentrations: An analysis of the critical concentrations of actin filaments," Journal of Molecular Biology, vol. 161, no. 4, pp. 607-615, Nov. 1982, doi: 10.1016/0022-2836(82)90411-9.

[7] F. Gittes, B. Mickey, J. Nettleton, and J. Howard, "Flexural rigidity of microtubules and actin filaments measured from thermal fluctuations in shape.," J Cell Biol, vol. 120, no. 4, pp. 923-934, Feb. 1993, doi: 10.1083/jcb. 120.4.923.

[8] R. Dominguez and K. C. Holmes, "Actin structure and function," Annu Rev Biophys, vol. 40, pp. 169-186, 2011, doi: 10.1146/annurev-biophys-042910-155359.

[9] J. Funk et al., "Profilin and formin constitute a pacemaker system for robust actin filament growth," eLife, vol. 8, p. e50963, Oct. 2019, doi: 10.7554/eLife.50963.

[10] V. Bennett, "The spectrin-actin junction of erythrocyte membrane skeletons," Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Reviews on Biomembranes, vol. 988, no. 1, pp. 107-121, Jan. 1989, doi: 10.1016/0304-4157(89)90006-3.

[11] L. Pan, R. Yan, W. Li, and K. Xu, "Super-Resolution Microscopy Reveals the Native Ultrastructure of the Erythrocyte Cytoskeleton," Cell Rep, vol. 22, no. 5, pp. 1151-1158, Jan. 2018, doi: 10.1016/j.celrep.2017.12.107.

[12] T. D. Pollard and B. O'Shaughnessy, "Molecular Mechanism of Cytokinesis," Annual Review of Biochemistry, vol. 88, no. 1, pp. 661-689, 2019, doi: 10.1146/annurev-biochem-062917-012530.

[13] I. Rayment et al., "Structure of the actin-myosin complex and its implications for muscle contraction," Science, vol. 261, no. 5117, pp. 58-65, Jul. 1993, doi:

10.1126/science.8316858.

[14] T. D. Pollard and C. C. Beltzner, "Structure and function of the Arp2/3 complex," Current Opinion in Structural Biology, vol. 12, no. 6, pp. 768-774, Dec. 2002, doi: 10.1016/S0959-440X(02)00396-2.

[15] L. A. Flanagan, J. Chou, H. Falet, R. Neujahr, J. H. Hartwig, and T. P. Stossel, "Filamin A, the Arp2/3 complex, and the morphology and function of cortical actin filaments in human melanoma cells," Journal of Cell Biology, vol. 155, no. 4, pp. 511-518, Nov. 2001, doi: 10.1083/jcb.200105148.

[16] S. Khurana and S. P. George, "The role of actin bundling proteins in the assembly of filopodia in epithelial cells," Cell Adhesion & Migration, vol. 5, no. 5, pp. 409420, Sep. 2011, doi: 10.4161/cam.5.5.17644.

[17] A. Desai and T. J. Mitchison, "Microtubule polymerization dynamics," Annu. Rev. Cell Dev. Biol., vol. 13, pp. 83-117, 1997, doi: 10.1146/annurev.cellbio. 13.1.83.

162

[18] P. N. Zakharov, V. K. Arzhanik, E. V. Ulyanov, N. B. Gudimchuk, and F. I. Ataullakhanov, "Microtubules: dynamically unstable stochastic phase-switching polymers," Phys.-Usp., vol. 59, no. 8, p. 773, Aug. 2016, doi: 10.3367/UFNe.2016.04.037779.

[19] T. Horio and H. Hotani, "Visualization of the dynamic instability of individual microtubules by dark-field microscopy," Nature, vol. 321, no. 6070, pp. 605-607, Jun. 1986, doi: 10.1038/321605a0.

[20] T. Hawkins, M. Mirigian, M. Selcuk Yasar, and J. L. Ross, "Mechanics of microtubules," Journal of Biomechanics, vol. 43, no. 1, pp. 23-30, 2010, doi: 10.1016/j.j biomech.2009.09.005.

[21] L. Cassimeris, N. K. Pryer, and E. D. Salmon, "Real-time observations of microtubule dynamic instability in living cells.," The Journal of Cell Biology, vol. 107, no. 6, pp. 2223-2231, Dec. 1988, doi: 10.1083/jcb.107.6.2223.

[22] P. Satir and S. T. Christensen, "Overview of Structure and Function of Mammalian Cilia," Annual Review of Physiology, vol. 69, no. 1, pp. 377-400, 2007, doi: 10.1146/annurev.physiol.69.040705.141236.

[23] R. A. Walker et al., "Dynamic instability of individual microtubules analyzed by video light microscopy: rate constants and transition frequencies," J. Cell Biol., vol. 107, no. 4, pp. 1437-1448, Oct. 1988.

[24] J. Lowery, E. R. Kuczmarski, H. Herrmann, and R. D. Goldman, "Intermediate Filaments Play a Pivotal Role in Regulating Cell Architecture and Function*," Journal of Biological Chemistry, vol. 290, no. 28, pp. 17145-17153, Jul. 2015, doi: 10.1074/jbc.R115.640359.

[25] S. Köster, D. A. Weitz, R. D. Goldman, U. Aebi, and H. Herrmann, "Intermediate filament mechanics in vitro and in the cell: from coiled coils to filaments, fibers

and networks," Current Opinion in Cell Biology, vol. 32, pp. 82-91, Feb. 2015, doi: 10.1016/j.ceb.2015.01.001.

[26] N. Stuurman, S. Heins, and U. Aebi, "Nuclear Lamins: Their Structure, Assembly, and Interactions," Journal of Structural Biology, vol. 122, no. 1, pp. 42-66, Jan. 1998, doi: 10.1006/jsbi.1998.3987.

[27] A. Yuan, M. V. Rao, Veeranna, and R. A. Nixon, "Neurofilaments at a glance," Journal of Cell Science, vol. 125, no. 14, pp. 3257-3263, Jul. 2012, doi:

10.1242/j cs.104729.

[28] Y. Capetanaki, D. J. Milner, and G. Weitzer, "Desmin in Muscle Formation and Maintenance: Knockouts and Consequences," Cell Structure and Function, vol. 22, no. 1, pp. 103-116, 1997, doi: 10.1247/csf.22.103.

[29] T.-T. Sun, C. Shih, and H. Green, "Keratin cytoskeletons in epithelial cells of internal organs," PNAS, vol. 76, no. 6, pp. 2813-2817, Jun. 1979, doi: 10.1073/pnas.76.6.2813.

[30] S. Geraldo, U. K. Khanzada, M. Parsons, J. K. Chilton, and P. R. Gordon-Weeks, "Targeting of the F-actin-binding protein drebrin by the microtubule plus-tip protein EB3 is required for neuritogenesis," Nature Cell Biology, vol. 10, no. 10, Art. no. 10, Oct. 2008, doi: 10.1038/ncb1778.

[31] J. van Haren et al., "Mammalian Navigators are microtubule plus-end tracking proteins that can reorganize the cytoskeleton to induce neurite-like extensions," Cell Motil Cytoskeleton, vol. 66, no. 10, pp. 824-838, Oct. 2009, doi: 10.1002/cm.20370.

[32] A. Singh et al., "Polarized microtubule dynamics directs cell mechanics and coordinates forces during epithelial morphogenesis," Nat Cell Biol, vol. 20, no. 10, Art. no. 10, Oct. 2018, doi: 10.1038/s41556-018-0193-1.

[33] E. M. Tanaka and M. W. Kirschner, "Microtubule behavior in the growth cones of living neurons during axon elongation," J Cell Biol, vol. 115, no. 2, pp. 345-363, Oct. 1991, doi: 10.1083/jcb. 115.2.345.

[34] J. Alves-Silva et al., "Spectraplakins Promote Microtubule-Mediated Axonal Growth by Functioning As Structural Microtubule-Associated Proteins and EB1-Dependent +TIPs (Tip Interacting Proteins)," J. Neurosci., vol. 32, no. 27, pp. 9143-9158, Jul. 2012, doi: 10.1523/JNEUR0SCI.0416-12.2012.

[35] S. Patel-Hett et al., "Visualization of microtubule growth in living platelets reveals a dynamic marginal band with multiple microtubules," Blood, vol. 111, no. 9, pp. 4605-4616, May 2008, doi: 10.1182/blood-2007-10-118844.

[36] B. Diagouraga, A. Grichine, A. Fertin, J. Wang, S. Khochbin, and K. Sadoul, "Motor-driven marginal band coiling promotes cell shape change during platelet activation," J Cell Biol, vol. 204, no. 2, pp. 177-185, Jan. 2014, doi: 10.1083/jcb.201306085.

[37] J. Yi, X. Wu, A. H. Chung, J. K. Chen, T. M. Kapoor, and J. A. Hammer, "Centrosome repositioning in T cells is biphasic and driven by microtubule end-on capture-shrinkage," Journal of Cell Biology, vol. 202, no. 5, pp. 779-792, Aug. 2013, doi: 10.1083/jcb.201301004.

[38] P. J. Hooikaas et al., "Kinesin-4 KIF21B limits microtubule growth to allow rapid centrosome polarization in T cells," eLife, vol. 9, p. e62876, Dec. 2020, doi: 10.7554/eLife.62876.

[39] J. J. Lindeboom et al., "A Mechanism for Reorientation of Cortical Microtubule Arrays Driven by Microtubule Severing," Science, vol. 342, no. 6163, Dec. 2013, doi: 10.1126/science. 1245533.

[40] J. R. Mcintosh, E. L. Grishchuk, and R. R. West, "Chromosome-microtubule interactions during mitosis," Annu. Rev. Cell Dev. Biol., vol. 18, pp. 193-219, 2002, doi: 10.1146/annurev.cellbio.18.032002.132412.

[41] T. M. Kapoor, "Metaphase Spindle Assembly," Biology, vol. 6, no. 1, Art. no. 1, Mar. 2017, doi: 10.3390/biology6010008.

[42] M. W. Kirschner and T. Mitchison, "Microtubule dynamics," Nature, vol. 324, p. 621, Dec. 1986, doi: 10.1038/324621 a0.

[43] T. E. Holy and S. Leibler, "Dynamic instability of microtubules as an efficient way to search in space," Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, Jul. 06, 1994.

https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/8202548/ (accessed Jan. 20, 2021).

[44] A. V. Zaytsev and E. L. Grishchuk, "Basic mechanism for biorientation of mitotic chromosomes is provided by the kinetochore geometry and indiscriminate turnover of kinetochore microtubules," Mol. Biol. Cell, vol. 26, no. 22, pp. 39853998, Nov. 2015, doi: 10.1091/mbc.E15-06-0384.

[45] R. Wollman, E. N. Cytrynbaum, J. T. Jones, T. Meyer, J. M. Scholey, and A. Mogilner, "Efficient Chromosome Capture Requires a Bias in the 'Search-and-Capture' Process during Mitotic-Spindle Assembly," Current Biology, vol. 15, no. 9, pp. 828-832, May 2005, doi: 10.1016/j.cub.2005.03.019.

[46] A. J. Lomakin et al., "CLIP-170-dependent capture of membrane organelles by microtubules initiates minus-end directed transport," Dev Cell, vol. 17, no. 3, pp. 323-333, Sep. 2009, doi: 10.1016/j.devcel.2009.07.010.

[47] A. J. Lomakin et al., "Stimulation of the CLIP-170--dependent capture of membrane organelles by microtubules through fine tuning of microtubule assembly dynamics," Mol Biol Cell, vol. 22, no. 21, pp. 4029-4037, Nov. 2011, doi: 10.1091/mbc.E11-03-0260.

[48] G. Kanfer et al., "CENP-F couples cargo to growing and shortening microtubule ends," Mol. Biol. Cell, vol. 28, no. 18, pp. 2400-2409, Sep. 2017, doi: 10.1091/mbc.E16-11-0756.

[49] I. Kaverina, K. Rottner, and J. V. Small, "Targeting, capture, and stabilization of microtubules at early focal adhesions," J Cell Biol, vol. 142, no. 1, pp. 181-190, Jul. 1998, doi: 10.1083/jcb.142.1.181.

[50] S. J. Stehbens, M. Paszek, H. Pemble, A. Ettinger, S. Gierke, and T. Wittmann, "CLASPs link focal adhesion-associated microtubule capture to localized exocytosis and adhesion site turnover," Nat Cell Biol, vol. 16, no. 6, pp. 561-573, Jun. 2014, doi: 10.1038/ncb2975.

[51] B. P. Bouchet et al., "Talin-KANK1 interaction controls the recruitment of cortical microtubule stabilizing complexes to focal adhesions," Elife, vol. 5, Jul. 2016, doi: 10. 7554/eLife .18124.

[52] J. C. M. Meiring, B. I. Shneyer, and A. Akhmanova, "Generation and regulation of microtubule network asymmetry to drive cell polarity," Current Opinion in Cell Biology, vol. 62, pp. 86-95, Feb. 2020, doi: 10.1016/j.ceb.2019.10.004.

[53] M. Dogterom and G. H. Koenderink, "Actin-microtubule crosstalk in cell biology," Nature Reviews Molecular Cell Biology, vol. 20, no. 1, Art. no. 1, Jan. 2019, doi: 10.1038/s41580-018-0067-1.

[54] S. Seetharaman and S. Etienne-Manneville, "Cytoskeletal Crosstalk in Cell Migration," Trends in Cell Biology, vol. 30, no. 9, pp. 720-735, Sep. 2020, doi: 10.1016/j.tcb.2020.06.004.

[55] K. Jiang et al., "A Proteome-wide screen for mammalian SxIP motif-containing microtubule plus-end tracking proteins," Curr Biol, vol. 22, no. 19, pp. 18001807, Oct. 2012, doi: 10.1016/j.cub.2012.07.047.

[56] A. Kodama, I. Karakesisoglou, E. Wong, A. Vaezi, and E. Fuchs, "ACF7: an essential integrator of microtubule dynamics," Cell, vol. 115, no. 3, pp. 343-354, Oct. 2003, doi: 10.1016/s0092-8674(03)00813-4.

[57] M. J. Stroud, A. Nazgiewicz, E. A. McKenzie, Y. Wang, R. A. Kammerer, and C. Ballestrem, "GAS2-like proteins mediate communication between microtubules and actin through interactions with end-binding proteins," J Cell Sci, vol. 127, no. 12, pp. 2672-2682, Jun. 2014, doi: 10.1242/jcs.140558.

[58] J. L. Henty-Ridilla, A. Rankova, J. A. Eskin, K. Kenny, and B. L. Goode, "Accelerated actin filament polymerization from microtubule plus ends," Science, vol. 352, no. 6288, pp. 1004-1009, May 2016, doi: 10.1126/science.aaf1709.

[59] C. Garcin and A. Straube, "Microtubules in cell migration," Essays Biochem, vol. 63, no. 5, pp. 509-520, Oct. 2019, doi: 10.1042/EBC20190016.

[60] B. P. Bouchet and A. Akhmanova, "Microtubules in 3D cell motility," J Cell Sci, vol. 130, no. 1, pp. 39-50, Jan. 2017, doi: 10.1242/jcs.189431.

[61] J. M. Vasiliev, I. M. Gelfand, L. V. Domnina, O. Y. Ivanova, S. G. Komm, and L. V. Olshevskaja, "Effect of colcemid on the locomotory behaviour of fibroblasts," Development, vol. 24, no. 3, pp. 625-640, Nov. 1970.

[62] E. N. Unemori and Z. Werb, "Reorganization of polymerized actin: a possible trigger for induction of procollagenase in fibroblasts cultured in and on collagen gels," J Cell Biol, vol. 103, no. 3, pp. 1021-1031, Sep. 1986, doi: 10.1083/jcb. 103.3.1021.

[63] A. Kopf et al., "Microtubules control cellular shape and coherence in amoeboid migrating cells," Journal of Cell Biology, vol. 219, no. e201907154, May 2020, doi: 10.1083/jcb.201907154.

[64] J. van Haren, R. A. Charafeddine, A. Ettinger, H. Wang, K. M. Hahn, and T.

Wittmann, "Local control of intracellular microtubule dynamics by EB1

168

photodissociation," Nature Cell Biology, vol. 20, no. 3, Art. no. 3, Mar. 2018, doi: 10.1038/s41556-017-0028-5.

[65] C. Aumeier, L. Schaedel, J. Gaillard, K. John, L. Blanchoin, and M. Théry, "Self-repair promotes microtubule rescue," Nat Cell Biol, vol. 18, no. 10, pp. 10541064, Oct. 2016, doi: 10.1038/ncb3406.

[66] L. G. Tilney and K. R. Porter, "Studies on the microtubules in heliozoa. II. The effect of low temperature on these structures in the formation and maintenance of the axopodia," J. Cell Biol., vol. 34, no. 1, pp. 327-343, Jul. 1967.

[67] H. Hotani and H. Miyamoto, "Dynamic features of microtubules as visualized by dark-field microscopy," Adv Biophys, vol. 26, pp. 135-156, 1990, doi:

10.1016/0065-227x(90)90010-q.

[68] L. G. Tilney, Y. Hiramoto, and D. Marsland, "Studies on the microtubules in heliozoa. 3. A pressure analysis of the role of these structures in the formation and maintenance of the axopodia of Actinosphaerium nucleofilum (Barrett)," J. Cell Biol., vol. 29, no. 1, pp. 77-95, Apr. 1966.

[69] R. Rodríguez-García et al., "Mechanisms of Motor-Independent Membrane Remodeling Driven by Dynamic Microtubules," Curr Biol, vol. 30, no. 6, pp. 972-987.e12, Mar. 2020, doi: 10.1016/j.cub.2020.01.036.

[70] R. R. Daga, A. Yonetani, and F. Chang, "Asymmetric microtubule pushing forces in nuclear centering," Curr Biol, vol. 16, no. 15, pp. 1544-1550, Aug. 2006, doi: 10.1016/j.cub.2006.06.026.

[71] P. T. Tran, L. Marsh, V. Doye, S. Inoué, and F. Chang, "A Mechanism for Nuclear Positioning in Fission Yeast Based on Microtubule Pushing," The Journal of Cell Biology, vol. 153, no. 2, pp. 397-412, Apr. 2001, doi:

10.1083/jcb. 153.2.397.

[72] T. Zhao, O. S. Graham, A. Raposo, and D. S. Johnston, "Growing Microtubules Push the Oocyte Nucleus to Polarize the Drosophila Dorsal-Ventral Axis," Science, vol. 336, no. 6084, pp. 999-1003, May 2012, doi: 10.1126/science.1219147.

[73] E. Yeh, R. V. Skibbens, J. W. Cheng, E. D. Salmon, and K. Bloom, "Spindle dynamics and cell cycle regulation of dynein in the budding yeast, Saccharomyces cerevisiae," J Cell Biol, vol. 130, no. 3, pp. 687-700, Aug. 1995, doi: 10.1083/jcb. 130.3.687.

[74] L. Penfield et al., "Dynein pulling forces counteract lamin-mediated nuclear stability during nuclear envelope repair," MBoC, vol. 29, no. 7, pp. 852-868, Apr. 2018, doi: 10.1091/mbc.E17-06-0374.

[75] P. Gonczy, S. Pichler, M. Kirkham, and A. A. Hyman, "Cytoplasmic Dynein Is Required for Distinct Aspects of Mtoc Positioning, Including Centrosome Separation, in the One Cell Stage Caenorhabditis elegans Embryo," Journal of Cell Biology, vol. 147, no. 1, pp. 135-150, Oct. 1999, doi: 10.1083/jcb. 147.1.135.

[76] H. Tanimoto, A. Kimura, and N. Minc, "Shape-motion relationships of centering microtubule asters," J Cell Biol, vol. 212, no. 7, pp. 777-787, Mar. 2016, doi: 10.1083/jcb.201510064.

[77] L. Laan et al., "Cortical dynein controls microtubule dynamics to generate pulling forces that position microtubule asters," Cell, vol. 148, pp. 502-14, Feb 3, doi: S0092-8674(12)00013-X [pii] 10.1016/j.cell.2012.01.007.

[78] A. Burakov, E. Nadezhdina, B. Slepchenko, and V. Rodionov, "Centrosome positioning in interphase cells," Journal of Cell Biology, vol. 162, no. 6, pp. 963969, Sep. 2003, doi: 10.1083/jcb.200305082.

[79] J. L. Meaders, S. N. de Matos, and D. R. Burgess, "A Pushing Mechanism for Microtubule Aster Positioning in a Large Cell Type," Cell Reports, vol. 33, no. 1, p. 108213, Oct. 2020, doi: 10.1016/j.celrep.2020.108213.

[80] I. M. Tolic-N0rrelykke, L. Sacconi, G. Thon, and F. S. Pavone, "Positioning and elongation of the fission yeast spindle by microtubule-based pushing," Curr Biol, vol. 14, no. 13, pp. 1181-1186, Jul. 2004, doi: 10.1016/j.cub.2004.06.029.

[81] D. E. Koshland, T. J. Mitchison, and M. W. Kirschner, "Polewards chromosome movement driven by microtubule depolymerization in vitro," Nature, vol. 331, pp. 499-504, Feb. 1988, doi: 10.1038/331499a0.

[82] M. Coue, V. A. Lombillo, and J. R. Mcintosh, "Microtubule depolymerization promotes particle and chromosome movement in vitro," J Cell Biol, vol. 112, pp. 1165-75, Mar. 1991.

[83] E. L. Grishchuk and J. R. Mcintosh, "Microtubule depolymerization can drive poleward chromosome motion in fission yeast," Embo J, vol. 25, pp. 4888-96, Oct. 2006.

[84] K. Tanaka, E. Kitamura, Y. Kitamura, and T. U. Tanaka, "Molecular mechanisms of microtubule-dependent kinetochore transport toward spindle poles," J. Cell Biol., vol. 178, no. 2, pp. 269-281, Jul. 2007, doi: 10.1083/jcb.200702141.

[85] T. Mitchison and M. Kirschner, "Dynamic instability of microtubule growth," Nature, vol. 312, pp. 237-42, Nov. 1984.

[86] A. A. Hyman, S. Salser, D. N. Drechsel, N. Unwin, and T. J. Mitchison, "Role of GTP hydrolysis in microtubule dynamics: information from a slowly hydrolyzable analogue, GMPCPP," Mol. Biol. Cell, vol. 3, no. 10, pp. 1155-1167, Oct. 1992.

[87] R. A. Walker, S. Inoué, and E. D. Salmon, "Asymmetric behavior of severed microtubule ends after ultraviolet-microbeam irradiation of individual microtubules in vitro," J. Cell Biol., vol. 108, no. 3, pp. 931-937, Mar. 1989.

171

[88] P. T. Tran, R. A. Walker, and E. D. Salmon, "A metastable intermediate state of microtubule dynamic instability that differs significantly between plus and minus ends," J. Cell Biol., vol. 138, no. 1, pp. 105-117, Jul. 1997.

[89] M. Caplow and J. Shanks, "Evidence that a single monolayer tubulin-GTP cap is both necessary and sufficient to stabilize microtubules.," MBoC, vol. 7, no. 4, pp. 663-675, Apr. 1996, doi: 10.1091/mbc.7.4.663.

[90] R. A. Walker, N. K. Pryer, and E. D. Salmon, "Dilution of individual microtubules observed in real time in vitro: evidence that cap size is small and independent of elongation rate," J. Cell Biol., vol. 114, no. 1, pp. 73-81, Jul. 1991.

[91] C. Duellberg, N. I. Cade, D. Holmes, and T. Surrey, "The size of the EB cap determines instantaneous microtubule stability," eLife, vol. 5, doi: 10.7554/eLife.13470.

[92] S. P. Maurer, P. Bieling, J. Cope, A. Hoenger, and T. Surrey, "GTPyS microtubules mimic the growing microtubule end structure recognized by end-binding proteins (EBs)," Proc Natl Acad Sci US A, vol. 108, no. 10, pp. 39883993, Mar. 2011, doi: 10.1073/pnas.1014758108.

[93] J. Roostalu, C. Thomas, N. I. Cade, S. Kunzelmann, I. A. Taylor, and T. Surrey, "The speed of GTP hydrolysis determines GTP cap size and controls microtubule stability," eLife, vol. 9, p. e51992, Feb. 2020, doi: 10.7554/eLife.51992.

[94] E. M. Mandelkow, E. Mandelkow, and R. A. Milligan, "Microtubule dynamics and microtubule caps: a time-resolved cryo-electron microscopy study," J. Cell Biol., vol. 114, no. 5, pp. 977-991, Sep. 1991.

[95] R. Marantz and M. L. Shelanski, "Structure of microtubular crystals induced by vinblastine in vitro," J Cell Biol, vol. 44, no. 1, pp. 234-238, Jan. 1970, doi: 10.1083/jcb.44.1.234.

[96] T. Muller-Reichert, D. Chrétien, F. Severin, and A. A. Hyman, "Structural changes at microtubule ends accompanying GTP hydrolysis: Information from a slowly hydrolyzable analogue of GTP, guanylyl (a,P)methylenediphosphonate," PNAS, vol. 95, no. 7, pp. 3661-3666, Mar. 1998, doi: 10.1073/pnas.95.7.3661.

[97] H.-W. Wang and E. Nogales, "Nucleotide-dependent bending flexibility of tubulin regulates microtubule assembly," Nature, vol. 435, no. 7044, pp. 911-915, Jun. 2005, doi: 10.1038/nature03606.

[98] S. C. Howes et al., "Structural and functional differences between porcine brain and budding yeast microtubules," Cell Cycle, vol. 17, no. 3, pp. 278-287, Jan. 2018, doi: 10.1080/15384101.2017.1415680.

[99] R. Ayukawa et al., "GTP-dependent formation of straight tubulin oligomers leads to microtubule nucleation," Journal of Cell Biology, vol. 220, no. e202007033, Feb. 2021, doi: 10.1083/jcb.202007033.

[100] J. R. Mcintosh et al., "Microtubules grow by the addition of bent guanosine triphosphate tubulin to the tips of curved protofilaments," J. Cell Biol., vol. 217, no. 8, pp. 2691-2708, Aug. 2018, doi: 10.1083/jcb.201802138.

[101] R. M. Buey, J. F. Diaz, and J. M. Andreu, "The nucleotide switch of tubulin and microtubule assembly: a polymerization-driven structural change," Biochemistry, vol. 45, no. 19, pp. 5933-5938, May 2006, doi: 10.1021/bi060334m.

[102] H. Aldaz, L. M. Rice, T. Stearns, and D. A. Agard, "Insights into microtubule nucleation from the crystal structure of human gamma-tubulin," Nature, vol. 435, pp. 523-7, May 2005, doi: nature03586 [pii] 10.1038/nature03586.

[103] A. Nawrotek, M. Knossow, and B. Gigant, "The determinants that govern microtubule assembly from the atomic structure of GTP-tubulin," J. Mol. Biol., vol. 412, no. 1, pp. 35-42, Sep. 2011, doi: 10.1016/j.jmb.2011.07.029.

[104] L. Pecqueur et al., "A designed ankyrin repeat protein selected to bind to tubulin caps the microtubule plus end," Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., vol. 109, no. 30, pp. 12011-12016, Jul. 2012, doi: 10.1073/pnas.1204129109.

[105] G. J. Brouhard and L. M. Rice, "The contribution of ap-tubulin curvature to microtubule dynamics," J. Cell Biol., vol. 207, no. 3, pp. 323-334, Nov. 2014, doi: 10.1083/jcb.201407095.

[106] G. M. Alushin, G. C. Lander, E. H. Kellogg, R. Zhang, D. Baker, and E. Nogales, "High-resolution microtubule structures reveal the structural transitions in ap-tubulin upon GTP hydrolysis," Cell, vol. 157, no. 5, pp. 1117-1129, May 2014, doi: 10.1016/j.cell.2014.03.053.

[107] R. Zhang, G. M. Alushin, A. Brown, and E. Nogales, "Mechanistic Origin of Microtubule Dynamic Instability and Its Modulation by EB Proteins," Cell, vol. 162, no. 4, pp. 849-859, Aug. 2015, doi: 10.1016/j.cell.2015.07.012.

[108] R. Zhang, B. LaFrance, and E. Nogales, "Separating the effects of nucleotide and EB binding on microtubule structure," Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., vol. 115, no. 27, pp. E6191-E6200, 03 2018, doi: 10.1073/pnas. 1802637115.

[109] S. W. Manka and C. A. Moores, "The role of tubulin-tubulin lattice contacts in the mechanism of microtubule dynamic instability," Nat. Struct. Mol. Biol., vol. 25, no. 7, pp. 607-615, Jul. 2018, doi: 10.1038/s41594-018-0087-8.

[110] O. von Loeffelholz, N. A. Venables, D. R. Drummond, M. Katsuki, R. Cross, and C. A. Moores, "Nucleotide- and Mal3-dependent changes in fission yeast microtubules suggest a structural plasticity view of dynamics," Nature Communications, vol. 8, no. 1, Art. no. 1, Dec. 2017, doi: 10.1038/s41467-017-02241-5.

[111] S. C. Howes et al., "Structural differences between yeast and mammalian microtubules revealed by cryo-EM," J Cell Biol, vol. 216, no. 9, pp. 2669-2677, Sep. 2017, doi: 10.1083/jcb.201612195.

[112] J. Estevez-Gallego et al., "Structural model for differential cap maturation at growing microtubule ends," eLife, vol. 9, p. e50155, Mar. 2020, doi: 10.7554/eLife.50155.

[113] D. J. Odde, L. Cassimeris, and H. M. Buettner, "Kinetics of microtubule catastrophe assessed by probabilistic analysis," Biophysical Journal, vol. 69, no. 3, pp. 796-802, Sep. 1995, doi: 10.1016/S0006-3495(95)79953-2.

[114] M. K. Gardner, M. Zanic, C. Gell, V. Bormuth, and J. Howard, "Depolymerizing Kinesins Kip3 and MCAK Shape Cellular Microtubule Architecture by Differential Control of Catastrophe," Cell, vol. 147, no. 5, pp. 1092-1103, 2011, doi: 10.1016/j.cell.2011.10.037.

[115] H. Bowne-Anderson, M. Zanic, M. Kauer, and J. Howard, "Microtubule dynamic instability: a new model with coupled GTP hydrolysis and multistep catastrophe," Bioessays, vol. 35, no. 5, pp. 452-461, May 2013, doi: 10.1002/bies.201200131.

[116] C. E. Coombes, A. Yamamoto, M. R. Kenzie, D. J. Odde, and M. K. Gardner, "Evolving tip structures can explain age-dependent microtubule catastrophe," Curr. Biol., vol. 23, no. 14, pp. 1342-1348, Jul. 2013, doi: 10.1016/j.cub.2013.05.059.

[117] P. Zakharov, N. Gudimchuk, V. Voevodin, A. Tikhonravov, F. I. Ataullakhanov, and E. L. Grishchuk, "Molecular and Mechanical Causes of Microtubule Catastrophe and Aging," Biophys. J.., vol. 109, no. 12, pp. 2574-2591, Dec. 2015, doi: 10.1016/j.bpj.2015.10.048.

[118] M. W. Kirschner, R. C. Williams, M. Weingarten, and J. C. Gerhart, "Microtubules from Mammalian Brain: Some Properties of Their

Depolymerization Products and a Proposed Mechanism of Assembly and Disassembly," Proc Natl Acad Sci U S A, vol. 71, no. 4, pp. 1159-1163, Apr. 1974.

[119] V. VanBuren, D. J. Odde, and L. Cassimeris, "Estimates of lateral and longitudinal bond energies within the microtubule lattice," Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., vol. 99, no. 9, pp. 6035-6040, Apr. 2002, doi: 10.1073/pnas.092504999.

[120] D. Chretien, S. D. Fuller, and E. Karsenti, "Structure of growing microtubule ends: two-dimensional sheets close into tubes at variable rates," J Cell Biol, vol. 129, pp. 1311-28, Jun. 1995.

[121] A. Guesdon et al., "EB1 interacts with outwardly curved and straight regions of the microtubule lattice," Nat Cell Biol, vol. 18, no. 10, pp. 1102-1108, 2016, doi: 10.1038/ncb3412.

[122] S. F. Stewman, K. K. Tsui, and A. Ma, "Dynamic Instability from Non-equilibrium Structural Transitions on the Energy Landscape of Microtubule," Cell Systems, Oct. 2020, doi: 10.1016/j.cels.2020.09.008.

[123] K. J. VandenBeldt, R. M. Barnard, P. J. Hergert, X. Meng, H. Maiato, and B. F. McEwen, "Kinetochores use a novel mechanism for coordinating the dynamics of individual microtubules," Curr. Biol., vol. 16, no. 12, pp. 1217-1223, Jun. 2006, doi: 10.1016/j.cub.2006.04.046.

[124] J. R. McIntosh et al., "Conserved and divergent features of kinetochores and spindle microtubule ends from fibe species," J. Cell Biol., vol. 200, pp. 459-474, 2013.

[125] S. Zovko, J. P. Abrahams, A. J. Koster, N. Galjart, and A. M. Mommaas, "Microtubule plus-end conformations and dynamics in the periphery of interphase mouse fibroblasts," Mol. Biol. Cell, vol. 19, no. 7, pp. 3138-3146, Jul. 2008, doi: 10.1091/mbc.E07-07-0681.

[126] J. L. Hoog et al., "Electron tomography reveals a flared morphology on growing microtubule ends," J Cell Sci, vol. 124, pp. 693-8, Mar. 2011, doi: jcs.072967 [pii] 10.1242/jcs.072967.

[127] W. Kukulski, M. Schorb, S. Welsch, A. Picco, M. Kaksonen, and J. A. Briggs, "Correlated fluorescence and 3D electron microscopy with high sensitivity and spatial precision," J Cell Biol, vol. 192, pp. 111-9, Jan. 2011, doi: jcb.201009037 [pii] 10.1083/jcb.201009037.

[128] A. Nehlig, A. Molina, S. Rodrigues-Ferreira, S. Honoré, and C. Nahmias, "Regulation of end-binding protein EB1 in the control of microtubule dynamics," 2017, Accessed: Mar. 31, 2021. [Online]. Available: https://pubag.nal.usda.gov/catalog/5750467

[129] B. Vitre, F. M. Coquelle, C. Heichette, C. Garnier, D. Chrétien, and I. Arnal, "EB1 regulates microtubule dynamics and tubulin sheet closure in vitro," Nat Cell Biol, vol. 10, no. 4, pp. 415-421, 2008, doi: 10.1038/ncb1703.

[130] Y. Komarova et al., "Mammalian end binding proteins control persistent microtubule growth," J. Cell Biol., vol. 184, no. 5, pp. 691-706, Mar. 2009, doi: 10.1083/jcb.200807179.

[131] P. Bieling et al., "Reconstitution of a microtubule plus-end tracking system in vitro," Nature, vol. 450, no. 7172, pp. 1100-1105, Dec. 2007, doi: 10.1038/nature06386.

[132] S. P. Maurer, N. I. Cade, G. Bohner, N. Gustafsson, E. Boutant, and T. Surrey, "EB 1 Accelerates Two Conformational Transitions Important for Microtubule Maturation and Dynamics," Curr Biol, vol. 24, no. 4, pp. 372-384, Feb. 2014, doi: 10.1016/j.cub.2013.12.042.

[133] J. S. Tirnauer, S. Grego, E. D. Salmon, and T. J. Mitchison, "EB1-Microtubule Interactions in Xenopus Egg Extracts: Role of EB1 in Microtubule Stabilization

and Mechanisms of Targeting to Microtubules," Mol Biol Cell, vol. 13, no. 10, pp. 3614-3626, Oct. 2002, doi: 10.1091/mbc.E02-04-0210.

[134] S. P. Maurer, F. J. Fourniol, G. Bohner, C. A. Moores, and T. Surrey, "EBs recognize a nucleotide-dependent structural cap at growing microtubule ends," Cell, vol. 149, no. 2, pp. 371-382, Apr. 2012, doi: 10.1016/j.cell.2012.02.049.

[135] R. Zhang, G. M. Alushin, A. Brown, and E. Nogales, "Mechanistic Origin of Microtubule Dynamic Instability and Its Modulation by EB Proteins," Cell, vol. 162, no. 4, pp. 849-859, Aug. 2015, doi: 10.1016/j.cell.2015.07.012.

[136]N. B. Gudimchuk et al., "Mechanisms of microtubule dynamics and force generation examined with computational modeling and electron cryotomography," Nature Communications, vol. 11, no. 1, Art. no. 1, Jul. 2020, doi: 10.1038/s41467-020-17553-2.

[137] M. K. Gardner, B. D. Charlebois, I. M. Janosi, J. Howard, A. J. Hunt, and D. J. Odde, "Rapid Microtubule Self-Assembly Kinetics," Cell, vol. 146, no. 4, pp. 582-592, 2011, doi: 10.1016/j.cell.2011.06.053.

[138] A. Guesdon et al., "EB1 interacts with outwardly curved and straight regions of the microtubule lattice," Nat. Cell Biol., vol. 18, no. 10, pp. 1102-1108, Oct. 2016, doi: 10.1038/ncb3412.

[139] D. L. Gard and M. W. Kirschner, "A microtubule-associated protein from Xenopus eggs that specifically promotes assembly at the plus-end," J Cell Biol, vol. 105, no. 5, pp. 2203-2215, Nov. 1987, doi: 10.1083/jcb.105.5.2203.

[140] A. Akhmanova et al., "CLASPs Are CLIP-115 and -170 Associating Proteins Involved in the Regional Regulation of Microtubule Dynamics in Motile Fibroblasts," Cell, vol. 104, no. 6, pp. 923-935, Mar. 2001, doi: 10.1016/S0092-8674(01)00288-4.

[141] A. Das, D. J. Dickinson, C. C. Wood, B. Goldstein, and K. C. Slep, "Crescerin uses a TOG domain array to regulate microtubules in the primary cilium," Mol Biol Cell, vol. 26, no. 23, pp. 4248-4264, Nov. 2015, doi: 10.1091/mbc.E15-08-0603.

[142] R. Tournebize et al., "Control of microtubule dynamics by the antagonistic activities of XMAP215 and XKCM1 in Xenopus egg extracts," Nature Cell Biology, vol. 2, no. 1, Art. no. 1, Jan. 2000, doi: 10.1038/71330.

[143] F. Gergely, V. M. Draviam, and J. W. Raff, "The ch-TOG/XMAP215 protein is essential for spindle pole organization in human somatic cells," Genes Dev, vol. 17, no. 3, pp. 336-341, Feb. 2003, doi: 10.1101/gad.245603.

[144] M. A. Garcia, L. Vardy, N. Koonrugsa, and T. Toda, "Fission yeast ch-TOG/XMAP215 homologue Alp14 connects mitotic spindles with the kinetochore and is a component of the Mad2-dependent spindle checkpoint," EMBO J, vol. 20, no. 13, pp. 3389-3401, Jul. 2001, doi: 10.1093/emboj/20.13.3389.

[145] M. P. Miller, C. L. Asbury, and S. Biggins, "A TOG Protein Confers Tension Sensitivity to Kinetochore-Microtubule Attachments," Cell, vol. 165, no. 6, p. 1428, Jun. 2016, doi: 10.1016/j.cell.2016.04.030.

[146] J. Al-Bassam and F. Chang, "Regulation of microtubule dynamics by TOGdomain proteins XMAP215/Dis1 and CLASP," Trends Cell Biol, vol. 21, no. 10, pp. 604-614, Oct. 2011, doi: 10.1016/j.tcb.2011.06.007.

[147] K. C. Slep and R. D. Vale, "Structural Basis of Microtubule Plus End Tracking by XMAP215, CLIP-170 and EB1," Mol Cell, vol. 27, no. 6, pp. 976-991, Sep. 2007, doi: 10.1016/j.molcel.2007.07.023.

[148] L. M. Rice, E. A. Montabana, and D. A. Agard, "The lattice as allosteric effector: structural studies of alphabeta- and gamma-tubulin clarify the role of GTP in

microtubule assembly," Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., vol. 105, no. 14, pp. 53785383, Apr. 2008, doi: 10.1073/pnas.0801155105.

[149] J. C. Fox, A. E. Howard, J. D. Currie, S. L. Rogers, and K. C. Slep, "The XMAP215 family drives microtubule polymerization using a structurally diverse TOG array," MBoC, vol. 25, no. 16, pp. 2375-2392, Jun. 2014, doi: 10.1091/mbc.e13-08-0501.

[150] A. E. Byrnes and K. C. Slep, "TOG-tubulin binding specificity promotes microtubule dynamics and mitotic spindle formation," Journal of Cell Biology, vol. 216, no. 6, pp. 1641-1657, May 2017, doi: 10.1083/jcb.201610090.

[151] K. Kinoshita, I. Arnal, A. Desai, D. N. Drechsel, and A. A. Hyman, "Reconstitution of Physiological Microtubule Dynamics Using Purified Components," Science, vol. 294, no. 5545, pp. 1340-1343, Nov. 2001, doi: 10.1126/science.1064629.

[152] G. J. Brouhard et al., "XMAP215 is a processive microtubule polymerase," Cell, vol. 132, no. 1, pp. 79-88, Jan. 2008, doi: 10.1016/j.cell.2007.11.043.

[153] M. Zanic, P. O. Widlund, A. A. Hyman, and J. Howard, "Synergy between XMAP215 and EB1 increases microtubule growth rates to physiological levels," Nat Cell Biol, vol. 15, no. 6, pp. 688-693, Jun. 2013, doi: 10.1038/ncb2744.

[154] V. Farmer, G. Arpag, S. Hall, and M. Zanic, "XMAP215 promotes microtubule catastrophe by disrupting the growing microtubule end," bioRxiv, p. 2020.12.29.424748, Dec. 2020, doi: 10.1101/2020.12.29.424748.

[155] P. Ayaz et al., "A tethered delivery mechanism explains the catalytic action of a microtubule polymerase," Elife, vol. 3, p. e03069, Aug. 2014, doi: 10.7554/eLife.03069.

[156] A. Akhmanova et al., "CLASPs Are CLIP-115 and -170 Associating Proteins

Involved in the Regional Regulation of Microtubule Dynamics in Motile

180

Fibroblasts," Cell, vol. 104, no. 6, pp. 923-935, Mar. 2001, doi: 10.1016/S0092-8674(01)00288-4.

[157] K. Drabek et al., "Role of CLASP2 in Microtubule Stabilization and the Regulation of Persistent Motility," Current Biology, vol. 16, no. 22, pp. 22592264, Nov. 2006, doi: 10.1016/j.cub.2006.09.065.

[158] A. Sousa, R. Reis, P. Sampaio, and C. E. Sunkel, "The Drosophila CLASP homologue, Mast/Orbit regulates the dynamic behaviour of interphase microtubules by promoting the pause state," Cell Motility, vol. 64, no. 8, pp. 605620, 2007, doi: https://doi.org/10.1002/cm.20208.

[159] E. J. Lawrence, G. Arpag", S. R. Norris, and M. Zanic, "Human CLASP2 specifically regulates microtubule catastrophe and rescue," MBoC, vol. 29, no. 10, pp. 1168-1177, Mar. 2018, doi: 10.1091/mbc.E18-01-0016.

[160] Y. Mimori-Kiyosue et al., "CLASP1 and CLASP2 bind to EB1 and regulate microtubule plus-end dynamics at the cell cortex," J Cell Biol, vol. 168, no. 1, pp. 141-153, Jan. 2005, doi: 10.1083/jcb.200405094.

[161] J. B. Leano and K. C. Slep, "Structures of TOG1 and TOG2 from the human microtubule dynamics regulator CLASP1," PLOS ONE, vol. 14, no. 7, p. e0219823, Jul. 2019, doi: 10.1371/journal.pone.0219823.

[162] A. Aher et al., "CLASP Suppresses Microtubule Catastrophes through a Single TOG Domain," Developmental Cell, vol. 46, no. 1, pp. 40-58.e8, Jul. 2018, doi: 10.1016/j.devcel.2018.05.032.

[163] A. Aher et al., "CLASP Mediates Microtubule Repair by Restricting Lattice Damage and Regulating Tubulin Incorporation," Current Biology, vol. 30, no. 11, pp. 2175-2183.e6, Jun. 2020, doi: 10.1016/j.cub.2020.03.070.

[164] B. Howell, N. Larsson, M. Gullberg, and L. Cassimeris, "Dissociation of the Tubulin-sequestering and Microtubule Catastrophe-promoting Activities of Oncoprotein 18/Stathmin," Mol Biol Cell, vol. 10, no. 1, pp. 105-118, Jan. 1999.

[165] C. Wang, A. Cormier, B. Gigant, and M. Knossow, "Insight into the GTPase Activity of Tubulin from Complexes with Stathmin-like Domains," Biochemistry, vol. 46, no. 37, pp. 10595-10602, Sep. 2007, doi: 10.1021/bi701147f.

[166] A. L. Manning, N. J. Ganem, S. F. Bakhoum, M. Wagenbach, L. Wordeman, and D. A. Compton, "The kinesin-13 proteins Kif2a, Kif2b, and Kif2c/MCAK have distinct roles during mitosis in human cells," Mol Biol Cell, vol. 18, no. 8, pp. 2970-2979, Aug. 2007, doi: 10.1091/mbc.e07-02-0110.

[167] N. J. Ganem, S. A. Godinho, and D. Pellman, "A mechanism linking extra centrosomes to chromosomal instability," Nature, vol. 460, no. 7252, p. 278, Jul. 2009, doi: 10.1038/nature08136.

[168] R. Ohi, K. Burbank, Q. Liu, and T. J. Mitchison, "Nonredundant Functions of Kinesin-13s during Meiotic Spindle Assembly," Current Biology, vol. 17, no. 11, pp. 953-959, Jun. 2007, doi: 10.1016/j.cub.2007.04.057.

[169]N. Homma et al., "Kinesin Superfamily Protein 2A (KIF2A) Functions in Suppression of Collateral Branch Extension," Cell, vol. 114, no. 2, pp. 229-239, Jul. 2003, doi: 10.1016/S0092-8674(03)00522-1.

[170] W. Wang et al., "Insight into microtubule disassembly by kinesin-13s from the structure of Kif2C bound to tubulin," Nature Communications, vol. 8, no. 1, p. 70, Jul. 2017, doi: 10.1038/s41467-017-00091-9.

[171] D. Trofimova, M. Paydar, A. Zara, L. Talje, B. H. Kwok, and J. S. Allingham, "Ternary complex of Kif2A-bound tandem tubulin heterodimers represents a kinesin-13-mediated microtubule depolymerization reaction intermediate," Nature

Communications, vol. 9, no. 1, Art. no. 1, Jul. 2018, doi: 10.1038/s41467-018-05025-7.

[172] M. Paydar and B. H. Kwok, "Evidence for Conformational Change-Induced Hydrolysis of P-Tubulin-GTP," Social Science Research Network, Rochester, NY, SSRN Scholarly Paper ID 3687033, Sep. 2020. doi: 10.2139/ssrn.3687033.

[173] J. Helenius, G. Brouhard, Y. Kalaidzidis, S. Diez, and J. Howard, "The depolymerizing kinesin MCAK uses lattice diffusion to rapidly target microtubule ends," Nature, vol. 441, no. 7089, Art. no. 7089, May 2006, doi: 10.1038/nature04736.

[174] Y. Oguchi, S. Uchimura, T. Ohki, S. V. Mikhailenko, and S. Ishiwata, "The bidirectional depolymerizer MCAK generates force by disassembling both microtubule ends," Nat Cell Biol, vol. 13, no. 7, pp. 846-852, May 2011, doi: 10.1038/ncb2256.

[175] P. Ayaz, X. Ye, P. Huddleston, C. A. Brautigam, and L. M. Rice, "A TOG:ap-tubulin Complex Structure Reveals Conformation-Based Mechanisms for a Microtubule Polymerase," Science, vol. 337, no. 6096, pp. 857-860, Aug. 2012, doi: 10.1126/science. 1221698.

[176] R. B. G. Ravelli et al., "Insight into tubulin regulation from a complex with colchicine and a stathmin-like domain," Nature, vol. 428, no. 6979, pp. 198-202, Mar. 2004, doi: 10.1038/nature02393.

[177] M. A. Jordan and L. Wilson, "Microtubules as a target for anticancer drugs," Nat Rev Cancer, vol. 4, no. 4, pp. 253-265, Apr. 2004, doi: 10.1038/nrc1317.

[178] K. R. Brunden, J. Q. Trojanowski, A. B. Smith, V. M.-Y. Lee, and C. Ballatore, "Microtubule-stabilizing agents as potential therapeutics for neurodegenerative disease," Bioorganic & Medicinal Chemistry, vol. 22, no. 18, pp. 5040-5049, Sep. 2014, doi: 10.1016/j.bmc.2013.12.046.

[179] G. G. Borisy and E. W. Taylor, "The mechanism of action of colchicine. Binding of colchincine-3H to cellular protein," J Cell Biol, vol. 34, no. 2, pp. 525-533, Aug. 1967, doi: 10.1083/jcb.34.2.525.

[180] E. Hamel, "Natural products which interact with tubulin in the vinca domain: maytansine, rhizoxin, phomopsin A, dolastatins 10 and 15 and halichondrin B," Pharmacol Ther, vol. 55, no. 1, pp. 31-51, 1992, doi: 10.1016/0163-7258(92)90028-x.

[181] P. B. Schiff, J. Fant, and S. B. Horwitz, "Promotion of microtubule assembly in vitro by taxol," Nature, vol. 277, no. 5698, Art. no. 5698, Feb. 1979, doi: 10.1038/277665a0.

[182] D. M. Bollag et al., "Epothilones, a new class of microtubule-stabilizing agents with a taxol-like mechanism of action," Cancer Res, vol. 55, no. 11, pp. 23252333, Jun. 1995.

[183] H. Guo, X. Li, Y. Guo, and L. Zhen, "An overview of tubulin modulators deposited in protein data bank," Med Chem Res, vol. 28, no. 7, pp. 927-937, Jul. 2019, doi: 10.1007/s00044-019-02352-2.

[184] L. M. Rice, E. A. Montabana, and D. A. Agard, "The lattice as allosteric effector: structural studies of alphabeta- and gamma-tubulin clarify the role of GTP in microtubule assembly," Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., vol. 105, no. 14, pp. 53785383, Apr. 2008, doi: 10.1073/pnas.0801155105.

[185] D. A. Skoufias and L. Wilson, "Mechanism of inhibition of microtubule polymerization by colchicine: inhibitory potencies of unliganded colchicine and tubulin-colchicine complexes," Biochemistry, vol. 31, no. 3, pp. 738-746, Jan. 1992, doi: 10.1021/bi00118a015.

[186] D. Panda, J. E. Daijo, M. A. Jordan, and L. Wilson, "Kinetic Stabilization of Microtubule Dynamics at Steady State in Vitro by Substoichiometric

Concentrations of Tubulin-Colchicine Complex," Biochemistry, vol. 34, no. 31, pp. 9921-9929, Aug. 1995, doi: 10.1021/bi00031a014.

[187] F. M. Ranaivoson, B. Gigant, S. Berritt, M. Joullie, and M. Knossow, "Structural plasticity of tubulin assembly probed by vinca-domain ligands," Acta Cryst D, vol. 68, no. 8, Art. no. 8, Aug. 2012, doi: 10.1107/S0907444912017143.

[188] B. Gigant et al., "Structural basis for the regulation of tubulin by vinblastine," Nature, vol. 435, no. 7041, Art. no. 7041, May 2005, doi: 10.1038/nature03566.

[189] M. J. Towle et al., "In vitro and in vivo anticancer activities of synthetic macrocyclic ketone analogues of halichondrin B," Cancer Res, vol. 61, no. 3, pp. 1013-1021, Feb. 2001.

[190] J. A. Smith et al., "Eribulin Binds at Microtubule Ends to a Single Site on Tubulin to Suppress Dynamic Instability," Biochemistry, vol. 49, no. 6, pp. 1331-1337, Feb. 2010, doi: 10.1021/bi901810u.

[191] H. Doodhi et al., "Termination of Protofilament Elongation by Eribulin Induces Lattice Defects that Promote Microtubule Catastrophes," Curr. Biol., vol. 26, no. 13, pp. 1713-1721, Jul. 2016, doi: 10.1016/j.cub.2016.04.053.

[192] M. C. Wani, H. L. Taylor, M. E. Wall, P. Coggon, and A. T. McPhail, "Plant antitumor agents. VI. The isolation and structure of taxol, a novel antileukemic and antitumor agent from Taxus brevifolia," J Am Chem Soc, vol. 93, no. 9, pp. 2325-2327, May 1971, doi: 10.1021/ja00738a045.

[193] E. K. Rowinsky and R. C. Donehower, "Paclitaxel (Taxol)," New England Journal of Medicine, vol. 332, no. 15, pp. 1004-1014, Apr. 1995, doi: 10.1056/NEJM199504133321507.

[194] E. Nogales, S. G. Wolf, and K. H. Downing, "Structure of the alpha beta tubulin dimer by electron crystallography," Nature, vol. 391, no. 6663, pp. 199-203, Jan. 1998, doi: 10.1038/34465.

[195] C. Elie-Caille, F. Severin, J. Helenius, J. Howard, D. J. Muller, and A. A. Hyman, "Straight GDP-Tubulin Protofilaments Form in the Presence of Taxol," Current Biology, vol. 17, no. 20, pp. 1765-1770, Oct. 2007, doi: 10.1016/j.cub.2007.08.063.

[196] B. T. Castle, S. McCubbin, L. S. Prahl, J. N. Bernens, D. Sept, and D. J. Odde, "Mechanisms of kinetic stabilization by the drugs paclitaxel and vinblastine," Mol Biol Cell, vol. 28, no. 9, pp. 1238-1257, May 2017, doi: 10.1091/mbc.E16-08-0567.

[197] E. H. Kellogg et al., "Insights into the distinct mechanisms of action of taxane and non-taxane microtubule stabilizers from cryo-EM structures," J Mol Biol, vol. 429, no. 5, pp. 633-646, Mar. 2017, doi: 10.1016/j.jmb.2017.01.001.

[198] A. Rai et al., "Taxanes convert regions of perturbed microtubule growth into rescue sites," Nature Materials, vol. 19, no. 3, Art. no. 3, Mar. 2020, doi: 10.1038/s41563-019-0546-6.

[199] T. J. Mitchison, "Evolution of a dynamic cytoskeleton," Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci, vol. 349, no. 1329, pp. 299-304, Sep. 1995, doi: 10.1098/rstb.1995.0117.

[200] C. J. Lawrence et al., "A standardized kinesin nomenclature," J. Cell Biol., vol. 167, no. 1, pp. 19-22, Oct. 2004, doi: 10.1083/jcb.200408113.

[201] J. Helenius, G. Brouhard, Y. Kalaidzidis, S. Diez, and J. Howard, "The depolymerizing kinesin MCAK uses lattice diffusion to rapidly target microtubule ends," Nature, vol. 441, no. 7089, pp. 115-119, May 2006, doi: 10.1038/nature04736.

[202] V. Bormuth et al., "The highly processive kinesin-8, Kip3, switches microtubule protofilaments with a bias toward the left," Biophys. J., vol. 103, no. 1, pp. L4-6, Jul. 2012, doi: 10.1016/j.bpj.2012.05.024.

[203] V. Varga, J. Helenius, K. Tanaka, A. A. Hyman, T. U. Tanaka, and J. Howard, "Yeast kinesin-8 depolymerizes microtubules in a length-dependent manner," Nat. Cell Biol., vol. 8, no. 9, pp. 957-962, Sep. 2006, doi: 10.1038/ncb1462.

[204] P. Hook and R. B. Vallee, "The dynein family at a glance," Journal of Cell Science, vol. 119, no. 21, pp. 4369-4371, Nov. 2006, doi: 10.1242/jcs.03176.

[205] A. Gennerich and R. D. Vale, "Walking the walk: how kinesin and dynein coordinate their steps," Current Opinion in Cell Biology, vol. 21, no. 1, pp. 59-67, Feb. 2009, doi: 10.1016/j.ceb.2008.12.002.

[206] A. Vologodskii, "Energy transformation in biological molecular motors," Physics of Life Reviews, vol. 3, no. 2, pp. 119-132, Jun. 2006, doi: 10.1016/j.plrev.2006.02.002.

[207] B. Alberts, Molecular biology of the cell. New York: Garland Science, 2008.

[208] P. T. Tran, P. Joshi, and E. D. Salmon, "How tubulin subunits are lost from the shortening ends of microtubules," J. Struct. Biol., vol. 118, no. 2, pp. 107-118, Mar. 1997, doi: 10.1006/jsbi.1997.3844.

[209] E. L. Grishchuk, M. I. Molodtsov, F. I. Ataullakhanov, and J. R. McIntosh, "Force production by disassembling microtubules," Nature, vol. 438, no. 7066, pp. 384388, Nov. 2005, doi: 10.1038/nature04132.

[210] V. A. Volkov et al., "Long tethers provide high-force coupling of the Dam1 ring to shortening microtubules," Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., vol. 110, no. 19, pp. 7708-7713, May 2013, doi: 10.1073/pnas.1305821110.

[211] J. W. Driver, E. A. Geyer, M. E. Bailey, L. M. Rice, and C. L. Asbury, "Direct measurement of conformational strain energy in protofilaments curling outward from disassembling microtubule tips," Elife, vol. 6, Jun. 2017, doi: 10.7554/eLife.28433.

[212] H. V. Goodson and E. M. Jonasson, "Microtubules and Microtubule-Associated Proteins," Cold Spring Harb Perspect Biol, vol. 10, no. 6, p. a022608, Jan. 2018, doi: 10.1101/cshperspect.a022608.

[213] Y. D. Chen and T. L. Hill, "Monte Carlo study of the GTP cap in a five-start helix model of a microtubule," PNAS, vol. 82, no. 4, pp. 1131-1135, Feb. 1985, doi: 10.1073/pnas.82.4.1131.

[214] D. N. Drechsel and M. W. Kirschner, "The minimum GTP cap required to stabilize microtubules," Curr. Biol., vol. 4, no. 12, pp. 1053-1061, Dec. 1994.

[215] P. Bayley, M. Schilstra, and S. Martin, "A lateral cap model of microtubule dynamic instability," FEBSLett., vol. 259, no. 1, pp. 181-184, Dec. 1989.

[216] P. M. Bayley, M. J. Schilstra, and S. R. Martin, "Microtubule dynamic instability: numerical simulation of microtubule transition properties using a Lateral Cap model," J. Cell. Sci., vol. 95 ( Pt 1), pp. 33-48, Jan. 1990.

[217] S. R. Martin, M. J. Schilstra, and P. M. Bayley, "Dynamic instability of microtubules: Monte Carlo simulation and application to different types of microtubule lattice," Biophys. J., vol. 65, no. 2, pp. 578-596, Aug. 1993, doi: 10.1016/S0006-3495(93)81091-9.

[218] H. T. Schek, M. K. Gardner, J. Cheng, D. J. Odde, and A. J. Hunt, "Microtubule Assembly Dynamics at the Nanoscale," Current Biology, vol. 17, no. 17, pp. 1445-1455, Sep. 2007, doi: 10.1016/j.cub.2007.07.011.

[219] G. Margolin et al., "The mechanisms of microtubule catastrophe and rescue: implications from analysis of a dimer-scale computational model," Mol. Biol. Cell, vol. 23, no. 4, pp. 642-656, Feb. 2012, doi: 10.1091/mbc.E11-08-0688.

[220] K. K. Gupta et al., "Mechanism for the catastrophe-promoting activity of the microtubule destabilizer Op18/stathmin," PNAS, vol. 110, no. 51, pp. 2044920454, Dec. 2013, doi: 10.1073/pnas.1309958110.

188

[221] A. R. Duan et al., "Interactions between Tau and Different Conformations of Tubulin: Implications for Tau Function and Mechanism," Journal of Molecular Biology, vol. 429, no. 9, pp. 1424-1438, May 2017, doi: 10.1016/jjmb.2017.03.018.

[222] V. VanBuren, L. Cassimeris, and D. J. Odde, "Mechanochemical Model of Microtubule Structure and Self-Assembly Kinetics," Biophys J, vol. 89, no. 5, pp. 2911-2926, Nov. 2005, doi: 10.1529/biophysj.105.060913.

[223] M. Dogterom and B. Yurke, "Measurement of the force-velocity relation for growing microtubules," Science, vol. 278, no. 5339, pp. 856-860, Oct. 1997, doi: 10.1126/science.278.5339.856.

[224] L. Laan, J. Husson, E. L. Munteanu, J. W. J. Kerssemakers, and M. Dogterom, "Force-generation and dynamic instability of microtubule bundles," PNAS, vol. 105, no. 26, pp. 8920-8925, Jul. 2008, doi: 10.1073/pnas.0710311105.

[225] J. A. Bollinger and M. J. Stevens, "Catastrophic depolymerization of microtubules driven by subunit shape change," Soft Matter, vol. 14, no. 10, pp. 1748-1752, 2018, doi: 10.1039/C7SM02033C.

[226] T. C. Michaels, S. Feng, H. Liang, and L. Mahadevan, "Mechanics and kinetics of dynamic instability," eLife, vol. 9, p. e54077, May 2020, doi: 10.7554/eLife.54077.

[227] J. R. McIntosh, M. I. Molodtsov, and F. I. Ataullakhanov, "Biophysics of mitosis," Quarterly Reviews of Biophysics, vol. 45, no. 2, pp. 147-207, May 2012, doi: 10.1017/S0033583512000017.

[228] Y.-H. Chou, J. R. Bischoff, D. Beach, and R. D. Goldman, "Intermediate filament reorganization during mitosis is mediated by p34cdc2 phosphorylation of vimentin," Cell, vol. 62, no. 6, pp. 1063-1071, Sep. 1990, doi: 10.1016/0092-8674(90)90384-Q.

[229] J. L. Maller, "Mitogenic signalling and protein phosphorylation in Xenopus oocytes," J Cyclic Nucleotide Protein Phosphor Res, vol. 11, no. 7, pp. 543-555, 1987 1986.

[230] P. Kalitsis, T. Zhang, K. M. Marshall, C. F. Nielsen, and D. F. Hudson, "Condensin, master organizer of the genome," Chromosome Res, vol. 25, no. 1, pp. 61-76, Mar. 2017, doi: 10.1007/s10577-017-9553-0.

[231] J.-M. Peters, A. Tedeschi, and J. Schmitz, "The cohesin complex and its roles in chromosome biology," Genes Dev., vol. 22, no. 22, pp. 3089-3114, Nov. 2008, doi: 10.1101/gad.1724308.

[232] F. A. Barr, "Inheritance of the endoplasmic reticulum and Golgi apparatus," Current Opinion in Cell Biology, vol. 14, no. 4, pp. 496-499, Aug. 2002, doi: 10.1016/S0955-0674(02)00345-9.

[233] B. Alberts et al., Molecular Biology of the Cell, Sixth edition. New York, NY: W. W. Norton & Company, 2014.

[234] L. Laan et al., "Cortical Dynein Controls Microtubule Dynamics to Generate Pulling Forces that Position Microtubule Asters," Cell, vol. 148, no. 3, pp. 502514, Feb. 2012, doi: 10.1016/j.cell.2012.01.007.

[235]N. M. Rusan, U. S. Tulu, C. Fagerstrom, and P. Wadsworth, "Reorganization of the microtubule array in prophase/prometaphase requires cytoplasmic dynein-dependent microtubule transport," J Cell Biol, vol. 158, no. 6, pp. 997-1003, Sep. 2002, doi: 10.1083/jcb.200204109.

[236] R. V. Skibbens, V. P. Skeen, and E. D. Salmon, "Directional instability of kinetochore motility during chromosome congression and segregation in mitotic newt lung cells: a push-pull mechanism," J. Cell Biol., vol. 122, no. 4, pp. 859875, Aug. 1993.

[237] Z. Yang, U. S. Tulu, P. Wadsworth, and C. L. Rieder, "Kinetochore dynein is required for chromosome motion and congression independent of the spindle checkpoint," Curr. Biol., vol. 17, no. 11, pp. 973-980, Jun. 2007, doi: 10.1016/j.cub.2007.04.056.

[238] K. W. Wood, R. Sakowicz, L. S. Goldstein, and D. W. Cleveland, "CENP-E is a plus end-directed kinetochore motor required for metaphase chromosome alignment," Cell, vol. 91, no. 3, pp. 357-366, Oct. 1997.

[239] J. G. DeLuca, W. E. Gall, C. Ciferri, D. Cimini, A. Musacchio, and E. D. Salmon, "Kinetochore microtubule dynamics and attachment stability are regulated by Hec1," Cell, vol. 127, no. 5, pp. 969-982, Dec. 2006, doi: 10.1016/j.cell.2006.09.047.

[240] R. L. Shrestha and V. M. Draviam, "Lateral to end-on conversion of chromosome-microtubule attachment requires kinesins CENP-E and MCAK," Curr. Biol., vol. 23, no. 16, pp. 1514-1526, Aug. 2013, doi: 10.1016/j.cub.2013.06.040.

[241] M. Chakraborty et al., "Microtubule end conversion mediated by motors and diffusing proteins with no intrinsic microtubule end-binding activity," Nat Commun, vol. 10, no. 1, p. 1673, Apr. 2019, doi: 10.1038/s41467-019-09411-7.

[242] C. E. Walczak, S. Cai, and A. Khodjakov, "Mechanisms of chromosome behaviour during mitosis," Nat. Rev. Mol. Cell Biol., vol. 11, no. 2, pp. 91-102, Feb. 2010, doi: 10.1038/nrm2832.

[243] M. Barisic et al., "Mitosis. Microtubule detyrosination guides chromosomes during mitosis," Science, vol. 348, no. 6236, pp. 799-803, May 2015, doi: 10.1126/science. aaa5175.

[244] G. J. Brouhard and A. J. Hunt, "Microtubule movements on the arms of mitotic chromosomes: Polar ejection forces quantified in vitro," PNAS, vol. 102, no. 39, pp. 13903-13908, Sep. 2005, doi: 10.1073/pnas.0506017102.

[245] M. A. Lampson and I. M. Cheeseman, "Sensing centromere tension: Aurora B and the regulation of kinetochore function," Trends in Cell Biology, vol. 21, no. 3, pp. 133-140, Mar. 2011, doi: 10.1016/j.tcb.2010.10.007.

[246] M. A. Lampson, K. Renduchitala, A. Khodjakov, and T. M. Kapoor, "Correcting improper chromosome-spindle attachments during cell division," Nat Cell Biol, vol. 6, no. 3, pp. 232-237, Mar. 2004, doi: 10.1038/ncb1102.

[247] A. V. Zaytsev, J. E. Mick, E. Maslennikov, B. Nikashin, J. G. DeLuca, and E. L. Grishchuk, "Multisite phosphorylation of the NDC80 complex gradually tunes its microtubule-binding affinity," Mol. Biol. Cell, vol. 26, no. 10, pp. 1829-1844, May 2015, doi: 10.1091/mbc.E14-11-1539.

[248] J. M. Nicholson and D. Cimini, "How Mitotic Errors Contribute to Karyotypic Diversity in Cancer," in Advances in Cancer Research, vol. 112, D. Gisselsson, Ed. Academic Press, 2011, pp. 43-75. doi: 10.1016/B978-0-12-387688-1.00003-X.

[249] P. Lara-Gonzalez, J. Pines, and A. Desai, "Spindle assembly checkpoint activation and silencing at kinetochores," Seminars in Cell & Developmental Biology, vol. 117, pp. 86-98, Sep. 2021, doi: 10.1016/j.semcdb.2021.06.009.

[250] M. R. Stachowiak et al., "Mechanism of cytokinetic contractile ring constriction in fission yeast," Dev Cell, vol. 29, no. 5, pp. 547-561, Jun. 2014, doi: 10.1016/j.devcel.2014.04.021.

[251] M. Hara and T. Fukagawa, "Dynamics of kinetochore structure and its regulations during mitotic progression," Cell. Mol. Life Sci., vol. 77, no. 15, pp. 2981-2995, Aug. 2020, doi: 10.1007/s00018-020-03472-4.

[252] C. Sacristan et al., "Dynamic kinetochore size regulation promotes microtubule capture and chromosome biorientation in mitosis," Nat Cell Biol, vol. 20, no. 7, pp. 800-810, Jul. 2018, doi: 10.1038/s41556-018-0130-3.

[253] H. Maiato, A. M. Gomes, F. Sousa, and M. Barisic, "Mechanisms of Chromosome Congression during Mitosis," Biology, vol. 6, no. 1, p. 13, Mar. 2017, doi: 10.3390/biology6010013.

[254] N. B. Ustinov, A. V. Korshunova, and N. B. Gudimchuk, "Protein Complex NDC80: Properties, Functions, and Possible Role in Pathophysiology of Cell Division," Biochemistry Moscow, vol. 85, no. 4, pp. 448-462, Apr. 2020, doi: 10.1134/S0006297920040057.

[255] M. J. Mendiburo, J. Padeken, S. Fülöp, A. Schepers, and P. Heun, "Drosophila CENH3 Is Sufficient for Centromere Formation," Science, vol. 334, no. 6056, pp. 686-690, Nov. 2011, doi: 10.1126/science.1206880.

[256] A. P. Joglekar and A. A. Kukreja, "How Kinetochore Architecture Shapes the Mechanisms of Its Function," Current Biology, vol. 27, no. 16, pp. R816-R824, Aug. 2017, doi: 10.1016/j.cub.2017.06.012.

[257] A. Musacchio and A. Desai, "A Molecular View of Kinetochore Assembly and Function," Biology, vol. 6, no. 1, Art. no. 1, Mar. 2017, doi: 10.3390/biology6010005.

[258] J. K. Monda and I. M. Cheeseman, "The kinetochore-microtubule interface at a glance," J Cell Sci, vol. 131, no. 16, p. jcs214577, Aug. 2018, doi: 10.1242/jcs.214577.

[259] G. M. Alushin et al., "The Ndc80 kinetochore complex forms oligomeric arrays along microtubules," Nature, vol. 467, no. 7317, pp. 805-810, Oct. 2010, doi: 10.1038/nature09423.

[260] C. Ciferri et al., "Implications for kinetochore-microtubule attachment from the structure of an engineered Ndc80 complex," Cell, vol. 133, no. 3, pp. 427-439, May 2008, doi: 10.1016/j.cell.2008.03.020.

[261] A. Schleiffer et al., "CENP-T proteins are conserved centromere receptors of the Ndc80 complex," Nat Cell Biol, vol. 14, no. 6, pp. 604-613, Jun. 2012, doi: 10.1038/ncb2493.

[262] G. Hamilton, Y. Dimitrova, and T. N. Davis, "Seeing is believing: our evolving view of kinetochore structure, composition, and assembly," Current Opinion in Cell Biology, vol. 60, pp. 44-52, Oct. 2019, doi: 10.1016/j.ceb.2019.03.016.

[263] V. A. Volkov, P. J. Huis in 't Veld, M. Dogterom, and A. Musacchio, "Multivalency of NDC80 in the outer kinetochore is essential to track shortening microtubules and generate forces," eLife, vol. 7, p. e36764, Apr. 2018, doi: 10.7554/eLife.36764.

[264] P. J. Huis in 't Veld, V. A. Volkov, I. D. Stender, A. Musacchio, and M. Dogterom, "Molecular determinants of the Ska-Ndc80 interaction and their influence on microtubule tracking and force-coupling," eLife, vol. 8, p. e49539, Dec. 2019, doi: 10.7554/eLife.49539.

[265] A. P. Joglekar, D. C. Bouck, J. N. Molk, K. S. Bloom, and E. D. Salmon, "Molecular architecture of a kinetochore-microtubule attachment site," Nat Cell Biol, vol. 8, no. 6, pp. 581-585, Jun. 2006, doi: 10.1038/ncb1414.

[266] S. Westermann et al., "Formation of a dynamic kinetochore- microtubule interface through assembly of the Dam1 ring complex," Mol. Cell, vol. 17, no. 2, pp. 277290, Jan. 2005, doi: 10.1016/j.molcel.2004.12.019.

[267] C. T. Ng et al., "Electron cryotomography analysis of Dam1C/DASH at the kinetochore-spindle interface in situ," Journal of Cell Biology, vol. 218, no. 2, pp. 455-473, Nov. 2018, doi: 10.1083/jcb.201809088.

[268] S. Jenni and S. C. Harrison, "Structure of the DASH/Dam1 complex shows its role at the yeast kinetochore-microtubule interface," Science, vol. 360, no. 6388, pp. 552-558, May 2018, doi: 10.1126/science.aar6436.

[269] F. Lampert, P. Hornung, and S. Westermann, "The Dam1 complex confers microtubule plus end-tracking activity to the Ndc80 kinetochore complex," Journal of Cell Biology, vol. 189, no. 4, pp. 641-649, May 2010, doi: 10.1083/jcb.200912021.

[270] J. F. Tien et al., "Cooperation of the Dam1 and Ndc80 kinetochore complexes enhances microtubule coupling and is regulated by aurora B," Journal of Cell Biology, vol. 189, no. 4, pp. 713-723, May 2010, doi: 10.1083/jcb.200910142.

[271] F. Lampert, C. Mieck, G. M. Alushin, E. Nogales, and S. Westermann, "Molecular requirements for the formation of a kinetochore-microtubule interface by Dam1 and Ndc80 complexes," Journal of Cell Biology, vol. 200, no. 1, pp. 21-30, Dec. 2012, doi: 10.1083/jcb.201210091.

[272] J. ook Kim et al., "The Ndc80 complex bridges two Dam1 complex rings," eLife, vol. 6, p. e21069, Feb. 2017, doi: 10.7554/eLife.21069.

[273] S. Westermann, H.-W. Wang, A. Avila-Sakar, D. G. Drubin, E. Nogales, and G. Barnes, "The Dam1 kinetochore ring complex moves processively on depolymerizing microtubule ends," Nature, vol. 440, no. 7083, pp. 565-569, Mar. 2006, doi: 10.1038/nature04409.

[274] C. L. Asbury, D. R. Gestaut, A. F. Powers, A. D. Franck, and T. N. Davis, "The Dam1 kinetochore complex harnesses microtubule dynamics to produce force and movement," PNAS, vol. 103, no. 26, pp. 9873-9878, Jun. 2006, doi: 10.1073/pnas.0602249103.

[275] E. L. Grishchuk et al., "Different assemblies of the DAM1 complex follow shortening microtubules by distinct mechanisms," Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., vol. 105, no. 19, pp. 6918-6923, May 2008, doi: 10.1073/pnas.0801811105.

[276] A. D. Franck, A. F. Powers, D. R. Gestaut, T. Gonen, T. N. Davis, and C. L. Asbury, "Tension applied through the Dam1 complex promotes microtubule

elongation providing a direct mechanism for length control in mitosis," Nature Cell Biology, vol. 9, no. 7, pp. 832-837, Jul. 2007, doi: 10.1038/ncb1609.

[277] B. Akiyoshi et al., "Tension directly stabilizes reconstituted kinetochore-microtubule attachments," Nature, vol. 468, no. 7323, pp. 576-579, Nov. 2010, doi: 10.1038/nature09594.

[278] S. Gonen et al., "The structure of purified kinetochores reveals multiple microtubule-attachment sites," Nat Struct Mol Biol, vol. 19, no. 9, pp. 925-929, Sep. 2012, doi: 10.1038/nsmb.2358.

[279] Y. N. Dimitrova, S. Jenni, R. Valverde, Y. Khin, and S. C. Harrison, "Structure of the MIND Complex Defines a Regulatory Focus for Yeast Kinetochore Assembly," Cell, vol. 167, no. 4, pp. 1014-1027.e12, Nov. 2016, doi:

10.1016/j.cell.2016.10.011.

[280] J. Thakur and K. Sanyal, "The Essentiality of the Fungus-Specific Dam1 Complex Is Correlated with a One-Kinetochore-One-Microtubule Interaction Present throughout the Cell Cycle, Independent of the Nature of a Centromere," Eukaryotic Cell, vol. 10, no. 10, pp. 1295-1305, Oct. 2011, doi:

10.1128/EC.05093-11.

[281] L. S. Burrack, S. E. Applen, and J. Berman, "The Requirement for the Dam1 Complex Is Dependent upon the Number of Kinetochore Proteins and Microtubules," Current Biology, vol. 21, no. 10, pp. 889-896, May 2011, doi: 10.1016/j.cub.2011.04.002.

[282] E. Kiermaier, S. Woehrer, Y. Peng, K. Mechtler, and S. Westermann, "A Dam1-based artificial kinetochore is sufficient to promote chromosome segregation in budding yeast," Nat Cell Biol, vol. 11, no. 9, pp. 1109-1115, Sep. 2009, doi: 10.1038/ncb1924.

[283] T. McHugh and J. P. I. Welburn, "Dynein at kinetochores: Making the connection," Journal of Cell Biology, vol. 216, no. 4, pp. 855-857, Mar. 2017, doi: 10.1083/jcb.201703054.

[284] D. K. Cheerambathur, R. Gassmann, B. Cook, K. Oegema, and A. Desai, "Crosstalk Between Microtubule Attachment Complexes Ensures Accurate Chromosome Segregation," Science, vol. 342, no. 6163, pp. 1239-1242, Dec. 2013, doi: 10.1126/science. 1246232.

[285] C. Hentrich and T. Surrey, "Microtubule organization by the antagonistic mitotic motors kinesin-5 and kinesin-14," Journal of Cell Biology, vol. 189, no. 3, pp. 465-480, May 2010, doi: 10.1083/jcb.200910125.

[286] B. J. Mann and P. Wadsworth, "Kinesin-5 Regulation and Function in Mitosis," Trends in Cell Biology, vol. 29, no. 1, pp. 66-79, Jan. 2019, doi: 10.1016/j.tcb.2018.08.004.

[287] A. C. Almeida and H. Maiato, "Chromokinesins," Current Biology, vol. 28, no. 19, pp. R1131-R1135, Oct. 2018, doi: 10.1016/j.cub.2018.07.017.

[288] M. Mishima, S. Kaitna, and M. Glotzer, "Central Spindle Assembly and Cytokinesis Require a Kinesin-like Protein/RhoGAP Complex with Microtubule Bundling Activity," Developmental Cell, vol. 2, no. 1, pp. 41-54, Jan. 2002, doi: 10.1016/S 1534-5807(01 )00110-1.

[289] T. J. Yen et al., "CENP-E, a novel human centromere-associated protein required for progression from metaphase to anaphase," EMBO J., vol. 10, no. 5, pp. 12451254, May 1991.

[290] Y. Kim, J. E. Heuser, C. M. Waterman, and D. W. Cleveland, "CENP-E combines a slow, processive motor and a flexible coiled coil to produce an essential motile kinetochore tether," J. Cell Biol., vol. 181, no. 3, pp. 411-419, May 2008, doi: 10.1083/jcb.200802189.

[291] M. A. Seeger, Y. Zhang, and S. E. Rice, "Kinesin tail domains are intrinsically disordered," Proteins, vol. 80, no. 10, pp. 2437-2446, Oct. 2012, doi: 10.1002/prot.24128.

[292] H. Liao, G. Li, and T. J. Yen, "Mitotic regulation of microtubule cross-linking activity of CENP-E kinetochore protein," Science, vol. 265, no. 5170, pp. 394398, Jul. 1994.

[293] J. Espeut et al., "Phosphorylation relieves autoinhibition of the kinetochore motor Cenp-E," Mol. Cell, vol. 29, no. 5, pp. 637-643, Mar. 2008, doi: 10.1016/j.molcel.2008.01.004.

[294] K. D. Brown, R. M. Coulson, T. J. Yen, and D. W. Cleveland, "Cyclin-like accumulation and loss of the putative kinetochore motor CENP-E results from coupling continuous synthesis with specific degradation at the end of mitosis," J. Cell Biol., vol. 125, no. 6, pp. 1303-1312, Jun. 1994.

[295] C. A. Cooke, B. Schaar, T. J. Yen, and W. C. Earnshaw, "Localization of CENP-E in the fibrous corona and outer plate of mammalian kinetochores from prometaphase through anaphase," Chromosoma, vol. 106, no. 7, pp. 446-455, Dec. 1997.

[296] X. Yao, K. L. Anderson, and D. W. Cleveland, "The microtubule-dependent motor centromere-associated protein E (CENP-E) is an integral component of kinetochore corona fibers that link centromeres to spindle microtubules," J. Cell Biol., vol. 139, no. 2, pp. 435-447, Oct. 1997.

[297] K. D. Brown, K. W. Wood, and D. W. Cleveland, "The kinesin-like protein CENP-E is kinetochore-associated throughout poleward chromosome segregation during anaphase-A," J. Cell. Sci., vol. 109 ( Pt 5), pp. 961-969, May 1996.

[298] B. F. McEwen, G. K. T. Chan, B. Zubrowski, M. S. Savoian, M. T. Sauer, and T. J. Yen, "CENP-E Is Essential for Reliable Bioriented Spindle Attachment, but

Chromosome Alignment Can Be Achieved via Redundant Mechanisms in Mammalian Cells," Mol Biol Cell, vol. 12, no. 9, pp. 2776-2789, Sep. 2001.

[299] F. R. Putkey et al., "Unstable kinetochore-microtubule capture and chromosomal instability following deletion of CENP-E," Dev Cell, vol. 3, no. 3, pp. 351-365, Sep. 2002, doi: 10.1016/s1534-5807(02)00255-1.

[300] H. Hotani and H. Miyamoto, "Dynamic features of microtubules as visualized by dark-field microscopy," Adv Biophys, vol. 26, pp. 135-156, 1990, doi:

10.1016/0065-227x(90)90010-q.

[301]N. B. Gudimchuk and J. R. Mcintosh, "Regulation of microtubule dynamics, mechanics and function through the growing tip," Nat Rev Mol Cell Biol, pp. 119, Aug. 2021, doi: 10.1038/s41580-021-00399-x.

[302] T. Mitchison, L. Evans, E. Schulze, and M. Kirschner, "Sites of microtubule assembly and disassembly in the mitotic spindle," Cell, vol. 45, no. 4, pp. 515527, May 1986.

[303] G. J. Gorbsky, P. J. Sammak, and G. G. Borisy, "Chromosomes move poleward in anaphase along stationary microtubules that coordinately disassemble from their kinetochore ends," J. Cell Biol., vol. 104, no. 1, pp. 9-18, Jan. 1987.

[304] G. J. Gorbsky, P. J. Sammak, and G. G. Borisy, "Microtubule dynamics and chromosome motion visualized in living anaphase cells," J. Cell Biol., vol. 106, no. 4, pp. 1185-1192, Apr. 1988.

[305] T. L. Hill, "Theoretical problems related to the attachment of microtubules to kinetochores," Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., vol. 82, no. 13, pp. 4404-4408, Jul. 1985.

[306] A. Efremov, E. L. Grishchuk, J. R. Mcintosh, and F. I. Ataullakhanov, "In search of an optimal ring to couple microtubule depolymerization to processive

chromosome motions," Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., vol. 104, no. 48, pp. 1901719022, Nov. 2007, doi: 10.1073/pnas.0709524104.

[307] D. E. Koshland, T. J. Mitchison, and M. W. Kirschner, "Polewards chromosome movement driven by microtubule depolymerization in vitro," Nature, vol. 331, no. 6156, pp. 499-504, Feb. 1988, doi: 10.1038/331499a0.

[308] J. J. L. Miranda, P. De Wulf, P. K. Sorger, and S. C. Harrison, "The yeast DASH complex forms closed rings on microtubules," Nat. Struct. Mol. Biol., vol. 12, no. 2, pp. 138-143, Feb. 2005, doi: 10.1038/nsmb896.

[309] J. Liu and J. N. Onuchic, "A driving and coupling 'Pac-Man' mechanism for chromosome poleward translocation in anaphase A," Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., vol. 103, no. 49, pp. 18432-18437, Dec. 2006, doi: 10.1073/pnas.0608962103.

[310] M. I. Molodtsov, E. L. Grishchuk, A. K. Efremov, J. R. Mcintosh, and F. I. Ataullakhanov, "Force production by depolymerizing microtubules: a theoretical study," Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., vol. 102, no. 12, pp. 4353-4358, Mar. 2005, doi: 10.1073/pnas.0501142102.

[311] A. Efremov, E. L. Grishchuk, J. R. Mcintosh, and F. I. Ataullakhanov, "In search of an optimal ring to couple microtubule depolymerization to processive chromosome motions," Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., vol. 104, no. 48, pp. 1901719022, Nov. 2007, doi: 10.1073/pnas.0709524104.

[312] C. L. Asbury, D. R. Gestaut, A. F. Powers, A. D. Franck, and T. N. Davis, "The Dam1 kinetochore complex harnesses microtubule dynamics to produce force and movement," Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., vol. 103, no. 26, pp. 9873-9878, Jun. 2006, doi: 10.1073/pnas.0602249103.

[313] E. L. Grishchuk et al., "The Dam1 ring binds microtubules strongly enough to be a processive as well as energy-efficient coupler for chromosome motion," Proc.

Natl. Acad. Sci. U.S.A., vol. 105, no. 40, pp. 15423-15428, Oct. 2008, doi: 10.1073/pnas.0807859105.

[314] J. R. Mcintosh et al., "Fibrils connect microtubule tips with kinetochores: a mechanism to couple tubulin dynamics to chromosome motion," Cell, vol. 135, no. 2, pp. 322-333, Oct. 2008, doi: 10.1016/j.cell.2008.08.038.

[315] A. V. Zaytsev, L. J. R. Sundin, K. F. DeLuca, E. L. Grishchuk, and J. G. DeLuca, "Accurate phosphoregulation of kinetochore-microtubule affinity requires unconstrained molecular interactions," Journal of Cell Biology, vol. 206, no. 1, pp. 45-59, Jun. 2014, doi: 10.1083/jcb.201312107.

[316] X. Wan, D. Cimini, L. A. Cameron, and E. D. Salmon, "The coupling between sister kinetochore directional instability and oscillations in centromere stretch in metaphase PtK1 cells," Mol Biol Cell, vol. 23, no. 6, pp. 1035-1046, Mar. 2012, doi: 10.1091/mbc.E11-09-0767.

[317] M. E. Janson, M. E. de Dood, and M. Dogterom, "Dynamic instability of microtubules is regulated by force," The Journal of Cell Biology, vol. 161, no. 6, pp. 1029-1034, Jun. 2003, doi: 10.1083/jcb.200301147.

[318] B. Webb and A. Sali, "Comparative Protein Structure Modeling Using MODELLER," Current Protocols in Bioinformatics, vol. 47, no. 1, p. 5.6.15.6.32, 2014, doi: 10.1002/0471250953.bi0506s47.

[319] M. H. M. Olsson, C. R. S0ndergaard, M. Rostkowski, and J. H. Jensen, "PROPKA3: Consistent Treatment of Internal and Surface Residues in Empirical pKa Predictions," J. Chem. Theory Comput., vol. 7, no. 2, pp. 525-537, Feb. 2011, doi: 10.1021/ct100578z.

[320] A. Morozenko and A. A. Stuchebrukhov, "Dowser++, a new method of hydrating protein structures," Proteins, vol. 84, no. 10, pp. 1347-1357, 2016, doi: 10.1002/prot.25081.

[321] M. J. Abraham et al., "GROMACS: High performance molecular simulations through multi-level parallelism from laptops to supercomputers," SoftwareX, vol. 1, pp. 19-25, Sep. 2015, doi: 10.1016/j.softx.2015.06.001.

[322] A. D. MacKerell et al., "All-atom empirical potential for molecular modeling and dynamics studies of proteins," JPhys Chem B, vol. 102, no. 18, pp. 3586-3616, Apr. 1998, doi: 10.1021/jp973084f.

[323] A. D. MacKerell, M. Feig, and C. L. Brooks, "Improved treatment of the protein backbone in empirical force fields," J. Am. Chem. Soc., vol. 126, no. 3, pp. 698699, Jan. 2004, doi: 10.1021/ja036959e.

[324] J. J. Pavelites, J. Gao, P. A. Bash, and A. D. Mackerell, "A molecular mechanics force field for NAD+ NADH, and the pyrophosphate groups of nucleotides," Journal of Computational Chemistry, vol. 18, no. 2, pp. 221-239, 1997, doi: 10.1002/(SICI)1096-987X(19970130)18:2<221::AID-JCC7>3.0.C0;2-X.

[325] M. Parrinello and A. Rahman, "Polymorphic transitions in single crystals: A new molecular dynamics method," Journal of Applied Physics, vol. 52, no. 12, pp. 7182-7190, Dec. 1981, doi: 10.1063/1.328693.

[326] K. A. Feenstra, B. Hess, and H. J. C. Berendsen, "Improving efficiency of large time-scale molecular dynamics simulations of hydrogen-rich systems," Journal of Computational Chemistry, vol. 20, no. 8, pp. 786-798, Jun. 1999, doi:

10.1002/(SICI) 1096-987X( 199906)20:8<786: :AID-JCC5>3.0.C0;2-B.

[327] L. Serrano, F. Wandosell, J. de la Torre, and J. Avila, "Effect of specific proteolytic cleavages on tubulin polymer formation," Biochemical Journal, vol. 252, no. 3, pp. 683-691, Jun. 1988, doi: 10.1042/bj2520683.

[328] A. Roll-Mecak, "The Tubulin Code in Microtubule Dynamics and Information Encoding," Developmental Cell, vol. 54, no. 1, pp. 7-20, Jul. 2020, doi: 10.1016/j.devcel.2020.06.008.

[329] C. Janke and M. M. Magiera, "The tubulin code and its role in controlling microtubule properties and functions," Nat Rev Mol Cell Biol, vol. 21, no. 6, pp. 307-326, Jun. 2020, doi: 10.1038/s41580-020-0214-3.

[330] A. Roll-Mecak, "Intrinsically disordered tubulin tails: complex tuners of microtubule functions?," Seminars in Cell & Developmental Biology, vol. 37, pp. 11-19, Jan. 2015, doi: 10.1016/j.semcdb.2014.09.026.

[331] R. F. Luduena, "Chapter Two - A Hypothesis on the Origin and Evolution of Tubulin," in International Review of Cell and Molecular Biology, vol. 302, K. W. Jeon, Ed. Academic Press, 2013, pp. 41-185. doi: 10.1016/B978-0-12-407699-0.00002-9.

[332] J. Chen et al., "a-tubulin tail modifications regulate microtubule stability through selective effector recruitment, not changes in intrinsic polymer dynamics," Developmental Cell, vol. 56, no. 14, pp. 2016-2028.e4, Jul. 2021, doi: 10.1016/j.devcel.2021.05.005.

[333] J. R. Mcintosh et al., "Microtubules grow by the addition of bent guanosine triphosphate tubulin to the tips of curved protofilaments," J. Cell Biol., vol. 217, no. 8, pp. 2691-2708, Aug. 2018, doi: 10.1083/jcb.201802138.

[334] D. B. Wells and A. Aksimentiev, "Mechanical Properties of a Complete Microtubule Revealed through Molecular Dynamics Simulation," Biophysical Journal, vol. 99, no. 2, pp. 629-637, Jul. 2010, doi: 10.1016/j.bpj.2010.04.038.

[335] D. Chrétien and S. D. Fuller, "Microtubules switch occasionally into unfavorable configurations during elongation11Edited by A. Klug," Journal of Molecular Biology, vol. 298, no. 4, pp. 663-676, May 2000, doi: 10.1006/jmbi.2000.3696.

[336] D. Chrétien, S. D. Fuller, and E. Karsenti, "Structure of growing microtubule ends: two-dimensional sheets close into tubes at variable rates," J. Cell Biol., vol. 129, no. 5, pp. 1311-1328, Jun. 1995.

[337] C. Strothman et al., "Microtubule minus-end stability is dictated by the tubulin off-rate," J. Cell Biol., vol. 218, no. 9, pp. 2841-2853, Sep. 2019, doi: 10.1083/jcb.201905019.

[338] M. E. Janson and M. Dogterom, "Scaling of microtubule force-velocity curves obtained at different tubulin concentrations," Phys. Rev. Lett., vol. 92, no. 24, p. 248101, Jun. 2004, doi: 10.1103/PhysRevLett.92.248101.

[339] B. T. Castle and D. J. Odde, "Brownian dynamics of subunit addition-loss kinetics and thermodynamics in linear polymer self-assembly," Biophys. J., vol. 105, no. 11, pp. 2528-2540, Dec. 2013, doi: 10.1016/j.bpj.2013.10.009.

[340] C. Duellberg, N. I. Cade, D. Holmes, and T. Surrey, "The size of the EB cap determines instantaneous microtubule stability," Elife, vol. 5, Apr. 2016, doi: 10.7554/eLife.13470.

[341] M. Castoldi and A. V. Popov, "Purification of brain tubulin through two cycles of polymerization-depolymerization in a high-molarity buffer," Protein Expression and Purification, vol. 32, no. 1, pp. 83-88, Nov. 2003, doi: 10.1016/S1046-5928(03)00218-3.

[342] A. Hyman et al., "Preparation of modified tubulins," Meth. Enzymol., vol. 196, pp. 478-485, 1991.

[343] E. N. Trifonov, R. K. Z. Tan, and S. C. Harvey, "Static persistence length of

DNA," Structure and expression : proceedings of the Fifth Conversation in the Discipline Biomolecular Stereodynamics held at the State University of New York at Albany, June 2-6, 1987 / edited by M.H. Sarma & R.H. Sarma, 1988, Accessed: Aug. 29, 2021. [Online]. Available:

https://scholar.google.com/scholar_lookup?title=Static+persistence+length+of+D NA&author=Trifonov%2C+E.N. &publication_year= 1988

[344] C. Tropini, E. A. Roth, M. Zanic, M. K. Gardner, and J. Howard, "Islands Containing Slowly Hydrolyzable GTP Analogs Promote Microtubule Rescues," PLOS ONE, vol. 7, no. 1, p. e30103, Jan. 2012, doi: 10.1371/journal.pone.0030103.

[345] C. P. Fees and J. K. Moore, "A unified model for microtubule rescue," MBoC, vol. 30, no. 6, pp. 753-765, Mar. 2019, doi: 10.1091/mbc.E18-08-0541.

[346] A. Dimitrov, M. Quesnoit, S. Moutel, I. Cantaloube, C. Poüs, and F. Perez, "Detection of GTP-Tubulin Conformation in Vivo Reveals a Role for GTP Remnants in Microtubule Rescues," Science, vol. 322, no. 5906, pp. 1353-1356, Nov. 2008, doi: 10.1126/science.1165401.

[347] H. de Forges et al., "Localized Mechanical Stress Promotes Microtubule Rescue," Current Biology, vol. 26, no. 24, pp. 3399-3406, Dec. 2016, doi: 10.1016/j.cub.2016.10.048.

[348] L. Schaedel, C. Lorenz, A. V. Schepers, S. Klumpp, and S. Köster, "Vimentin intermediate filaments stabilize dynamic microtubules by direct interactions," Nat Commun, vol. 12, no. 1, p. 3799, Jun. 2021, doi: 10.1038/s41467-021-23523-z.

[349] M. Dogterom and B. Yurke, "Measurement of the force-velocity relation for growing microtubules," Science, vol. 278, no. 5339, pp. 856-860, Oct. 1997, doi: 10.1126/science.278.5339.856.

[350] R. B. Nicklas, "Measurements of the force produced by the mitotic spindle in anaphase.," The Journal of Cell Biology, vol. 97, no. 2, pp. 542-548, Aug. 1983, doi: 10.1083/jcb.97.2.542.

[351] E. L. Grishchuk, M. I. Molodtsov, F. I. Ataullakhanov, and J. R. Mcintosh, "Force production by disassembling microtubules," Nature, vol. 438, no. 7066, pp. 384388, Nov. 2005, doi: 10.1038/nature04132.

[352] M. J. Schnitzer, K. Visscher, and S. M. Block, "Force production by single kinesin motors," Nat Cell Biol, vol. 2, no. 10, pp. 718-723, Oct. 2000, doi: 10.1038/35036345.

[353] G. I. Bell, "Models for the Specific Adhesion of Cells to Cells," Science, vol. 200, no. 4342, pp. 618-627, May 1978, doi: 10.1126/science.347575.

БЛАГОДАРНОСТИ

Выражаю большую благодарность своим научным наставникам, у которых мне посчастливилось учиться и с которыми я имел огромное удовольствие тесно работать вместе уже около полутора десятка лет: профессору Фазоилу Иноятовичу Атауллаханову (кафедра биофизики МГУ, имени М.В. Ломоносова) и профессору Ричарду МакИнтошу (Университет Колорадо, Боулдер, США).

Благодарю своих многочисленных коллег, с которыми мне представилась возможность сотрудничать, выполняя различные исследовательские проекты, результаты которых вошли в данную диссертационную работу: И.Б. Коваленко, В.А. Федорова, Е.Г. Холину, Ф.С. Орехова, А. Ролл-Мекак (США), Е.Л. Грищук (США), Д. Кливленда (США), Б. Витре (США), Ю. Ким (США), В.В. Мустяца, В.В. Волкова (Нидерланды), А.В. Зайцева (США) и др.

Большое спасибо моим ученикам - студентам и аспирантам, которые внесли значительный вклад в представленные результаты: В.В. Александровой, М.Н. Анисимову, А.В. Зайцеву, Е.В. Ульянову, Д.С. Виноградову и другим.

Также выражаю признательность сотрудникам кафедры биофизики и Центра теоретических проблем физико-химической фармакологии РАН за многолетние конструктивные и полезные обсуждения, критику и советы.

Работа была выполнена при финансовой поддержке гранта фонда «Династия», грантов Президента РФ для молодых кандидатов наук №№ МК-4819.2015.4, МК-1869.2020.4, грантов РФФИ №№ 13-04-40190-Н, 14-04-31961, 15-34-50548, 16-3460113, 16-04-01862, 20-34-70159 и грантов РНФ №№ 17-74-20152 и 21-74-20035.

Вычислительная часть работы была бы невозможна без поддержки НИВЦ МГУ имени М.В. Ломоносова. Расчеты проводились на суперкомпьютерах Ломоносов-1 и Ломоносов-2.