Экстрахромосомные структуры, содержащие компоненты синтеза и созревания РНК в ядрах ооцитов травяной лягушки тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.25, кандидат биологических наук Квасов, Иван Дмитриевич

• Квасов, Иван Дмитриевич
• кандидат биологических наук
• 2001

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Квасов, Иван Дмитриевич

Введение Обзор литературы

1. Ядрышко

1.1. Общие сведения

1.2. Ядрышко, как полифункциональная органелла

2. Тельца Кахала

2.1. Скрученное тельце и сфера

2.2. Состав телец Кахала

2.3. Динамика телец Кахала

3. Б-снерпосомы и кластеры интерхроматиновых гранул

3.1. Кластеры интерхроматиновых гранул

3.2. Б-снерпосомы 27 .4. Пространственная организация синтеза и созревания РНК в ядре.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Экстрахромосомные структуры, содержащие компоненты синтеза и созревания РНК в ядрах ооцитов травяной лягушки»

Интенсивное изучение ядер ооцитов амфибий как модельных объектов клеточной биологии и биологии развития внесло существенный вклад в современные представления о морфофункциональной организации клеточного ядра. Основное внимание исследователей на протяжении долгого периода было сосредоточено на анализе таких важных ядерных структур, как хромосомы и ядрышки (Gall, 1954; Macgregor, 1972; Грузова, 1977; Hadjiolov, 1985; Callan, 1986; Gruzova, 1988; Гагинская, 1989; Tsvetkov, Parfenov, 1990). Вместе с тем, другие ядерные органеллы оставались вне рамок специального исследования. Части из них - сферам -ядерным тельцам, впервые описанным в ооцитах амфибий Голлом (Gall, 1954; Callan, 1986), придавалось значение структур, маркирующих на хромосомах участки расположения гистоновых генов (Gall et al., 1981; Callan, 1981). Функции же «свободных» сфер, не прикрепленных к хромосомам ламповым щеткам, а также других телец кариоплазмы оставались практически не изученными. Расшифровка функциональной значимости этих образований началась с развитием иммуноморфологических методов, что позволило поставить вопрос о молекулярном составе внутриядерных структур ооцитов (Gall, Callan, 1989). Параллельно шли подобные исследования на соматических клетках млекопитающих (Spector et al., 1990). К концу 90ых годов была разработана концепция функциональной компартментализации ядра, согласно которой факторы синтеза и процессинга РНК находятся в определенных внутриядерных доменах, а процессы транскрипции и созревания РНК имеют четкую внутриядерную локализацию (Strouboulis, Wolffe, 1996; Misteli, Spector, 1998). Был проведен анализ распределения в ядре компонентов, участвующих в ключевых событиях экспрессии генов, в частности факторов, принимающих участие в синтезе и созревании мРНК (Spector, 1993; Gall et al., 1995). Итогом этих работ явилось выделение в ядрах эукариотических клеток трех основных структурно-функциональных экстрахромосомных доменов, содержащих РНК полимеразу II и факторы сплайсинга пре-мРНК. Как морфологически выраженные структуры, эти домены представлены перихроматиновыми фибриллами (ПФ), кластерами интерхроматиновых гранул (КИГ) и тельцами Кахала (ТК). На основании изучения ядер ооцитов Xenopus laevis была выдвинута гипотеза о ведущей роли ТК во внутриядерном распределении компонентов транскрипции и созревания РНК (Gall et al., 1999). Нужно отметить, что накопление фактических экспериментальных данных в последние годы происходило с использованием либо ооцитов X laevis - амфибий живущих в лабораторных условиях при постоянной температуре, либо стандартизованных клеточных культур (Misteli, Spector, 1998).

В лаборатории морфологии клетки Института цитологии РАН накоплен большой опыт изучения ядерных структур ооцитов травяной лягушки Rana temporaria из природных популяций (Gruzova, Parfenov, 1993; Почукалина, Парфенов, 1994; Грузова и др., 1995; Цветков, Парфенов, 1994, 1995; Parfenov et al., 1995, 1996). Ядра ооцитов травяной лягушки, в отличие от ядер ооцитов X. laevis, демонстрируют отчетливую сезонную динамику транскрипционной активности. Другой особенностью ядер ооцитов травяной лягушки является формирование в позднем вителлогенезе (V - VI стадии) кариосферы, окруженной волокнистой капсулой (см. обзор Gruzova, Parfenov, 1993). Однако вплоть до наших исследований не была проведена идентификация разнообразных экстрахромосомных телец ооцитов травяной лягушки на различных стадиях оогенеза. Остается не выясненным их молекулярный состав. Настоятельно требует своего решения задача установления гомологии между этими тельцами и уже известными образованиями ядер соматических клеток и ооцитов X. laevis, несущих компоненты транскрипции и созревания РНК. Нуждаются в углубленном анализе возможные взаимодействия экстрахромосомных образований, имеющие место в условиях интенсивных морфогенетических процессов, структурных перестроек, вызванных затуханием синтетической активности ядра ооцита.

С другой стороны, обнаружение в ядрах ооцитов R. temporaria актин-содержащих кариоскелетных образований (Parfenov et al., 1995), делает актуальным вопрос о роли актина в динамике ядерных структур.

В свете новейших представлений о вероятной полифункциональности ядрышек (Pederson, 1998; Caimo-Fonseca et al., 2000) требуется провести ревизию молекулярного состава ядрышек ооцитов травяной лягушки на разных стадиях оогенеза. Необходимо проследить связь ядрышек с другими структурами ядра.

Цель и задачи исследования

Основной целью данной работы являлась идентификация экстрахромосомных структур, содержащих компоненты синтеза и созревания РНК, а также изучение их динамики в ядрах ооцитов травяной лягушки на III - VI стадиях оогенеза по Дюмону (Dumont, 1972).

Для достижения поставленной цели были сформулированы следующие экспериментальные задачи:

1. Изучить внутриядерное распределение РНК полимеразы II (РНК пол II) и факторов созревания РНК в ооцитах III - VI стадий оогенеза и классифицировать многочисленные внутриядерные структуры, содержащие эти компоненты.

2. Выявить возможную гомологию сфер ядер ооцитов травяной лягушки с тельцами Кахала (ТК) ооцитов других амфибий и соматических клеток млекопитающих и проанализировать динамику ТК на III - VI стадиях оогенеза.

3. Проследить пути внутриядерного распределения вновь синтезированного белка коилина, маркерного для ТК, с помощью микроинъекций мРНК коилина в ооциты.

4. Идентифицировать структуры, соответствующие Б-снерпосомам ооцитов Xenopus laevis и кластерам интерхроматиновых гранул соматических клеток млекопитающих.

5. Проследить динамику ядрышек и изучить их антигенный состав в условиях высокой и низкой транскрипционной активности ядер на разных этапах оогенеза.

6. Изучить поведение внутриядерных структур, содержащих факторы созревания РНК, в ядрах с низким уровнем транскрипционной активности: в естественных условиях (зимний период и поздний оогенез) и после воздействия актиномицином Д - искусственным ингибитором синтеза РНК.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Ядрышко

1.1.1. Общие сведения

Ядрышко - наиболее изученная структура ядра эукариотической клетки (Busch, Smetana, 1970; Hadjiolov, 1985; Shaw, Jordan, 1995; Scheer, Hock, 1999). В 60ые годы прошлого века было доказано, что в ядрышке происходит синтез и процессинг рибосомной РНК (Perry, 1969; Hadjiolov, 1985; Scheer, Hock, 1999). К этому же времени относятся многочисленные морфологические работы, посвященные ультраструктуре ядрышек из различных типов клеток (Bernhard, Granboulan, 1968; Busch, Smetana, 1970). Основой интерфазного ядрышка являются тандемно расположенные гены рДНК. В результате транскрипции этих генов формируются плотный фибриллярный (ПФК) и гранулярный (ГК) компоненты ядрышка. ПФК содержит вновь синтезированную пре-рРНК, а также факторы транскрипции и процессинга пре-рРНК. В ГК происходит формирование и накопление прорибосомных частиц, предназначенных для экспорта в цитоплазму.

Большинство факторов (а их описано уже несколько сотен), обнаруженных в ядрышках, принимают участие в синтезе и процессинге рРНК, а также в формировании прорибосомных частиц. Прежде всего это РНК полимераза I (РНК пол I), осуществляющая транскрипцию пре-рРНК (Masson et al., 1990). Другим важным компонентом ядрышка является мажорный белок нуклеолин (С23), который локализуется в ПФК и/или в ГК (Orrick et al., 1973). По мнению авторов его функция заключается в первичном связывании 5' конца пре-рРНК в ходе процессинга этой молекулы (Sheer, Hock, 1999). Другой ядрышковый белок - N038 (В23) (Kang, 1974; Schmidt-Zachmann, Franke, 1988) подавляет агрегацию белков в ядрышке и участвует в формировании прорибосомных частиц. Мажорный ядрышковый белок фибрилларин (у дрожжей NOP1P) (Ochs et al., 1985) образует комплексы с U3, U8, U13, U14, U15, U16, U20 и U21 малыми ядрышковыми (мяш) РНК (Mattaj et al., 1993). Он принимает участие в процессинге пре-рРНК, метилировании пре-рРНК и сборке рибосомы (Tollervey et al., 1993). Но до сих пор не ясно, участвует ли фибрилларин непосредственно в этих процессах или влияет на них опосредовано. Фибрилларину в ядрышке придают структурное значение (Sheer, Hock, 1999). Следует назвать и фосфопротеин Noppl40, участвующий в перераспределении некоторых ядрышковых белков (в частности фибрилларина), связанных с мяшРНК (Isaak et al., 1998). Помимо белков, в ядрышках присутствуют и многочисленные мяшРНК, задействованные в процессинге пре-рРНК - U3, U8, ШЗ, U14, Ш5, U16, U20 U21 и U22 мяшРНК, а также около 200 дополнительных мяшРНК, принимающих участие в модификации уридинов и метилировании рибоз в зрелой молекуле рРНК (Smith, Steitz, 1997).

Заключение диссертации по теме «Гистология, цитология, клеточная биология», Квасов, Иван Дмитриевич

ВЫВОДЫ

1. В экстрахромосомной области ядер ооцитов R. temporaria идентифицированы универсальные ядерные домены - тельца Кахала и Б-снерпосомы, а также микроядрышки и микротельца-сателлиты.

2. Тельца Кахала в ооцитах травяной лягушки представляют собой высоко динамичные образования, присутствующие на всех изученных стадиях. К особенностями телец Кахала исследуемого вида относится наличие в их составе актина, ядрышкового белка N038 и отсутствие фибрилларина.

3. На III - IV стадиях оогенеза в ядрах ооцитов присутствуют типичные Б-снерпосомы; их количество и размеры определяются уровнем транскрипционной активности хромосом. В ооцитах V - VI стадий Б-снерпосомы отсутствуют.

4. На фоне снижения синтетической активности ядра в зимний период, а также после воздействия актиномицином Див позднем оогенезе в ядрышках накапливаются факторы сплайсинга - мяРНП. На V стадии оогенеза в ядрышки поступает вновь синтезированный коилин. Эти данные говорят в пользу гипотезы о полифункциональности ядрышек.

5. Отличительной чертой микроядрышек ооцитов R. temporaria является отсутствие типичных ядрышковых белков - фибрилларина и нуклеолина.

6. Наряду с экстрахромосомными структурами, содержащими факторы синтеза и созревания РНК, выявлены многочисленные микротельца-сателлиты, в состав которых не входят нуклеиновые кислоты и компоненты экспрессии генов. Единственным обнаруженным белком этих образований является глобулярный актин.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В ядрах ооцитов травяной лягушки присутствуют универсальные ядерные домены, участвующие в перераспределении факторов синтеза и созревания РНК - ТК и Б-снерпосомы. В то же время антигенный состав этих структур имеет определенные особенности. На фоне сезонной инактивации транскрипции прослеживается сложная динамика количества и размеров Б-снерпосом, некоторые факторы сплайсинга локализуются в ядрышках. В позднем оогенезе, в период формирования кариосферы, ядерные органеллы претерпевают значительные структурные перестройки связанные с перераспределением компонентов созревания РНК.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Квасов, Иван Дмитриевич, 2001 год

1. Баталова Ф.М., 2000. Ядрышки и перинуклеолярные тельца в трофоцитах содержат факторы сплайсинга пре-мРНК. Цитология. 42(7):624-633.

2. Боголюбов Д.С., Александрова О.А., Цветков А.Г. 1997. Ядра ооцитов жука-чернотелки (электронно-микроскопическое, цитохимическое и авторадиографическое исследование). Цитология. 39(8):643-650.

3. Гагинская Е.Р. 1989. Хромосомы ламповые щетки из ооцитов амфибий. Цитология. 31(11): 1267-1291.

4. Грузова М.Н. 1975. Кариосфера в оогенезе. Цитология. 17(3): 219-237.

5. Грузова М.Н. 1977. Ядро в оогенезе. В кн.: Современные проблемы оогенеза. Наука. М.:51-98.

6. Грузова М.Н., Цветков А.Г., Почукалина Г.Н., Парфенов В.Н. 1995. Формирование кариосферы в оогенезе некоторых насекомых и амфибий. Цитология. 37 (8): 744-769.

7. Парфенов ВН., Грузова М.Н. 1984. Особенности формирования кариосферы озерной лягушки. Электронномикроскопические данные. Цитология. 26(2): 165-169.

8. Парфенов В.Н., Галактионов К.И. 1987. Внутриядерные актиновые микрофиламенты в ооцитах травяной лягушки. Цитология, 29(2): 142-9.

9. Почукалина Г.Н., Парфенов В.Н. 1994. Организация кариосферы с капсулой перед созреванием ооцитов травяной лягушки. Цитология. 36(11): 1027-1034.

10. Ю.Усманова A.M., Хайтлина С.Ю. 1989. Протеаза из штамма бактерии Е. coli А2, специфически расщипляющая актин. Биохимия. 54(8): 1308-14.

11. Цветков А. Г., Грузова М. Н., Голл И. 1996. Сферы из ядер ооцитов домового сверчка и стрекозы-красотки содержат факторы сплайсинга пре-мРНК и процессинга пре-рРНК. Цитология. 38(3): 311-318.

12. Цветков А. Г., Парфенов В. Н. 1994. Сезонные преобразования хромосом-ламповых щеток и морфогенез капсулы кариосферы в ооцитах травяной лягушки, выявляемые при анализе выделенных ядерных структур. Цитология. 36(1): 1027-1034.

13. Цветков А.Г., Парфенов В.Н. 1995. Организация диспергированного ядрышкового хроматина и ультраструктура ядрышек в оогенезе травяной лягушки. Цитология. 37: 567-573.

14. Alonso A., Jorcano J.L., Beck Е., Hovemann В., Schmidt Т. 1984. Drosophila melanogaster U1 snRNA genes. J Mol Biol. 180(4):825-36.

15. Andrade L.E.C., Tan E.M., Chan E.K.L. 1993. Immunocytochemical analysis of the coiled body in the cell cycle and during cell proliferation. Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 90: 1947-1951.

16. Bakken A., Morgan G., Sollner-Webb В., Roan J., Busby S., Reeder R.H. 1982. Mapping of transcription initiation and termination signals on Xenopus laevis ribosomal DNA// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 79: 56-60.

17. Balinsky, B.I., Davis, R.J., 1963. Origin and differentiation of cytoplasmic structures in the oocytes of Xenopus laevis. Acta Embriol. Morphol. Exp.6: 55-108.

18. Bauer D.W., Murphy C., Wu Z., Wu C-H.H., Gall J.G. 1994. In vitro assembly of coiled bodies in Xenopus egg extract. Molec.Biol.Cell.5:633-44.

19. Bauer, D.W., Gall, J.G. 1997. Coiled bodies without coilin. Mol. Biol. Cell 8: 73-82

20. Bellier S., Dubois M.F., Nishida E., Almouzni G., Bensaude O. 1997. Phosphorylation of the RNA polymerase II largest subunit during Xenopus laevis oocyte maturation. Mol Cell Biol. Mar;17(3): 1434-40.

21. Bellini M. 2000. Coilin, more than a molecular marker of the cajal (coiled) body. Bioessays. Sep;22(9): 861-7.

22. Bellini, M., Gall, J.G. 1998. Coilin can form a complex with the U7 small nuclear ribonucleoprotein. Mol. Biol. Cell 9: 2987-3001.

23. Bentley D. 1999. Coupling RNA polymerase II transcription with pre-mRNA processing. Curr Opin Cell Biol. Jun;l 1(3): 347-51.

24. Bernhard W.A., Granboulan N., 1968. Electron Microscopy of the Nucleolus in Vertebrate Cells. In "The Nucleus", eds. A.S. Dalton, F. Haguenaw. Acad. Press, NY.: 81-131.

25. Black D.L., Pinto A.L. 1989. U5 small nuclear ribonucleoprotein: RNA structure analysis and ATP-dependent interaction withU4/ Mol Cell Biol. Aug 9(8): 3350-9.

26. Bohmann K., Ferreira J.A., Lamond A.I. 1995. Mutational analysis of p80 coilin indicates a functional interaction between coiled bodies and the nucleolus. J Cell Biol. Nov;131(4): 817-31.

27. Bond V.C., Wold B. 1993. Nucleolar localization of myc transcripts. Mol Cell Biol. 13(6): 3221-30.

28. Bregman, D.B., Du L., van der Zee, S., and Warren, S.L. 1995. Transcription-dependent redistribution of the large subunit of RNA polymerase II to discrete nuclear domains. J. Cell Biol. 129: 287-298.

29. Busch H., Smetana K. 1970. The Nucleolus, New York: Academic Press.

30. Cajal S.R. 1903. Un sencillo metodo de coloracion seletiva del reticulo protoplasmatico у sus efectos en los diversos organos nerviosos de vertebrados e invertebrados. Trab. Lab. Invest. Biol. 2, 129-221.

31. Callan H.G., Gall J.G. 1991. Association of RNA with В and С snurposomes ofXenopus oocyte nuclei. Chromosoma. 101: 69-82.

32. Callan, H.G. 1986. Lampbrush chromosomes. In: Molecular Biology, Biochemistry, and Biophysics, Vol. 36, Berlin: Springer-Verlag, 1-254.

33. Carmo-Fonseca M., Mendes-Soares L., Campos I. 2000. To be or not to be in the nucleolus. Nat Cell Biol. Jun;2(6): E107-12.

34. Carmo-Fonseca M., Pepperkok R., Carvalho M. Т., Lamond A. I. 1992. Transcription-dependent colocalization of the Ul, U2, U4/XJ6, and U5 snRNPs in coiled bodies. J. Cell Biol. 117: 1-14.

35. Chan E.K., Takano S., Andrade L.E., Hamel J.C., Matera A.G. 1994. Structure, expression and chromosomal localization of human p80-coilin gene. Nucleic Acids Res. Oct 25;22(21): 4462-9.

36. Стагко D., Verschure P.J., Martin Т.Е., Dahmus M.E., Krause S., Fu X.D., van Driel R., Fakan S. 1999. Ultrastructural Analysis of Transcription and Splicing in the Cell Nucleus after Bromo-UTP Microinjection 10(1): 211-23.

37. Crain P.F., McCloskey J.A. 1996. The RNA modification database. Nucleic Acids Res. Jan 1;24(1): 98-9.

38. Cullen B.R., Hauber J., Campbell K., Sodroski J.G., Haseltine W.A., Rosen C.A. 1988. Subcellular localization of the human immunodeficiency virus trans-acting art gene product. J Virol. Jul;62(7): 2498-501.

39. Dahmus M.E. 1996. Reversible phosphorylation of the C-terminal domain of RNA polymerase II. J Biol Chem. Aug 9;271(32): 19009-12.

40. Davidson E.H. 1968. Gene Activity in Early Development. Academic Press. New York.

41. Dumont J.B. 1972. Oogenesis in Xenopus laevis (Daudin). I. Stagers in oocytes development in laboratory maintaned animals.J.Morphol.l36:153-80

42. Evan G.I., Lewis G.K., Ramsay G., Bishop J.M. 1985. Isolation of monoclonal antibodies specific for human c-myc proto-oncogene product. Mol. Cell. Biol. 5: 3610-3616.

43. Fakan S., Puvion E. 1980. The ultrastructural visualization of nucleolar and extranucleolar RNA synthesis and distribution. Int Rev Cytol 65: 255-99

44. Fang G., Cech T.R. 1995. Telomerase RNA localized in the replication band and spherical subnuclear organelles in hypotrichous ciliates. J Cell Biol. Jul; 130(2): 243-53.

45. Forbes D.J., Romberg T.B., Kirschner M.W. 1983. Small nuclear RNA transcription and ribonucleoprotein assembly in early Xenopus development. J. Cell. Biol. 97: 62-72.

46. Fournier M.J., Maxwell E.S., 1993. The nucleolar snRNAs: Catching up with the spliceosomal snRNAs. Trends Biochem. Sci. 1993. 18: 131-135.

47. Frey M.R., Matera A.G. 1995. Coiled bodies contain U7 small nuclear RNA and associate with specific DNA sequences in interphase human cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 92: 5915-5919.

48. Fu X.D., Maniatis T. 1990. Factor requared for mammalian spliceosome assembly is localized to discrete regions in the nucleus. Nature.343: 437-441.

49. Gall J.G. 1954. Lampbrush chromosomes from oocyte nuclei of the newt. J. Morphol .94: 283-352.

50. Gall J.G. 1991. Spliceosomes and snurposomes. Science. 252: 1499-1500.

51. Gall J.G. 1992. Organelle assembly and function in the amphibian germinal vesicle. Adv. Develop. Biochem. 1: 1-29.

52. Gall J.G., Bellini M., Wu Z., Murphy C. 1999. Assembly of the transcription and processing machinery: Cajal bodies (coiled bodies) and transcriptosomes. Mol Biol Cell. 1999 Dec;10(12): 4385-402.

53. Gall J.G., Callan H.G. 1989. The sphere organelle contains small nuclear ribonucleoproteins. Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 86: 6635-6639.

54. Gall J.G., Stephenson E.C., Erba H.P., Diaz M.O., Barsacch-Pilone G. 1981. Histone genes are located at the sphere loci of newt lampbrush chromosomes. Chromosoma (Berl.) 84: 159-171.

55. Gall J.G., Tsvetkov A.G., Wu Z., Murphy C. 1995. Is the sphere organelle/coiled body a universal nuclear component? Dev.Genet. 16:25-35.

56. Gall J.G. 2000. Cajal Bodies: The First 100 Years. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 16: 273-300

57. Goessens G. 1984. Nucleolar structure. Int. Rev. Cytol. 87: 107-158.

58. Grande M.A., van der Kraan I., de Jong L., van Driel R. 1997. Nuclear distribution of transcription factors in relation to sites of transcription and RNA polymerase II. J. Cell Sci. 110: 1781-1791.

59. Grant P., 1953. Phosphate metabolism during oogenesis in Rana temporaria, J.Exp. Zool. 124: 513-543.

60. Greenblatt J. 1997. RNA polymerase II holoenzyme and transcriptional regulation. Curr Opin Cell Biol. Jun;9(3): 310-9.

61. Greenleaf A.L. 1993. Positive patches and negative noodles: linking RNA processing to transcription? Trends Biochem Sci. Apr;18(4): 117-9.

62. Gruzova M.N. 1988. The nucleus during oogenesis with special reference to extrachromosomal structures. In: Oocyte growth and maturation. New York, London: Plenum Press: 77-163.

63. Gruzova M.N., Parfenov V.N. 1993. Karyosphere in oogenesis and intranuclear morphogenesis. Int. Rev. Cytol. 144: 1-52.

64. Hadjiolov A.A. 1985. The nucleolus and ribosome biogenesis. Cell Biol Monogr 12: 1-268

65. Halle J.P, Meisterernst M. 1996. Gene expression: increasing evidence for a transcriptosome. Trends Genet. May; 12(5): 161-3.

66. Наппап K.M., Hannan R.D., Rothblum L.I. 1998. Transcription by RNA polymerase I Front Biosci. Mar 26;3: 376-98.

67. Hardin JH, Spicer SS, Greene WB. 1969. The paranucleolar structure, accessory body of Cajal, sex chromatin, and related structures in nuclei of rat trigeminal neurons: a cytochemical and ultrastructural study. Anat Rec. Aug; 164(4) :403 -31.

68. Harris H., 1967. The reactivation of the red cell nucleus. J Cell Sci. 2(1):23-32.

69. Harris H., Watkins J.F., 1965. Hybrid cells derived from mouse and man. Artificial heterokaryons of mammalian cells from different species. Nature. 205: 640-646.

70. Heine M.A., Rankin M.L., DiMario P.J. 1993. The Gly/Arg-rich (GAR) domain of Xenopus nucleolin facilitates in vitro nucleic acid binding and in vivo nucleolar localization. Mol. Biol. Cell. 4(11): 1189-1204.

71. Huang S., Spector D.L. 1996. Intron-dependent recruitment of pre-mRNA splicing factors to sites of transcription. J. Cell Biol. 133: 719-732

72. Huang S., Spector D.L. 1992. U1 and U2 small nuclear RNAs are present in nuclear speckles. Proc Natl Acad Sci U S A. Jan 1;89(1): 305-8.

73. Isaac C., Yang Y., Meier U.T. 1998. Noppl40 functions as a molecular link between the nucleolus and the coiled bodies. J Cell Biol. 142(2):319-29.

74. Jacobson M.R., Cao L.G., Taneja K., Singer R.H., Wang Y.L., Pederson T. 1997. Nuclear domains of the RNA subunit of RNase P. J Cell Sci. Apr; 110 (Pt 7): 829-37.

75. Jacobson M.R., Pederson T. 1998. Localization of signal recognition particle RNA in the nucleolus of mammalian cells. Proc Natl Acad Sci USA. Jul 7;95(14): 7981-6.

76. Jimenez-Garcia, L.F., Segura-Valdez, M.L., Ochs, R.L., Rothblum, L.I., Hannan, R., Spector, D.L. 1994. Nucleologenesis: U3 snRNA-containingprenucleolar bodies move to sites of active pre-rRNA transcription after mitosis. Mol. Biol. Cell 5, 955-966

77. Jimenez-Garsia L.F., Spector D.L. 1993. In vivo evidence that transcription and splicing are cordinated by a recruiting mechanism. Cell. 73: 47-59.

78. Jordan P., Mannervik M., Tora L., Carmo-Fonseca M. 1996. In vivo evidence that TATA-binding protein/SLl colocalizes with UBF and RNA polymerase I when rRNA synthesis is either active or inactive. J Cell Biol. Apr; 133(2): 225-34.

79. Jordan P., Cunha C., Carmo-Fonseca M. 1997. The cdk7-cyclin H-MAT1 complex associated with TFIIH is localized in coiled bodies. Mol. Biol. Cell. 8: 1207-1217.

80. Kang Y.H. 1974. Development of the zona pellucida in the rat oocyte. Am J Anat. Apr; 139(4): 535-65.

81. Kass S., Sollner-Webb B. 1990. The first pre-rRNA processing event occurs in a large complex: Analysis by gel retardation, sedimentation, and UV crosslinking. Mol. Cell. Biol. 10: 4920-4931.

82. Kemp N., 1953 Synthesis of yolk in oocytes of Rana pipiens after induced ovulation. J. Morph., 92: 487-511.

83. Khaitlina S.Yu., Smirnova T.D., Usmanova A.M. 1988. Limited proteolysis of actin by a specific bacterial protease. FEBS Lett. Feb 8;228(l):172-4.

84. Krainer A. 1988. Pre-mRNA splicing by complementation with purified human Ul, U2, U4/U6 and U5 snRNPs. Nucl. Acids Res. 16: 9415-9429.

85. Laemmli U.K. 1970. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature 227, 680-685.

86. Lamond A.I. 1993. The spliceosome. BioEssays. 15: 595-603

87. Lamond A.I., Carmo-Fonseca M. 1993. The coiled body. Trends Cell Biol. 3: 198-204.

88. Lamond, A.I., Earnshaw, W.C. 1998. Structure and Function in the Nucleus. Science 280: 547-553.

89. Lange T.S., Gerbi S.A. 2000. Transient nucleolar localization Of U6 small nuclear RNA inXenopus laevis oocytes. Mol Biol Cell. Jul; 11(7):2419-28.

90. Lerner E.A., Lerner M.R., Janeway C.A., Steitz J. 1981. Monoclonal antibodies to nucleic acid-containing cellular consistuents: probes for molecular biology and autoimmune diseases. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 78: 2737-2741.

91. Lyon C.E., Bohmann K., Sleeman J., Lamond A. 1997. Inhibition of protein dephosphorylation results in the accumulation of splicing snRNPs and coiled bodies within the nucleolus. Exp. Cell. Res. 230: 84-93.

92. Macgregor H.C. 1972. The nucleolus and its genes in amphibian oogenesis. Biol. Rev. Camb. Philos. Soc. 47: 177-210

93. Malatesta M., Cardinali A., Battistelli S., Zancanaro C., Martin Т.Е., Fakan S., Gazzanelli G. 1999. Nuclear bodies are usual con-stituents in tissues of hibernating dormice. Anat Rec 254: 389-395

94. Matera A.G. 1999. Nuclear bodies: multifaceted subdomains of the interchromatin space. Trends Cell Biol. 8: 302-309.

95. Matera A.G., Tycowski K.T., Steitz J.A., Ward D.C. 1994. Organization of small nucleolar ribonucleoproteins (snoRNPs) by fluorescence in situ hybridization and immunocytochemistry. Mol Biol Cell. Dec;5(12): 1289-99.

96. Mattaj I.W. 1988. UsnRNP assembly and transport. In: Structure and Function of Major and Minor Small Nuclear Ribonucleoproteins. Berlin/New York: Springer Verlag 100-114.

97. Mattaj I.W. 1993. RNA recognition: a family matter? Cell. 73(5):837-40.

98. Misteli Т., Spector D.L. 1997. Protein phosphorylation and the nuclear organization ofpre-mRNA splicing. Trends Cell Biol. 7: 135-138.

99. Misteli Т., Spector D.L. 1998. The cellular organization of gene expression. Curr. Opin. Cell Biol. 10: 323-331.

100. Monneron A., Bernhard W. 1969. Fine structural organization of the interphase nucleus in some mammalian cells. J. Ultrastruct. Res. 27, 266-288

101. Morgan G.T., Doyle O., Murphy C., Gall J.G. 2000. RNA polymerase II in Cajal bodies of amphibian oocytes. J Struct Biol. Apr; 129(2-3): 258-68.

102. Mougey E.B., O'Reilly M., Osheim Y., Miller O.L.Jr., Beyer. A., Sollner-Webb B. 1993. The terminal balls characteristic of eukaryotic rRNA transcription units in chromatin spreads are rRNA processing complexes. Genes and Development. 7: 1609-1619.

103. Mount S.M., Steitz J.A. 1981. Sequence of Ul RNA from Drosophila melanogaster: implications for Ul secondary structure and possible involvement in splicing. Nucleic Acids Res. Dec 11;9(23): 6351-68.

104. Nakayasu H., Ueda К. 1984. Small nuclear RNA-protein cjmplexes ancors on the actin filaments in bovine lymphocyte nuclear matrix. Cell Structure function. 105: 347-357.

105. Narayanan A., Speckmann W., Terns R., Terns M.P. 1999. Role of the box C/D motif in localization of small nucleolar RNAs to coiled bodies and nucleoli. Mol Biol Cell. Jul;10(7): 2131-47.

106. Ochs R.L., Lischwe M.A., Spohn W.H., Busch H. 1985. Fibrillarin: a new protein ofthe nucleolus identified by autoimmune sera.BiolCell.54(2):123-33.

107. Ochs R.L., Stein T.W. Jr., Tan E.M. 1994. Coiled bodies in the nucleolus of breast cancer cells. J Cell Sci. Feb; 107 ( Pt 2): 385-99.

108. Orrick L.R., Olson M.O., Busch H. 1973. Comparison of nucleolar proteins of normal rat liver and Novikoff hepatoma ascites cells by two-dimensional poly aery lamide gel electrophoresis. Proc Natl Acad Sci USA. May;70(5): 1316-20.

109. Parfenov V.N., DavisD.S., Pochukalina G.N., Kostyuchek D., Murti K.G. 1998. Dynamics of distribution of splicing components relative to the transcriptional state of human oocytes from antral follicles. J. Cell. Biochem. 69(1): 72-80.

110. Parfenov V.N., Davis D.S., Pochukalina G.N., Sample C.E., Bugaeva E.A., Murti K.G. 1995. Nuclear actin filaments and their topological changes in frog oocytes. Exp Cell Res. Apr;217(2): 385-94.

111. Parfenov V.N., Davis D.S., Pochukalina G.N., Sample C.E., Murti K.G. 1996. Nuclear bodies of stage 6 oocytes of Rana temporaria contain nucleolar and coiled body proteins. Exp Cell Res 228:.229-236.

112. Patturajan M., Wei X., Berezney R., Corden J.L. 1998. A nuclear matrix protein interacts with the phosphorylated C-terminal domain of RNA polymerase II. Mol Cell Biol. Apr;18(4): 2406-15.

113. Peculis B.A., Gall J.G. 1992. Localization of the nucleolar protein N038 in amphibian oocytes. J Cell Biol. Jan;l 16(1): 1-14.

114. Pederson T. 1998. The plurifunctional nucleolus. Nucleic. Acids. Res. 1998. 6(17): 3871-3876.

115. Perry R.P., 1969. On ribosome biogenesis. Natn. Cancer Inst. Monogr. 23: 527-545.

116. Puvion E., Moyne G. 1978. Intranuclear migration of newly synthesized extranucleolar ribonucleoproteins. A high resolution quantitative autoradiographical and cytochemical study. Exp Cell Res. Aug;l 15(l):79-88.

117. Puvion E., Puvion-Dutilleul F. 1996. Ultrastructure of the nucleus in relation to transcription and splicing: roles of perichromatin fibrils and interchromatin granules. Exp. Cell Res. 229: 217-225.

118. Raska I., Dundr M., Koberna K., Melcak I., Risueno M.C., Torok I. 1995. Does the synthesis of ribosomal RNA take place within nucleolar fibrillar centers or dense fibrillar components? A critical appraisal. J Struct Biol Jan-Feb;114(l): 1-22.

119. Raska I., Andrade L.E.C., Ochs R.L., Chan E.K.L., Chang C.M., Roos G., Tan E.M. 1991. Immunological and ultrastructural studies of the nuclear coiled body with autoimmune antibodies. Exp. Cell Res. 195: 27-37.

120. Reddy R., Busch H. 1983. Small nuclear RNAs and RNA processing. Prog Nucleic Acid Res Mol Biol.;30:127-62.

121. Roth MB., Murphy C., Gall J.G. 1990. A monoclonal antibody that recognizes a phosphorylated epitope stains lampbrush chromosome loops and small granules in the amphibian germinal vesicle. J. Cell Biol. Ill: 2217-23.

122. Roth M.B., Zahler A.M., Stolk J.A. 1991. A conserved family of nuclear phosphoproteins localized to sites of polymerase II transcription. J. Cell Biol. 115: 587-596.

123. Sahlas D, Milankov K, Park P., DeBony U. 1993. Distribution of snRNPs, splicing factor SC35 and actin in interphase nuclei. J. Cell. Sci. 105:347-57.

124. Samarsky D.A., Fournier M.J., Singer R.H., Bertrand E. 1998. The snoRNA box C/D motif directs nucleolar targeting and also couples snoRNA synthesis and localization. EMBO J. Jul 1; 17(13): 3747-57.

125. Scheer U., Hock R., 1999. Structure and function of the nucleolus. Current Opinion in Cell Biology. 11: 385-390.

126. Schmidt-Zachmann M.S., Hugle-Dorr В., Franke W.W. 1987. A constitutive nucleolar protein identified as a member of the nucleoplasmin family. EMBO J. 6(7): 1881-1890.

127. Schneiter R., Kadowaki Т., Tartakoff A.M. 1995. mRNA transport in yeast: time to reinvestigate the functions of the nucleolus. Mol Biol Cell. Apr;6(4): 357-70.

128. Shaw P.J., Jordan E.G. 1995. The nucleolus. Annu. Rev. Cell. Dev. Biol. 11: 93-121.

129. Shaw P.J., Beven A.F., Leader D.J., Brown J.W. 1998. Localization and processing from a polycistronic precursor of novel snoRNAs in maize. J Cell Sci. Aug;lll(Pt 15): 2121-8.

130. Singh R., Reddy R. 1989. Monomethyl phosphate: a cap structure in spliceosomal U6 small nuclear RNA. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 86:8280-3.

131. Siomi H., Shida H., Nam S.H., Nosaka Т., Maki M., Hatanaka M. 1988. Sequence requirements for nucleolar localization of human T cell leukemia virus type I pX protein, which regulates viral RNA processing. Cell. Oct 21;55(2): 197-209.

132. Sleeman J., Lyon C.E., Platani M., Kreivi J.P., Lamond A.I. 1998. Dynamic interactions between splicing snRNPs, coiled bodies and nucleoli revealed using snRNP protein fusions to the green fluorescent protein. Exp Cell Res. Sep 15;243(2):290-304.

133. Sleeman J.E., Lamond A.I. 1999. Nuclear organization of pre-mRNA splicing factors. Curr. Opin. Cell Biol. 3: 372-377.

134. Smith C.M., Steitz J.A. 1997. Sno storm in the nucleolus: new roles for myriad small RNPs. Cell. May 30;89(5):669-72.

135. Spector D.L. 1993. Macromolecular domains within the cell nucleus. Annu. Rev. Cell Biol. 9: 265-315.

136. Spector D.L. 1996. Nuclear organization and gene expression. Exper. Cell Res. 229: 189-197.

137. Spector D.L. 1990. Higher order nuclear organization: three-dimensional distribution of small nuclear ribonucleoprotein particles. Proc Natl Acad Sci US A 1990 Jan;87(l):147-51.

138. Steinmetz E.J. 1997. Pre-mRNA processing and the CTD of RNA polymerase II: the tail that wags the dog? Cell. May 16;89(4):491-4.

139. Strouboulis J., Wolffe A.P. 1996. Functional compartmentalization of the nucleus. J Cell Sci Aug;109(Pt8):1991-2000

140. Tani Т., Derby R.J., Hiraoka Y., Spector D.L. 1995. Nucleolar accumulation of poly (A)+ RNA in heat-shocked yeast cells: implication of nucleolar involvement in mRNA transport. Mol Biol Cell. 6(11):1515-34.

141. Tollervey D., Lehtonen H., Jansen R., Kern H., Hurt E.C. 1993. Temperature-sensitive mutations demonstrate roles for yeast fibrillarin in pre-rRNA processing, pre-rRNA methylation, and ribosome assembly. Cell. Feb 12;72(3):443-57.

142. Towbin H., Staeheln Т., Gordon J. 1979. Electrophoretic transfer of proteins from polyacrylamide gels to nitrocellulose sheets: procedure and some applications. Proc. Natl. Acad. Sci USA 76: 4350-4354.

143. Tsvetkov A.G., Alexandrova O.A., Bogolyubov D.S., Gruzova M.N. 1997. Nuclear bodies from the cricket and mealworm oocytes contain splicing factors of pre-mRNA. Eur. J. Entomol. 94: 393-407.

144. Tuma R., Stolk J. A., Roth MB. 1993. Indentification and characterization of a sphere organelle protein. J. Cell Biol. 122: 767-773.

145. Ueyama H., Nakayasu H., Ueda K. Nuclear actin and transport of RNA. Cell Biol. Intern. Rep. 11: 671-677.

146. Visa N., Puvion-Dutilleul F., Harper F., Bachellerie J.-P., Puvion E. 1993b. Intranuclear distribution of poly(A) RNA determined by electron microscope in situ hybridization. Exp. Cell Res. 208, 19-34.

147. Wallace R.A., Jared D:w., Dumont J.N., Sega M.W. 1973. Protein incorporation by isolated amphibian oocytes: III. Optimum incubation conditions. J. Exp. Zool. 184:321-333.

148. Wang, Z., Luo, Т., and Roeder, R.G. 1997. Identification of an autonomously initiating RNA polymerase III holoenzyme containing a novel factor that is selectively inactivated during protein synthesis inhibition. Genes Dev. 11:2371-2382.

149. Weinstein L.B., Steitz J.A. 1999. Guided tours: from precursor snoRNA to functional snoRNP. Curr. Opin. Cell. Biol. 11(3): 378-84

150. Wu C-H.H., Gall J.G. 1993. U7 small nuclear RNA in С snurposomes of the Xenopus germinal vesicle. Proc Natl Acad Sci USA. Jul 1 ;90(13):6257-9.

151. Wu Z., Gall J.G. 1997. "Micronucleoli" in the Xenopus germinal vesicle. Chromosoma. 105(7-8): 438-43.

152. Wu Z., Murphy C., Callan H.G., Gall J.G. 1991. Small nuclear ribonucleoproteins and heterogeneous nuclear ribonucleoproteins in the169amphibian germinal vesicle: loops, spheres and snurposomes. J. of Cell Biol. 113: 465-483.

153. Wu Z., Murphy C., Gall J.G. 1994. Human p80-coilin is targeted to sphere organelles in the amphibian germinal vesicle. Mol Biol Cell.5(10):l 119-27.

154. Wu Z., Murphy C., Wu C-H.H., Tsvetkov A., Gall J.G. 1993. Snurposomes and coiled bodies. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol. 58: 747-754.

155. Wu, C.-H.H., Murphy, C., Gall, J.G. 1996. The Sm binding site targets U7 silRNA to coiled bodies (spheres) of amphibian oocytes. RNA 2, 811-823

156. Wulf E„ Deboben A., Bautz F.A., Faulstich H., Wieland T. 1979. Fluorescent phallotoxin, a tool for the visualization of cellular actin. Proc Natl Acad Sci USA. Sep;76(9):4498-502.

157. Zahler A.M., Lane W.S., Stolk J.A., Roth M.B. 1992. SR proteins: a conserved family ofpre-mRNA splicing factors. Genes Dev. 6, 837-847

158. Zeller R., Nytffenegger Т., De Robertis E.M. 1983. Nucleocytoplasmic distribution of snRNPs and stockpiled snRNA-binding proteins during oogenesis and early development in Xenopus laevis. Cell. 32: 425-434.170

159. Автор благодарен своим научным руководителям д.б.н. В.Н. Парфенову и к.б.н. А.Г. Цветкову за настойчивое руководство, заботу и терпение.

160. За помощь в оформлении и осмыслении результатов работы автор благодарит к.б.н. Г.Н. Почукалину, к.б.н. Ф.М. Баталову и к.б.н. Д.С. Боголюбова.

161. За помощь в проведении микроинъекций автор благодарит к.б.н. И.Н. Сковородкина.

162. Автор благодарен д. Дж. Голлу (J. Gall), д. Д. Девис (D. Davis) и д. К. Мурти (К. Murti) за предоставленные антитела.

163. Автор благодарен Е.А. Папчинской за помощь в оформлении работы.

164. Автор благодарен сотрудникам лаборатории морфологии клетки, а также сотрудникам других лабораторий Института цитологии РАН за постоянную поддержку и помощь.