Гидролазы Bacillus intermedius: Выделение, свойства, локализация тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.07, доктор биологических наук Шарипова, Маргарита Рашидовна

• Шарипова, Маргарита Рашидовна
• доктор биологических наук
• 2000

Оглавление диссертации доктор биологических наук Шарипова, Маргарита Рашидовна

Список сокращений.

ВВЕДЕНИЕ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

I. Гидролитические ферменты бацилл.

1. Гуанилспецифичные рибонуклеазы. (КФ 3.1.4.23).

2. Щелочные фосфатазы. (КФ 3.1.3.).

3. Сериновые протеиназы. (КФ 3.4.21).

II. Особенности белкового синтеза, секреции и спорообразования у бацилл.

1. Секреция. Общие сведения.

1.1. Сигнальные пептиды.

1.2. Липопротеиновые сигнальные пептиды.

1.3. Пропептиды.

1.4. Роль зрелой последовательности в секреции.

2. Компоненты аппарата секреции.

2.1. Сигнал-узнающая частица.

2.2. Транслокация.

2.3. Процессинг.

2.4. Роль Р1зН белка в секреции.

2.5. Роль РгбА белка в секреции.

3. Освобождение белков в среду у бацилл. Роль клеточной стенки.

4. Синтез секретируемых белков, связь с общим метаболизмом и спорообразованием у бацилл.

5. Роль полиаденилирования мРНК у бацилл.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Гидролазы Bacillus intermedius: Выделение, свойства, локализация»

Актуальность проблемы. Многие белки микроорганизмов для своего функционирования должны транслоцироваться из цитоплазмы, где они синтезируются, в специфические компартменты клетки или за ее пределы. Основные компартменты прокариотических микроорганизмов - это компартменты клеточной оболочки. У грамположительных организмов - это цитоплазматическая мембрана и клеточная стенка, у грамотрицательных организмов, кроме того, периплазма и наружная мембрана. В процессе транслокации белков в эти компартменты, т. е. в процессе секреции, они проходят все стадии своего биогенеза, превращаясь из неактивных предшественников в активные макромолекулы. Многие белки секретируются в среду и именно секретируемые белки, локализованные в компартментах клеточной оболочки или выделяемые непосредственно в среду, определяют различные типы взаимодействия клетки с окружающим миром и представляют значительный интерес с точки зрения механизмов управления метаболизмом.

Секреция белков в среду особенно широко распространена среди представителей грамположительных бактерий из рода Bacillus, имеющих менее сложную, чем у грамотрицательных организмов, клеточную оболочку. Бациллы выделяют в среду разнообразные ферменты, способные катализировать расщепление различных высокополимерных соединений: белков, нуклеиновых кислот, полисахаридов, а также других органических веществ.

К настоящему времени достигнуты значительные успехи в познании молекулярных основ секреции. Установлено, что информация о секреции белка заключена в его первичной структуре, специфических топогенных последовательностях полипептидной цепи белка. N-концевой сигнальный пептид предшественников секретируемых белков, имеющий общие черты строения для всех секретируемых белков, необходим для узнавания этих белков аппаратом секреции и их транслокации через цитоплазматическую мембрану. Показано, что первичная структура зрелой части молекулы также влияет на эффективность 7 секреции. Так, замены аминокислот в N-концевом участке зрелой полипептидной цепи щелочной фосфатазы Escherichia coli влияли на эффективность процессинга, секреции и изоферментный спектр щелочной фосфатазы (Nesmeyanova et al., 1994; Карамышев с соавт., 1994). Изучение биогенеза протеиназ бацилл показало, что последовательности их ДНК включают участки протяженностью 70-200 остатков, кодирующие полипептиды, способные сохранять белок в неактивной форме во время транслокации и катализировать образование активного фермента на этапе его освобождения в среду (Pugsley, 1993). Процесс секреции катализируется сложным белковым аппаратом, включающим как цитоплазматические, так и мембранные белки. К настоящему времени наиболее полно охарактеризована секреторная система Е. coli. Уровень знаний о белковой секреции у бацилл существенно ниже. Более того, при достаточной универсальности транслокации через цитоплазматическую мембрану, пути секреции в среду у грамотрицательных бактерий и бацилл различны в силу разной организации их клеточной оболочки. При этом данные о секреции белков у бацилл, известные к началу настоящей работы, были ограничены расшифровкой деталей молекулярного механизма секреции на примере одного модельного белка. Представляло интерес систематизировать эти знания при изучении клеточного топогенеза ряда секретируемых белков, отличающихся по физико-химическим и каталитическим свойствам, а также структурной организации, у одного вида этих бактерий.

Целью работы явилось установление особенностей локализации и секреции ферментов, относящихся к разным классам гидролаз у бактерий Bacillus intermedins во взаимосвязи с физиологическими функциями этих ферментов.

В соответствии с целью работы были определены следующие экспериментальные задачи:

1. Отбор штаммов В. intermedins с высоким уровнем секреции фосфатазы и протеиназы и изучение условий, необходимых для оптимального синтеза и секреции этих ферментов. 8

2. Выделение и характеристика гидролитических ферментов: фосфатазы и протеиназы В. ШегтесИт.

3. Изучение локализации гидролаз: РНКазы, фосфатазы и протеиназы в клеточных фракциях при разных условиях культивирования бактерий.

4. Получение мутантных РНКаз с заменами аминокислот, участвующих в формировании элементов вторичной структуры молекулы белка, и изучение их секреции.

5. Изучение полиаденилирования мРНК у бактерий В. ШегтесИт и взаимосвязь этого процесса с образованием секретируемых гидролаз.

6. Изучение синтеза внеклеточных гидролаз и спорообразования у В. ШегтесИт.

Научная новизна. Впервые проведено широкое систематическое изучение клеточного топогенеза белков, относящихся к разным классам гидролаз, у одного вида бацилл, включая мутантные рибонуклеазы с заменами аминокислот, участвующих в формировании вторичной структуры молекулы. Использование ферментов, различных по физико-химическим характеристикам и структурной организации, позволило выявить разную эффективность секреции этих белков в

2+ среду. Установлено участие ионов металлов (Со и Са ) в освобождении в среду фосфатазы и протеиназы. Освобождение РНКазы зависит от скорости формирования элементов вторичной структуры в молекуле белка. Внеклеточные субтилизиноподобная тиолзависимая протеиназа и щелочная фосфатаза В. ШегтесИт выделены и охарактеризованы. Получены приоритетные данные о том, что часть мРНК, которая направляет синтез внеклеточных гидролаз, полиаденилирована.

В результате проведенных исследований на защиту выносятся следующие научные положения:

1. Бактерии В.ШегтесИт во время постэкспоненциального роста секретируют в окружающую среду различные ферменты, обладающие гидролитической 9 функцией. Уровень их секреции определяется факторами среды и фазой роста микроорганизмов.

2. Изученные гидролазы различаются по физико-химическим и каталитическим свойствам. Рибонуклеаза (12.3 кДа) содержит большое количество гидрофобных аминокислот, что в отсутствии остатков цистеина обеспечивает высокую устойчивость фермента в широком диапазоне рН и температуры. Протеиназа (32.5 к Да) характеризуется повышенным содержанием остатков Абх и 01х и имеет 1-3 остатка полуцистина на молекулу, что обеспечивает относительно стабильную конформацию. Фосфатаза (46 кДа), в молекуле которой отсутствуют свободные 8Н- группы или 8-8 связи, отличается лабильностью.

3. Изучаемые гидролитические ферменты, существенно различающиеся по физико-химическим свойствам, имеют разную локализацию и распределение между субклеточными фракциями и культуральной жидкостью. Эффективность секреции этих белков коррелирует с физико-химическими характеристиками ферментов, включая особенности структурной организации.

4. Изучаемые гидролазы относятся к ферментам катаболитного обмена, расщепляющим экзогенные субстраты. Образование внеклеточных форм этих ферментов, включая ферменты, локализованные в компартментах клеточной оболочки, корегулируются одинаковыми факторами.

5. Обнаружены гидролазы, секретируемые бактериями на разных стадиях спорообразования, при этом выявлена регуляторная взаимосвязь между синтезом тиолзависимой протеиназы и спорогенезом. Стабилизация мРНК путем полиаденилирования может представлять один из механизмов обеспечения высокого уровня синтеза и секреции ферментов в фазе замедления роста культуры.

Теоретическая и практическая значимость. Установленная закономерность между эффективностью освобождения ферментов в среду и их физико

10 химическими характеристиками является вкладом в формирование общего представления о механизмах секреции белков у бацилл. Полученные данные позволяют лучше понять отдельные этапы в секреции белков во взаимосвязи с их структурными особенностями и биосинтезом, и, в частности, механизмы освобождения белков в среду, которые отличаются у грамположительных и грамотрицательных бактерий. Эти данные полезны при разработке стратегии сбалансированного вывода белков из клеток бактерий для биотехнологических целей. В работе созданы основы для получения соответствующих внеклеточных гидролаз в количествах, необходимых для практического использования. Установлено, что РНКаза обладает ингибиторной активностью в отношении бактериофагов и фитопатогенных вирусов. Сведения о тиолзависимой сериновой протеиназе и фосфатазе В. ШегтесИт пополняют знания о белках соответствующих классов и полезны для уточнения их классификации, расширяют арсенал инструментов для научных исследований в молекулярной биологии и генной инженерии, поскольку субтилизиноподобные тиолзависимые протеиназы более стабильны, чем обычные субтилизины, а щелочная фосфатаза обладает двумя каталитическими функциями: ФМЭ и ФДЭ активностями. Данные о субстратной специфичности тиолзависимой протеиназы представляют особый интерес для прогнозирования участков множественного процессинга внеклеточных белков, в котором участвует этот фермент.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ I. ГИДРОЛИТИЧЕСКИЕ ФЕРМЕНТЫ БАЦИЛЛ

Заключение диссертации по теме «Микробиология», Шарипова, Маргарита Рашидовна

выводы

1. Установлено, что в период пост-экспоненциального роста бактерии В. intermedius наряду с рибонуклеазой секретируют щелочную фосфатазу и сериновую протеиназу. В отличие от РНКазы, выход ферментов возрастал в присутствии в среде ионов Со и Са соответственно. Активирующее действие на выход фосфатазы оказывали отсутствие в среде ортофосфата, низкие концентрации источников углерода (глюкоза, пируват, лактат - 5 мг/мл) и мононуклеотиды (0.02 мг/мл), на выход протеиназы - отсутствие глюкозы, присутствие в среде ортофосфата (0.2 мг/мл) и желатина (10 мг/мл).

2. Впервые выделены в гомогенном состоянии субтилизиноподобная тиолзависимая сериновая протеиназа (32.5 кДа) и щелочная фосфатаза (46 кДа), обладающие широкой субстратной специфичностью. Фосфатаза имеет фосфомоно- и фосфодиэстеразную активность, которые равнозначно

2+ 2+ активируются ионами Со и Са . Протеиназа обладает чувствительностью к реагентам на тиоловые группы, ионы Са участвуют в стабилизации белка. По сравнению с РНКазой, стабильной при рН 2-10 и устойчивой к нагреванию до 90°, протеиназа является относительно стабильным (рН 6.3-10.5; 10% инактивации за 30 мин при 55°), а фосфатаза лабильным белком (рН 8-10; 60% инактивации за 30 мин при 55°).

3. Выявлена различная степень эффективности секреции изучаемых белков в среду: активные фосфатаза (70%) и протеиназа (<10%) обнаружены в цитоплазматической мембране, в отличие от РНКазы, которая практически полностью освобождается бактериями в культуральную жидкость (>99% ), активная РНКаза идентифицирована только в клеточной стенке (<1%). Образование внеклеточных гидролаз и соответствующих ферментов, локализованных в клеточной оболочке, корегулируется одинаковыми факторами.

94- 94

4. Установлена необходимость участия ионов металлов (Со и

Са ) в заключительном этапе секреции, а именно при освобождении в среду фосфатазы и протеиназы. Эффективность секреции РНКазы зависит от скорости формирования элементов вторичной структуры в молекуле белка. Замена

187 аминокислоты Тгр-34, участвующей в образовании И-концевой а-спирали в структуре фермента, приводит к блокированию его секреции.

5. Выявлено, что мРНК исследуемых ферментов В. ШегтесИт полиаденилирована, вследствие чего увеличивается ее стабильность, способствующая сохранению высокого уровня синтеза гидролаз в фазах замедления и остановки роста культуры.

6. Показано, что физиологические функции фосфатазы и протеиназы, в отличие от РНКазы, не ограничиваются участием в катаболитных процессах, а вносят свой вклад и в процесс спорообразования у бацилл.

Заключение

Итак, из культуральной жидкости В. intermedius выделены в гомогенном состоянии и изучены наряду с известным белком, рибонуклеазой, сериновая протеиназа и щелочная фосфатаза. Гидролазы значительно различаются по физико-химическим свойствам и особенностям структурной организации. Это обстоятельство позволило использовать эти ферменты в качестве модельных белков для изучения секреции in vivo. Установлено, что путь секреции фосфатазы и протеиназы включает функционально-активную мембраносвязанную форму, тогда как РНКаза не идентифицирована в мембране и практически полностью (>99%) освобождается в среду. Причем, высоко лабильная щелочная фосфатаза остается связанной с мембраной в количестве 70% от всего секретируемого белка. Полученные данные свидетельствуют, что высоко устойчивые к внешним воздействиям белки эффективно освобождаются бактериями в культуральную жидкость, в окружающей среде такие ферменты длительное время сохраняют активную конформацию. Гидролазы интенсивно секретируются в фазах замедления и остановки роста культуры и участвуют в катаболитных процессах, при этом мРНК соответствующих белков стабилизируются путем полиаденилирования. РНКаза и протеиназа являются ферментами эндонуклеолитического типа действия и атакуют в качестве субстратов высокомолекулярные соединения (белки и нуклеиновые кислоты). По данным литературы органические вещества с молекулярной массой >60 кДа не могут самостоятельно проникнуть через матрикс клеточной стенки (Merchante et al., 1995). Бактерии вынуждены мобилизовать механизм экспорта гидролитических ферментов. Выполнение физиологической функции этих белков зависит от времени их жизни в окружающей среде, увеличение которого достигается путем стабилизации структурной организации полипептидов с относительно небольшой молекулярной массой (до 60 кДа).

В отличие от РНКазы и протеиназы, фосфатаза способна отщеплять Фн от низкомолекулярных субстратов, отдавая предпочтение мононуклеотидам, а также, как в случае фосфатаз В. intermedius и В. subtilis (Eder et al., 1996), способна расщеплять в дополнение ФМЭ еще и ФДЭ связи, например, в отношение тейхоевых кислот, локализованных в клеточной стенке. Клеткой реализован механизм экспорта, приводящий к преимущественному заякореванию белка на мембране. Синтез последнего, вместе с синтезом мембранных белков системы транспорта неорганического фосфата (Qi and Hulett, 1998; Liu et al., 1998), находится под контролем Pho-регуляции. Мембрана, в то же время, способствует стабилизации белковой глобулы, чтобы обеспечить выполнение метаболической функции этого фермента и, таким образом, участвует в регуляции его активности. Таким образом, сосуществование у бацилл различных способов освобождения белков в культуральную жидкость в зависимости от физико-химических характеристик секретируемых полипептидов, позволяет этим бактериям быстро адаптироваться к условиям окружающей среды.

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Шарипова, Маргарита Рашидовна, 2000 год

1. Берман А.Е., Горнаева Н.П., Мазуров В.И. Особенности биоспецифической хроматографии поли(А) содержащих РНК на поли(Ц)-сефарозе. // Биохимия, 1978. Т. 43. Вып. 10. С. 1830-1837.

2. Вееке Б. Ракетный иммуноэлектрофорез. В кн.: Руководство по количественному иммуноэлектрофорезу. Методы и применение. М.: Мир, 1977. С. 43-57.

3. Гааль Э., Медьеши Г., Верецки JI. Электрофорез в разделении биологических макромолекул. М.: Мир, 1982. 446 с.

4. Голубенко H.A., Лещинская И.Б., Дудкин С.М. Рибонуклеаза Bacillus intermedins 7Р. Исследование структурно-функциональной роли остатков триптофана с помощью химической модификации. // Биоорган, химия, 1981. Т. 7. No. 8. С. 1201-1208.

5. Голубенко И.А., Лещинская И.Б., Карпейский М.Я., Яковлев Г.И. Изучение функциональной роли гистидина-101 рибонуклеазы Bacillus intermedins 7Р. // Биоорган, химия, 1982. Т. 8. No. 8. С. 1108-1118.

6. Гришина И.Б., Болотина И.А., Есипова Н.Г., Павловский А.Г., Макаров A.A. Локализация энергетических доменов в рибонуклеазе Bacillus intermedins 7Р. //Молекуляр. биология, 1989. Т. 23. Вып. 5. С. 1455-1468.

7. Гусев М.В., Минеева Л.А. Микробиология. М.:Изд-во МГУ, 1992. С. 66-80.

8. Дебабов В.Г., Лившиц В.А. Современные методы создания промышленных штаммов микроорганизмов. М.: Высшая школа, 1988. 208 с.

9. Егоров Н.С., Лория Ж.К., Брюкнер Б. Регуляция синтеза внеклеточных протеолитических ферментов у микроорганизмов. // Успехи микробиологии, 1977. No. 12. С. 59-79.

10. Ю.Ерохина Л.И., Добржанская Е.О. Щелочные протеиназы рода Bacillus. В кн.: Биосинтез микроорганизмами нуклеаз и протеаз, Имшенецкий A.A. (ред.). М.: Наука, 1979. С. 244-280.

11. Ицкович Е.Л., Знаменская Л.В., Балабан Н.П., Ершова Т.А., Лещинская И.Б. Биосинтез щелочной внеклеточной протеиназы Bacillus intermedins. II Микробиология, 1995. Т. 64. No. 5. С. 623-629.

12. Каверзнева Е. Д. Стандартный метод определения протеолитической активности комплексных препаратов протеаз. // Прикладн. биохим. и микробиол. 1971. Т. 7. Вып. 2. С. 225-228.

13. Карпейский М.Я., Ханданян Л.Ж., Чепурнова Н.К., Платонов A.JL, Яковлев Г.И. Изучение субстрантой специфичности и механизма действия рибонуклеазы Bacillus intermedius 7Р. // Биоорган, химия, 1981. Т. 7. No. 11. С. 1669-1679.

14. Крейер В.Г., Руденская Г.Н., Ландау Н.С., Смирнов Л.В., Тимохина Е.А., Егоров Н.С., Степанов В.М. Внеклеточная химотрипсиноподобная протеиназа Streptomyces spheroides 35. //Биохимия, 1984. Т. 49. С. 1890-1898.

15. Лещинская И.Б., Сайманова P.A., Булгакова Р.Ш., Капранова М.Н., Голубенко И.А. Штамм бактерий Bacillus intermedius 7Р продуцент щелочной внеклеточной рибонуклеазы. А. С. No. 587176. Бюлл. изобр., 1978. No. 1. С. 74.

16. Лещинская И.Б., Балабан Н.П., Капранова М.Н., Голубенко И.А. Современные методы изучения нуклеиновых кислот и нуклеаз микроорганизмов. Казань: Изд-во КГУ, 1980. 118 с.

17. Люблинская Л.А., Воюшина Т.Л., Степанов В.М. р-Нитроанилиды пироглутамилпептидов хромогенные субстраты сериновых протеиназ. // Биоорган, химия, 1987. Т. 13. No. 6. С. 748-753.

18. Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Д. Методы генетической инженерии. Молекулярное клонирование. М.: Мир, 1984. С. 241-255.

19. Михалева Н.И., Калинин А.Е., Молотковский Ю.Г. Несмеянова М.А. Взаимодействие предшественника щелочной фосфатазы Е. coli с искусственными фосфолипидными мембранами. //Биохимия, 1996. Т. 62. С. 212-224.

20. Перт С. Дж. Основы культивирования микроорганизмов и клеток. М.: Мир. 1980.331 с.

21. Ромахина Е.Р. Регуляция биосинтеза внеклеточной рибонуклеазы Bacillus intermedius. Автореф. дис. канд. биол. наук. Казань. - 1991.

22. Руденская Г.Н. Новые подсемейства субтилизинов. // Биоорган, химия, 1994. Т. 20. No. 5. С. 475-484.

23. Руденская Г.Н. Глутамилэндопептидазы микроорганизмов новое подсемейство химотрипсиновых протеиназ. // Биоорган, химия, 1998. Т. 24. No. 4. С. 256-261.

24. Степанов В.М., Руденская Г.Н., Нестерова Н.Г., Куприянова Т.И., Хохлова Ю.М., Усайте И.А., Логинова Л.Г., Тимохина Е.А. Сериновая протеиназа Thermoactinomyces vulgaris шт. ИНМИ-4а. // Биохимия, 1980. Т. 45. No. 10. С. 1871-1879.

25. Степанов В.М., Руденская Г.Н., Васильева Л.И., Крестьянова И.Н., Ходова О.М., Бартошевич Ю.Э. Сериновая протеиназа II из Acremonium chrusogenum. II Биохимия., 1986. Т. 51. No. 9. С. 1476-1483.

26. Тепляков A.B., Куранова И.П., Арутюнян Э.Г., Фроммель К., Хене В. Кристаллическая структура термитазы и стабильность субтилизинов. // Биоорган, химия, 1990. Т. 16. No. 4. С. 437-447.

27. Умнова Н. С., Шахнина С.Л., Павлова И.П. Разработка иммуноферментного метода для выявления Francisella tularensis. II Журн. микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии, 1986. No. 2. С. 87.192

28. Хайдарова Н.В., Руденская Г.Н., Ревина Г.Н., Степанов В.М. Егоров Н.С. Тиолзависимая сериновая протеиназа Streptomyces thermovulgaris. II Биохимия. 1990. Т. 55. N6. С. 1110-1118.

29. Честухина Г.Г., Епремян А.С., Гайда А.В., Остерман А.Л., Ходова О.М., Степанов В.М. Тиолзависимые сериновые протеиназы. II. Внеклеточная сериновая протеиназа Bacillus cereus. II Биоорган, химия, 1982. Т. 8. No. 12. С. 1649-1658.

30. Шлегель Г. Общая микробиология. М.: Мир, 1987. С. 76-81.

31. Шульга А.А., Окороков А.Л., Панов К.И., Курбанов Ф.Т., Чернов Б.К., Скрябин К.Г., Кирпичников М.П. Суперпродукция рибонуклеазы Bacillus intermedins 7Р (биназы) в Escherichia coli. II Молекуляр. биология, 1994. Т. 28. Вып. 2. С. 453-463.

32. Янкина Н.Ф., Ванеева Л.И. Разработка метода получения коньюгата пероксидазы с антииммуноглобулином для иммуноферментного анализа. // Журн. микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии, 1985. No. 1. С. 35-40.

33. Albano М., Hahn J., Dubnau D. Expression of competence genes in Bacillus subtilis. II J. Bacteriol. 1987. V. 169. P. 3110-3117.

34. Akita M., Sasaki S., Matsuyami S.-I., Mizushima S. SecA interacts with secretory proteins by recognizing the positive charge at the amino terminus of the signal peptide in Escherichia coli. II J. Biol. Chem., 1990. V. 265. P. 8164-8169.

35. Akiyama Y., Ogura Т., Ito K. Involvement of FtsH in protein assembly into and through the membrane. I. Mutation that reduce retention efficiency of a cytoplasmic reporter. // J. Biol. Chem., 1994a. V. 269. No. 7. P. 5218-5224.

36. Akiyama Y., Shirai Y., Ito K. Involvement of FtsH in protein assembly into and through the membrane. II. Dominant mutations affecting FtsH functions. // J. Biol. Chem., 1994b. V. 269. No. 7. P. 5225-5229.193

37. Asseldonk M., Vos W.M., Simons G. Functional analysis of the Lactococcus lactis usp45 secretion signal in the secretion of a homologous proteinase and a heterologous a-amylase. //Mol. Gen. Genet., 1993. V. 240. P. 428-434.

38. Astrup T., Mullertz S. The fibrin plate method for estimating fibrinolytic activity. // Arch. Biochem Biophys., 1952. V. 40. P. 346-351.

39. Baba T., Taura T., Shimoike T., Akiyama Y., Yoshihisa T., Ito K. A cytoplasmic domain is important for the formation of a SecY-SecE translocator complex. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1994. V. 91. P. 4539-4543.

40. Bardwell J., Regnier P., Chen S., Nakamura Y., Greenberg J., Manago M., Court D. Autoregulation of RNase III operon by mRNA processing. // EMBO J., 1989. V. 8. No. 11. P. 625-637.

41. Baudet S., Janin J. Crystal structure of a barnase-d(GpC) complex at 1.9 A resolution. //J. Mol. Biol., 1991. V. 219. P. 123-132.

42. Beall B., Lutkenhaus J. FtsZ in Bacillus subtilis is required for vegetative septation and for asymmetric septation during sporulation. // Gen. Development, 1991. V. 5. P. 447-455.

43. Bernstein H.D., Poritz M.A., Strub K., Hoben P.J., Brenner S., Walter P. Model for signal sequence recognition from amino-acid sequence of 54K subunits of signal recognition particle. //Nature (London), 1989. V. 340. P. 482-486.

44. Benyahia F., Chambert R., Petit-Glatron M.F. Levansucrase of Bacillus subtilis: effect on the secretion process of signale amino acid substitutions in the mature part of the protein. // J. Gen. Microbiol., 1988. V. 134. P. 3259-3268.

45. Betzel C., Pal G.P., Saenger W. Three dimensional structure of proteinase K at 0.15-nmresolution. //Eur. J. Biochem., 1988. V. 178. P. 155-171.194

46. Betzel C., Teplyakov A.V., Harutyunyan E.H., Saenger W., Wilson K.S. Thermitase and proteinase K: a comparison of the refined three-dimensional structure of the native enzymes. // Protein Engineer., 1990. V. 3. No. 3. P. 161-172.

47. Beveridge T.J. The periplasm space and the periplasm in gram-positive and gram-negative bacteria. // ASM News, 1995. V. 61. P. 125-130.

48. Bieker K.L., Silhavy T.J. PrlA (SecY) and PrlG (SecE) interact directly and function sequentially during protein translocation in E. coli. II Cell, 1990. V. 61. P. 833-842.

49. Biet F., Berjeaud J.M., Worobo R.W., Cenatiempo Y., Fremaux C. Heterologous expression of the bacteriocin mesentericin Y105 using the dedicated transport system and the general secretion pathway. // Microbiology, 1998. V. 144. P. 2845-2854.

50. Bittman R. J. Studies of the binding of ethidium bromide to transfer ribonucleic acid: absorption, fluorescence, ultracentrifugation and kinetic investigations. // Mol. Biol., 1969. V. 46. No. 2. P. 251-268.

51. Blaszczak A., Georgopoulos C., Liberek K. On the mechanism of FtsH-dependent degradation of the sigma 32 transcriptional regulator of Escherichia coli and the role of the DnaK chaperone machine. // Mol. Microbiol., 1999. V. 31. P. 157-166.

52. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein binding. // Anal. Biochem., 1976. V. 72. P. 248-257.

53. Brown J., Reeve J. Polyadenylated noncapped mRNA from the archebacterium Methanococcus vanieli. II J. Bacterid., 1985. V. 162. No. 3. P. 909-917.

54. Bode W. Paramokos E., Musil D. The high-resolution X-ray crystal structure of the complex formed between subtilisin Carlsberg and elgin C, an elastase inhibitor from the leech Hirudo medicinalis. II Eur. J. Biochem., 1987. V. 155. P. 673-693.

55. Both G.W., Mclnnes J.E., Hanlon J.E., May B.K., Elliott W.H. Evidence for an accumulation of messenger RNA specific for extracellular protease and its relevance to the mechanism of enzyme secretion in bacteria. // J. Mol. Biol., 1972. V. 67. P. 199217.

56. Bott R., Ultsch M., Kossiakoft A. The three dimensional structure of Bacillus amiloliquefaciens subtilisin at 1.8 A and an analysis of structural consequences of peroxide inactivation. //J. Biol. Chem., 1988. V. 263. N 16. P. 7895-7906.

57. Bosch D., de Boer P., Bitter W., Tommassen J. The role of the positively charged N-terminus of the signal sequence of E. coli outer membrane protein PhoE in export. // Biochim. Biophys. Acta., 1989. V. 979. P. 67-76.

58. Boyd D., Traxler B., Beckwith J. Analysis of the topology of a membrane protein by using a minimum number of alkaline phosphatase fusions. // J. Bacteriol., 1993. V. 175. No. 2. P. 553-556.

59. Bookstein C., Edwards C.W., Kapp N.V., Hulett F.M. The Bacillus subtilis 168 alkaline phosphatase III gene: Impact of a phoAIII mutation on total alkaline phosphatase synthesis. // J. Bacteriol., 1990. V. 172. No. 7. P. 3730-3737.

60. Borchert T.V., Nagarajan V. Effect of signal sequence alterations on export of levansucrase in Bacillus subtilis. H J. Bacteriol., 1991. V. 173. No. 1. P. 276-282.

61. Bossi M., Hoylaerts M.F., Mill N.J.L. Modifications in a flexible surface loop modulate thee isozyme-specific properties of mammalian alkaline phosphatase. // J. Biol. Chem., 1993. V. 268. P. 2540.

62. Brundage L. Hendrick J.P., Schiebel E., Driessen A.J.M., Wickner W. The purified E. coli integral membrane protein SecY/E is sufficient for reconstitution of SecA-dependent precursor protein translocation. // Cell, 1990. V.62. P. 649-657.

63. Burbulys D., Trach A., Hoch J.A. Initiation of sporulation in Bacillus subtilis is controlled by a multicomponent phosphorelay. // Cell, 1991. V. 64. No. 2. P. 545-552.

64. Cashel M., Freese E. Excretion of alkaline phosphatase by Bacillus subtilis. II Biochem. Biophys. Res. Commun., 1964. V. 16. P. 541-544.

65. Chambert R., Petit-Glatron M.F. Reversible thermal unfolding of Bacillus subtilis levansucrase ismodulated by FeJT and Ca . // FEBS Lett, 1990. V. 275. P. 6164.

66. Chambert R, Petit-Glatron M.F. Immobilization of levansucrase on calcium phosphate gel increases strongly its polymerase activity. // Carbohydr. Res, 1993. V. 244. P. 129-136.

67. Chambert R, Haddaoui E. A, Petit-Glatron M.F. Bacillus subtilis levansucrase: the efficiency of the second stage of secretion is modulated by external effectors assisting folding. //Microbiology, 1995. V. 141. P. 997-1005.

68. Chen M, Nagarajan V. The roles of signal peptide and mature protein in RNase (barnase) export from Bacillus subtilis. // Mol. Gen. Genet, 1993. V. 239. P. 409-415.

69. Chibazakura T, Kawamura F, Takahashi H. Differential regulation of spoOA transcription in Bacillus subtilis: glucose represses promoter switching at the initiation of sporulation. // J. Bacteriol, 1991. V. 173. P. 2625-2632.

70. Clarke J, Fersht A.R. Engineered disulfide bonds as probes of the folding pathway of barnase: increasing the stability of proteins against the rate of denaturation. //Biochemistry, 1993. V. 32. No. 16. P. 4322-4329.

71. Coleman G, Brown S, Stormonth D.A. A model for the regulation of bacterial extracellular enzyme and toxin biosynthesis. // J. Theor. Biol, 1975. V. 52. No. 1. P. 143-148.

72. Collier D.N. SecB: a molecular chaperone of the Eschrichia coli protein secretion pathway. // Adv. Protein Chem, 1993. V. 44. P. 151-193.197

73. Connolly T., Rapiejko P.J., Gilmore R. Requirement of GTP hydrolysis for dissociation of the signal recognition particle from its receptor. // Science, 1991. V. 252. P. 1171-1173.

74. Dalbey R.E., Wickner W. Leader peptidase catalyzes the release of exported protein from the outer surface of the Eschrichia coli plasma membrane. // J. Biol. Chem., 1985. V. 260. P. 15925-15931.

75. De Vrije T., de Swart R.L., Dowhan W., Tommassen J., de Kruijff B. Phosphatidylglycerol is involved in protein translocation across Escherichia coli inner membrane. //Nature, 1988. V. 334. P.173-175.

76. Dijl J. M., Jong A., Vehmaanpera J., Venema G., Bron S. Signal peptidase I of Bacillus subtilis: patterns of conserved amino acids in prokaryotic type I signal peptidases. // EMBO J., 1992. V. 11. P. 2819-2828.

77. Doyle R.J. How cell walls of Gram-positive bacteria inteeract with metal ions. In Metal ions and Bacteria. Beveridge T.J., Doyle R.J. (eds.). New York: John Wiley and sons, 1990. P. 275-293.

78. Dubnau D. Genetic competence in Bacillus subtilis. II Microbiol. Rev., 1991. V. 55. No. 3. P. 395-424.

79. Duffaud G., Inouye M. Signal peptidase recognise a structural feature at the cleavage site of secretory proteins. J. Biol. Chem., 1988. V. 263. P. 10224-10228.

80. Eder S., Shi L., Jensen K., Yamane K., Hulett F.M. A Bacillus subtilis secreted phosphodiesterase/alkaline phosphatase is the product of a Pho regulon gene, phoD. // Microbiology, 1996. V. 142. P. 2041-2047.

81. Egnell P., Flock J.-I. The subtilisin Carlsberg pro-region is a membrane anchorage for two fusion proteins produced in Bacillus subtilis. II Gene, 1991. V. 97. P. 49-54.

82. Emr S.D., Silhavy T.J. Importance of secondary structure in the signal sequence for protein secretion. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1983. V. 80. P. 4599-4603.

83. Errington J. Bacillis subtilis sporulation: regulation of gene expression and control of morphogenesis. //Microbiol. Rev., 1993. V. 57. No. 1. P. 1-33.198

84. Eymann C., Mach H., Harwood C.R., Hecker M. Phosphate-starvation-inducible proteins in Bacillus subtilis: a two-dimensional gel electrophoresis study. // Microbiology, 1996. V. 142. P. 3163-3170.

85. Fabret C., Fehev V.A., Hoch J.A. Two-component signal transduction in Bacillus subtilis: how one organism sees its world. // Bacteriol., 1999. V. 181. P. 19751984.

86. Fath M.J., Kolter R. ABC Transporters: bacterial exporters. // Microbiol. Rev., 1993. V. 57. No. 4. P. 995-1017.

87. Ferenci T., Silhavy T.J. Sequence information required for protein translocation from the cytoplasm. // J. Bacteriol., 1987. V. 169. P. 5339-5342.

88. Ferrarri E., Howard S., Hoch J. Effect of stage 0 sporulation mutants on subtilisin expression. // J. Bacteriol., 1986. V. 166. P. 173-179.

89. Ferrarri E., Henner D., Perego M., Hoch J. Trancription of Bacillus subtilis subtilisin and expression of subtilisin in sporulation mutants. // J. Bacteriol., 1988. V. 170. P. 289-295.

90. Fersht A.R., Matouschek A., Serrano L. The folding of an enzyme. I. Theory of protein engineering analysis of stability and pathway of protein folding. // J. Mol. Biol., 1992. V. 224. P. 771-782.

91. Freudl R. Protein secretion in Gram positive bacteria. // Biotechnology, 1992. V. 1992. V. 23. P. 231-240.

92. Fujishige A., Smith A., Silen K.R. Agard D.A. Correct folding of a-lytic protease is required for its extracellular secretion from Eschrichia coli. II J. Cell Biol., 1992. V. 118. P. 33-42.

93. Fujiwara N., Masui A., Imanaka T. Purification and properties of the highly thermostable alkaline protease from an alkaliphilic and thermophilic Bacillus sp. II J. Biotechnol., 1993. V. 30. No. 2. P. 245-256.

94. Galluscher A., Kuhn A. Initial steps in protein membrane insertion. Bacteriophage M13 procoat protein binds to the membrane surface by electrostatic interaction. // EMBO J., 1990. V. 9. P. 2723-2729.199

95. Gardel C., Johnson K, Jacq A., Beckwith J. The secD locus of E. coli codes for two membrane proteins required for protein export. // EMBO J., 1990. V. 9. P. 3209-3216.

96. Geller B.L. Electrochemical potential releases a membrane-bound secretion intermediate of maltose-binding protein in Escherichia coli. II J. Bacteriol., 1990. V. 172. P. 4870-4876.

97. Gierash L.M. Signal sequences. // Biochemistry, 1989. V. 28. P. 923-930.

98. Glenn A.R., Mandelstam J. Sporulation in Bacillus subtilis 168. Comparison of alkaline phosphatase from sporulating and vegetative cells. // Biochem. J., 1971. V. 123. P. 129-138.

99. Ghosh R., Ghosh A., Ghosh B.K. Properties of the membrane-bound alkaline phosphatase from glucose- and lactate-grown cells of Bacillus subtilis SB 15. // J. Biol. Chem., 1977. V. 252. No. 19. P. 6813-6822.

100. Gopalakrishna J., Sarkar N. Selective resistant of bacterial polyadenylate-containing RNA to hydrolisis by guanosine-3'-5'-monophosphate sensitive nuclease of Bacillus brevis. II Biochem. Biophys. Res. Commun., 1981. V. 103. No. 2. P. 454-460.

101. Gopalakrishna J., Sarkar N. Characterization of polyadenylate-conteining RNA from B. subtilis. II J. Biol. Chem, 1982. V. 257. No. 2. P. 2747-2750.

102. Gottesman S. Regulation by proteolysis: developmental switches. // Curr. Opin. Microbiol, 1999. V. 2. No. 2. 142-147.

103. Gottesman S, Wickner S, Maurizi M.R. Protein quality control: triage by chaperones and proteases. // Genes Dev., 1997. V. 11. No. 7. P. 815-823.

104. Gottesman S, Clark W, P, Crecy-Lagard V, Maurizi M.R. Autoregulation of the Escherichia coli heat shock response by the DnaK and DnaJ heat proteins. // J. Biol. Chem, 1993. V. 265. P. 22618-22626.

105. Gottesman S, Maurizi M.R. Regulation by proteolysis: energy-dependent proteases and their targets. // Microbiol. Rev, 1992. V. 56. P. 592-621.

106. Graham L.L, Beveridge T.J, Nanninga N. Periplasmic space and the concept of periplasm. // Trends Biochem. Sci, 1991. V. 16. P. 328-329.200

107. Graham L.L., Beveridge T.J. Structural differentiation of the Bacillus subtilis 168 cell wall. // J. Bacteriol., 1994. V. 176. No. 5. P. 1413-1421.

108. Guillet V., Lapthorn A., Hartley R.W., Mauguen Y. Recognition between a bacterial ribonuclease, barnase, and its natural inhibitor, barstar. // Structure, 1993. V. l.P. 165-177.

109. Gurdon J., Jane C., Woodland A., Mariak G. Use of frog eggs in oocytes for the study of mRNA and its translation in living cells. // Nature, 1971. V. 233. No. 1. P. 177-182.

110. Haandrikman A.J., Kok J., Laan H., Soemitro S., Ledeboer A.M., Konings W.N., Yenema G. Identification of a gene required for maturation of an extracellular lactococcal serine proteinase. // J. Bacteriol., 1989. V. 171. P. 2789-2794.

111. Haddaoui E. A., Petit-Glatron M.F., Chambert R. Characterization of a new cell-bound a-amylase in Bacillus subtilis 168 Marburg that is only immunologically related to the exocellular a-amylase. // J. Bacteriol., 1995. V. 177. No. 17. P. 5148-5150.

112. Haldenwang W.G. The sigma factors of Bacillus subtilis. II Microbiol. Rev., 1995. V. 59. No. l.P. 1-30.

113. Hanschke R., Hecker M. Eigenschaften, vorkommen und funktion polyadenylierter RNS inprokaryoten. //Biol. Rundsch., 1987. Bd. 25. S. 167-178.

114. Hartley R.W. Barnase and barstar. Expression of its cloned inhibitor permits expression of a cloned ribonuclease. // J. Mol. Biol., 1988. V. 202. P. 913-915.201

115. Hartley R.W. Barnase and barstar: two small proteins to fold and fit togerher. // Trends Biochem. Sci, 1989. V. 14. P. 450-454.

116. Hase C.C., Finkelstein R.A. Bacterial extracellular zinc-containing metalloproteases. //Microbiol. Rev, 1993. V. 57. No. 4. P. 823-837.

117. Hayashi S, Wu H.C. Lipoproteins in bacteria. // J. Bioenerg. Biomembr, 1990. V. 22. P. 451-472.

118. Heijne G, Abrahmsen L. Species-specific variation in signal peptide design. // FEBS Lett, 1989. V. 244. P. 439-446.

119. Heijne G. Membrane protein structure prediction, hydrophobicity analysis and the positive inside rule. // J. Mol. Biol, 1992. V. 225. P. 487-494.

120. Herman C, Thevenet D, D'Ari, Bouloc P. Degradation of a32, the heat shock regulator in E. coli, is governed by HflB. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995. V. 92. P. 3516-3520.

121. Hemila H, Palva A, Paulin L, Arvidson S, Palva I. Secretory S complex of Bacillus subtilis: sequence analysis and identity to pyruvate dehydrogenase. // J. Bacteriol, 1990. V. 172. P. 5052-5063.

122. Hemila H, Pokkinen M, Palva I. Improving the production of E. coli (3-lactamase in Bacillus subtilis: the effect of glucose, pH and temperature on the production level. // J. Biotechnol, 1992. V.26. P. 245-256.

123. Hill C, Dobson G, Hienemann U, Saenger W, Mitsui Y, Nakamura K, Borisov S, Tischenko G, Polyakov K, Pavlovsky S. The structural and sequence homology of a family of microbial ribonucleases. // TIBS, 1983. V. 8. P. 364-369.

124. Hirst T.R, Weelch R.A. Mechanisms for secretion of extracellular proteins by Gram-negative bacteria. // Trends Biochem. Sci, 1988. V. 13. P. 265-269.

125. Ho S.N, Hunt H.D, Horton R.M, Pullen J.K, Pease L.R. Site-direct mutagenesis by overlap extension using the polymerase chain reaction. // Gene, 1989. V. 77. P. 51-59.

126. Hu Z., Zhu X., Jordan F., Inouye M. A covalently trapped folding intermediate of subtilisin E: spontaneous dimerization of a prosubtilisin E Ser49Cys mutant in vivo and its autoprocessing in vitro. II Biochemistry, 1994. V. 33. P. 562-569.

127. Huez G., Marbaix G., Hubert E., Gleuter Y., Leclerc Q., Chantrenne H. Readelation of polyadenylate. Free globin messnger RNA restores its stability in vivo. II Eur. J. Biochem., 1975. V. 59. No. 3. P. 589.

128. Hulett F.M., Bookstein C., Jensen K. Evidence for two structural genes for alkaline phosphatase in Bacillus subtilis. II J. Bacterid., 1990. V. 172. P. 735-800.

129. Hulett F.M. The signal-transduction network for Pho regulation in Bacillus subtilis (MicroReview). Mol. Microbiol., 1996. V. 19. No. 5. P. 933-939.

130. Hussain I., Tsukagoshi N., Udaka S. Characterization of polyadenylated RNA in a protein-producting bacterium Bacillus brevis 47. // J. Bacteriol., 1982. V. 151. No. 3. P. 1161-1170.203

131. Hydrean C., Ghosh A., Nallin M., Ghosh B.K. Interrelationship of carbohydrate metabolism and alkaline phoshpatase synthesis in Bacillus licheniformis 749/c. //J. Biol. Chem., 1977. V. 252. No. 19. P. 6806-6812.

132. Ichishima E., Takada Y., Taira K., Takeuchi M. Specificities of extracellular and ribosomal serine proteinases from Bacillus natto, a food microorganism. //Biochim. Biophys. Acta, 1986. V. 869. P. 178-184.

133. Imanaka T., Oshihara W., Himeno T., Aiba S. Comparative studies on extracellular penicillinases of the same structural gene, penP, expressed in Bacillus licheniformis and Bacillus subtilis. // J. Gen. Microbiol., 1983. V. 129. P. 2621-2628.

134. Imanaka T., Shibazaki M., Takagi M. A new way of enhancing the thermostability of proteases. //Nature, 1986. V. 324. P. 695-698.

135. Ikemura H., Inouye M. In vitro processing of pro-subtilisin produced in Escherichia coli. II J. Biol. Chem., 1988. V. 263. P. 12959-12963.

136. Ikemura H., Takagis H., Inouye M. Requirement of pro-sequence for the production of active subtilisin E in Escherichia coli. II J. Biol. Chem., 1987. V. 262. P. 7859-7864.

137. Itoh Y., Sumi M., Nakamura K., Yamane K. Processing of an NH2-terminally extended thermostable a-amylase by Bacillus subtilis alkaline protease. // J. Biochem, 1990. V. 108. P. 954-959.

138. Izui K., Nielsen J.B.K., Caulfieeld M.P., Lampen J.O. Large exopenicillinase, initial extracellular form detected in cultures of Bacillus licheniformis. //Biochemistry, 1980. V. 19. P. 1882-1886.

139. Jacobs M., Eliasson M., Uhlen M., Flock J.-I. Cloning, sequencing and expression of subtilisin Carlsberg from Bacillus licheniformis. II Nucl. Acids Res., 1985. V. 13. P. 8913-8926.204

140. Jain R.G., Rusch S.L., Kendall D.A. Signal peptide cleavage regions. Functional limits on length and topological implications. // J. Biol. Chem., 1994. V. 269. No. 23. P. 16305-16310.

141. Jany K.D., Mayer B. Proteinase K from Tritirachium album Limber. I. Molecular mass and sequence around the active serine residue. // Hopper. Seyler., 1985. V. 336. P. 485-492.

142. Joly J.C., Leonard M.R., Wickner W.T. Subunit dynamics in Escherichia coli preprotein translocase. // Prot. Natl. Acad. Sci USA, 1994. V. 91. P. 4703-4707.

143. Kapp N.V., Edwards C.W., Chesnut R.S., Hulett F.M. The Bacillus subtilis phoAIV gene: effect of in vitro inactivation on total alkaline phosphatase production. // Gene, 1990. V. 96. P. 95-100.

144. Karnik P., Gopalakrishna Y., Sarkar N. Construuction of a cDNA library from polyadenylated RNA of Bacillus subtilis and the denaturation of some 3'-terminal sequences. // Gene, 1986. V. 49. No. 1. P. 161-165.

145. Kemper M.A., Urrutia T.J., Beveridge A.L., Doyle R.J. Proton motive force may regulate cell wall associated enzymes of Bacillus subtilis. II J. Bacteriol., 1993. V. 175. P. 5690-5696.

146. Kerjan P., Szulmaister I. Isolation and characterization of polyadenylated RNA species from sporulating cells of Bacillus subtilis. // Biochem. Biophys. Res. Commun., 1980. V. 93. N. 1. P. 201-208.

147. Kihara A., Akiyama Y., Ito K. FtsH is required for proteolytic elimination of uncomplexed forms of SecY, an essential protein translocase subunit. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995. V. 92. P. 4532-4536.

148. Killian J.A., de Jong A.M.P.,Bijvelt J., Verkleij A.J., de Kruijff B. Induction of non-bilayer lipid structures by functional signal peptides. // EMBO J., 1990. V. 9. P. 815-819.205

149. Kim E. E, Wyckoff H.W. Structure of alkaline phosphatase. // Clin. Chim. Acta, 1989. V. 186. P. 175.

150. Kim J-W, Peterson T, Bee G, Hulett F.M. Bacillus licheniformis MC14 alkaline phosphatase I gene with an extendeed COOH-terminus. // FEMS Microbiol. Lett, 1998. V. 159. P. 47-58.

151. Klier A, Msadek T, Rapoport G. Positive regulation in the Gram-positive bacterium: Bacillus subtilis. II Annu. Rev. Microbiol, 1992. V. 46. P. 429-459.

152. Krieg U.C, Walter P, Johnson A.E. Photo-crosslinking of the signal sequence of nascent preprolactin to the 54-kilodalton polypeptidee of the signal recognition particle. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1986. V. 83. P. 8604-8608.

153. Koch A. Gram-positive rod-shaped organisms: Bacillus subtilis. In Bacterial Growth and Form. New York: Chapman and Hall, 1995. P. 219-249.

154. Kontinen V.P, Sarvas M. Mutants of Bacillus subtilis defective in protein export. // J. General Microbiol, 1988. V. 134. P. 2333-2344.

155. Kontinen V.P, Saris P, Sarvas M. A gene (prsA) of Bacillus subtilis involved in a novel, late stage of protein export. // Mol. Microbiol, 1991. V. 5. No. 5. P. 1273-1283.

156. Kontinen V.P, Sarvas M. The PrsA lipoproteein is essential for protein secretion in Bacillus subtilis and sets a limit for high-level secretion. // Mol. Microbiol, 1993. V. 8. No. 4. P. 727-732.

157. Kuhn A, Kreil G, Wickner W. Recombinant forms of M13 procoat with an OmpA leader sequence or a large carboxy-terminal extension retain their independence of secY function. //EMBO J, 1987. V. 6. P. 501-505.

158. Kuhn A, Zhu H.-Y, Dalbey R.E. Efficient translocation of positively charged residues of M13 procoat protein across the membrane excludes electrophoresis as the primary force for membrane insertion. // EMBO J, 1990. V. 9. P. 2385-2389.206

159. Kumamoto C.A. Molecular chaperones and protein translocation across the Escherichia coli inner membrane. // Mol. Microbiol., 1991. V. 5. P. 19-22.

160. Kusser W, Fiedler F. Teichoicase from Bacillus subtilis Marburg. // J. Bacterid., 1983. V. 155. P. 302-310.

161. Laemmli U. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophaga T-4. // Nature, 1970. V. 227. P. 680-685.

162. Lampen J.O., Wang W., Mezes P.S.F., Yang Y. p-Lactamases of bacilli: nature and proceessing. In Genetics and biotechnology of Bacilli, A.T. Ganesan and J. Hoch (ed.). New York: Academic Press, Inc., 1984. P. 129-140.

163. Lazarevic V., Karamata D. The tagGH operon of Bacillus subtilis 168 encodes a two-copmponent ABC transporter involved in the metabolism of two wall teichoic acids. // Mol. Microbiol., 1995. V. 16. No. 2. P. 345-355.

164. Le Hegarat J.C., Anagnostopoulos C. Purification, subunit structure and properties of two repressible phosphohydrolases of Bacillus subtilis. II Eur. J. Biochem., 1973. V. 39. P. 525-539.

165. Lee S. C., Ollins P.O. Effect of overproduction of heat shock chaperones GroELS and DnaK on human procollagenase production in E. coli. II J. Biol. Chem., 1992. V. 267. P. 2849-2852.

166. Lee J.W.K., Edwards C.W., Hulett F.M. Bacillus licheniformis Apase I gene promoter: a strong well-regulated promoter in B. subtilis. II J. Gen. Microbiol., 1991. V. 137. P. 1127-1133.

167. Lee J.W., Hulett F.M. Nucleotide sequence of the phoP gene encoding PhoP, the response regulator of the phosphate regulon of Bacillus subtilis. II Nucl. Acid. Res, 1992. V. 20. No. 21. P. 5848.

168. Leloup L, Haddaoui E.A, Chambert R, Petit-Glatron M.-F. Characterization of the rate-limiting step of the secretion of Bacillus subtilis a-amylase overproduced during the exponential phase of growth. // Microbiology, 1997. V. 143. P. 3295-3303.207

169. Leskela S, Kontinen V.P, Sarvas M. Molecular analysis of an operon in Bacillus subtilis encoding a novel ABC transporter with a role in exoprotein production, sporulation and competence. //Microbiology, 1996. V. 142. P. 71-77.

170. Liberek K, Wall D, Georgopoulos C. The DnaJ chaperone catalyticaly activates the DnaK chaperone to preferentially bind the sigma 32 heat shock transcriptional regulator. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995. V. 92. No. 14. P. 62246228.

171. Liu G, Topping T.B, Randall L.L. Physiological role during export for the retardation of folding by the leader peptide of maltose-binding protein. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1989. V. 86. P. 9213-9217.

172. Liu W, Hulett F.M. Bacillus subtilis PhoP binds to the phoB tandem promoter exclusively within the phosphate starvation-inducible promoter. // J. Bacteriol, 1997. V. 179. No. 20. P. 6302-6310.

173. Liu W, Eder S, Hulett F.M. Analysis of Bacillus subtilis tagAB and tagDEF expression during phosphate starvation identifies a repressor role for Pho~P. // J. Bacteriol, 1998a. V. 180. No. 3. P. 753-758.

174. Liu W, Hulett F.M. Comparision of PhoP binding to the tuaA promoter with PhoP binding to other Pho-regulon promoters establishes a Bacillus subtilis Pho core binding site. //Microbiology, 1998b. V. 144. P. 1443-1450.

175. Liu W, Qu Y, Hulett F.M. Sites internal to the coding region of phoA and pstS bind PhoP and are required for full promoter activity. // Mol. Microbiol, 1998c. V. 28. No. l.P. 119-130.

176. Loewenthal R, Sanch J, Fersht A.R. Histidine-aromatic interaction in barnase: elevation of histidine pKa and contribution to protein stability. // J. Mol. Biol, 1992. V. 224. P. 759-770.

177. London E. How bacterial toxins enter cells: the role of partial unfolding in membrane translocation. //Mol. Microbiol, 1992. V. 6. P. 3277-3282.

178. Lowry O. H, and Lopez A. The determination of inorganic phosphate in the presence of labile phosphate esters. // J. Biol. Chem, 1946. 162. P. 421-425.208

179. Lutcke H., High S., Pomish K., Aschford A.J., Dobberstein B. The metionin-rich domain of the 54 kDa subunits of signal recognition particle is sufficient for the interaction with signal sequences. // EMBO J., 1992. V. 11. P. 1543-1551.

180. Lysenko E., Ogura T., Cutting S.M. Characterization of the ftsH gene of Bacillus subtilis. //Microbiology, 1997. V. 143. P. 971-978.

181. Madigan M.T., Martinko J.M., Parker J. Chapter 3. Cell biology, Chapter 6. Macromolecules and Molecular genetics. In overview brock: Biology of microorganisms. London: Prentice-Hall, Int (UK), 1997. P. 52-109, 178-226.

182. Majumdar P., McFadden B. Polyadenylated mRNA from photosynthetic procariote Rhodospirillum rubrum. //J. Bacterid., 1984. V. 157. No. 2. P. 795-801.

183. Markland F.S., Smith E.L. Subtilisins: primary structure, chemical and physical properties. In: Enzymes. New York-Lonlon: Acad. Press, 1971. V. 3. P. 561608.

184. Mantsala P., Lalkin H. Extracellular and membrane bound proteases from Bacillus subtilis. II J. Bacterid., 1980. V. 141. P. 493-501.

185. Matsuyama S., Akimaru S., Mizushima S. SecE-dependent overproduction of SecY in Escherichia coli. Evidence for interaction beetween two components of the secretory machinery. // FEBS Lett., 1990. V. 269. P. 96-100.

186. Mauguen Y., Hartley R.W., Dodson E.J., Dodson G.G., Bricogne G., Chothia C., Jack A. Molecular structure of a new family of ribonucleases. // Nature, 1982. V. 297. P. 162-163.209

187. Mauel C., Young M., Monsutti-Grecescu A., Marriott S.A., Karamata D. Analysis of Bacillus subtilis tag gene expression using transcriptional fusions. // Microbiology, 1994. V. 140. P. 2279-2288.

188. McPhalen C.A., Strydnaka N.C.J., James M.N.G. Calcium-binding sites in proteins: a structural perspective. // Adv. Proteein Chem., 1990. V. 42. P. 77-144.

189. Meloun B., Baudys M., Kostka V., Hausdorf G., Frommel C., Hohne W.E. Complete primary structure of thermitase from Thermoactinomyces vulgaris and its structural features related to subtilisin-type proteinases. // FEBS Lett., 1985. V. 183. P. 195-200.

190. Merchante R., Pooley H.M., Karamata D. A periplasm in Bacillus subtilis. // J. Bacteriol., 1995. V. 177. No. 21. P. 6176-6183.

191. Mezes P.S.F., Lampen J.O. Secretion in Bacillus species. In The Molecular Biology of the Bacilli. V. 2. Dubnau D.A. (ed.). New York: Academic Press, 1985. P. 151-183.

192. Muller J. P., An Z., Merad Z., Hancock I.C., Harwood C.R. Influence of Bacillus subtilis phoR on cell wall anionic polymers. // Microbiology, 1997. V. 143. P. 947-956.

193. Nagai H., Yuzawa H., Kanemori M., Yura T. A distinct segment of the sigma 32 polypeptide is involved in DnaK-mediated negative control of the heat shock response in Escherichia coll II Proc. Natl. Acad. Sci., USA, 1994. V. 91. P. 1028010284.

194. Nagarajan V. System for secretion of heterologous proteins in Bacillus subtilis. II Meth. Enzymol., 1990. P. 214-223.

195. Nagarajan V., Albertson H., Chen M., Ribbe J. Modular vectors for protein expression in Bacillus subtilis. II Gene, 1992. V. 114. P. 121-126.

196. Nagarajan V., Borchert T.V. Levansucrase: a tool to study protein secretion in Bacillus subtilis. II Res. Microbiol., 1991. V. 142. P. 787-792.

197. Nagarajan V. Protein secretion. In: Bacillus subtilis and other grampositive bacteria: biochemistry, physiology, and molecular biology, A.L. Sonenshein, J. A. Hoch, R. Losick (ed). Washington, DS: American Society for Microbiology, 1993. P. 713-726.

198. Nagarajan V., Ramaley R., Albertson H., Chen M. Secretion of streptavidin from Bacillus subtilis. II Appl. Environ. Microbiol., 1993. V. 59. No. 11. P. 3894-3898.

199. Nakano M.M., Zuber P., Glaser P., Danchin A., Hulett F.M. Two-component regulatory proteins ResD-ResE are required for transcriptional activation of fnr upon oxygen limitation in Bacillus subtilis. II J. Bacterid., 1996. V. 178. No. 13. P. 3796-3802.

200. Nesmeyanova M.A, Kalinin A.E, Karamyshev A.L, Mikhaleva N.I, Krupyanko V.I. Overproduction, secretion, isolation and properties of recombinant alkaline phosphatase encoded in E. coli. II Process Biochemistry, 1997a. T. 32. P. 1-7.

201. Nielsen J.B.K, Lampen J.O. Membrane-bound penicillinases in grampositive bacteria. // J. Biol. Chem, 1982a. V. 257. P. 4490-4495.

202. Nielsen J.B.K, Lampen J.O. Glyceride-cysteine lipoproteins and secretion by gram-positive bacteria. // J. Bacterid, 1982b. V. 152. P. 315-322.

203. Nishiguchi M, Honda K, Nakamura K, Yamane K. Structural requirements of Bacillus subtilis small cytoplasmic RNA for cell growth, sporulation, and extracellular enzyme production. // J. Bacterid, 1994. V. 176. No. P. 157-165.

204. Nouwen N, Tommassen J, Kruijff B. Requirement for conformational flexibility in the signal sequence of precursor protein. // J. Biol. Chem, 1994. V. 269. No. 23. P. 16029-16033.

205. Ogasawa N, Nakai S, Yoshikawa H. Systematic sequencing of the 180 kilobase region of the Bacillus subtilis chromosome containing the replication origion. //DNARes, 1994. No. l.P. 1-14.

206. Ogura T, Tomoyasu T, Yuki T, Morimura S, Begg K.J, Donachie W.D, Mori H, Niki H, Hiraga S. Structure and function of the ftsH gene in Escherichia coli. //Res. Microbiol, 1991. V. 142. P. 279-282.

207. Ogura A, Kakeshita H, Honda H, Takamatsu H, Nakamura K, Yamane K. srb: a Bacillus subtilis gene encoding a a homologue of the a-subunit of the mammalian signal recognition particle receptor. // DNA Res, 1995. V. 2. P. 95-100.

208. Ogura A, Kakeshita H, Takamatsu H, Nakamura K, Yamane K. The effect of Srb, a homologue of the mammalian SRP receptor a-subunit, on Bacillus subtilis growth and protein translocation. // Gene, 1996. V. 172. P. 17-24.

209. Otha Y, Hojo H, Aimoto S, Kobayashi T, Zh X, Jordan F, Inouye M. Pro-peptide as an intramolecular chaperone: renaturation of denatured subtilisin E with a synthetic pro-peptide. //Mol. Microbiol, 1991. V. 5. P. 1507-1510.

210. Ottesen M, Svedsen I. The subtilisins. // Meth. Enzymol, 1970. V. 19. P. 199-215.

211. Ouchterlony O. Immunodiffusion and Immunoelectrophoresis. In: Handbook of experimental immunology, Weir D.-M. (ed.), 1967. P. 655-706.

212. Paddon C.J, Hartley R.W. Cloning, sequencing and transcription of an inactivated copy of Bacillus amyloliquefaciens extracellular ribonuclease (barnase). // Gene, 1986. V. 40. P. 231-239.

213. Paddon C.J, Hartley R.W. Expression of Bacillus amyloliquefaciens ribonuclease (barnase) in Escherichia coli following an inactivating mutation. // Gene, 1987. V. 53. P. 11-19.213

214. Paddon C.J, Vasantha N, Hartley R.W. Translation and processing of Bacillus amyloliquefaciens extracellular RNase. // J. Bacteriol, 1989. V. 171. No. 2. P. 1185-1187.

215. Pajic A, Tauer R, Feldmann H, Neupert W, Langer T. Yta 10 is requuired for the ATP-dependent degradation of polypeptides in the inner membrane of mitochondria. // FEBS Lett, 1994. V. 353. P. 201-206.

216. Parkinson J.S. Signal transcription schemes of bacteria. // Cell, 1993. V. 73. P. 857-871.

217. Park S, Liu G, Topping T.B, Cover W.H, Randall L. Modulation of folding pathway of exported proteins by leader sequences. // Science, 1988. V. 293. P. 1033-1035.

218. Pavlovsky A.G, Vagin A.A, Vainstein B.K, Chepurnova N.K, Karpeisky M. Ya. Three-dimensional structure of ribonuclease from Bacillus intermedius 7P at 3.2 A resolution. // FEBS Lett, 1983. V. 162. P. 167-170.

219. Perego M, Higgins C.F, Pearce S.R, Gallagher M.P, Hoch J.A. The oligopeptide transport system of Bacillus subtilis plays a role in the initiation of sporulation. //Mol. Microbiol, 1991. V. 5. P. 173-185.

220. Petit-Glatron M.-F, Benyahia F, Chambert R. Secretion of Bacillus subtilis levansucrase: a possible two-step mechanism. // Eur. J. Biochem, 1987. V. 163. P. 379-387.

221. Petit-Glatron M.-F, Monteil I, Benyahia F, Chambert R. Bacillus subtilis levansucrase: amino acid substitutions at one site affect secretion efficiency and refolding kinetics mediated by metals. // Mol. Microbiol, 1990. V. 4. P. 2063-2070.

222. Petit-Glatron M.-F, Grajcar L, Munz A, Chambert R. The contribution of the cell wall to a transmembrane calcium gradient could play a key role in Bacillus subtilis protein secretion. // Mol. Microbiol, 1993. V. 9. No. 5. P. 1097-1106.214

223. Phillips G.J., Silhavy T.J. Heat-shock proteins DnaK and GroEL facilitate export of LacZ hybrid protein in E. coli. II Nature, 1990. V. 344. P. 882-884.

224. Predich M., Nair G., Smith I. Bacillus subtilis early sporulation genes kinA, spoOF, and spo OA are transcribed by the RNA polymerase containing cth. // J. Bacterid., 1992. V. 174. P. 2771-2778.

225. Priest F.G. Synthesis and secretion of extracellular enzymes by bacilli. // Microbiol. Sciences, 1985. V. 2. No. 9. P. 278-282.

226. Pooley H., Merchante R., Karamata D. Overall protein content and induced enzyme components of the periplasm of Bacillus subtilis. II Microb. Drug. Resist., 1996. V. 2. P. 9-15.

227. Poritz M., Strub K., Walter P. Human SRP RNA and Escherichia coli 4.5S RNA contain a highly homologous structural domain.// Cell, 1988. V. 55. No. 1. P. 4-6.

228. Power S.D., Adams R.M., Wells J.A. Secretion and autoproteolytic maturation of subtilisin. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1986. V. 83. P. 3096-3100.

229. Pugsley A.P. The complete general secretory pathway in gram-negative bacteria. // Microbiol. Rev., 1993. V. 57. No. l.P. 50-108.

230. Qi Y., Hulett F.M. Role of PhoP~P in transcriptional regulation of genes involved in cell wall anionic polymer biosynthesis in Bacillus subtilis. II J. Bacteriol., 1998b. V. 180. No. 15. P. 4007-4010.

231. Qi Y., Kobayashi Y., Hulett F.M. The pst operon of Basillus subtilis has a phosphate-regulated promoter and is involved in phosphate transport but not in regulation of the pho regulon. // J. Bacteriol., 1997. V. 179. No. 8. P. 2534-2539.

232. Qu J-N., Makino S-I., Adachi H., Koyama Y., Akiyama Y., Ito K., Tomoyasu T., Ogura T., Matsuzawa H. The tolZ gene of Escherichia coli is identified as the ftsH gene. // J. Bacteriol., 1996. V. 178. No. 12. P. 3457-3461.

233. Randall L.L., Hardy S.J.S., Thom J.R. Export of protein: a biochemical view. In Annual Review of Microbiology. Ornston L.N., Balows A., Bauman P. (eds). Palo Alto: Annual Reviews, 1987. P. 507-541.

234. Ribbe J., Nagarajan V. Characterization of the secretion effeciency of a plant signal peptide in Bacillus subtilis. //Mol. Gen. Genet., 1992. V. 235. P. 333-339.

235. Romisch K., Webb J., Herz J., Prehn S., Frank R, Vingron M., Dobbertsein B. Homology of 54K protein of signal-recognition particle, docking protein and two Escherichia coli protein with putative GTP-binding domains. // Nature, 1989. V 340. P. 478-482.

236. Romisch K, Ribes V, High S, Lutcke H, Tollervey D, Dobberstein. Structure and function of signal recognition particle (SRP). // Mol. Biol. Rep., 1990. V. 14. No.2-3. P. 71-72.

237. Rudner D.Z., Ledeaux J.R., Breton K, Grossman A.D. The spoOK locus of Bacillus subtilis is homologous to the oligopeptide permiase locus and is required for sporulation and competence. // J. Bacteriol., 1991. V. 173. P. 1388-1398.

238. Russell J.B., Cook G.M. Energetics of bacterial growth: balance of anabolic and catabolic reactions. // Microbiol. Rev., 1995. V. 59. No. l.P. 48-62.

239. Sanger F., Nicklen S., Coulson R. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1977. V. 74. P. 5463-5467.

240. Sarvas M. Protein secretion in bacilli. Curr. Top. Microbiol. Immunol., 1988. V. 125. P. 103-126.

241. Sasamoto H., Nakasawa K., Tsutsumi K., Takase K., Yamane K. Signal peptide of Bacillus subtilis a-amylase. //J. Biochem., 1989. V. 106. P. 376-382.

242. Schiebel E., Driessen A.J.M., Hartl F.-U., Wickner W. ATP function at different steps of the catalytic cycle of preprotein translocase. // Cell, 1991. V. 64. P. 927-939.

243. Schulein R., Kreft J., Gonski S., Goebel W. Preprosubtilisin Carlsberg processing and secretion is blocked after deletion of amino acids 97-101 in the mature part of the enzyme. // Mol. Gen. Genet., V. 227. P. 137-143.

244. Senesi S., Lippi P., Rela L., Falcone G. Cellular location and physiological role of phosphomonoesterases in Bacillus subtilis. II Microbiologica, 1981. V. 4. P. 371-382.

245. Serkina A.V., Gorozhankina T.F., Shevelev A.B., Chestukhina G.G. Propeptide of the metalloprotease of Brevibacillus brevis 7882 is a strong inhibitor of the mature enzyme. // FEBS Lett., 1999. T. 456. N 1. P. 215-219.

246. Serrano L., Bycroft M., Fersht A.R. Aromatic-aromatic interactions and protein stability. // J. Mol.Biol., 1991. V. 218. P. 465-475.

247. Serrano L., Kellis J.T., Cann P., Matouschek A., Fersht A.R. The folding of an an enzyme. II. Substructure of barnase and the contribution of different interactions to protein stability. // J. Mol. Biol., 1992. V. 224. P. 783-804.

248. Serrano L., Matouschek A., Fersht A.R. The folding of an an enzyme. III. Structure of the transition state for unfolding of barnase analysed by a protein engineering procedure. // J. Mol. Biol., 1992. V. 224. P. 805-818.

249. Sevcik J, Sanishvili R.G, Pavlovsky A.G, Polyakov K.M. Comparison of active sites of some microbial ribonucleases: structural basis for guanylic specificity. // Trends Biochem. Sci, 1990. V. 15. P. 158-162.

250. Shioi J.I, Matsura S, Imae Y. Quantitative measurements of proton motive force and motility in Bacillus subtilis. II J. Bacterid, 1980. V. 144. P. 891-897.

251. Simon S.M, Peskin C.S, Oster G.F. What drives the translocation of proteins? // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1992. V. 89. P. 3770-3774.

252. Simonen M, Palva I. Protein secretion in Bacillus species. // Microbiol. Rev, 1993. V. 57. P. 109-137.

253. Sowell M.O, Buchanan C.E. Changes in penicillin-binding protein during sporulation of Bacillus subtilis. II J. Bacteriol, 1983. V. 153. P. 1331-1337.

254. Spenser D.B, Chen C.-P, Hulett F.M. Effect of cobalt on synthesis and activation of Bacillus licheniformis phosphatase. // J. Bacteriol, 1981. V. 145. P. 926933.125 •

255. Spenser D.B, Hulett F.M. Lactoperoxidase- I localization of salt-extractable alkaline phosphatase on the cytoplasmic membrane of Bacillus licheniformis. II J. Bacteriol, 1981. V. 145. No. 2. P.934-945.

256. Stepanov V.M., Rudenskaya G.N, Revina L.A, Gryaznova Y.B, Lysogorskaya E.N, Filippova I.Yu, Ivanova I.I. A serine proteinase of an archaebacterium Halobacterium mediteerranei. II Biochem J, 1992. V. 285. P. 281286.

257. Strauch M.A, Trach K, Day J, Hoch J.A. SpoOA activates and represses its own synthesis by binding at its dual promoters. // Biochimie, 1992. V. 74. P. 619626.

258. Sugahara T, Konno Y, Ohta H, Ito K, Kaneko J, Kamio Y, Izaki K. Purification and properties of two membrane alkaline phosphatases from Bacillus subtilis 168.//J. Bacterid, 1991. V. 173. No. 5. P. 1824-1826.

259. Schulga A.A, Nurkiyanova K.M, Zakharyev V.M, Kirpichnikov M.P, Skryabin K.G. Cloning of the gene encoding RNase binase from Bacillus intermedins. II Nucl. Acids Res, 1992. V. 20. No. 9. P. 2375.

260. Sun G, Sharkova E, Chesnut R, Birkey S, Duggan M.F, Sorokin A, Pujic P, Ehrlich S.D, Hulett F.M. Regulators of aerobic and anaerobic respiration in Bacillus subtilis. //J. Bacteriol, 1996. V. 178. No. 5. P. 1374-1385.

261. Sun G, Birkey S.M, Hulett F.M. Three two-component signal-transduction systems interact for Pho regulation in Bacillus subtilis. I I Mol. Microbiol, 1996. V. 19. No. 5. P. 941-948.

262. Takagi M, Imanaka T. Role of the pre-pro-region of neutral protease in secretion in Bacillus subtilis. II J. Ferment. Bioeng, 1989. V. 67. P. 71-76.

263. Takase K, Mizuno H, Yamane K. NH2 terminal processing of Bacillus subtilis a-amylase. // J. Biol. Chem, 1988. V. 263. P. 11548-11553.

264. Takeda K, Tsugita A. Phosphoesterases of B. subtilis. II J. Biochem, 1967. V. 61. P. 231-241.219

265. Taljanidish I, Karnik P, Sarkar N. Messenger RNA for the lipoprotein of the Escherichia coli outer membrane is polyadenylated. // J. Mol. Biol, 1987. V. 193. P. 507-515.

266. Tanaka T, Kawata M, Nagami Y, Uchiyama H. prtR Enhances the mRNA level of the Bacillus subtilis extracellular proteases. // J. Bacteriol, 1987. V. 169. No. 7. P. 3044-3050.

267. Taura T, Baba T, Akiyama Y, Ito K. Determinants of the quantity of the stable SecY complex in the Escherichia coli cell. // J. Bacteriol, 1993. V. 175. No. 24. P. 7771-7775.

268. Tokuda H. Biochemical characterization of the presecretory protein translocation machinery of Escherichia coli. II FEBS Lett, 1994. V. 346. No. 1. P. 6568.

269. Toma S, Campagnoli S, De Gregoris E, Gianna R,Margarit I, Zamai M, Grandi G. Effect of Glu-143 and His-231 substitutions on the catalytic activity and secretion of Bacillus subtilis neutral protease. // Protein Eng., 1989. V. 2. P. 359-364.

270. Tomoyasu T, Yamanaka K, Murata K, Suzaki T, Boulos P, Kato A, Niki H, Hiraga S, Ogura T. Topology and subcellular localization of FtsH protein in Escherichia coli. II J. Bacteriol, 1993. V. 175. No. 5. P. 1352-1357.

271. Ueguchi C, Ito K. Escherichia coli sec mutants accumulate a processed immature from of maltose-binding pritein (MBP), a late-phase intermediate in MBP export. //J. Bacteriol, 1990. V. 172. P. 5643-5649.220

272. Verma M. Primary structure of Bacillus subtilis enolase gene deduced from DNA seguence. // Biochem. Int., 1989. V. 18. No. 3. P. 667-672.

273. Vuilleumieer S., Sancho J., Loewenthal R., Fersht A.R. Circular dichroism studies of barnase and its mutants: characterization of the contribution of aromatic side chains. //Biochemistry, 1993. V. 32. P. 10303-10313.

274. Walter P., Blobel G. Signal recognition particle conteins a 7S RNA essential for protein translocation accross the endoplasmic reticulum. // Nature, 1982. V. 299. P. 691-698.

275. Walter P. Signal recognition. Two receptors act sequentialy. // Nature, 1987. V. 328. P. 763-764.

276. Wandersman C. Secretion, processing and activation of bacterial extracellular proteases. //Mol. Microbiol., 1989. V. 3. P. 1825-1831.

277. Waxman L., Goldberg A.L. Selectivity of intracellular proteolysis: protein substrates activate the ATP-dependent protease (La). // Science, 1986. V. 232. P. 500503.

278. Weickert M.J., Chambliss G.H. Site-directed mutagenesis of a catabolite repression operator sequence in Bacillus subtilis. II Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1990. V. 87. P. 6238-6242.221

279. Wells J.A., Ferrari E., Henner G.J., Estell D.A., Chen E.Y. Cloning, sequencing and secretion of Bacillus amiloliquefaciens subtilisin in Bacillus subtilis. II Nucl. Acids. Res., 1983. V. 11. P. 7911-7925.

280. Wickner S., Maurizi M.R., Gottesman S. Posttranslational quality control: folding, refolding, and degrading proteins. // Science, 1999. V. 286. P. 1888-1893.

281. Wojtkowiak D., Georgopoulos C., Zylicz M. Isolation and characterization of Clp protease of Escherichia coli. J. Biol. Chem., 1993. V. 268. P. 22609-22617.

282. Wolf G. Nachweis pflanzlicher ribonucleasen in polyacrylamid-gelen nach disk-electrophorese. //Experientia, 1968. V. 24. P. 890-891.

283. Wood D.A., Tristram H. Localization in the cell and extraction of alkaline phosphatase from Bacillus subtilis. //J. Bacterid, 1970. V. 104. P. 1045-1051.

284. Wu W.F., Zhou Y., Gottesman S. Redundant in vivo proteolytic activities of Escherichia coli Lon and the ClpYQ (HslUV) protease. // J. Bacteriol., 1999. V. 181. No. 12. P. 3681-3687.

285. Yamane K., Maruo B. Purification and characterization of extracellular soluble and membrane-bound insoluble alkaline phosphatases possessing phosphodiesterase activities in Bacillus subtilis. II J. Bacteriol., 1978a. V. 134. No. 3. P. 100-107.

286. Yamane K., Maruo B. Alkaline phosphatase possessing alkaline phosphodiesterase activity and other phosphodiesterases in Bacillus subtilis. II J. Bacterid., 1978a. V. 134. No. 3. P. 108-114.

287. Yanouri A., Daniel R.A., Errington J., Buchanan C.E. Cloning and sequencing of the cell division gene pbpB, which encodes penicillin-binding protein 2B in Bacillus subtilis. II J. Bacteriol., 1993. V. 175. P. 7604-7616.

288. Zopf D., Bernstein H.D., Johnson A.E., Walter P. The methionine-rich domain of the 54 kd protein subunit of the signal recognition particle contains an RNA binding site and can be crosslinked to a signal sequence. // EMBO J., 1990. V. 9. P. 4511-4517.

289. Zhu X., Ohta Y., Jordan F., Inouye M. Pro-sequence of subtilisin can guide the refolding of denatured subtilisin in an intramolecular process. // Nature (London), 1989. V. 339. P. 483-484.

290. Автор тепло благодарит семью за поддержку и посвящает эту работу светлой памяти своего отца, Шарипова Рашида Гарифовича.