Индуцированная дитиотреитолом агрегация низкомолекулярных белков в присутствии α-кристаллина тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.04, кандидат биологических наук Бумагина, Зоя Михайловна

• Бумагина, Зоя Михайловна
• кандидат биологических наук
• 2010

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Бумагина, Зоя Михайловна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Агрегация белков.

1.2. Молекулярные шапероны.

1.3. Малые белки теплового шока.

1.4. а-Кристаллин.

1.4.1. Особенности строения.

1.4.2. Механизмы шаперонного действия.

1.5. Инсулин.

1.6. а-Лактальбумин.

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1. Материалы.

2.2. Методы исследования.

2.2.1. Выделение и очистка а-кристаллина.

2.2.2. Динамическое лазерное светорассеяние (ДЛС).

2.2.3. Изучение кинетики индуцированной дитиотреитолом агрегации белков методом ДЛС.

2.2.4. Флуоресцентная спектроскопия.

2.2.5. Электронная микроскопия.

2.2.6. Ультрафильтрация.

2.2.7. Электрофоретический анализ.

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1. Исследование кинетики индуцированной дитиотреитолом агрегации а-лактальбумина.

3.2. Действие а-кристаллина на кинетику агрегации а-лактальбумина.

3.3. Исследование взаимодействия а-кристаллина с а-лактальбумином методом флуоресцентной спектроскопии.

3.4. Исследование комплексов а-кристаллин-а-лактальбумин.

3.5. Механизм агрегации а-лактальбумина.

3.6. Кинетика индуцированной дитиотреитолом агрегации инсулина.

3.7. Действие а-кристаллина на кинетику агрегации инсулина.

3.8. Исследование взаимодействия а-кристаллина с инсулином.

3.8.1. Флуоресцентная спектроскопия.

3.8.2. Электронная микроскопия.

3.9. Модель агрегации инсулина.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Индуцированная дитиотреитолом агрегация низкомолекулярных белков в присутствии α-кристаллина»

Актуальность проблемы. Под действием неблагоприятных условий (тепловой, осмотический и окислительный стрессы, облучение ультрафиолетом, критическое' изменение рН) белковые молекулы могут претерпевать трансформацию вторичной и третичной структур, что приводит к образованию нерастворимых внутри- и внеклеточных агрегатов. Проблемы, связанные с неправильным фолдингом, являются весьма актуальными при решении медицинских задач, поскольку в основе патогенеза так называемых «конформационных» заболеваний человека лежит формирование белковых агрегатов [Dobson, 2004; Chiti and Dobson, 2006; Luheshi and Dobson, 2009]. Эти проблемы приходится учитывать и при биотехнологическом производстве рекомбинантных белков, выход которых можно повысить, обеспечивая эффективный рефолдинг белка из агрегированного состояния в биологически активную конформацию.

В физиологических условиях в клетке функционирует «система контроля качества», «quality control system», включающая шапероны и протеиназы, защитная роль которых проявляется в торможении накопления белковых агрегатов. Традиционные представления о необходимости предотвращения накопления агрегатов, образующихся в результате нарушения пространственной структуры белка, основаны, главным образом, на данных о патогенности агрегатов, вызывающих развитие нейродегенеративных заболеваний. Однако исследования последних лет показали, что при определенных условиях многочисленные непатогенные белки и пептиды способны к агрегации с образованием надмолекулярных структур, сходных с патогенными амилоидоподобными фибриллами. Более того, выявлены белковые агрегаты, обладающие биологической активностью, необходимой- для нормального функционирования клетки. В настоящее время развивается новая концепция о том, что агрегация белков и их способность к формированию амилоидоподобных структур является универсальным свойством полипептидных цепей и значительно более распространенным явлением в живой системе, чем ранее предполагалось [Stefani and Dobson, 2003; Kelly and Balch, 2003; Dobson, 2004; Stefani, 2004; Gebbink et al., 2005; Gazit, 2005; Ellis-Behnke et al., 2006; Krebs et al., 2007]. Подобные представления предполагают существование регуляторных систем, участвующих в трансформации компетентных к агрегации белков в различные надмолекулярные структуры, обладающие, возможно, различной биологической активностью. Особый интерес вызывают молекулярные шапероны, широкий спектр ■ действия которых на конформационное состояние белков хорошо известен. а-Кристаллин, один из представителей семейства малых белков теплового шока, функционирует как молекулярный шаперон, взаимодействуя с развернутыми или неправильно свернутыми белками, предотвращая их агрегацию. В хрусталике глаза а-кристаллин обеспечивает защиту ß- и у-кристаллинов от ультрафиолетового облучения и окислительного стресса, повреждающих эти белки и приводящих к развитию катаракты [Sharma and Santhoshkumar, 2009; Andley, 2009; Kumar and Reddy, 2009; Zhu et al., 2010]. Повышенная экспрессия а-кристаллина выявлена также во многих тканях в условиях стресса и при различных патологиях. Многочисленные работы посвящены изучению его влияния на денатурацию и агрегацию различных белков [Carver et al., 1995; Bettelheim, 2002; Векшин, 2008; Ecroyd, 2009; Chen, 2010].

Шапероны постоянно синтезируются в клетке в небольшом количестве. Именно эти молекулы ответственны за первичный ответ на стресс и взаимодействуют с вновь образующимися денатурированными молекулами белков прежде, чем стрессовое воздействие вызовет активацию генома и резкое повышение экспрессии шаперонов. В этой связи чрезвычайно актуальным представляется исследование влияния, низких концентраций а-кристаллина на агрегацию модельных белков, так как эти условия максимально приближены к условиям in vivo.

Цели и задачи работы. Целью настоящей работы является изучение механизма действия а-кристаллина на индуцированную дитиотреитолом (ДТТ) агрегацию низкомолекулярных модельных белков в широком диапазоне концентраций шаперона. В соответствии с этой целью были поставлены следующие задачи:

1. С использованием метода динамического лазерного светорассеяния (ДЛС) изучить кинетику ДТТ-индуцированной агрегации а-лактальбумина коровьего молока и рекомбинантного инсулина человека.

2. Изучить влияние а-кристаллина на кинетику агрегации модельных субстратов в широком диапазоне концентраций шаперона.

3. Методами ДЛС, флуориметрии, ультрафильтрации, электрофореза в полиакриламидном геле (ПААГ) и электронной микроскопии исследовать механизм образования и состав комплексов а-кристаллин-субстрат на разных стадиях процесса агрегации.

Научная новизна. Установлено, что процесс ДТТ-индуцированной агрегации модельных белков, а-лактальбумина и инсулина, проходит через стадию формирования стартовых агрегатов с гидродинамическим радиусом 80 - 100 нм. При этом показано отсутствие промежуточных форм агрегатов между мономерным белком и стартовыми агрегатами.

Было продемонстрировано шапероноподобное действие а-кристаллина на агрегацию исследуемых модельных субстратов. С помощью метода ДЛС изучены начальные этапы агрегации в присутствии а-кристаллина и показано образование комплексов а-кристаллин-субстрат. Обнаружен парадоксальный эффект, проявляемый а-кристаллином в низких концентрациях, выраженный в ускорении агрегации а-лактальбумина и инсулина на начальных этапах развития процесса, а также в увеличении размеров агрегатов и уменьшении длительности лаг-периода при агрегации инсулина. Предложена новая модель действия а-кристаллина на агрегацию белков, в основу которой положен процесс образования зародышей (ядер) из молекул субстрата на поверхности а-кристаллиновых частиц.

Методом электрофореза в присутствии додецилсульфата натрия (ДСН) в сочетании с ультрафильтрацией были выявлены существенные различия в механизме образования комплексов а-кристаллин-субстрат в зависимости от времени включения шаперона в среду агрегации, а также от его концентрации. Показана диссоциация олигомеров а-кристаллина в присутствии денатурированного субстрата, а-лактальбумина. Обнаружено образование комплексов между денатурированным субстратом и диссоциированными формами а-кристаллина.

С помощью электронной микроскопии было продемонстрировано образование структурированных ассоциатов крупного размера в процессе агрегации инсулина в присутствии а-кристаллина.

Практическая значимость работы. Исследования молекулярных механизмов агрегации белков, а также действия шаперонов на развернутые или неправильно свернутые белки позволяют пролить свет на основы первичного клеточного ответа на стресс in vivo. Исследования защитной роли шапероноподобных белков, способных предотвращать агрегацию инсулина, могут быть важны для борьбы с патологическими состояниями, обусловленными дисфункцией инсулина. Полученные результаты могут быть рекомендованы для изучения ускорения агрегации белков малыми концентрациями различных шаперонов при образовании белковых надмолекулярных структур. Новые данные о классическом шапероне, а-кристаллине, могут служить базой для дальнейшего поиска эффективных химических агентов, действующих на агрегацию рекомбинантных белков, а также для создания различных лекарственных средств.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 1.1. Агрегация белков

В процессе трансляции на рибосоме синтезируется полипептидная цепь. В результате фолдинга информация, содержащаяся в линейных полимерах аминокислот, переходит в уникальную функционально активную пространственную структуру. Эффективность фолдинга во многом зависит от размера полипептидной цепи. Сворачивание небольших о дно доменных белков, представленных короткой аминокислотной последовательностью, в нативную конформацию происходит быстро, без образования долгоживущих интермедиатов и не требует участия молекулярных шаперонов [Anfmsen, 1973; Jaenicke, 1991; Plaxco and Dobson, 1996; Dobson and Karplus, 1994; Myers and Oas, 2002; Barrai et al., 2004].

Фолдинг крупных мул ьтидоменных комплексов обычно протекает с образованием одного или более интермедиатов [Van den Berg et al., 1999; Frydman, 2001]. Данный процесс связан с преодолением кинетического барьера [Kim and Baldwin, 1990; Silow et al., 1999], поэтому часто фолдинг останавливается в одном из энергетических минимумов [Horwich, 2002]. Это приводит к образованию частично или неправильно свернутых интермедиатов [Hartl and Hayer-Hartl, 2002]. Задерживаясь слишком долго в промежуточном состоянии, белок склонен агрегировать и, возможно, преципитировать. Агрегация может быть обусловлена неправильным фолдингом (misfolding) в ответ на мутации и посттрансляционные модификации, а также дестабилизацией нативных белков в условиях стресса, например, повышенной температурой, которая разрушает водородные связи и гидрофобные взаимодействия между некоторыми участками цепи, что приводит к ее частичному разворачиванию.

В литературе описаны два типа агрегации: аморфная агрегация и фибриллообразование [Stine et al., 2003; Chiti and Dobson, 2006] (Рис. 1).

Амилоидные фибриллы

Синтез полипептидной цепи на рибосоме

Протофибриллы н

Развернутый белок стресс

Интермедиаты фолдинга

Преципитация

Нативный белок

Рис. 1. Пути фолдинга белка. Нативный белок в условиях стресса разворачивается, проходя через различные частично свернутые промежуточные состояния. Долгоживущие интермедиаты способны вступать в процесс агрегации, в результате которого могут формироваться как аморфные агрегаты, так и чрезвычайно упорядоченные фибриллярные волокна [Ecroyd and Carver, 2009].

Путь аморфной агрегации порождает агрегаты, которые содержат частично свернутые интермедиаты с относительно «рыхлой» конформацией. Образование аморфных агрегатов может происходить по механизму нуклеации (см. ниже). Этот механизм предполагает, что при достижении агрегатом (ядром) определенного размера происходит быстрое депонирование свободных интермедиатов, что приводит к образованию нестабильного аморфного агрегата, в котором гидрофобные сайты экспонированы на поверхности белка [Dobson and Karplus, 1999; Radford, 2000].

Путь фибриллообразования также является результатом ассоциации интермедиатов по механизму нуклеации, но в этом случае образуются агрегаты с чрезвычайно упорядоченной структурой. Процесс агрегации включает формирование префибриллярного ядра, которое может быть димером, тримером или большим олигомером. В конечном счете, может происходить преципитация, как и при аморфной агрегации [Stine et al., 2003].

Факторы, определяющие характер агрегации, не ясны. Однако важен уровень, на котором происходит агрегация: быстрый процесс обычно идет по пути аморфной агрегации, тогда как фибриллообразование характеризуется более медленной скоростью, что позволяет формироваться высоко структурированным амилоидным фибриллам. Тип агрегации может определяться также природой интермедиатов, формирующих агрегаты, и аминокислотной последовательностью белка [Fernandez-Escamilla et al., 2004; Pawar et al., 2005; Rieger et al., 2006].

Агрегации интермедиатов фолдинга и полностью развернутых белков г in vivo способствует их высокая концентрация в цитозоле (эффект макромолекулярного краудинга). Однако компактизация макромолекул может вызывать их взаимодействие с шаперонами [Hartl and Hayer-Hartl, 2002], которые наряду с протеиназами обеспечивают in vivo внутриклеточный «контроль качества» белков, предотвращая накопление их агрегатов [Hammond and Helenius, 1995; Brodsky and McCracken, 1999; Cyr et al., 2002].

Вследствие нарушения процессов протеолиза агрегированные белки могут образовывать в клетках так называемые тельца включения [Perutz,

1997]. Входящие в их состав белковые молекулы плотно упакованы и могут частично сохранять вторичную структуру [Kane and Hartley, 1991]. Механизмы формирования телец включения в прокариотических и эукариотических клетках различны [Speed et al., 1996; Cohen, 1999; Kopito, 2000]. В животных клетках цитоплазматические агрегаты увеличиваются в размерах за счет присоединения неправильно свернутых белков, которые транспортируются по микротрубочкам [Johnston et al., 1998]. Такие комплексы миктротрубочек с тельцами включения получили название агресом. Предполагается, что формирование таких структур является неспецифическим клеточным ответом на накопление токсичных белковых агрегатов, когда процесс деградации по тем или иным причинам не возможен. [Johnston et al., 1998; Garcia-Mata et al., 1999; Kopito, 2000]. Таким образом, агресомы могут выполнять защитную функцию, заключающуюся в депонировании токсичных белковых агрегатов [Johnston et al., 1998; Kopito, 2000].

Проблема агрегации белков чрезвычайно важна для биотехнологии и медицины. Неправильный фолдинг и агрегация белков с образованием нерастворимых внутриклеточных комплексов и телец включения лежат в основе патогенеза значительной части нейродегенеративных заболеваний человека [Hurtley and Helenius, 1989; Fink, 1998; Dobson, 1999; Wood et al., 2003; Agorogiannis et al., 2004; Bloemendal et al., 2004], а также являются проблемами, которые приходится учитывать при решении биотехнологических задач.

Ранее были предложены различные модели агрегации белков [Speed et al., 1997]. Эти модели рассматривают:

1) последовательную агрегацию «particle-cluster», при которой мономер присоединяется к растущему агрегату;

2) мультимерную агрегацию «cluster-cluster», когда олигомеры разных размеров ассоциируют быстрее последовательного присоединения мономеров к растущему агрегату;

3) нуклеацию, предшествующую стадии роста агрегата, характеризующуюся относительно медленной стадией формирования ядра и затем переходящую в быстрый рост агрегата (Рис. 2). последовательная агрегация (particle-cluster): о ^ сю^ мультимерная аг регация (cluster-cluster):

ОО ^Оу ^ОСиСТ нуклеация

Рис. 2. Возможные механизмы агрегации белков [Speed et al., 1996].

Модель нуклеации предполагает, что образовавшееся ядро растет путем присоединения новых молекул белка (мономеров). С уменьшением концентрации денатурированного белка рост размера агрегата постепенно выходит на плато. Такой механизм агрегации предложен для образования амилоидных фибрилл [Kodaka, 2004а].

Механизм образования аморфных агрегатов во многом остается невыясненным. Ранее были предложены два кинетических режима агрегации коллоидных частиц [Weitz et al., 1985; Weitz and Lin, 1986; Lin et al., 1989]. Согласно данной гипотезе, первый режим, «diffusion-limited cluster-cluster aggregation» (DLCA), осуществляется при отсутствии сил отталкивания между частицами, когда каждое столкновение приводит к их слипанию, и скорость агрегации лимитируется скоростью диффузии частиц. Таким образом, для этого режима агрегации вероятность слипания сталкивающихся частиц равна единице. Режим «reaction-limited cluster-cluster aggregation»

RLCA) реализуется, когда вероятность слипания частиц при столкновении меньше единицы.

В работах лабораторий ферментных систем и молекулярной организации биологических структур Института биохимии им. А.Н. Баха РАН на основании изучения кинетики тепловой и ДТТ-индуцированной агрегации различных белков (рь-кристаллина из хрусталика глаза быка, глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы (ГАФД) из скелетных мышц кролика, белка оболочки вируса табачной мозаики, дрожжевой алкогольдегидрогеназаы (АДГ), а-лактальбумина коровьего молока и инсулина человека) предложен новый механизм агрегации, ведущей к образованию аморфных агрегатов.

Агрегационный процесс, согласно предложенному механизму, протекает через стадию формирования стартовых агрегатов [Khanova et al., 2005; Markossian et al., 2006a, 2006b; Bumagina et al., 2010a, 2010b]. Исследования проводили методом динамического светорассеяния с использованием широкого диапазона концентраций субстратов. Нарастание размеров белковых агрегатов протекает во времени непрерывно вплоть до начала преципитации. Это свидетельствует о том, что механизм агрегации белка посредством стадии нуклеации маловероятен. Частицы, склонные к преципитации, образующиеся на завершающем этапе агрегационного процесса, имеют крупные размеры порядка 2000 — 4000 нм, и таким образом, являются предметом изучения коллоидной химии, поскольку представляют собой высокодисперсные системы.

Для кинетики агрегации белков фрактальная размерность белковых агрегатов близка к 1,8 (фрактальная размерность — это показатель степени при радиусе белкового агрегата, R, в соотношении, связывающем молекулярную массу белкового агрегата и R: M ~ R ). Это означает, что процесс агрегации идет в режиме DLCA, при котором скорость взаимодействия частиц лимитируется диффузией [Weitz et al., 1985; Weitz and Lin, 1986; Van Garderen et al., 1994; Diez-Orrite, 2005].

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Бумагина, Зоя Михайловна

выводы

1. На основании изучения кинетики дитиотреитол-индуцированной агрегации низкомолекулярных модельных белковых субстратов, а-лактальбумина из коровьего молока и рекомбинантного инсулина человека, методом динамического лазерного светорассеяния показано, что на начальной стадии агрегации белков происходит образование стартовых агрегатов денатурированных молекул белка. Гидродинамический радиус этих частиц составлял в обоих случаях 80 — 100 нм.

2. При исследовании действия а-кристаллина (белка, обладающего шапероноподобной активностью) на агрегацию модельных белковых субстратов обнаружено, что при комплексообразовании а-кристаллина с а-лактальбумином или с инсулином происходит формирование первичных кластеров с гидродинамическим радиусом около 20 нм.

3. С использованием ультрафильтрации и электрофореза в полиакриламидном геле показано, что при взаимодействии а-кристаллина с денатурированным под действием дитиотреитола а-лактальбумином происходит диссоциация олигомеров шаперона. Продемонстрировано образование комплексов а-лактальбумина с диссоциированными формами а-кристаллина.

4. Обнаружено ускорение агрегации модельных белков под действием относительно низких концентраций шапероноподобного белка, а-кристаллина. Данный эффект наиболее выражен при агрегации инсулина. Он проявляется в значительном увеличении скорости агрегации и размеров агрегатов и уменьшении продолжительности лаг-периода. Представлены модели, объясняющие противоположную направленность действия низких и высоких концентраций шаперона, в основу которых положено представление о нуклеации субстрата на поверхности частиц а-кристаллина. С помощью электронной микроскопии показано образование разветвленных ассоциатов крупного размера (50 — 250 нм) при агрегации инсулина в присутствии а-кристаллина.

БЛАГОДАРНОСТИ

Автор выражает искреннюю благодарность научному руководителю, д.б.н. Белле Яковлевне Гурвиц, за непосредственное руководство работой, участие в постановке экспериментов, терпение и помощь в подготовке диссертационной работы.

Автор выражает глубокую признательность заведующему лабораторией ферментных систем, профессору Борису Ивановичу Курганову за переданные знания и опыт, непосредственное участие и неоценимую помощь при обсуждении результатов.

Автор выражает благодарность за предоставление препарата а-кристаллина к.б.н. К.О. Муранову (Институт биохимической физики им. Н.М. Эммануэля РАН).

Автор выражает благодарность к.б.н. В. А. Штейн-Марголиной (Институт биохимии им. А.Н. Баха РАН) за помощь в проведении экспериментов по электронной микроскопии и интерпретации полученных данных и д.б.н. В.И. Папенко (Институт молекулярной биологии им. В.А. Энгельгардта РАН) за помощь в интерпретации и представлении результатов экспериментов.

Автор также выражает благодарность сотрудникам и аспирантам лаборатории молекулярной организации биологических структур Института биохимии им. А.Н. Баха РАН за помощь в постановке экспериментов и моральную поддержку.

Работа выполнена в соответствии с планом научно-исследовательских работ Учреждения Российской академии наук Института биохимии им. А.Н. Баха РАН, тема «Механизмы защитного действия шаперонов при агрегации белков»; гос. регистрационный номер темы 01200952331.

Работа поддержана программой «Молекулярная и клеточная биология» Президиума Российской академии наук и Российским фондом фундаментальных, исследований (грант 08-04-00666-а).

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Исследования кинетики тепловой агрегации белков показали, что на начальных стадиях процесса агрегации формируются стартовые агрегаты. Каждый стартовый агрегат включает сотни денатурированных белковых молекул. Формирование стартовых агрегатов ранее было показано на ряде модельных субстратов: бычий [3[-кристаллин, глицеральдегид-3-фосфат-дегидрогеназа, гликоген-фосфорилаза Ъ из мышц кролика, аспартат-аминотрансфераза из митихондрий сердца свиньи и белок оболочки вируса I табачной мозаики [Магкоз81ап е1 а1., 2006а; КЬапоуа е1 а1., 2005, 2007; Оо1иЬ е1 а1., 2007, 2009; Рапуикоу ег а1., 2007; Мегетуапт ег а1., 2008; Егопта ег а!., 2009]. Тепловая денатурация - относительно длительный процесс. Поэтому большой интерес представляет изучение механизма ДТТ-индуцированной агрегации, при котором денатурация белка происходит посредством восстановления дисульфидных связей, и, таким образом, ее скорость может регулироваться изменением концентрации ДТТ. Особый интерес представляло выяснение вопроса о том, включает ли механизм ДТТ-индуцированной агрегации модельных субстратов, содержащих дисульфидные связи (таких как а-лактальбумин и инсулин), стадию формирования стартовых агрегатов.

С использованием метода ДЛС были проведены исследования кинетики ДТТ-индуцированной агрегации а-лактальбумина и распределения частиц по размерам в присутствии и в отсутствие а-кристаллина [ВейеШет е1 а1., 1999; №а1 е1 а1., 1999; ВейеШет, 2002]. Однако механизмы агрегации а-лактальбумина в условиях стресса и взаимодействия а-кристаллина с денатурированным субстратом, предотвращающего его неконтролируемую агрегацию, далеки от понимания.

В настоящей работе кинетика ДТТ-индуцированной агрегации а-лактальбумина и инсулина изучалась при разных концентрациях белка с использованием ДЛС. Анализ распределения частиц, формирующихся в растворе а-лактальбумина после добавления ДТТ, по размерам позволил сделать заключение, что агрегация проходит через стадию формирования стартовых агрегатов с гидродинамическим радиусом 80 — 100 нм. Показано, что механизм агрегации существенно изменяется в присутствии а-кристаллина. Анализ зависимости гидродинамического радиуса частиц, формирующихся в присутствии а-кристаллина, показал, что непосредственно после добавления ДТТ в системе формируются комплексы развернутого а-лактальбумина и а-кристаллина. Было принято, что продолжительность лаг-периода на кинетических кривых агрегации, полученных в присутствии а-кристаллина, определяется трансформацией комплексов а-кристаллин-развернутый а-лактальбумин в первичные кластеры (с ~ 20 нм), склонные к агрегации, в результате перераспределения молекул развернутого а-лактальбумина по поверхности а-кристаллиновых частиц.

Чтобы расширить представления о механизмах ускоряющего действия низких концентраций а-кристаллина, были проведены исследования кинетики ДТТ-индуцированной агрегации инсулина. В настоящей работе мы изучали действие а-кристаллина на кинетику ДТТ-индуцированной агрегации рекомбинантного инсулина человека в широком спектре концентраций а-кристаллина.

Кинетику агрегации инсулина регистрировали с помощью ДЛС. В данном исследовании было показано, что низкие концентрации а-кристаллина резко ускоряют ДТТ-индуцированнцю агрегацию рекомбинантного инсулина человека, тогда как высокие концентрации а-кристаллина подавляют агрегационный процесс. Были предложены механизмы, лежащие в основе противоположно направленного действия низких и высоких концентраций а-кристаллина. Предполагается, что гетерогенная нуклеация, происходящая на поверхности а-кристаллиновой частицы, играет ключевую роль в парадоксальном ускорении агрегации инсулина а-кристаллином, что может представлять альтернативный биологически важный путь процесса агрегации. Мы предполагаем, что быстро образующиеся на частицах Hsp аморфные белковые агрегаты могут являться центрами концентрирования развернутых молекул белка в пределах цитозоля клетки, то есть функционировать аналогично агресомам [Kopito, 2000; Markossian and Kurganov, 2004]. Можно полагать, что ускоренное связывание развернутого под действием стрессорных условий белкового субстрата с частицами sHsp является защитным ответом клетки на стресс, обеспечивающим изоляцию потенциально токсичные агрегаты.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Бумагина, Зоя Михайловна, 2010 год

1. Aarts H.J., Lubsen N.H., Schoenmakers J.G.G. (1989) Crystallin gene expression during rat lens development. Eur. J. Biochem. 183; 31—36.

2. Abgar S., Backmann J., Aerts T., Vanhoudt J., Clauwaert J. (2000) The structural differences between bovine lens alphaA- and alphaB-crystallin. Eur. J. Biochem. 267; 5916-5925.

3. Abgar S., Vanhoudt J., Aerts T., Clauwaert J. (2001) Study of the chaperoning mechanism of bovine lens a-crystallin, a member of the small heat shock superfamily. Biophys. J. 80; 1986-1995.

4. Acharya K.R., Ren J.S., Stuart D.I., Phillips D.C., Fenna R.E. (1991) Crystal structure of human alpha-lactalbumin at 1.7 A resolution. J. Mol. Biol. 221; 571-581.

5. Agorogiannis E. I., Agorogiannis G. I., Papadimitriou A., Hadjigeorgiou G.M. (2004) Protein misfolding in neurodegenerative diseases. Neuropathol. Appl. Neurobiol. 30; 215-224.

6. Anderson P.J., Brooks C.L., Berliner L.J. (1997) Functional identification of calcium binding residues in bovine alpha-lactalbumin. Biochemistry. 36; 11648-11654.

7. Andley U.P. (2009) Effects of alpha-crystallin on lens cell function and cataract pathology. Curr. Mol. Med. 9; 887-892.

8. Anfinsen C.B. (1973) Principles that govern the folding of protein chains.1. Science. 181; 223-230.

9. Aquilina J.A., Benesch J.L., Ding L.L., Yaron O., Horwitz J., Robinson C.Y. (2005) Subunit exchange of polydisperse proteins: Mass spectrometry reveals consequences of aA-crystallin truncation. J. Biol. Chem. 100; 10611-10616.

10. Arrigo A.P., Müller W.E.G. (2002) Small stress proteins. Prog. Mol. Subcell. Biol. Springer-Verlag, Berlin; 28; 270p.

11. Augusteyn R.C., Koretz JF, Schurtenberger P. (1989) The effect of phosphorylation on the structure of a-crystallin. Biochim. Biophys. Acta. 999; 293-299.

12. Augusteyn R.C., Stevens A. (1998) Macromolecular structure of the eye lens. Prog. Polym. Sei. 23; 375-413.

13. Augusteyn, R.C. (2004) Dissociation is not required for alpha-crystallin's chaperone function. Exp. Eye Res. 79; 781-784.

14. Avilov S., Aleksandrova N.A., Demchenko A.P. (2004) Quaternary structure of a-crystallin is necessary for the binding of unfolded proteins. A surface plasmon resonance study. Protein Pept. Lett. 11; 1-8.

15. Bagneris C., Bateman O.A., Naylor C.E., Cronin N., Boelens W.C., Keep N.H., Slingsby C. (2009) Crystal structures of a-crystallin domain dimers of aB-crystallin and Hsp20. J. Mol. Biol. 392; 1242-1252.

16. Barrai J.M., Broadley S.A., Schaffar G., Hartl F.U. (2004) Roles of molecular chaperones in protein misfolding diseases. Semin. Cell Dev. Biol. 15; 17-29.

17. Beardsall K., Diderholm B.M., Dunger D.B. (2008) Insulin and carbohydrate metabolism. Best Pract. Res. Clin. Endocrinol. Metab. 22; 41-55.

18. Becker J., Craig E.A. (1994) Heat-shock proteins as molecular chaperones. Eur. J. Biochem. 219; 11-23.

19. Beissinger M., Buchner J. (1998) How chaperones fold proteins. Biol. Chem. 379; 245-259.

20. Berka M., Rice J.A. (2005) Relation between aggregation kinetics and the structure ofkaolinite aggregates. Langmuir. 21; 1223—1229.

21. Bertz M., Chen J., Feige M.J., Franzmann T.M., Buchner J., Rief M. (2010) Structural and mechanical hierarchies in the a-crystallin domain dimer of the hyperthermophilic small heat shock protein Hspl6.5. J. Mol. Biol. 400; 1046-1056.

22. Bettelheim F.A. (2002) Kinetics of chaperoning of dithiothreitol-denatured a-lactalbumin by a-crystallin. Int. J. Biol. Macromol. 30; 161-169.

23. Bettelheim F.A., Ansari R., Cheng Q.F., Zigler J.S Jr. (1999) The mode of chaperoning of dithiothreitol-denatured alpha-lactalbumin by alpha-crystallin. Biochem. Biophys. Res. Commun. 261; 292-297.

24. Bhat S.P., Nagineni C.N. (1989) AlphaB subunit of lensspecific protein alpha-crystallin is present in other ocular and non-ocular tissues. Biochem. Biophys. Res. Commun. 158; 319-325.

25. Bhattacharyya J., Padmanabha Udupa E.G., Wang J., Sharma K.K. (2006) Mini-alphaB-crystallin: a functional element of alphaB-crystallin with chaperone-like activity. Biochemistry. 45; 3069-3076.

26. Biswas A., Das K.P. (2007) a-Crystallin assisted refolding of enzyme substrates: optimization of external parameters. Protein J. 26; 247-255.

27. Bloemendal H., de Jong W., Jaenicke R., Lubsen N.H., Slingsby C., Tardieu A. (2004) Ageing and vision: structure, stability and function of lens crystallins. Progr. Biophys. Mol. Biol. 86; 407-485.

28. Bloemendal H., de Jong W.W. (1991) Lens proteins and their genes. Prog. Nucleic Acid Res. \Mol. Biol. 41; 259-281.

29. Borges J.C., Ramos C.H. (2005) Protein folding assisted by chaperones. Protein Pept. Lett. 12; 257-261.

30. Bova M.P., Ding L.L., Horwitz J., Fung B.K. (1997) Subunit exchange of aA-crystallin. J. Biol. Chem. 272; 29511-29517.

31. Boyle D., Takemoto L. (1994) Characterization of the alpha-gamma and alpha-beta complex: evidence for an in vivo functional role of alpha-crystallin as a molecular chaperone. Exp. Eye Res. 58; 9-16.

32. Bradford M.M. (1976) A rapid and sensitive method for the quantification of microgram quantities of protein utilising the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem. 72. 248-254.

33. Braig K., Otwinowski Z., Hedge R., Boisvert D.C., Joachimiak A., Horwich A.L., Sigler P.B. (1994) The crystal structure of the bacterial chaperonin GroEL at 2.8 A. Nature. 371; 578-586.

34. Brange J., Owens D.R., Kang S., V0lund A. (1990) Monomelic insulins and their experimental and clinical implications. Diabetes Care. 13; 923-954.

35. Brew K., Hill R.L. (1975) Lactose biosynthesis. Rev. Physiol. Biochem. Pharmacol. 72; 105-158.

36. Brodsky J.L., McCracken A.A. (1999) ER protein quality control and proteasome-mediated protein degradation. Semin. Cell Dev. Biol. 10; 507-513.

37. Bukau B., Horwich A.L. (1998) The Hsp70 and Hsp60 chaperone machines. Cell 92; 351-366.

38. Bumagina Z.M., Gurvits B.Y., Artemova N.Y., Muranov K.O., Yudin I.K., Kurganov B.I. (2010a) Paradoxical acceleration of dithiothreitol-induced aggregation of insulin in the presence of a chaperone. Int. J. Mol. Sci. 11; 4556-4579.

39. Bumagina Z.M., Gurvits B.Y., Artemova N.V., Muranov K.O., Yudin I.K., Kurganov B.I. (2010b) Mechanism of suppression of dithiothreitol-induced aggregation of bovine alpha-lactalbumin by alpha-crystallin. Biophys. Chem. 146; 108-17.

40. Burgio M.R., Bennett P.M., Koretz J.F. (2001) Heat-induced quaternary transitions in hetero- and homo-polymers of alpha-crystallin. Mol Vis. 7; 228-233.

41. Burgio M.R., Kim C.J., Dow C.C., Koretz J.F. (2000) Correlation between the chaperone-like activity and aggregate size of alpha-crystallin with increasing temperature. Biochem. Biophys. Res. Commun. 268; 426-432.

42. Calderone V., Giuffrida M.G., Viterbo D., Napolitano L., Fortunato D., Conti A., Acharya K.R. (1996) Amino acid sequence and crystal structure of buffalo a-lactalbumin. FEBS Lett. 394; 91-95.

43. Carver J.A. (1999) Probing the structure and interactions of crystallin proteins by NMR spectroscopym. Prog. Retin. Eye Researc. 18; 431-462.

44. Carver J.A., Aquilina J.A., Cooper P.G., Williams G.A., Truscott R.J.W. (1994a) Alpha-crystallin: molecular chaperone and protein surfactant. Biochim. Biophys. Acta. 1204; 195-206.

45. Carver J.A., Aquilina J.A., Truscott R.J. (1994b) A possible chaperone-like quaternary structure for alpha-crystallin. Exp. Eye Res. 59; 231-234;

46. Carver J.A., Guerreiro N., Nicholls K.A., Truscott R.J. (1995) On the interaction of alpha-crystallin with unfolded proteins. Biochim. Biophys. Acta. 1252; 251-60.

47. Carver J.A., Lindner R.A. (1998) NMR spectroscopy of alpha-crystallin. Insights into the structure, interactions and chaperone action of small heat-shock proteins. Int. J. Biol. Macromol. 22; 197-209.

48. Carver J.A., Rekas A., Thorn D.C., Wilson M.R. (2003) Small heat-shock proteins and clusterin: intra- and extracellular molecular chaperones with a common mechanism of action and function? IUBMB Life. 55; 661-668.

49. Caspers, G.J., Leunissen, J.A., de Jong, W.W. (1995) The expanding small heat-shock protein family, and structure predictions of the conserved «alpha-crystallin domain». J. Mol. Evol. 40; 238-248.

50. Chakraborty S., Peng Z. (2000) Hierarchical unfolding of the a-lactalbumin molten globule: Presence of a compact intermediate without a unique tertiary fold. J. Mol. Biol. 298; 1-6.

51. Chen Y., Yi L., Yan G.Q., Jang Y.X., Fang Y.W., Wu X.H., Zhou X.W., Wei L.M. (2010) Decreased chaperone activity of alpha-crystallins in naphthalene-induced cataract possibly results from C-terminal truncation. J. Int. Med. Res. 38; 1016-28.

52. Chiou S.H., Azari P., Himmel M.E., Squire P.G. (1979) Isolation and physical characterization of bovine lens crystallins. Int. J. Pept. Protein Res. 13; 409-417.

53. Chiti F., Dobson C.M. (2006) Protein* misfolding, functional amyloid, and human disease. Annu. Rev. Biochem. 75; 333-366.

54. Chothia C., Lesk A.M, Dodson G.G., Hodgkin D.C. (1983) Transmission of conformational change in insulin. Nature. 302; 500-505.

55. Chrysina E.D., Brew K., Acharya K.R. (2000) Crystal structures of apo-and holo-bovine alpha-lactalbumin at 2.2-A resolution reveal an effect of calcium on inter-lobe interactions. J Biol Chem. 275; 37021-37029.

56. Clark J.I., Muchowski P.J. (2000) Small heat-shock proteins and their potential role in human disease. Curr. Opin. Struct. Biol. 10; 52-59.

57. Claxton D.P., Zou P., McHaourab H.S. (2008) Structure and orientation of T4 lysozyme bound to the small heat shock protein alpha-crystallin. J. Mol. Biol. 375; 1026-1039.

58. Cohen F.E. (1999) Protein misfolding and prion diseases. J. Mol. Biol. 293; 313-320.

59. Conlon J.M. (2001) Evolution of the insulin molecule: insights into structure-activity and phylogenetic relationships. Peptides. 22; 1183-1193.117

60. Csermely P., Schnaider T., Soti C., Prohaszka Z., Nardai G. (1998) The 90-kDa molecular chaperone family: structure, function, and clinical applications. A comprehensive review. Pharmacol. Ther. 79; 129—168.

61. Cyr D. M., Hohfeld J., Patterson C. (2002) Protein quality control: U-box-containing E3 ubiquitin ligases join the fold. Trends Biochem. Sci. 27; 368-375.

62. Das B.K., Liang J.J., Chakrabarti B. (1997) Heat-induced conformational change and increased chaperone activity of lens alpha-crystallin. Curr. Eye. Res. 16; 303-309.

63. Das K. P., Petrash J. M., Surewicz W. K. (1996) Conformational properties of substrate proteins bound to a molecular chaperone a-crystallin. J. Biol. Chem. 271; 10449-10452.

64. Das K.P., Surewicz W.K. (1995) Temperature-induced exposure of hydrophobic surfaces and its effect on the chaperone' activity of alpha-crystallin. FEBSLett. 369; 321-325.

65. Dasgupta S., Hohman T.C., Carper D. (1992) Hypertonic stress induces alpha B-crystallin expression. Exp. Eye Res. 54; 461-470.

66. Datta S.A., Rao C.M. (1999) Differential temperature-dependent chaperone-like activity of alphaA- and alphaB-crystallin homoaggregates. J Biol. Chem. 274; 34773-34778.

67. De Maio A. (1999) Heat shock proteins: facts, thoughts, and dreams. Shock. 11; 1-12.

68. De Meyts P. (2004) Insulin and its receptor: structure, function and evolution. Bioessays. 26; 1351-1362.

69. De Young L.R.; Fink A.L.; Dill K.A. (1993) Aggregation of globular proteins. Acc. Chem. Res. 26; 614-620.

70. Delaye M., Tardieu A. (1983) Short-range order of crystallin proteins accounts for eye lens transparency. Nature. 302; 415-417.

71. Deretic D., Aebersold R.H., Morrison H.D., Papermaster D.S. (1994) AlphaA- and alphaB-crystallin in the retina. Association with the post-Golgi compartment of frog retinal photoreceptors. J. Biol. Chem. 269; 16853-16861.

72. Derham B.K., Harding J.J. (1999) Alpha-crystallin as a molecular chaperone. Prog. Retin. Eye Res. 18; 463-509.

73. Diao J. (2003) Crystallographic titration of cubic insulin crystals: pH affects GluB13 switching and sulfate binding. Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr. 59; 670-676.

74. Didelot C., Schmitt E., Brunei M., Maingret L., Parcellier A., Garrido C. (2006) Heat shock proteins: endogenous modulators of apoptotic cell death. Handb. Exp. Pharmacol. 172; 171-198.

75. Diez-Orrite S., Stoll S., Schurtenberger P. (2005) Off-lattice Monte Carlo simulations of irreversible and reversible aggregation processes. Soft Matter. 1; 364-371.

76. Dobson C., Karplus M. (1999) The fundamentals of protein folding: bringing together theory and experiment. Curr. Opin. Struct. Biol. 9; 92-101.

77. Dobson C.M. (1999) Protein misfolding, evolution and disease. Trends Biochem. Sci. 24; 329-332.

78. Dobson C.M. (2004a) Experimental investigation of protein folding and misfolding. Methods. 34; 4-14.

79. Dobson C.M. (2004b) Principles of protein folding, misfolding and aggregation. Semin. Cell Dev. Biol. 15; 3-16.

80. Dolgikh D.A., Gilmanshin R.I., Brazhnikov E.V., Bychkova V.E., Semisotnov G.V., Venyaminov S.Yu., Ptitsyn O.B. (1981) Alpha-Lactalbumin: compact state with fluctuating tertiary structure? FEBSLett. 136; 311-315.

81. Dusa A„ Kaylor J., Edridge S., Bodner N., Hong D.P., Fink A.L. (2006) Characterization of oligomers during alpha-synuclein aggregation using intrinsic tryptophan fluorescence. Biochemistry. 45; 2752-2760.

82. Ecroyd H., Carver J. A. (2009) Crystallin proteins and amyloid fibrils. Cell. Mol. Life Sci. 66; 62-81.

83. Ehrnsperger E., Lilie H., Gaestel M., Buchner J. (1999) The dynamics of hsp25 quaternary structure. Structure and function of different oligomeric species. J. Biol. Chem. 274; 14867-14874.

84. Ehrnsperger M., Buchner J., Gaestel M. (1998) Small heat-shock proteins. In: Molecular chaperones in the life cycle of proteins: structure, function and mode of action. (Ed.) M. Dekker, New York, Basel, Hong Kong. 533-575.

85. Ehrnsperger M., Graber S., Gaestel M., Buchner J. (1997) Binding of non-native protein to Hsp25 during heat shock creates a reservoir of folding intermediates for reactivation. EMBO J. 16; 221-229.

86. Eronina T.B., Chebotareva N.A., Bazhina S.G., Makeeva V.F., Kleymenov S.Y., Kurganov B.I. (2009) Effect of proline on thermal inactivation, denaturation and aggregation of glycogen phosphorylase b from rabbit skeletal muscle. Biophys. Chem. 141; 66-74.

87. Ewbank J.J., Creighton T.E. (1993a) Structural characterization of the disulfide folding intermediates of bovine alpha-lactalbumin. Biochemistry. 32; 3694-3707.

88. Ewbank J.J., Creighton T.E. (1993b) Pathway of disulfide-coupled unfolding and refolding of bovine alpha-lactalbumin. Biochemistry. 32; 3677-3693.

89. Feil I.K., Malfois M., Hendle J., van der Zandt H., Svergun D.I. (2001) A novel quaternary structure of the dimeric a-crystallin domain with chaperone-like activity. J. Biol. Chem. 276; 12024-12029.

90. Fernandez-Escamilla A.M., Rousseau F., Schymkowitz J., Serrano L. (2004) Prediction of sequence-dependent and mutational effects on the aggregation of peptides and proteins. Nat. Biotechnol. 22; 1302-1306.

91. Ferrone F. (1999) Analysis of protein aggregation kinetics. Methods Enzymol. 309; 256-274.

92. Ferrone F.A., Ivanova M., Jasuja R. (2007) Heterogeneous nucleation and crowding in sickle hemoglobin: an analytic approach. Biophys. J. 82; 399-406.

93. Fink Ä.L. (1998) Protein aggregation: folding aggregates, inclusion bodies and amyloid. Folding Dis. 3; 9-23.

94. Fink A.L. (1999) Chaperone-mediated protein folding. Physiol. Rev. 79; 425-449.

95. Follmer C., Pereira F.V., DaSilveria N.P., Carlini C.R. (2004) Jack bean urease (EC 3.5.1.5) aggregation monitored by dynamic and static light scattering.Biophys. Chem. Ill; 79-87.

96. Franck E., Madsen O., van Rheede T., Ricard G., Huynen M.A., de Jong W.W. (2004) Evolutionary diversity of vertebrate small heat shock proteins. J. Mol. Evol. 59; 792-805.

97. Fruton J. (1972) Molecules and life historical essays on the interplay of chemistry and Biology. Wiley-Interscience, New York.

98. Frydman J. (2001) Folding of newly translated proteins in vivo: The role of molecular chaperones. Annu. Rev. Biochem. 70; 603-647.

99. Ganea E. (2001) Chaperone-like activity of a-crystallin and other small heat shock proteins. Curr. Prot. Pept. Sei. 2; 205-225.

100. Ganea E., Harding J J. (2000) Alpha-crystallin assists the renaturation of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase. Biochem. J. 345; 467-472.113. ' Garcia-Mata R., Bebok Z., Sorscher E.J., Sztul E.S. (1999)

101. Characterization and dynamics of aggresome formation by a cytosolic GFP-chimera. J. Cell Biol. 146; 1239-1254.

102. Gazit E. (2005) Mechanisms of amyloid fibril self-assembly and inhibition. Model short peptides as a key research tool. FEBSJ. 272; 5971-5978.

103. Gebbink M.F., Ciaessen D., Bouma B., Dijkhuizen L., Wösten H.A. (2005) Amyloids a functional coat for microorganisms. Nat. Rev. Microbiol. 333-341.

104. Ghosh J.G., Clark J.I. (2005) Insights into the domains required for dimerization and assembly of human alphaB-crystallin. Protein Sci. 14; 684-695.

105. Ghosh J.G., Estrad, M.R., Clark J.I. (2005) Interactive domains for chaperone activity in the small heat shock protein, human alphaB-crystallin. Biochemistry. 44; 14854-14869.

106. Ghosh J.G., Houck S.A., Clark J.I. (2007) Interactive sequences in the stress protein and molecular chaperone human aB crystallin recognize and modulate the assembly of filaments. Int. J. Biochem. Cell Biol. 39; 1804-1815.

107. Ghosh J.G., Houck S.A., Clark J.I. (2008) Interactive sequences in the molecular chaperone, human alphaB-crystallin modulate the fibrillation of amyloidogenic proteins. Int. J. Biochem. Cell Biol. 40; 954-967.

108. Giese K.C., Vierling E. (2002) Changes in oligomerization are essential for the chaperone activity of a small heat shock protein in vivo and in vitro. J. Biol. Chem. 211 \ 46310-46318.

109. Golub N., Meremyanin A., Markossian K., Eronina T., Chebotareva N., Asryants R., Muronets V., Kurganov B. (2007) Evidence for the formation of start aggregates as an initial stage of protein aggregation. FEBS Lett. 581; 4223-4227.

110. Groenen P.J., Merck K.B., de Jong W.W., Bloemendal H. (1994) Structure and modifications of the junior chaperone alpha-crystallin. From lens transparency to molecular pathology. Eur. J. Biochem. 225; 1-19.

111. Hakansson A., Zhivotovsky B., Orrenius S., Sabharwal H., Svanborg C. (1995) Apoptosis induced by a human milk protein. Proc. Natl. Acad. Scl USA. 92;8064-8068.

112. Haley D.A., Horwitz J., Stewart P.L. (1998) The small heat-shock protein, alphaB-crystallin, has a variable quaternary structure. J. Mol. Biol. 277; 27-35.

113. Hammond C., Helenius A. (1995) Quality control in the secretory pathway. Curr. Opin. Cell. Biol. 7; 523-529.

114. Hartl F.U. (1996) Molecular chaperones in cellular protein folding. Nature. 381; 571-579.

115. Hartl F.U., Hayer-Hartl M. (2002) Molecular chaperones in the cytosol: from nascent chain to folded protein. Science. 295; 1852—1858.

116. Haslbeck M. (2002) sHsps and their role in the chaperone network. Cell. Mol. Life Scl 59; 1649-1657.

117. Haslbeck M., Franzmann T., Weinfurtner D., Buchner J. (2005) Some like it hot: the structure and function of small heat-shock proteins. Nat. Struct. Mol. Biol. 12; 842-846.

118. Head M.W., Sedowofia K., Clayton R.M. (1995) Beta B2-crystallin in the mammalian retina. Exp Eye Res. 61; 423-428.

119. Hendrick J.P., Hartl F.U. (1993) Molecular chaperone functions of heatshock proteins. Annu. Rev. Biochem. 62; 349—384.

120. Hill R.L., Brew K. (1975) Lactose synthetase. Adv Enzymol. Relat. Areas Mol. Biol. 43; 411^190.

121. Hirai Y., Permyakov E.A., Berliner L.J. (1992) Proteolytic digestion of alpha-lactalbumin: physiological implications. J. Protein. Chem. 11; 51—57.

122. Hiraoka Y, Sugai S. (1985) Equilibrium and kinetic study of sodium- and potassium-induced conformational changes of apo-alpha-lactalbumin. Int. J. Pept. Protein Res. 26; 252-261.

123. Hiraoka Y., Segawa T., Kuwajima K., Sugai S., Murai N. (1980) Alpha-Lactalbumin: a calcium metalloprotein. Biochem. Biophys. Res. Commun. 95; 1098-1104.

124. Horwich A. (2002) Protein aggregation in disease: a role for folding intermediates forming specific multimeric interactions. J. Clin. Invest. 110; 1221-1232.

125. Horwitz J. (1992) Alpha-crystallin can function as a molecular chaperone. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 89; 10449-10453.

126. Horwitz J. (2000) The function of alpha-crystallin in vision. Semin. Cell Dev. Biol. 11; 53-60.

127. Horwitz J. (2003) Alpha-crystallin. Exp. Eye Res. 76; 145-153.

128. Horwitz J. (2005) Alpha-crystallin: Its involvement in suppression of protein aggregation and protein folding. Protein folding handbook. Part II. (J. Buchner and T. Kiefhaber, eds.), Wiley-VCH, Weinheim. 858-875.

129. Horwitz J. (2009) Alpha-crystallin: the quest for a homogeneous quaternary structure. Exp Eye Res. 88; 190-194.

130. Horwitz J., Bova M.P., Ding L.L., Haley D.A., Stewart P.L. (1999) Lens alpha-crystallin: function and structure. Eye. 13; 403-408.

131. Houck S.A., Clark J.I. (2010) Dynamic subunit exchange and the regulation of microtubule assembly by the stress response protein human aB-crystallin. PLoS ONE. 5; 11795-11805.

132. Hurtley S.M., Helenius A. (1989) Protein oligomerization in the endoplasmic reticulum. Annu. Rev. Cell. Biol. 5; 277-307.

133. Ingolia T.D., Craig E.A. (1982) Drosophila gene related to the major heat shock-induced gene is transcribed at normal temperatures and not induced by heat shock. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 79; 525 529.

134. Iwaki T., Kume-Iwaki A., Goldman J.E. (1990) Cellular distribution of alpha B-crystallin in non-lenticular tissues. J. Histochem. Cytochem. 38; 31-39.

135. Jaenicke R. (1991) Protein folding: local structures, domains, subunits, and assemblies .Biochemistry. 30; 3147—3161.

136. Jaenicke R. (1996) Protein folding and association: in vitro studies for self-organization and targeting in the cell. Curr. Top. Cell Regul. 34; 209-314.

137. Johnston J.A., Ward C.L., Kopito R.R. (1998) Aggresomes: a cellular response to misfolded proteins. J. Cell Biol. 143; 1883-1898.

138. Kane J.F., Hartley D.L. (1991) Properties of recombinant protein-containing inclusion bodies in Escherichia coli. Bioprocess Technol. 12; 121-145.

139. Kappe G., Franck E., Verschuure P., Boelens W.C., Leunissen J.A., de Jong W.W. (2003) The human genome encodes 10 alpha-crystallin-related small heat shock proteins: HspBl-10. Cell Stress Chaperones. 8; 53-61.

140. Kataoka M., Kuwajima K., Tokunaga F., Goto Y. (1997) Structural characterization of the molten globule of alpha-lactalbumin by solution X-ray scattering. Protein Sei. 6; 422-430.

141. Kelly J.W., Balch W.E. (2003) Amyloid as a natural product. J. Cell Biol. 161; 461—462.

142. Kharakoz D.P., Bychkova V.E. (1997) Molten globule of human alpha-lactalbumin: hydration, density, and compressibility of the interior. Biochemistry. 36; 1882-1890.

143. Khodarahmi R., Beyrami M., Soori H. (2008) Appraisal of casein's inhibitory effects on aggregation accompanying carbonic anhydrase refolding and heat-induced ovalbumin fibrillogenesis. Arch. Biochem. Biophys. 477; 67-76.

144. Kim C.G., Basha E., Catague B. Y., Vierling E. (2005) Evidence for an essential function of the N terminus of a small heat shock protein in vivo, independent of in vitro chaperone activity. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 102; 18896-18901.

145. Kim K.K., Kim R., Kim S.H. (1998) Crystal structure of a small heat shock protein. Nature. 394; 595-599.

146. Kim P., Baldwin R.L. (1990) Intermediates in the folding reactions of small proteins. Annu. Rev. Biochem. 59; 631-660.

147. Klemenz R., Frohli E., Steiger R.H., Schifer R., Aoyama A. (1991) Alpha B-crystallin is a small heat shock protein. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 88; 3652-3656.

148. Kodaka M. (2004a) Requirements for generating sigmoidal time-course aggregation in nucleation-dependent polymerization model. Biophys. Chem. 107; 243-253.

149. Kodaka M. (2004b) Interpretation of concentration-dependence in aggregation kinetics. Biophys. Chem. 109; 325-332.

150. Kopito R.R. (2000) Aggresomes, inclusion bodies and protein aggregation. Trends Cell Biol. 10; 524-530.

151. Koretz J.F. (1999) Quaternary structural changes in native bovine alpha-crystallin aggregates with temperature. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 40; 214-221.

152. Koretz J.F., Augusteyn R.C. (1988) Electron microscopy of native and reconstituted alpha-crystallin aggregates. Curr. Eye Res. 7; 25-30.

153. Kornilaev B.A.; Kurganov B.I.; Eronina T.B.; Chebotareva N.A.; Livanova N.B.; Orlov V.N.; Cherniak V.Y. (1997) Mechanism of heat denaturation of muscle glycogen phosphorylase b. Mol. Biol. (Mosc). 31; 98-107.

154. Krebs M.R., Devlin G.L., Donald A.M. (2007) Protein particulates: another generic form of protein aggregation? Biophys. J. 92; 1336-1342.

155. Kumar A., Singh S. (2009) Interaction of chaperone a-crystallin with unfolded state of a-amylase: Implications for reconstitution of the active enzyme. Int. J. Biol. Macromol. 45; 493-498.

156. Kumar P.A., Reddy G.B. (2009) Modulation of alpha-crystallin chaperone activity: a target to prevent or delay cataract? IUBMB Life. 61; 485 495.

157. Kurganov B.I. (1998) Kinetics of heat aggregation of proteins. Biochemistry. 63; 364-366.

158. Kurganov B.I. (2002) Kinetics of protein aggregation. Quantitative estimation of the chaperone-like activity in test-systems based on suppression of protein aggregation. Biochemistry. 67; 409-422.

159. Kurganov B.I. (2005) Protein aggregation kinetics. In: Chemical and biological kinetics. Biological Kinetics. 2; 251-279. (Ed.) Koninklijke Brill N.V., Leiden, The Netherlands.

160. Kurganov B.I., Kornilaev B.A., Chebotareva N.A., Malikov V.P., Orlov V.N., Lyubarev A.E., Livanova N.B. (2000) Dissociative mechanism of thermal denaturation of rabbit skeletal muscle glycogen phosphorylase b. Biochemistry. 39; 13144-13152.

161. Kurganov B.I., Rafikova E.R., Dobrov E.N. (2002) Kinetics of thermal aggregation of tobacco mosaic virus coat protein. Biochemistry. 67; 525-533.

162. Kuwajima K. (1996) The molten globule state of alpha-lactalbumin. FASEBJ. 10; 102-109.

163. Laemmli U.K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature. 227; 680-685.

164. Lakowicz J.R. (2006) Principles of fluorescence spectroscopy. 3rd Ed.; Springer: Singapore. 954 p.

165. Lambert H., Charette S.J., Bernier A.F., Guimond A., Landry J. (1999) Hsp27 multimerization mediated by phosphorylation-sensitive intermolecular interactions at the amino terminus. J. Biol. Chem. 274; 9378-9385.

166. Lampi K.J., Ma Z., Hanson S.R., Azuma M., Shih M., Shearer T.R., Smith D.L., Smith J.B., David L.L. (1998). Age-related changes in human lens crystallins identified by two-dimensional electrophoresis and mass spectrometry. Exp. Eye Res. 61; 31-43.

167. Lanneau D., de Thonel A., Maurel S., Didelot C., Garrido C. (2007) Apoptosis versus cell differentiation: role of heat shock proteins HSP90, HSP70 and HSP27. Prion. 1; 53-60.

168. Lee G.J., Roseman A.M., Saibil H.R., Vierling E. (1997) A small heat shock protein stably binds heat-denatured model substrates and can maintain a substrate in a folding-competent state. EMBO J. 16; 659-671.

169. Li Y.J., Rothwarf D.M., Scheraga H.A. (1995) Mechanism of reductive protein unfolding. Nat. Struct. Biol. 2; 489-494.

170. Lin M.Y., Linsday H.M., Weitz D.A., Ball R.C., Klein R., Meakin P. (1989) Universality of fractal aggregates as probed by light scattering. Proc. R. Soc. Lond. A. 423; 71-87.

171. Linder R.A., Kapur A., Mariani M., Titmuss S.J., Carver J.A. (1998) Structural, alterations of a-crystallin during its chaperone action. Eur. J. Biochem. 258; 170-183.

172. Lindquist S., Kim G. (1996) Heat-shock protein 104 expression is sufficient for thermotolerance in yeast. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 93; 5301-5306.

173. Luheshi L.M., Dobson C.M. (2009) Bridging the gap: from protein misfolding to protein misfolding diseases. FEBS Lett. 583; 2581-2586.

174. Ma Z.X., Hanson S.R.A., Lampi K.J., David L.L., Smith D.L., Smith J.B. (1998) Age-related changes in human lens crystallins identified by HPLC and mass spectrometry. Exp. Eye. Res. 67; 21—30.

175. Mach H., Trautman P.A., Thomson J.A., Lewis R.V., Middaugh C.R. (1990) Inhibition of alpha-crystallin aggregation by gamma-crystallin. J. Biol. Chem. 265; 4844-4848.

176. MacRae T.H. (2000). Structure and function of small heat shock/alpha-crystallin proteins: established concepts and emerging ideas. Cell. Mol. Life Sci. 57; 899-913.

177. Mahler H.C., Muller R., Friess W., Delille A. and Matheus S. (2005) Induction and analysis of aggregates in a liquid IgGl-antibody formulation. Eur. J. Pharm. Biopharm. 59; 407-417.

178. Markossian K.A, Kurganov B.I. (2004), Protein folding, misfolding, and' aggregation. Formation of inclusion bodies and aggresomes. Biochemistry. 69; 971-984.

179. Markossian K.A., Yudin I.K., Kurganov B.I. (2009) Mechanism of suppression of protein aggregation by alpha-crystallin. Int. J. Mol. Set 10; 1314-1345.

180. Mayer M.P., Bukau B. (2005) Hsp70 chaperones: cellular functions and molecular mechanism. Cell Mol. Life Sci. 62; 670-684.

181. McAvoy J.W. (1978). Cell division, cell elongation and distribution of alpha-, beta- and gamma-crystallins in the rat lens. J. Embryol. Exp. Morphol. 44; 149-165.

182. McHaourab H.S., Dodson E.K., Koteiche H.A. (2002) Mechanism of chaperone function in small heat shock proteins. Two-mode binding of the excited states of T4 lysozyme mutants by alphaA-crystallin. J. Biol. Chem. 277; 40557^10566.

183. McKenzie H.A. (1996) alpha-Lactalbumins and lysozymes. EXS. 75; 365-409.

184. Meremyanin A.V., Eronina T.B., Chebotareva N.A., Kurganov B.I. (2008) Kinetics of thermal aggregation of glycogen phosphorylase b from rabbit skeletal muscle: mechanism of protective action of alpha-crystallin. Biopolymers. 89; 124-134.

185. Michiel M., Duprat E., Skouri-Panet F., Lampi J.A., Tardieu A., Lampi K.J., Finet S. Aggregation of deamidated human PB2-crystallin and incomplete rescue by a-crystallin chaperone. Exp. Eye Res. 90; 688-698.

186. Militello V., Casarino C., Emanuele A., Giostra A., Pullara F., Leone M. (2004) Aggregation kinetics of bovine serum albumin studied by FTIR spectroscopy and light scattering. Biophys. Chem. 107; 175-187.

187. Minami Y., Hohfeld J., Ohtsuka K., Hartl F.U. (1996) Regulation of the heat-shock protein 70 reaction cycle by the mammalian DnaJ homolog, Hsp40. J. Biol. Chem. 271; 19617-19624.

188. Mornon J.P., Halaby D., Malfois M., Durand P., Callebaut I., Tardieu A. (1998) Alpha-crystallin C-terminal domain: on the track of an Ig fold. Int. J. Biol Macromol. 22; 219-227.

189. Muchowski P.J., Hays L.G., Yates J.R., Clark J.I. (1999b). ATP and the core «alpha-Crystallin» domain of the small heat-shock protein alphaB-crystallin. J. Biol. Chem. 274; 30190-30195.

190. Myers J.K., Oas T.G. (2002) Mechanism of fast protein folding. Annu. Rev. Biochem. 71; 783—815.

191. Neal R., Zigler J.S. Jr., Bettelheim F.A. (2001) On the equilibrium between monomeric oc-lactalbumin and the chaperoning complex of a-crystallin. Biochem. Biophys. Res. Commun. 280; 14—18.

192. Netzer W.J., Hartl F.U. (1998) Protein folding in the cytosol: chaperonin-dependent and -independent mechanisms. Trends Biochem. Sci. 23; 68—73.

193. Nitta K., Sugai S. (1989) The evolution of lysozyme and alpha-lactalbumin. Eur J Biochem. 182; 111-118.

194. Olsen H.B., Ludvigsen S., Kaarsholm N.C. (1996) Solution structure of an engineered insulin monomer at neutral pH. Biochemistry. 35; 8836-8845.

195. Panyukov Y., Yudin I., Drachev V., Dobrov E., Kurganov B. (2007) The study of amorphous aggregation of tobacco mosaic virus coat protein by dynamic light scattering. Biophys. Chem. 127; 9-18.

196. Parsell D.A., Sanchez Y., Stitzel J.D., Lindquist S. (1991) Hspl04 is a highly conserved protein with two essential nucleotide-binding sites. Nature. 353; 270-273.

197. Patro S.Y., Przybycien T.M. (1996) Simulations of reversible protein aggregate and crystal structure. Biophys. J. 70; 2888-2902.

198. Pawar A.P., Dubay K.F., Zurdo J., Chiti F.,Vendruscolo M., Dobson C.M. (2005) Prediction of «aggregation-prone» and «aggregation-susceptible» regions in proteins associated with neurodegenerative diseases. J. Mol. Biol. 350; 379-392.

199. Permyakov E.A., Berliner L.J. (2000) a-Lactalbumin: structure and function. FEBS Lett. 473; 269-274.

200. Permyakov E.A., Morozova L.A., Burstein E.A. (1985) Cation binding effects on the pH, thermal and urea denaturation transitions in alpha-lactalbumin. Biophys Chem. 21; 21-31.

201. Permyakov E.A., Morozova L.A., Kalinichenko L.P., Derezhkov V.Yu. (1998) Interaction of alpha-lactalbumin with Cu" . Biophys. Chem. 32; 37-42.

202. Permyakov E.A., Shnyrov V.L., Kalinichenko L.P., Kuchar A., Reyzerl.L., Berliner LJ. (1991) Binding of Zn(II) ions to alpha-lactalbumin. J. Protein Chem. 10; 577-584.

203. Permyakov EA, Berliner LJ. (1994) Coz bindingto alpha-lactalbumin.

204. J. Protein Chem. 13; 277-281.

205. Perutz M.F. (1997) Amyloid fibrils mutations make enzyme polymerize. Nature. 385; 773-775.

206. Petkova A.T., Ishii Y., Balbach J.J., Antzutkin O.N., LeapmanR.D., Delaglio F., Tycko R. (2002) Astructural model for Alzheimer's beta-amyloid fibrils based on experimental constraints from solid state NMR. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 99; 16742-16747.

207. Philo J.S.; Arakawa T. (2009) Mechanisms of protein aggregation. Curr. Pharmacol. Biotechnol. 10; 348-351.

208. Photon correlation and light beating spectroscopy (1974) (Cummins H.Z. and Pike E.R., Eds) Plenum, New York.

209. Pike A.C.W., Brew K., Acharya K.R. (1996) Crystal structures of guinea-pig, goat and bovine a-lactalbumin highlight the enhanced conformational flexibility of regions that are significant for its action in lactose synthase. Structure. 4; 691-703.

210. Plaxco K.W., Dobson C.M. (1996) Time-resolved biophysical methods in the study of protein folding. Curr. Opin. Struct. Biol. 6; 630-636.

211. Putilina T., Skouri-Panet F., Prat K., Lubsen N.H., Tardieu A. (2003) Subunit exchange demonstrates a differential chaperone activity of calf a-crystallin toward Plow- and individual y-crystallins. J. Biol. Chem. 278; 13747-13756.

212. Radford S.E. (2000) Protein folding: progress made and promises ahead. Trends Biochem. Sci. 25; 611-618.

213. Raman B., Ramakrishna T., Rao C.M. (1995) Rapid refolding studies on the chaperone-like alpha-crystallin. Effect of alpha-crystallin on refolding of beta- and gamma-ciystallins. J. Biol. Chem. 270; 19888-19921.

214. Raman B., Rao C.M. (1994) Chaperone-like activity and quaternary structure of alpha-crystallin. J. Biol. Chem. 269; 27264 27268.

215. Raman B., Rao C.M. (1997) Chaperone-like activity and temperature-induced structural changes of alpha-crystallin. J. Biol. Chem. 272; 23559-23564.

216. Rao C.M, Raman B., Ramakrishna T., Rajaraman K., Ghosh D., Datta S., Trivedi V.D., Sukhaswami M.B. (1998) Structural perturbation of a-crystallin and its chaperone-like activity. Int. J. Biol. Macromol. 22; 271-281.

217. Rao P.V., Horwitz J., Zigler J.S., Jr. (1993) Alpha-crystallin, a molecular chaperone, forms a stable complex with carbonic anhydrase upon heat denaturation. Biochem. Biophys. Res. Commun. 190; 786—793.

218. Rao P.V., Huang Q.L., Horwitz J., Zigler J.S. (1995) Evidence that alpha-crystallin prevents non-specific protein aggregation in the intact eye lens. Biochim. Biophys. Acta. 1245; 439-447.

219. Reddy G.B., Das K.P., Petrash J.M., Surewicz W.K. (2000) Temperature-dependent chaperone activity and structural properties of human alphaA- and alphaB-crystallins. J. Biol. Chem. 275; 4565-4570.

220. Redfield C., Schulman B.A., Milhollen M.A., Kim P.S., Dobson C.M. (1999) Alpha-lactalbumin forms a compact molten globule in the absence of disulfide bonds. Nat. Struct. Biol. 6; 948-952.

221. Regini J.W., Grossmann J.G., Burgio M.R., Malik N.S., Koretz J.F., Hodson S.A., Elliott G.F. (2004) Structural changes in a-crystallin and whole eye lens during heating, observed by low-angle X-ray diffraction. J. Mol. Biol. 336; 1185-1194.

222. Rekas A., Jankova L., Thorn D.C., Cappai R., Carver J.A. (2007) Monitoring the prevention of amyloid fibril formation by alpha-crystallin. Temperature dependence and the nature of the aggregating species. FEBS J. 21 A; 6290-6304.

223. Ren J., Stuart D.I., Acharya K.R. (1993) Alpha-lactalbumin possesses a distinct zinc binding site. J. Biol Chem. 268; 19292-19298.

224. Rieger T.R., Morimoto R. I., Hatzimanikatis V. (2006) Bistability explains threshold phenomena in protein aggregation both in vitro and in vivo. Biophys J. 90; 886-895.

225. Ritossa F.M. (1964) Experimental activation of specific loci in polyten chromosomes of drosophila. Exp Cell Res. 35; 601-607.

226. Santhoshkumar P., Sharma K.K. (2004) Inhibition of amyloid fibrillogenesis and toxicity by a peptide chaperone. Mol Cell Biochem. 267; 147-155.

227. Santoro M.G. (2000) Heat shock factors and the control of the stress response. Biochem. Pharmacol 59; 55-63.

228. Sathish H.A., Stein R.A., Yang G., McHaourab H.S. (2003) Mechanism of chaperone function in small heat-shock proteins. Fluorescence studies of the conformations of T4 lysozyme bound to alphaB-crystallin. J. Biol. Chem. 278; 44214-44221.

229. Schiene-Fischer C., Habazettl J., Schmid F.X., Fischer G. (2002) The hsp70 chaperone DnaK is a secondary amide peptide bond cis-trans isomerase. Nat. Struct. Biol. 9; 419-424.

230. Schmitt E., Gehrmann M., Brunei M., Multhoff G., Garrido C. (2007) Intracellular and extracellular functions of heat shock proteins: repercussions in cancer therapy. J. Leukoc. Biol. 81; 15-27.

231. Schuler J., Frank J., Saenger W., Georgalis Y. (1999) Thermally induced aggregation of human transferrin receptor studied by light-scattering techniques. Biophys. J. 77; 1117-1125.

232. Schwarz P.M., Liggins J.R., Luduena R.F. (1998) |3-Tubulin isotypes purified from bovine brain have different relative stabilities. Biochemistry. 37; 4687-4692.

233. Shabanpoor F., Separovic F., Wade J.D. (2009) The human insulin superfamily of polypeptide hormones. Vitam. Horm. 80; 1—31.

234. Sharma K.K., Kaur H., Kumar G.S., Kester K. (1998a) Interaction of l,r-bi(4-anilino)naphthalene-5,5'-disulfonic acid with alpha-crystallin. J. Biol. Chem. 273; 8965-8970.

235. Sharma K.K., Kumar G.S., Murphy A.S., Kester K. (1998b) Identification of l,r-bi(4-anilino)naphthalene-5,5'-disulfonic acid binding sequences in alpha-crystallin. J. Biol. Chem. 273; 15474-15478.

236. Sharma K.K., Kumar R.S., Kumar G.S., Quinn P.T. (2000) Synthesis and characterization of a peptide identified as a functional element in alphaA-crystallin. J. Biol. Chem. 275; 3767-3771.

237. Silow M., Tan Y.-J., Fersht A.R., Oliveberg M. (1999) Formation of shortlived protein aggregates directly from the coil in two-state folding. Biochemistry. 38; 13006-13012.

238. Smith D.F., Whitesell L., Katsanis E. (1998) Molecular chaperones: biology and prospects for pharmacological intervention. Pharmacol. Rev. 50; 493-514.

239. Song J., Bai P., Luo L., Peng Z.Y. (1998) Contribution of individual residues to formation of the native-like tertiary topology in the alpha-lactalbumin molten globule. J. Mol. Biol. 280; 167-174.

240. Soti C., Pal C., Papp B., Csermely P. (2005) Molecular chaperones as regulatory elements of cellular networks. Curr. Opin. Cell Biol. 17; 210-215.

241. Speed M.A., Wang D.I., King J. (1996) Specific aggregation of partially folded polypeptide chains: the molecular basis of inclusion body composition. Nat. Biotechnol. 14; 1283-1287.

242. Speed M.A.; King J.; Wang D.I.C. (1997) Polymerization mechanism of polypeptide chain aggregation. Biotechnol. Bioeng. 54; 333-343.

243. Srinivas P., Narahari A., Petrash J.M., Swamy M.J., Reddyl G.B. (2010) Importance of eye lens a-crystallin heteropolymer with 3:1 aA to aB ratio: stability, aggregation, and modifications. IUBMB Life. 62; 693-702.

244. Srinivasan A.N., Nagineni C.N., Bhat S.P. (1992) Alpha A-crystallin is expressed in non-ocular tissues. J. Biol. Chem. 261 \ 23337-23341.

245. Stefani M, Dobson CM. (2003) Protein aggregation and aggregate toxicity: new insights into protein folding, misfolding diseases and biological evolution. J. Mol. Med. 81; 678-699.

246. Stefani M. (2004) Protein misfolding and aggregation: new examples in medicine and biology of the dark side of the protein world. Biochim. Biophys. Acta. 1739; 5-25.

247. Stine W. B. Jr., Dahlgren K. N., Krafft G. A., LaDu M. J. (2003) In vitro characterization of conditions for amyloid peptide oligomerization and fibrillogenesis. J. Biol. Chem. 278; 11612-11622.

248. Stromer T., Ehrnsperger M., Gaestel M., Buchner J. (2003) Analysis of the interaction of small heat shock proteins with unfolding proteins. J. Biol. Chem. 278; 18015-18021.

249. Sun Y., MacRae T.H. (2005) Small heat shock proteins: molecular structure and chaperone function. Cell Mol. Life Sci. 62; 2460-2476.

250. Surewicz W.K., Olesen P.R. (1995) On the thermal stability of alpha-crystallin: a new insight from infrared spectroscopy. Biochemistry. 34; 9655-9660.

251. Svensson M., Sabharwal H., Hakansson A., Mossberg A.K., Lipniunas P., Leffler H., Svanborg C., Linse S. (1999) Molecular characterization of alpha-lactalbumin folding variants that induce apoptosis in tumor cells. J. Biol. Chem. 274; 6388-6396.

252. Tanaka N., Tanaka R., Tokuhara M., Kunugi S., Lee Y.F., Hamada D. (2008) Amyloid fibril formation and chaperone-like activity of peptides from alphaA-crystallin. Biochemistry. 47; 2961-2967.

253. Tardieu A., Laporte D., Licinio P., Krop B., Delaye M. (1986) Calf lens alpha-crystallin quaternary structure. A three-layer tetrahedral model. J. Mol. Biol. 192; 711-724.

254. Thomson J.A., Augusteyn R.C. (1983) am-Crystallin: the native form of the protein? Exp. Eye Res. 37; 367-377.

255. Thomson J.A., Augusteyn R.C. (1988) On the structure of alpha-crystallin: The minimum molecular weight. Curr. Eye Res. 7; 563-569.

256. Thomson J.A., Augusteyn R.C. (1989) On the structure of a-crystallin: construction of hybrid molecules and homopolymers. Biochim. Biophys. Acta. 994; 246-252.

257. Thurston G.M., Sun T.X.', Liang J.N. (1998) Relationship between molecular weight and hydrodynamic radius during heat-induced aggregation of recombinant human aA and aB crystallin. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 39; 870-879.

258. Tissieres A., Mitchell H.K., Tracy U.M. (1974) Protein synthesis in salivary glands of Drosophila melanogaster: relation to chromosome puffs. J. Mol. Biol. 84; 389-398.

259. Tompa P., Csermely, P. (2004) The role of structural disorder in the function of RNA and protein chaperones. FASEB J. 18; 1169-1175.

260. Treweek T.M., Morris A.M., Carver J.A. (2003) Intracellular protein unfolding and aggregation: the role of small heat-shock chaperone proteins. Aust. J. Chem. 56; 357—367.

261. Uchiyama H., Perez-Prat E.M., Watanabe K., Kumagai I., KuwajimaK. (1995) Effects of amino acid substitutions in the hydrophobic core of alpha-lactalbumin on the stability of the molten globule state. Protein Eng. 8; 1153-1161.

262. Ueda Y., Duncan M.K., David L.L. (2002) Lens proteomics: the accumulation of crystallin modifications in the mouse lens with age. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 43; 205-215.

263. Vanhoudt J., Abgar S., Aerts T., Clauwaert J. (2000) A small-angle X-ray solution scattering study of bovine a-ciystallin. Eur. J. Biochem. 267; 3848-3858.

264. Vanhoudt J., Aerts T., Abgar S., Clauwaert J. (1998) Quaternary structure of bovine a-crystallin: influence of temperature. Intern. J. Biol. Macromol. 22; 229-237.

265. Veprintsev D.B., Permyakov E.A., Kalinichenko L.P., Berliner L.J. (1996) Pb and Hg~ binding to alpha-lactalbumku Biochem. Mol. Biol. Int. 39; 1255-1265.

266. Voisine C., Pedersen J.S., MorimotoR.I. (2010) Chaperone networks: Tipping the balance in protein folding diseases. Neurobiol. Dis. 40; 12-20.

267. Voorter C.E., De Haard-Hoekman W.A., Hermans M.M., Bloemendal H., De Jong W.W. (1990) Differential synthesis of crystallins in the developing rat eye lens. Exp. Eye Res. 50; 429—437.

268. Wang K, Kurganov BI. (2003) Kinetics of heat- and acidification-induced aggregation of firefly luciferase. Biophys. Chem. 106; 97-109.

269. Wang K, Spector A. (1994) The chaperone activity of bovine alpha crystallin. Interaction with other lens crystallins in native and denatured states. J. Biol Chem. 269; 13601-13608.

270. Wegele H., Muller L., Buchner J. (2004) Hsp70 and Hsp90 a relay team for protein folding. Rev. Physiol Biochem. Pharmacol 151; 1—44.

271. Weinreb O., van Rijk A.F., Dovrat A., Bloemendal H. (2000) In vitro filament-like formation upon interaction between lens alpha-crystallin and betaL-crystallin promoted by stress. Invest. Ophthalmol Vis. Sci. 41; 3893-3897.

272. Weitz D.A., Huang J.S., Lin M.Y., Sung J. (1985) Limits of the fractal dimension for irreversible kinetic aggregation of gold colloids. Phys. Rev. Lett. 54; 1416-1419.

273. Weitz D.A., Lin M.Y. (1986) Dynamic scaling of cluster-mass distributions in kinetic colloid aggregation. Phys. Rev. Lett. 57; 2037-2040.

274. Wickner S., Maurizi M.R., Gottesman S. (1999) Posttranslational quality control: folding, refolding, and degrading proteins. Science. 286; 1888-1893.

275. Wistow G.J. (1995) Molecular biology and evolution of crystallins: gene recruitment and multifunctional proteins in the eye lens. Molecular biology intelligences. Ed. Austin T.X. R. G. Landes Company.

276. Wistow G.J., Piatigorsky J. (1988) Lens crystallins: the evolution and expression of proteins for a highly specialized tissue. Annu. Rev. Biochem. 57; 479-504.

277. Wood J.D., Beaujeux T.P., Shaw P.J. (2003) Protein aggregation in motor neurone disorders. Neuropathol. Appl. Neurobiol. 29; 529—545.

278. Young J.C., Hartl F.U. (2002) Chaperones and transcriptional regulation by nuclear receptors. Nature Struct. Biol. 9; 640-642.

279. Yudin I. K., Nikolaenko G.L., Kosov V.I., Agayan V.A., Anisimov M.A., Sengers J.V. (1997) Simple photon-correlation spectrometer for research and education. Int. J. Thermophys. 18; 1237—1248.

280. Zhu X., Gaus K., Lu Y., Magenau A., Truscott R.J., Mitchell T.W. (2010) a- and (3-crystallins modulate the head group order of human lens membranes during aging. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 51; 5162—5167.

281. Векшин H.Jl. (2008) К вопросу о предотвращении агрегации инсулина альфа-кристаллином. Биохимия. 73; 562—567.

282. Гусев Н.Б., Богачева Н.В., Марстон С.Б. (2002) Структура и свойства малых белков теплового шока (sHsp) и их взаимодействие с белками цитоскелета. Биохимия. 67; 613-623.

283. Клюева А.В., Левчук Ю.Н., Набока Ю.Н. (2002) Фотонкореляционная спектроскопия белков. Укр. биохим. журн. 74; 12—26.323.324.

284. Кривандин A.B., Муранов К.О., Островский М.А. (2004а) Рентгеновское малоугловое исследование комплексообразования в растворах а- и ßi.-кристаллинов при нагрегвании. Докл. Академ. Наук. 394; 1-4.

285. Кривандин A.B., Муранов К.О., Островский М.А. (2004b) Исследование комплексообразования в расстворах а- и ßb-кристаллинов при 60 °С. Мол. Биол. 38; 1-15.

286. Панасенко О.О., Ким М.В., Гусев Н.Б. (2003) Структура и свойства малых белков теплового шока. Успехи биол. химии. 43; 59-98.