Исследование упругих свойств многокомпонентной липидной мембраны при экстремальных изгибных деформациях тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.02, кандидат наук Чекашкина, Ксения Владимировна

• Чекашкина, Ксения Владимировна
• кандидат наук
• 2018

Оглавление диссертации кандидат наук Чекашкина, Ксения Владимировна

ОГЛАВЛЕНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ И УСЛОВНЫХ ОБОЗНАЧЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность

Цель работы

Научная новизна

Практическая значимость

Положения, выносимые на защиту

Апробация результатов работы

ОСНОВНОЕ СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Роль физико-химических свойств липидного бислоя (ЛБ) в мембранных процессах

1.2 Модель линейной изгибной упругости мембраны

1.3 Методы измерения модуля изгиба мембраны

1.3.1 Анализ флуктуаций поверхности свободной мембраны

1.3.2 Анализ связи приложенная сила - механическая деформация мембраны

1.4 Влияние липидного состава и холестерина на изгибную жесткость мембраны

1.4.1 Не-бислойные липиды

1.5 Молекулярные механизмы морфогенеза клеточных мембран специализированными белками. 31 1.5.1 Роль эпсина в процессе клатрин-зависимого эндоцитоза

1.6 Влияние продуктов окисления на упругие свойства мембран и активность митохондриальных белков

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1 Материалы

2.2 Методы

2.2.1 Формирование бислойной липидной мембраны (БЛМ)

2.2.3 Вытягивание мембранных нанотрубок (НТ) из модельных липидных бислоев

2.2.4 Измерение геометрических параметров НТ

2.2.5 Измерение эластических параметров НТ

2.2.6 Метод компенсации внутримембранного поля (КВП)

2.2.7 Добавление различных агентов к мембранным НТ

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1 Теория упругости многокомпонентного липидного бислоя

3.1.1 Двухкомпонентный липидный бислой, обменивающийся веществом с резервуаром липидов и находящийся под воздействием трансверсального электрического поля

3.1.2 Эффект "краудинга" белков

2

3.1.3 Изгибная упругость многокомпонентного липидного бислоя

3.2 Упругость ЛБ при экстремальных изгибных деформациях

3.2.1 Создание критической кривизны - прекурсора деления мембраны - в липидных нанотрубках (НТ)

3.2.2 Зависимость изгибной жесткости мембраны от кривизны

3.2.3 Линейная изгибная упругость прекурсора деления

3.3 Упругость многокомпонентного липидного бислоя

3.3.1 Влияние не-бислойных липидов на изгибную жесткость ЛБ

3.3.2 Исследование упругих характеристик отдельных компонентов в различном фоновом липидном окружении

3.4. Влияние молекулярных параметров липидов на транспортные характеристики митохондриального белка иСР 1

3.5 Влияние миграции заряженных компонентов на измерения

ОСНОВНЫЕ ВЫВОДЫ РАБОТЫ

ОПУБЛИКОВАННЫЕ РАБОТЫ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

БЛАГОДАРНОСТИ

БИБЛИОГРАФИЧЕСКИЙ СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ И УСЛОВНЫХ ОБОЗНАЧЕНИЙ

АФК - активные формы кислорода БЛМ - бислойная липидная мембрана ГУВ - гигантские униламеллярные везикулы ДНК - дезоксирибонуклеиновая кислота

ДНК-холестерин - синтезированный комплекс 5'-Холестерин-

TTTTTCTCCAATGTCTACTGCTCCACGCTCCAATGTGAACAGCTGCACG

КВП - компенсация внутримембранного поля

ЛБ - липидный бислой

НТ - нанотрубка

ПТФЭ - тефлон

РА - высокореакционные альдегиды ЭДТА - этилендиаминтетрауксусная кислота

BSA - бычий сывороточный альбумин Chol - холестерин

DMPC - 1, 2-димиристоил-^«-глицеро-3-фосфохолин DOPC - 1, 2-диолеоил-^и-глицеро-3-фосфолхолин DOPE - 1, 2-диолеоил-^«-глицеро-3-фосфоэтаноламин

DOPE-Rh - 1, 2-диолеоил-.от-глицеро-3-фосфоэтаноламин-Ы-(лиссамин родамин В сульфонил) (аммониевая соль)

DOPS - 1, 2-диолеоил-.от-глицеро-3-фосфо-С-серин (натриевая соль)

ENTH - N-концевой домен белка эпсина (the epsin N-terminal homology domain)

HDDE - 4-гидрокси-додека-2, 6-диеналь

HEPES - 4-(2-гидроксиэтил)-1-пиперазинэтансульфоновая кислота HHE - 4-гидрокси-2-гексеналь HNE - 4-гидрокси-2-ноненаль

MPC - 1-миристоил-2-гидрокси-5,и-глицеро-3-фосфохолин ONE - 4-оксо-2-ноненаль

OPC - 1-олеил-2-гидрокси-,уи-глицеро-3-фосфохолин PDB - банк данных белковых структур (Protein Data Bank) PIP2 - фосфатидилинозитол(4, 5)-бифосфат PIP3 - инозитол(1, 4, 5)-трифосфат

POPC - 1-пальмитоил-2-олеоил-.у«-глицеро-3-фосфохолин

TOCL - 1', 3'- бис [1, 2-диолеоил-5,«-глицеро-3-фосфо]-5,«-глицерин (натриевая соль) (тетра олеоил кардиолипин)

UCP1 - митохондриальный разобщающий белок 1 (uncoupling protein 1)

кв - константа Больцмана

квТ - единица энергии, 4.14*10-21Дж

Z - латеральное натяжение липидного бислоя

Ke - энтропийный модуль изгиба мембраны

Keff - эффективный модуль изгиба мембраны

Km - материальный модуль изгиба мембраны

km,i - материальный модуль изгиба чистого i-го липидного компонента в состоянии липидного монослоя

Js,i - спонтанная кривизна чистого i-го липидного компонента в состоянии липидного монослоя

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Исследование упругих свойств многокомпонентной липидной мембраны при экстремальных изгибных деформациях»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность.

Данная работа посвящена разработке и экспериментальной проверке нового формализма в теории упругости липидного бислоя (ЛБ), связывающего такое его макроскопическое свойство, как изгибная жесткость, с индивидуальными геометрическими и эластическими параметрами липидных молекул, из которых он состоит. Актуальность такого исследования определяется тем, что клеточная мембрана содержит большое количество так называемых «не-бислойных» липидов, которые сами по себе при растворении в воде не образуют липидный бислой, а формируют сильно искривленные структуры, например, мицеллы или инвертированную гексагональную фазу. При встраивании в плоский бислой такие липиды должны индуцировать в нем стресс, который может оказывать существенное влияние на работу некоторых мембранных белков, чья активность сопряжена с конформационными изменениями трансмембранных доменов. До сих пор не существует однозначного представления о связи возникающего стресса со свойствами индивидуальных липидных молекул, что важно для оценки влияния различных липидов на работу белков. Остается открытым вопрос и о возможности перераспределения не-бислойных липидов в градиенте кривизны мембраны и его роли в регуляции упругих характеристик мембраны. В этом случае возникает дополнительная изгибная деформационная мода, связанная с локальным изменением концентрации таких липидов, а не с изменением их конформационного пространства. Также в данной работе проводится исследование упругих свойств ЛБ при его экстремальных изгибных деформациях вплоть до потери им стабильности.

В 70-х годах прошлого века Вольфгангом Хельфрихом была предложена теория линейной упругости ЛБ для малых отклонений кривизны от спонтанного значения. В рамках данного подхода модуль изгиба ЛБ определяется как вторая производная

плотности свободной энергии по кривизне в спонтанном состоянии. В настоящее

6

время существует ряд оригинальных методик, позволяющих проводить измерения модуля изгиба ЛБ в модельных системах. Показано, что обычно его величина имеет небольшое значение в диапазоне от 10 квТ до 30 квТ. Следовательно, изгибная жесткость мембраны не может оказывать существенного влияния на деформацию клеточных мембран на субмикронном уровне. В то же время, изгибная жесткость ЛБ должна играть ключевую роль в процессах топологической перестройки мембран, сопряженных с образованием сильно искривленных структур, радиус кривизны которых сравним с длинами молекул липидов. Однако, в настоящее время ничего не известно об упругих свойствах ЛБ при таких экстремальных деформациях, ведущих к потере его стабильности и, как следствие, топологической реорганизации. Сохраняет ли ЛБ при этом макроскопические свойства (линейную упругость), или происходит их качественное изменение (возникновение пластичности)? Ответ на данный вопрос является крайне актуальным для нашего понимания механизмов топологических перестроек мембраны, в том числе и в случаях ее патологических нарушений.

Цель работы.

Основная цель данной работы: проверить применимость линейного приближения изгибной жесткости ЛБ во всем диапазоне его изгибных деформаций, вплоть до критических, приводящих к его дестабилизации, и в рамках этого приближения разработать новый формализм описания упругости мембраны, учитывающий вклад перераспределения липидов с различной молекулярной формой, и доказать обоснованность данного формализма в экспериментальной системе.

Для достижения поставленной цели были решены следующие задачи:

1. На основе метода вытягивания мембранных нанотрубок (НТ) из модельных ЛБ разработать экспериментальный подход, позволяющий проводить измерения модуля изгиба мембраны во всем диапазоне кривизны ее поверхности вплоть до экстремальных значений, при которых происходит спонтанное деление НТ. В качестве модификатора кривизны мембраны (радиуса просвета НТ) использовать ^концевой домен белка эпсина (Е№ТН).

2. Провести исследование зависимости модуля изгиба мембраны от ее кривизны. Выявить, происходит ли проявление критических свойств у ЛБ - появление пластичности при достижении критических изгибных деформаций, приводящих к делению мембраны.

3. Разработать теорию упругости мембраны, учитывающую дополнительную деформационную моду, а именно локальное изменение концентрации липидов, имеющих различную молекулярную геометрию.

4. Провести исследование влияния не-бислойных компонентов биологических мембран, таких как 1, 2-диолеоил-^«-глицеро-3-фосфоэтаноламин (DOPE) и 1-олеил-2-гидрокси-^и-глицеро-3-фосфохолин (OPC), на модуль изгиба мембраны и сравнить полученные результаты с теоретическими предсказаниями.

5. Проверить предположение о сохранении приписываемых отдельным липидным компонентам таких свойств, как материальный модуль изгиба и спонтанная кривизна, в рамках линейного приближения изгибной упругости многокомпонентного ЛБ во всем биологически значимом диапазоне значений его геометрической кривизны.

6. На примере продуктов взаимодействия DOPE с высокореакционными альдегидами (РА) исследовать влияние изменения спонтанной кривизны и материального модуля липидного компонента на активность митохондриального разобщающего белка 1 (UCP1).

Научная новизна.

Описание различных мембранных процессов в терминах упругих механических

напряжений ЛБ давно стало парадигмой, в том числе и в случаях, сопряженных с

образованием сильно искривленных липидных структур. В данной работе впервые

проведено экспериментальное исследование упругих характеристик сильно

искривленного ЛБ, находящегося под воздействием большого изгибного напряжения.

Показано, что на масштабах кривизны, соответствующих промежуточным структурам

деления/слияния мембран, кромке липидной поры и пр., ЛБ сохраняет свойства

8

линейно-упругого тела, а его кривизна с точностью до долей нанометров определяется макроскопическими упругими характеристиками (изгибная жесткость, латеральное натяжение), которые остаются неизменными во всем диапазоне отклонения кривизны от спонтанного значения. Кроме того, впервые экспериментально доказано наличие имманентных характеристик чистого липидного компонента в состоянии молекулярного монослоя - материального модуля изгиба и спонтанной кривизны. Доказано, что липиды, обладающие выраженной спонтанной кривизной, перераспределяются в градиенте кривизны мембраны, что создает дополнительную к изменению формы молекулы изгибную деформационную моду, жесткость которой определяется собственным "энтропийным" модулем изгиба. Разработан уникальный метод измерения энтропийного модуля изгиба и показано, что для некоторых физиологически значимых липидных составов с большим содержанием не-бислойных компонентов вклад энтропийной и материальной упругости в эффективную изгибную жесткость мембраны может быть одинаковым. Показана регуляторная роль не-бислойных липидов в процессах, сопряженных с изменениями формы клеточных мембран. Предложен новый формализм описания изгибной упругости многокомпонентного липидного бислоя, где каждый липидный компонент представляется как отдельный упругий элемент, характеризующийся двумя модулями упругости - материальным и энтропийным.

Практическая значимость.

Полученные результаты подтверждают правомочность использования линейно-упругого приближения при описании механики ЛБ, находящегося под воздействием большого изгибного напряжения, что крайне важно для экспериментального и теоретического исследования таких процессов, как деление/слияние мембран, порообразование и пр. Кроме того, показана регуляторная роль не-бислойных компонентов в регуляции изгибной жесткости клеточных мембран, что может использоваться в медицинских целях для управления процессами клеточного

морфогенеза в случае их патологических нарушений. Разработанное теоретическое

9

описание упругости многокомпонентных мембран дает возможность с хорошей точностью оценивать эффективную изгибную жесткость ЛБ, исходя из данных о материальном модуле упругости и спонтанной кривизне чистых компонентов. Также в работе предложен новый метод измерения материального модуля изгиба и спонтанной кривизны чистого компонента для липидов, которые сами по себе не формируют ЛБ. Предложенный метод измерения позволил на примере UCP1 доказать его чувствительность к изменению материального модуля изгиба одного из мембранных компонентов в результате взаимодействия с высокореакционными альдегидами.

Положения, выносимые на защиту.

1. Изгибная упругость липидного бислоя описывается в рамках линейного приближения во всем диапазоне отклонений его кривизны от спонтанного состояния вплоть до критических деформаций, приводящих к его структурной перестройке.

2. Доказывается существование в липидном бислое двух независимых изгибных деформационных мод, характеризующихся собственными модулями упругости - материальным и энтропийным.

3. Макроскопические параметры, приписываемые отдельным липидным компонентам, а именно материальный модуль изгиба и спонтанная кривизна, сохраняются во всем биологически значимом диапазоне значений геометрической кривизны мембраны и определяют значения материального и энтропийного модулей изгиба многокомпонентного липидного бислоя.

4. Перераспределение компонентов, обладающих спонтанной кривизной, приводит к уменьшению эффективного модуля изгиба/изгибного стресса липидного бислоя, что определяет путь его топологической перестройки в процессе деления.

Апробация результатов работы.

Основные результаты работы были представлены на следующих конференциях

и симпозиумах: 61st, 60th, 58th , Annual Meetings of the Biophysical Society (США, Новый

Орлеан, 2017; Лос-Анжелес, 2016; Сан-Франциско, 2014 ); 20ая, 19ая Международные

10

Пущинские Школы-Конференции молодых ученых "Биология-наука 21 века" (г. Пущино 2015, 2014); XII, XI, X, IX, VIII, V Конференции молодых ученых, аспирантов и студентов "Физикохимия-2017, 2016, 2015, 2014, 2013" (г. Москва, 2017, 2016, 2015, 2014,2013); Научно-практическая конференция ФБГУ ФНКЦ ФМБА России (г. Москва, 2016); 19 th International School on Condensed Matter Physics "Advances in Nanostructured Condensed Matter-Research and Innovations" (Болгария, г. Варна, 2016); Workshop "Membrane and Liquid Crystals Nanostructures", MELINA (Болгария, г. Варна, 2016); V молодежная конференция по молекулярной и клеточной биологии" (Санкт-Петербург, 2016); 10th EBSA European Biophysics Congress (Германия, г. Дрезден, 2015); 10th International Frumkin Symposium on Electrochemisty (Москва, 2015); V Съезд биофизиков России (г. Ростов-на- Дону, 2015); Международная конференция «Structure and functions of biomembranes 2014» (г. Долгопрудный, 2014); IV Междисциплинарная конференция «Биологические активные вещества и материалы: фундаментальные и прикладные вопросы получения и применения» (Крым, г. Новый Свет, 2013); Biomembrane Days (Германия, Потсдам, 2012); Конференция молодых ученых Молекулярная и клеточная биология: прикладные аспекты (г. Москва, 2012); XXI International Symposium of Bioelectrochemistry and Bioenergetics of the Bioelectrochemical Society (BES) (Польша, г. Краков, 2011); 53 научная конференция МФТИ (г. Долгопрудный, 2010).

ОСНОВНОЕ СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Роль физико-химических свойств липидного бислоя (ЛБ) в мембранных процессах.

Биологические мембраны — это функциональные структуры клеток. Они

образованы двумя слоями липидных молекул (липидный бислой, ЛБ), и в них

расположены белки, которые ограничивают цитоплазму и большинство

внутриклеточных структур. Функции биологических мембран характеризуются

чрезвычайным разнообразием и заключаются не только в отделении содержимого

клетки и ее органелл от внешней среды, но и в выполнении множества других задач,

например: обеспечение диффузионного барьера, активный транспорт веществ,

электрическая возбудимость, передача сигнала, сортировка белков, внутриклеточный

транспорт и др. Безусловно, для выполнения каждой из вышеперечисленных задач в

клетках существуют специализированные белки, чьи функциональные элементы либо

непосредственно располагаются в толщине ЛБ, либо только взаимодействуют с его

поверхностью (трансмембранные и периферийные белки). В большинстве случаев

описание молекулярных механизмов, лежащих в основе работы таких белков,

невозможно сделать только на основе знаний об их структурных изменениях и

взаимодействии между собой. Во многих мембранных процессах липидная

компонента мембраны не ограничивается ролью пассивного элемента - среды, в

которой функционируют белки или физико-химические свойства которых он

изменяет, а непосредственно контролирует и управляет активностью белков [1-3].

Управление может осуществляться не только за счет специфического

межмолекулярного белок-липидного взаимодействия, благодаря наличию огромного

количества различных типов липидных молекул в мембране, но и с помощью

изменения мезоскопических параметров, характеризующих состояние системы -

окружающего белок липидного бислоя, как единого целого [4]. Такими параметрами

12

являются: плотность поверхностного заряда, профиль латерального давления/латеральное натяжение, модуль растяжения/сжатия, модуль изгибной жесткости, параметр порядка упаковки липидов в мембране (фазовое состояние) и т.д. Чувствительность белков к термодинамическим параметрам ЛБ позволяет синхронизировать их активность. Так, например, большинство канальных белков проявляют чувствительность к латеральному натяжению мембраны: при увеличении натяжения растет вероятность открытия канала [5]. Фазовое разделение, свойственное многокомпонентным мембранам, приводит к появлению липидных доменов - рафтов, отличающихся физико-химическими свойствами (параметром порядка, толщиной), что позволяет аккумулировать в них определенные белки, способствуя их кластеризации и изменению активности [6]. Поэтому любой метаболический процесс, который изменяет липидный состав одного из монослоев мембраны, изменяет и ее физико-химические свойства, что свою очередь может приводить к активации ионного транспорта [7], фосфолипазной активности и изменению конформации трансмембранных белков [8].

Одним из важнейших термодинамических параметров липидного бислоя

является модуль изгибной упругости, характеризующий его сопротивляемость к

отклонению геометрической кривизны от спонтанного состояния. Модуль изгиба

определяется как коэффициент пропорциональности между этим отклонением и

требуемым для его создания изгибающим моментом. Модуль изгиба ЛБ измеряется в

единицах энергии и составляет обычно 10-30 квТ, что является очень малой

величиной. Поэтому вклад изгибной энергии ЛБ становится заметен только при

образовании больших изгибных деформаций. В свою очередь, клеточная мембрана -

это динамическая структура, которая непрерывно изменяет свою форму и топологию.

Важнейшие клеточные процессы, такие как экзо - и эндоцитоз, внутриклеточный

везикулярный транспорт, связаны с топологическими перестройками мембран, их

слиянием и делением, требующими локального нарушения бислойной структуры

липидной мембраны - образования промежуточных структур

13

полуслияния/полуделения, радиус кривизны которых сравним с толщиной липидного монослоя (Рисунок 1). Любые топологические перестройки требуют, как правило, генерации значительных изгибных деформаций ЛБ [9-12].

Рис. 1. Локальные различия в кривизне мембраны: А - схематическое изображение локализации сильно искривленных структур в клетке. Б - отпочковывание пузырьков в аппарате Гольджи. В - тубулы в эндосомах. Г - отпочковывание вирионов. [13].

Согласно существующей на сегодняшний день парадигме, процессы слияния и деления мембран осуществляются специализированными белками, которые обеспечивают формирование сильно искривленных промежуточных структур -прекурсоров (зародышей) слияния/деления; дальнейшая топологическая перестройка бислоя - образование промежуточных структур полуслияния/полуделения происходит спонтанно, а вероятность этого перехода определяется упругими характеристиками ЛБ, его составом и геометрией структуры прекурсора. Показано, что механические свойства липидного матрикса, окружающего мембранные белки, определяют энергетику образования промежуточных структур, через которые реализуется слияние мембран [3].

1.2 Модель линейной изгибной упругости мембраны.

Мембранные липиды - амфифильные молекулы, составленные из двух частей с противоположными свойствами: гидрофильной "головы" и гидрофобного "хвоста", который в большинстве случаев состоит из одной или двух углеводородных цепей. В водных растворах амфифильные молекулы липидов спонтанно организуются в различные по своим геометрическим свойствам структуры, в которых углеводородные цепи прячутся от воды за полярными "головами". Одной из таких структур является плоский липидный бислой (ламеллярная фаза) - двумерная поверхность, образованная двумя молекулярными слоями, толщиной 4-5 нм.

В зависимости от температуры и химического состава липиды в бислое могут находиться в различных фазовых состояниях [14-16]. При высоких температурах углеводородные цепи молекул липида, как правило, разупорядочены, и образуемый ими ЛБ обладает свойствами двумерной жидкости - компоненты могут беспрепятственно перемещаться вдоль его поверхности. Это состояние обычно называют жидкокристаллической фазой [15]. При понижении температуры до критического значения (для каждого липида оно разное) происходит фазовый переход - углеводородные цепи липида упорядочиваются и растягиваются (увеличивается толщина ЛБ) - образуется кристаллическая гель-фаза [16]. Для нормального функционирования клетке очень важно поддерживать жидкокристаллическое состояние своих мембран, обеспечивающее латеральную подвижность ее компонентов. Благодаря этому, изгибная деформация мембраны (изменение ее геометрической кривизны) происходит без образования складок и дефектов.

В 1973 году Хельфрихом была предложена теория, описывающая изгибную

деформацию мембраны [17]. В рамках данной модели гидрофобная прослойка ЛБ в

жидком состоянии не характеризуется какой-либо конкретной внутренней структурой

и, следовательно, не имеет никакого параметра порядка, связанного с ним. Мембрана

представляется поверхностью, а физическими параметрами, определяющими

энергетику системы, являются средняя J и Гауссова JG кривизны поверхности

15

мембраны и соответствующие им модули изгиба. Средняя и Гауссова кривизны выражаются через главные кривизны поверхности С1 и С2: J = С1 + С2 и JG2 = С1 ■ С2 (Рисунок 2).

Рис. 2. Поверхность с обозначенными главными кривизнами С1 = 1и С2 = 1/R2. Средняя кривизна поверхности определяется как J = С1 + С2 и Гауссова кривизна (полная кривизна) как JG2 = С1С2.

Энергия изгиба мембраны в таком случае записывается следующим образом

где J0 - спонтанная кривизна (при которой изгибная энергия равна нулю), А - площадь поверхности, К - модуль изгиба, К' - Гауссов модуль изгиба. Согласно теореме Гаусса-Бонне, несмотря на то, что при деформации поверхности Гауссова кривизна может поточечно изменяться, интеграл от нее по поверхности остается постоянным, пока не изменяется связность поверхности, поэтому последний член в (1.1) можно не учитывать. Очевидно, что для симметричного бислоя спонтанная кривизна равно нулю [18].

Для сферической поверхности радиуса г: С1 = С2 = J/2= JG = 1/г, А = 4кг2, следовательно, энергия изгиба:

Таким образом, энергия изгиба сферического бислоя не зависит от радиуса сферы. Для цилиндра С1= J = 1/г, JG = 0, С2 = 0, А = и тогда энергия изгиба

цилиндрической бислойной мембраны записывается как:

(1.1)

— \-4жг2 = 8л К + 2л К' 2 г2

(1.2)

£ = К

2

О л - + 0

V г

А = К\2nrL = жKL . (1.3)

2 г г

В данном случае энергия зависит от длины цилиндра L и его радиуса г.

1.3 Методы измерения модуля изгиба мембраны.

На сегодняшний день существует несколько способов определения модуля изгиба липидного бислоя К (изгибной жесткости). Их можно классифицировать по следующим категориям: методы, основанные на анализе тепловых флуктуаций свободной мембраны (поверхности гигантских везикул); методы, основанные на измерении силы, изгибающей мембрану (обычно используют микропипетки, оптические/магнитные пинцеты); подходы, основанные на методах рентгеновского рассеяния со стопки плоских липидных бислоев [19,20]; методы молекулярной динамики [21-23].

1.3.1 Анализ флуктуаций поверхности свободной мембраны.

Традиционным способом определения модуля изгиба липидных мембран является анализ флуктуаций поверхности мембран, разработанный и примененный почти 40 лет назад к эритроцитам [24] и к трубчатым везикулам [25]. Позднее метод был применен к гигантским везикулам [26-28]. Анализ флуктуаций мембраны основан на сборе последовательных снимков, полученных с помощью оптической микроскопии. В данном случае при наблюдении тепловых флуктуаций поверхности мембраны с помощью Фурье-анализа получают среднеквадратичные амплитуды собственных колебаний поверхности <щ2> (относительно равновесной формы) как функцию от волнового числа и затем сопоставляют результаты с теорией. В первом приближении зависимость д4(<и/>), где q - волновой вектор, должна быть постоянная и обратно пропорциональная модулю изгиба.

В работах последних лет используют новый оптический метод - голографическую микроскопию [29].

С экспериментальной точки зрения данный метод, вероятно, является наименее затратным, поскольку он основан на прямом видео микроскопическом наблюдении гигантских везикул. Достоинством метода флуктуационной спектроскопии и, в частности, фазового контраста также является то, что не нужно вводить в состав мембраны флуоресцентные красители или дейтерированные молекулы. Один из недостатков заключается в том, что поверхность мембраны должна проявлять видимые колебания, что подразумевает, что мембрана находится под низким натяжением, таким образом метод не может быть применен, например, к плоским бислойным липидным мембранам, находящимся под высоким натяжением, или же к мембранам в гель-фазе.

1.3.2 Анализ связи приложенная сила - механическая деформация мембраны.

Эта категория методов самая разнообразная с точки зрения инструментов, используемых для деформации мембраны. Одним из популярных подходов является технология втягивания липосом микропипеткой. Метод введен Эвансом и Нидхемом [30-32] и применен к мембранам разного состава [33-40]. Суть его заключается в том, что внешняя механическая сила (давление пипетки) используется для всасывания части липосомы в микропипетку, что приводит к увеличению латерального натяжения мембраны и в свою очередь изменяет площадь, доступную для тепловых колебаний поверхности [32] (Рисунок 3).

А Б

Рис. 3. Регистрация всасывания липосомы с помощью микропипетки: А - низкое всасывающее давление, поверхность липосомы флуктуирует, отклоняется от сферической. Б - высокое всасывающее давление. Исчезают флуктуации свободной поверхности липосомы.

Это приводит к увеличению видимой площади мембраны, которая ранее была "спрятана" в тепловых флуктуациях. Из соотношения между свободной площадью мембраны и давлением всасывания, которое связано с натяжением, может быть выведена изгибная жесткость мембраны [42-44].

Возможные трудности, которые приходится преодолевать при использовании этого подхода, связаны с потенциальной адгезией мембраны на стенки микропипетки, которую стараются ингибировать, используя соответствующее покрытие стекла.

Другой менее распространенный метод основан на измерении деформации поверхности мембраны под воздействием электрического поля [45-47]. Везикула подвергается воздействию переменного электрического поля с увеличивающейся амплитудой [48] (Рисунок 4). При этом ведется видео регистрация деформации поверхности.

Рис. 4. Деформация квазисферической везикулы в электрическом поле: изображения фазового контраста, полученные для электрического поля амплитудой 2, 10 и 20 кВ/м, соответственно, и частотой 300 кГц. Размер шкалы соответствует 25 мкм.

Как и в случае всасывания мембраны микропипеткой, деформация везикулы связана с изменением наблюдаемой площади в результате уменьшения амплитуды свободных колебаний мембраны [32, 41, 48]. Натяжение деформированной везикулы находят из напряженности электрического поля [49, 50]. Недостатком данного метода является то, что он плохо применим к заряженным мембранам, поскольку в электрическом поле может наблюдаться неравномерное распределение заряженных липидных молекул в мембране.

Измерения, основанные на методах всасывания липосомы с помощью микропипетки и электродеформации, дают, как правило, более низкие значения модуля изгиба мембраны по сравнению с результатами, полученными из флуктуационной спектроскопии [37, 40, 45, 48]. Дело в том, что изменение относительной площади, измеренное с помощью методов механической деформации мембраны, не может быть однозначно вызвано только лишь уменьшением флуктуаций поверхности; оно также частично возникает из-за растяжения мембраны (увеличения средней площади, приходящейся на одну молекулу липида). В работе [37] авторы внесли поправочный коэффициент для учета наблюдаемого несоответствия, предложив новое описание, которое включает в себя подробное рассмотрение геометрии липосом и учитывает оба модуля упругости мембраны (изгиба и растяжения). При сравнении результатов, полученных разными методами, следует также учитывать потенциальные эффекты условий, в которых проводились измерения. В частности, присутствие сахаров в среде (обычно используется для осмотической стабилизации везикул) может снизить модуль изгиба мембраны.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Чекашкина, Ксения Владимировна, 2018 год

БИБЛИОГРАФИЧЕСКИЙ СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. White J. M. et al. Membrane fusion //Science. - 1992. - Т. 258. - №. 5084. - С. 917-924.

2. Lucy J. A. The fusion of biological membranes //Nature. - 1970. - Т. 227. - №. 5260. - С. 815-817.

3. Chernomordik L., Kozlov M. M., Zimmerberg J. Lipids in biological membrane fusion //The Journal of membrane biology. - 1995. - Т. 146. - №. 1. - С. 1-14.

4. Phillips R. et al. Physical biology of the cell. - Garland Science, 2012.

5. Haswell E. S., Phillips R., Rees D. C. Mechanosensitive channels: what can they do and how do they do it? //Structure. - 2011. - Т. 19. - №. 10. - С. 1356-1369.

6. Lorent J. H., Levental I. Structural determinants of protein partitioning into ordered membrane domains and lipid rafts //Chemistry and physics of lipids. - 2015. - Т. 192. - С. 23-32.

7. Honig B. H., Hubbell W. L., Flewelling R. F. Electrostatic interactions in membranes and proteins //Annual review of biophysics and biophysical chemistry. - 1986. - Т. 15. - №. 1. - С. 163-193.

8. Thuren T. et al. Triggering of the activity of phospholipase A2 by an electric field //Biochemistry. - 1987. - Т. 26. - №. 16. - С. 4907-4910.

9. Frolov V. A., Zimmerberg J. Cooperative elastic stresses, the hydrophobic effect, and lipid tilt in membrane remodeling //FEBS letters. - 2010. - Т. 584. - №. 9. - С. 1824-1829.

10. Молотковский Р. Ю., Акимов С. А. Расчет линейного натяжения в различных моделях кромки поры в липидном бислое //Биологические мембраны: Журнал мембранной и клеточной биологии. - 2009. - Т. 26. - №. 2. - С. 149-158.

11. Акимов С. А., Кузьмин П. И., Чизмаджев Ю. А. Модель слияния, основанная на низкоэнергетических промежуточных состояниях: случай ненулевой спонтанной кривизны //Биол. мембраны. - 2002. - №. 19. - С. 264.

12. Карпунин Д. В., Акимов С. А., Фролов В. А. Формирование пор в плоских липидных мембранах, содержащих лизолипиды и холестерин //Биологические мембраны: Журнал мембранной и клеточной биологии. - 2005. - Т. 22. - №. 5. - С. 429-432.

13. McMahon H. T., Gallop J. L. Membrane curvature and mechanisms of dynamic cell membrane remodelling //Nature. - 2005. - Т. 438. - №. 7068. - С. 590-596.

14. Luzzati V., Gulik-Krzywicki T., Tardieu A. Polymorphism of lecithins //Nature. - 1968. -Т. 218. - №. 5146. - С. 1031-1034.

15. Tardieu A., Luzzati V., Reman F. C. Structure and polymorphism of the hydrocarbon chains of lipids: a study of lecithin-water phases //Journal of molecular biology. - 1973. - T. 75. - №. 4. - C. 711IN17719-718IN19733.

16. Luzzati V., Husson F. The structure of the liquid-crystalline phases of lipid-water systems //The Journal of cell biology. - 1962. - T. 12. - №. 2. - C. 207-219.

17. Helfrich W. Elasticity and thermal undulations of fluid films of amphiphiles //Liquids at Interfaces. - 1990. - T. 48.

18. Marsh D. Elastic curvature constants of lipid monolayers and bilayers //Chemistry and physics of lipids. - 2006. - T. 144. - №. 2. - C. 146-159.

19. Malaquin L., Charitat T., Daillant J. Supported bilayers: Combined specular and diffuse X-ray scattering //The European Physical Journal E: Soft Matter and Biological Physics. - 2010. - T. 31. - №. 3. - C. 285-301.

20. Pabst G. et al. Applications of neutron and X-ray scattering to the study of biologically relevant model membranes //Chemistry and Physics of Lipids. - 2010. - T. 163. - №. 6. - C. 460-479.

21. Goetz R., Gompper G., Lipowsky R. Mobility and elasticity of self-assembled membranes //Physical Review Letters. - 1999. - T. 82. - №. 1. - C. 221.

22. Watson M. C. et al. Determining biomembrane bending rigidities from simulations of modest size //Physical review letters. - 2012. - T. 109. - №. 2. - C. 028102.

23. Smirnova Y. G., Muller M. Calculation of membrane bending rigidity using field-theoretic umbrella sampling //The Journal of chemical physics. - 2015. - T. 143. - №. 24. - C. 243155.

24. Brochard F., Lennon J. F. Frequency spectrum of the flicker phenomenon in erythrocytes //Journal de Physique. - 1975. - T. 36. - №. 11. - C. 1035-1047.

25. Servuss R. M., Harbich V., Helfrich W. Measurement of the curvature-elastic modulus of egg lecithin bilayers //Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes. - 1976. - T. 436. - №. 4. -C. 900-903.

26. Schneider M. B., Jenkins J. T., Webb W. W. Thermal fluctuations of large quasi-spherical bimolecular phospholipid vesicles //Journal de Physique. - 1984. - T. 45. - №. 9. - C. 1457-1472.

27. Engelhardt H., Duwe H. P., Sackmann E. Bilayer bending elasticity measured by Fourier analysis of thermally excited surface undulations of flaccid vesicles //Journal de Physique Lettres. - 1985. - T. 46. - №. 8. - C. 395-400.

28. Bivas I. et al. An application of the optical microscopy to the determination of the curvature elastic modulus of biological and model membranes //Journal de Physique. - 1987. - T. 48. - №. 5. - C. 855-867.

29. Minetti C. et al. New optical method for measuring the bending elasticity of lipid bilayers //Journal of Physics: Conference Series. - IOP Publishing, 2016. - T. 682. - №. 1. - C. 012031.

30. Evans E., Needham D. Physical properties of surfactant bilayer membranes: thermal transitions, elasticity, rigidity, cohesion and colloidal interactions //Journal of Physical Chemistry. - 1987. - T. 91. - №. 16. - C. 4219-4228.

31. Evans E. A. Bending elastic modulus of red blood cell membrane derived from buckling instability in micropipet aspiration tests //Biophysical Journal. - 1983. - T. 43. - №. 1. - C. 27-30.

32. Evans E., Rawicz W. Entropy-driven tension and bending elasticity in condensed-fluid membranes //Physical Review Letters. - 1990. - T. 64. - №. 17. - C. 2094.

33. Fournier J. B., Ajdari A., Peliti L. Effective-area elasticity and tension of micromanipulated membranes //Physical review letters. - 2001. - T. 86. - №. 21. - C. 4970.

34. Manneville J. B. et al. Active membrane fluctuations studied by micropipet aspiration //Physical Review E. - 2001. - T. 64. - №. 2. - C. 021908.

35. Rawicz W. et al. Effect of chain length and unsaturation on elasticity of lipid bilayers //Biophysical journal. - 2000. - T. 79. - №. 1. - C. 328-339.

36. Dimova R. et al. Hyperviscous diblock copolymer vesicles //The European Physical Journal E: Soft Matter and Biological Physics. - 2002. - T. 7. - №. 3. - C. 241-250.

37. Henriksen J. R., Ipsen J. H. Measurement of membrane elasticity by micro-pipette aspiration //The European Physical Journal E: Soft Matter and Biological Physics. - 2004. - T. 14. - №. 2. - C. 149167.

38. Bermudez H., Hammer D. A., Discher D. E. Effect of bilayer thickness on membrane bending rigidity //Langmuir. - 2004. - T. 20. - №. 3. - C. 540-543.

39. Heinrich V., Rawicz W. Automated, high-resolution micropipet aspiration reveals new insight into the physical properties of fluid membranes //Langmuir. - 2005. - T. 21. - №. 5. - C. 1962-1971.

40. Shchelokovskyy P., Tristram-Nagle S., Dimova R. Effect of the HIV-1 fusion peptide on the mechanical properties and leaflet coupling of lipid bilayers //New journal of physics. - 2011. - T. 13. - №. 2. - C. 025004.

41. Helfrich W., Servuss R. M. Undulations, steric interaction and cohesion of fluid membranes //Il nuovo cimento D. - 1984. - T. 3. - №. 1. - C. 137-151.

42. Portet T., Gordon S. E., Keller S. L. Increasing membrane tension decreases miscibility temperatures; an experimental demonstration via micropipette aspiration //Biophysical journal. - 2012. - T. 103. - №. 8. - C. L35-L37.

43. Tian A. et al. Bending stiffness depends on curvature of ternary lipid mixture tubular membranes //Biophysical journal. - 2009. - T. 97. - №. 6. - C. 1636-1646.

44. Li Y., Lipowsky R., Dimova R. Membrane nanotubes induced by aqueous phase separation and stabilized by spontaneous curvature //Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2011. - T. 108. - №. 12. - C. 4731-4736.

45. Kummrow M., Helfrich W. Deformation of giant lipid vesicles by electric fields //Physical Review A. - 1991. - T. 44. - №. 12. - C. 8356.

46. Niggemann G., Kummrow M., Helfrich W. The bending rigidity of phosphatidylcholine bilayers: dependences on experimental method, sample cell sealing and temperature //Journal de Physique II. - 1995. - T. 5. - №. 3. - C. 413-425.

47. Helfrich W. Deformation of lipid bilayer spheres by electric fields //Zeitschrift fur Naturforschung C. - 1974. - T. 29. - №. 3-4. - C. 182-183.

48. Gracia R. S. et al. Effect of cholesterol on the rigidity of saturated and unsaturated membranes: fluctuation and electrodeformation analysis of giant vesicles //Soft Matter. - 2010. - T. 6. - №. 7. - C. 1472-1482.

49. Yamamoto T. et al. Stability of spherical vesicles in electric fields //Langmuir. - 2010. - T. 26. - №. 14. - C. 12390-12407.

50. Vlahovska P. M. et al. Electrohydrodynamic model of vesicle deformation in alternating electric fields //Biophysical journal. - 2009. - T. 96. - №. 12. - C. 4789-4803.

51. Bo L., Waugh R. E. Determination of bilayer membrane bending stiffness by tether formation from giant, thin-walled vesicles //Biophysical Journal. - 1989. - T. 55. - №. 3. - C. 509-517.

52. Waugh R. E., Hochmuth R. M. Mechanical equilibrium of thick, hollow, liquid membrane cylinders //Biophysical journal. - 1987. - T. 52. - №. 3. - C. 391-400.

53. Heinrich V., Waugh R. E. A piconewton force transducer and its application to measurement of the bending stiffness of phospholipid membranes //Annals of biomedical engineering. - 1996. - T. 24. -№. 5. - C. 595-605.

54. Rossier O. et al. Giant vesicles under flows: Extrusion and retraction of tubes //Langmuir. -2003. - T. 19. - №. 3. - C. 575-584.

55. Song J., Waugh R. E. Bilayer membrane bending stiffness by tether formation from mixed PC-PS lipid vesicles //J. Biomech. Eng. - 1990. - Т. 112. - №. 3. - С. 235-240.

56. Song J., Waugh R. E. Bending rigidity of SOPC membranes containing cholesterol //Biophysical journal. - 1993. - Т. 64. - №. 6. - С. 1967-1970.

57. Cuvelier D. et al. Coalescence of membrane tethers: experiments, theory, and applications //Biophysical journal. - 2005. - Т. 88. - №. 4. - С. 2714-2726.

58. Hochmuth R. M. et al. Extensional flow of erythrocyte membrane from cell body to elastic tether. II. Experiment //Biophysical journal. - 1982. - Т. 39. - №. 1. - С. 83-89.

59. Frolov V. A. et al. Shape bistability of a membrane neck: a toggle switch to control vesicle content release //Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2003. - Т. 100. - №. 15. - С. 86988703.

60. Башкиров П. В. Мембранные нанотрубки, вытянутые из бислойной липидной мембраны (БЛМ), как модель для исследования механических свойств сильно изогнутых бислоев //Биол. мембраны. - 2007. - Т. 24. - С. 183-192.

61. Szleifer I. et al. Curvature elasticity of pure and mixed surfactant films //Physical review letters. - 1988. - Т. 60. - №. 19. - С. 1966.

62. Kozlov M. M., Helfrich W. Effects of a cosurfactant on the stretching and bending elasticities of a surfactant monolayer //Langmuir. - 1992. - Т. 8. - №. 11. - С. 2792-2797.

63. Roux A. et al. Role of curvature and phase transition in lipid sorting and fission of membrane tubules //The EMBO journal. - 2005. - Т. 24. - №. 8. - С. 1537-1545.

64. Sorre B. et al. Curvature-driven lipid sorting needs proximity to a demixing point and is aided by proteins //Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2009. - Т. 106. - №. 14. - С. 56225626.

65. Kaiser H. J. et al. Order of lipid phases in model and plasma membranes //Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2009. - Т. 106. - №. 39. - С. 16645-16650.

66. Sezgin E. et al. The mystery of membrane organization: composition, regulation and roles of lipid rafts //Nature Reviews Molecular Cell Biology. - 2017.

67. Wallace E. J., Hooper N. M., Olmsted P. D. Effect of hydrophobic mismatch on phase behavior of lipid membranes //Biophysical journal. - 2006. - Т. 90. - №. 11. - С. 4104-4118.

68. Diaz-Rohrer B., Levental K. R., Levental I. Rafting through traffic: membrane domains in cellular logistics //Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes. - 2014. - Т. 1838. - №. 12. - С. 3003-3013.

69. Larsen J. B. et al. Membrane curvature enables N-Ras lipid anchor sorting to liquid-ordered membrane phases //Nature chemical biology. - 2015. - T. 11. - №. 3. - C. 192-194.

70. Le Lay S. et al. Caveolin-1-dependent and-independent membrane domains //Journal of lipid research. - 2009. - T. 50. - №. 8. - C. 1609-1620.

71. Van Meer G., Voelker D. R., Feigenson G. W. Membrane lipids: where they are and how they behave //Nature reviews. Molecular cell biology. - 2008. - T. 9. - №. 2. - C. 112.

72. Subczynski W. K. et al. High Cholesterol/Low Cholesterol: Effects in Biological Membranes Review //Cell Biochemistry and Biophysics. - 2017. - C. 1-17.

73. Yang S. T. et al. The role of cholesterol in membrane fusion //Chemistry and physics of lipids. - 2016. - T. 199. - C. 136-143.

74. Chabanel A. et al. Influence of cholesterol content on red cell membrane viscoelasticity and fluidity //Biophysical journal. - 1983. - T. 44. - №. 2. - C. 171-176.

75. Redondo-Morata L., Giannotti M. I., Sanz F. Influence of cholesterol on the phase transition of lipid bilayers: a temperature-controlled force spectroscopy study //Langmuir. - 2012. - T. 28. - №. 35. -C. 12851-12860.

76. Cooper R. A. Influence of increased membrane cholesterol on membrane fluidity and cell function in human red blood cells //Journal of Cellular Biochemistry. - 1978. - T. 8. - №. 4. - C. 413-430.

77. Pan J. et al. Cholesterol perturbs lipid bilayers nonuniversally //Physical review letters. -2008. - T. 100. - №. 19. - C. 198103.

78. Henriksen J. et al. Universal behavior of membranes with sterols //Biophysical journal. -2006. - T. 90. - №. 5. - C. 1639-1649.

79. Duwe H. P., Kaes J., Sackmann E. Bending elastic moduli of lipid bilayers: modulation by solutes //Journal de Physique. - 1990. - T. 51. - №. 10. - C. 945-961.

80. Meleard P. et al. Bending elasticities of model membranes: influences of temperature and sterol content //Biophysical journal. - 1997. - T. 72. - №. 6. - C. 2616-2629.

81. Pan J., Tristram-Nagle S., Nagle J. F. Effect of cholesterol on structural and mechanical properties of membranes depends on lipid chain saturation //Physical Review E. - 2009. - T. 80. - №. 2. -C. 021931.

82. Mouritsen O. G., Zuckermann M. J. What's so special about cholesterol? //Lipids. - 2004. -T. 39. - №. 11. - C. 1101-1113.

83. Veatch S. L. From small fluctuations to large-scale phase separation: lateral organization in model membranes containing cholesterol //Seminars in cell & developmental biology. - Academic Press,

2007. - T. 18. - №. 5. - C. 573-582.

84. Marsh D. Cholesterol-induced fluid membrane domains: a compendium of lipid-raft ternary phase diagrams //Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes. - 2009. - T. 1788. - №. 10. - C. 2114-2123.

85. Elson E. L. et al. Phase separation in biological membranes: integration of theory and experiment //Annual review of biophysics. - 2010. - T. 39. - C. 207-226.

86. Korade Z., Kenworthy A. K. Lipid rafts, cholesterol, and the brain //Neuropharmacology. -

2008. - T. 55. - №. 8. - C. 1265-1273.

87. Marsan M. P. et al. Cholesterol orientation and dynamics in dimyristoylphosphatidylcholine bilayers: a solid state deuterium NMR analysis //Biophysical journal. - 1999. - T. 76. - №. 1. - C. 351-359.

88. Leonard A. et al. Location of cholesterol in DMPC membranes. A comparative study by neutron diffraction and molecular mechanics simulation //Langmuir. - 2001. - T. 17. - №. 6. - C. 20192030.

89. Ivankin A., Kuzmenko I., Gidalevitz D. Cholesterol-phospholipid interactions: new insights from surface x-ray scattering data //Physical review letters. - 2010. - T. 104. - №. 10. - C. 108101.

90. Harroun T. A., Katsaras J., Wassall S. R. Cholesterol is found to reside in the center of a polyunsaturated lipid membrane //Biochemistry. - 2008. - T. 47. - №. 27. - C. 7090-7096.

91. Kucerka N. et al. The effect of cholesterol on short-and long-chain monounsaturated lipid bilayers as determined by molecular dynamics simulations and X-ray scattering //Biophysical journal. -2008. - T. 95. - №. 6. - C. 2792-2805.

92. Khelashvili G., Pabst G., Harries D. Cholesterol orientation and tilt modulus in DMPC bilayers //The Journal of Physical Chemistry B. - 2010. - T. 114. - №. 22. - C. 7524-7534.

93. Khelashvili G. et al. Impact of sterol tilt on membrane bending rigidity in cholesterol and 7DHC-containing DMPC membranes //Soft matter. - 2011. - T. 7. - №. 21. - C. 10299-10312.

94. Rog T. et al. Comparison of cholesterol and its direct precursors along the biosynthetic pathway: effects of cholesterol, desmosterol and 7-dehydrocholesterol on saturated and unsaturated lipid bilayers //The Journal of chemical physics. - 2008. - T. 129. - №. 15. - C. 10B617.

95. Rog T. et al. Ordering effects of cholesterol and its analogues //Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes. - 2009. - T. 1788. - №. 1. - C. 97-121.

96. Bouvrais H. Bending rigidities of lipid bilayers: their determination and main inputs in biophysical studies //Advances in planar lipid bilayers and liposomes. - 2012. - Т. 15. - С. 1-75.

97. Chen Z., Rand R. P. The influence of cholesterol on phospholipid membrane curvature and bending elasticity //Biophysical journal. - 1997. - Т. 73. - №. 1. - С. 267-276.

98. Brüning B. et al. Influence of charge density on bilayer bending rigidity in lipid vesicles: a combined dynamic light scattering and neutron spin-echo study //European Physical Journal E--Soft Matter. - 2013. - Т. 36. - №. 7.

99. Avital Y. Y., Gronbech-Jensen N., Farago O. Elasticity and mechanical instability of charged lipid bilayers in ionic solutions //arXiv preprint arXiv:1407.3603. - 2014.

100. Claessens M. et al. Opposing effects of cation binding and hydration on the bending rigidity of anionic lipid bilayers //The Journal of Physical Chemistry B. - 2007. - Т. 111. - №. 25. - С. 7127-7132.

101. Hemmerle A. et al. Reduction in tension and stiffening of lipid membranes in an electric field revealed by X-ray scattering //Physical review letters. - 2016. - Т. 116. - №. 22. - С. 228101.

102. Loubet B., Hansen P. L., Lomholt M. A. Electromechanics of a membrane with spatially distributed fixed charges: Flexoelectricity and elastic parameters //Physical Review E. - 2013. - Т. 88. -№. 6. - С. 062715.

103. Chen Z. et al. The n-terminal amphipathic helix of endophilin does not contribute to its molecular curvature generation capacity //Journal of the American Chemical Society. - 2016. - Т. 138. -№. 44. - С. 14616-14622.

104. Башкиров П. В. и др. ИЗМЕНЕНИЕ СОСТАВА ЛИПИДНОЙ МЕМБРАНЫ ПРИ СИЛЬНОМ ИЗГИБЕ //Биологические мембраны: Журнал мембранной и клеточной биологии. -2011. - Т. 28. - №. 2. - С. 145-152.

105. De Kruijff B., Cullis P. R., Verkleij A. J. Non-bilayer lipid structures in model and biological membranes //Trends in Biochemical Sciences. - 1980. - Т. 5. - №. 3. - С. 79-81.

106. Daum G. Lipids of mitochondria //Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Reviews on Biomembranes. - 1985. - Т. 822. - №. 1. - С. 1-42.

107. Leikin S. et al. Measured effects of diacylglycerol on structural and elastic properties of phospholipid membranes //Biophysical journal. - 1996. - Т. 71. - №. 5. - С. 2623-2632.

108. Di Gregorio G. M., Mariani P. Rigidity and spontaneous curvature of lipidic monolayers in the presence of trehalose: a measurement in the DOPE inverted hexagonal phase //European Biophysics Journal. - 2005. - Т. 34. - №. 1. - С. 67-81.

109. Fuller N., Benatti C. R., Rand R. P. Curvature and bending constants for phosphatidylserine-containing membranes //Biophysical journal. - 2003. - T. 85. - №. 3. - C. 1667-1674.

110. Fuller N., Rand R. P. The influence of lysolipids on the spontaneous curvature and bending elasticity of phospholipid membranes //Biophysical journal. - 2001. - T. 81. - №. 1. - C. 243-254.

111. Sodt A. J. et al. Nonadditive compositional curvature energetics of lipid bilayers //Physical review letters. - 2016. - T. 117. - №. 13. - C. 138104.

112. Cooke I. R., Deserno M. Coupling between lipid shape and membrane curvature //Biophysical journal. - 2006. - T. 91. - №. 2. - C. 487-495.

113. Kamal M. M. et al. Measurement of the membrane curvature preference of phospholipids reveals only weak coupling between lipid shape and leaflet curvature //Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2009. - T. 106. - №. 52. - C. 22245-22250.

114. Tian A., Baumgart T. Sorting of lipids and proteins in membrane curvature gradients //Biophysical journal. - 2009. - T. 96. - №. 7. - C. 2676-2688.

115. Katsov K., Mueller M., Schick M. Field theoretic study of bilayer membrane fusion. I. Hemifusion mechanism //Biophysical journal. - 2004. - T. 87. - №. 5. - C. 3277-3290.

116. Chizmadzhev Y. A. The mechanisms of lipid-protein rearrangements during viral infection //Bioelectrochemistry. - 2004. - T. 63. - №. 1. - C. 129-136.

117. Kuzmin P. I. et al. A quantitative model for membrane fusion based on low-energy intermediates //Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2001. - T. 98. - №. 13. - C. 72357240.

118. Kozlovsky Y., Kozlov M. M. Membrane fission: model for intermediate structures //Biophysical journal. - 2003. - T. 85. - №. 1. - C. 85-96.

119. Bashkirov P. V. et al. GTPase cycle of dynamin is coupled to membrane squeeze and release, leading to spontaneous fission //Cell. - 2008. - T. 135. - №. 7. - C. 1276-1286.

120. Shnyrova A. V. et al. Geometric catalysis of membrane fission driven by flexible dynamin rings //Science. - 2013. - T. 339. - №. 6126. - C. 1433-1436.

121. Farsad K., De Camilli P. Mechanisms of membrane deformation //Current opinion in cell biology. - 2003. - T. 15. - №. 4. - C. 372-381.

122. Sweitzer S. M., Hinshaw J. E. Dynamin undergoes a GTP-dependent conformational change causing vesiculation //Cell. - 1998. - T. 93. - №. 6. - C. 1021-1029.

123. Peter B. J. et al. BAR domains as sensors of membrane curvature: the amphiphysin BAR structure //Science. - 2004. - T. 303. - №. 5657. - C. 495-499.

124. Ford M. G. J. et al. Curvature of clathrin-coated pits driven by epsin //Nature. - 2002. - Т. 419. - №. 6905. - С. 361.

125. Lee M. C. S. et al. Sar1p N-terminal helix initiates membrane curvature and completes the fission of a COPII vesicle //Cell. - 2005. - Т. 122. - №. 4. - С. 605-617.

126. Capraro B. R. et al. Curvature sensing by the epsin N-terminal homology domain measured on cylindrical lipid membrane tethers //Journal of the American Chemical Society. - 2010. - Т. 132. - №. 4. - С. 1200-1201.

127. Hsieh W. T. et al. Curvature sorting of peripheral proteins on solid-supported wavy membranes //Langmuir. - 2012. - Т. 28. - №. 35. - С. 12838-12843.

128. Boucrot E. et al. Membrane fission is promoted by insertion of amphipathic helices and is restricted by crescent BAR domains //Cell. - 2012. - Т. 149. - №. 1. - С. 124-136.

129. Horvath C. A. J. et al. Epsin: inducing membrane curvature //The international journal of biochemistry & cell biology. - 2007. - Т. 39. - №. 10. - С. 1765-1770.

130. Koshiba S. et al. Solution structure of the epsin N-terminal homology (ENTH) domain of human epsin //Journal of structural and functional genomics. - 2001. - Т. 2. - №. 1. - С. L1-L27.

131. Campelo F., McMahon H. T., Kozlov M. M. The hydrophobic insertion mechanism of membrane curvature generation by proteins //Biophysical journal. - 2008. - Т. 95. - №. 5. - С. 2325-2339.

132. Blood P. D., Swenson R. D., Voth G. A. Factors influencing local membrane curvature induction by N-BAR domains as revealed by molecular dynamics simulations //Biophysical journal. - 2008.

- Т. 95. - №. 4. - С. 1866-1876.

133. Drin G., Antonny B. Amphipathic helices and membrane curvature //FEBS letters. - 2010.

- Т. 584. - №. 9. - С. 1840-1847.

134. Stachowiak J. C. et al. Membrane bending by protein-protein crowding //Nature cell biology.

- 2012. - Т. 14. - №. 9. - С. 944.

135. Stachowiak J. C., Hayden C. C., Sasaki D. Y. Steric confinement of proteins on lipid membranes can drive curvature and tubulation //Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2010.

- Т. 107. - №. 17. - С. 7781-7786.

136. Snead W. T. et al. Membrane fission by protein crowding //Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2017. - Т. 114. - №. 16. - С. E3258-E3267.

137. Yang W. S., Stockwell B. R. Ferroptosis: death by lipid peroxidation //Trends in cell biology.

- 2016. - Т. 26. - №. 3. - С. 165-176.

138. Sies H. et al. Oxidative stress: introductory remarks //Oxidative stress. - 1985. - С. 1-8.

139. Sies H. Oxidative stress: oxidants and antioxidants //Experimental physiology. - 1997. - T. 82. - №. 2. - C. 291-295.

140. Skulachev V. P. Mitochondria-targeted antioxidants as promising drugs for treatment of age-related brain diseases //Journal of Alzheimer's Disease. - 2012. - T. 28. - №. 2. - C. 283-289.

141. Rossi F., Della Bianca V., de Togni P. Mechanisms and functions of the oxygen radicals producing respiration of phagocytes //Comparative immunology, microbiology and infectious diseases. -1985. - T. 8. - №. 2. - C. 187-204.

142. Scandalios J. G. Oxidative stress: molecular perception and transduction of signals triggering antioxidant gene defenses //Brazilian Journal of Medical and Biological Research. - 2005. - T. 38. - №. 7.

- C. 995-1014.

143. Shaikhali J. et al. The redox-sensitive transcription factor Rap2. 4a controls nuclear expression of 2-Cys peroxiredoxin A and other chloroplast antioxidant enzymes //BMC plant biology. -2008. - T. 8. - №. 1. - C. 1.

144. Zhang Y. et al. Redox control of the survival of healthy and diseased cells //Antioxidants & redox signaling. - 2011. - T. 15. - №. 11. - C. 2867-2908.

145. Grimm S. et al. Protein oxidative modifications in the ageing brain: consequence for the onset of neurodegenerative disease //Free radical research. - 2011. - T. 45. - №. 1. - C. 73-88.

146. Mei Y. et al. Autophagy and oxidative stress in cardiovascular diseases //Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Molecular Basis of Disease. - 2015. - T. 1852. - №. 2. - C. 243-251.

147. Heinaniemi M., Levonen A. L. Role of the Keap1-Nrf2 pathway in cancer //Redox and Cancer. - 2014. - T. 122. - C. 281.

148. Van der Paal J. et al. Effect of lipid peroxidation on membrane permeability of cancer and normal cells subjected to oxidative stress //Chemical Science. - 2016. - T. 7. - №. 1. - C. 489-498.

149. Gentile F. et al. DNA damage by lipid peroxidation products: implications in cancer, inflammation and autoimmunity. - 2017.

150. O'Connor A. E., Gallagher W. M., Byrne A. T. Porphyrin and nonporphyrin photosensitizers in oncology: preclinical and clinical advances in photodynamic therapy //Photochemistry and photobiology.

- 2009. - T. 85. - №. 5. - C. 1053-1074.

151. Domingues M. R. M., Reis A., Domingues P. Mass spectrometry analysis of oxidized phospholipids //Chemistry and physics of lipids. - 2008. - T. 156. - №. 1. - C. 1-12.

152. Gavazza M., Catala A. Melatonin preserves arachidonic and docosapentaenoic acids during ascorbate-Fe 2+ peroxidation of rat testis microsomes and mitochondria //The international journal of biochemistry & cell biology. - 2003. - Т. 35. - №. 3. - С. 359-366.

153. Marmunti M., Catala A. Non-enzymatic lipid peroxidation of rat liver nuclei and chromatin fractions //The international journal of biochemistry & cell biology. - 1998. - Т. 30. - №. 9. - С. 967-972;.

154. Girotti A. W. Lipid hydroperoxide generation, turnover, and effector action in biological systems //Journal of lipid research. - 1998. - Т. 39. - №. 8. - С. 1529-1542.

155. Guajardo M., Terrasa A., Catala A. The effect of ? tocopherol, all-trans retinol and retinyl palmitate on the non enzymatic lipid peroxidation of rod outer segments //Molecular and cellular biochemistry. - 1999. - Т. 197. - №. 1-2. - С. 173-178.

156. Chatterjee S. N., Agarwal S. Liposomes as membrane model for study of lipid peroxidation //Free radical biology and medicine. - 1988. - Т. 4. - №. 1. - С. 51-72.

157. Borchman D. et al. The dual effect of oxidation on lipid bilayer structure //Lipids. - 1992. -Т. 27. - №. 4. - С. 261-265.

158. Goldstein I. M., Weissmann G. Effects of the generation of superoxide anion on permeability of liposomes //Biochemical and biophysical research communications. - 1977. - Т. 75. - №. 3. - С. 604609.

159. Mandal T. K., Chatterjee S. N. Ultraviolet-and sunlight-induced lipid peroxidation in liposomal membrane //Radiation research. - 1980. - Т. 83. - №. 2. - С. 290-302.

160. Kunimoto M., Inoue K., Nojima S. Effect of ferrous ion and ascorbate-induced lipid peroxidation on liposomal membranes //Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes. - 1981. -Т. 646. - №. 1. - С. 169-178.

161. Yukawa O., Nagatsuka S., Nakazawa T. Reconstitution studies on the involvement of radiation-induced lipid peroxidation in damage to membrane enzymes //International Journal of Radiation Biology and Related Studies in Physics, Chemistry and Medicine. - 1983. - Т. 43. - №. 4. - С. 391-398.

162. Dinis T. C. P., Almeida L. M., Madeira V. M. C. Lipid peroxidation in sarcoplasmic reticulum membranes: effect on functional and biophysical properties //Archives of biochemistry and biophysics. - 1993. - Т. 301. - №. 2. - С. 256-264.

163. Kourie J. I. Interaction of reactive oxygen species with ion transport mechanisms //American Journal of Physiology-Cell Physiology. - 1998. - Т. 275. - №. 1. - С. C1-C24.

164. Mattson M. P. Modification of ion homeostasis by lipid peroxidation: roles in neuronal degeneration and adaptive plasticity //Trends in neurosciences. - 1998. - Т. 21. - №. 2. - С. 53-57.

165. Sevanian A., Ursini F. Lipid peroxidation in membranes and low-density lipoproteins: similarities and differences //Free Radical Biology and Medicine. - 2000. - Т. 29. - №. 3. - С. 306-311.

166. Catalan A. Lipid peroxidation of membrane phospholipids generates hydroxy-alkenals and oxidized phospholipids active in physiological and/or pathological conditions/ /Chem. Phys. Lipids.-2009-T. 157-C. 1-11.

167. Malingriaux E. A. et al. Fatty acids are key in 4-hydroxy-2-nonenal-mediated activation of uncoupling proteins 1 and 2 //PloS one. - 2013. - Т. 8. - №. 10. - С. e77786.

168. Jovanovic O. et al. The molecular mechanism behind reactive aldehyde action on transmembrane translocations of proton and potassium ions //Free Radical Biology and Medicine. - 2015. - Т. 89. - С. 1067-1076.

169. Mirsky V. M., Stozhkova I. N., Szito T. V. Photosensitized damage of bilayer lipid membrane in the presence of haematoporphyrin dimethylether //Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. - 1991. - Т. 8. - №. 3. - С. 315-324.

170. Heuvingh J., Bonneau S. Asymmetric oxidation of giant vesicles triggers curvature-associated shape transition and permeabilization //Biophysical journal. - 2009. - Т. 97. - №. 11. - С. 29042912.

171. Miao L. et al. Budding transitions of fluid-bilayer vesicles: the effect of area-difference elasticity //Physical Review E. - 1994. - Т. 49. - №. 6. - С. 5389.

172. Roux A. et al. Membrane curvature controls dynamin polymerization //Proceedings of the National Academy of Sciences. - 2010. - Т. 107. - №. 9. - С. 4141-4146.

173. Morlot S. et al. Membrane shape at the edge of the dynamin helix sets location and duration of the fission reaction //Cell. - 2012. - Т. 151. - №. 3. - С. 619-629.

174. Соколов В. С., Кузьмин С. Г. Измерение разности поверхностных потенциалов бислойных липидных мембран по второй гармонике емкостного тока //Биофизика. - 1980. - Т. 25. -№. 1. - С. 170-172.

175. Ermakov Y. A., Sokolov V. S. Boundary potentials of bilayer lipid membranes: methods and interpretations //Membrane Science and Technology. - 2003. - Т. 7. - С. 109-141.

176. Sokolov V., Mirsky V. Electrostatic potentials of bilayer lipid membranes: basic principles and analytical applications //Ultrathin Electrochemical Chemo-and Biosensors. - Springer Berlin Heidelberg, 2004. - С. 255-291.

177. Evans E. et al. Dynamic tension spectroscopy and strength of biomembranes //Biophysical journal. - 2003. - Т. 85. - №. 4. - С. 2342-2350.

178. Rozovsky S. et al. Single molecule kinetics of ENTH binding to lipid membranes //The Journal of Physical Chemistry B. - 2012. - T. 116. - №. 17. - C. 5122-5131.

179. Stahelin R. V. et al. Contrasting membrane interaction mechanisms of AP180 N-terminal homology (ANTH) and epsin N-terminal homology (ENTH) domains //Journal of Biological Chemistry. -2003. - T. 278. - №. 31. - C. 28993-28999.

180. Baumgart T. et al. Thermodynamics and mechanics of membrane curvature generation and sensing by proteins and lipids //Annual review of physical chemistry. - 2011. - T. 62. - C. 483-506.

181. Melikov K. C. et al. Voltage-induced nonconductive pre-pores and metastable single pores in unmodified planar lipid bilayer //Biophysical journal. - 2001. - T. 80. - №. 4. - C. 1829-1836.

182. Geng J. et al. Stochastic transport through carbon nanotubes in lipid bilayers and live cell membranes //Nature. - 2014. - T. 514. - №. 7524. - C. 612-615.

183. Arriaga L. R. et al. Stiffening effect of cholesterol on disordered lipid phases: a combined neutron spin echo+ dynamic light scattering analysis of the bending elasticity of large unilamellar vesicles //Biophysical journal. - 2009. - T. 96. - №. 9. - C. 3629-3637.

184. Kozlov M. M., Leikin S., Rand R. P. Bending, hydration and interstitial energies quantitatively account for the hexagonal-lamellar-hexagonal reentrant phase transition in dioleoylphosphatidylethanolamine //Biophysical journal. - 1994. - T. 67. - №. 4. - C. 1603-1611.