Изменения экспрессии генов под влиянием гетерохроматина на разных стадиях онтогенеза Drosophila melanogaster тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат наук Шацких Алексей Сергеевич

• Шацких Алексей Сергеевич
• кандидат наук
• 2016

Оглавление диссертации кандидат наук Шацких Алексей Сергеевич

1.3. Научная новизна работы

1.4. Апробация работы

1.5. Публикации

1.6. Структура и объем диссертации

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

2.1. Хроматин и эпигенетика

2.1.1. Эпигенетическая регуляция экспрессии генов

2.1.2. Состав и структура хроматина

2.1.3. Ковалентные модификации гистонов

2.1.4. Эпигенетическое наследование структуры хроматина

2.2. Гетерохроматин

2.2.1. Общая характеристика и функции гетерохроматина

2.2.2. Гетерохроматиновый белок НР1

2.2.3. Формирование и поддержание структуры гетерохроматина

2.2.4. Гетерохроматин и транскрипция

2.3. Мозаичный эффект положения гена

2.3.1. Феномен мозаичного эффекта положения

2.3.2. Факторы, влияющие на эффект положения

2.3.3. Распространение эффекта положения

2.3.4. Транс-эффект положения

3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

3.1. Объекты исследования

3.2. Выделение РНК

3.3. Обратная транскрипция

3.4. Количественная полимеразная цепная реакция

3.5. Высокопроизводительное секвенирование РНК

3.6. Иммунопреципитация хроматина

3.7. Флуоресцентная гибридизация in situ и иммуноокрашивание

3.8. Сайт-направленный трансгенез

4. РЕЗУЛЬТАТЫ

4.1. Изменения транскрипции генов из района инверсии у взрослых мух и личинок

4.2. Анализ содержания белка HP1a в хроматине генов, демонстрирующих изменения транскрипции

4.3. Изменение транскрипции генов под влиянием цис-эффекта положения у куколок разных возрастов

4.4. Изменение расположения транс-инактивируемого и неинактивируемого участков гомологичной хромосомы в пространстве ядра под влиянием инверсии

4.5. Содержание гетерохроматинового белка HP1a в составе хроматина репортерных трансгенов в транс-инактивируемом районе

4.6. Влияние энхансера на транс-инактивацию репортерного трансгена

5. ОБСУЖДЕНИЕ

6. ВЫВОДЫ

7. СПИСОК ЦИТИРУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Изменения экспрессии генов под влиянием гетерохроматина на разных стадиях онтогенеза Drosophila melanogaster»

1.1. Актуальность

Один из способов регуляции экспрессии гена состоит в изменении структуры хроматина. Переход хроматина из «открытой» в «закрытую» форму сопровождается транскрипционной инактивацией. Наиболее ярким примером транскрипционно-неактивной «закрытой» структуры хроматина является гетерохроматин. Особенности структуры хроматина, такие как ковалентные модификации гистонов, могут наследоваться эпигенетически, определяя характер экспрессии гена в дочерних клетках. Эпигенетически наследуемые изменения структуры хроматина генов впервые были обнаружены у дрозофилы при изучении эффекта положения - нарушения экспрессии гена вследствие изменения его положения в геноме. Феномен эффекта положения был описан более восьмидесяти лет назад [129], но и в настоящее время молекулярные механизмы этого явления изучены недостаточно. Согласно классическим представлениям, перемещение эухроматинового гена в результате хромосомной перестройки в гетерохроматиновые области генома приводит к распространению на него транскрипционно-неактивной структуры гетерохроматина, которая эпигенетически наследуется в клоне дочерних клеток, при этом в некоторых клетках ген не подвергается инактивации. Если экспрессия визуально детектируется, как в случае гена white, отвечающего за красную окраску глаз дрозофилы, то формируется мозаичный фенотип: омматидии глаза, сформированные из клона клеток, несущих инактивированный ген, не имеют окраски, в то время как прочие омматидии формируют окрашенные пятна. Исследования эффекта положения у дрозофилы позволили установить эволюционно-консервативные механизмы формирования гетерохроматина, например, были выявлены ключевые гистоновые модификации и

принимающие участие в организации структуры хроматина белки, кодируемые генами-модификаторами эффекта положения. Нарушения экспрессии гомологичных генов у человека могут наблюдаться при серьезных заболеваниях, таких как болезнь Альцгеймера, шизофрения и диабет (см. [63]). Кроме того, вызывающие эффект положения хромосомные перестройки могут быть причиной ряда патологий. В связи с этим, исследования механизмов эффекта положения не только представляют значительный научный интерес, но могут иметь и медицинское значение, так как способны прояснить механизмы патогенеза ряда заболеваний.

Предполагалось, что все гены подвержены эффекту положения [174], при этом вероятность инактивации гена линейно убывает по мере удаления от гетерохроматина. Эти представления основаны на цитологических и генетических данных, однако использование современных молекулярно-биологических подходов привело к появлению данных, не согласующихся с классическими представлениями. Например, в работе, проведенной на классической генетической модели эффекта положения, инверсии In(1)wm4, было показано, что лишь небольшая часть всех генов затронутого района демонстрирует нарушения экспрессии [188]. Поскольку в основной массе работ эффект положения изучался только у взрослых мух, имеющиеся в настоящее время модели могут представлять собой частный срез общей картины процессов, справедливый только для одной стадии развития. Возможно, гены, избегающие эффекта положения у взрослых мух, могут инактивироваться на других этапах онтогенеза. В связи с этим, в представленной работе были изучены изменения экспрессии генов под влиянием гетерохроматина на разных стадиях онтогенеза. В работе использовали оригинальную генетическую модель эффекта положения -инверсию In(2)A4, в результате которой был разорван блок прицентромерного гетерохроматина хромосомы 2. Согласно ранее полученным данным, инверсия In(2)A4 способна не только вызывать цис-инактивацию репортерной трансгенной конструкции на данной хромосоме,

но и индуцировать транс-инактивацию генов-репортеров в неперестроенной гомологичной хромосоме, если они расположены в районах, гомологичных приближенным к гетерохроматину в инверсии [1]. Особенностью трансинактивации в исследуемой системе является неравномерность и блочный характер: существуют различимые районы гомологичной хромосомы, в которых инактивация наблюдается, и промежуточный район, содержащий кластер гистоновых генов, где транс-инактивация отсутствует. Представление о цис- и транс-инактивации в изучаемой системе было получено в результате генетических исследований у взрослых мух. Для дополнения картины индуцируемого инверсией 1п(2)А4 эффекта положения в представленной работе был проведен подробный анализ вызванных цис-влиянием гетерохроматина изменений экспрессии генов на разных стадиях развития с использованием современных молекулярно-биологических методов. С целью установления причин блочного характера трансинактивации были исследованы изменения внутриядерной локализации участков хромосом. Для выяснения причин различной чувствительности генов к влиянию гетерохроматина были изучены изменения состава хроматина трансгенов, имеющих различную чувствительность к транс -инактивации, а также установлено значение энхансера в модуляции ответа гена на влияние гетерохроматина. Дальнейшие исследования помогут установить молекулярные механизмы различной чувствительности генов к гетерохроматинизации и выяснить предполагаемую роль регуляторных элементов генома в изменении ответа гена на влияние гетерохроматина в процессе развития.

1.2. Цель и задачи исследования

Основной целью данной работы было изучение характера нарушений экспрессии генов под влиянием гетерохроматина в инверсии In(2)A4 на разных стадиях онтогенеза, а также выяснение возможных причин неравномерности индуцируемой данной инверсией транс-инактивации. Для достижения цели были поставлены следующие задачи:

• Анализ изменения экспрессии генов из района инверсии под влиянием эффекта положения у взрослых мух, личинок и куколок разных возрастов

• Оценка содержания гетерохроматинового белка HP1a в хроматине генов, демонстрирующих изменение в уровнях транскрипции

• Изучение изменений внутриядерного расположения транс -инактивируемого и неинактивируемого участков хромосомы

• Оценка обогащений гетерохроматиновым белком HP1a репортерных трансгенных конструкций из транс-инактивируемого района

• Создание при помощи сайт-направленного трансгенеза репортерных конструкций в заданных сайтах транс-инактивируемых участков хромосомы и проверка влияния энхансера на чувствительность трансгена mini-white к транс-инактивации

1.3. Научная новизна работы

В работе была использована оригинальная генетическая модель, ранее полученная в Лаборатории биохимической генетики животных ИМГ РАН -хромосомная инверсия In(2)A4. Впервые с использованием полнотранскриптомного подхода при помощи высокопроизводительного секвенирования РНК (RNA-seq) был проведен подробный анализ изменения уровней транскрипции генов в окрестностях точек разрыва инверсии на разных стадиях онтогенеза, а также молекулярный анализ изменения

характера обогащения хроматина исследуемых генов маркерными компонентами гетерохроматина. Установлено, что характер ответа индивидуального гена на влияние гетерохроматина может меняться в процессе онтогенеза. Впервые была обнаружена активация транскрипции эухроматиновых генов при гетерохроматиновом эффекте положения. Показано, что транс-инактивируемый участок хромосомы, в отличие от избегающей инактивации области (кластер гистоновых генов), перемещается в гетерохроматиновый компартмент ядра на фоне эффекта положения. Установлено, что отсутствует прямой перенос гетерохроматинового белка на транс-инактивируемую трансгенную конструкцию с гомологичной хромосомы-индуктора инактивации, что свидетельствует об автономном формировании гетерохроматиновой структуры хроматина инактивируемых генов. Впервые с использованием репортерных конструкций заданного состава, встроенных при помощи сайт-специфической интеграции в строго определенные локусы транс-инактивируемых участков хромосомы, показано супрессорное воздействие энхансера на способность гена к инактивации под влиянием гетерохроматина. Полученные результаты позволяют дополнить классическую модель влияния гетерохроматина на экспрессию генов при эффекте положения и выдвинуть предположение о генах как независимых точках индукции гетерохроматинизации, чувствительность которых к влиянию гетерохроматина динамически изменяется в процессе развития организма.

1.4. Апробация работы

Результаты, полученные в данной работе, были представлены на следующих научных конференциях: «54th Annual Drosophila Research Conference» (Washington, USA, April 3-7, 2013), 17-я Международная Пущинская школа-конференция молодых ученых «Биология - наука XXI века» (Пущино, 21-26 апреля 2013 г.), XXVI Зимняя молодежная научная

школа «Перспективные направления физико-химической биологии и биотехнологии», (Москва, 10-14 февраля 2014 г.), VI Съезд Вавиловского общества генетиков и селекционеров (ВОГиС) и ассоциированные генетические симпозиумы (Ростов-на-Дону, 15-20 июня 2014 г.), VI Международная школа молодых ученых по молекулярной генетике «Геномика и системная биология» (Москва - Звенигород, 16-21 ноября 2014 г.), 19-я Международная Пущинская школа-конференция молодых ученых «Биология - наука XXI века» (Пущино, 20 - 24 апреля 2015 г.), XXVIII Зимняя молодежная научная школа «Перспективные направления физико-химической биологии и биотехнологии», (Москва, 8-11 февраля 2016 г.).

1.5. Публикации

Основные результаты настоящей работы представлены в 3 статьях, опубликованных в российских и международном рецензируемых журналах, а также в 7 тезисах конференций.

1.6. Структура и объем диссертации

Материал диссертации изложен на 101 странице машинописного текста, включает общую характеристику работы, обзор литературы, материалы и методы исследования, полученные результаты и их обсуждение, выводы, список цитируемой литературы, включающий 202 источника. Диссертация содержит 15 рисунков и одну таблицу.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

2.1. Хроматин и эпигенетика 2.1.1. Эпигенетическая регуляция экспрессии генов

Изменение интенсивности транскрипции генов - ключевой механизм контроля реализации их функций - лежит в основе регуляции всех значимых биологических процессов в любом живом организме. Структура хроматина во многом определяет транскрипционный статус гена, так как от характера упаковки ДНК и наличия определенных белков в районе промотора зависит эффективность сборки транскрипционного комплекса [27]. Координированное «включение» и «выключение» генов обеспечивает своевременный «запуск» или, наоборот, подавление тех или иных биохимических процессов, в соответствии с текущими потребностями организма. Наиболее сложные процессы наблюдаются в организме в процессе эмбриогенеза, когда имеют место масштабные физиологические и морфологические изменения, а также в ходе метаморфоза. Все многообразие типов клеток у многоклеточных формируется из одной клетки, зиготы, в результате чрезвычайно сложно скоординированных процессов деления и дифференцировки, которые достигаются за счет масштабного переключения экспрессии множества генов. Чтобы клетка не потеряла свой тип дифференцировки, она должна сохранять информацию о характерном для данного типа клеток профиле экспрессии генов и передавать ее дочерним клеткам. Эта наследственная информация, не содержащаяся в последовательности нуклеотидов ДНК, носит название эпигенетической, то есть «надгенетической» (от греч. ела - над, выше). Хранится эпигенетическая информация в виде т.н. «меток», ассоциированных с теми или иными генами и определяющими их транскрипционный статус. Наиболее изученный на данный момент тип эпигенетических меток - химическая модификация

(метилирование) определенных нуклеотидов ДНК (см. [125]), при этом для некоторых видов эукариот, в частности, дрозофилы, существенной роли метилирования ДНК в реализации эпигенетической наследственности не показано. Универсальным эпигенетическим механизмом, характерным для всех изученных эукариот, является наследование определенных структурных признаков хроматина, таких как ковалентные модификации гистонов. Нормальное функционирование эпигенетических механизмов абсолютно необходимо для нормального развития и последующего функционирования многоклеточного организма, эпигенетические нарушения часто ассоциированы с серьезными заболеваниями, такими как пороки развития, нарушения обмена веществ, сердечно-сосудистые [8] и онкологические заболевания [168].

2.1.2. Состав и структура хроматина

Хроматин - макромолекулярный комплекс ДНК, белков и РНК -является структурно-функциональным компонентом хромосом и носителем наследственной информации. Упаковка нити ДНК в структуры высшего порядка - механизм компактизации генома эукариотической клетки, позволяющий не только поместить относительно длинные хромосомы в небольшом объеме ядра, но и обеспечить дифференциальный доступ аппарата транскрипции к тем или иным участкам генома [6]. Несмотря на давнюю историю исследования хроматина, детали организации его структуры остаются не до конца выясненными [134]. Еще в конце семидесятых годов XIX века немецкий исследователь Вальтер Флемминг [135] в рамках цитологических работ по окрашиванию клеток анилиновыми красителями обнаружил в ядре легко окрашиваемые фибриллярные структуры, которые он назвал «хроматин», т.е. «окрашиваемый» (от греч. %рю^а - цвет). Чуть раньше, в 1969 году, швейцарский физиолог Фридрих Мишер обнаружил в составе клеточного ядра новый тип вещества - нуклеин,

впоследствии названный нуклеиновой кислотой [42]. Последующие исследования позволили установить, что хроматин, состоящий из нуклеиновых кислот (прежде всего ДНК) и белков (главным образом гистонов), является структурным веществом хромосом и имеет непосредственное отношение к хранению и реализации генетической информации, кроме того, принципы организации и функционирования хроматина чрезвычайно эволюционно консервативны.

Базовой структурно-функциональной единицей хроматина является нуклеосома (см. [41]), состоящая из дискообразной глобулы диаметром около 10 нм и высотой 5,7 нм, сформированной положительно заряженными белками гистонами и намотанной на нее нитью ДНК, электростатически взаимодействующей с гистонами. На нуклеосому намотан участок ДНК длиной 146 п.н., формирующий левозакрученную сверхспираль, расположенные между нуклеосомами участки ДНК называются линкерной ДНК, таким образом, первый уровень организации хроматина - нить ДНК с периодически расположенными вдоль ее длины нуклеосомами, внешне напоминающая бусы. По две копии гистонов Ю, Ш, H2A и H2B формируют основную часть нуклеосомы - октамер (кор нуклеосомы), в основе которого лежит тетрамер (Ю-Ш)2 и два димера H2A-H2B, располагающиеся по обе стороны от тетрамера. Гистон Ш связывается с линкерной ДНК в местах ее непосредственного входа/выхода за пределы нуклеосомного кора, стабилизируя структуру нуклеосомы и, по-видимому, участвуя в формировании высших уровней упаковки хроматина. Также существенную роль в организации хроматина играют негистоновые белки, представляющие собой гетерогенную в структурном и функциональном отношении группу белков, входящих в состав хроматина в качестве архитектурных или регуляторных компонентов.

Следующий уровень организации хроматина - фибрилла диаметром 30 нм (см. [180]; [109]; [72]), образующаяся за счет дополнительной упаковки нуклеосомной нити при непосредственном участии линкерного гистона Ш

[155]. Существуют две основные модели 30-нм фибриллы: модель соленоида, согласно которой нуклеосомная нить свернута в спираль, содержащую по шесть нуклеосом в витке, в которой соседние нуклеосомы взаимодействуют друг с другом, и модель зигзагообразной укладки, в которой линкерная ДНК пересекает ось фибриллы. В отличие от относительно хорошо изученной структуры нуклеосомной нити, организация 30-нм фибриллы, преимущественно основанная на данных реконструкции in vitro, остается во многом дискуссионной, высказываются даже сомнения в ее существовании в живой клетке [110]; [68]; [151]. Столь же спорным остается вопрос о высших уровнях организации хроматина, в частности, в составе метафазных хромосом. Для эффективной сегрегации хромосом во время деления клетки они должны быть упакованы существенно более плотно, нежели в интерфазе, максимальная степень упаковки достигается к моменту метафазы. Согласно прежним представлениям, такая упаковка достигается путем нескольких раундов компактизации, формирующих сложную иерархически организованную структуру упаковки ДНК хромосомы [17]. Одна из ранних моделей такой иерархичной структуры предполагает, что нуклеосомная нить последовательно сворачивается во все более толстые соленоидные фибриллы, вплоть до формирования полностью компактизованной хроматиды [13], альтернативная модель предполагает наличие в центре хроматиды белкового каркаса (scaffold), вокруг которого формируются петли 30-нм фибрилл хроматина [114]; [10]. Однако современные данные не свидетельствуют в пользу иерархической упаковки ДНК митотических хромосом, скорее указывая на то, что компактизуется непосредственно нуклеосомная нить, формируя плотную относительно неупорядоченную глобулу [111] или множество плотно упакованных петель [131].

2.1.3. Ковалентные модификации гистонов

Гистоны обладают регуляторными доменами, представляющими собой длинные неструктурированные ^концевые участки полипептидных цепей ^-хвосты), экспонированные за пределы гистонового кора и подвергающиеся многочисленным посттрансляционным модификациям, влияющим на структуру и функции хроматина (см. [4]). Например, ацетилирование лизина уменьшает его положительный заряд, а фосфорилирование серина добавляет отрицательный заряд, компенсируя общий положительный заряд гистона, что, в свою очередь, ослабляет электростатические взаимодействия гистонов с отрицательно заряженной молекулой ДНК, делая структуру хроматина более «рыхлой», тем самым облегчая доступ факторов транскрипции к регуляторным участкам гена. Кроме такого прямого влияния модификаций гистонов на электростатические взаимодействия существует также опосредованное влияние, при котором ковалентно пришитая к гистону группа атомов служит «меткой», специфически распознаваемой специальными белками, которые, в свою очередь, запускают процессы изменения или, напротив, стабилизации структуры хроматина. В этом случае то или иное функциональное состояние хроматина будет определяться конкретной комбинацией различных модификаций входящих в его состав гистонов - так называемый «гистоновый код» [86]. Согласно гипотезе «гистонового кода», в наборе гистоновых «меток» зашифрована информация о транскрипционном статусе хроматина, при этом реальное функциональное значение той или иной «метки» будет определяться общим контекстом всех имеющихся в данном участке генома модификаций гистонов. Открыто большое количество различных типов модификаций гистонов (см. [96]; [14]), среди них можно назвать не только уже упомянутые ацетилирование лизина и фосфорилирование серина и треонина, но и метилирование лизина и аргинина, убиквитинилирование (присоединение убиквитина) и

сумоилирование (присоединение белка SUMO) лизина и ряд других. Принято следующее обозначение ковалентных модификаций гистонов: сначала указывается название гистона, потом буквенное обозначение и номер модифицированного аминокислотного остатка, а в конце - тип модификации, например, H3K4me2 - гистон H3, несущий две метильные группы на четвертом остатке лизина. Ферменты, вносящие определенные гистоновые «метки», называются «пишущими» (англ. writers), удаляющие их -«стирающими» (англ. erasers), а белки, узнающие и связывающиеся с теми или иными модификациями - «читающими» (англ. readers). Координированная работа этих белков может запускать ремоделирование хроматина (англ. chromatin remodeling) (см. [34]) - динамический процесс изменения положения нуклеосом и плотности нуклеосомной упаковки тех или иных участков генома для регуляции их доступности молекулярным аппаратам транскрипции, репликации и репарации ДНК. Динамическое изменение профиля модификаций гистонов с последующим ремоделированием хроматина гена позволяет гибко регулировать интенсивность его транскрипции, вместе с тем, некоторые модификации гистонов могут быть стабильными и передаваться дочерним клеткам при делении, обеспечивая эпигенетическое наследование транскрипционного статуса гена, с которым они ассоциированы (см. [113]).

2.1.4. Эпигенетическое наследование структуры хроматина

Учитывая чрезвычайную важность эпигенетического контроля экспрессии генов для нормальной реализации множества биологических процессов, очевидно, что сохранение эпигенетической информации при репликации генома - жизненно важная задача. Механизм наследования профилей метилирования ДНК концептуально достаточно прост: после репликации в исходной нити ДНК метильные группы остаются в прежних позициях, в то время как в дочерней нити они отсутствуют, поэтому после

прохождения репликации достаточно внести метильные метки в те же сайты дочерней нити, которые метилированы в комплементарной нити. У млекопитающих поддержание профилей метилирования ДНК обеспечивает ДНК-метилтрансфераза Dnmtl [94], взаимодействующая с компонентами аппарата репликации, в частности, с фактором процессивности PCNA, при этом специфическое распознавание полуметилированных CG-динуклеотидов и привлечение к ним Dnmtl осуществляет белок UHRF1 [105]. У растений поддержание метилирования CG-динуклеотидов происходит схожим образом [104], при этом в некоторых локусах поддержание метилирования ДНК осуществляется аналогично метилированию de novo и направляется наследуемыми при делении клетки некодирующими РНК. Наследование метилирования ДНК может обуславливать воспроизведение структуры хроматина [116], так с Dnmtl могут быть ассоциированы деацетилазы гистонов [66], метилтрансферазы гистонов [57], белки группы Polycomb [187], компоненты комплексов ремоделирования хроматина [154]. Кроме того, белок MeCP2, связывающий метилированные CG-динуклеотиды, способен связывать метилтрансферазы гистонов, осуществляющие репрессивные модификации хроматина [67].

Кроме наследования профилей метилирования ДНК существуют другие способы воспроизведения структуры хроматина, что особенно актуально для организмов, не имеющих метилирования ДНК. Поскольку работа аппарата репликации связана с нарушением структуры нуклеосом, для сохранения эпигенетической информации существуют механизмы сохранения модификаций гистонов в исходных локусах, сопряженные с механизмами сборки новых нуклеосом на реплицированных участках ДНК (см. [11]). Для обеспечения координации репликации ДНК со сборкой хроматина компоненты аппарата репликации, в частности PCNA и хеликазный комплекс MCM, взаимодействуют со многими факторами модификации и ремоделирования хроматина, а также с шаперонами гистонов, принимающими участие во включении гистонов в состав

нуклеосомы. После прохождения репликативной вилки в прежних локусах могут сохраняться старые гистоны H3 и H4, в то время как гистоны H2A и H2B, как правило, подлежат более интенсивному обновлению, в связи с этим, именно гистоны H3 и H4 могут нести эпигенетические метки. Непосредственное участие в сборке базового тетрамера нуклеосомы (H3-H4)2 принимает взаимодействующий с PCNA шаперон гистонов CAF1 (chromatin assembly factor), получающий гетеродимеры H3-H4 от шаперона ASF1. Синтезированные de novo гистоны еще до включения в нуклеосому ацетилированы по определенным положениям, например, H4 по K5 и K12, что, по-видимому, позволяет отличить их от унаследованных при репликации. Существует три модели распределения исходных гистонов по реплицированным цепям ДНК (см. [148]): полуконсервативное распределение, при котором в состав новой нуклеосомы входит один исходный и один новый димер H3-H4, асимметричное, когда одна цепь сохраняет старые гистоны, а другая получает только синтезированные de novo, и случайное распределение, при котором прежние и новые гистоны распределяются по обеим цепям случайным образом. Восстановление профилей эпигенетических меток во всех моделях предполагает деацетилирование новых гистонов за счет ассоциированной с аппаратом репликации гистондеацетилазной активности [123], а также координированную работу белков, распознающих модификации на старых гистонах, с ферментами, вносящими такие же модификации в новые гистоны. Современные данные о возможности сохранения тетрамера (H3-H4)2 при репликации [196], свидетельствуют в пользу модели случайного распределения исходных тетрамеров по дочерним цепям ДНК (см. рис. 1 ). В этом случае прежние эпигенетические метки воспроизводятся путем переноса модификаций, сохранившихся на старых нуклеосомах, на близлежащие нуклеосомы, сформированные новыми гистонами (см. [26]).

Новые ацетил ированные ги стоны

Гистоны со старыми метками

Рис. 1. Воспроизведение эпигенетических модификаций гистонов при репликации (адаптировано из [148])

Еще один механизм эпигенетического наследования структуры хроматина кроме воспроизведения модификаций гистонов и метилирования ДНК связан со стабильной ассоциацией некоторых негистоновых белков с определенными сайтами генома. Так белки групп Ро1усотЬ и ТпШогах, индуцирующие формирование соответственно репрессивной и транскрипционно-активной структуры хроматина контролирующих онтогенетические процессы генов, могут сохраняться при репликации ДНК, выступая в качестве самостоятельных эпигенетических меток [136].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Шацких Алексей Сергеевич, 2016 год

7. СПИСОК ЦИТИРУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. Абрамов Ю.А. Цис- и транс- эффекты положения гена у Drosophila melanogaster: влияние хромосомных перестроек на репликацию и экспрессию генов: дис. канд. биол. наук: G3.GG.G3 / Абрамов Юрий Александрович. — M., 2GG8. — 102 с.

2. Абрамов Ю.А., Кибанов М.В., Гвоздев В.А., Лавров С.А. Генетический и молекулярный анализы явления транс-инактивации генов у Drosophila melanogaster, обусловленного эу-гетерохроматиновой перестройкой гомологичной хромосомы // Доклады академии наук. 2G11. Т. 437. № 2. — С. 261-265.

3. Катанаев В.Л., Крючков М.В. Глаз дрозофилы как модельная система для изучения внутриклеточной передачи сигнала при онтогенезе и патогенезе // Успехи биологической химии. 2011. Т. 51. — С. 4G1-458.

4. Коряков Д.Е. Модификации гистонов и регуляция работы хроматина // Генетика. 2006. Т. 42. № №9. — С. 117G-1185.

5. Паншин И.Б. Цитогенетическая природа эффекта положения генов white (mottled) и cubitus interuptus // Биол. журнал. 1938. Т. 7. — С. 837868.

6. Разин С.В., Быстрицкий А.А. Хроматин: упакованный геном. — M : Бином. Лаборатория знаний, 2009. — 176 с.

7. Aasland R., Stewart A.F. The chromo shadow domain, a second chromo domain in heterochromatin-binding protein 1, HP1 // Nucleic Acids Res. 1995. Vol. 23. № 16. — P. 3168-73.

8. Abi Khalil C. The emerging role of epigenetics in cardiovascular disease // Ther Adv Chronic Dis. 2014. Vol. 5. № 4. — P. 178-87.

9. Adkins N.L., Hagerman T.A., Georgel P. GAGA protein: a multi-faceted transcription factor // Biochem Cell Biol. 2006. Vol. 84. № 4. — P. 559-67.

10. Adolph K.W. Organization of chromosomes in mitotic HeLa cells // Exp Cell Res. 1980. Vol. 125. № 1. — P. 95-103.

11. Alabert C., Groth A. Chromatin replication and epigenome maintenance // Nat Rev Mol Cell Biol. 2012. Vol. 13. № 3. — P. 153-67.

12. Apte M.S., Meller V.H. Homologue pairing in flies and mammals: gene regulation when two are involved // Genet Res Int. 2012. Vol. 2012. — P. 430587.

13. Bak A.L., Zeuthen J., Crick F.H. Higher-order structure of human mitotic chromosomes // Proc Natl Acad Sci U S A. 1977. Vol. 74. № 4. — P. 15959.

14. Bannister A.J., Kouzarides T. Regulation of chromatin by histone modifications // Cell Res. 2011. Vol. 21. № 3. — P. 381-95.

15. Bannister A.J., Zegerman P., Partridge J.F., Miska E.A., Thomas J.O., Allshire R.C., Kouzarides T. Selective recognition of methylated lysine 9 on histone H3 by the HP1 chromo domain // Nature. 2001. Vol. 410. № 6824. — P. 120-4.

16. Bao X., Deng H., Johansen J., Girton J., Johansen K.M. Loss-of-function alleles of the JIL-1 histone H3S10 kinase enhance position-effect variegation at pericentric sites in Drosophila heterochromatin // Genetics. 2007. Vol. 176. № 2. — P. 1355-8.

17. Belmont A.S., Sedat J.W., Agard D.A. A three-dimensional approach to mitotic chromosome structure: evidence for a complex hierarchical organization // J Cell Biol. 1987. Vol. 105. № 1. — P. 77-92.

18. Belyaeva E.S., Demakova O.V., Umbetova G.H., Zhimulev I.F. Cytogenetic and molecular aspects of position-effect variegation in Drosophila melanogaster. V. Heterochromatin-associated protein HP1 appears in euchromatic chromosomal regions that are inactivated as a result of position-effect variegation // Chromosoma. 1993. Vol. 102. № 8. — P. 583-90.

19. Belyaeva E.S., Zhimulev I.F. Cytogenetic and molecular aspects of position effect variegation in Drosophila. III. Continuous and discontinuous

compaction of chromosomal material as a result of position effect variegation // Chromosoma. 1991. Vol. 100. № 7. — P. 453-66.

20. Berghella L., Dimitri P. The heterochromatic rolled gene of Drosophila melanogaster is extensively polytenized and transcriptionally active in the salivary gland chromocenter // Genetics. 1996. Vol. 144. № 1. — P. 117-25.

21. Blasco M.A. The epigenetic regulation of mammalian telomeres // Nat Rev Genet. 2007. Vol. 8. № 4. — P. 299-309.

22. Blewitt M., Whitelaw E. The use of mouse models to study epigenetics // Cold Spring Harb Perspect Biol. 2013. Vol. 5. № 11. — P. a017939.

23. Bloom K.S. Centromeric heterochromatin: the primordial segregation machine // Annu Rev Genet. 2014. Vol. 48. — P. 457-84.

24. Boeke J., Regnard C., Cai W., Johansen J., Johansen K.M., Becker P.B., Imhof A. Phosphorylation of SU(VAR)3-9 by the chromosomal kinase JIL-1 // PLoS One. 2010. Vol. 5. № 4. — P. e10042.

25. Bouzinba-Segard H., Guais A., Francastel C. Accumulation of small murine minor satellite transcripts leads to impaired centromeric architecture and function // Proc Natl Acad Sci U S A. 2006. Vol. 103. № 23. — P. 8709-14.

26. Budhavarapu V.N., Chavez M., Tyler J.K. How is epigenetic information maintained through DNA replication? // Epigenetics Chromatin. 2013. Vol. 6. № 1. — P. 32.

27. Cairns B.R. The logic of chromatin architecture and remodelling at promoters // Nature. 2009. Vol. 461. № 7261. — P. 193-8.

28. Cao R., Wang L., Wang H., Xia L., Erdjument-Bromage H., Tempst P., Jones R.S., Zhang Y. Role of histone H3 lysine 27 methylation in Polycomb-group silencing // Science. 2002. Vol. 298. № 5595. — P. 103943.

29. Catcheside D.G. A position effect in Oenothera // Journal of Genetics. 1939. Vol. 38. № 1. — P. 345-352.

30. Cedar H., Bergman Y. Linking DNA methylation and histone modification: patterns and paradigms // Nat Rev Genet. 2009. Vol. 10. № 5. — P. 295304.

31. Chadwick B.P., Willard H.F. Chromatin of the Barr body: histone and nonhistone proteins associated with or excluded from the inactive X chromosome // Hum Mol Genet. 2003. Vol. 12. № 17. — P. 2167-78.

32. Chan F.L., Marshall O.J., Saffery R., Kim B.W., Earle E., Choo K.H., Wong L.H. Active transcription and essential role of RNA polymerase II at the centromere during mitosis // Proc Natl Acad Sci U S A. 2012. Vol. 109. № 6. — P. 1979-84.

33. Chow J.C., Brown C.J. Forming facultative heterochromatin: silencing of an X chromosome in mammalian females // Cell Mol Life Sci. 2003. Vol. 60. № 12. — P. 2586-603.

34. Clapier C.R., Cairns B.R. The biology of chromatin remodeling complexes // Annu Rev Biochem. 2009. Vol. 78. — P. 273-304.

35. Clark S.H., Chovnick A. Studies of normal and position-affected expression of rosy region genes in Drosophila melanogaster // Genetics. 1986. Vol. 114. № 3. — P. 819-40.

36. Cleard F., Delattre M., Spierer P. SU(VAR)3-7, a Drosophila heterochromatin-associated protein and companion of HP1 in the genomic silencing of position-effect variegation // EMBO J. 1997. Vol. 16. № 17. — P. 5280-8.

37. Clegg N.J., Honda B.M., Whitehead I.P., Grigliatti T.A., Wakimoto B., Brock H.W., Lloyd V.K., Sinclair D.A. Suppressors of position-effect variegation in Drosophila melanogaster affect expression of the heterochromatic gene light in the absence of a chromosome rearrangement // Genome. 1998. Vol. 41. № 4. — P. 495-503.

38. Creamer K.M., Partridge J.F. RITS-connecting transcription, RNA interference, and heterochromatin assembly in fission yeast // Wiley Interdiscip Rev RNA. 2011. Vol. 2. № 5. — P. 632-46.

39. Csink A.K., Bounoutas A., Griffith M.L., Sabl J.F., Sage B.T. Differential gene silencing by trans-heterochromatin in Drosophila melanogaster // Genetics. 2002. Vol. 160. № 1. — P. 257-69.

40. Csink A.K., Henikoff S. Genetic modification of heterochromatic association and nuclear organization in Drosophila // Nature. 1996. Vol. 381. № 6582. — P. 529-31.

41. Cutter A.R., Hayes J.J. A brief review of nucleosome structure // FEBS Lett. 2015. Vol. 589. № 20 Pt A. — P. 2914-22.

42. Dahm R. Friedrich Miescher and the discovery of DNA // Dev Biol. 2005. Vol. 278. № 2. — P. 274-88.

43. Demerec M., Slizynska H. Mottled White 258-18 of Drosophila Melanogaster // Genetics. 1937. Vol. 22. № 6. — P. 641-9.

44. Deng H., Cai W., Wang C., Lerach S., Delattre M., Girton J., Johansen J., Johansen K.M. JIL-1 and Su(var)3-7 interact genetically and counteract each other's effect on position-effect variegation in Drosophila // Genetics. 2010. Vol. 185. № 4. — P. 1183-92.

45. Dernburg A.F., Broman K.W., Fung J.C., Marshall W.F., Philips J., Agard D.A., Sedat J.W. Perturbation of nuclear architecture by long-distance chromosome interactions // Cell. 1996. Vol. 85. № 5. — P. 745-59.

46. Devlin R.H., Bingham B., Wakimoto B.T. The organization and expression of the light gene, a heterochromatic gene of Drosophila melanogaster // Genetics. 1990. Vol. 125. № 1. — P. 129-40.

47. Dillon N. Heterochromatin structure and function // Biol Cell. 2004. Vol. 96. № 8. — P. 631-7.

48. Dimitri P., Pisano C. Position effect variegation in Drosophila melanogaster: relationship between suppression effect and the amount of Y chromosome // Genetics. 1989. Vol. 122. № 4. — P. 793-800.

49. Djupedal I., Ekwall K. Epigenetics: heterochromatin meets RNAi // Cell Res. 2009. Vol. 19. № 3. — P. 282-95.

50. Dobie K., Mehtali M., McClenaghan M., Lathe R. Variegated gene expression in mice // Trends Genet. 1997. Vol. 13. № 4. — P. 127-30.

51. Dreesen T.D., Henikoff S., Loughney K. A pairing-sensitive element that mediates trans-inactivation is associated with the Drosophila brown gene // Genes Dev. 1991. Vol. 5. № 3. — P. 331-40.

52. Eberl D.F., Duyf B.J., Hilliker A.J. The role of heterochromatin in the expression of a heterochromatic gene, the rolled locus of Drosophila melanogaster // Genetics. 1993. Vol. 134. № 1. — P. 277-92.

53. Ebert A., Schotta G., Lein S., Kubicek S., Krauss V., Jenuwein T., Reuter G. Su(var) genes regulate the balance between euchromatin and heterochromatin in Drosophila // Genes Dev. 2004. Vol. 18. № 23. — P. 2973-83.

54. Eissenberg J.C., Elgin S.C. HP1a: a structural chromosomal protein regulating transcription // Trends Genet. 2014. Vol. 30. № 3. — P. 103-10.

55. Elgin S.C., Grewal S.I. Heterochromatin: silence is golden // Curr Biol. 2003. Vol. 13. № 23. — P. R895-8.

56. Elgin S.C., Reuter G. Position-effect variegation, heterochromatin formation, and gene silencing in Drosophila // Cold Spring Harb Perspect Biol. 2013. Vol. 5. № 8. — P. a017780.

57. Esteve P.O., Chin H.G., Smallwood A., Feehery G.R., Gangisetty O., Karpf A.R., Carey M.F., Pradhan S. Direct interaction between DNMT1 and G9a coordinates DNA and histone methylation during replication // Genes Dev. 2006. Vol. 20. № 22. — P. 3089-103.

58. Fanti L., Berloco M., Piacentini L., Pimpinelli S. Chromosomal distribution of heterochromatin protein 1 (HP1) in Drosophila: a cytological map of euchromatic HP1 binding sites // Genetica. 2003. Vol. 117. № 2-3. — P. 135-47.

59. Farkas G., Gausz J., Galloni M., Reuter G., Gyurkovics H., Karch F. The Trithorax-like gene encodes the Drosophila GAGA factor // Nature. 1994. Vol. 371. № 6500. — P. 806-8.

60. Fedorova E., Zink D. Nuclear architecture and gene regulation // Biochim Biophys Acta. 2008. Vol. 1783. № 11. — P. 2174-84.

61. Ferguson-Smith A.C. Genomic imprinting: the emergence of an epigenetic paradigm // Nat Rev Genet. 2011. Vol. 12. № 8. — P. 565-75.

62. Finelli P., Sirchia S.M., Masciadri M., Crippa M., Recalcati M.P., Rusconi D., Giardino D., Monti L., Cogliati F., Faravelli F., Natacci F., Zoccante L., Bernardina B.D., Russo S., Larizza L. Juxtaposition of heterochromatic and euchromatic regions by chromosomal translocation mediates a heterochromatic long-range position effect associated with a severe neurological phenotype // Mol Cytogenet. 2012. Vol. 5. — P. 16.

63. Fodor B.D., Shukeir N., Reuter G., Jenuwein T. Mammalian Su(var) genes in chromatin control // Annu Rev Cell Dev Biol. 2010. Vol. 26. — P. 471501.

64. Font-Burgada J., Rossell D., Auer H., Azorin F. Drosophila HP1c isoform interacts with the zinc-finger proteins WOC and Relative-of-WOC to regulate gene expression // Genes Dev. 2008. Vol. 22. № 21. — P. 3007-23.

65. Fukagawa T., Nogami M., Yoshikawa M., Ikeno M., Okazaki T., Takami Y., Nakayama T., Oshimura M. Dicer is essential for formation of the heterochromatin structure in vertebrate cells // Nat Cell Biol. 2004. Vol. 6. № 8. — P. 784-91.

66. Fuks F., Burgers W.A., Brehm A., Hughes-Davies L., Kouzarides T. DNA methyltransferase Dnmt1 associates with histone deacetylase activity // Nat Genet. 2000. Vol. 24. № 1. — P. 88-91.

67. Fuks F., Hurd P.J., Wolf D., Nan X., Bird A.P., Kouzarides T. The methyl-CpG-binding protein MeCP2 links DNA methylation to histone methylation // J Biol Chem. 2003. Vol. 278. № 6. — P. 4035-40.

68. Fussner E., Ching R.W., Bazett-Jones D.P. Living without 30nm chromatin fibers // Trends Biochem Sci. 2011. Vol. 36. № 1. — P. 1-6.

69. Grewal S.I., Jia S. Heterochromatin revisited // Nat Rev Genet. 2007. Vol. 8. № 1. — P. 35-46.

70. Grewal S.I., Moazed D. Heterochromatin and epigenetic control of gene expression // Science. 2003. Vol. 301. № 5634. — P. 798-802.

71. Grigoryev S.A. Higher-order folding of heterochromatin: protein bridges span the nucleosome arrays // Biochem Cell Biol. 2001. Vol. 79. № 3. — P. 227-41.

72. Grigoryev S.A., Woodcock C.L. Chromatin organization - the 30 nm fiber // Exp Cell Res. 2012. Vol. 318. № 12. — P. 1448-55.

73. Grunstein M. Histone acetylation in chromatin structure and transcription // Nature. 1997. Vol. 389. № 6649. — P. 349-52.

74. Haber J.E. Mating-type genes and MAT switching in Saccharomyces cerevisiae // Genetics. 2012. Vol. 191. № 1. — P. 33-64.

75. Hansen K.H., Bracken A.P., Pasini D., Dietrich N., Gehani S.S., Monrad A., Rappsilber J., Lerdrup M., Helin K. A model for transmission of the H3K27me3 epigenetic mark // Nat Cell Biol. 2008. Vol. 10. № 11. — P. 1291-300.

76. Harmon B., Sedat J. Cell-by-cell dissection of gene expression and chromosomal interactions reveals consequences of nuclear reorganization // PLoS Biol. 2005. Vol. 3. № 3. — P. e67.

77. Heard E., Disteche C.M. Dosage compensation in mammals: fine-tuning the expression of the X chromosome // Genes Dev. 2006. Vol. 20. № 14. — P. 1848-67.

78. Heitz E. Das heterochromatin der moose // Jahrb Wiss Botanik. 1928. Vol. 69. — P. 762-818.

79. Henikoff S., Dreesen T.D. Trans-inactivation of the Drosophila brown gene: evidence for transcriptional repression and somatic pairing dependence // Proc Natl Acad Sci U S A. 1989. Vol. 86. № 17. — P. 6704-8.

80. Hilliker A.J., Holm D.G. Genetic analysis of the proximal region of chromosome 2 of Drosophila melanogaster. I. Detachment products of compound autosomes // Genetics. 1975. Vol. 81. № 4. — P. 705-21.

81. Honda S., Lewis Z.A., Shimada K., Fischle W., Sack R., Selker E.U. Heterochromatin protein 1 forms distinct complexes to direct histone deacetylation and DNA methylation // Nat Struct Mol Biol. 2012. Vol. 19. № 5. — P. 471-7, S1.

82. Horakova A.H., Bartova E., Galiova G., Uhlirova R., Matula P., Kozubek S. SUV39h-independent association of HP1 beta with fibrillarin-positive nucleolar regions // Chromosoma. 2010. Vol. 119. № 3. — P. 227-41.

83. Inoue Y.H., Glover D.M. Involvement of the rolled/MAP kinase gene in Drosophila mitosis: interaction between genes for the MAP kinase cascade and abnormal spindle // Mol Gen Genet. 1998. Vol. 258. № 4. — P. 334-41.

84. James T.C., Eissenberg J.C., Craig C., Dietrich V., Hobson A., Elgin S.C. Distribution patterns of HP1, a heterochromatin-associated nonhistone chromosomal protein of Drosophila // Eur J Cell Biol. 1989. Vol. 50. № 1. — P. 170-80.

85. James T.C., Elgin S.C. Identification of a nonhistone chromosomal protein associated with heterochromatin in Drosophila melanogaster and its gene // Mol Cell Biol. 1986. Vol. 6. № 11. — P. 3862-72.

86. Jenuwein T., Allis C.D. Translating the histone code // Science. 2001. Vol. 293. № 5532. — P. 1074-80.

87. Jenuwein T., Laible G., Dorn R., Reuter G. SET domain proteins modulate chromatin domains in eu- and heterochromatin // Cell Mol Life Sci. 1998. Vol. 54. № 1. — P. 80-93.

88. Johnson J.M., Edwards S., Shoemaker D., Schadt E.E. Dark matter in the genome: evidence of widespread transcription detected by microarray tiling experiments // Trends Genet. 2005. Vol. 21. № 2. — P. 93-102.

89. Kanellopoulou C., Muljo S.A., Kung A.L., Ganesan S., Drapkin R., Jenuwein T., Livingston D.M., Rajewsky K. Dicer-deficient mouse embryonic stem cells are defective in differentiation and centromeric silencing // Genes Dev. 2005. Vol. 19. № 4. — P. 489-501.

90. Kapranov P., Willingham A.T., Gingeras T.R. Genome-wide transcription and the implications for genomic organization // Nat Rev Genet. 2007. Vol. 8. № 6. — P. 413-23.

91. Keller C., Adaixo R., Stunnenberg R., Woolcock K.J., Hiller S., Buhler M. HP1(Swi6) mediates the recognition and destruction of heterochromatic RNA transcripts // Mol Cell. 2012. Vol. 47. № 2. — P. 215-27.

92. Kellum R. Is HP1 an RNA detector that functions both in repression and activation? // J Cell Biol. 2003. Vol. 161. № 4. — P. 671-2.

93. Kim J.H., Workman J.L. Histone acetylation in heterochromatin assembly // Genes Dev. 2010. Vol. 24. № 8. — P. 738-40.

94. Kim J.K., Samaranayake M., Pradhan S. Epigenetic mechanisms in mammals // Cell Mol Life Sci. 2009. Vol. 66. № 4. — P. 596-612.

95. Kleinjan D.J., van Heyningen V. Position effect in human genetic disease // Hum Mol Genet. 1998. Vol. 7. № 10. — P. 1611-8.

96. Kouzarides T. Chromatin modifications and their function // Cell. 2007. Vol. 128. № 4. — P. 693-705.

97. Kulaeva O.I., Hsieh F.K., Chang H.W., Luse D.S., Studitsky V.M. Mechanism of transcription through a nucleosome by RNA polymerase II // Biochim Biophys Acta. 2013. Vol. 1829. № 1. — P. 76-83.

98. Kung J.T., Colognori D., Lee J.T. Long noncoding RNAs: past, present, and future // Genetics. 2013. Vol. 193. № 3. — P. 651-69.

99. Kwon S.H., Florens L., Swanson S.K., Washburn M.P., Abmayr S.M., Workman J.L. Heterochromatin protein 1 (HP1) connects the FACT histone chaperone complex to the phosphorylated CTD of RNA polymerase II // Genes Dev. 2010. Vol. 24. № 19. — P. 2133-45.

100. Kwon S.H., Workman J.L. The changing faces of HP1: From heterochromatin formation and gene silencing to euchromatic gene expression: HP1 acts as a positive regulator of transcription // Bioessays. 2011. Vol. 33. № 4. — P. 280-9.

101. Kwon S.H., Workman J.L. The heterochromatin protein 1 (HP1) family: put away a bias toward HP1 // Mol Cells. 2008. Vol. 26. № 3. — P. 217-27.

102. Lachner M., O'Carroll D., Rea S., Mechtler K., Jenuwein T. Methylation of histone H3 lysine 9 creates a binding site for HP1 proteins // Nature. 2001. Vol. 410. № 6824. — P. 116-20.

103. Larsson J., Zhang J., Rasmuson-Lestander A. Mutations in the Drosophila melanogaster gene encoding S-adenosylmethionine synthetase [corrected] suppress position-effect variegation // Genetics. 1996. Vol. 143. № 2. — P. 887-96.

104. Law J.A., Jacobsen S.E. Establishing, maintaining and modifying DNA methylation patterns in plants and animals // Nat Rev Genet. 2010. Vol. 11. № 3. — P. 204-20.

105. Liu X., Gao Q., Li P., Zhao Q., Zhang J., Li J., Koseki H., Wong J. UHRF1 targets DNMT1 for DNA methylation through cooperative binding of hemi-methylated DNA and methylated H3K9 // Nat Commun. 2013. Vol. 4. — P. 1563.

106. Lomberk G., Wallrath L., Urrutia R. The Heterochromatin Protein 1 family // Genome Biol. 2006. Vol. 7. № 7. — P. 228.

107. Lu B.Y., Eissenberg J.C. Time out: developmental regulation of heterochromatic silencing in Drosophila // Cell Mol Life Sci. 1998. Vol. 54. № 1. — P. 50-9.

108. Lu X., Wontakal S.N., Emelyanov A.V., Morcillo P., Konev A.Y., Fyodorov D.V., Skoultchi A.I. Linker histone H1 is essential for Drosophila development, the establishment of pericentric heterochromatin, and a normal polytene chromosome structure // Genes Dev. 2009. Vol. 23. № 4. — P. 452-65.

109. Luger K., Dechassa M.L., Tremethick D.J. New insights into nucleosome and chromatin structure: an ordered state or a disordered affair? // Nat Rev Mol Cell Biol. 2012. Vol. 13. № 7. — P. 436-47.

110. Maeshima K., Hihara S., Eltsov M. Chromatin structure: does the 30-nm fibre exist in vivo? // Curr Opin Cell Biol. 2010. Vol. 22. № 3. — P. 291-7.

111. Maeshima K., Hihara S., Takata H. New insight into the mitotic chromosome structure: irregular folding of nucleosome fibers without 30-nm chromatin structure // Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 2010. Vol. 75. — p. 439-44.

112. Margueron R., Justin N., Ohno K., Sharpe M.L., Son J., Drury W.J., 3rd, Voigt P., Martin S.R., Taylor W.R., De Marco V., Pirrotta V., Reinberg D., Gamblin S.J. Role of the polycomb protein EED in the propagation of repressive histone marks // Nature. 2009. Vol. 461. № 7265. — P. 762-7.

113. Margueron R., Reinberg D. Chromatin structure and the inheritance of epigenetic information // Nat Rev Genet. 2010. Vol. 11. № 4. — P. 285-96.

114. Marsden M.P., Laemmli U.K. Metaphase chromosome structure: evidence for a radial loop model // Cell. 1979. Vol. 17. № 4. — P. 849-58.

115. Martin-Morris L.E., Loughney K., Kershisnik E.O., Poortinga G., Henikoff S. Characterization of sequences responsible for trans-inactivation of the Drosophila brown gene // Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 1993. Vol. 58. — P. 577-84.

116. Martin C., Zhang Y. Mechanisms of epigenetic inheritance // Curr Opin Cell Biol. 2007. Vol. 19. № 3. — P. 266-72.

117. Masui O., Heard E. RNA and protein actors in X-chromosome inactivation // Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 2006. Vol. 71. — P. 419-28.

118. Matzke A.J., Matzke M.A. Position effects and epigenetic silencing of plant transgenes // Curr Opin Plant Biol. 1998. Vol. 1. № 2. — P. 142-8.

119. Matzke M., Kanno T., Daxinger L., Huettel B., Matzke A.J. RNA-mediated chromatin-based silencing in plants // Curr Opin Cell Biol. 2009. Vol. 21. № 3. — P. 367-76.

120. Matzke M.A., Mosher R.A. RNA-directed DNA methylation: an epigenetic pathway of increasing complexity // Nat Rev Genet. 2014. Vol. 15. № 6. — P. 394-408.

121. Meehan R.R., Kao C.F., Pennings S. HP1 binding to native chromatin in vitro is determined by the hinge region and not by the chromodomain // EMBO J. 2003. Vol. 22. № 12. — P. 3164-74.

122. Messmer S., Franke A., Paro R. Analysis of the functional role of the Polycomb chromo domain in Drosophila melanogaster // Genes Dev. 1992. Vol. 6. № 7. — P. 1241-54.

123. Milutinovic S., Zhuang Q., Szyf M. Proliferating cell nuclear antigen associates with histone deacetylase activity, integrating DNA replication and chromatin modification // J Biol Chem. 2002. Vol. 277. № 23. — P. 209748.

124. Montavon T., Duboule D. Chromatin organization and global regulation of Hox gene clusters // Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 2013. Vol. 368. № 1620. — P. 20120367.

125. Moore L.D., Le T., Fan G. DNA methylation and its basic function // Neuropsychopharmacology. 2013. Vol. 38. № 1. — P. 23-38.

126. Mottus R., Reeves R., Grigliatti T.A. Butyrate suppression of position-effect variegation in Drosophila melanogaster // Mol Gen Genet. 1980. Vol. 178. № 2. — P. 465-9.

127. Mottus R., Sobel R.E., Grigliatti T.A. Mutational analysis of a histone deacetylase in Drosophila melanogaster: missense mutations suppress gene silencing associated with position effect variegation // Genetics. 2000. Vol. 154. № 2. — P. 657-68.

128. Muchardt C., Guilleme M., Seeler J.S., Trouche D., Dejean A., Yaniv M. Coordinated methyl and RNA binding is required for heterochromatin localization of mammalian HP1alpha // EMBO Rep. 2002. Vol. 3. № 10. — P. 975-81.

129. Muller H.J. Types of visible variations induced by X-rays in Drosophila // Journal of Genetics. 1930. Vol. 22. № 3. — P. 299-334.

130. Nakayama J., Rice J.C., Strahl B.D., Allis C.D., Grewal S.I. Role of histone H3 lysine 9 methylation in epigenetic control of heterochromatin assembly // Science. 2001. Vol. 292. № 5514. — P. 110-3.

131. Naumova N., Imakaev M., Fudenberg G., Zhan Y., Lajoie B.R., Mirny L.A., Dekker J. Organization of the mitotic chromosome // Science. 2013. Vol. 342. № 6161. — P. 948-53.

132. Nisha P., Plank J.L., Csink A.K. Analysis of chromatin structure of genes silenced by heterochromatin in trans // Genetics. 2008. Vol. 179. № 1. — P. 359-73.

133. Nizami Z., Deryusheva S., Gall J.G. The Cajal body and histone locus body // Cold Spring Harb Perspect Biol. 2010. Vol. 2. № 7. — P. a000653.

134. Olins D.E., Olins A.L. Chromatin history: our view from the bridge // Nat Rev Mol Cell Biol. 2003. Vol. 4. № 10. — P. 809-14.

135. Paweletz N. Walther Flemming: pioneer of mitosis research // Nat Rev Mol Cell Biol. 2001. Vol. 2. № 1. — P. 72-5.

136. Petruk S., Sedkov Y., Johnston D.M., Hodgson J.W., Black K.L., Kovermann S.K., Beck S., Canaani E., Brock H.W., Mazo A. TrxG and PcG proteins but not methylated histones remain associated with DNA through replication // Cell. 2012. Vol. 150. № 5. — P. 922-33.

137. Phillips-Cremins J.E. Unraveling architecture of the pluripotent genome // Curr Opin Cell Biol. 2014. Vol. 28. — P. 96-104.

138. Phillips J.E., Corces V.G. CTCF: master weaver of the genome // Cell. 2009. Vol. 137. № 7. — P. 1194-211.

139. Piacentini L., Fanti L., Berloco M., Perrini B., Pimpinelli S. Heterochromatin protein 1 (HP1) is associated with induced gene expression in Drosophila euchromatin // J Cell Biol. 2003. Vol. 161. № 4. — P. 707-14.

140. Piacentini L., Fanti L., Negri R., Del Vescovo V., Fatica A., Altieri F., Pimpinelli S. Heterochromatin protein 1 (HP1a) positively regulates euchromatic gene expression through RNA transcript association and

interaction with hnRNPs in Drosophila // PLoS Genet. 2009. Vol. 5. № 10. — P. e1000670.

141. Piacentini L., Pimpinelli S. Positive regulation of euchromatic gene expression by HP1 // Fly (Austin). 2010. Vol. 4. № 4. — P. 299-301.

142. Pidoux A.L., Allshire R.C. The role of heterochromatin in centromere function // Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 2005. Vol. 360. № 1455. — P. 569-79.

143. Pikaard C.S., Tucker S. RNA-silencing enzymes Pol IV and Pol V in maize: more than one flavor? // PLoS Genet. 2009. Vol. 5. № 11. — P. e1000736.

144. Platero J.S., Csink A.K., Quintanilla A., Henikoff S. Changes in chromosomal localization of heterochromatin-binding proteins during the cell cycle in Drosophila // J Cell Biol. 1998. Vol. 140. № 6. — P. 1297-306.

145. Platero J.S., Hartnett T., Eissenberg J.C. Functional analysis of the chromo domain of HP1 // EMBO J. 1995. Vol. 14. № 16. — P. 3977-86.

146. Pombo A., Dillon N. Three-dimensional genome architecture: players and mechanisms // Nat Rev Mol Cell Biol. 2015. Vol. 16. № 4. — P. 245-57.

147. Probst A.V., Almouzni G. Heterochromatin establishment in the context of genome-wide epigenetic reprogramming // Trends Genet. 2011. Vol. 27. № 5. — P. 177-85.

148. Probst A.V., Dunleavy E., Almouzni G. Epigenetic inheritance during the cell cycle // Nat Rev Mol Cell Biol. 2009. Vol. 10. № 3. — P. 192-206.

149. Probst A.V., Okamoto I., Casanova M., El Marjou F., Le Baccon P., Almouzni G. A strand-specific burst in transcription of pericentric satellites is required for chromocenter formation and early mouse development // Dev Cell. 2010. Vol. 19. № 4. — P. 625-38.

150. Rakyan V.K., Blewitt M.E., Druker R., Preis J.I., Whitelaw E. Metastable epialleles in mammals // Trends Genet. 2002. Vol. 18. № 7. — P. 348-51.

151. Razin S.V., Gavrilov A.A. Chromatin without the 30-nm fiber: constrained disorder instead of hierarchical folding // Epigenetics. 2014. Vol. 9. № 5. — P. 653-7.

152. Razin S.V., Gavrilov A.A., Ioudinkova E.S., Iarovaia O.V. Communication of genome regulatory elements in a folded chromosome // FEBS Lett. 2G13. Vol. 587. № 13. — P. 184G-7.

153. Richards E.J., Elgin S.C. Epigenetic codes for heterochromatin formation and silencing: rounding up the usual suspects // Cell. 2002. Vol. 108. № 4. — P. 489-5GG.

154. Robertson A.K., Geiman T.M., Sankpal U.T., Hager G.L., Robertson K.D. Effects of chromatin structure on the enzymatic and DNA binding functions of DNA methyltransferases DNMT1 and Dnmt3a in vitro // Biochem Biophys Res Commun. 2004. Vol. 322. № 1. — P. 11G-8.

155. Robinson P.J., Rhodes D. Structure of the '3G nm' chromatin fibre: a key role for the linker histone // Curr Opin Struct Biol. 2006. Vol. 16. № 3. — P. 336-43.

156. Rose N.R., Klose R.J. Understanding the relationship between DNA methylation and histone lysine methylation // Biochim Biophys Acta. 2G14. Vol. 1839. № 12. — P. 1362-72.

157. Rowley M.J., Corces V.G. The three-dimensional genome: principles and roles of long-distance interactions // Curr Opin Cell Biol. 2G16. Vol. 4G. — P. 8-14.

158. Rudolph T., Yonezawa M., Lein S., Heidrich K., Kubicek S., Schafer C., Phalke S., Walther M., Schmidt A., Jenuwein T., Reuter G. Heterochromatin formation in Drosophila is initiated through active removal of H3K4 methylation by the LSD1 homolog SU(VAR)3-3 // Mol Cell. 2GG7. Vol. 26. № 1. — P. 1G3-15.

159. Saksouk N., Simboeck E., Dejardin J. Constitutive heterochromatin formation and transcription in mammals // Epigenetics Chromatin. 2G15. Vol. 8. — P. 3.

16G. Santenard A., Ziegler-Birling C., Koch M., Tora L., Bannister A.J., Torres-Padilla M.E. Heterochromatin formation in the mouse embryo requires

critical residues of the histone variant H3.3 // Nat Cell Biol. 2010. Vol. 12. № 9. — P. 853-62.

161. Sass G.L., Henikoff S. Comparative analysis of position-effect variegation mutations in Drosophila melanogaster delineates the targets of modifiers // Genetics. 1998. Vol. 148. № 2. — P. 733-41.

162. Sass G.L., Henikoff S. Pairing-dependent mislocalization of a Drosophila brown gene reporter to a heterochromatic environment // Genetics. 1999. Vol. 152. № 2. — P. 595-604.

163. Schoeftner S., Blasco M.A. A 'higher order' of telomere regulation: telomere heterochromatin and telomeric RNAs // EMBO J. 2009. Vol. 28. № 16. — P. 2323-36.

164. Schotta G., Ebert A., Reuter G. SU(VAR)3-9 is a conserved key function in heterochromatic gene silencing // Genetica. 2003. Vol. 117. № 2-3. — P. 149-58.

165. Schotta G., Lachner M., Sarma K., Ebert A., Sengupta R., Reuter G., Reinberg D., Jenuwein T. A silencing pathway to induce H3-K9 and H4-K20 trimethylation at constitutive heterochromatin // Genes Dev. 2004. Vol. 18. № 11. — P. 1251-62.

166. Seum C., Spierer A., Pauli D., Szidonya J., Reuter G., Spierer P. Position-effect variegation in Drosophila depends on dose of the gene encoding the E2F transcriptional activator and cell cycle regulator // Development. 1996. Vol. 122. № 6. — P. 1949-56.

167. Sexton T., Yaffe E., Kenigsberg E., Bantignies F., Leblanc B., Hoichman M., Parrinello H., Tanay A., Cavalli G. Three-dimensional folding and functional organization principles of the Drosophila genome // Cell. 2012. Vol. 148. № 3. — P. 458-72.

168. Sharma S., Kelly T.K., Jones P.A. Epigenetics in cancer // Carcinogenesis. 2010. Vol. 31. № 1. — P. 27-36.

169. Shpiz S., Lavrov S., Kalmykova A. Combined RNA/DNA fluorescence in situ hybridization on whole-mount Drosophila ovaries // Methods Mol Biol. 2014. Vol. 1093. — P. 161-9.

170. Sinclair D.A., Clegg N.J., Antonchuk J., Milne T.A., Stankunas K., Ruse C., Grigliatti T.A., Kassis J.A., Brock H.W. Enhancer of Polycomb is a suppressor of position-effect variegation in Drosophila melanogaster // Genetics. 1998. Vol. 148. № 1. — P. 211-20.

171. Slatis H.M. A Reconsideration of the Brown-Dominant Position Effect // Genetics. 1955. Vol. 40. № 2. — P. 246-51.

172. Slotkin R.K., Martienssen R. Transposable elements and the epigenetic regulation of the genome // Nat Rev Genet. 2007. Vol. 8. № 4. — P. 272-85.

173. Smallwood A., Esteve P.O., Pradhan S., Carey M. Functional cooperation between HP1 and DNMT1 mediates gene silencing // Genes Dev. 2007. Vol. 21. № 10. — P. 1169-78.

174. Spofford J.B. Position-effect variegation in Drosophila // The Genetics and Biology of Drosophila Vol. 1c. : Academic press, 1976. — P. 955.

175. Storz G. An expanding universe of noncoding RNAs // Science. 2002. Vol. 296. № 5571. — P. 1260-3.

176. Sugimoto K., Yamada T., Muro Y., Himeno M. Human homolog of Drosophila heterochromatin-associated protein 1 (HP1) is a DNA-binding protein which possesses a DNA-binding motif with weak similarity to that of human centromere protein C (CENP-C) // J Biochem. 1996. Vol. 120. № 1. — P. 153-9.

177. Sugiyama T., Cam H., Verdel A., Moazed D., Grewal S.I. RNA-dependent RNA polymerase is an essential component of a self-enforcing loop coupling heterochromatin assembly to siRNA production // Proc Natl Acad Sci U S A. 2005. Vol. 102. № 1. — P. 152-7.

178. Talbert P.B., Henikoff S. A reexamination of spreading of position-effect variegation in the white-roughest region of Drosophila melanogaster // Genetics. 2000. Vol. 154. № 1. — P. 259-72.

179. Talbert P.B., Henikoff S. Spreading of silent chromatin: inaction at a distance // Nat Rev Genet. 2006. Vol. 7. № 10. — P. 793-803.

180. Tremethick D.J. Higher-order structures of chromatin: the elusive 30 nm fiber // Cell. 2007. Vol. 128. № 4. — P. 651-4.

181. Trojer P., Reinberg D. Facultative heterochromatin: is there a distinctive molecular signature? // Mol Cell. 2007. Vol. 28. № 1. — P. 1-13.

182. Tulin A.V., Naumova N.M., Aravin A.A., Gvozdev V.A. Repeated, protein-encoding heterochromatic genes cause inactivation of a juxtaposed euchromatic gene // FEBS Lett. 1998. Vol. 425. № 3. — P. 513-6.

183. Tzeng T.Y., Lee C.H., Chan L.W., Shen C.K. Epigenetic regulation of the Drosophila chromosome 4 by the histone H3K9 methyltransferase dSETDB1 // Proc Natl Acad Sci U S A. 2007. Vol. 104. № 31. — P. 126916.

184. Venken K.J., Schulze K.L., Haelterman N.A., Pan H., He Y., Evans-Holm M., Carlson J.W., Levis R.W., Spradling A.C., Hoskins R.A., Bellen H.J. MiMIC: a highly versatile transposon insertion resource for engineering Drosophila melanogaster genes // Nat Methods. 2011. Vol. 8. № 9. — P. 737-43.

185. Verdel A., Jia S., Gerber S., Sugiyama T., Gygi S., Grewal S.I., Moazed D. RNAi-mediated targeting of heterochromatin by the RITS complex // Science. 2004. Vol. 303. № 5658. — P. 672-6.

186. Verdel A., Moazed D. RNAi-directed assembly of heterochromatin in fission yeast // FEBS Lett. 2005. Vol. 579. № 26. — P. 5872-8.

187. Vire E., Brenner C., Deplus R., Blanchon L., Fraga M., Didelot C., Morey L., Van Eynde A., Bernard D., Vanderwinden J.M., Bollen M., Esteller M., Di Croce L., de Launoit Y., Fuks F. The Polycomb group protein EZH2 directly controls DNA methylation // Nature. 2006. Vol. 439. № 7078. — P. 871-4.

188. Vogel M.J., Pagie L., Talhout W., Nieuwland M., Kerkhoven R.M., van Steensel B. High-resolution mapping of heterochromatin redistribution in a

Drosophila position-effect variegation model // Epigenetics Chromatin. 2009. Vol. 2. № 1. — P. 1.

189. Volpe T., Martienssen R.A. RNA interference and heterochromatin assembly // Cold Spring Harb Perspect Biol. 2011. Vol. 3. № 9. — P. a003731.

190. Wakimoto B.T., Hearn M.G. The effects of chromosome rearrangements on the expression of heterochromatic genes in chromosome 2L of Drosophila melanogaster // Genetics. 1990. Vol. 125. № 1. — P. 141-54.

191. Wang C., Girton J., Johansen J., Johansen K.M. A balance between euchromatic (JIL-1) and heterochromatic [SU(var)2-5 and SU(var)3-9] factors regulates position-effect variegation in Drosophila // Genetics. 2011. Vol. 188. № 3. — P. 745-8.

192. Wang Y., Zhang W., Jin Y., Johansen J., Johansen K.M. The JIL-1 tandem kinase mediates histone H3 phosphorylation and is required for maintenance of chromatin structure in Drosophila // Cell. 2001. Vol. 105. № 4. — P. 43343.

193. Wargent J.M., Hartmann-Goldstein I.J. Phenotypic observations on modification of position-effect variegation in Drosophila melanogaster // Heredity (Edinb). 1974. Vol. 33. № 3. — P. 317-26.

194. Wierzbicki A.T. The role of long non-coding RNA in transcriptional gene silencing // Curr Opin Plant Biol. 2012. Vol. 15. № 5. — P. 517-22.

195. Wreggett K.A., Hill F., James P.S., Hutchings A., Butcher G.W., Singh P.B. A mammalian homologue of Drosophila heterochromatin protein 1 (HP1) is a component of constitutive heterochromatin // Cytogenet Cell Genet. 1994. Vol. 66. № 2. — P. 99-103.

196. Xu M., Long C., Chen X., Huang C., Chen S., Zhu B. Partitioning of histone H3-H4 tetramers during DNA replication-dependent chromatin assembly // Science. 2010. Vol. 328. № 5974. — P. 94-8.

197. Yasuhara J.C., DeCrease C.H., Wakimoto B.T. Evolution of heterochromatic genes of Drosophila // Proc Natl Acad Sci U S A. 2005. Vol. 102. № 31. — P. 10958-63.

198. Yasuhara J.C., Wakimoto B.T. Oxymoron no more: the expanding world of heterochromatic genes // Trends Genet. 2006. Vol. 22. № 6. — P. 330-8.

199. Zhang K., Mosch K., Fischle W., Grewal S.I. Roles of the Clr4 methyltransferase complex in nucleation, spreading and maintenance of heterochromatin // Nat Struct Mol Biol. 2008. Vol. 15. № 4. — P. 381-8.

200. Zhang R., Adams P.D. Heterochromatin and its relationship to cell senescence and cancer therapy // Cell Cycle. 2007. Vol. 6. № 7. — P. 784-9.

201. Zhang W., Deng H., Bao X., Lerach S., Girton J., Johansen J., Johansen K.M. The JIL-1 histone H3S10 kinase regulates dimethyl H3K9 modifications and heterochromatic spreading in Drosophila // Development. 2006. Vol. 133. № 2. — P. 229-35.

202. Zhao T., Heyduk T., Allis C.D., Eissenberg J.C. Heterochromatin protein 1 binds to nucleosomes and DNA in vitro // J Biol Chem. 2000. Vol. 275. № 36. — P. 28332-8.