Изменения радиочувствительности в поколениях облученных клеток млекопитающих тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.01, кандидат биологических наук Лизунова, Екатерина Юрьевна

• Лизунова, Екатерина Юрьевна
• кандидат биологических наук
• 2009

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Лизунова, Екатерина Юрьевна

Введение.

1. Обзор литературы.

1.1. Факторы, определяющие чувствительность клеток к воздействию ионизирующего излучения.

1.2. Изменения клеточной радиочувствительности после облучения в малых дозах.

2.Материалы и методы.

Лимфоциты крови: выделение, условия культивирования и облучения.

Культура клеток: условия культивирования и облучения.

Экспериментальные животные: облучение, отбор биоматериала.

Метод электрофореза ДНК единичных клеток.

Анализ доли клеток с высоким содержанием фосфорилированного гистона

Н2АХ.

Оценка доли погибших клеток.

Статистический анализ полученных данных.

3. Результаты исследований и их обсуждение.

3.1.Индукция двунитевых разрывов ДНК и репарация ДНК от них в делящихся лимфоцитах крови человека, облученных в адаптирующей дозе.

3.2.Изменения поврежденности генома и чувствительности к образованию ДР ДНК при тестирующем облучении в поколениях облученных клеток линии СНО.

3.3.Изменения радиочувствительности ДНК лейкоцитов крови и клеток селезенки мышей в течение хронического облучения.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Изменения радиочувствительности в поколениях облученных клеток млекопитающих»

Актуальность проблемы. Открытие таких эффектов воздействия ионизирующего излучения как снижение чувствительности к последующему облучению (адаптивный ответ) или повышение радиочувствительности (гиперчувствительность к облучению) заставило пересмотреть патофизиологические механизмы формирования отдалённых эффектов радиационного воздействия (Mothersill, Seymour, 2000; Пелевина и др., 2003). Предполагается, что облучение изменяет состояние клеточных защитных механизмов: систем аптиоксидантной защиты, репарации ДНК, регуляции клеточного цикла и апоптоза (Пелевина и др., 2000; Серебряный и др., 2004). Многие исследователи считают, что механизмы изменения клеточной радиочувствительности тесно взаимосвязаны с механизмами индукции и реализации другого эффекта облучения - радиационно-индуцированной нестабильности генома (Пелевина и др., 2003; Okada et al., 2007; Seoane et al., 2007). Этот радиобиологический феномен проявляется в том, что часть клеток, выживших после облучения, может давать функционально измененное потомство, в котором с высокой частотой па протяжении многих поколений возникают de novo аберрации хромосом и генные мутации, в ряде случаев приводящие к повышенной клеточной смертности путем апоптоза (Мазурик и Михайлов 2001, 2004). Как и всякое биологическое явление, нестабильность генома может иметь как негативное (амплификация генов, мутации, дестабилизация хромосом, неопластическая трансформация и др.), так и позитивное значение для биологической системы (формирование гипервариабельных участков парагопа антител, появление альтернативных путей адаптации к меняющимся условиям среды благодаря изменениям в геноме и т.д.). Известно, что физико-химические изменения молекул после действия ионизирующей радиации осуществляются в течение короткого промежутка времени, тогда как индуцируемые ими вышеописанные изменения могут быть обнаружены спустя длительное время после воздействия (дни, месяцы и, возможно, годы). Исследование молекулярных и клеточных механизмов, лежащих в основе отдаленных эффектов облучения, является одной из ключевых и наиболее актуальных задач радиационной биологии.

В формировании эффектов облучения участвуют различные сигнальные' пути, в которые вовлечены целый ряд белков, в частности, поли (АДФ-рибозо) полимераза, р53, протеипкиназа С (РКС), р38 митоген-активируемая протеинкиназа (р38МАРК), фосфолипаза 81, кластерин и др. (Matsumoto et al., 2007). Однако, до сих пор нет единого мнения о том, в ответ па какие клеточные повреждения активируются системы клеточного отклика па облучение. Среди повреждений ДНК, вызываемых ионизирующим излучением, особое внимание исследователей привлекают двунитевые разрывы (ДР) ДНК. ДР, не устраненные в ходе репарации, приводят к цитогенетическим нарушениям и гибели клеток. Возможно, что именно ДР ДНК являются основным триггером, запускающим процессы клеточного отклика на воздействие ионизирующего излучения. Однако, исследования роли ДР ДНК в формировании отдаленных последствий облучения сравнительно немногочисленны. Неясно, за счет каких основных механизмов изменяется чувствительность потомков облученных клеток к тестирующему облучению: предотвращения образования ДР ДНК или активизации процессов репарации ДНК от них? В течение скольких поколений облученных клеток сохраняется чувствительность/резистентность к индукции ДР ДНК ионизирующим излучением и как она меняется?

Исходя из вышеизложенного, представлялось весьма актуальным изучить изменения степени поврежденности ДНК за счет ДР и чувствительности клеток к образованию ДР ДНК при дополнительном, тестирующем облучении в различных поколениях облученных клеток млекопитающих.

В работе использовали лимфоциты крови человека, эпителиальные клетки яичника китайского хомячка линии СНО, а также лейкоциты крови и клетки селезенки мышей линии СВА/lac. Выбор столь разных экспериментальных обьектов обусловлен их уникальными возможностями. В отличие от лимфоцитов грызунов, свсжевыделенные лимфоциты периферической крови человека легко стимулируются к делению фитогемоагглютинином. Высокая чувствительность к облучению, известный кариотип и возможность их культивирования in vitro в течение 5-6 суток (без усложнения методики) сделали лимфоциты крови человека одним из наиболее распространенных объектов для изучения механизмов адаптивного ответа (АО) (Пелевина и др., 2000, 2003, 2007, 2009). Недостатком этого объекта является относительно короткий срок культивирования и довольно высокая вариабельность показателей в зависимости от конкретного донора. Для оценки эффектов облучения в отдаленных потомках облученных клеток нами была использована культура клеток яичника китайского хомячка линии СНО. Ранее именно на этой культуре клеток была показана индукция нестабильности генома в потомках облученных клеток (Антощина и др. 2005). Для изучения биологических эффектов хронического облучения клеток млекопитающих in vivo нами были выбраны линейные мыши CBA/lac, характеризующиеся высокой чувствительностью к хроническому облучению и низким уровнем спонтанных хромосомных нарушений (Blandova, 1983). Использование общего методического подхода для оценки изменений радиочувствительности ДНК делает возможным включение экспериментальных результатов, полученных на вышеупомянутых биообъектах, в диссертационную работу.

Цель и задачи исследования Цель работы состояла в изучении изменений клеточной радиочувствительности, оцененной по образованию ДР Д11К, индуцированных тестирующим (проявляющим) облучением, в поколениях остро и хронически облученных клеток млекопитающих. Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи:

- Исследовать изменения выхода и эффективности репарации ДНК от ДР, индуцированных тестирующим облучением в проявляющей дозе в адаптированных облучением в малой дозе и контрольных делящихся лимфоцитах в различное время после стимуляции клеток к делению.

Оценить изменения степени поврежденности генома и радиочувствительности, оцененной по выходу ДР ДНК при тестирующем облучении, в 30-40 поколениях остро облученных клеток эпителия яичника китайского хомячка линии СНО.

- Изучить изменения выхода ДР ДНК, индуцированных облучением в проявляющей дозе, в клетках селезенки и крови мышей, подвергавшихся хроническому облучению, в зависимости от времени облучения и дозы.

Положения, выносимые на защиту:

1. Адаптивный ответ, вызванный в стимулированных к делению лимфоцитах крови облучением в малой дозе (5 сГр), сохраняется в их кратковременной культуре, по крайней мере, в течение 72 ч (~ 3 митоза) после его индукции, переходя от материнских клеток в поколения дочерних

2. Поврежденность ДНК, обусловленная двунитевыми разрывами ее молекул в клетках СНО в результате облучения в сублетальной дозе, проявляется в потомстве этих клеток длительное время, на протяжении многих поколений, такими же разрывами, свидетельствуя о возникновении и поддержании, по крайней мере, в части их, радиационно-индуцированной нестабильности генома и создавая условия для селекции из них клеток-родоначальников радиорезистентных клонов

3. При хроническом воздействии у-излучения на клетки млекопитающих в зависимости от времени облучения и ог накопленной дозы реализуются различные системы защиты клеток от облучения, не связанные и связанные со снижением степени фрагментации ДНК в клеточных популяциях.

Научная новизна. Впервые с помощью метода ДНК-комет были проведены исследования изменений чувствительности адаптированных облучением в малой дозе лимфоцитов периферической крови человека к индукции ДР ДНК облучением в тестирующей дозе, а также эффективности их репарации в течение 72 ч (время ~ трех митозов) после индукции АО. Впервые исследованы изменения степени поврежденности генома и чувствительности к дополнительному облучению в 37-42-х поколениях, облученных в дозе 1 Гр. эпителиальных клеток яичника китайского хомячка линии СНО. Получены новые результаты, свидетельствующие в пользу гипотезы о том, что нестабильность генома может создавать условия для активизации селективного механизма, приводящего к формированию радиорезистентных клеточных клонов. Впервые изучено влияние хронического радиационного воздействия на фрагментацию ДНК клеток крови и селезенки мышей, подвергавшихся в течение 40, 80 и 120 суток облучению с мощностью дозы 0.36 сГр/сутки. Впервые показано, что при хроническом "воздействии у-излучения на клетки млекопитающих, в зависимости от времени облучения и от накопленной дозы, реализуются различные системы защиты клеток от облучения, не связанные и связанные с изменением степени фрагментации-ДНК в клеточной популяции.

Научно-практическая ценность работы. Результаты работы могут быть использованы в радиационной биологии при изучении механизмов возникновения и поддержания нестабильности генома, изменения радиочувствительности клеточных популяций в пострадиационном периоде, эффектов формирования отдаленных последствий облучения на клеточном уровне. Результаты исследований хронически облученных мышей будут весьма полезны при проведении радиоэкологического мониторинга окружающей среды, а в космической биологии и в медицине для оценки эффектов хронического облучения в малых дозах.

Личный вклад диссертанта. Представленная работа является частью исследований, проведенных лабораторией радиационной биофизики и экологии ИХФ РАН. Автор самостоятельно осуществляла постановку и проведение исследований, первичную обработку и анализ полученных данных, формулировала положения и выводы работы.

Апробация работы. Основные положения диссертации докладывались и обсуждались на V съезде по радиационным исследованиям (Москва, 2006), Российской научной конференции «Медико-биологические проблемы токсикологии и радиологии» (Санкт-Петербург, 2008) и 36-м ежегодном съезде Европейского общества по радиационным исследованиям (Tours, France, 2008).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 6 печатных работ, в том числе 3 статьи в рецензируемых журналах, рекомендованных ВАК РФ.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Радиобиология», Лизунова, Екатерина Юрьевна

выводы

1. Облучение культивируемых лимфоцитов в дозе 5 сГр через 24 ч после стимуляции их к делению ФГА приводит к статистически достоверному понижению поврежденности ДНК, регистрируемой методом ДНК-комет и отражающей образование ДР в ее структуре, при последующем облучении в дозе 10 Гр через 24, 48 и 72 ч после облучения в указанной выше малой дозе.

2. АО, выраженный в уменьшении чувствительности клеток к образованию ДР ДНК тестирующим облучением, сохраняется, по крайней мере, в течение 72 ч (время ~ трех митозов) после его индукции.

3. Основную роль в формировании АО в лимфоцитах крови по показателю поврежденности двунитевой структуры ДНК играют процессы, предотвращающие образование радиационно-индуцированных ДР ДНК (активизация систем антиоксидантной защиты, изменение конформации хроматина), но не активизация процессов их быстрой (в течение 1 ч) репарации.

4. Облучение клеток линии СНО в дозе 1 Гр индуцирует у потомков облученных клеток нестабильность генома, проявляющуюся в увеличении на 7-21-е сутки поврежденности генома и чувствительности ДНК к дополнительному облучению.

5. Увеличение радиорезистентности потомков клеток СНО на 23-28-е сутки после облучения в дозе 1 Гр свидетельствует о том, что нестабильность генома создает условия для активации селективного механизма, приводящего к формированию радиорезистентных клеточных популяций.

6. Хроническое облучение мышей (мощность дозы 0,36 сГр/сут) ведет к снижению степени фрагментации ДНК (лейкоцитов крови и клеток селезенки) на 80-е и 120-е сутки от начала облучения.

7. Благоприобретенная клеточная резистентность (АО) клеток системы крови хронически облучаемых мышей к тестирующему облучению по показателю поврежденности ДНК, обусловленной ДР, в ранние (40-е сутки, доза 14,4 сГр) и более поздние (80-е и 120-е сутки, дозы 28,8 и 43,2 сГр соответственно) сроки облучения реализуется с помощью разных механизмов, не связанных и связанных со снижением степени фрагментации ДНК в клеточных популяциях.

заключение

Результаты проведенных исследований свидетельствуют о тесной связи изменений радиочувствительности ДНК в потомках облученных клеток с такими важными радиобиологическими феноменами как АО и нестабильность генома.

Было продемонстрировано, что индуцированное облучением в адаптирующей дозе снижение чувствительности ДНК лимфоцитов крови человека к повреждающему действию ионизирующей радиации сохраняется, по крайней мере, в течение ~ 3 клеточных генераций после индукции. Полученные данные свидетельствуют в пользу гипотезы о том, что ведущую роль в формировании АО играет активизация защитных антиоксидантных механизмов клеток, предотвращающих образование ДР ДНК, вызываемых образующимися при радиолизе воды свободными радикалами, но не элиминация чувствительных к облучению клеток и активизация системы • быстрой репарации путем негомологичного воссоединения нитей ДНК по местам ДР.

Проявление нестабильности генома в потомках облученных клеток сопровождается повышением чувствительности ДНК клеток к провоцирующему облучению. Возможно, что это связано с тем, что облучение происходит на фоне характерной для нестабильности генома повышенной генерации свободных радикалов митохондриями. Наличие максимума проявлений нестабильности генома, наблюдаемого на протяжении 14-27 клеточных генерации после облучения, подтверждает тот факт, что радиационно-ппдуцированная нестабильность генома не наследуется и не приводит к образованию генетически нестабильных клеточных клонов. Более того, полученные в работе данные позволяют предположить, что гиперпродукция активных форм кислорода и азота, сопровождающая явление нестабильности генома приводит к элиминации клеток чувствительных к оксидативному стрессу, то есть фактически служит механизмом клеточной селекции. В результате клеточная популяция становится более устойчивой к воздействию различных прооксидантов и физических факторов, вызывающих оксидативный стресс.

Результаты изучения изменений радиочувствительности ДНК клеток системы крови мышей в течение хронического низкоинтенсивного воздействии у-излучения показали, что в ранний период облучения, когда суммарная накопленная доза относительно невелика, активируются сначала базовые защитные механизмы клеток (предположительно системы антиоксидантной защиты), а при увеличении продолжительности воздействия и накопленной дозы включаются системы защиты клеточных популяций (элиминация поврежденных и чувствительных к облучению клеток).

В целом проведенные исследования свидетельствуют о том, что механизмы изменений радиочувствительности ДНК в поколениях остро и хронически облученных клеток млекопитающих реализуются в зависимости от дозы облучения, времени после облучения или продолжительности воздействия и направлены на обеспечение устойчивости клеточных популяций к радиационному воздействию.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Лизунова, Екатерина Юрьевна, 2009 год

1. Алипов Е.Д., Тырсина Е.Г., Саримов P.M. и др. // Радиац. биология. Радиоэкология. 2004. Т. 44. № 2. С. 188-197.

2. Баутин Н.И., Леонтович Е.А. Методы и приемы качественного исследования динамических систем на плоскости. М.: Наука, 1990.488 с.

3. Велегжанинов И.О., Москалев А.А., Осипов А.Н. Феномен уменьшения уровня однонитевых разрывов ДНК клеток системы крови в первом поколении хронически облучаемых мышей. // Радиационная биология. Радиоэкология. 2007. - Т. 47. - № 5. - С. 567-570.

4. Гераськин С.А., Зяблицкая Е.Я., Удалова А.А. Статистический анализ мутагенной эффективности хронического облучения в малых дозах на фоне техногенного загрязнения среды // Генетика. 1993. Т. 29. №11. С. 1901-1913.

5. Зайнулин В.Г., Шапочников М.В., Москалев А.А., Таскасв А.И. Современные аспекты радиобиологии Drosophila Melanogaster. Екатеринбург, 2001. 101 с.

6. Засухина Г.Д. Радиоадаптивный ответ в клетках человека, различающихся по репарации ДНК // Радиационная биология. Радиоэкология. . 1999. Т.39. №1. С.58-63.

7. Ю.Куликов Н.В., Алыпиц Л.К., Позолотин А.А. и Ташевская С.В. 1971. Изменения радиочувствительности растений как результат предварительного облучения. Радиобиология. 11 (4): 630-632.

8. Лыоин Б. Гены. М.: Мир, 1987. 544 с.

9. Мазурик В.К., Михайлов В.Ф. Радиационно-индуцируемая нестабильность генома: феномен, молекулярные механизмы, патогенетическое значение // Радиац. биология. Радиоэкология. 2001. Т. 41. № 3. С.272-289.

10. Мазурик В.К., Михайлов В.Ф. В книге: «Радиационная биофизика (ионизирующие излучения), Кудряшов Ю.Б. М.:Физматлит, 2004. 450 с.

11. Пелевина И.И., Акифьев Г.Г. Алещенко А.В. и др., Радиационно-индуцированный адаптивный ответ у детей и эффект внешних и внутренних факторов. // Радиац. Биология. Радиоэкол., 1999. Т. 39. Вып. 1. С. 106-112.

12. Пелевина И. И. Алещенко А. В., Антощина М. М., Готлиб В. Я., Кудряшова О. В., Семенова Л. П., Серебряный А. М. Реакция популяции клеток на облучение в малых дозах // Радиационная биология. Радиоэкология. 2003. Т. 43. N 2. С. 161-166

13. Рябченко Н.И., Антощина М.М., Насонова В.А., Фесенко Э.В., Готлиб В.Я. 2004. Аберрации хромосом в лимфоцитах человека при различной продолжительности культивирования после облучения. Радиац. биология. Радиоэкология. 44 (2): 146—150.

14. Серебряный A.M., Алещенко А.В., Готлиб В.Я., Кудряшова О.В., Семенова Л.П., Пелевина И.И. Клеточный состав популяции лимфоцитов и радиационный адаптивный ответ. // Цитология. 2003. Т. 45. №1. С. 81-85.

15. А.М. Серебряный, А.В. Алещенко, В.Я. Готлиб, О.В. Кудряшова, Л.П. Семенова, И.И. Пелевина «О новом механизме формирования адаптивного ответа». Радиац. биология. Радиоэкология. 2004. Т. 44. №6.С.653-656.

16. Серебряный A.M., Зоз H.II.,. Морозова И.С. К механизму антимутагенеза у растений. Генетика. 2005. Т. 41, №5, с. 676-679.

17. Серебряный A.M., Антощина М.М., Алещенко А.В., Рябченко Н.И., Пелевина И.И. 2008. О механизме адаптивного ответа. Оценка способности лимфоцитов крови человека к радиационному адаптивному ответу с помощью разных критериев. Цитология. 50 (5): 461-65.

18. Спитковский Д.М., Ермаков А.В., Горин А.И. и др. Зависимость репарации ДНК, индуцированной генетически опасными воздействиями, от ионной силы среды, в которой находятся клетки // Цитология, 1992. Т. 37, №7. - С.76-85

19. Талызина Т.А. Особенности изменений ядер лимфоцитов человека под действием ионизирующего излучения в малых дозах: Автореф. Дис. Канд. Биол. Наук. Киев, 1991. 24 с.

20. Талызина Т.А., Спитковский Д.М., Структурные изменения ядер лимфоцитов человека при действии ионизирующих излучений в диапазоне доз, вызывающих адаптивный ответ // Радиобиология. 1991. Т. 31, вып. 4. С. 606-611.

21. Филиппович И.В. Феномен адаптивного ответа клеток в радиобиологии // Радиобиология 1991. Т. 31, вып. 6. С. 803-813.

22. Ahmcd K.M., Li J.J. 2008. NF-kappa B-mediated adaptive resistance to ionizing radiation. Free Radic. Biol. Med. 44: 1—13.

23. Azzam, E. I., de Toledo, S. M., Gooding, T. and Little, J. В. Intercellular communication is involved in the bystander regulation of gene expression in human cells exposed to very low fluences of alpha particles. // Radiat Res, 1998. 150:5,497-504.

24. Barquinero J.F., Barrios L., Caballin M.R., Miro R., Ribas M., Subias A. and Egozcue J. Occupational exposure to radiation induces an adaptive response in human lymphocytes // Int. J. Radiat. Biol. 1995. 67:187-191

25. Belyakov OV, Folkard M, Mothersill C, Prise KM, Michael BD. Bystander-induced apoptosis and premature differentiation in primary urothelial explants after charged particle microbeam irradiation//Radiat Prot Dosimetry. 2002;99(l-4):249-51.

26. Biedermann KA, Sun JR, Giaccia AJ, Tosto LM, Brown JM. Scid mutation in mice confers hypersensitivity to ionizing radiation and adeficiency in DNA double-strand break repair//Proc Natl Acad Sci USA. 1991; 15;88(4): 1394-7.

27. Billen D. Spontaneous DNA Damage and Its Significance for the "Negligible Dose" Controversy in Radiation Protection // Radiat. Res. 1990. V. 124. P. 242-245.

28. Blandova ZK. Congeneic-resistant mice strains from the Soviet collection stock // Vestn Akad Med Nauk SSSR. 1983;(9):10-4. Russian.

29. Bohr VA. Preferential DNA repair in active genes // Dan Med Bull. 1987;34(6):309-20. Review.

30. Bosi A., and Olivieri G. Variability of the adaptive response to ionizingradiation in humans. // Mutat. Res., 1989. 211, 13-17,

31. Bravard A., Petridis F., Luccioni C. 1999. Modulation of antioxidant enzymes p21WAFl and p53 expression during proliferation and differentiation of human melanoma cell lines. Free Radic. Biol. Med. 26: 1027-1033.

32. Cai L.and.Liu S.Z. Induction of cytogenetic adaptive response of somatic and germ cells in vivo and in vitro by low dose X-irradiation // Int. J. Radiat. Biol., 1990. 58, 187-194.

33. Calini V, Urani C, Camatini M. Comet assay evaluation of DNA single-and double-strand breaks induction and repair in C3H10T1/2 cells //Cell Biol Toxicol. 2002; 18(6):369-79.

34. Coates P.J., Lorimore S.A., Wright E.G. 2004. Damaging and protective cell signalling in the untargeted effects of ionizing radiation. Mutat. Res. 568:5-20.

35. Cortes F, Dominguez I, Mateos S, Pinero J, Mateos JC. Evidence for an adaptive response to radiation damage in plant cells conditioned with X-rays or incorporated tritium. // Int J Radiat Biol, 1990;57(3):537-41

36. Cramers P., Atanasova P., Vrolijk H., Darroudi F., van Zeeland A.A., Huiskamp R., Mullenders L.H. F. and Kleinjans C.S. 2005. Pre-exposure to low doses: modulation of X-ray-induced DNA damage and repair. Radiat. Res. 164: 383-390.

37. Cummins, R. J., Mothersill, C., Seymour, С. В., Johns, H. and Joiner, M. C. The effect of microcolony size, at time of irradiation, on colony forming ability. // Int J Radiat Biol. 1999. 75:2, 225-32

38. Durovic B, Spasic-Jokic V, Durovic B. Influence of occupational exposure to low-dose ionizing radiation on the plasma activity of superoxide dismutase and glutathione level.// Vojnosanit Pregl. 2008 Aug;65(8):613-618Л

39. Emerit I, Quastel M, Goldsmith J, Merkin L, Levy A, Cernjavski L, Alaoui-Youssefi A, Pogossian A, Riklis E. Clastogenic factors in the plasma of children exposed at Chernobyl. Mutat Res. 1997 Jan 3;373(l):47-54.

40. Farooqi, Z., Kesavan, , PC. Low-dose radiation-induced adaptive response in bone marrow cells of mice // Mutat. Res., 1993. 302, 83-89.

41. Flores M.J. Pinero J., Ortiz Т., Pastor N., Mateos J.C. and Cortes F. Both bovine and rabbit lymphocytes conditioned with hydrogen peroxide showan adaptive response to radiation damage // Mutat. Res., 1996. 372, 9-15.

42. Goldberg Z. and Lehnert B.E. Radiation-induced effects in unirradiated cells: A review and implications in cancer // International journal of oncology. 2002. 21: 337-349.

43. Goodhead DT. Initial events in the cellular effects of ionizing radiation: clustered damage in DNA. // Int J Rad Biol. 1994. V. 65 P.7-17.

44. Gourabi H., and Mozdarani H. A cytokinesis-blocked micronucleus study of the radioadaptive response of lymphocytes of individuals occupationally exposed to chronic doses of radiation // Mutagenesis. 1998. 13. 475-480

45. Hain J. Jaussi R., Burcart W. Adaptive respons of human peripheral blood lymphocytes (PBL's) to low dosws of ionizing radiation //Experientia, 1991. Vol.47. Abstr.-P.56

46. Hain J., Jaussi R., and Burkart W. Lack of adaptive response to low doses of ionizing radiation in human lymphocytes from five different donors. // Mutat. Res. 1992. 283. 137-144.

47. Hall J.L. Cellular mechanisms for heavy metal detoxification and tolerance //Journal of Experimental Botany. 2003. Vol.53. №366.P.1-11

48. Jeggo PA, Taccioli GE, Jackson SP. Menage a trois: double strand break repair, V(D)J recombination and DNA-PK // Bioessays. 1995;17(11):949-57. Review.

49. Jiang H., Li W„ Li X., Cai L., Wang G. 2008. Low-Dose Radiation Induces Adaptive Response in Normal Cells, but not in Tumor Cells: In vitro and in vivo Studies. J. Radiat. Res. (Tokyo). 2008.

50. Jorgensen TJ, Shiloh Y. The ATM gene and the radiobiology of ataxia-telangiectasia // Int J Radiat Biol. 1996 May;69(5):527-37. Review.

51. Kadhim MA, Moore SR, Goodwin EH. Interrelationships amongst radiation-induced genomic instability, bystander effects, and the adaptive response. // Mutat Res. 2004 Dec 2;568(l):21-32.

52. Kalina I., Nemethova G. 1997. Variability of the adaptive response to low dose radiation in peripheral blood lymphocytes of twins and unrelated donors. Folia Biol. (Praha). 43: 91-95.

53. Kastan M. On the TRAIL from p53 to apoptosis // Nat Genet. 1997;17(2):130-1.

54. Kesley K.J., Memisoglu A., Frenkel D., Liber H.L. Human lymphocytes exprosed to low doses of X-rays are less susceptible to radiation-induced mutagenesis // Mutat.res. Left., 1991. Vol. 263, №4. P. 197-201

55. Kim GJ, Chandrasekaran K, Morgan WF. Mitochondrial dysfunction, persistently elevated levels of reactive oxygen species and radiationinduced genomic instability: a review. // Mutagenesis. 2006 Nov;21(6):361-7.

56. Kolodner RD, Putnam CD, Myung K. Maintenance of genome stability in Saccharomyces cerevisiae. // Science. 2002. 297:552-57.

57. Leach JK, Van Tuyle G, Lin PS. Schmidt-Ullrich R, Mikkelsen RB. Ionizing radiation-induced, mitochondria-dependent generation of reactive oxygen/nitrogen// Cancer Res. 2001; 15:61(10):3894-901

58. Lehnert BE, Iyer R. Exposure to low-level chemicals and ionizing radiation: reactive oxygen species and cellular pathways. // Hum Exp Toxicol. 2002. V. 21(2) P.65-69.

59. Leonard S, Gannett PM, Rojanasakul Y, Schwegler-Berry D, Castranova V, Vallyathan V, Shi X. Cobalt-mediated generation of reactive oxygen species and its possible mechanism. J Inorg Biochem. 1998;70(3-4):239-44.

60. Limoli CL, Kaplan MI, Giedzinski E, Morgan WF. Attenuation of radiation-induced genomic instability by free radical scavengers and cellular proliferation // Free Radic Biol Med. 2001a;31(l):10-9.

61. Limoli CL, Corcoran JJ, Jordan R, Morgan WF, Schwartz JL. A role for chromosomal instability in the development of and selection for radioresistant cell variants // Br J Cancer. 2001b:84(4):489-92.

62. Little, J.B., H. Nagasawa, T. Pfenning, and H. Vetrovs. Radiation-induced genomic instability: delayed mutagenic and cytogenetic effects of X-rays and alpha particles. // Radiation Research 1997.148:299-307.

63. Little JB, Azzam EI, de Toledo SM, Nagasawa H. Bystander effects: intercellular transmission of radiation damage signals. // Radiat Prot Dosimetry. 2002. V. 99(1-4) P.159-162.

64. Liu S.Z., Cai L., Sun S.Q. Induction of a cytogenetic adaptive response by exposure of rabbits to very low dose-rate gamma-radiation // Int. J. Radiat. Biol., 1992. 62,187-90.

65. Matsumoto H.,Ohnishi T. 2004. Contribution of radiation-induced, nitric oxide-mediated bystander effect to radiation-induced adaptive response. Biol. Sci. Space. 18: 108-109.

66. Matsumoto H, Hamada N, Takahashi A, Kobayashi Y. Ohnishi T. Vanguards of paradigm shift in radiation biology: radiation-induced adaptive and bystander responses // J Radiat Res (Tokyo). 2007;48(2):97-106.

67. Meyn MS. Ataxia-telangiectasia and cellular responses to DNA damage // Cancer Res. 1995;55(24):5991-6001. Review.

68. Mitchell SA, Marino SA, Brenner DJ, Hall EJ. Bystander effect and adaptive response in C3H 10T(l/2) cells. // Int J Radiat Biol. 2004. Jul;80(7):465-72.

69. Miyashita T, Krajewski S, К raj cw ska M, Wang HG, Lin HK, Liebermann DA, Hoffman B, Reed JC. Tumor suppressor p53 is a regulator of bcl-2 and bax gene expression in vitro and in vivo // Oncogene. 1994;9(6):1799-805.

70. Miyashita T, Reed JC. Tumor suppressor p53 is a direct transcriptional activator of the human bax gene // Cell. 1995; 27;80(2):293-9.

71. Morgan WF. Is there a common mechanism underlying genomic instability, bystander effccts and other nontargeted effects of exposure to ionizing radiation? // Oncogene. 2003a Oct 13;22(45):7094-9. Review.

72. Morgan WF. Non-targeted and delayed effects of exposure to ionizing radiation: II. Radiation-induced genomic instability and bystander effects in vivo, clastogenic factors and transgenerational effects // Radiat Res. 2003b; 159(5):581-96. Review.

73. Morgan WF. Non-targeted and delayed effects of exposure to ionizing radiation: I. Radiation-induced genomic instability and bystander effects in vitro // Radiat Res. 2003c; 159(5):567-80. Review.

74. Morgan WF, Sowa MB. Non-targeted bystander effects induced by ionizing radiation. Mutat Res. 2007 Mar l;616(l-2):159-64. Epub 2006 Nov 28. Review.

75. Moslen, M.T. Free Radicals in Diagnostic Medicine // D. Armstrong, ed., Plenum Press, New York. 1994.

76. Mothersill C, Seymour C. Genomic instability, bystander effects and radiation risks: implications for development of protection strategies for man and the environment // Radiats Biol Radioecol. 2000; 40(5):615-20. Review.

77. Mothersill С, O'Malley К, Seymour СВ. Characterisation of a bystander effect induced in human tissue explant cultures by low let radiation. // Radiat Prot Dosimetry. 2002. V. 99(1-4). P.163-167.

78. Mothersill C., Seymour C.B. 2004. Radiation-induced bystander effects -implications for cancer. Nat. Rev. Cancer. 4:158—64.

79. Murnane JP. Role of induced genetic instability in the mutagenic effects of chemicals and radiation. // Mutat Res. 1996 Jan;367(l): 11-23. Review.

80. Nagasawa H, Little JB. Unexpected sensitivity to the induction of mutations by very low doses of alpha-particle radiation: evidence for a bystander effect. // Radiat Res. 1999. Nov;152(5):552-7.

81. Narayanan PK, Goodwin EH, Lehnert BE. Alpha particles initiate biological production of superoxide anions and hydrogen peroxide in human cells // Cancer Res. 1997;57(18):3963-71

82. Nojima H. Cell cycle checkpoints, chromosome stability and the progression of cancer // Hum Cell. 1997; 10(4):221-30. Review.

83. Okada M, Okabe A, Uchihori Y, Kitamura H, Sekine E, Ebisawa S, Suzuki M, Okayasu R. Single extreme low dose/low dose rate irradiation causes alteration in lifespan and genome instability in primary human cells // Br J Cancer. 2007;96( 11): 1707-10.

84. Oleinick NL, Chiu SM, Friedman LR. Gamma radiation as a probe of chromatin structure: damage to and repair of active chromatin in the metaphasc chromosome // Radiat Res. 1984;98(3):629-41.

85. Olive PL. Detection of DNA damage in individual cells by analysis of histonc H2AX phosphorylation // Methods Cell Biol. 2004;75:355-73.

86. Olivieri, G., J. Bodycote, and S. Wolff. 1984. Adaptive response of human lymphocytes to low concentrations of radioactive thymidine. Science 223:594-597.

87. Olivieri G., and Bosi A. Possible causes of variability of the adaptive response in human lymphocytes. // In Chromosomal Aberrations Basic and Applied Aspects, 1990.

88. Osterreicher J, Prise KM, Michael BD, Vogt J, Butz T, Tanner JM. Radiation-induced bystander effects. Mechanisms, biological implications, and current investigations at the Leipzig LIPSION facility. Strahlenther Onkol. 2003;179(2):69-77. Review.

89. Paull TT, Gellert M. The 3' to 5' exonuclease activity of Mre 11 facilitates repair of DNA double-strand breaks. // Mol Cell. 1998. Jun;l(7):969-79.

90. Prise KM, Belyakov OV, Newman HC, Patel S, Schettino G, Folkard M, Michael BD. Non-targeted effects of radiation: bystander responses in cell and tissue models. // Radiat Prot Dosimetry. 2002;99(1-4):223-6

91. Prise KM, Folkard M, Michael BD. A review of the bystander effect and its implications for low-dose exposure. // Radiat Prot Dosimetry. 2003. 104 (4):347-55.

92. Raaphorst GP, Boyden S. Adaptive response and its variation in human normal and tumour cells. // Int J Radiat Biol. 1999;75(7):865-73.

93. Riley PA. Free radicals in biology: oxidative stress and the effects of ionizing radiation. // Int J Radiat Biol. 1994. Jan;65(l):27-33. Review.

94. Roos WP, Binder A, Bohm L. The influence of chromatin structure on initial DNA damage and radiosensitivity in CHO-K1 and xrsl cells at low doses of irradiation 1-10 Gy. // Radiat Environ Biophys. 2002. Sep:41(3): 199-206. Epub 2002 Sep 07.

95. Salone В., Pretazzoli V., Bosi A., Olivieri G. 1996. Interaction of low-dose irradiation with subsequent mutagenic treatment: role of mitotic delay. Mutat. Res. 358: 155-60.

96. Samson L., Cairns J. 1977. A new pathway for DNA repair in Escherichia coli. Nature. 267: 281-283.

97. Sancar A., Lindsey-Boltz L.A., Unsal-Kacmaz K., and Linn S. Molecular mechanisms of mammalian DNA repair and the DNA damage checkpoints // Annu. Rev. Biochem. 2004/ 73:39-85

98. Sankaranarayanan K., Von Duyn A., Loos M., and Natarjan, A.T. Adaptive response of human lymphocytes to low level radiation from radioisotopes or X-rays. // Mutat. Res. 1989. 211 , 7-12.

99. Sasaki MS, Ejima Y, Tachibana A, Yamada T, Ishizaki K, Shimizu T, Nomura T. DNA damage response pathway in radioadaptive response. // Mutat Res. 2001. Jul 25;504(1-2):101-18.

100. Sasaki MS, Ejima Y, Tachibana A, Yamada T, Ishizaki K, Shimizu T, Nomura T. DNA damage response pathway in radioadaptive response. // Mutat Res. 2002. Jul 25; 504(1-2):101-18.

101. Scaffidi С, Fulda S, Srinivasan A, Friesen C, Li F, Tomaselli KJ, Debatin KM, Krammer PH, Peter ME. Two CD95 (APO-l/Fas) signaling pathways (1998). EMBO J., 17: 1675-1687:

102. Seoane A, Gtierci A, Dulout F Genetic instability induced by low doses of x-rays in hamster cells. // Int J Radiat Biol. 2007 Feb;83(2):81-7.

103. Shadley J.D., WolffS. Very low doses of X-rays can cause human lymphocytes to become less susceptible to ionizing radiation, // Int. J. Radiat. Biol., 1987. 2. 95-96.

104. Shadley J.D.and Wiencke J.K. Induction of the adaptive response by X-rays is dependent on radiation intensity // Int. J. Radiat. Biol., 1989. 56. 107-118.

105. Smith LE, Nagar S, Kim GJ, Morgan WF. Radiation-induced genomic instability: radiation quality and dose response. // Health Phys. 2003. Jul;85(l):23-9.

106. Stecca C, Gerber GB. Adaptive response to DNA-damaging agents: a review of potential mechanisms. // Biochem Pharmacol. 1998 Apr 1;55(7):941-51. Review

107. Stoilov LM, Mullenders LH, Darroudi F, Natarajan AT. Adaptive response to DNA and chromosomal damage induced by X-rays in human blood lymphocytes. // Mutagenesis. 2007 Mar;22(2):l 17-22. Epub 2007 Jan 17.

108. Sung P. Catalysis of ATP-dcpendent homologous DNA pairing and strand exchange by yeast RAD51 protein. // Science. 1994. Aug 26; 265(5176):1241-3.

109. Thompson, L.H. Evidence that mammalian cells possess homologous recombinational repair pathways. // Mutation Research. 1996. 363:77-88.

110. Trujillo KM, Yuan SS, Lee EY, Sung P. Nuclease activities in a complex of human recombination and DNA repair factors Rad50, Mrell, and p95. //J Biol Chem. 1998. Aug 21;273(34):21447-50.

111. Tsujimoto Y. Role of Bcl-2 family proteins in apoptosis: apoptosomes or mitochondria? // Genes Cells. 1998 Nov;3(l l):697-707

112. Tyrsina EG, Slanina SV, Alipov ED. Contribution of inducible and constitutive mechanisms to radioresistance acquisition by hamster malignant fibroblasts. // Dokl Biochem Biophys. 2007 May-Jun;414:l 169. No abstract available.

113. Ullrich, R. L. and Ponnaiya, B. Radiation-induced instability and its relation to radiation carcinogenesis. // Int J Radiat Biol. 1998. 74:6, 74754.

114. Ward, J.F. DNA damage produced by ionizing radiation in mammalian cells: Identities, mechanism of formation, and repairability. // Progress in Nucleic Acid Research and Molecular Biology 1988.35:95125.

115. Wicncke J.K., Afzal V., Olivieri G. and Wolff S. Evidence that the 3H. thymidine induced adaptive response of human lymphocytes tosubsequent doses of X-rays involves the induction of chromosomal repair mechanism//Mutagenesis. 1986. 1.375-380

116. Wojcik A. and Tuschl H. Indications of an adaptive response in C57BL mice pre-exposed in vivo to low doses of ionizing radiation. // Mutat. Res., 1990. 243:67-73.

117. Wojcik A., Streffer C., Adaptive response to ionizing radiation in mammalian cells: a review.// Biol. Zent. Bl. 1994. 113:417-434.

118. Wojcik A, Sauer C. Zolzer F, Bauch T, Muller WU. Analysis of DNA damage recovery processes in the adaptive response to ionizing radiation in human lymphocytes. // Mutagenesis. 1996 May;l l(3):291-7.

119. Wojewodzka M, Buraczewska I, Kruszewski M. A modified neutral comet assay: elimination of lysis at high temperature and validation of the assay with anti-single-stranded DNA antibody. // Mutat Res. 2002 Jun 27;518(l):9-20.

120. Wojewodzka M, Kruszewski M, Sochanowicz B, Szumiel I. Differential DNA double strand break fixation dependence on poly(ADP-ribosylation) in L5178Y and CHO cells. // Int J Radiat Biol. 2004 Jul;80(7):473-82.

121. Wright E.G. Radiation-induced genomic instability in haemopoietic cells // Int. J. Radiat. Biol., 1998. Vol. 74. № 6. P. 681-687

122. Yan N, Shi Y. Histone HI.2 as a trigger for apoptosis. Nat Struct Biol. 2003 Dec;10(12):983-5

123. Zhang L. 1995. Cytogenetic adaptive response induced by preexposure in human lymphocytes and marrow cells of mice. Mutat. Res. 334: 33--7.

124. Zong WX, Ditsworth D, Bauer DE, Wang ZQ, Thompson CB. Alkylating DNA damage stimulates a regulated form of necrotic cell death.Genes Dev. 2004 Jun 1; 18(11): 1272-82. Epub 2004 May 14.

125. Zhou BB, Elledge SJ. The DNA damage response: puttingcheckpoints in perspective. // Nature 2000. 408:433^39.