Изучение взаимодействия токсинов яда кобры Naja oxiana с мембранами методом ЯМР спектроскопии тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.02, кандидат физико-математических наук Лесовой, Дмитрий Михайлович

• Лесовой, Дмитрий Михайлович
• кандидат физико-математических наук
• 2006

Оглавление диссертации кандидат физико-математических наук Лесовой, Дмитрий Михайлович

Список использованных сокращений.

1 Введение.

1.1 Актуальность темы исследований.

1.2 Цель и задачи исследования.

1.3 Научная новизна работы.

1.4 Научная и практическая ценность.

1.5 Выбор темы литературного обзора.

2 31Р-ЯМР спектроскопия широких линий в исследовании липид/белковых взаимодействий (обзор литературы).

2.1 Область применения методики.

2.1.1 Возможности метода в определении характера упаковки липидов.

2.1.1.1 Детектирование фазового состояния бислоя.

2.1.1.2 Действие белков на бислой - возмущения в структуре бислоя.

2.1.1.3 Исследования небислойных упаковок липидов.

2.1.2 Используемые мембранные системы.

2.1.2.1 Реконструированные мембраны.

2.1.2.2 Биологические мембраны.

2.2 Теоретические аспекты 31Р-ЯМР фосфолипидов.

2.3 Примеры применения 31Р-ЯМР спектроскопии в исследованиях липид/белковых взаимодействий.

2.4 Анализ и обработка 31Р-ЯМР спектров модельных фосфолипидных мембран.

2.4.1 Методики обработки 3,Р-ЯМР спектров фосфолипидных дисперсий.

2.4.1.1 Метод «Первого спектрального момента».

2.4.1.2 Депакинг.

2.4.1.3 Аппроксимация экспериментального спектра теоретическим

2.4.2 Возможности доступных программ для анализа формы линии

3,Р-ЯМР спектров.

3 Материалы и методы.

3.1 Использованные препараты и способы приготовления образцов.

3.2 Получение и анализ ЯМР спектров.

3.3 Использованные методики молекулярного моделирования.

3.4 Расчёт электростатических и гидрофобных свойств молекул токсинов

3.5 Измерение активности нейротоксина II.

4 Результаты и обсуждения.

4.1 Связывание токсинов с мембранами. ^-ЯМР спектроскопия.

4.2 Влияние связывания токсинов на состояние мембраны: 31Р-ЯМР спектроскопия.

4.2.1 Формирование изотропной фазы.

4.2.2 Влияние токсинов на анизотропию химического сдвига фосфолипидов.

4.2.3 Влияние токсинов на эластичность фосфолипидного бислоя.

4.3 Топология взаимодействия NTII с фосфолипидным бислоем.

4.3.1 Влияние аминокислотных замен на расположение молекулы NTII на мембране.

4.4 Электростатические свойства молекул токсинов.

4.5 Детализация топологии взаимодействия токсинов с мембраной.

4.5 Распределение полярных и гидрофобных свойств на доступной поверхности токсинов.

4.6 Взаимодействие трёхпетельных токсинов с липидной мембраной: комбинированное рассмотрение.

4.6.1 Биологическая роль мембраносвязанного состояния токсинов.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Изучение взаимодействия токсинов яда кобры Naja oxiana с мембранами методом ЯМР спектроскопии»

1.1 Актуальность темы исследований

Мембраны играют ключевую роль в структурной организации всех живых клеток. Функционирование биомембран контролируется как их белковыми, так и липидными составляющими, преимущественно фосфолипидами. Получение и интерпретация структурной информации о липид-белковых системах даёт возможность понять связь между взаимодействием компонент мембраны и их функцией [1,2].

Среди мембранных белков хорошо известны такие структурные мотивы как трансмембранные и периферические а-спирали, Р-бочонки. В последнее время в качестве источника новых структурных мотивов, обеспечивающих связывание с мембранами, исследуются Р-складчатые полипептиды, в частности, токсины из яда змей. Яд кобры Naja oxiana содержит как цитотоксины так и нейротоксины, обладающие общим структурным мотивом (Рис. 1). Суммарное содержание этих токсинов в сухом яде составляет около 40 % [3]. Токсины являются небольшими ( ~ 60 аминокислотных остатков) основными белками, так как они содержат 9-12 положительно заряженных аминокислотных остатков лизина и аргинина. Они характеризуются трёхпетельной укладкой полипептидной цепи, формируемой тяжами антипараллельной Р-структуры, стабилизированной 4-мя дисульфидными связями (Рис. 1а-в) [4-7]. Хотя аминокислотные последовательности и структурный мотив цитотоксинов и нейротоксинов гомологичны, спектры их биологической активности существенно отличаются [8-12].

Цитотоксины проявляют гемолитическую и цитотоксическую активности, способны приводить к деполяризации мембран миофибрилл [8, 13, 14]. Некоторые цитотоксины проявляют кардиотоксическую активность при малых концентрациях, приводя к увеличению частоты сердцебиения, а при больших концентрациях могут вызывать остановку сердца [15].

Исследуются токсические эффекты цитотоксинов на клетки опухоли [1620]. Предполагается, что различие в цитотоксической активности молекул связано не с деталями вторичной структуры белков, а со спецификой взаимодействия боковых цепей аминокислотных остатков с липидами [20], так как было показано, что структура молекул цитотоксинов сохраняется при встраивании в липидное окружение [5, 20-23]. Связывание цитотоксинов с фосфолипидами определяет их способность приводить к лизису различных клеток [8, 16, 24, 25]. Предполагается, что эти эффекты обусловлены способностью цитотоксинов взаимодействовать с липидами и биологическими мембранами посредством комбинации как электростатических так и гидрофобных сил [ 26 ]. В экспериментах с модельными липидными мембранами показано, что цитотоксины приводят к слиянию фосфолипидных везикул [27-30], изменению термотропных характеристик фосфолипидных мембран [31], индуцируют фазовое разделение в смесях анионных и цвиттерионных фосфолипидов [ 32 ]. Данные исследования привели к делению цитотоксинов (Рис. 1а, б) на Р- и S-типы, которые различаются присутствием аминокислотных остатков пролина-31(30) или серина-29(28) в окончании второй петли [33]. Тем не менее всё ещё отсутствует понимание связи между способами взаимодействия цитотоксинов с липидами и функцией цитотоксинов в биомембране. Для прояснения этой связи было изучено связывание цитотоксинов CTII и CTI с фосфолипидами, исследовано влияние цитотоксинов на упаковку фосфолипидов в составе модельных мембран.

CTII

CTI

NTII

Рис. 1

Ленточные представления структуры CTII (a), CTI (б) и NTII (в) молекул токсинов. Жёлтым цветом показаны дисульфидные связи (структуры взяты из PDB-баика: код 1СВ9 для CTII, 1RL5 для CTI и 1 NOR для NTII).

Для получения более полной информации о взаимодействии трехпетельных токсинов с липидными мембранами важно рассмотреть структурно сходные с цитотоксинами белки, отличающиеся по гидрофобным свойствам и заряду. Как было сказано выше NTII (Рис. 1в) обладает сходной трёхпетельной структурой, но отличается от цитотоксинов спектром активности. Нейротоксины из яда кобр являются высокоэффективными ингибиторами никотинового ацетилхолинового рецептора [34, 35]. Мембранная же активность нейротоксинов, в отличие от цитотоксинов, изучена крайне слабо, хотя предполагается, что и для нейротоксинов мембраносвязанное состояние играет важную роль при взаимодействии с нАХР [36, 37]. Поэтому представляет интерес детально исследовать взаимодействие нейротоксинов с мембранами и, таким образом, получить информацию о мембраноактивном сайте молекулы нейротоксина и его кооперативное™ с сайтом, блокирующем нАХР.

При исследовании липид/белковых взаимодействий важно получить структурно-динамическую информацию как о белке в связанном с мембраной состоянии, так и о характеристиках самой липидной мембраны особенно их изменениях вследствие взаимодействия с белком. В ЯМР 8 спектроскопии в качестве модельных мембран используются липидные бислои, так как, обладая большим радиусом кривизны, они наиболее близки по своим характеристикам к биомембранам [38, 39]. При исследовании бислойных модельных мембран всё более широкое применение находит

11 методика анализа Р-ЯМР спектров широких линий фосфолипидных дисперсий [40-46]. С ростом стационарных магнитных полей современных

ЯМР спектрометров все большее значение приобретают эффекты ориентирования молекул фосфолипидов в магнитном поле спектрометра

30, 47-52]. Для анализа 31Р-ЯМР спектров таких систем необходима разработка эффективных и доступных научному сообществу методов анализа экспериментальных спектров. В диссертации представлены разработанные

11 методики анализа Р-ЯМР спектров фосфолипидных липосом реализованные в виде доступной научному сообществу программы «Р-FIT».

При ЯМР исследованиях белков, связанных с бислойной мембраной, по причине большого размера бислойных мембранных систем и, как следствие, замедления вращательной диффузии белка классические ЯМР методики высокого разрешения неприменимы из-за уширения ЯМР сигналов в спектре белка. Поэтому представляет интерес разработка подходов, позволяющих преодолеть данные ограничения и охарактеризовать состояние белка в связанном с бислойной мембраной состоянии [38, 39]. В диссертации описана предложенная в работе методика применения ЯМР спектроскопии высокого разрешения для характеристики связанного с липидным бислоем состояния белка.

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Лесовой, Дмитрий Михайлович

4.8 Выводы:

Разработана программа для анализа экспериментальных 31Р-ЯМР спектров фосфолипидных дисперсий с использованием аналитического выражения формы линии спектра, учитывающего эффекты ориентации молекул липидов в магнитном поле спектрометра. Это позволяет повысить как точность аппроксимации экспериментального спектра теоретическим так и получить дополнительную информацию о свойствах липидной мембраны.

Разработана методика использования гетероядерной ЯМР спектроскопии высокого разрешения, для изучения взаимодействия белка с бислойной липидной мембраной.

Определено влияние молекул токсинов на упаковку липидов в составе бислойной мембраны и условия её разрушения. Получены модели взаимодействия цитотоксинов CTI, CTII и нейротоксина NTII с липидным бислоем, отражающие биологические функции этих токсинов.

Предложен механизм мембранного катализа при связывании нейротоксина II с никотиновым ацетилхолиновым рецептором.

Благодарности

Считаю своим долгом выразить глубокую признательность научному руководителю, профессору, доктору химических наук Александру Сергеевичу Арсеньеву, который обеспечил возможность выполнения настоящей диссертационной работы, оказывая постоянное внимание и помощь на протяжении всего времени моей работы в лаборатории.

Хочу поблагодарить весь коллектив нашей лаборатории за помощь в выполнении экспериментальной работы и плодотворные обсуждения. Особую признательность хочу выразить сотрудникам лаборатории Э.В. Бочарову, П.В. Дубовскому и М.А. Дубинному.

Приношу свою глубокую благодарность сотрудникам Лаборатории инженерии белка ИБХ РАН: Е.Н. Люкмановой, А.В. Щукину и Я.С. Ермолюку и сотруднику лаборатории рецепции нейропептидов ИБХ РАН д.х.н. Ю.Н. Уткину за предоставление белков для исследований, а также д.х.н. И.Е. Кашеверову за исследования активности NTII и его аналогов.

Благодарю коллектив группы молекулярного моделирования нашей лаборатории и особенно руководителя группы Р.Г. Ефремова и сотрудников группы Ю.А. Косинского и А.Г. Коншину за неоценимый вклад в работу.

Работа финансировалась грантами Российского Фонда Фундаментальных Исследований и министерства Образования и Науки.

4.7 Заключение

7 1

Разработан метод анализа Р-ЯМР спектров широких линий, имеющий ряд преимуществ при анализе экспериментальных спектров фосфолипидных дисперсий, реализованный в виде программы «Р-FIT».

7 I

Получена новая аналитическая формула формы линии Р-ЯМР спектра, учитывающая частичную ориентацию фосфолипидов в магнитном поле, которая позволяет существенно улучшить как точность компьютерного

71 анализа Р-ЯМР спектров фосфолипидных липосом, так и получать дополнительную информацию о характере упаковки фосфолипидов. С использованием программы может производиться декомпозиция 3'Р-ЯМР спектров с произвольным количеством перекрывающихся сигналов с анализом их параметров. В данной работе продемонстрировано практическое

7 I использование данной программы при анализе формы линии Р-ЯМР спектров липосом фосфолипидов в присутствии и без белков. Программа написана на языке Mathematica (Wolfram Research), доступна научному сообществу, и на данный момент используется в ряде других лабораторий.

Разработан метод определения сайта связывания белка с мембраной на основе гетероядерной ЯМР спектроскопии высокого разрешения.

Методика позволяет анализировать возмущения значений химических сдвигов сигналов белка в результате его связывания с липидным бислоем. Данный подход основан на получении экспериментальных условий, при которых происходит обмен между двумя состояниями белка: свободным и связанным с бислойной липидной мембраной. В результате, эта методика даёт возможность преодолеть ограничения метода ЯМР высокого разрешения на размер используемых модельных мембран при изучении липид/белковых взаимодействий, позволяя использовать моноламеллярные бислойные липосомы, наиболее полно моделирующие свойства нативных биомембран.

Связывание токсинов яда кобры Naja oxiana с липидным бислоем определяется поверхностной плотностью заряда мембраны, в то время как различия в их расположении в бислое определяются свойствами поверхности молекул токсинов, обладающих общей трёхпетельной структурой (Рис. 33а). Показано, что цитотоксины взаимодействуют с анионной липидной мембраной окончаниями трёх петель молекулы (Рис. 336), а нейротоксин II противоположной от петель Я-областью (Рис. 33в состояние 2). Причём для CTI, в сравнении с CTII, равновесие смещено к состоянию без гидрофобного встраивания в мембрану (Рис. 336 состояние 2). Встраиваясь в мембрану, токсины влияют как на ориентацию «головок» фосфолипидов, так и могут приводить к изменению её упругих характеристик. В случае цитотоксинов при соотношениях белок/липид выше некоторой пороговой величины происходит разрушение бислойной упаковки липидов в мембране и образование изотропной фазы, стехиометрия которой определяется зарядами цитотоксинов. Таким образом, удалось раскрыть механизм взаимодействия цитотоксинов с их мишенью - липидным бислоем (Рис. 336). Определена возможная роль связывания NTII с мембраной и ориентация токсина относительно липидного бислоя на этапе связывания с нАХР (Рис. 33в). Полученные данные дают основание предположить «механизм мембранного катализа» при поиске нейротоксином II мембранного никотинового ацетилхолинового рецептора.

Список литературы диссертационного исследования кандидат физико-математических наук Лесовой, Дмитрий Михайлович, 2006 год

1. Lee,A.G. (2003) Lipid-protein interactions in biological membranes: a structural perspective. Biochim Biophys Acta, 1612,1-40.

2. Jensen,M.O. & Mouritsen,O.G. (2004) Lipids do influence protein fiinction-the hydrophobic matching hypothesis revisited. Biochim Biophys Acta, 1666,205-226.

3. Гришин,E.B., Сухих,А.П., Адамович,Т.Б., & Овчинников,Ю.A. (1976) Выделение, свойства и аминокислотная последовательность двух цитотоксинов из яда среднеазиатской кобры Naja naja oxiana. Биоргапическая химия, 2,1018-1034.

4. Dubovskii,P.V., Lesovoy,D.M., Dubinnyi,M.A., Konshina,A.G., Utkin,Y.N., Efremov,R.G., & Arseniev,A.S. (2005) Interaction of three-finger toxins with phospholipid membranes: comparison of S- and P-type cytotoxins. Biochem J, 387, 807-815.

5. Dementieva,D.V., Bocharov,E.V., & Arseniev,A.S. (1999) Two forms of cytotoxin II (cardiotoxin) from Naja naja oxiana in aqueous solution: spatial structures with tightly bound water molecules. Eur. J Biochem , 263,152-162.

6. Golovanov,A.P., Lomize,A.L., Arseniev,A.S., Utkin,Y.N., & Tsetlin,V.I. (1993) Two-dimensional 1H-NMR study of the spatial structure of neurotoxin II from Naja naja oxiana. Eur. J. Biochem , 213,1213-1223.

7. Gilquin,B., Bourgoin,M., Menez,R., Le Du,M.H., Servent,D., Zinn-Justin,S., & Menez,A. (2003) Motions and structural variability within toxins: implication for their use as scaffolds for protein engineering. Protein Sci., 12,266-277.

8. Kini,R.M. (2002) Molecular moulds with multiple missions: functional sites in three-finger toxins. Clin Exp Pharmacol Physiol, 29,815-822.

9. Tsetlin,V. (1999) Snake venom alpha-neurotoxins and other 'three-finger' proteins. Eur J Biochem, 264,281-286.

10. Hall,Z.W. (1999) Alpha neurotoxins and their relatives: foes and friends? Neuron, 23,45.

11. Kumar,T.K.S., Jayaraman,G., Lee,C.S., Arunkumar,A.I., Sivaraman,TM Samuel,D., & Yu,C. (1997) Snake venom cardiotoxins-structure, dynamics, function and folding. J. Biomol Struct Dyn, 15,431-463.

12. Kumar,T.K.S., Pandian,S.T.K., Jayaraman,G., Peng,H.-J., & Yu,C. (1999) Understanding the Structure? Function and Folding of Cobra Toxins. Proc. Natl. Sci Counc, 23,1-19.

13. Fletcher,J.E., Hubert,M., Wieland,S.J„ Gong,Q.H., & Jiang,M.S. (1996) Similarities and differences in mechanisms of cardiotoxins, melittin and other myotoxins. Toxicon, 34, 1301-1311.

14. Lin,S.R., Chang,L.S., & Chang,K.L. (2002) Separation and structure-function studies of Taiwan cobra cardiotoxins. J. Protein Chem ,21, 81-86.

15. Iwaguchi,T., Takechi,M., & Hayashi,K. (1985) Cytolytic activity of cytotoxin isolated from Indian cobra venom against experimental tumor cells. Biochem Int., 10,343-349.

16. Hinman,C.L., Jiang,X.L., & Tang,H.P. (1990) Selective cytolysis by a protein toxin as a consequence of direct interaction with the lymphocyte plasma membrane. Toxicol Appl Pharmacol, 104,290-300.

17. Stevens-Truss,R., Messer,W.S., Jr., & Hinman,C.L. (1996) Heart and T-lymphocyte cell surfaces both exhibit positive cooperativity in binding a membrane-lytic toxin. J Membr. Biol, 150, 113-122.

18. Dubovskii,P.V., Dementieva,D.V„ Bocharov,E.V., Utkin,Y.N., & Arseniev,A.S. (2001) Membrane binding motif of the P-type cardiotoxin. J Mol Biol, 305,137-149.

19. Dubovskii,P.V., Lesovoy,D.M., Dubinnyi,M.A., Konshina,A.G., Utkin,Y.N., Efremov,R.G., & Arseniev,A.S. (2006) Structure of cytotoxin I (CTI) from Naja Oxiana in complex with DPC micelle . Catalog: Protein Data Bank, 1ZAD.

20. Dufton,M.J. & Hider,R.C. (1991) In Snake Toxins pp. 259-302. Pergamon Press Inc., New York.

21. Harvey, A.L. (1991) In Handbook of Natural Toxins (Tu,A.T., ed), pp. 85-106. Marcel Dekker Ink., New York.

22. Vincent,J.P., Balerna,M., & Lazdunski,M. (1978) Properties of association of cardiotoxin with lipid vesicles and natural membranes. A fluorescence study. FEBS Lett, 85,103108.

23. Aripov,T.F., Gasanov,S.E., Salakhutdinov,B.A., Rozenshtein,I.A., & Kamaev,F.G. (1989) Central Asian cobra venom cytotoxins-induced aggregation, permeability and fusion of liposomes. Gen Physiol Biophys, 8,459-473.

24. Chien,K.Y., Huang, W.N., Jean,J.H., & Wu, W.G. (1991) Fusion of sphingomyelin vesicles induced by proteins from Taiwan cobra (Naja naja atra) venom. Interactions of zwitterionic phospholipids with cardiotoxin analogues. J Biol Chem , 266,3252-3259.

25. Batenburg,A.M., Bougis,P.E., Rochat,H., Verkleij,A.J., & de Kruijff,B. (1985) Penetration of a cardiotoxin into cardiolipin model membranes and its implications on lipid organization. Biochemistry, 24,7101-7110.

26. Carbone,M.A. & Macdonald,P.M. (1996) Cardiotoxin II segregates phosphatidylglycerol from mixtures with phosphatidylcholine: (31 )P and (2)H NMR spectroscopic evidence. Biochemistry, 35,3368-3378.

27. Hucho,F. & Schiebler, W. (1977) Biochemical investigations of ionic channels in excitable membranes. Mol Cell Biochem , 18,151-172.

28. Nirthanan,S. & Gwee,M.C. (2004) Three-finger alpha-neurotoxins and the nicotinic acetylcholine receptor, forty years on. J Pharmacol Sci, 94,1-17.

29. Young,H.S., Herbette,L.G., & Skita,V. (2003) Alpha-bungarotoxin binding to acetylcholine receptor membranes studied by low angle X-ray diffraction. Biophys J, 85,943-953.

30. Saez-Briones,P., Krauss,M., Dreger,M., Herrmann,A., Tsetlin,V.I., & Hucho,F. (1999) How do acetylcholine receptor ligands reach their binding sites? Eur. J Biochem, 265, 902-910.

31. Rule,G.S. & Hitchens,T.K. (2006) Fundamentals of Protein NMR Spectroscopy. Springer, Pittsburgh.

32. Grisshammer,R., Buchanan,S.K., & et al. (2006) Structural Biology of Membrane Proteins. RSCPublishing, Cambridge.

33. Dufourc,E.J., Mayer,C., Stohrer,J., Althoff,G., & Kothe,G. (1992) Dynamics of phosphate head groups in biomembranes. Comprehensive analysis using phosphorus-31 nuclear magnetic resonance Iineshape and relaxation time measurements. Biophys J, 61, 42-57.

34. Ziegler,A., Blatter,X.L., Seelig,A., & Seelig,J. (2003) Protein transduction domains of HIV-1 and SIV TAT interact with charged lipid vesicles. Binding mechanism and thermodynamic analysis. Biochemistry, 42,9185-9194.

35. Геннис,Р. (1997) Биомембраны. Молекулярная структура и функции. Мир.

36. Auger,М. (2000) Biological membrane structure by solid-state NMR. Curr. Issues Mol Biol, 2,119-124.

37. Watts, A. (1998) Solid-state NMR approaches for studying the interaction of peptides and proteins with membranes. Biochim. Biophys Acta, 1376,297-318.

38. Sue,S.C., Rajan,P.K., Chen,T.S., Hsieh,C.H., & Wu,W. (1997) Action ofTaiwan cobra cardiotoxin on membranes: binding modes of a beta-sheet polypeptide with phosphatidylcholine bilayers. Biochemistry, 36,9826-9836.

39. Brumm,T., Mops,A., Dolainsky,C\, Bruckner,S., & Bayerl,T.M. (1992) Macroscopic orientation effects in broadline NMR-spectra of model membranes at high magnetic filed strength. Biophys J, 61, 1018-1024.

40. Picard,F., Paquet,M.J., Levesque.J., Belanger,A., & Auger,M. (1999) 31P NMR first spectral moment study of the partial magnetic orientation of phospholipid membranes. Biophys J, 77,888-902.

41. Jansson,M., Thurmond,R.L., Trouard,T.P., & Brown,M.F. (1990) Magnetic alignment and orientational order of dipalmitoylphosphatidylcholine bilayers containing palmitoyllysophosphatidylcholine. Chem Phys Lipids, 54, 157-170.

42. Jansson,M., Thurmond,R.L., Barry,J.A., & Brown,M.F. (1992) Deuterium NMR study of intrmolecular interactions in Lamellar phases containing palmitoyllysophosphatidylcholine. J Phys Chem , 96,9532-9544.

43. Sternin,E., Schafer,H., PoIozovJ.V., & Gawrisch,K. (2001) Simultaneous determination of orientational and order parameter distributions from NMR spectra of partially oriented model membranes. J Magn Reson, 149,110-113.

44. Seelig,J., Borle,F., & Cross,T. A. (1985) Magnetic ordering of phospholipid membranes. Biochim Biophys Acta, 814,195-198.

45. Smith,S.A., Levante,T.O., Meier,B.H., & Ernst,R.R. (1994) Computer-simulations in magnetic-resonance an object-oriented programming approach. Journal of Magnetic Resonance, 106, 75-105.

46. Bak,M., Rasmussen,J.T., & Nielsen,N.C. (2000) SIMPSON: a general simulation program for solid-state NMR spectroscopy. J Magn Reson, 147,296-330.

47. Massiot,D., Fayon,F., Capron,M., King,I., Le Calve,S., Alonso,B., Durand,J.-0., Bujoli,B., Gan,Z., & Hoatson,G. (2002) Modelling one- and two-dimentional solid-state NMR spectra. Magnetic Resonance in chemistry, 40,70-76.

48. Malcolm,I.C., Wu,Y.Z., & Higinbotham,J. (2003) The simulation of 3IP NMR line shapes of lipid bilayers using an analytically soluble model. Solid State Nucl. Magn Reson, 24,1-22.

49. Seelig,J. (1978) 31P nuclear magnetic resonance and the head group structure of phospholipids in membranes. Biochim Biophys Acta, 515,105-140.

50. Wohlgemuth,R., Waespe-Sarcevic,N., & Seelig,J. (1980) Bilayers of phosphatidylglycerol. A deuterium and phosphorus nuclear magnetic resonance study of the head-group region. Biochemistry, 19,3315-3321.

51. Vitkova,V., Meleard,P., Pott,Т., & Bivas,I. (2006) Alamethicin influence on the membrane bending elasticity. Eur. Biophys J., 35,281-286.60. de Kruijff,B. (1997) Lipid polymorphism and biomembrane function. Curr. Opin Chem Biol., 1,564-569.

52. Ranee,М. & Byrd,R.A. (1983) Obtaining High-Fidelity Spin-1/2 Powder Spectra in Anisotropic Media: Phase-Cycled Hahn Echo Spectroscopy. Journal of Magnetic Resonance, 52,221-240.

53. Bystrom,T., Strandberg,E., Kovacs,F.A., Cross,T.A., & Lindblom,G. (2000) Influence of transmembrane peptides on bilayers of phosphatidylcholines with different acyl chain lengths studied by solid-state NMR. Biochim Biophys Acta, 1509,335-345.

54. El Jastimi,R., Edwards,K., & Lafleur,M. (1999) Characterization of permeability and morphological perturbations induced by nisin on phosphatidylcholine membranes. Biophys J, 77,842-852.

55. Morein,S., Strandberg,E., Killian,J.A., Persson,S., Arvidson,G., КоерреД.Е., & Lindblom,G. (1997) Influence of membrane-spanning alpha-helical peptides on the phase behavior of the dioleoylphosphatidylcholine/water system. Biophys J, 73,3078-3088.

56. Bonev,B.B., Gilbert,R.J., Andrew,P. W„ Byron,O., & Watts,A. (2001) Structural analysis of the protein/lipid complexes associated with pore formation by the bacterial toxin pneumolysin. J Biol Chem , 276,5714-5719.

57. Naito,A., Nagao,T., Obata,M., Shindo,Y., Okamoto,M., Yokoyama,S., Tuzi,S., & Saito,H. (2002) Dynorphin induced magnetic ordering in lipid bilayers as studied by (31)P NMR spectroscopy. Biochim Biophys Acta, 1558,34-44.

58. Fenske,D.B. & Jarrell,H.C. (1991) Phosphorus-31 two-dimensional solid-state exchange NMR. Application to model membrane and biological systems. Biophys. J, 59, 55-69.

59. Schafer,H., Madler,B., & Sternin,E. (1998) Determination of orientational order parameters from 2H NMR spectra of magnetically partially oriented lipid bilayers. Biophys J, 74,1007-1014.

60. Helfrich,W. (1973) Lipid bilayer spheres: deformation and birefringence in magnetic fields. Physics Letters, 43a, 409-410.

61. Qiu,X., Mirau,P.A., & Pidgeon,C. (1993) Magnetically induced orientation of phosphatidylcholine membranes. Biochim Biophys Acta, 1147,59-72.71 . Meleard,P., Gerbeaud,C., Pott,Т., Fernandez-Puente,L., Bivas,I., Mitov,M.D.,

62. Dufourcq,J., & Bothorel,P. (1997) Bending elasticities of model membranes: influences of temperature and sterol content. Biophys J, 72,2616-2629.

63. Pinheiro,T.J. & Watts,A. (1994) Lipid specificity in the interaction of cytochrome с with anionic phospholipid bilayers revealed by solid-state 31P NMR. Biochemistry, 33,24512458.

64. Hayer-Hartl,M., Brophy,P.J., Marsh,D„ & Watts, A. (1993) Interaction of two complementary fragments of the bovine spinal cord myelin basic protein with phosphatidylglycerol bilayers, studied by 2H and 3IP NMR spectroscopy. Biochemistry, 32,9709-9713.

65. Spooner,P.J. & Watts,A. (1991) Reversible unfolding of cytochrome с upon interaction with cardiolipin bilayers. 2. Evidence from phosphorus-31 NMR measurements. Biochemistry, 30,3880-3885.

66. Marassi,F.M. & Macdonald,P.M. (1991) Response of the headgroup of phosphatidylglycerol to membrane surface charge as studied by deuterium and phosphorus-31 nuclear magnetic resonance. Biochemistry, 30,10558-10566.

67. Seelig,J., Macdonald,P.M., & Scherer,P.G. (1987) Phospholipid head groups as sensors of electric charge in membranes. Biochemistry, 26, 7535-7541.

68. Roux,M., Neumann,J.M., Hodges,R.S., Devaux,P.F„ & Bloom,M. (1989) Conformational changes of phospholipid headgroups induced by a cationic integral membrane peptide as seen by deuterium magnetic resonance. Biochemistry, 28,23132321.

69. Hori,Y., Demura,M., Niidome,T., Aoyagi,H., & Asakura,T. (1999) Orientational behavior of phospholipid membranes with mastoparan studied by 31P solid state NMR. FEBSLett, 455,228-232.

70. Naito,A., Nagao,T., Norisada,K., Mizuno,T., Tuzi,S., & Saito,H. (2000) Conformation and dynamics of melittin bound to magnetically oriented lipid bilayers by solid-state (31)P and (13)C NMR spectroscopy. Biophys J, 78,2405-2417.

71. Picard,F., Pezolet,M., Bougis,P.E., & Auger,M. (2000) Hydrophobic and Electrostatic Cardiotoxin-Phosphilipid Interaction as seen by Solid-StateNMRSpectmscopy. Canadian Journal of Analytical Sciences and Spectroscopy, 45,72-83.

72. McCabe,A.E. & Wassal,S.R. (1997) Rapid deconvolution of NMR powder spectra by weighted fast Fourier transformation. Solid State Nucl Magn Reson , 10,53-61.

73. Bloom,M., Davis,J.H., & Mackay,A.L. (1981) Direct dtermination of the oriented sample NMR spectrum from the powder spectrum with local axial symmetry. Chemical Physics Letters, 80,198-202.

74. Schafer,H., Madler,B., & Volke,F. (1995) De-pake-ing of NMR powder spectra by nonnegative least-squares analysis with Tikhonov regularization. J Magn Reson, 116, 145-149.

75. Smith,S.A., Levante,T.O., Meier,B.H., & Ernst,R.R. (2004) Computer-simulations in magnetic-resonance an object-oriented programming approach. Journal of Magnetic Resonance, 106,75-105.

76. Bocharov,E.V., Lyukmanova,E.N., Ermolyuk,Y.S., Schulga A.A., PIuzhnikov,K.A.,

77. Dolgikh,D.A., Kirpichnikov,M.P., & Arseniev,A.S. (2003) Resonance assignment of 13C/I5N labeled snake neurotoxm II from Naja ox,ana Resm ? ^ 247-254.

78. Dubovskii,P.V., Lesovoy,D.M., Dubinnyi,M.A., Utkin,Y.N., & Arseniev,A.S. (2003) Interaction of the P-type cardiotoxin with phospholipid membranes. Eur. J. Biochem , 270,2038-2046.

79. Piotto,M., Saudek,V., & SkIenar,V. (1992) Gradient-tailored excitation for single-quantum NMR spectroscopy of aqueous solutions. J Biomol NMR, 2,661-665.

80. Lippens,G., Dhalluin,C., & Wieruszeski,J.M. (1995) Use of a water flip-back pulse in the homonuclear NMR spectroscopy of aqueous solutions. J Biomol NMR, 5,327-331.

81. В artels,C., Xia,T., BiIleter,M., Guntert,P., & Wuthrich,K. (1995) The program XEASY for computer-supported NMR spectral analysis of biological macromolecules. Biomol. NMR, 6,1-10.

82. Dubinnyi,M.A., Dubovskii,P.V., Utkin,I., Simonova,T.N., Barsukov,L.I., & Arsen'ev,A.S. (2001) HSR study of the interaction of cytotoxin II with model membranes]. Bioorg Khim , 27, 102-113.

83. Beschiaschvili,G. & Seelig,J. (1990) Melittin binding to mixed phosphatidylglycerol/phosphatidylcholine membranes. Biochemistry, 29, 52-58.

84. Seelig,J. (1997) Titration calorimetry of lipid-peptide interactions. Biochim Biophys Acta, 1331, 103-116.

85. Schwarz,G. & Beschiaschvili,G. (1989) Thermodynamic and kinetic studies on the association of melittin with a phospholipid bilayer. Biochim. Biophys Acta, 979, 82-90.

86. Korchuganov,D.S., Nolde,S.B., Reibarkh,M.Y., Orekhov,V.Y., Schulga,A.A., Ermolyuk,Y.S., Kirpichnikov,M.P., & Arseniev,A.S. (2001) NMR study of monomer-dimer equilibrium of barstar in solution. J. Am Chem Soc., 123,2068-2069.

87. Dubinnyi,M.A., Lesovoy,D.M., Dubovskii.P.V., Chupin,V.V., & Arseniev,A.S. (2006) Modeling of 31P-NMR spectra of magnetically oriented phospholipid liposomes: A new analytical solution. Solid State Nucl Magn Re son, 29,305-311.

88. Berendsen,H.J.C., van der Spoel,D., & van Drunen,R. (1995) GROMACS. Сотр. Phys Comm, 91,43-56.100. van Gunsteren,W.F. & Berendsen,H.J.C. (1987) Gromos-87 manual. Biomos BV Nijenborgh, 4,9747.

89. Efremov,R.G., Volynskii,P.E., Nolde,D.E., Dubovskii,P.V„ & Arseniev,A.S. (2001) Implicit two-phase solvation model as a tool to assess conformation and energetics in membrane-mimic media. Theor. Chem Acc , 106,48-54.

90. Efremov,R.G., Nolde.D.E., Vergoten.G., & Arseniev,A.S. (1999) A solvent model for simulations of peptides in bilayers. I. Membrane-promoting alpha-helix formation. Biophys J, 76,2448-2459.

91. Mezei,M. & Beveridge,D.L. (1986) Free energy simulations. Ann N Y. Acad Sci., 482, 1-23.

92. Efremov,R.G., Volynsky,P.E., Nolde,D.E., Dubovskii,P.V., & Arseniev,A.S. (2002)1.teraction of cardiotoxins with membranes: a molecular modeling study. Biophys J, 83, 144-153.

93. Furet,P., Sele,A., & Cohen,N.C. (1988) 3D molecular lipophilicity potential profiles: a new tool in molecular modelling. J. Mol Graphics, 6,182-200.

94. Honig,B., Sharp,K.A., & Yang,A.S. (1993) Macroscopic models of aqueous solutions: biological and chemical applications. J Phys Chem ,97, 1101-1109.

95. Elremov,R.G. & Vergoten,G. (1995) Ilydrofobic nature of membrane-spanning alpha-helical peptides as revealed by Monte Carlo simulations and molecular hydrophobicity potential analysis. J. Phys. Chem, 99,10658-10666.

96. Picard,F., Pezolet,M., Bougis,P.E., & Auger,M. (1996) Model of interaction between a cardiotoxin and dimyristoylphosphatidic acid bilayers determined by solid-state 3IP NMR spectroscopy. Biophys J, 70, 1737-1744.

97. Bychkova,V.E.,Dujsekina,A.E.,Klenin,S.l.,Tiktopulo,E.I.,Uversky,V.N.,& Ptitsyn,O.B. (1996) Molten globule-like state of cytochrome с under conditions simulating those near the membrane surface. Biochemistry, 35,6058-6063.

98. Antil,S., Servent,D., & Menez,A. (1999) Variability among the sites by which curaremimetic toxins bind to torpedo acetylcholine receptor, as revealed by identification of the functional residues of alpha-cobratoxin. J Biol Chem, 21 A, 34851-34858.

99. Уткин,Ю.Н., Цетлин,В.И., & Хухо,Ф. (1999) Структурная организация никотиновых холинергических рецепторов. Биологические мембраны, 16,118-134.

100. Hucho,F. & Weise,C. (2001) Ligand-Gated Ion channels. Angew Chem Int ,40,3100-3116.

101. Teixeira-Clerc,F., Menez,A., & Kessler,P. (2002) How do short neurotoxins bind to a muscular-type nicotinic acetylcholine receptor? J. Biol. Chem , 277,25741-25747.

102. Bourne,Y., Talley,T.T., Hansen,S.B., Taylor,P., & Marchot,P. (2005) Crystal structure of a Cbtx-AChBP complex reveals essential interactions between snake alpha-neurotoxins and nicotinic receptors. EMBOJ, 24, 1512-1522.

103. Kaiser,E.T. & Kezdy,F.J. (1984) Amphiphilic secondary structure: design of peptide hormones. Science, 223,249-255.

104. Bader,R. & Zerbe,0. (2005) Are hormones from the neuropeptide Y family recognized by their receptors from the membrane-bound state? Chembiochem, 6, 1520-1534.

105. Lee,S.Y. & MacKinnon,R. (2004) A membrane-access mechanism of ion channel inhibition by voltage sensor toxins from spider venom. Nature, 430,232-235.

106. Garcia,M.L. (2004) Ion channels: gate expectations. Nature, 430,153-155.

107. Suchyna,T.M., Tape,S.E., Koeppe,R.E., Andersen,O.S., Sachs,F., & Gottlieb,P.A. (2004) Bilayer-dependent inhibition of mechanosensitive channels by neuroactive peptide enantiomers. Nature, 430,235-240.

108. Dai,Q., Zajicek,J., Castellino,F.J., & Prorok,M. (2003) Binding and orientation of conantokins in PL vesicles and aligned PL multilayers. Biochemistry, 42,12511-12521.

109. Schwyzer,R. (1995) 100 years lock-and-key concept: are peptide keys shaped and guided to their receptors by the target cell membrane? Biopolymers, 37,5-16.

110. Sargent,D.F. & Schwyzer,R. (1986) Membrane lipid phase as catalyst for peptide-receptor interactions. Proc Natl. Acad Sci. U. S A, 83,5774-5778.

111. Sargent,D.F., Bean,J.W., & Schwyzer,R. (1988) Conformation and orientation of regulatory peptides on lipid membranes. Key to the molecular mechanism of receptor selection. Biophys Chem , 31, 183-193.

112. Castanho,M.A. & Fernandes,M.X. (2006) Lipid membrane-induced optimization for ligand-receptor docking: recent tools and insights for the "membrane catalysis" model. Eur. Biophys J, 35,92-103.

113. Lopes,S.C., Fedorov,A., & Castanho,M.A. (2005) Lipidic membranes are potential "catalysts" in the Iigand activity of the multifunctional pentapeptide neokyotorphin. Chembiochem, 6,697-702.

114. Kristiansen,P.E., Fimland,G., Mantzilas,D., & Nissen-Meyer,J. (2005) Structure and mode of action of the membrane-permeabilizing antimicrobial peptide pheromone plantaricin A. J Biol Chem , 280,22945-22950.

115. Makriyannis,A., Tian,X., & Guo,J. (2005) How lipophilic cannabinergic ligands reach their receptor sites. Prostaglandins Other Lipid Mediat, 77,210-218.

116. Mason,R.P. & Chester, D. W. (1989) Diffusional dynamics of an active rhodamine-labeled 1,4-dihydropyridine in sarcolemmal lipid multibilayers. Biophys J, 56, 1193-1201.

117. Herbette,L.G., Rhodes,D.G., & Mason,R.P. (1991) New approaches to drug design and delivery based on drug-membrane interactions. Drug Des Dehv, 7,75-118.