Клетки-сателлиты спинального ганглия L5 в условиях постравматической регенерации седалищного нерва крысы тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.04, кандидат биологических наук Архипова, Светлана Сергеевна

• Архипова, Светлана Сергеевна
• кандидат биологических наук
• 2010

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Архипова, Светлана Сергеевна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Клетки-сателлиты чувствительных нейронов крысы

1.1.1. Морфология и фенотипическая характеристика клеток-сателлитов и их взаимоотношения с нейронами спинального ганглия

1.1.2. Пластичность клеток-сателлитов спинального ганглия после повреждения нерва

1.1.3. Роль клеток-сателлитов в предотвращении гибели нейронов в ответ на действие повреждающего сигнала

1.2. Фенотипические характеристики и классификация нейронов спинального ганглия крыс

1.3. Влияние различных видов травмы седалищного нерва на выживание нейронов спинального ганглия крысы

1.4. Стимулирование регенерации путём преодоления дефекта нерва при помощи вставки в разрыв нерва различных кондуитов

1.4.1 Биосовместимые и биодеградируемые материалы

1.4.2 Биоструктуры для создания стенки кондуита

1.4.3 Содержимое кондуита нерва как матрикс для роста регенерирующих нервных волокон

1.4.4 Стимуляция постгравматической регенерации нерва путём тубуляции с эмбриональной нервной тканью

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1. Экспериментальные группы

2.2. Операции на седалищном нерве

2.3. Забор материала

2.4 Гистологические и микроскопические исследования

2.5 Морфометрия и статистическая обработка

3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

3.1. Структура клеток-сателлитов и их взаимоотношение с 50 чувствительными нейронами в интактных спинальных ганглиях

3.2. Клетки-сателлиты нейронов различных популяций в условиях 53 передавливания и перерезки седалищного нерва на 30 и 90 сутки после травмы

3.3. Клетки-сателлиты нейронов различных популяций в условиях 63 лигирования седалищного нерва на 30 и 90 сутки после травмы

3.4 Количество клеток-сателлитов и выживание нейронов различных 71 популяций при различных видах травмы нерва

3.5 Площадь перикарионов нейронов и клеток-сателлитов в условиях 73 регенерации нерва в условиях различных типов травмы седалищного нерва

3.6 Реакция клеток-сателлитов в условиях стимулирования 75 регенерации седалищного нерва путем тубуляции с эмбриональной нервной тканью

3.7 Реакция клеток-сателлитов на стимуляцию регенерации нерва, 78 путем тубуляции с карбоксиметилцеллюлозой

3.8 Количество клеток-сателлитов в условиях тубуляции 85 периферического нерва

3.9 Состояние тканевого матрикса в пространстве роста аксонов в 89 условиях тубуляции нерва

4 ОБСУЖДЕНИЕ

4.1 Клетки-сателлиты чувствительных нейронов всех популяций 94 реагируют на травму нерва увеличением количества и структурными перестройками

4.2 Постгравматические изменения в количестве клеток-сателлитов 100 различаются для чувствительных нейронов конкретных популяций и зависят от вида травмы афферентных проводников^ а также, могут быть связаны с различным количеством гибнущих нейронов, принадлежащих конкретным популяциям 43 Морфофункциональное состояние нейронов и клеток-сателлитов

4.4 Реакция клеток-сателлитов на стимулирование регенерации 106 путём реконструкции тканевого матрикса при помощи тубуляции с карбоксиметилцеллюлозой

4.5 Стимуляция регенерации нерва путём тубуляции с 107 эмбриональной нервной тканью

ВЫВОДЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Клетки-сателлиты спинального ганглия L5 в условиях постравматической регенерации седалищного нерва крысы»

Одной из актуальных проблем в нейрохирургии является восстановление периферического нерва после различных повреждений. Для поиска новых эффективных подходов в пластике периферических нервов необходимы сведения о механизмах контроля выживания нейронов. Проведены многочисленные исследования по изучению эффектов травмы периферического нерва на нейроны спинальных ганглиев (Shmalbruch Н. et al., 1984; Melville S. et al., 1989; Groves M. et al., 1997; Hart A.M. et al., 2008). При этом роль клеток-сателлитов этих ганглиев в посттравматических процессах практически не изучена. Клетки-сателлиты окружают перикарионы чувствительных нейронов и по цитогенезу и фенотипическим признакам рассматриваются как аналоги шванновских клеток (Stewart Н. et al., 1995; Челышев Ю.А. и др., 2000). Клетки-сатсллиты поддерживают выживание и дифференцированное состояние чувствительных нейронов (Рагинов И.С. и др., 2000; Pannese Е. et al., 2003), но лежащие в основе этих процессов механизмы изучены недостаточно. Состояние клеток-сагеллитов, в свою очередь, контролируется чувствительными нейронами. В ответ на повреждающий сигнал в нейронах возрастает экспрессия ряда нейротрофических факторов (Shi Т. et al., 1998; Xian С. et al., 1999), а клетки-сателлиты начинают пролиферировать (Vega J. et al., 1989; RamerM. et al., 2000). Данные о механизмах функционирования системы «нейрон — клетка-сателлит» в условиях посттравматической регенерации немногочисленны. Нейроны спинального ганглия различаются по фенотипическим свойствам, функциональным характеристикам и цитогенезу (Lawson S. et al., 1992; PetruskaJ. et al., 2000). По морфофункциональным критериям различают три основные популяции нейронов: малые, средние и большие. При травме периферического отростка нейроны, принадлежащие различным популяциям, выживают в разной степени (Ramer М. et al., 2000; Tandrup Т. et al., 2000). Это даёт основание полагать, что поведение клеток-сателлитов чувствительных нейронов различной спецификации в ответ на нейротравму также будет различаться. Объём популяции гибнущих нейронов зависит от характера травмы нерва и различается при персдавливании, перерезке и лигировании (Swett J. et al., 1995; Рагинов И.С. и др., 2001). После передавливания нерва большинство нейронов спинальных ганглиев крысы выживает (Swett J. et al., 1995). После перерезки седалищного нерва в спинальных ганглиях по данным разных авторов гибнет 9-37% нейронов (Shmalbruch Н., 1984; Arvidsson J. et al., 1986). Лигирование седалищного нерва вызывает гибель 50% нейронов (Tandrup Т. et al., 2000). От степени выживания нейронов зависит успех дальнейшей регенерации нерва и восстановление утраченных функций. Реакции клеток-сателлитов, окружающих чувствительные нейроны конкретных фенотипов, при различных видах повреждений периферического нерва в литературе практически не освещены. В связи с этим представляется актуальным получение новых данных о структуре и количестве клеток-сателлитов чувствительных нейронов конкретных популяций в условиях различных видов травмы периферического нерва. Понимание сути структурно-функциональных перестроек в системе «нейрон — клетка-сателлит», происходящих после травмы, поможет оценить роль клеток-сателлитов в процессе нейрорегенерации. Сведения о взаимоотношениях в системе «нейрон — клетка-сателлит» при различных методах стимулирования регенерации седалищного нерва могут быть использованы в качестве критерия для выбора оптимальной тканеинженерной конструкции при формировании кондуита нерва. Для повышения эффективности регенерации периферического нерва разрабатываются кондуиты с использованием новых биосовместимых материалов, клеточных технологий, противоапоптозных молекул, нейротрофических факторов и фармакологических стимуляторов. Одним из наиболее мощных источников нейротрофических факторов является эмбриональная нервная ткань (Murakami Т. et al., 2003). Имплантация в разрыв седалищного перва кондуита, содержащего эмбриональный спинной мозг крысы на стадии Е14, сдерживает посттравматическую гибель чувствительных нейронов реципиента и стимулирует регенерацию нервных волокон (RaginovI.S. et al., 2007). Кроме биологических тканей, в качестве содержимого кондуитов используют синтетические биоматериалы. Вопрос о том, что эффективнее для роста аксонов и выживания нейронов, природные биоматериалы или синтетические биосовместимые материалы, активно дискутируется. Однако, как подобное стимулирование регенерации нерва проявляется на уровне клеток-сателлитов, остаётся неизученным. Данные о количестве и реакциях клеток-сателлитов, их взаимоотношениях с чувствительными нейронами спинального ганглия в условиях стимулирования постгравматической регенерации, помогут глубже понять механизмы функционирования этих клеток и их шел ад в процесс регенерации.

Научная новизна.

Впервые показаны различия в постгравматическом изменении структуры и количества клеток-сателлитов при передавливании, перерезке и лигировании нерва. Установлено, что степень увеличения количества клеток-сателлитов, соответствующих нейронам различных популяций, связана с выраженностью постгравматической гибели этих нейронов. Для более чувствительных к травме малых нейронов установлено максимальное увеличение численности клеток-сателлитов. Впервые на модели формирования кондуита нерва с эмбриональным спинным мозгом и биосовместимым гелем на основе карбоксиметилцеллюзы получены структурные и количественные характеристики поведения клеток-сателлитов. Установлено, что более выраженное увеличение количества клеток-сателлитов на ранних сроках после травмы обеспечивает наибольший уровень выживания чувствительных нейронов. Впервые охарактеризованы морфологические перестройки в клетках-сателлитах и усиление взаимодействий между ними и нейронами в условиях регенерации нерва при различных видах травмы, а также при формировании кондуита перва. Научно-практическая значимость.

Полученные результаты значимы для понимания механизмов функционирования системы «нейрон — клетка-сателлит» при травме периферического нерва. Количество и реакция клеток-сателлитов является надёжным критерием для выбора оптимальной тканеинженерпой конструкции для устранения дефекта нерва и стимулирования его регенерации. Полученные в работе данные о реакциях клеток-сателлитов в условиях де- и регенерации чувствительных нервных волокон могут быть учтены в разработке новых методов нервной пластики для повышения эффективности регенерации периферического нерва. Цель и задачи исследования.

Цель работы — изучение реакции клеток-сателлитов и их взаимоотношений с чувствительными нейронами спинального ганглия в ходе постгравматической регенерации периферического нерва крысы.

В соответствии с целью были поставлены следующие задачи:

1. Провести сравнительный анализ количества и структуры клеток-сателлитов больших, средних и малых нейронов спинального ганглия L5 крысы в условиях передавливания, перерезки и лигирования седалищного нерва.

2. Оценить количество и структуру клеток-сателлитов спинального ганглия крысы в условиях преодоления диастаза нерва при помощи тубуляции с эмбриональным спинным мозгом.

3. Исследовать структурные особенности и количество клеток-сателлитов в условиях реконструкции тканевого матрикса в потенциальном пространстве роста регенерирующих нервных волокон с помощью тубуляции с биосовместимым материалом карбоксиметилцеллюлозой.

Положения, выносимые на защиту

1. Изменения в количестве и структуре клеток-сателлитов спинального ганглия L5 различаются для популяций больших, средних и малых чувствительных нейронов при передавливании, перерезке и лигировании седалищного нерва и служат надёжным критерием для оценки эффективности его регенерации.

2. Реконструкция тканевого матрикса в потенциальном пространстве роста афферентных нервных волокон и нейротрофическое стимулирование их регенерации влияет на структуру и количество клеток-сателлитов, и их коммуникации с нейронами.

Заключение диссертации по теме «Клеточная биология, цитология, гистология», Архипова, Светлана Сергеевна

выводы

Клетки-сателлиты чувствительных нейронов спинального ганглия L5 реагируют на травму седалищного нерва увеличением количества и структурными перестройками.

Посттравматические изменения в структуре и количестве клеток-сателлитов различаются для чувствительных нейронов конкретных популяций. Максимальное увеличение численности популяции клеток-сателлитов отмечено для более чувствительных к травме нерва малых нейронов.

Изменения в структуре и количестве клеток-сателлитов зависят от вида травмы периферического нерва. Максимально выраженное изменение структуры и увеличение количества клеток-сателлитов обнаружено при лигировании нерва? что сопровождается более массированной гибелью нейронов.

Перестройки структуры нейронов и их клеток-сателлитов свидетельствуют об активных коммуникациях между клетками спинального ганглия в условиях регенерации периферического нерва. Преодоление разрыва седалищного нерва путем тубуляции с эмбриональной нервной тканью характеризуется выраженным увеличением количества клеток-сателлитов на ранних сроках после операции и последующим увеличением выживания чувствительных нейронов.

При реконструкции тканевого матрикса в пространстве роста регенерирующих нервных волокон при помощи биосовместимого материала карбоксиметил целлюлозы уровень коммуникационных взаимодействий клеток-сателлитов с нейронами повышается и увеличивается выживание нейронов.

Состояние и количество клеток-сателлитов в спинальных ганглиях служит надежным критерием в оценке эффективности регенерации периферического нерва.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Архипова, Светлана Сергеевна, 2010 год

1. Александровская, М.М. Морфологическая перестройка нейроглии в условиях усиленного функционирования нервных центров. /Александровская М.М., Бразовская Ф.А., Гейнисман Ю.А. и др. // Докл. АН СССР. - 1968. - Т. 180. - вып. 3. - с.719-725.

2. Алиев, М.А. Микрохирургические реконструктивно-восстановительные операции при травматических повреждениях периферических нервов / М.А. Алиев, К.К. Ахметов, В.И. Ченцов, О.В. Горгоц // Вопросы нейрохирургии им. Бурденко 1989. - №6. - с. 15-16.

3. Григорович, К. А. Хирургическое лечение повреждений нервов / К.А. Григорович // Медицина. — 1981. — с. 154-157.

4. Гришин, А.В. Нейрохирургическая практика при различных повреждениях нервного волокна / А.В. Гришин // Вопросы нейрохирургии им. Бурденко. — 1993.-№4.-с. 128-135.

5. Ермолин, И.Л. Структурные основы пластичности спинномозгового узла при его аутопластике в спинной мозг / Ермолин, И.Л. // Нижегородский мед. журналю 2004. — №4. — с. 30-35.

6. Рагинов, И.С. Влияние ксимедона на посттравматическое выживание чувствительных нейронов / Рагинов И.С., Челышев Ю.А. // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. — 2000. Т. 129. - №3. — с. 256259.

7. Рагинов И.С. Посттравматическое выживание чувствительных нейронов различных субпопуляций / И.С. Рагинов, Ю.А. Челышев // Морфология. — 2003. Т. 124. - №4. - с. 47-50.

8. Ройтбак, А.И. Глия и ее роль в нервной деятельности. / Ройтбак А.И // СПб.:.Наука.- 1993.-351 с.

9. Челышев, Ю.А. Факторы поддержания регенерации периферических нервов / Челышев Ю.А. // Успехи физиологических наук. 1995. — Т.26. — с.57-77.

10. Челышев, Ю.А. Развитие, фенотипическая характеристика и коммуникации шванновских клеток / Ю.А.Челышев, К.И. Сайткулов // Успехи физиологических наук. 2000. — Т. 31. - с. 54-69.

11. Челышев, Ю.А. Экспериментальное обоснование применения кондуитов нерва. / Ю.А. Челышев, А.А. Богов // Неврологический вестник (журнал им. В.М.Бехтерева) 2008. - Т. 40. - №4. - с. 101-109.

12. Чумасов, Е.И. Имплантация эмбриональных закладок неокортекса и спинного мозга в поврежденный седалищный нерв взрослой крысы / Е.И. Чумасов // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. — 1990.-Т. 121. №8.-с. 198-201.

13. Шидловский, Ю.В. Генетика / Шидловский Ю.В., Набирочкина Е.Н. // Наука-2005.-Т. 41.-№7.-с. 884-892.

14. Ярыгин, В.Н. Тканевые клеточные системы основа медицинских клеточных технологий нового поколения: контуры идеологии / Ярыгин В.Н. // Вестник рос. Акад. Мед. Наук. - 2004. - Т. 9. - с. 12-19.

15. Acheson, A. A BDNF autocrine loop in adult sensory neurons prevents cell death. / Acheson A., Conover J., Fandl J., DeChiara T. // Nature. 1995. - Vol. 374.-P. 450-453.

16. Ahmed, Z. Nerve growth factor enhances peripheral nerve regeneration in non-human primates / Z. Ahmed, R.A.Brown, C. Wiberg , G. Terenghi // Plast. Reconstr. Surg. Hand Surg. 1999. - Vol. 33. - P. 393-401.

17. Membrane potential oscillations in dorsal root ganglion neurons: role in normal electrogenesis and neuropathic pain / RJ. Amir, M. Michaelis, M. Devor // Neurosci.- 1999-Vol. 19-№19-P. 8589-8596.

18. Arvidsson, J. A quantitative study of the effects of neonatal capsaicin treatment and of subsequent peripheral nerve transection in the adult rat / Arvidsson J., Ygge J. //Brain Res. 1986. - Vol. 5397 -№1. - P. 130-136.

19. Averill, S. Immunocytochemical localization of trkA receptors in chemically identified subgroups of adult rat sensory neurons / Averill S., McMahon S., Clary D. et al. // Eur. J. Neurosci. -1995. Vol. 7. - P. 1484-1494.

20. Baez, J.C. Embryonic cerebral cortex cells retain CNS phenotypes after transplantation into peripheral nerve / J.C. Baez, S. Gajavelli, C.K. Thomas, R.M. Grumbles, B. Aparicio, D. Byer, P. Tsoulfas // Exp. Neurol. 2004. - Vol. 189.-№2.-P. 422-425.

21. Bakshi, A. Mechanically engineered hydrogel scaffolds for axonal growth and angiogenesis after transplantation in spinal cord injury / A. Bakshi, O.Fisher, T. Dagci, B.T. Himes, I. Fischer, A. Lowman // Neurosurg. Spine 2004. - Vol. 1 -P. 322-329.

22. Bisby, M.A. Dependence of GAP43 (B50, Fl) transport on axonal regeneration in rat dorsal root ganglion neurons / M.A. Bisby // Brain Res. — 1988. — Vol. 16. -№1.-P. 157-161.

23. Brandt, K. The effects of cisplatinum and vincristine on peripheral nerve regeneration. / K. Brandt, G.R. Evans, M. Johnson, A. Giirlek, R. Lohman, A.

24. Nabawi, J. Williams, J. Hodges, C.W. Patrick // Plast. Reconstr. Surg. 1999 -Vol. 104.-P. 464-469.

25. Bradbury, E.J. The expression of P2X3 purinoreceptors in sensoiy neurons: effects of axotomy and glial-derived neurotrophic factor. / E.J. Bradbury, G. Burnstock , S.B. McMahon //Mol Cell Neurosci. 1998. - Vol. 12 - № 4-5 -P. 256-268.

26. Bunting, S. Bioresorbable glass fibres facilitate peripheral nerve regeneration / S. Bunting, L. Di Silvio, S. Deb, S. Hall, J. Hand Surg // J. Hand Surg. 2005. -Vol. 30. - №3. - P. 242-247.

27. Bursch, W. Cell death by apoptosis and its protective role against disease. / W. Bursch, F. Oberhammer, R.Schulte-Hermann // Trends Pharmacol. Sci. — 1992. — Vol. 13.-P. 245-251.

28. Campana, W.M. Identification of PINCH in Schwann cells and DRG neurons: shuttling and signaling after nerve injury / W.M Campana ., R.R. Myers, A. Rearden // Glia. 2003. - Vol. 41 - P. 213-223.

29. Cardenas M. Molecular mechanisms of immunosuppression by cyclosporine, FK506, and rapamycin / M. Cardenas, D. Zhu, J. Heitman // Curr. Opin. Nephrol. Hypertens. 1995. - Vol. 4. - №6. - P. 472-477.

30. Ceballos, D. Morphometric and ultrastructural changes with ageing in mouse peripheral nerve / D J. Ceballos, E.Cuadras, X.Verdu, Navarro // J. Anat. 1999. -Vol. 195.-P. 563-576.

31. Cece, R. Ultrastructural aspects of DRG satellite cell involvement in experimental cisplatin neuronopathy / R.Cece, M.G. Petruccioli, G. Pizzini , G. Cavaletti , G. Tredici // J Submicrosc Cytol Pathol. 1995. - Vol.27. - № 4. - P. 417-425.

32. Chalfoun, С. T. Tissue engineered nerve constructs: where do we stand? / G. A. Wirth, G. R. D. Evans // J. Cell. Mol. Med. 2006 - Vol. 10 - № 2 - P. 309-317.

33. Chen, С. A P2X purinoceptor expressed by a subset of sensory neurons /Chen C., Akopian A., Sivilotti L., Colquhoun D., Burnstock G., Wood J. // Nature. 1995. -Vol. 377.-P. 428-431.

34. Chen, Z.Y. Glial cell line-derived neurotrophic factor enhances axonal regeneration following sciatic nerve transection in adult rats / Y.F.Chai, L.Cao, C.L. Lu, C.He // Brain Res. 2001. - Vol. 1. - №902. - P. 272-276.

35. Chen, H.H. The use of collagen polymer tube and fibrin clot in peripheral nerve repair / H.H. Chen, H.M. Liu // Proc. Natl. Sci. Counc. Repub. China B. 1994. -Vol. 18.-P. 58-63.

36. Cherkas, P.S. The effects of axotomy on neurons and satellite glial cells in mouse trigeminal ganglion / P.S. Cherkas, T.Y. Huang , T. Pannicke, M. Tal , A. Reichenbach, M. Hanani // Pain. 2004. - Vol. 110. - №1-2. - P. 290-298.

37. Chessell, I.P. Disruption of the P2X7 purinoceptor gene abolishes chronic inflammatory and neuropathic pain / I.P. Chessell., J.P. Hatcher, C. Bountra, A.D. Michel // Pain. 2005. - Vol. 114. - №3. - P. 386-396.

38. Chiang, H. Reinnervation of muscular targets by nerve regeneration through guidance conduits / Hou-Yu Chiang, H. Chien, H. Shen, J. Yang, Y. Chen, J. Chen, S. Hsieh // J. Neuropathol Exp Neurol. 2005. - Vol. 64. - P. 576-587.

39. Choi, B.H. Autologous fibrin glue in peripheral nerve regeneration in vivo / B.H. Choi, S.G. Han, S.II. Kim, S.J Zhu, J.Y. Huh, J.H. Jung, S.H. Lee, Kim B.Y.// Microsurgery. 2005. - Vol. 25. - P. 495-499.

40. Chopra B. Cyclooxygenase-1 is a marker for a subpopulation of putative nociceptive neurons in rat dorsal root ganglia / B. Chopra, S. Giblett, J. Little // Eur. J. Neurosci. 2000. - Vol. 12. - P. 3911-3920.

41. Clavijo-Alvarez, J.A. Comparison of biodegradable conduits within aged rat sciatic nerve defects / J.A. Clavijo-Alvarez, V.T.Nguyen, L.Y. Santiago, J.S. Doctor , W.P. Lee , K.G. Marra // Plast. Reconstr. Surg. 2007. - Vol. 119. - P. 1839-1851.

42. Colomar, A. The immune status of Schwann cells: what is the role of the P2X7 receptor? / Colomar A, Marty V., Combe C., Medina C., Pamet P.J. // Soc Biol. -2003.-Vol. 197.-№2.-P. 113-122.

43. Corsetti, G. Ultrastractural study of the alterations in spinal ganglion cells of rats chronically fed on ethanol / Corsetti G., Rezzani R., Rodella L., Bianchi R. // Ultrastruct. Pathol. 1998. - Vol. 22. - №4. -P. 309-319

44. Cuevas, P. Peripheral nerve regeneration by bone marrow stromal cells /Р. Cuevas, F. Carceller, M. Dujovny, I. Garcia-Gomerz, B. Cuevas, R. Gonzar-lez-Corrochano, D. Gonzarlez, D. Reimers // NeurolRes. — 2002. — Vol. 24. — P. 634-638.

45. Dahlin, L.B., Tissue response to silicone tubes used to repair human median and ulnar nerves / L.B. Dahlin, L. Anagnostaki, G. Lundborg // Scand. J. Plast. Reconstr. Surg. Hand Surg. 2001. - Vol. 35.-P. 29-34.

46. Damodaram, S Tonabersat inhibits trigeminal ganglion neuronal-satellite glial cell signaling / S. Damodaram, S. Thalakoti, S.E. Freeman, F.G. Garrett, P.L. // Headache. 2009. - Vol. 49. - №1. - P. 5-20.

47. Dezawa, M. Sciatic nerve regeneration in rats induced by transplantation of in vitro differentiated bone-marrow stromal cells / M. Dezawa, I. Takahashi, M. Esaki, M. Takano, H. Sawada // Eur. J. Neurosci 2001. - Vol. 14. - P. 17711776.

48. Dublin, P. Satellite glial cells in sensory ganglia: their possible contribution to inflammatory pain / Dublin P., Hanani M. // Brain Behav. Immun. 2007. - Vol. 21.-№5.-P. 592-598.

49. Ekstrom, P. Neurones and glial cells of the mouse sciatic nerve undergo apoptosis after injury in vivo and in vitro / P.Ekstrom // Neuroreport. 1995. — Vol. 9.-P. 1029-1032.

50. English, A.W. Enhancing axon regeneration in peripheral nerves also increases functionally inappropriate reinnervation of targets / A.W. English // Сотр. Neurol. 2005 - Vol. 3. - P. 427-441.

51. Farinas I. Severe sensory and sympathetic deficits in mice lacking neurotrophin-3 /1. Farinas et al. // Nature. 1994. - Vol. 369. - P. 658-661.

52. Friede, R.L. Responses of thymidine labeling of nuclei in gray matter and nerve following sciatic transection / R.L.Friede, M.A. Johnstone // Acta Neuropathol -1967.-Vol. 7.-P. 218-231.

53. Garrett ,F.G. Differential expression of connexins in trigeminal ganglion neurons and satellite glial cells in response to chronic or acute joint inflammation / F.G. Garrett, P.L. Durham . // Neuron Glia-Biol. 2009. - Vol. 13. - P. 1-12.

54. Gill, J.S. Paracrine production of nerve growth factor during rat dorsal root ganglion development / J.S. Gill, A.J. Windebank // Neurosci Lett. 1998. -Vol. 251.-№3.-P. 149-152.

55. Goldberg, J. The relationship between neuronal survival and regeneration / J.Goldberg, B.Barres // Annu. Rev. Neurosci. 2000. - Vol. 23. - P. 579-612.

56. Gosk, J. The use of the fibrin glue in the peripheral nerves reconstructions / J. Gosk, M. Knakiewicz, R.Wiacek, P. Reichert // Polim. Med. 2006. - Vol. 36. -P. 11-15.

57. Groves, M. Axotomy-induced apoptosis in adult rat primary sensory neurons / M. Groves, T. Christopherson, B. Giometto, F. Scaravilli // J. Neurocytol. 1997. -Vol. 26.-P. 615-624.

58. Grumbles, R.M. Neurotrophic factors improve motoneuron survival and function of muscle reinnervated by embryonic neurons / R.M. Grumbles, S. Sesodia , P.M. Wood , C.K. Thomas // J Neuropathol Exp Neurol. 2009. - Vol. 68. - №7. - P. 736-746

59. Hammarberg, H. GDNF mRNA in Schwann cells and DRG satellite cells after chronic sciatic nerve injury / Hammarberg H., Piehl F., Cullheim S., Fjell J., Hokfelt Т., Fried K. // Neuroreport. 1996. - Vol. 7. - P. 857-860.

60. Hanani, M. Glial cell plasticity in sensory ganglia induced by nerve damage / M. Hanani ., T.Y. Huang , P.S. Cherkas , M. Ledda , E. Pannese // Neuroscience. -2002. Vol. 114. - №2. - P. 279-283.

61. Hanani, M. Satellite glial cells in sensory ganglia: from form to function / M. Hanani // Brain Res. Rev. 2005. - Vol. 48. - №3. - P. 457-476.

62. Haro, J.Immunohistochemical study of sensory nerve formations in human glabrous skin / J. Haro, J.Vega, M. Del Valle, B. Calzada, D. Zaccheo, L. Malinovsky // European J. Morphology. 1991. - Vol. 29. - № 4. - P. 271-284.

63. Hart, A.M. Terenghi G, Wiberg M. Neuronal death after peripheral nerve injury and experimental strategies for neuroprotection. / A.M. Hart, Terenghi G, Wiberg M.//Neurol Res. 2008. - Vol. 30.-№ 10.-P. 999-1011.

64. He, M.L. Role of nucleotide P2 receptors in calcium signaling and prolactin release in pituitary lactotrophs / He M.L., Gonzalez-lglesias A.E., Stojilkovic S.S. // J Biol Chem. 2003. - Vol. 278. - №47. - P. 46270-46277.

65. Heine, W. Transplanted neural stem cells promote axonal regeneration through chronically denervated peripheral nerves / W. Heine, K. Conant., J.W.Griffin // Exp.Neurol. 2004. - Vol. 189. - №2. - P. 231-240.

66. Hide, I. Extracellular ATP triggers tumor necrosis factor-alpha release from rat microglia / I. Hide ,M. Tanalca ,A. Inoue et al. // J Neurochem. 2000. - Vol. 75. -№3. - P. 965-972.

67. Hollins, В. Heterologous expression of a P2x-Purinoceptor in rat chromaffin cells detects vesicular ATP release / Hollins B, Ikeda SR // J Neurophysiol. 1997. -Vol. 78.-P. 3069-3076.

68. Hood, B.Transplantation of autologous Schwann cells for the repair of segmental peripheral nerve defects / B. Hood, H.B. Levene, A.D. Levi // Neurosurg Focus. 2009. - Vol. 26. - №2. - P. 4.

69. Huai-Zhen, R. Localization of P2X and P2Y receptors in Dorsal Root Ganglion of the cat / Huai-Zhen R., Lori В., William C. et al. // J. Histochem. End Citochem.-2005.-Vol. 53.-№10.-P. 1273-1282.

70. Huang, T. Morphological and electrophysiological changes in mouse dorsal root ganglia after partial colonic obstruction / T. Huang, M. Hanani // Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 2005. - Vol. 289 - P. 670-678.

71. Huang, T.Y. Aging is associated with an increase in dye coupling and in gap junction number in satellite glial cells of murine dorsal root ganglia / T.Y. Huang, M. Hanani , Ledda M.De. et al. // Neuroscience. 2006. - Vol. 137. -№4.-P. 1185-1192.

72. Ibragimov Sh.L, Ogleznev K.Ya., Khalikov V.A. // In Book: Abstracts 9th European Congress of Neurosurgery. — Moscow. — 1991. — P. 271.

73. Inoue, K. ATP receptors in pain sensation: Involvement of spinal microglia and P2X(4) receptors. / K. Inoue, M. Tsuda, S. Koizumi // Purinergic Signal. 2005. -Vol.1.-№2.-P. 95-100.

74. Inoue, K. ATP receptors in the pain signaling: glial contribution in neuropathic pain. In: Interaction Between Neurons and Glia in Aging and Disease / K. Inoue // Springer Science. 2007. - P. 464-477.

75. Jo, Y.H. Coordinate Release of ATP and GAB A at In Vitro Synapses of Lateral Hypothalamic Neurons / Y.H. Jo, L.W. Role // J Neurosci Vol. 200222.1. Р.4794-4804.

76. Jubran, M. Repair of peripheral nerve transections with fibrin sealant containing neurotrophic factors / M. Jubran, J. Widenfalk // Exp. Neurol. — 2003 Vol. 181. - P. 204-212.

77. Kameda, Y. Immunoelectron microscopic localization of vimentin in sustentacular cells of the carotid body and the adrenal medulla of guinea pigs / Y. Kameda // J. Histochem. Cytochem. 1996. - Vol. 44. - №12.- - P. 1439-1449.

78. Kawasaki, Y. Distinct roles of matrix metalloproteases in the early- and late-phase development of neuropathic pain / Y. Kawasaki , Z.Z. Xu , X. Wang , J.Y. Park , et al. // Nat Med. -'2008. Vol. 14. - №3. - P. 331-336.

79. Kelleher, M. The use of conventional and invaginated autologous vein grafts for nerve repair by means of entubulation / M. Kelleher, R. Al Abri, M. Eleuterio et al. //Br. J. Plast. Surg. 2001. - Vol. 54.-№l.-P. 53-57.

80. Kishi M. Morphometry of dorsal root ganglion in chronic experimental diabetic neuropathy / M. Kishi // Diabetes. 2002. - Vol.51. - P.819-824.

81. Kobayashi, S. Development of unmyelinated fibers in peripheral nerve an immunohistochemical and electronmicroscopic study / S. Kobayashi, K.Suzuki // Brain Dev 1990. - Vol. 12. - №2. - P. 237-246.

82. Langone, F. Peripheral nerve repair using a poly(organo)phosphazene tubular prosthesis /F. Langone, S. Lora, F.Veronese, P. Caliceti, P. Parnigotto, F. Valenti, G. Palma // Biomaterials. 1995. - Vol. 16. - №5. - P. 347-353.

83. Lawson, S. Morphological and biochemical cell types of sensory neurons / S. Lawson // New York, Oxford Univ. Press. 1992. - P. 27-59.

84. Ledda, M. Augmentation in gap junction-mediated cell coupling in dorsal root ganglia following sciatic nerve neuritis in the mouse /Ledda M, Blum E, De Palo S, Hanani M //Neuroscience. 2009. - Vol. 164. -№4. - P. 1538-1545.

85. Lekan, H. Loss of dorsal root ganglion cells concomitant with dorsal root axon sprouting following segmental nerve lesions / H. Lekan, K. Chung, Y. Yoon, J. Chung, R. Coggeshall //Neuroscience. 1997. - Vol. 81. - P. 527-534.

86. Lee, S. Expression of nerve growth factor in the dorsal root ganglion after peripheral nerve injury / S. Lee, H. Shen, G. Taglialatela, J. Chung, K. Chung // Brain. Res. 1998. - Vol. 796. - P. 99-106.

87. Lewis, C. Coexpression of P2X2 and P2X3 receptor subunits can account for ATP-gated currents in sensory neurons / C. Lewis, S. Neidhart, C. Holy, R. North, G. Buell, A. Surprenant // Nature. 1995. - Vol. 377. - P. 432-435.

88. Li C. Distinct ATP-activated currents in different types of neurons dissociated from rat dorsal root ganglion / C. Li et al. // Neurosci. Lett. 1999. - Vol. 263, — №1. — P. 57-60.

89. Liebl D. Loss of brain-derived neurotrophic factor-dependent neural crest-derived sensory neurons in neurotrophin-4 mutant mice / D. Liebl et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. - Vol. 97. - P. 2297-2302.

90. Lo, A. Ciliary neurotrophic factor promotes the survival of spinal sensory neurons following axotomy but not during the period of programmed cell death / A. Lo, L. Li, ROppenheim, et al. // Exp. Neurol. 1995. - Vol. 134. - №1. - P. 49-55.

91. Liu, W. The occurrence of nitric oxide synthase-containing axonal baskets surrounding large neurons in rat dorsal root ganglia after sciatic nerve ligation / W. Liu , K. Hirata , M. Kawabuchi // Arch Histol Cytol. 2005. - Vol. 68. - №1. -P. 29-40.

92. Lu, X. Inflammation near the nerve cell body enhances axonal regeneration / X. Lu , P.M. Richardson // J Neurosci. 1991 - Vol. 11 - №4 - P. 972-978.

93. Lu, P. BDNF-expressing marrow stromal cells support extensive axonal growth at sites of spinal cord injury / P. Lu, L.L. Jones, M.H. Tuszynski // Exp. Neurol. — 2005.-Vol. 191.- №2. -P. 344-360.

94. Ma, Q. Vanilloid receptor homologue, VRL1, is expressed by both A- and C-fiber sensory neurons / Q. Ma // Neuroreport. 2001. - Vol. 2. - №17. - P. 36933695.

95. Ueda, Т. Nakamura, К. Endo, Y.Shimizu // Brain Res. 2000. - Vol. 868. -P. 315-328.

96. McKay, II.A. Primary sensory neurons and satellite cells after peripheral axotomy in the adult rat: timecourse of cell death and elimination / H.A. McKay, T. Brannstrom, M. Wiberg et al. // Exp. Brain. Res. 2002. -Vol. 42.-P. 308-318.

97. McMahon S. Expression and coexpression of Trk receptors in subpopulations of adult primary sensory neurons projecting to identified peripheral targets / S. McMahon, et al. // Neuron. 1994.-Vol. 12. - P. 1161-1171.

98. Melville, S. Preservation of transected nerve in an impermeable tube / S. Melville, T. Sherburn, R. Coggeshall // Exp. Neurol. 1989. - Vol. 105. - P. 311315.

99. Miao, P. Axotomy-induced up-regulation of tumor necrosis factor-alpha in the dorsal root ganglia / P. Miao , K. Madec , Y. Gong , H. Shen , D. Eisenstat et al. // Neurol Res. 2008. - Vol. 30. - №6. - P. 623-631.

100. Millesi, H. The interfascicular nerve grafting of the median and ulnar nerves / H. Millesi, G. Meissl, A. Berger// Bone and Joint Surg. 1972. - Vol. 54a. -№4. - P. 727-750.

101. Miyagi, M. Up-regulation of TNFalpha in DRG satellite cells following lumbar facet joint injury in rats / M. Miyagi , S. Ohtori , T. Ishikawa , Y. Aoki // Eur Spine J. 2006. - Vol. 29. - P. 953-958.

102. Molliver, D.C. IB4 binding DRG neurons switch from NGF to GDNF dependence in early postnatal life / D.C. Molliver, D.E. Wright, M.L. Leitner // Neuron 1997.-Vol. 19.-№4.-P. 4849-4861.

103. Morrison, S.J. Prospective identification, isolation by flow cytometry, and in vivo self-renewal of multipotent mammalian neural crest stem cells / S.J. Morrison,

104. P.M. White, С. Zock, D.J. Anderson// Cell. 1999. - Vol. 96. - №5. - P. 737749.

105. Mu X. Neurotrophin receptor genes are expressed in distinct patterns in developing dorsal root ganglia / X. Mu // J. Neurosci. 1993. - Vol. 13. - P. 4029-4041.

106. Murinson, B. C-fiber (Remak) bundles contain both isolectin B4-binding and calcitonin gene-related peptide-positive axons / B. Murinson // J. Сотр. Neurol. 2005. - Vol. 484. - №4. - P. 392-402.

107. Murphy, A. Bcl-2 potentiates the maximal calcium uptake capacity of neural cell mitochondria / A. Murphy, D. Bredesen, G. Cortopassi, E. Wang, G. Fiskum // PNAS of the United States of America. 1996. - Vol. 93. - P. 9893-9898.

108. Murakami, T. Transplanted neuronal progenitor cells in a peripheral nerve gap promote nerve repair / T. Murakami , Y. Fujimoto, Y. Yasunaga. et al. // Brain Research. 2003. - Vol. 974. - P. 17-24.

109. Nakayama, K. Enhancement of peripheral nerve regeneration using bioabsorbable polymer tubes packed with fibrin gel / K. Nakayama, K.Takakuda, Y.Koyama S. Itoh, W. Wang, T. Mukai, N.Shirahama // Artificial Organs. -2007.-Vol. 31.-P. 500-508.

110. Neuberger, T. Transient modulation of Schwann cell antigens after peripheral nerve transection and subsequent regeneration / T. Neuberger, C. Cornbrooks // J. Neurocytol.- 1989.-Vol. 18.-P. 695-710.

111. Nogradi, A. Transplantation of embryonic neurones to replace missing spinal motoneurones / A. Nogradi, A. Szabo // Restor Neurol Neurosci. — 2008. -Vol.26. №2-3. - P. 215-223.

112. Ohtori, S. TNF-alpha and TNF-alpha receptor type 1 upregulation in glia and neurons after peripheral nerve injury: studies in murine DRG and spinal cord / S. Ohtori ., K. Takahashi ., H. Moriya ., R. Myers // Spine. 2004. - Vol. 29. -№10-P. 1082-1088.

113. Pankratov, Y. Quantal release of ATP in mouse cortex / Y. Pankratov, U. Lalo, A. Verkhratsky, R. A. North // Pflugers. 2006. - Vol. 452. - P. 589-597.

114. Pannese, E. Number and structure of perisomatic satellite cells of spinal ganglia under normal conditions orhuring axon regeneration and neuronal hypertrophy / Pannese E. // Z.Zellforsch. 1964. - Vol. 63. - P. 568-592.

115. Pannese, E. The satellite cells of the sensory ganglia / E. Pannese // Adv Anat Embryol Cell Biol. 1981. - Vol. 65.-P. 1-111.

116. Pannese, E. Age-related reduction of the satellite cell sheath around spinal ganglion neurons in the rabbit / E. Pannese, P. Procacci, M. Ledda, V. Conte // J. Neurocytol. 1996. - Vol. 25. - №2. - P. 137-146.

117. Pannese E. Perikaryal surface specializations of neurons in sensory ganglia / E. Pannese // Int Rev Cytol. 2002.- Vol. 220. - P. 1-34.

118. Pannese, E. Ultrastructural localization of NGF receptors in satellite cells of the rat spinal ganglia / E. Pannese, P. Procacci // J Neurocytol. 2002. - Vol. 31.-№8-9.-P. 755-763.

119. Perry, V. Macrophage responses to central and peripheral nerve injury. / V.Perry, M.Brown, P. Andersson // Adv. Neurol. 1993. - Vol. 59. - P. 309-314.

120. McQuarrie, I.G. Retardation in the slow axonal transport of cytoskeletal elements during maturation and aging / I.G. McQuarrie, Brady ST, Lasek RJ // Neurobiol Aging. 1989.-Vol. 10.-№4.-P. 359-365.

121. Pittier, R. Neurite extension and in vitro myelination within three-dimensional modified fibrin matrices / R. Pittier, F. Sauthier, J.A. Hubbell, H. Hall // J. Neurobiol. 2005. - Vol. 63. - P. 1-14.

122. Raginov, I. Embryonic tissues allotransplanted to transected sciatik nerve in the rat. / Raginov I., Fomina G., Masgutov R. et al. // 2nd congress of International society Reconstructive Neurosurgery. — Taivan. — 2007. P. 210.

123. Raisman, G. Glia, neurons, and plasticity / G. Raisman // Ann N Y Acad Sci. — 1991.-Vol.633.-P. 209-213.

124. Ramer, M. Functional regeneration of sensory axons into adult spinal cord / M. Ramer, J. Priestley, S. McMahon // Nature. 2000. - Vol. 403. - P. 312-316.

125. Richardson, P.M. Influence of nerve growth factor on neurofilament gene expression in mature primary sensory neurons / P.M. Richardson, Verge V.M., Tetzlaff W., Bisby M.A. // J Neurosci. 1990. - Vol. 10. - №6. - P. 2018-2025.

126. Rossiter, J. Axotomy-induced apoptotic death of neonatal rat facial motoneurons: time course analysis and relation to NADPH-Diaphorase activity / J. Rossiter, R. Riopelle, M. Bisby // Exp. Neurol. 1996. - Vol. 138. - P. 33-44.

127. Sakai, Y. Prevention and treatment of amputation neuroma by an atelocollagen tube in rat sciatic nerves / Y. Sakai, M. Ochi, Y. Uchio, K. Ryoke, S. Yamamoto // Biomed. Mater. Res. Part B: Appl. Biomater. 2005. - Vol. 73B. - P. 355-360.

128. Scaravilli, F. Macrophages in human sensory ganglia: an immunohistochemical and ultrastructural study / F. Scaravilli, B. Giometto, L. Chimelli, E. Sinclair // J. Neurocytol.- 1991.-Vol. 20.-P. 609-624.

129. Shen, H. Expression of neurotrophin mRNAs in the dorsal root ganglion after spinal nerve injury / H. Shen., J. Chung., K. Chung // Brain. Res. Mol. 1999. -Vol. 64.-P. 186-192.

130. Shi, T. Effect of peripheral nerve injury on cGMP and nitric oxide synthase levels in rat dorsal root ganglia: time course and coexistence / T. Shi., K. Holmberg, Z. Xu., H. Steinbusch, J. de Vente, T. Hokfelt // Pain. 1998. - Vol. 78 - P. 171-180.

131. Shinder, V. Structural basis of sympathetic-sensory coupling in rat and human dorsal root ganglia following peripheral nerve injury. / V. Shinder, C. Govrin-Lippmann, S. Cohen et al. // Journal of Neurocytology. 1999. - Vol. 28. - P. 743-761

132. Silverman J. Selective neuronal glycoconjugate expression in sensory and autonomic ganglia: relation of lectin reactivity to peptide and enzyme markers / J. Silverman, L. Kruger//J. Neurocytol. 1990. - Vol. 19.-P. 789-801.

133. Schmalbruch, H. Motoneuron death after sciatic nerve section in newborn rats. / H. Schmalbruch // J. Сотр. Neurol. 1984. - Vol. 224. - P. 252-258.

134. Schwabegger, A. Fetal spinal-cord allograft as a substitute for peripheral-nerve reconstruction: a preliminary experimental and histologic study / A. Schwabegger, H. Hussl // Reconstr. Microsurg. 2001. - Vol. 17. - №1. -P. 45-50.

135. Smith, M.L. On the presence of mononuclearleucocytes in dorsal root ganglia following transection of the sciatic nerve / M.L. Smith , E.K. Adrian // Anat Ret.- 1971.-Vol. 172.-P. 581-588.

136. Sterne, G.D. Neurotrophin-3 delivered locally via fibronectin mats enhances peripheral nerve regeneration / G.D. Sterne, R.A.Brown, C.J. Green, G.Terenghi // Eur. J. Neurosci. 1997. - Vol. 9. - P. 1388-1396.

137. Suadicani, S.O. P2X7 receptors mediate ATP release and amplification of astrocytic intercellular Ca2+ signaling / S.O. Suadicani , C.F. Brosnan , E. Scemes // J Neurosci. -2006. Vol. 26. - №5. - P. 1378-1385.

138. Sundback, C.A. Biocompatibility analysis of poly(glycerol sebacate) as a nerve guide material / C.A.Sundback, J.Y. Shyu, Y. Wangb, W.C. Faquin, R.S. Langer, J.P. Vacanti, T.A. Hadlock // Biomaterials. 2005. - Vol. 26. - P. 5454-5464.

139. Suzuki, T. Production and release of neuroprotective tumor necrosis factor by P2X7 receptor-activated microglia / T. Suzuki , I. Hide , K. Ido , S. Kohsaka , K. Inoue , Y. Nakata // J Neurosci. 2004. - Vol. 24. - №1. - P. 1-7.

140. Swett J. Most dorsal root ganglion neurons of the adult rat survive nerve crush injury / J. Swett, C. Hong, P. Miller // Somatosens. Motor Res. 1995. - Vol. 12, -№3-4.-P. 177-189.

141. Takeda, M. Contribution of the activation of satellite glia in sensory ganglia topathological pain / M. Takeda, M. Takahashi, S. Matsumoto // Neurosci Biobehav Rev. 2009. - Vol. 3. - №6. - P. 784-792.

142. Taylor, S.J. Delivery of neurotrophin-3 from fibrin enhances neuronal fiber sprouting after spinal cord injury / S.J. Taylor, E.S. Rosenzweig, J.W. McDonald, S.E. Sakiyama-Elbert // Control Release. 2006. - Vol. 113. - P. 226-235.

143. Tandrup T. Delayed loss of small dorsal root ganglion cells after transection of the rat sciatic nerve / T. Tandrup, C. Woolf, R. Coggeshall // J. Сотр. Neurol. -2000. Vol.422. - P. 172-180.

144. Thippeswamy, T. Bax and caspases are inhibited by endogenous nitric oxide in dorsal root ganglion neurons in vitro / T. Thippeswamy., J.S. McKay, R. Morris //Eur. J. Neurosci.-2001. Vol.14. -№8.-P. 1229-1236.

145. Thippeswamy, T. Nitric oxide-NGF mediated PPTA/SP, ADNP, and VIP expression in the peripheral nervous system / T. Thippeswamy , M.R. Howard , A.S. Cosgrave , D.K. Arora, J.S. McKay , J.P. Quinn // J Mol Neurosci. 2007.- Vol. 33. №3. - P. 268-277.

146. Tohill, M. Rat bone marrow mesenchymal stem cells express glial markers and stimulate nerve regeneration / M. Tohill, C. Mantovani, M. Wiberg, G. Terenghi // Neuroscience Letters. 2004. - Vol. 362. - P. 200-203.

147. Vega, J. Expression of cytoskeletal proteins in glial cells of dorsal root ganglia / J. Vega, C. Rodriguez, M. Medina, M. del Valle-Soto, L. Hernandez // Cell Mol. Biol. 1989. - Vol.35. - №6. - P.635-641.

148. Vit, J.P. Satellite glial cells in the trigeminal ganglion as a determinant of orofacial neuropathic pain / J.P. Vit, L. Jasmin, A. Bhargava, P. T. Ohara // Neuron Glia Biol. 2006. - Vol. 2. - № 4. - P. 247-257.

149. Wang, S. A new nerve guide conduit material composed of a biodegradable poly(phosphoester) / A.C. Wan, X. Xu , S. Gao, H.Q. Mao, K.W. Leong, H.Yu // Biomaterials. 2001. -Vol. 22.-P. 1157-1169.

150. Wang, X. P2X7 receptor inhibition improves recovery after spinal cord injury / X. Wang , G. Arcuino , T. Takano , J. Lin , W.G. Peng // Nat Med. 2004. -Vol.10.-№8.-P.821-827.

151. Wang, H. Stem cell and repair of injury in central nervous system / Wang X., Zheng R. // Sheng Wu Yi Xue Gong Cheng Xue Za Zhi. 2006. - Vol.23. -P.1359-1362.

152. Wang, Z. Blockade of hexokinase activity and binding to mitochondria inhibits neurite outgrowth in cultured adult rat sensory neurons / Z. Wang , N.J. Gardiner, P. Femyhough //Neurosci Lett. 2008. - Vol.34. - №1. - P.6-11.

153. Wetmore, C. Neuronal and nonneuronal expression of neurotrophins and their receptors in sensory and sympathetic ganglia suggest new intercellular trophic interactions / C. Wetmore, L. Olson // J. Сотр. Neurol. 1995. - Vol. 27. - P. 143-159.

154. Whitworth I.H., et al. Nerve growth factor enhances nerve regeneration through fibronectin grafts / P. Anand , C.J. Green , G. Terenghi, R.A. Brown, C.J.Dore // Hand Surg. Br. 1996.-Vol. 21.-P. 514-522.

155. Xian, С. Neuronal-glial differential expression of TGF-alpha and its receptor in the dorsal root ganglia in response to sciatic nerve lesion / C. Xian, X. Zhou // Exp. Neurol. 1999. - Vol.157. -P.317-326.

156. Xu, X.Y. Expression of Bax, Bcl-2 and caspase-3 in spared dorsal root ganglion after partial dorsal root rhizotomy / X.Y. Xu , X. Zhou , Т.Н. Wang , L.S. Zhang, X.J. Zhao // Sichuan Da Xue Xue Bao Yi Xue Ban. 2005. - Vol 36. - №2. -P.180-183.

157. Yoshii, S. Peripheral nerve regeneration along collagen filaments / S. Yoshii, M. Oka//Brain Res.-2001.-Vol. 888.-P. 158-162.

158. Zhang, X.F. Functional expression of P2X7 receptors in non-neuronal cells of rat dorsal root ganglia. / X.F. Zhang, P. Han, C.R. Faltynek // Brain Res. 2005. -Vol.1052.-№l.-P.63-70.

159. Zhang, X. Neuronal somatic ATP release triggers neuron-satellite glial cell communication in dorsal root ganglia / X. Zhang , Y. Chen , C. Wang , L.Y. // Proc Natl Acad Sci USA.- 2007. Vol.104. - №23. - P.9864-9869.

160. Zhou, X. Injured primary sensory neurons switch phenotype for brain-derived neurotrophic factor in the rat / X. Zhou., E. Chie., Y. Deng., J. Zhong et al. //

161. Neuroscience. 1999. - Vol.92. -1