Ксиланаза Penicillium Canescens: выделение гена, изучение его регуляции и создание штамма-продуцента тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Серебряный, Всеволод Александрович

• Серебряный, Всеволод Александрович
• кандидат биологических наук
• 2006

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Серебряный, Всеволод Александрович

Введение.

Список сокращений, использованных в работе.

1. Обзор литературы.

1.1 Структура полисахаридов растительных клеточных стенок.

1.1.1. Целлюлоза.

1.1.2. Лигнин.

1.1.3. Гемицеллюлозы.

1.1.3.1. Р-Глюканы.

1.1.3.2. Ксилоглюкан.

1.1.3.3. Ксилан.

1.1.3.4. Галактоманнан, галактоглюкоманнан.

1.1.4. Пектин.

1.2. Ксиланазы мицелиальных грибов.

1.2.1. Молекулярная масса.

1.2.2. Температурный и рН оптимум грибных ксиланаз, классификация

1.2.3. Субстратная специфичность и продукты расщепления.

1.2.4. Побочные активности грибных ксиланаз.

1.2.5. Структура ксиланаз 10 и 11 семейства.

1.2.6. Аминокислотные последовательности грибных ксиланаз и структуры кодирующих их генов.

1.2.7. Посттрансляционная модификация ксиланаз.

1.3. Регуляция транскрипции генов ксиланаз мицелиальных грибов.

1.3.1. Aspergillus.

1.3.2. Регуляторы транскрипции ксиланазных генов Aspergillus XlnR и CreA.

1.3.3. Координированная экспрессия арабиназных генов A. niger.

1.3.4. Trichoderma.

1.3.5. Регуляторы транскрипции ксиланазных генов Т. reesei.

1.3.6. Регуляция промотора xynl Т. reesei.

1.3.7. Регуляция промоторахуп2 Т. reesei.

1.3.8. Penicillium.

1.3.9. Регуляция транскрипции генов ксиланаз в зависимости от рН среды.

1.4. P. canescens F178 (ВКПМ).

2. Материалы и методы.

2.1. Реактивы, плазмидные вектора, ферменты и материалы.

2.2. Бактериальные и грибные штаммы, их культивирование.

2.3. Общие методы.

2.4. Исследование ростовых характеристик грибов.

2.5. Электрофоретическое разделение белков.

2.6. Получение [а-32Р]-меченных фрагментов ДНК.

2.7. Выделение ДНК из грибного мицелия.

2.8. Выделение РНК из грибного мицелия.

2.9. Обратная транскрипция РНК и ОТ-ПЦР.

2.10. Электрофорез РНК и перенос на нейлоновую мембрану.

2.11. Гибридизация.

2.12. Плазмидная трансформация Е. coli.

2.13. Скрининг фаговой библиотеки генов и анализ ДНК рекомбинантных фагов.

2.14. Трансформация гриба Penicillium canescens.

2.15. Компьютерные программы для анализа нуклеотидных последовательностей ДНК.

2.16. ПЦР с использованием грибных спор в качестве матрицы.

2.17. Измерение активностей ферментов.

2.18. Определение нуклеотидной последовательности ДНК.

2.19. Клонирование xylA P. canescens.

2.20. Получение кДНК xylA и определение ее нуклеотидной последовательности.

2.21. Определение числа копий xylA в геноме мультикопийного продуцента.

2.22. Клонирование xlnR P. canescens.

2.23. Делеция xlnR.

2.24. Синтез праймеров для амплификации фрагмента гена у-актина

P. canescens.

3. Результаты и их обсуждение.

3.1. КсиланазаА.

3.1.1. Клонирование гена, кодирующего мажорную эндо-1,4-бета-ксиланазу Penicillium canescens.

3.1.2. Определение структуры xylA.

3.1.4. Сравнение свойств ксиланазы, производимой однокопийным и мультикопийным штаммами.

3.1.5. Индукция синтеза ксиланазы мицелиальным грибом

P. canescens.

3.1.6. Влияние суперпродукции ксиланазы на продукцию других внеклеточных ферментов.

3.2. Ксиланаза В.

3.3. Клонирование гена P. canescens, кодирующего регулятор транскрипции ксиланолитических генов.

3.3.1. Анализ геномной ДНК P. canescens и клонирование гена.

3.3.2. Влияние делеции и амплификации xlnR на продукцию ксиланазы и рост штамма.

3.3.3. FonbxlnR в регуляции продукции других ферментов.

3.3.4. Транскрипция xlnR.

Выводы.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Ксиланаза Penicillium Canescens: выделение гена, изучение его регуляции и создание штамма-продуцента»

Человек давно использует ферменты мицелиальных грибов для обработки различного сырья. Однако, на протяжении долгого времени это использование ограничивалось небольшим количеством технологических процессов, таких как производство соевого соуса или сыра. В последние десятилетия, в связи с интенсификацией технологических процессов и с развитием новых технологий переработки растительного сырья и охраной окружающей среды, появилась потребность в получении ферментных препаратов с заданными свойствами. В связи с этим повысился интерес к молекулярной биологии грибов, как природных продуцентов гликолитических ферментов.

Следует отметить, что изучение синтеза внеклеточных ферментов мицелиальными грибами объясняется не только растущей потребностью современной промышленности в этих ферментах, но и тем, что это удобная модель для изучения регуляции транскрипции эукариотических генов и секреции белков. Являясь одними из простейших эукариотических организмов, мицелиальные грибы представляют собой удобный объект для изучения. Многие их виды быстро растут, не требуют сложных питательных сред, и для них разработаны относительно простые способы генетической трансформации.

Одним из ферментов, находящих все большее применение в современной промышленности, является эндо-1,4-р-ксиланаза (эндо-ксиланаза, ксиланаза) - фермент, расщепляющий главную цепь ксилана на ксилоолигосахариды. Он находит применение при производстве бумаги для отбеливания целлюлозной пульпы, в пекарном деле для удаления ксилана из теста для улучшения его свойств. В кормовой промышленности ксиланаза входит в состав мультиферментных комплексов, улучшающих свойства кормов. Возможно применение ксиланазы, совместно с другими ферментами, для утилизации растительных отходов, таких как солома, опилки, и прочее.

В настоящее время основными продуцентами ксиланаз грибного происхождения являются грибы родов Aspergillus и Trichoderma. В то же время, постоянно ведется поиск новых продуцентов, вызванный потребностью в ферментах с улучшенными свойствами, и желанием расширить спектр существующих продуцентов.

Объектом нашего исследования был выбран мицелиальный гриб Penicillium canescens ВКПМ F178, первоначально выделенный как природный продуцент (З-галактозидазы, и до настоящего времени использующийся для производства этого фермента. Мы поставили перед собой задачу определить пути увеличения продукции эндо-1,4-р-ксиланазы этим организмом, и оценить возможность создания на его основе промышленного штамма - продуцента.

Создание современных продуцентов является комплексной задачей, и одним из первых этапов этой работы является клонирование генов, кодирующих целевой фермент. Выделение гена открывает следующие возможности:

- повысить продукцию целевого фермента, путем увеличения числа копий кодирующего его гена, или путем изменения промоторной области этого гена

- изменить свойств белка, путем изменения нуклеотидной последовательность гена

- изучать закономерности секреции белка.

Другим подходом к повышению продукции целевого фермента является изучение регуляции транскрипции кодирующего его гена. Эта работа включает в себя поиск низкомолекулярных индукторов транскрипции, поиск белков - регуляторов транскрипции, изучение путей передачи сигнала от индуктора к регуляторному белку. В некоторых случаях увеличение внутримолекулярной концентрации индуктора и регуляторного белка приводит к повышению транскрипции гена целевого фермента.

Исходя из описанных выше подходов, в нашей работе были поставлены следующие задачи:

- клонировать ген, кодирующий мажорную ксиланазу P. canescens F178

- оценить возможность увеличения продукции ксиланазы с помощью увеличения числа копий этого гена

- определить влияние увеличения числа копий этого гена на продукцию других внеклеточных ферментов

- выяснить наличие у P. canescens F178 других генов, кодирующих ксиланазы, и оценить их влияние на суммарную продукцию ксиланазы

- изучить регуляцию транскрипции гена (генов), кодирующих ксиланазу P. canescens F178

- клонировать ген, кодирующий позитивный регулятор транскрипции гена мажорной ксиланазы P. canescens F178, и определить его роль в продукции других ферментов этим организмом.

Список сокращений, использованных в работе.

КФ - классификация ферментов по рекомендациям Международного

Биохимического Союза [20] ПЦР - полимеразно-цепная реакция

ОТ-ПЦР - ПЦР, использующая в качестве матрицы продукт обратной транскрипции мРНК п.н. - пара нуклеотидов т.п.н. - тысяча пар нуклеотидов ПААГ - полиакриламидный гель КМЦ - карбоксиметилцеллюлоза ТХУ - трихлоруксусная кислота SDS - додецилсульфат натрия dATP - дезоксиаденозинтрифосфат dNTP - смесь дезоксинуклеозидтрифосфатов

1. Обзор литературы.

В природе многие мицелиальные грибы получают питательные вещества для своего роста, разрушая клеточные стенки растений, с помощью внеклеточных гликолитических ферментов. Спектр ферментов, производимых каждым видом грибов при росте на конкретном субстрате, зависит как от вида гриба, так и от субстрата. Поэтому прежде чем переходить к описанию внеклеточных грибных гликозилаз, нам представляется целесообразным дать краткое описание полимеров составляющих растительные клеточные стенки.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Серебряный, Всеволод Александрович

Выводы.

1. Показано наличие у P. canescens F178 двух генов xylA и xylB, первый из которых кодирует ксиланазу 10-го семейства, а второй - 11-го.

2. Показано, что продукция ксиланазы P. canescens обусловлена, главным образом, активностью гена xylA, в то время как вклад xylB в общую продукцию ксиланазы незначителен.

3. Клонирован полный ген xylA, и показано, что введение дополнительных копий этого гена в исходный штамм пропорционально увеличивает продукцию ксиланазы. Это доказывает, что транскрипция xylA является лимитирующим фактором в продукции ксиланазы P. canescens.

4. Клонирован ген xlnR, кодирующий позитивный регулятор транскрипции гена мажорной ксиланазы P. canescens xylA, и показано что его амплификация приводит к увеличению транскрипции этого гена.

5. Показано, что xlnR необходим для индукции синтеза ксиланазы, обусловленной как L-арабинозой, так и D-ксилозой.

6. Показано, что xlnR играет ключевую роль в продукции целого ряда ксиланолитических ферментов мицелиальным грибом P. canescens, и что увеличение числа копий этого гена приводит к увеличению синтеза этих ферментов.

7. Показана перспективность использования P. canescens F178 в качестве базового штамма для создания промышленного штамма продуцента.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Серебряный, Всеволод Александрович, 2006 год

1. Билай В.И., Школьный А.Т., Элланская И.А., Черемнова Т.А., Югова Л.В., Дорохов В.В., Калунянц К.А. // А.с. СССР № 1065476. 1984.

2. Вавилова Е. А., Винецкий Ю. П. Индукция синтеза эндо-1,4-Р-ксиланазы и Р-галактозидазы в исходных и рекомбинантных штаммах гриба Penicillium canescens II Прикл. биохимия и микробиология. 2003. Т. 39. №2. С. 167-172.

3. Вавилова Е.А., Антонова С.В., Барсуков Е.Д., Винецкий Ю.П. Механизм суперпродукции секретируемых ферментов у мицелиального гриба Penicillium canescens II Прикл. биохимия и микробиология. 2003. Т. 39. № 3. С. 284-292.

4. Головлева Л.А., Мальцева О.В. Биохимия разложения лигнина микроорганизмами. // Проблемы биоконверсии растительного сырья. М.: Наука, 1986. С. 93-136.

5. Голубев A.M., Ибатуллин Ф.М., Килимник А.Ю., Родионова Н.А., Неустроев К.Н. Выделение и свойства эндоксиланазы и Р-ксилозидазы из Aspergillus oryzae II Биохимия. 1993. Т. 58. № 6. С. 845-851.

6. Гринюс Л.Л. Транспорт макромолекул у бактерий / / М: Наука, 1986. 240 с.

7. Клёсов А.А. Ферменты целлюлазного комплекса. // Проблемы биоконверсии растительного сырья. М.: Наука, 1986. С. 93-136.

8. Левит М.Н., Шкроб A.M. Лигнин и лигниназа // Биоорганическая Химия. 1992. Vol. 18. №3. Р. 309-345.

9. Маниатис Т., Фрич Э., Сембрук Дж. Методы генетической инженерии. Молекулярное клонирование IIМ.: Мир, 1984. 480 с.

10. Неустроев К.Н., Голубев A.M., Ибатуллин Ф.М., Фирсов JI.M. Влияние ингибиторов гликозилирования на секрецию гликозидаз у Aspergillus awamori var. X100/D27 // Биохимия. 1993. Т. 58. № 4. С. 574-579.

11. Николаев И.В., Епишин С.М., Захарова Е.С., Котенко С.В., Винецкий Ю.П. Молекулярное клонирование гена секретируемой Р-галактозидазы мицелиального гриба Penicillium canescens II Молекулярная биология. 1992. Т. 26. С. 869-875.

12. Николаев И.В., Ходова О.М., Тимохина Е.А., Алексенко А.Ю., Винецкий Ю.П. Молекулярные характеристики секретируемой галактозидазы Penicillium canescens // Биохимия. 1989. Т. 54. № 8. С. 1294-1299.

13. Николаев И.В., Ю.П В. L-арабиноза индуцирует синтез секретируемой Р-галактозидазы у мицелиального гриба Penicillium canescens II Биохимия. 1998. Т. 63. № 11. С. 1523-1528.

14. Родионова Н.А., Горбачева И.В., Буйвид В.А. Фракционирование и очистка эндо-1,4,-Р-ксиланаз и экзо-1,4,-Р-ксилозидаз Aspergillus niger II Биохимия. 1977. Т. 42. № 4. С. 659-671.

15. Синицын А.П., Гусаков А.В., Черноглазов В.М. Биоконверсия лигноцеллюлозных материалов// М.: Изд-во МГУ, 1995. 224 С.

16. Синицына О.А., Бухтояров Ф.Е., Гусаков А.В., Окунев О.Н., Беккаревич А.О., Винецкий Ю.П., Синицын А.П. Выделение и свойства основных компонентов внеклеточного комплекса Penicillium canescens II Биохимия. 2003. Т. 68. № 11. С. 1494 1505.

17. Шарков В.И., Куйбина Н.И. Химия гемицеллюлоз / / М: Лесная промышленность, 1972. 440 с.

18. Номенклатура ферментов: Рекомендации Международного Биохимического Союза // М.: ВИНИТИ, 1979. 312 с.

19. Alconada T.M., Martinez M.J. Purification and characterization of an extracellular endo-l,4-beta-xylanase from Fusarium oxysporum f. sp. melonis //FEMS Microbiol. Lett. 1994. Vol. 118. № 3. P. 305-310.

20. Aleksenko A., Nikolaev I., Vinetski Y., Clutterbuck A.J. Gene expression from replicating plasmids in Aspergillus nidulans II Mol Gen Genet. 1996. Vol. 253. № 1-2. P. 242-246.

21. Aleksenko A.Y., Makarova N.A., Nikolaev I.V., Clutterbuck A.J. Integrative and replicative transformation of Penicillium canescens with a heterologous nitrate-reductase gene // Curr.Genet. 1995. Vol. 28. P. 474-477.

22. Aro N., Ilmen M., Saloheimo A., Penttila M. ACEI of Trichoderma reesei is a repressor of cellulase and xylanase expression // Appl. Environ. Microbiol. 2003. Vol. 69. № 1. P. 56-65.

23. Aro N., Pakula Т., Penttila M. Transcriptional regulation of plant cell wall degradation by filamentous fungi // FEMS Microbiol. Rev. 2005. Vol. 29. № 4. P. 719-739.

24. Aro N., Saloheimo A., Ilmen M., Penttila M. ACEII, a novel transcriptional activator involved in regulation of cellulase and xylanase genes of Trichoderma reesei // J. Biol. Chem. 2001. Vol. 276. № 26. P. 24309-24314.

25. Bailey. M. J., Puis J., Poutanen K. Purification and properties of two xylanases from Aspergillus oryzae II Biotechnol. Appl. Biochem. 1991. Vol. 13. P. 380-389.

26. Bazus A., Rigal L., Gaset A., Fontaine T. W.J.M., Fournet B. Isolation and characterisation of hemicelluloses from sunflower hulls // Carbohydr. Res. 1993 Vol. 243. №2. P. 323-332.

27. Beg Q.K., Kapoor M., Mahajan L., Hoondal G.S. Microbial xylanases and their industrial applications: a review // Appl Microbiol Biotechnol. 2001. Vol. 56. № 3-4. P. 326-338.

28. Belancic A., Scarpa J., Peirano A., Diaz R., Steiner J., Eyzaguirre J. Penicillium purpurogenum produces several xylanases: purification and properties of two of the enzymes // J. Biotechnol. 1995. Vol. 41. № 1. P. 7179.

29. Biely P., Vrsanska M., Gorbacheva I.V. The active site of an acidic endo-1,4-beta-xylanase of Aspergillus niger II Biochim. Biophys. Acta. 1983. Vol. 743. № l.P. 155-161.

30. Biely P., Vrsanska M., Tenkanen M., Kluepfel D. Endo-beta-l,4-xylanase families: differences in catalytic properties. // J. Biotechnol. 1997. Vol. 57. P. 151-166.

31. Carpita N.C., Gibeaut D.M. Structural models of primary cell walls in flowering plants: consistency of molecular structure with the physical properties of the walls during growth // Plant J. 1993. Vol. 3. P. 1-30.

32. Chavez R., Bull P., Eyzaguirre J. The xylanolytic enzyme system from the genus Penicillium II J. Biotechnol. 2006. Vol. 123. № 4. P. 413-433.

33. Chavez R., Schachter K., Navarro C., Peirano A., Aguirre C., Bull P., Eyzaguirre J. Differences in expression of two endoxylanase genes (xynA and xynB) from Penicillium purpurogenum II Gene. 2002. Vol. 293. № 1-2. P. 161-168.

34. Chavez. R., Almarza. C., Schachter. K., Peirano. A., Bull. P., Eyzaguirre. J. Structure analysis of the endoxylanase A gene from Penicillium Purpurogenum //Biol. Res. 2001. Vol. 34. P. 217-226.

35. Chen C., Chen J.-L., Lin T.-Y. Purification and characterization of a xylanase from Trichoderma longibrachiatum for xylooligosaccharide production // Enzyme. Microb. Technol. 1997. Vol. 21. № 2. P. 91-96.

36. Christakopoulos P., Kekos D., Macris B.J., Claeyssens M., Bhat M.K. Purification and characterisation of a major xylanase with cellulase and transferase activities from Fusarium oxysporum II Carbohydr. Res. 1996. Vol. 289. P. 91-104.

37. Christakopoulos P., Nerinckx W., Kekos D., Macris В., Claeyssens M. Purification and characterization of two low molecular mass alkaline xylanases from Fusarium oxysporum F3 II J. Biotechnol. 1996. Vol. 51. № 2. P. 181-189.

38. Christakopoulos P., Nerinckx W., Kekos D., Macris В., Claeyssens M. The alkaline xylanase III from Fusarium oxysporum F3 belongs to family F/10 // Carbohydr. Res. 1997. Vol. 302. № 3-4. P. 191-195.

39. Chung C.T., Niemela S.L., Miller R.H. One-step preparation of competent Escherichia coli: Transformation and storage of bacterial cells in the same solution// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1989. Vol. 86. P. 2172-2175.

40. Collinsa Т., Gerdaya C., Fellera G. Xylanases, xylanase families and extremophilic xylanases // FEMS Microbiol. Rev. 2005. Vol. 29. № 1. P. 323.

41. Colquhoun I.J., Ralet M.-C., Thibault J.-F., Faulds C.B., Williamson G. Structure identification of feruloylated oligosaccharides from sugar-beet pulp by NMR spectroscopy // Carbohydr. Res. 1994. Vol. 263. № 2. P. 243-256.

42. Crous J.M., Pretorius I.S., van Zyl W.H. Cloning and expression of an Aspergillus kawachii endo-l,4-beta-xylanase gene in Saccharomyces cerevisiae II Curr. Genet. 1995. Vol. 28. № 5. P. 467-473.

43. Dea I.C.M., Morrison A. Chemistry and interactions of seed galactomannans //Adv. Carbohydr. Chem. Biochem. 1975. Vol. 31. P. 241-312.

44. Dean J.F., Anderson J.D. Ethylene Biosynthesis-Inducing Xylanase : II. Purification and Physical Characterization of the Enzyme Produced by Trichoderma viride II Plant Physiol. 1991. Vol. 95. № 1. P. 316-323.

45. Decelle В., Tsang A., Storms R.K. Cloning, functional expression and characterization of three Phanerochaete chrysosporium endo-l,4-beta-xylanases // Curr. Genet. 2004. Vol. 46. № 3. P. 166-175.

46. Dey P.M. Biochemistry of plant galactomannans // Adv. Carbohydr. Chem. Biochem. 1978. Vol. 35. P. 311-376.

47. Dowzer C.E., Kelly J.M. Cloning of the creA gene from Aspergillus nidulans: a gene involved in carbon catabolite repression // Curr. Genet. 1989. Vol. 15. № 6. P. 457-459.

48. Dowzer C.E., Kelly J.M. Analysis of the creA gene, a regulator of carbon catabolite repression in Aspergillus nidulans II Mol. Cell. Biol. 1991. Vol. 11. № 11. P. 5701-5709.

49. Drysdale M.R., Kolze S.E., Kelly J.M. The Aspergillus niger carbon catabolite repressor encoding gene, creA И Gene. 1993. Vol. 130. № 2. P. 241-245.

50. Egana L., Gutierrez R., Caputo V., Peirano A., Steiner J., Eyzaguirre J. Purification and characterization of two acetyl xylan esterases from Penicillium purpurogenum II Biotechnol. Appl. Biochem. 1996. Vol. 24. № 1. P. 33-39.

51. Felenbok В., Flipphi M., Nikolaev I. Ethanol catabolism in Aspergillus nidulans: a model system for studying gene regulation // Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. 2001. Vol. 69. № 149-204.

52. Fernandez-Espinar M.T., Pinaga F., de Graaff L., Visser J., Ramon D., VallesS. Purification, characterization and regulation of the synthesis of an Aspergillus nidulans acidic xylanase // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1994. Vol. 42. № 4. P. 555 562.

53. Fernandez-Espinar M.T., Pinaga F., Sanz P., Ramon D., Valles S. Purification and characterization of a neutral endoxylanase from Aspergillus nidulans II FEMS Microbiol. Lett. 1993. Vol. 113. № 2. P. 223-228.

54. Flipphi M.J., Visser J., van der Veen P., de Graaff L.H. Arabinase gene expression in Aspergillus niger: indications for coordinated regulation // Microbiology. 1994. Vol. 140. № 10. P. 2673-2682.

55. Frederick M.M., Frederick J.R., Frayzke A.R., Reilly P.J. Purification and characterization of a xylobiose- and xylose-producing endo-xylanase from Aspergillus niger IIСarbohydr. Res. 1981. Vol. 97. № 1. P. 87-103.

56. Frederick M.M., Kiang C.-H., Frederick J.R., Reilly P.J. Purification and characterization of endo-xylanases from Aspergillus niger. I. Two isozymes active on xylan backbones near branch points // Biotechnol. Bioeng. 1985. Vol. 27. № 4. P. 525 532.

57. Fujimoto H., Ooi Т., Wang S.-L., Takiwaza Т., Hidaka H., Murao S., AraiM. Purification and properties of three xylanases from Aspergillus aculeatus II Biosci. Biotechnol. Biochem. 1995. Vol. 59. P. 538-540.

58. Furniss C.S.M., Williamson G., Kroon P.A. The substrate specificity and susceptibility to wheat inhibitor proteins of Penicillium funiculosum xylanases from a commercial enzyme preparation // J. Sci. Food Agric. 2005. Vol. 85. № 4. P. 574-582.

59. Gaspar A., Cosson Т., Roques C., Thonart P. Study on the production of a xylanolytic complex from Penicillium canescens 10-10c // Appl. Biochem. Biotechnol. 1997. Vol. 67. № 1-2. P. 45-58.

60. Gielkens M.M., Visser J., de Graaff L.H. Arabinoxylan degradation by fungi: characterization of the arabinoxylan-arabinofuranohydrolase encoding genes from Aspergillus niger and Aspergillus tubingensis II Curr. Genet. 1997. Vol. 31. № l.P. 22-29.

61. Guillon F., Rombouts J.-F.T.M., Voragen A.G.J., Pilnik W. Enzymic hydrolysis of the "hairy" fragments of sugar-beet pectins // Carbohydr. Res. 1989. Vol. 190. № LP. 97-108.

62. Gurr S.J., Unkles S.E., Kinghorn J.R. The structure and organization of nuclear genes in filametous fungi / Gene structure in eukaryotic microbes. Ed. Kinghorn J.R. / Oxford: IRL Press, 1987. P. 93-139.

63. Haas H., Friedlin E., Stoffler G., Redl B. Cloning and structural organization of a xylanase-encoding gene from Penicillium chrysogenum II Gene. 1993. Vol. 126. №2. P. 237-242.

64. Haas H., Herfurth E., Stoffler G., Redl B. Purification, characterization and partial amino acid sequences of a xylanase produced by Penicillium chrysogenum II Biochim. Biophys. Acta. 1992. Vol. 1117. № 3. P. 279-286.

65. Hasper A.A., Dekkers E., van Mil M., van de Vondervoort P.J., de Graaff L.H. EglC, a new endoglucanase from Aspergillus niger with major activity towards xyloglucan // Appl Environ Microbiol. 2002. Vol. 68. № 4. P. 15561560.

66. Hisamatsu M., York W.S., Darvill A.G., Albersheim P. Characterization of seven xyloglucan oligosaccharides containing from seventeen to twenty glycosyl residues// Carbohydr. Res. 1992. Vol. 227. № 6. P. 45-71.

67. Hoffman M., Jia Z., Pena M.J., Cash M., Harper A., Blackburn A.R. 2nd, Darvill A., York W.S. Structural analysis of xyloglucans in the primary cell walls of plants in the subclass Asteridae // Carbohydr. Res. 2005. Vol. 340. № 11. P. 1826-1840.

68. Hou Y.H., Wang Т.Н., Long H., Zhu H.Y. Novel cold-adaptive Penicillium strain FS010 secreting thermo-labile xylanase isolated from Yellow Sea // Acta Biochim. Biophys. Sin. (Shanghai). 2006. Vol. 38. № 2. P. 142-149.

69. Hrmova M., Biely P., Vranska M. Specificity of cellulase and p-xylanase induction in Trichoderma reesei QM 9414 // Arch. Microbiol. 1986. Vol. Vol. 144. №3. P. 307-311.

70. Ito K., Ikemasu Т., Ishikawa T. Cloning and sequencing of the xynA gene encoding xylanase A of Aspergillus kawachii II Biosci. Biotechnol. Biochem. 1992. Vol. 56. №6. P. 906-912.

71. Ito K., Iwashita K., Iwano K. Cloning and sequencing of the xynC gene encoding acid xylanase of Aspergillus kawachii II Biosci. Biotechnol. Biochem. 1992. Vol. 56. № 8. P. 1338-1340.

72. Ito K., Ogasawara H., Sugimoto Т., IshikawaT. Purification and properties of acid stable xylanases from Aspergillus kawachii II Biosci. Biotechnol. Biochem. 1992. Vol. 56. P. 547-550.

73. Jiang Z.Q., Yang S.Q., Tan S.S., Li L.T., Li X.T. Characterization of a xylanase from the newly isolated thermophilic Thermomyces lanuginosus CAU44 and its application in bread making // Lett. Appl. Microbiol. 2005. Vol. 41. № l.P. 69-76.

74. Jin-Rong Xu, Hamer. J.E. Assessment of Magnaporthe grisea mating type by spore PCR // www.fesc.net/fgn42/xu.html.

75. John M., Schmidt В., Schmidt J. Purification and some properties of five endo-l,4-beta-D-xylanases and a beta-D-xylosidase produced by a strain of Aspergillus niger II Can. J. Biochem. 1979. Vol. 57. № 2. P. 125-134.

76. Jorgensen H., Morkeberg A., Krogh K.B., Olsson L. Growth and enzyme production by three Penicillium species on monosaccharides // J. Biotechnol. 2004. Vol. 109. № 3. P. 295-299.

77. Kimura Т., Ito J., Kawano A., Makino Т., Kondo H., Karita S., Sakka K., Ohmiya K. Purification, characterization, and molecular cloning of acidophilic xylanase from Penicillium sp.40 II Biosci. Biotechnol. Biochem. 2000. Vol. 64. № 6. P. 1230-1237.

78. Kimura Т., Kitamoto N., Kito Y., Karita S., Sakka К., К. O. Molecular Cloning of Xylanase Gene xynGl from Aspergillus oryzae KBN 616, a Shoyu Koji Mold, and Analysis of Its Expression // J. Ferment. Bioeng. 1998. Vol. 85. P. 10-16.

79. Kimura Т., Suzuki H., Furuhashi H., Aburatani Т., Morimoto K., Sakka K., Ohmiya K. Molecular cloning, characterization, and expression analysis of the xynF3 gene from Aspergillus oryzae // Biosci. Biotechnol. Biochem. 2002. Vol. 66. № 2. P. 285-292.

80. Kitamoto N., Yoshino S., Ohmiya K., Tsukagoshi N. Purification and characterization of the overexpressed Aspergillus oryzae xylanase, XynFl // Biosci. Biotechnol. Biochem. 1999. Vol. 63. № 10. P. 1791-1794.

81. Kolpak F.J., Blackwell J. Determination of the structure of cellulose II // Macromolecules. 1976. Vol. 9. P. 273-278.

82. Konno H., Yamasaki Y. Studies on the Pectic Substances of Plant Cell Walls: III. DEGRADATION OF CARROT ROOT CELL WALLS BY

83. ENDOPECTATE LYASE PURIFIED FROM ERWINIA AROIDEAE // Plant Physiol. 1982. Vol. 69. № 4. P. 864-868.

84. Kormelink F.J.M., Leeuwen M J.F.S.-V., Wood T M., Voragen A.G.J. Purification and characterization of three endo-(l,4)-P-xylanases and one P-xylosidase from Aspergillus awamori II J. Biotechnol. 1993. Vol. 27. № 3. P. 249-265.

85. Kormelink F.J.M., Leeuwen M.J.F.S.-V., Wood T.M., Voragen A.G.J. Purification and characterization of a (l,4)-p-d-arabinoxylan arabinofiiranohydrolase from Aspergillus awamori II Appl. Microbiol. Biotechnol. 1991. Vol. 35. № 6. P. 753-758.

86. Kormelink F.J.M., Leeuwen M.J.F.S.-V., Wood T.M., Voragen A.G.J. (1,4)-P-d-Arabinoxylan arabinofuranohydrolase: a novel enzyme in the bioconversion of arabinoxylan // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1991. Vol. 35. №2. P. 231-232.

87. Kormelink F.J.M., Voragen A.G.J. Degradation of different (glucurono)arabino.xylans by a combination of purified xylan-degrading enzymes // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1993. Vol. 38. № 5. P. 688-695

88. Krengel U., Dijkstra B.W. Three-dimensional structure of Endo-l,4-beta-xylanase I from Aspergillus niger. molecular basis for its low pH optimum // J. Mol. Biol. 1996. Vol. 263. № 1. P. 70-78.

89. Labavitch J.M., Greve L.C. Cell Wall Metabolism in Ripening Fruit : III. Purification of an Endo-beta-l,4-xylanase that Degrades a Structural Polysaccharide of Pear Fruit Cell Walls // Plant Physiol. 1983. Vol. 72. № 3. P. 668-673.

90. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 //Nature. 1970. Vol. 227. P. 680-685.

91. Lappalainen A., Siika-Aho M., Kalkkinen N., Fagerstrom R., Tenkanen M. Endoxylanase II from Trichoderma reesei has several isoforms with different isoelectric points//Biotechnol. Appl. Biochem. 2000. Vol. 31. № 1. P. 61-68.

92. Lenartovicz V., Marques de Souza C.G., Moreira F.G., Peralta R.M. Temperature effect in the production of multiple xylanases by Aspergillus fumigatus // J. Basic. Microbiol. 2002. Vol. 42. № 6. P. 388-395.

93. Levasseur A., Asther M., Record E. Overproduction and characterization of xylanase В from Aspergillus niger // Can. J. Microbiol. 2005. Vol. 51. № 2. P. 177-183.

94. Liab K., Azadi P., Collins R., Tolan J., Kim J.S., Eriksson K.L. Relationships between activities of xylanases and xylan structures // Enzyme. Microb. Technol. 2000. Vol. 27. № 1-2. P. 89-94.

95. MacCabe A.P., Fernandez-Espinar M.T., de Graaff L.H., Visser J., Ramon D. Identification, isolation and sequence of the Aspergillus nidulans xlnC gene encoding the 34-kDa xylanase // Gene. 1996 Vol. 175. № 1-2. P. 29-33.

96. MacCabe A.P., Orejas M., Perez-Gonzalez J.A., Ramon D. Opposite patterns of expression of two Aspergillus nidulans xylanase genes with respect to ambient pH//J. Bacteriol. 1998. Vol. 180. №5. P. 1331-1333.

97. Mach R.L., Strauss J., Zeilinger S., Schindler M., Kubicek C.P. Carbon catabolite repression of xylanase I (xynl) gene expression in Trichoderma reesei II Mol. Microbiol. 1996. Vol. 21. № 6. P. 1273-1281.

98. Mach R.L., Zeilinger S. Regulation of gene expression in industrial fungi: Trichoderma//Appl. Microbiol. Biotechnol. 2003. Vol. 60. P. 515-522.

99. Mandels M., Parrish F.W., Reese E.T. Sophorose as an inducer of cellulase in Trichoderma viride IIJ Bacteriol. 1962. Vol. 83. P. 400-408.

100. Mandels M., Reese E.T. Induction of cellulase in fungi by cellobiose // J Bacteriol. 1960. Vol. 79. P. 816-826.

101. Margolles-Clark E., Ihnen M., Penttila M. Expression patterns of ten hemicellulase genes of the filamentous fungus Trichoderma reesei on various carbon sources//J. Biotechnol. 1997. Vol. 57. № 1-3. P. 167-179.

102. Marui J., Kitamoto N., Kato M., Kobayashi Т., Tsukagoshi N. Transcriptional activator, AoXlnR, mediates cellulose-inductive expression of the xylanolytic and cellulolytic genes in Aspergillus oryzae // FEBS Lett. 2002. Vol. 528. № 1-3. P. 279-282.

103. Maruyama K., Goto C., Numata M., Suzuki Т., Nakagawa Y., Hoshino Т., Uchiyama T. O-acetylated xyloglucan in extracellular polysaccharides from cell-suspension cultures of Mentha // Phytochemistry. 1996. Vol. 41. № 5. P. 1309-1314.

104. McMaster G.K., Carmichael G.G. Analysis of single and double-stranded nucleic acids on polyacrilamide and agarose gels by using glyoxal and acridine orange // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1977. Vol. 74. № 11. P. 48354838.

105. McNeil M., Albersheim P. The Structure of Plant Cell Walls VII. BARLEY ALEURONE CELLS // Plant Physiol. 1975. Vol. 55. P. 64-68.

106. McNeil M., Darvill A.G., Fry S.C., Albersheim P. Structure and function of the primary cell walls of plants // Annu. Rev. Biochem. 1984. Vol. 53. P. 625663.

107. Mellinger C.G., Carbonero E.R., Cipriani T.R., Gorin P.A., Iacomini M. Xylans from the medicinal herb Phyllanthus niruri // J. Nat. Prod. 2005. Vol. 68. № l.P. 129-132.

108. Nielsen H., Engelbrecht J., Brunak S., von Heijne G. Identification of prokaryotic and eukaryotic signal peptides and prediction of their cleavage sites // Protein Eng. 1997. Vol. 10. № 1. P. 1-6.

109. Orejas M., MacCabe A.P., Perez Gonzalez J.A., Kumar S., Ramon D. Carbon catabolite repression of the Aspergillus nidulans xlnA gene // Mol. Microbiol. 1999. Vol. 31. № l.P. 177-184.

110. Perez-Gonzalez J.A., De Graaff L.H., Visser J., Ramon D. Molecular cloning and expression in Saccharomyces cerevisiae of two Aspergillus nidulans xylanase genes // Appl. Environ. Microbiol. 1996. Vol. 62. № 6. P. 21792182.

111. Perez S., Mazeau K., Herve du Penhoat C. The three-dimensional structures of the pectic polysaccharides // Plant Physiol. Biochem. 2000. Vol. 38. № 1-2. P. 37-55.

112. Raghukumar C., Muraleedharan U., Gaud V.R., Mishra R. Xylanases of marine fungi of potential use for biobleaching of paper pulp // J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 2004. Vol. 31. № 9. P. 433-441.

113. Rahman A.K., Sugitani N., Hatsu M., Takamizawa K. A role of xylanase, alpha-L-arabinofuranosidase, and xylosidase in xylan degradation // Can. J. Microbiol. 2003. Vol. 49. № 1. P. 58-64.

114. Rao M., Gaikwad S., Mishra C., Deshpande V. Induction and catabolite repression of cellulase in Penicillium funiculosum II Appl. Biochem. Biotechnol. 1988. Vol. 19. № 2. P. 129-137.

115. Ratanachomsri U., Sriprang R., Sornlek W., Buaban В., Champreda V., Tanapongpipat S., Eurwilaichitr L. Thermostable xylanase from Marasmius sp.: purification and characterization // J. Biochem. Mol. Biol. 2006. Vol. 39. № l.P. 105-110.

116. Rauscher R., Wurleitner E., Wacenovsky C., Aro N., Strieker A.R., Zeilinger S., Kubicek C.P., Penttila M., Mach R.L. Transcriptional regulation of xynl, encoding xylanase I, in Hypocrea jecorina // Eukaryot. Cell. 2006. Vol. 5. № 3. P. 447-456.

117. Ricardo F.A., Frederick M.M., Frederick J.R., Reilly P.J. Purification and characterization of endo-xylanases from Aspergillus niger. III. An enzyme of pi 3.65 // Biotechnol. Bioeng. 1985. Vol. 27. № 4. P. 539-546.

118. Romanowska I., Polak J., Bielecki S. Isolation and properties of Aspergillus niger IBT-90 xylanase for bakery // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2006. Vol. 69. №6. P. 665-671.

119. Royer J.C., Nakas J.P. Purification and characterization of two xylanases from Trichoderma longibrachiatum II Eur. J. Biochem. 1991. Vol. 202. № 2. P. 521-529.

120. Royer J.C., Novak J.S. N.J.P. Apparent cellulase activity of purified xylanase is due to contamination of assay substrate with xylan // J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 1992. Vol. 11. № 1. P. 59 61.

121. Ruijter G.J., Visser J. Carbon repression in Aspergilli II FEMS Microbiol. Lett. 1997. Vol. 151. № 2. P. 103-114.

122. Saarelainen R., Paloheimo M., Fagerstrom R., Suominen P.L., Nevalainen K.M. Cloning, sequencing and enhanced expression of the Trichoderma reesei endoxylanase II (pi 9) gene xln2 II Mol. Gen. Genet. 1993. Vol. 241. P. 497-503.

123. Sakamoto Т., Sakai T. Analysis of structure of sugar-beet pectin by enzymatic methods. // Phytochemistry. 1995. Vol. 39. № 4. P. 821-823.

124. Schmidt A., Gubitz G.M., Kratky C. Xylan binding subsite mapping in the xylanase from Penicillium simplicissimum using xylooligosaccharides as cryo-protectant// Biochemistry. 1999. Vol. 38. № 8. P. 2403-2412.

125. Schmidt A., Schlacher A., Steiner W., Schwab H., Kratky C. Structure of the xylanase from Penicillium simplicissimum II Protein Sci. 1998. Vol. 7. № 10. P. 2081-2088.

126. Schwartz T.W. The processing of peptide precursors. 'Proline-directed arginyl cleavage' and other monobasic processing mechanisms // FEBS Lett. 1986. Vol. 200. № l.P. 1-10.

127. Shei J.C., Fratzke A.R., Frederick M.M., Frederick J.R., Reilly P.J. Purification and characterization of endo-xylanases from Aspergillus niger. II. An enzyme of pi 4.5 // Biotechnol. Bioeng. 1985. Vol. 27. № 4. P. 533 538.

128. Showalter A.M. Structure and Function of Plant Cell Wall Proteins // The Plant Cell. 1993. Vol. 5. P. 9-23.

129. Silva С. H. C., Puis J., Valle de Sousa M., Ferreira Filho E. X. Purification and characterization of low molecular weight xylanase from solid-state cultures of Aspergillus fumigatus Fresenius II Rev. Microbiol. 1999. Vol. 30. P. 114-119.

130. Simao R.C., Souza C.G.M., Peralta R.M. Induction of xylanase in Aspergillus tamarii by methyl B-d-xyloside // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1997. Vol. 47. № 3. P. 267-271

131. Strauss J., Mach R.L., Zeilinger S., Harder G., Stoffler G., Wolschek M., Kubicek C.P. Crel, the carbon catabolite repressor protein from Trichoderma reesei II FEBS Lett. 1995. Vol. 376. № 1-2. P. 103-107.

132. Subramaniyan S., Prema P. Biotechnology of microbial xylanases: enzymology, molecular biology, and application // Crit. Rev. Biotechnol. 2002. Vol. 22. № 1. P. 33-64.

133. Tan L. U. L., Wong К. K. Y., Yu E. К. C., Saddler J. N. Purification and characterization of two -xylanases from Trichoderma harzianum II Enzyme. Microb. Technol. 1985. Vol. 7. № 9. P. 425-430.

134. Tanaka H., Nakamura Т., Hayashi S., Ohta K. Purification and properties of an extracellular endo-l,4-beta-xylanase from Penicillium citrinum and characterization of the encoding gene // J. Biosci. Bioeng. 2005. Vol. 100. № 6. P. 623-630.

135. Tokumoto H., Wakabayashi K., Kamisaka S., Hoson T. Changes in the sugar composition and molecular mass distribution of matrix polysaccharides during cotton fiber development. // Plant Cell Physiol. 2002. Vol. 43. № 4. P. 411-418.

136. Torronen A., Harkki A., Rouvinen J. Three-dimensional structure of endo-1,4-beta-xylanase II from Trichoderma reesei: two conformational states in the active site. // EMBO J. 1994. Vol. 13. № 11. P. 2493-2501.

137. Torronen A., J. R. Structural comparison of two major endo-l,4-xylanases from Trichoderma reesei. И Biochemistry. 1995. Vol. 34. № 3. P. 847-856.

138. Torronen A., Mach R.L., Messner R., Gonzalez R., Kalkkinen N., Harkki A., Kubicek C.P. The two major xylanases from Trichoderma reesei: characterization of both enzymes and genes // Biotechnology (N. Y.). 1992. Vol. 10. № 11. P. 1461-1465.

139. Vrsanska M., Gorbacheva I.V., Kratky Z., Biely P. Reaction pathways of substrate degradation by an acidic endo-l,4-beta-xylanase of Aspergillus niger II Biochim. Biophys. Acta. 1982 Vol. 704. № 1. P. 114-122.

140. Witterveen C.F.B., Busink R., van de Vondervoort P., Dijkema C., Swart K., Visser J. L-arabinose and D-xylose catabolism in Aspergillus niger II J. Gen. Microbiol. 1989. Vol. 135. № 8. P. 2163-2171.

141. Wurleitner E., Pera L., Wacenovsky C., Cziferszky A., Zeilinger S., Kubicek C.P., Mach R.L. Transcriptional regulation of xyn2 in Hypocrea jecorina // Eukaryot. Cell. 2003. Vol. 2. № 1. P. 150-158.

142. Xiong H., Turunen O., Pastinen O., Leisola M., von Weymarn N. Improved xylanase production by Trichoderma reesei grown on L-arabinose and lactose or D-glucose mixtures // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2004. Vol. 64. № 3. P. 353-358.

143. Xu J., Nogawa M., Okada H., Morikawa Y. Regulation of хупЗ gene expression in Trichoderma reesei PC-3-7 // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2000. Vol. 54. №3. P. 370-375.

144. York W.S., Kumar Kolli V.S., Orlando R., Albersheim P., Darvill A.G. The structures of arabinoxyloglucans produced by solanaceous plants // Carbohydr. Res. 1996. Vol. 285. № 14. P. 99-128.

145. Zadra I., Abt В., Parson W., Haas H. xylP promoter-based expression system and its use for antisense downregulation of the Penicillium chrysogenumnitrogen regulator NRE // Appl. Environ. Microbiol. 2000. Vol. 66. № 11. P. 4810-4816.

146. Zeilinger S., Mach R.L., Schindler M., Herzog P., Kubicek C.P. Different inducibility of expression of the two xylanase genes xynl and xyn2 in Trichoderma reesei //J. Biol. Chem. 1996. Vol. 271. № 41. p. 25624-25629.