Механизм подавления агрегации белков α-кристаллином тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Ханова, Елена Анатольевна

• Ханова, Елена Анатольевна
• кандидат биологических наук
• 2006

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Ханова, Елена Анатольевна

Список сокращений.

Введение.

Глава 1. Обзор ^итературы.

1.1. Агрегация белков.

1.2. Общая характеристика белков теплового шока

1.3. Малые белки теплового шока.

1.4. а-Кристаллин: структура, свойства и шапероноподобная функция.

1.4.1. Сравнение структуры а-кристаллина и малых белков теплового шока.

1.4.2. Олигомерная структура а-кристаллина.

1.4.3. Стабильность а-кристаллина.

1.4.4. Шапероноподобная активность а-кристаллина. Подавление агрегации белков а-кристаллицом.

1.5. p-Кристаллин хрусталика глаза быка: структура, термостабилыюсть.

1.5.1. Влияние УФ-облучения на структуру и агрегацию p-кристаллина.

1.6. Глицеральдегид-З-фосфатдегидрогеназа из мышц кролика: структура, термостабил^ность.

1.7. Транскетолаза из Saccharomyces cerevisiae: структура, термостабил ^ность.

1.8. Алкогольдегидрогеназа I из Saccharomyces cerevisiae: структура, термостабил|>ность.

Глава 2. Материалы и методы.

2.1. Материалы.

2.1.1. Выделение и очистка а- и Р-кристаллинов.

2.1.2. Глицераль^егид-З-фосфатдегидрогеназа.

2.1.3. Транскетолаза из Saccharomyces cerevisiae.

2.1.4. Очистка а^когольдегидрогеназы I из Saccharomyces cerevisiae.

2.1.5. Рекомбинантный шаперон GroEL.

2.2. Методы.г.

2.2.1. Электрофоретический анализ в ПААГ.

2.2.2. Дифференриальная сканирующая калориметрия (ДСК).

2.2.3. Динамическое лазерное светорассеяние (ДЛС).

2.2.4. Изучение кинетики тепловой агрегации и ассоциации белков методом

ДЛС.,.

2.2.5. Аналитическое ультрацентрифугирование.

2.2.6. Определение активности глицеральдегид-3-фосфат-дегидрогеназы.

2.2.7. Термоинакгивация глицеральдегид-3-фосфат-дегидрогеназы.

2.2.8. Определение активности алкогольдегидрогеназы I из Saccharomyces cerevisiae.

2.2.9. УФ-обдучение Р-кристаллина.

Глава 3. Результаты и обсуждение.

3.1. Исследование стабильности а-кристаллина в процессе нагревания.

3.2. Тепловая денатурация и агрегация Рь-кристаллина.

3.2.1. Электрофррез препарата Рь-кристаллина в ПААГ.

3.2.2. Седиментационный анализ препарата Рь-кристаллина.

3.2.3. Тепловая денатурация PL-кристалина в отсутствие и в присутствии а-кристаллина.

3.2.4. Кинетика тепловой агрегации Рь-кристаллина.'.

3.2.5. Влияние а-кристаллина на кинетику агрегации Рь-кристаллина.

3.2.6. Агрегация УФ-облученного Р-кристаллина. Влияние а-кристаллина.

3.3. Тепловая денатурация и агрегация глицеральдегид-3-фосфат-дегидрогеназы (ГАФД).

3.3.1. Тепловая денатурация ГАФД.

3.3.2. Седиментационный анализ ГАФД.

3.3.3. Исследование кинетики агрегации ГАФД при различных температурах.

3.3.4. Зависимость кинетики агрегации ГАФД от концентрации белка при 55 °С.

3.3.5. Корреляция между тепловой агрегацией и инактивацией ГАФД.

3.3.6. Корреляция между тепловой денатурацией и агрегацией ГАФД.

3.3.7. Влияние а-кристаллина на тепловую денатурацию ГАФД.

3.3.8. Седиментационный анализ ГАФД в присутствии а-кристаллина.

3.3.9. Влияния а-кристаллина на процесс тепловой инактивации ГАФД.

3.3.10. Влияние а-кристаллина на кинетику тепловой агрегации ГАФД при 45 и

55 °С.

3.3.11. Влияние а-кристаллина на тепловую агрегацию ГАФД при нагревании с постоянной скоростью.

3.3.12 Влияние GroEL на кинетику тепловой агрегации ГАФД при 45 °С.

3.4. Тепловая агрегация транскетолазы из Saccharomyces cerevisiae.

3.4.1. Кинетика агрегации магниевой и кальциевой форм холофермента ТК при нагревании с портоянной скоростью.

3.4.2. Кинетика агрегации магниевой и кальциевой форм холофермента ТК при постоянной температуре.

3.5. Тепловая денатурация и агрегация алкогольдегидрогеназы I из Saccharomyces cerevisiae.

3.5.1. Тепловая денатурация алкогольдегидрогеназы.

3.5.2. Тепловая денатурация алкогольдегидрогеназы в присутствии а-кристаллина.

3.5.3. Кинетика тепловой агрегации алкогольдегидрогеназы.

3.5.4. Влияние а-кристаллина на кинетику агрегации алкогольдегидрогеназы.

3.5.5. Влияние а-кристаллина на тепловую агрегацию АДГ I в режиме нагревания с постоянной скоростью.

3.5.6. Корреляция между тепловой денатурацией и агрегацией АДГ 1.

3.5.7. Моделирование трехмерной структуры АДГ I из Saccharomyces cerevisiae.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Механизм подавления агрегации белков α-кристаллином»

Неправильный фолдинг и агрегация белков сопровождаются образованием нерастворимых внутриклеточных структур. В связи с тем, что в основе патогенеза значительной части дегенеративных и нейродегенеративных, так называемых «конформационных» заболеваний человека лежат изменения вторичной и/или третичной структуры белков, приводящие к формированию нерастворимых агрегатов с различной надмолекулярной организацией [Fink, 1998; Dobson, 1999; Kopito, 2000; Bucciantini et al., 2002; Bloemendal et al., 2004; Маркосян и Курганов, 2004; Wickner et al., 1999], изучению агрегации белков уделяется большое внимание. Проблему агрегации белков приходится учитывать не только в медицине, но и при решении биотехнологических задач, поскольку рекомбинантные белки также часто агрегируют. В физиологических условиях белковые агрегаты не накапливаются в клетках благодаря существованию внутриклеточного механизма «контроля качества» ("quality control") белков, который осуществляется в результате совместного действия шаперонов и протеиназ [Hammond and Helenius, 1995; Brodsky and McCracken, 1999]. а-Кристаллин, основной белок хрусталика глаза млекопитающих, являясь представителем семейства малых белков теплового шока, обладает шапероноподобной активностью, способен к образованию устойчивых растворимых комплексов с денатурированными белками и, таким образом, подавляет их агрегацию [Putilina, 2003]. В хрусталике а-кристаллин обеспечивает защиту (3- и у-кристаллинов от ультрафиолетового облучения и окислительного стресса, повреждающих эти кристаллины и приводящих к развитию катаракты [Lee, 1998]. Образованиеа/у и а/(3 комплексов в хрусталике глаза играет важную роль в поддержании его прозрачности и светопреломляющих свойств. Повышенная экспрессия а-кристаллина обнаруживается также во многих тканях в условиях стресса и при различных патологиях. В связи с обнаружением того, что а-кристаллин in vitro обладает шапероноподобной активностью, появились многочисленные работы по изучению его влияния на денатурацию и агрегацию различных белков и ферментов[Ноок and Harding, (1998); Boyle and Takemoto, 1994; Horwitz, 1992b; Abgar, 2001; Wang and Spector, 1994; Raman, 1995]. Было установлено, что шапероноподобная активность а-кристаллина зависит от многих факторов, включая температуру инкубации, скорость нагревания и концентрацию [Horwitz, 1992Ь]. Показано также, что подавление тепловой агрегации белков а-кристаллином является результатом гидрофобных взаимодействий [Wang and Spector 1994; Surewicz and Olesen 1995] и при повышении температуры шапероноподобная активность а-кристаллина возрастает [Wang and Spector 1994; Surewicz and Olesen, 1995; Putilina, et. al., 2003; Raman et. al., 1995; Datta and Rao, 1999; Raman and Rao, 1997]. Тем не менее, несмотря на многочисленные исследования по взаимодействию а-кристаллина с белковыми субстратами при нагревании, механизм подавления тепловой агрегации белков а-кристаллином остается невыясненным.

Целью настоящей работы является изучение механизма тепловой денатурации и агрегации белков и изучение механизма подавления агрегации белков а-кристаллином. В соответствии с этой целью были поставлены следующие задачи:

1. Изучить кинетику тепловой агрегации pL-кристаллина из хрусталика глаза быка при 60 °С и агрегацию УФ-облученного Рь-кристаллина при 37 °С.

2. Изучить кинетику тепловой агрегации глицеральдегид-3-фосфат-дегидрогеназы из мышц кролика.

3. Изучить кинетику агрегации алкогольдегидрогеназы I из Saccharomyces cerevisiae.

4. Изучить и провести сравнительный анализ влияния а-кристаллина на кинетику тепловой агрегации Рь-кристаллина, глицеральдегид-3-фосфат-дегидрогеназы и алкогольдегидрогеназы I.

5. Исследовать агрегацию магниевой и кальциевой холоформ транскетолазы из Saccharomyces cerevisiae в процессе нагревания.

Научная новизна и практическое значение.

При анализе данных по кинетике агрегации белков, полученных методом динамического лазерного светорассеяния (ДЛС) впервые проведено систематическое рассмотрение графиков зависимости интенсивности светорассеяния от гидродинамического радиуса (/?ь)- Установлен линейный характер начальных участков этих зависимостей, что обеспечивает простой способ оценки размера стартовых агрегатов. Разработан метод определения длительности лаг-периода, на протяжении которого происходит формирование стартовых агрегатов.

На основании изучения кинетики агрегации белков методом ДЛС сформулирован новый механизм агрегации белков, включающий стадии разворачивания белковой молекулы, формирования стартовых агрегатов и роста фрактального агрегата путем слипания стартовых агрегатов.

Установлен механизм подавления агрегации белков в присутствии а-кристаллина. Показано, что агрегация белков подавляется в результате уменьшения размера стартовых агрегатов. Вероятность слипания при соударении таких частиц становится меньше единицы.

Показано, что анализ зависимости гидродинамического радиуса от времени позволяет выявить белки, которые в развернутом состоянии проявляют шапероноподобную активность (то есть защищают себя от агрегации). Примером может служить алкогольдегидрогеназа I из Saccharomyces cerevisiae.

Результаты, полученные методами ДЛС и ДСК при нагревании ГАФД с постоянной скоростью, позволили установить корреляцию между тепловой агрегацией и денатурацией белков (ГАФД). Методом седиментационного анализа показана диссоциация тетрамерного фермента ГАФД при повышенных температурах.

Понимание процессов формирования белковых агрегатов в клетке открывает новые перспективы в исследовании и лечении так называемых "конформационных" заболеваний. Исследование шапероноподобной активности а-кристаллина может способствовать выяснению его разнообразных функций в различных тканях в норме, в условиях стресса и при различных патологических нарушениях. Результаты исследований механизма агрегации белков и механизма шапероноподобной активности а-кристаллина можно использовать в работах по поиску химических агентов, которые блокируют агрегацию и модулируют защитное действие а-кристаллина.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Ханова, Елена Анатольевна

выводы

1. С использованием метода динамического лазерного светорассеяния изучена кинетика тепловой агрегации pL-кристаллина из хрусталика глаза быка, глицеральдегид-3-фосфат-дегидрогеназы из мышц кролика, транскетолазы и алкогольдегидрогеназы I из Saccharomyces cerevisiae. Контроль за стадией денатурации белков осуществляли при помощи метода дифференциальной сканирующей калориметрии.

2. Предложен новый механизм агрегации белков, приводящей к образованию аморфных агрегатов. Этот механизм включает стадию образования стартовых агрегатов и следующую за ней стадию слипания стартовых агрегатов, ведущую к образованию крупных агрегатов, склонных к преципитации. Предложен метод оценки размеров стартовых агрегатов. Метод основан на построении графика зависимости интенсивности светорассеянии (I) от гидродинамического радиуса (Rh). Гидродинамический радиус стартовых агрегатов определяется как отрезок, отсекаемый на оси абсцисс линейной зависимостью / от Rh.

3. Проанализирован характер зависимости гидродинамического радиуса от времени для тепловой агрегации pL-кристаллина и глицеральдегид-3-фосфат-дегидрогеназы. Распределение частиц по размерам остается унимодальным в ходе агрегации. Начальные участки зависимостей Rh от времени являются линейными. При достаточно больших временах зависимости Rh от времени подчиняются степенной функции с величиной фрактальной размерности агрегатов (d{), близкой к 1.8. Сделан вывод, что агрегация протекает в режиме «diffusion-limited cluster-cluster aggregation» (кинетический режим, при котором каждое столкновение приводит к слипанию взаимодействующих частиц).

4. С использованием метода аналитического ультрацентрифугирования установлен диссоциативный механизм тепловой денатурации глицеральдегид-3-фосфат-дегидрогеназы.

5. На примере а-кристаллина (белка, обладающего шапероноподобной активностью) предложен новый механизм подавления агрегации белков шаперонами. Включение а-кристаллина в стартовые агрегаты приводит к уменьшению их размера и снижению вероятности слипания взаимодействующих частиц при их столкновении (переход процесса агрегации в режим «reaction-limited cluster-cluster aggregation»).

6. Показано, что анализ зависимости гидродинамического радиуса от времени позволяет выявить белки, которые в развернутом состоянии проявляют шапероноподобную активность (т.е. защищают себя от агрегации). Примером может служить дрожжевая алкогольдегидрогеназа I.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Многие белки теплового шока, экспрессируются в клетках в больших количествах в ответ на стресс (тепловой, окислительный или токсический) и представлены несколькими классами. а-Кристаллин, как и многие другие белки теплового шока, проявляет шапероноодобные свойства, включая способность предотвращать преципитацию денатурированных белков и повышать клеточную устойчивость к стрессу.

На основании изучения кинетики агрегации олигомерных белков (Рь-кристаллина из хрусталика глаза, глицеральдегид-3-фосфат-дегидрогеназы из мышц кролика, дрожжевой транскетолазы и алкогольдегидрогеназы) предложен новый способ анализа кинетических кривых тепловой агрегации, который был использован для объяснения механизма агрегации белков.

Согласно данным ДЛС распределение белковых агрегатов по гидродинамическому радиусу (Rh) остается мономодальным до момента преципитации крупных агрегатов. Анализируя данные по кинетике агрегации Рь-кристаллина, мы провели систематический анализ графиков зависимости интенсивности светорассеяния от гидродинамического радиуса (Rh). На основании анализа подобных графиков установлено, что процесс агрегации включает латентную стадию. Начальный участок зависимости интенсивности светорассеяния от гидродинамического радиуса линеен и отсекает на оси абсцисс величину, соответствующую значению размеров стартовых агрегатов (/?ь,о)> сформировавшихся на протяжении латентной стадии. Определение размеров стартовых агрегатов для других белков показало, что стартовые агрегаты могут содержать сотни или даже тысячи мономеров денатурированного белка. Продолжительность латентной стадии (to), во время которой происходит формирование стартовых агрегатов, мы определили из графика зависимости Rh от времени. Оказалось, что размер стартовых агрегатов У?к,о остается постоянным и не зависит от концентрации белка в пробе, тогда как, величина /о возрастает с уменьшением концентрации белка. При достаточно больших значениях времени зависимость Rh от времени описывается степенной функцией, где показатель степени - фрактальная размерность (d[), т.е. структурная характеристика агрегата, сформировавшегося в результате неупорядоченных взаимодействий (случайная агрегация). Для кинетики агрегации белков фрактальная размерность близка к 1.8. Это означает, что процесс агрегации протекает в режиме «diffusion-limited cluster-cluster aggregation», т.е. в режиме, при котором скорость взаимодействия частиц лимитируется диффузией. Для этого режима агрегации вероятность слипания сталкивающихся частиц равна единице [Weitz et al., 1985; Weitz and Lin, 1986; Dfez-Orrite, 2005; van Garderen et al., 1994].

Согласно данным ДЛС, в присутствии а-кристаллина популяция агрегатов в ходе нагревания расщепляется на два компонента. Агрегаты первого типа стабильны и их размер не изменяется во времени. Агрегаты второго типа растут при нагревании, достигая крупных размеров, и склонны к преципитации. В присутствии а-кристаллина наблюдается уменьшение размеров стартовых агрегатов и увеличение длительности латентной стадии. Зависимость Rh от времени подчиняется экспоненциальному закону. Выполнение этой закономерности означает резкое изменение кинетического режима агрегации, в результате чего вероятность слипания сталкивающихся частиц становится меньше единицы (так называемый режим «reaction-limited cluster-cluster aggregation»). Мы полагаем, что защитное действие шаперонов заключается в формировании белковых агрегатов меньшего размера.

Агрегация АДГ I по характеру напоминает агрегацию белков в присутствии а-кристаллина: начальные участки зависимостей Rь от времени следуют экспоненциальному закону, и униномодальное распределение агрегатов по размеру меняется в ходе агрегации на бимодальное. Выполнимость экспоненциального закона указывает на то, что агрегация АДГ I протекает в кинетическом режиме, соответствующем режиму «reaction-limited cluster-cluster aggregation» (в этом режиме вероятность слипания сталкивающихся частиц меньше единицы). В случае агрегации АДГ I защитное действие а-кристаллина реализуется при более низких его концентрациях в отличие от агрегации других изученных белков. В присутствии а-кристаллина размер стартовых агрегатов уменьшается. Однако параметр /о при увеличении концентрации шаперона не меняется. Мы предположили, что молекула АДГ I содержит внутримолекулярный шаперон, который блокирует собственную агрегацию белка. Таким образом, анализ агрегации белков методом ДЛС, а именно, измерение гидродинамического радиуса в процессе агрегации, позволяет не только выявить кинетический режим агрегации, но и дает дополнительную информацию о наличии внутримолекулярного шаперона в белковой молекуле.

Ряд авторов полагают, что механизм агрегации белков, наряду со стадией разворачивания белковой молекулы, включает стадию образования ядра агрегата и стадию роста агрегата [Oosawa and Kasai, 1962; Курганов, 2002; Курганов и др., 2002; Wang and Kurganov, 2003]. Этот механизм агрегации белка, протекающий через стадию образования ядер агрегации, обозначен как «nucleation-dcpcndent aggregation». Следует иметь в виду, что, ссли бы рост агрегатов происходил пугем присоединения денатурированных молекул белка к начальному ядру, то их размер приближался бы к предельному значению Я), при довольно больших временах, когда денатурированный белок исчерпан [Speed et al., 1997]. Полученные нами данные свидетельствуют о том, что нарастание размеров белковых фрегатов протекает во времени непрерывно вплоть до размеров, при которых начинается преципитация агрегатов. Это означает, что механизм агрегации белка посредством стадии нуклеации маловероятен.

Па основании полученных данных нами сформулированы новые представления о механизме агрегации белков и разработан новый механизм подавления агрегации белков шаперонами (на примере а-кристаллина).

Рис. 78. Механизм агрегации белков, протекающей через стадию образования стартовых агрегатов.

На рис. 78 показан общий механизм агрегации денатурированного белка, включающий стадию формирования стартовых агрегатов, стадию слипания стартовых агрегатов (первичных кластеров) и агрегатов более высокого порядка (рост фрактального агрегата). Такой путь агрегации происходит в режиме «diffusion-limited cluster-cluster aggregation» (каждое столкновение приводит к слипанию взаимодействующих частиц) и, в конечном итоге, приводит к появлению относительно рыхлых структур больших размеров, склонных к преципитации (аморфные агрегаты).

На рис. 79 предложен механизм подавления агрегации белков шаперонами. В присутствии шаперона (а-кристаллина) агрегация белка тормозится за счет уменьшения размера стартовых агрегатов. Это происходит в результате включения шаперона в стартовые агрегаты. Вероятность слипания при соударении таких частиц становится белок роваиный Стартовый белок агрегат

Фрактальный агрегат меньше единицы, при этом образуются более компактные агрегаты. Таким образом, в присутствии а-кристаллина происходит переход агрегации из режима «diffusion-limited cluster-cluster aggregation» в режим «reaction-limited cluster-cluster aggregation».

Рис. 79. Механизм подавления агрегации белков а-кристаллином. (7) Относительно низкие концентрации а-кристаллина; (2) относительно высокие концентрации а-кристаллина.

На схеме рис. 79 представлены два пути образования комплексов шаперона с субстратом. В присутствии относительно низких концентраций а-кристаллина образующиеся стартовые агрегаты слипаются в агрегаты более крупного размера, склонные к преципитации. Для этого механизма агрегации наблюдается расщепление агрегатов на две популяции частиц. При относительно высоких концентрациях а-кристаллина образуются комплексы шаперона с белковым субстратом, которые проявляют низкую способность к дальнейшей агрегации.

Фрактальный агрегат а-кристаллина с субстратом

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Ханова, Елена Анатольевна, 2006 год

1. Abgar S., Backmann J., Aerts Т., Vanhoudt J. and Clauwaert J. (2000) The structural differences between bovine lens alphaA- and alphaB-crystallin. Eur. J. Biochem., 267, 5916-5925.

2. Abgar S., Vanhoudt J., Aerts T. and Clauwaert J. (2001) Study of the chaperoning mechanism of bovine lens a-crystallin, a member of the a small heat shock superfamily. Biophys. J. 80,1986-1995.

3. Ajaz M.S., Ma Z., Smith D.L. and Smith J.B. (1997) Size of human lens beta-crystallin aggregates are distinguished by N-terminal truncation of beta Bl. J. Biol. Chem, 272, 11250-11255.

4. Andley U.P, Clark B.A. (1989) The effects of near-UV radiation on human lens beta-crystallins: protein structural changes and the production of 02- and H202. Photochem Photobiol. 7,97-105.

5. Andley U.P., Sawardekar M.A., Burns J.L. (1997) Action spectrum for photocross-linking of human lens proteins. Photochem Photobiol., 65,556-559.

6. Anfinsen C.B. (1973) Principles that govern the folding of protein chains. Science 181,223-230.

7. Augusteyn R.C. (2004) Dissociation is not required for alpha-crystallin's chaperone function. Exp.Eye Res., 79,781-784.

8. Augusteyn R.C., Koretz JF, Schurtenberger P. (1989) The effect of phosphorylation on the structure of a-crystallin. Biochim. Biophys. Acta., 999,293-299.

9. Augusteyn R.C., Stevens A. (1998) Macromolecular structure of the eye lens. Prog Polymer Sci., 23,375-413.

10. Avilov S., Aleksandrova N.A. and Demchenko A. P. (2004) Quaternary structure of a-crystallin is necessary for the binding of unfolded proteins. A surface plasmon resonance study. Prot. Pept. Lett., 11,1-8.

11. Aymard P., Gimel J.C., Nicolai T. and Durand D. (1996) Experimental evidence for a two-step process in the aggregation of beta-lactoglobulin at pH 7. J. Chim. Phys., 93, 987-997.

12. Ball R.C., Weitz D.A., Witten T.A. and Leyvraz F. (1987) Universal kinetics in reaction-limited aggregation. Phys. Rev. Lett., 58,274-277.

13. Banfield M.J., Salvucci M.E., Baker E.N., Smith C.A. (2001) Crystal structure of the NADP(H)-dependent ketose reductase from Bemisia argentifolii at 2.3 A resolution. J. Mol. Biol., 306,239-250.

14. Bateman O.A., Sarra R., van Genesen S.T., Kappe G., Lubsen N.H. and Slingsby C. (2003) The stability of human acidic p-crystallin oligomers and hetero-oligomers. Exp. Eye Res., 77,409-422.

15. Baussay K., Bon L.C., Nicolai Т., Durand D. and Busnel J.P. (2004) Influence of the ionic strength on the heat-induced aggregation of the globular protein beta-lactoglobulin at pH 7. Int. J. Biol. Macromol., 34, 21-28.

16. Becker J. and Craig E.A. (1994) Heat-shock proteins as molecular chaperones. Eur. J. Biochem., 219,11-23.

17. Bellotti V., Mangione P., Stoppini M. (1999) Biological activity and pathological implications of misfolded proteins. Cell. Mol. Life Sci., 55,977- 991.

18. Berbers G.A., Brans A.M., Hoekman W.A, Slingsby C., Bloemendal H. and de Jong W.W. (1983) Aggregation behavior of the bovine beta-crystallin Bp chain studied by limited proteolysis. Biochim. Biophys. Acta., 748,213-219.

19. Berbers G.A., Hoekman W.A., Bloemendal H. de Jong W.W., Kleinschmidt T. and Braunitzer G. (1984) Homology between the primary structures of the major bovine beta-crystallin chains. Eur. J. Biochem., 139,467-479.

20. Berbers G.A.M., Boermann O.C., Bloemendal H. and de Jong W.W. (1982) Primary gene products of bovine beta-crystallin and reassociation behaviour of its aggregates. Eur. J. Biochem., 128,495-502.

21. Bettelheim F.A., Ansari R., Cheng Q.F. and Zigler J.SJr. (1999) The mode of chaperoning of dithiothreitol-denatured alpha-lactalbumin by alpha-crystallin. Biochem. Biophys. Res. Commun., 261, 292-297.

22. Bhat S.P., Nagineni C.N. (1989) Alpha В subunit of lens specific protein alpha-crystallin is present in other ocular and non-ocular tissues. Biochem. Biophys. Res. Commun., 158,319-325.

23. Bhattacharyya J., Santhoshkumar P. and Sharma K.K. (2003) A peptide sequence — YSGVCHTDLHAWHGDWPLPVK 40-60. —in yeast alcohol dehydrogenase prevents the aggregation of denatured substrate proteins. Biochem. Biophys. Res. Commun., 307,1-7.

24. Bindels J.G., Koppers A. and Hoenders H.J. (1981) Structural aspects of bovine P-crystallins: Physical characterization including dissociation-association behavior. Exp. Eye Res., 33, 333-343.

25. Bloemendal H., de Jonga W., Jaenicke R., Lubsena N.H., Slingsby C. and Tardieu A. (2004) Ageing and vision: structure, stability and function of lens crystalline, Progr. Biophys. Mol. Biol., 86,407-485.

26. Borges J.C. and Ramos C.H. (2005) Protein folding assisted by chaperones. Protein Pept. Lett., 12,257-261.

27. Borkman RF, Knight G, Obi В. (1996) The molecular chaperone alphacrystallin inhibits UV-induced protein aggregation. Exp Eye Res., 62,141-148.

28. Bova M.P., Ding L.L., Horwitz J. and Fung B.K. (1997) Subunit exchange of aA-crystallin. J. Biol. Chem., 272,29511-29517.

29. Boyle D. and Takemoto L. (1994) Characterization of the alpha-gamma and alpha-beta complex: evidence for an in vivo functional role of alpha-crystallin as a molecular chaperone. Exp. Eye Res., 58,9-16.

30. Braig K., Otwinowski Z., Hedge R., Boisvert D.C., Joachimiak A., Horwich A.L. and Sigler P.B. (1994) The crystal structure of the bacterial chaperonin GroEL at 2.8 A. Nature, 371,578-586.

31. Brodsky J.L. and McCracken A.A. (1999) ER protein quality control and proteasome-mediated protein degradation. Semin. Cell Dev. Biol, 10,507-513.

32. Brown P.H. and Schuck P. (2006) Macromolecular size-and-shape distributions by sedimentation velocity analytical ultracentrifugation. Biophys. J., 90,4651-4661.

33. Bucciantini M., Giannoni E., Chiti F., Baroni F., Formigli L., Zurdo J., Taddei N., Ramponi G., Dobson C.M. and Stefani M. (2002) Inherent toxicity of aggregates implies a common mechanism for protein misfolding diseases. Nature, 416,507-511.

34. Buchner J., Schmidt M., Fuchs M., Jaenicke R., Rudolph R., Schmid F.X., Kiefhaber T. (1991) GroE facilitates refolding of citrate synthase by suppressing aggregation. Biochemistry, 30,1586-1591.

35. Bukau B. and Horwich A.L. (1998) The Hsp70 and Hsp60 chaperone machines. Cell, 92,351-366.

36. Burgio M.R., Kim C.J., Dow C.C. and Koretz J.F. (2000) Correlation between the chaperone-like activity and aggregate size of alpha-crystallin with increasing temperature. Biochem. Biophys. Res. Commun., 268,426-432.

37. Carrell R.W. and Lomas D.A. (1997) Conformational disease. Lancet, 350,134-138.

38. Carrio M.M., and Villaverde A. (2002) Construction and deconstruction of bacterial inclusion bodies. J. BiotechnoL, 96,3-12.

39. Carver J.A. (1999) Probing the Structure and Interactions of Crystallin Proteins by NMR Spectroscopym. Prog. Retin. Eye Research, 18,431-462.

40. Carver J.A., Aquilina J.A. and Truscott R.J. (1994a) On the interaction of a-crystallin with unfolded proteins. Biochim. Biophys. Acta., 1164,24-28.

41. Carver J.A., Aquilina J.A. and Truscott R.J.W. (1994b) A possible chaperone-like quaternary structure for a-crys-tallin. Exp. Eye Res., 59,231-234.

42. Carver J.A., Aquilina J.A., Cooper P.G. and Williams G.A. (1994c) Alpha-crystallin: molecular chaperone and protein surfactant. Biochim. Biophys. Acta., 1204,195-206.

43. Carver J.A., Cooper P.G., Truscott R.J. (1993) 1H-NMR spectroscopy of beta B2-crystallin from bovine eye lens. Conformation of the N- and C-terminal extensions. Eur. J. Biochem., 213,313-320.

44. Chen L., Sigler P.B. (1999) The crystal structure of a GroEL/peptide complex: plasticity as a basis for substrate diversity. Cell, 99,757-768.

45. Chen Y.H., He R.Q., Liu Y., Liu Y., Xue Z.G. (2000) Effect of human neuronal tau on denaturation and reactivation of rabbit muscle D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase. Biochem. J., 351,233-240.

46. Chiou S.H., Azari P., Himmel M.E. and Squire P.G. (1979) Isolation and physical characterization of bovine lens crystallins. Int. J. Pept. Protein Res., 13,409-417.

47. Clark J.I. and Huang Q.L. (1996) Modulation of the chaperone-like activity of bovine a-crystallin. Proc. Natl Acad. Sci. USA, 93,15185-15189.

48. Clark J.I. and Muchowski P.J. (2000) Small heat-shock proteins and their potential role in human disease. Curr. Opin. Struct. Biol., 10,52-59.

49. Cohen F.E. (1999) Protein misfolding and prion diseases, J. Mol. Biol., 293,313- 320.

50. Corrales F.J. and Fersht A.R. (1996) Kinetic significance of GroEL 14 (GroES7) 2 complexes in molecular chaperone activity. Fold. Des., 1,265-273.

51. Cowan-Jacob S.W., Kaufmann M„ Anselmo A.N., Stark W. and Grutter M.G. (2003) Structure of rabbit-muscle glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase. Acta Crystallogr. D. Biol. Crystallogr., 59,2218-2227.

52. Creighton Т.Е. (1993) Proteins. Structures and Molecular Properties (W.H. Freeman and Co, New York).

53. Das B.K., Liang J.J. and Chakrabarti B. (1997) Heat-induced conformational change and increased chaperone activity of lens alpha-crystallin. Curr. Eye. Res., 16,303-309.

54. Das K.P., Surewicz W.K. 1995 Temperature-induced exposure of hydrophobic surfaces and its effect on the chaperone activity of alphacrystallin. FEBS Lett., 369,321-325.

55. Dasgupta S., Hohman T.C. and Carper D. (1992) Hypertonic stress induces alpha B-crystallin expression. Exp. Eye Res., 54,461-470.

56. Datta S.A. and Rao C.M. (1999) Differential temperature-dependent chaperone-like activity of alphaA- and alphaB-crystallin homoaggregates. J. Biol. Chem., 274, 3477334778.

57. Datta S.A. and Rao C.M. (2000) Packing-induced conformational and functional changes in the subunits of alpha-crystallin. J. Biol. Chem., 275,41004-41010.

58. Davis G.J., Bosron W.F., Stone C.L., Owusu-Dekyi K., Hurley T.D. (1996) X-ray structure of human ЬЗЬЗ alcohol dehydrogenase. The contribution of ionic interactions to coenzyme binding, J. Biol. Chem., 271,17057-17061.

59. De Bolle X., Vinals C., Fastrez J. and Feymans E. (1997) Bivalent cations stabilize yeast alcohol dehydrogenase I. Biochem. J., 323, 409-413.

60. Dean R.T., Fu S., Stocker R., Davies M.J. (1997) Biochemistry and pathology of radical-mediated protein oxidation. Biochem. J., 324,1-18.

61. Delaye M. and Tardieu A. (1983) Short-range order of crystallin proteins accounts for eye lens transparency. Nature, 302,415-417.

62. Deretic D., Aebersold R.H., Morrison H.D. and Papermaster D.S. (1994) Alpha A- and alpha B-crystallin in the retina. Association with the post-Golgi compartment of frog retinal photoreceptors. J. Biol. Chem. 269, 16853-16861.

63. Derham B.K., Harding J.J. (1999) Alpha-crystallin as a molecular chaperone. Prog. Retin. Eye Res., 18,463- 509.

64. Di'ez-Orrite S., Stoll S. and Schurtenberger P. (2005) Off-lattice Monte Carlo simulations of irreversible and reversible aggregation processes. Soft Matter., 1, 364371.

65. Dobson C., Karplus M. (1999) The fundamentals of protein folding: bringing together theory and experiment. Curr. Opin. Struct. Biol, 9,92-101.

66. Dobson C.M. (1999) Protein misfolding, evolution and disease. Trends Biochem. Sci., 24,329-332.

67. Durand D., Gimel J.C. and Nicolai T. (2002) Aggregation, gelation and phase separation of heat denatured globular proteins. PhysicaA., 304,253-265.

68. Dusa A., Kaylor J., Edridge S., Bodner N. Hong D.P. and Fink A.L. (2006) Characterization of oligomers during alpha-synuclein aggregation using intrinsic tryptophan fluorescence. Biochemistry, 45,2752-2760.

69. Egan R.M., Sable H.Z. (1981) Transketolase kinetics. The slow reconstitution of the holoenzyme is due to rate-limiting dimerization of the subunits. J. Biol. Chem., 256, 4877-4883.

70. Ehrnsperger E., Lilie H., Gaestel M., Buchner J. (1999) The dynamics of hsp25 quaternary structure. Structure and function of different oligomeric species. J. Biol. Chem., 274,14867-14874.

71. Ehrnsperger M., Buchner J., Gaestel M. (1998) Molecular Chaperones in the Life Cycle of Proteins. Structure, Function and Mode of Actioa (Ed. A.L. Fink, Y. Goto. New York, Basel, Hong-Kong.: Marcel Derrker Inc., 533-575

72. Eklund H., Branden C.I. (1987) Alcohol dehydrogenase, in: F. Jurnak, A. McPherson (Eds.), Biological Molecules and Assemblies: Enzymes, 3, Wiley, New York, 73-142.

73. Eklund H., Nordstrom В., Zeppezauer E., Soderlund G., Ohlsson I., Boiwe Т., Soderberg B.O., Tapia 0., Branden C.I., Akeson A. (1976) Three-dimensional structure of horse liver alcohol dehydrogenase at 2-4 A resolution. J. Mol. Biol, 102, 27-59.

74. Ellis R.J. and van der Vies S.M. (1991) Molecular chaperones. Annu. Rev. Biochem., 60,321-347.

75. Esakova O.A., Meshalkina L.E., Golbik R., Hubner G., Kochetov G.A. (2004) Donor substrate regulation of transketolase. Eur. J. Biochem., 271,4189-94.

76. Esakova O.A., Meshalkina L.E., Kochetov G.A. (2005) Effects of transketolase cofactors on its conformation and stability. Life Sciences, 78,8-13.

77. Esposito L., Sica F., Raia C.A., Giordano A., Rossi M., Mazzarella L., Zagari A. (2002) Ciystal structure of the alcohol dehydrogenase from the hyperthermophilic archaeon Sulfolobus solfataricus at 1.85 Absolution. J. Mol. Biol., 318,463-477.

78. Feil I.K., Malfois M., Hendle J., van der Zandt H., and Svergun D.I. (2001) A Novel Quaternary Structure of the Dimeric a-Crystallin Domain with Chaperone-like Activity. J. Biol. Chem., 276, 12024-12029.

79. Feil I.K., Malfois M., Hendle J., van der Zandt H., Svergun D.J. (2001) A novel quaternary structure of the dimeric alpha-crystallin domain with chaperone-like activity. J. Biol. Chem., 216,12024-12029.

80. Feng J., Smith D.L. and Smith J.B. (2000) Human lens p-ciystallin solubility. J. Biol. Chem., 275,11585-11590.

81. Fink A.L. (1998) Protein aggregation: folding aggregates, inclusion bodies and amyloid. Folding Dis., 3, R9-R23.

82. Fink A.L. (1999) Chaperone-mediated protein folding. Physiol. Rev., 79,425-449.

83. Follmer C., Pereira F.V., DaSilveria N.P. and Carlini C.R. (2004) Jack bean urease (EC 3.5.1.5) aggregation monitored by dynamic and static light scattering. Biophys. Chem., Ill, 79-87.

84. Fruton J. (1972) Molecules and Life Historical Essays on the Interplay of Chemistry and Biology. Wiley-Interscience, New York.

85. Frydman J. (2001) Folding of newly translated proteins in vivo: The role of molecular chaperones. Annu. Rev. Biochem., 70,603-647.

86. Fu X., Zhang X. and Chang Z. (2005) 4,40-Dianilino-l,10-binaphthyl-5,50-sulfonate, a novel molecule having chaperone-like activity, Biochem. Biophys. Res. Commun., 329, 1087-1093.

87. Ganea E. and Harding J.J. (2000) a-Crystallin assists the renaturation of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase. Biochem. J., 345,467-472.

88. Ganzhorn A. J. and Plapp B.V. (1988) Carboxyl groups near the active site zinc contribute to catalysis in yeast alcohol dehydrogenase. J. Biol. Chem., 263,5446-5454.

89. Garcia-Mata R., Bebok Z., Sorscher E.J. and Sztul E.S. (1999) Characterization and dynamics of aggresome formation by a cytosolic GFP-chimera. J. Cell Biol., 146, 1239-1254.

90. Georgopoulos C. (1992) The emergence of the chaperone machines. Trends. Biochem. Sci., 17,295-299.

91. Gething M.-J., Sambrook J. (1992) Protein folding in the cell. Nature, 335,33-45.

92. Giese K.C. and Vierling E. (2002) Changes in oligomerization are essential for the chaperone activity of a small heat shock protein in vivo and in vitro. J. Biol. Chem., 277,46310-46318.

93. Groenen P.J., Merck K.B., de Jong W.W. and Bloemendal H. (1994) Structure and modifications of the junior chaperone alpha-crystallin. From lens transparency to molecular pathology. Eur. J. Biochem., 225,1-19.

94. Gu Y., Verghese S., Mishra R.S., Xu X., Shi Y. and Singh N. (2003) Mutant prion protein-mediated aggregation of normal prion protein in the endoplasmic reticulum: implications for prion propagation and neurotoxicity. J. Neurochem., 84,10-22.

95. Haase-Pettingell C.A. and King J. (1988) Formation of aggregates from a thermolabile in vivo folding intermediate in P22 tailspike maturation. A model for inclusion body formation. J. Biol. Chem., 263,4977-4983.

96. Haley D.A., Horwitz J. and Stewart P.L. (1998) The small heat-shock protein, alphaB-crystallin, has a variable quaternary structure. J. Mol. Biol., 277,27-35.

97. Hammond C. and Helenius A. (1995) Quality control in the secretory pathway. Curr. Opin. Cell. Biol., 7,523-529.

98. Hartl F.U. (1996) Molecular chaperones in cellular protein folding. Nature, 381, 571— 579.

99. Hartl F.U. and Hayer-Hartl M. (2002) Molecular chaperones in the cytosol: from nascent chain to folded protein. Science, 295, 1852-1858.

100. Haslbeck M. (2002) sHsps and their role in the chaperone network. Cell. Mol. Life Sci., 59, 1649-1657.

101. Hayes J.E. and Velick S.F. (1954) Yeast alcohol dehydrogenase: molecular weight, coenzyme binding, and reaction equilibria. J. Biol. Chem., 207,225-244.

102. He В., Bai J.H. and Zhou H.M. (1997) Comparison of inactivation and unfolding of yeast alcohol dehydrogenase during thermal denaturation. Int. J. Biochem. Cell Biol. 29,1021-1028.

103. Heinrich P.C., StefTen H., Janser P., and Wiss O. (1972) Studies on the reconstitute of apotransketolase with thiamine pyrophosphate and analogs of the coenzyme. Eur. J. Biochem., 30,533-541.

104. Henbrink P., Van Westreenen H. and Bloemendal H. (1975) Further studies on the polypeptide chains of beta-crystallin. Exp. Eye. Res., 20,541-548.

105. Hendrick J.P., Hartl F.U. (1993) Molecular chaperone functions of heatshock proteins, Annu. Rev. Biochem., 62, 349- 384.

106. Hibbard L.B., Kirk N.J., Borkman R.F. (1985) The in vitro photolysis of whole rat lenses using focused 290 nm laser radiation. Exp. Eye Res., 40,285-295.

107. Hill E.G., Meriwether B.P., Park J.H. (1975) Purification of rabbit muscle glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase by gelfiltration chromatography. Analyt. Biochem., 63,175-182.

108. Hook D.W., Harding J.J. (1998) Protection of enzymes by alpha-crystallin acting as a molecular chaperone. Int. J. Biol. Macromol., 22,295-306.

109. Horwich A. (2002) Protein aggregation in disease: a role for folding intermediates forming specific multimeric interactions. J. Clin. Invest., 110, 1221-1232.

110. Horwitz J. (1992a) a-Crystallin can function as a molecular chaperone. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 89,10449-10453.

111. Horwitz J. (2003) Alpha-crystallin. Exp. Eye Res., 76,145-153.

112. Horwitz J., Emmons Т., Takemoto L. (1992b) The ability of lens alpha crystallin to protect against heat-induced aggregation is age-dependent. Curr. Eye Res., 11, 817822.

113. Horwitz J., Huang Q. and Ding L. (2004) The native oligomeric organization of alpha-crystallin, is it necessary for its chaperone function? Exp. Eye Res., 79,817-821.

114. Hott J.L., Borkman R.F. (1993) Concentration dependence of transmission losses in UV-laser irradiated bovine alpha-, beta H-, beta L- and gamma-crystallin solutions. Photochem. Photobiol., 57,312-317.

115. Hurley T.D., Bosron W.F., Hamilton J. A., Amzel L.M. (1991) Structure of human b 1 b 1 alcohol dehydrogenase: catalytic effects of non-active-site substitutions. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 88, 8149-8153.

116. Hurley T.D., Bosron W.F., Stone C.L., Amzel L.M. (1994) Structures of three human beta alcohol dehydrogenase variants. Correlations with their functional differences. J. Mol. Biol., 239,415-429.

117. Hurtley S.M. and Helenius A. (1989) Protein oligomerization in the endoplasmic reticulum. Annu. Rev. Cell. Biol., 5,277-307.

118. Ichijima H., Iwata S. (1987) Changes of lens crystallins photosensitized with tryptophan metabolites. Ophthalmic Res., 19,157-163.

119. Ingolia T.D., Craig E.A. (1982) Drosophila gene related to the major heat shock-induced gene is transcribed at normal temperatures and not induced by heat shock. Proc. Natl. Acad Sci. USA, 79,525-529.

120. Jaenicke R. (1991) Protein folding: local structures, domains, subunits, and assemblies. Biochemistry, 30,3147-3161.

121. Jaenicke R. (1995) Folding and association versus misfolding and aggreation of proteins. Philos. Trans. R. Soc. Lond. В Biol. Sci., 348,97-105.

122. Jaenicke R. (1998) Protein self-organization in vitro and in vivo: partitioning between physical biochemistry and cell biology. Biol. Chem., 379,237-243.

123. Jedziniak J.A., Arredondo L.M. and Meys M. (1986) Human lens enzyme alterations with age and cataract: glyceraldehyde-3-Р dehydrogenase and triose phosphate isomerase, Curr. Eye Res., 5,119-26.

124. Jeyasingham M.D., Pratt O.E., Thomson A.D., Shaw G.K. (1986) Reduced stability of rat brain transketolase after conversion to the apo form. J. Neurochem., 47,278-81.

125. Johansson K., El-Ahmad M., Kaiser C., Jornvall H., Eklund H., Hoog J., Ramaswamy S. (2001) Crystal structure of sorbitol dehydrogenase. Chem. Biol. Interact., 130-132, 351-358.

126. Johnston J.A., Dalton M.J., Gurney M.E. and Kopito R.R. (2000) Formation of high molecular weight complexes of mutant Cu, Zn-superoxide dismutase in a mouse model for familial amyotrophic lateral sclerosis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 97, 12571-12576.

127. Johnston J.A., Ward C.L. and Kopito R.R. (1998) Aggresomes: a cellular response to misfolded proteins. J. Cell Biol., 143,1883-1898.

128. Jornvall H. (1977) The primary structure of yeast alcohol dehydrogenase. Eur. J. Biochem., 72,425-442.

129. Jornvall H., Eklund H., Branden C.L (1978) Subunit conformation of yeast alcohol dehydrogenase. J. Biol. Chem., 253,8414-8419.

130. Julien J.P. (2001) Amyotrophic lateral sclerosis: unfolding the toxicity of the misfolded the SOD1 gene. Cell, 104,581-591.

131. Kane J.F. and Hartley D.L. (1991) Properties of recombinant protein-containing inclusion bodies in Escherichia coli. Bioprocess Technol., 12,121-145.

132. Kappe G., Franck E., Verschuure P., Boelens W.C., Leunissen J.A., de Jong W.W. (2003) The human genome encodes 10 alpha-crystallin-related small heat shock proteins: HspBl-10. Cell Stress Chaperones, 8,53-61.

133. Karlsson A., El-Ahmad M., Johansson K., Shafqat J., Jornvall H., Eklund H., Ramaswamy S. (2003) Tetrameric NAD-dependent alcohol dehydrogenase. Chemico-Biological Interactions, 143-144, 239-245.

134. Kastenschmidt L. L., Kastenschmidt J. and Helmreich E. (1968) Subunit interactions and their relationship to the allosteric properties of rabbit skeletal muscle phosphorylase b. Biochemistry, 7,3590-3607.

135. Kato K., Shinohara H., Goto S., InagumaY., Morishita R., Asano T. (1992) Copurification of small heat shock protein with aB-crystallin from human skeletal muscle. J. Biol. Chem., 267,7718-7725.

136. Kelley M.J., David L.L., Iwasaki N., Wright J., Shearer T.R. (1993) a-Ciystallin chaperone activity is reduced by calpain II in vitro and in selenite cataract. J. Biol. Chem., 268,18844-18849.

137. Kelley W.L., Georgopoulos C. (1992) Chaperones and protein folding. Curr. Opin. Cell Biol., 4,984-991.

138. Kim K.K., Kim R., Kim S.H. (1998) Crystal structure of a small heat shock protein. Nature, 394,595-599.

139. Kim P., Baldwin R.L. (1990) Intermediates in the folding reactions of small proteins. Annu. Rev. Biochem., 59,631-660.

140. Klemenz R., Frohli E., Steiger R.H., Schifer R. and Aoyama A. (1991) Alpha B-crystallin is a small heat shock protein. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 88,3652-3656.

141. Kochetov G.A., Philippov P.P. (1970) Calcium: cofactor of transketolase from baker's yeast. Biochem. Biophys. Res. Commun., 38,930-933.

142. Kochetov G.A., Tikhomirova N.K., Philippov P.P. (1975) The binding of thiamine pyrophosphate with transketolase in equilibrium conditions. Biochem. Biophys. Res. Commun., 63,924-930.

143. Kodaka M. (2004) Interpretation of concentration-dependence in aggregation kinetics. Biophys. Chem., 109,325-332.

144. Kopito R.R. (2000) Aggresomes, inclusion bodies and protein aggregation. Trends Cell Biol., 10,524-530.

145. Koretz J.F. (1999) Quaternary structural changes in native bovine alphacrystallin aggregates with temperature. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci., 40, S214.

146. Koretz J.F., Augusteyn R.C. (1988) Electron microscopy of native and reconstituted alpha-crystallin aggregates. Curr. Eye Res., 7,25-30.

147. Korkhin Y., Kalb A.J., Peretz M., Bogin O., Burstein Y., Frolow F. (1999) Oligomeric integrity-the structural key to thermal stability in bacterial alcohol dehydrogenases. Protein Sci., 8,1241-1249.

148. Kovina M.V., Selivanov V.A., Kochevova N.V. and Kochetov G.A. (1997) Kinetic mechanism of active site non-equivalence in transketolase. FEBSLett., 418,11-14.

149. Kuhn H.J., Braslavsky S.E., Schmidt R. (2004) Chemical actinometry (IUPAC Technical Report). Pure and applied chemistry. Chimie pure et appliquee, 76,2105— 2146.

150. Kurganov B.I., Kornilaev B.A., Chebotareva N.A., Malikov V.Ph., Orlov V.N., Lyubarev A.E. and Livanova N.B. (2000) Dissociative mechanism of thermal denaturation of rabbit skeletal muscle glycogen phosphorylase b. Biochemistry, 39, 13144-13152.

151. Kurganov B.I., Lyubarev A.E., Sanchez-Ruiz J.M., Shnyrov V.L. (1997) Analysis of differential scanning calorimetry data for proteins Criteria of validity of one-step mechanism of irreversible protein denaturation. Biophys. Chem., 69,125-35.

152. Laemmli U.K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature, 227,680-685.

153. Lambert H., Charette S.J., Bernier A.F., Guimond A., Landry J. (1999) Hsp27 multimerization mediated by phosphorylation-sensitive intermolecular interactions at the amino terminus. J. Biol. Chem., 274, 9378-9385.

154. Lampi K.J., Ma Z., Shih M., Shearer T.R., Smith J.B., Smith D.L. and David L.L. (1997) Sequence analysis of betaA3, betaB3, and betaA4 crystallins completes the identification of the major proteins in young human lens. J. Biol. Chem., 272, 22682275.

155. Le W.P., Yan S.X., Li S., Zhong H.N. and Zhou H.M. (1996) Alkaline unfolding and salt-induced folding of yeast alcohol dehydrogenase under high pH conditions. Int. J. Peptide Protein Res., 47,484-490.

156. Lee G. J., Roseman A.M., Saibil H.R. and Vierling E. (1997) A small heat shock protein stably binds heat-denatured model substrates and can maintain a substrate in a folding-competent state, EMBOJ. 16,659-671.

157. Lee J.S., Samejima Т., Liao J.H., Wu S.H., Chiou S.H. (1998) Physiological role of the association complexes of alpha-crystallin and its substrates on the chaperone activity. Biochem. Biophys. Res. Commun., 244,379-383.

158. Lee J.S., Satoh Т., Shinoda H., Samejima Т., Wu S.H. and Chiou S.H. (1997) Effect of heat-induced structural perturbation of secondary and tertiary structures on the chaperone activity of alpha-crystallin. Biochem. Biophys. Res. Commun., 237, 277-282.

159. Levin I., Meiri G., Peretz M., Burstein Y., Frolow F. (2004) The ternary complex of Pseudomonas aeruginosa alcohol dehydrogenase with NADH and ethylene glycol. Protein Sci., 13,1547-1556.

160. Li C., Heatwole J., Soelaiman S., Shoham M. (1999) Crystal structure of a thermophilic alcohol dehydrogenase substrate complex suggests determinants of substrate specificity and thermostability. Proteins, 37,619-627.

161. Li D.Y., Borkman R.F., Wang R.H., Dillon J. (1990) Mechanisms of photochemically produced turbidity in lens protein solutions. Exp. Eye Res., 51,663-669.

162. Li J. and Wang C.C. (1999) "Half of the sites" binding of D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase folding intermediate with GroEL. J. Biol. Chem., 274, 10790-10794.

163. Li J., Lin Z. and Wang C.C. (2001) Aggregated proteins accelerate but do not increase the aggregation of D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase. Specificity of protein aggregation. J. Prot. Chem., 20,155-163.

164. Lin M.Y., Linsday H.M., Weitz D.A., Ball R.C., Klein R. and Meakin P. (1989) Universality of fractal aggregates as probed by light scattering. Proc. R. Soc. Lond. A., 423,71-87.

165. Lin Y.Z., Liang S.J., Zhou J.M., Tsou C.L., Wu P.Q. and Zhou Z.K. (1990) Comparison of inactivation and conformational changes of D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase during thermal denaturation. Biochim. Biophys. Acta, 1038, 247-252.

166. Lin Z., Wang C. and Tsou C. (2000) High concentrations of D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase stabilize the enzyme against denaturation by low concentrations of GuHCl. Biochim. Biophys. Acta, 1481,283-288.

167. Lindqvist Y., Schneider G., Ermler U., Sundstrom M. (1992) Three-dimensional structure of transketolase, a thiamine diphosphate dependent enzyme, at 2.5 A resolution. EMBOJ., 11,2373-2379.

168. Lubsen N.H., Aarts H.J., Schoenmakers J.G. (1988) The evolution of lenticular proteins: the beta- and gamma-crystallin super gene family. Prog. Biophys. Mol. Biol., 51,47-76.

169. Lyubarev A.E. and Kurganov B.I. (2001) Study of irreversible thermal denaturation of proteins by differential scanning calorimetry. Recent Res. Devel. Biophys. Chem. 2, 141-165.

170. Lyubarev A.E., Kurganov B.I., Orlov V.N., Zhou H.M. (1999) Two-state irreversible thermal denaturation of muscle creatine kinase. Biophys. Chem., 79,199-204.

171. Ma Z., Hanson S.R., Lampi K., David L., Smith D.L. and Smith J.B. (1998) Age-related changes in human lens crystallins identified by HPLC and mass spectrometry. Exp. Eye Res., 67, 21-30.

172. Mach H., Trautman P.A., Thomson J.A., Lewis R.V. and Middaugh C.R. (1990) Inhibition of alpha-crystallin aggregation by gamma-crystallin. J. Biol. Chem., 265, 4844-4848.

173. MacRae Т.Н. (2000) Structure and function of small heat shock/alpha-crystallin proteins: established concepts and emerging ideas. Cell. Mol. Life Sci., 57,899-913.

174. Magonet E., Hayen P., Delforge D., Delaive E., Remacle J. (1992) Importance of the structural zinc atom for the stability of yeast alcohol dehydrogenase. Biochem. J., 287, 361-365.

175. Mahler H.C., Muller R., Friess W., Delille A. and Matheus S. (2005) Induction and analysis of aggregates in a liquid IgGl-antibody formulation, Eur. J. Pharm. Biopharm., 59,407-417.

176. Maiti M., Kono M. and Chakrabarti B. (1988) Heat-induced changes in the conformation of alpha- and beta-crystallins: unique thermal stability of alpha-crystallin. FEBS Lett., 236, 109-114.

177. Mandal K., Dillon J. and Gaillard E.R. (2000) Heat and concentration effects on the small heat shock protein, a-crystallin. Photochem. Photobiol., 71,470-475.

178. Martin J., Langer Т., Boteva R„ Schramel A., Horwich A. L. and Hartl F.-U. (1991) Chaperonin-mediated protein folding at the surface of groEL through a 'molten globule'-like intermediate. Nature, 352,36-42.

179. Mayer M.P. and Bukau В. (2005) Hsp70 chaperones: cellular functions and molecular mechanism. Cell Mol. Life Sci., 62,670-684.

180. Mazzola J.L., and Sirover M.A. (2001) Reduction of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase activity in Alzheimer's disease and in Huntington's disease fibroblasts, J. Neurochem., 76,442-449.

181. Merck K.B., Groenen P.J., Voorter E., de Haard-Hoekman W.A., Horwitz J., Bloemendal H., de Jong W.W. (1993) Structural and functional similarities of bovine a-crystallin and mouse small heat shock protein. J. Biol. Chem., 268,1046-1052.

182. Merlini G., Bellotti V., Andreola A., Palladini G., Obici L., Casarini S. and Perfetti V. (2001) Protein aggregation. Clin. Chem. Lab. Med., 39,1065-1075.

183. Militello V., Casarino C., Emanuele A., Giostra A., Pullara F. and Leone M. (2004) Aggregation kinetics of bovine serum albumin studied by FTIR spectroscopy and light scattering. Biophys. Chem., 107,175-187.

184. Minami Y., Hohfeld J., Ohtsuka K. and Hartl F.U. (1996) Regulation of the heat-shock protein 70 reaction cycle by the mammalian DnaJ homolog, Hsp40. J. Biol. Chem., 271, 19617-19624.

185. Myers J.K. and Oas T.G. (2002) Mechanism of fast protein folding. Annu. Rev. Biochem., 71,783-815.

186. Naletova I.N., Muronetz V.I. and Schmalhausen E.V. (2006) Unfolded, oxidized, and thermoinactivated forms of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase interact with the chaperonin GroEL in different ways. Biochim. Biophys. Acta, 1764, 831-838.

187. Narberhaus F. (2002) Alpha-crystallin-type heat shock proteins: socializing minichaperones in the context of a multichaperone network. Microbiol. Molec. Biol. Rev., 66,64-93.

188. Niederhut M.S., Gibbons B.J., Perez-Miller S., Hurley T.D. (2001) Three-dimensional structures of the three human class I alcohol dehydrogenases. Protein Sci., 10,697-706.

189. Nikkola M, Lindqvist Y, Schneider G. (1994) Refined structure of transketolase from Saccharomyces cerevisiae at 2.0 A resolution. J. Mol. Biol., 238,387-404.

190. Nordling E., Jornvall H., Persson B. (2002) Medium-chain dehydrogenases/reductases (MDR): family characterizations including genome comparisons and active site modelling. Eur. J. Biochem., 269,4267-4276.

191. Oosawa F., Kasai M. (1962) A theory of linear and helical aggregations of macromolecules. J. Mol. Biol., 4,10-21.

192. Ostrovsky M.A., Sergeev Y.V., Atkinson D.B., Soustov L.V., Hejtmancik J.F. (2002) Comparison of ultraviolet induced photo-kinetics for lens-derived and recombinant beta-crystallins. Mol Vis., 8,72-78.

193. Panasenko O.O., Seit-Nebi A., Bukach O.V., Marston S.B. and Gusev N.B. (2002) Structure and properties of avian small heat shock protein with molecular weight 25 kDa. Biochim. Biophys. Acta, 1601,64-74.

194. Perutz M.F. (1997) Amyloid fibrils mutations make enzyme polymerize. Nature, 385, 773-775.

195. Perutz M.F. (1999) Glutamine repeats and neurodegenerative diseases: molecular aspects. Trends Biochem. Sci., 4, 8-63.

196. Photon Correlation and Light Beating Spectroscopy (1974) (Cummins, H. Z. and Pike, E. R., Eds) Plenum, New York.

197. Pierscionek B.K., Augusteyn R.C. (1992) Growth related changes in functional parameters in the bovine lens. Biochim. Biophys. Acta., 1116,283-290.

198. Plaxco K.W. and Dobson C.M. (1996) Time-resolved biophysical methods in the study of protein folding. Curr. Opin. Struct. Biol., 6,630-636.

199. Pouzot M., Nicolai Т., Durand D. and Benyahia L. (2004) Structure factor and elasticity of a heat-set globular protein gel. Macromolecules, 37,614-620.

200. Prusiner S.B. and Hsiao K.K. (1994) Human prion diseases. Ann. Neurol., 35,385-395.

201. Putilina Т., Skouri-Panet F., Prat K., Lubsen N.H. and Tardieu A. (2003) Subunit exchange demonstrates a differential chaperone activity of calf a-crystallin toward Plow- and individual y-crystallins. J. Biol. Chem., 278, 13747-13756.

202. Radford S.E. (2000) Protein folding: progress made and promises ahead. Trends Biochem. Sci., 25,611-618.

203. Rajaraman K., Raman В., Ramakrishna T. and Rao C.M. (2001) Interaction of human recombinant alphaA- and alphaB-crystallins with early and late unfolding intermediates of citrate synthase on its thermal denaturation. FEBS Lett., 497,118-123.

204. Raman B. and Rao C.M. (1994) Chaperone-like activity and quaternary structure of alpha-crystallin. J. Biol. Chem., 269,27264-27284.

205. Raman B. and Rao C.M. (1997) Chaperone-like activity and temperature-induced structural changes of alpha-crystallin, J. Biol. Chem., 272,23559-23564.

206. Raman В., Ramakrishna T. and Rao C.M. (1995) Rapid refolding studies on the chaperone-like alpha-crystallin. Effect of alpha-crystallin on refolding of beta- and gamma-crystallins. J. Biol. Chem., 270,19888-19921.

207. Ramaswamy S., El Ahmad M., Danielsson O., Jornvall H., Eklund H. (1996) Crystal structure of cod liver class I alcohol dehydrogenase: substrate pocket and structurally variable segments. Protein. Sci., 5,663-671.

208. Ramaswamy S., Kratzer D.A., Hershey A.D., Rogers P.H., Arnone A., Eklund H. and Plapp B.V. (1994) Crystallization and preliminary crystallographic studies of Saccharomyces cerevisiae alcohol dehydrogenase I. J. Mol. Biol., 235,777-779.

209. Rao C.M, Raman В., Ramakrishna Т., Rajaraman K., Ghosh D., Datta S., Trivedi V.D. and Sukhaswami M.B. (1998) Structural perturbation of a-crystallin and its chaperone-like activity. Int. J Biol. Macromol., 22,271-281.

210. Rao P.V., Horwitz J., Zigler J.S., Jr. (1993) Alpha-crystallin, a molecular chaperone, forms a stable complex with carbonic anhydrase upon heat denaturation. Biochem. Biophys. Res. Commun., 190, 786-793.

211. Rao P.V., Huang Q.L., Horwitz J. and Zigler J.S., Jr. (1995) Evidence that alpha-crystallin prevents non-specific protein aggregation in the intact eye lens. Biochim. Biophys. Acta, 1245,439-447.

212. Reddy G.B., Das K.P., Petrash J.M. and Surewicz W.K. (2000) Temperature-dependent chaperone activity and structural properties of human alphaA- and alphaB-crystallins. J. Biol. Chem., 275,4565^1570.

213. Regini J.W., Grossman J.G. (2003) Structural changes of a-crystallin during heatingand comparisons with other small heat shock proteins. Fibre Diffr. Rev., 11,95-101.

214. Ren G., Lin Z., Tsou C. L. and Wang C.C. (2003) Effects of macromolecular crowding on the unfolding and the refolding of D-glyceraldehyde-3-phosophospate dehydrogenase, J. Protein Chem., 22,431-439.

215. Rudolph R., Heider I. and Jaenicke R. (1977) Mechanism of reactivation and refolding of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase from yeast after denaturation and dissociation. Eur. J. Biochem., 81,563-570.

216. Sanchez-Ruiz J.M. (1992) Theoretical analysis of Lumry-Eyring models in differential scanning calorimetry. Biophys. J., 61,921-935.

217. Sanghani P.C., Robinson H., Bosron W.F., Hurley T.D. (2002) Human glutathione-dependent formaldehyde dehydrogenase. Structures of apo, binary, and inhibitory ternary complexes. Biochemistry, 41,10778-10786.

218. Santhoshkumar P., Sharma K.K. (2001) Analysis of a-crystallin chaperone function using restriction enzymes and citrate synthase. Mol. Vis., 7, 172-177.

219. Santhoshkumar P., Sharma K.K. (2002) Identification of a region in alcohol dehydrogenase that binds to alpha-crystallin during chaperone action. Biochim. Biophys. Acta, 1598,115-121.

220. Schiene-Fischer C., Habazettl J., Schmid F.X., Fischer G. (2002) The hsp70 chaperone DnaK is a secondary amide peptide bond cis-trans isomerase. Nat. Struct. Biol., 9,419424.

221. Schneider G., Lindqvist Y. (1998) Crystallography and mutagenesis of transketolase: mechanistic implications for enzymatic thiamin catalysis. Biochim. Biophys. Acta., 1385,387-98.

222. Schuck P. (2000) Size distribution analysis of macromolecules by sedimentation velocity ultracentrifugation and Lamm equation modeling. Biophys. J., 78,1606-1619.

223. Schuler J., Frank J., Saenger W. and Georgalis Y. (1999) Thermally induced aggregation of human transferrin receptor studied by light-scattering techniques. Biophys J., 77,1117-1125.

224. Schulze H., Schuler A., Stuber D., Dobeli H., Langen H. and Huber G. (1993) Rat brain glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase interacts with the recombinant cytoplasmic domain of Alzheimer's P-amyloid precursor protein. J. Neurochem., 60,1915-1922.

225. Scopes R.K. and Stoter A. (1982) Purification of all glycolytic enzymes from one muscle extract. Meth. Enzymol., 90,479-490.

226. Selivanov V.A., Kovina M.V., Kochevova N.V., Meshalkina L.E., Kochetov G.A. (2004) Kinetic study of the HI03A mutant yeast transketolase. FEBS Lett., 567, 270274.

227. Sergeev Y.V., Hejtmancik J.F. and Wingfield P.T. (2004) Energetics of domain-domain interactions and entropy driven association of P-crystallins. Biochemistry, 43,415-424.

228. Sharma K.K., Kumar G.S., Murphy A.S., Kester K. (1998) Identification of 1,1 '-bi(4-anilino) naphthalene-5,5'-disulfonic acid binding sequences in alpha-crystallin. J. Biol. Chem., 273,15474-15478.

229. Sharma K.K., Kumar R.S., Kumar G.S., Quinn P.T. (2000) Synthesis and characterization of a peptide Identified as a functional element in aA-crystallin. J Biol Chem., 275,3767-3771.

230. Siezen R.J., Bindels J., Hoenders H.J. (1980) The quaternary structure of bovine a-crystallin. Effects of variations in alkaline pH, ionic strength, temperature and calcium ion concentration. Eur. J. Biochem., Ill, 435-444.

231. Siezen R.J., Bindels J.G., Hoenders H.J. (1979) The interrelationship between monomelic, oligomeric and polymeric alpha-crystallin in the calf lens nucleus. Exp. Eye Res., 28,551-567.

232. Silow M., Tan Y.-J., Fersht A.R. and Oliveberg M. (1999) Formation of short-lived protein aggregates directly from the coil in two-state folding. Biochemistry, 38,1300613012.

233. Slingsby C. and Bateman O.A. (1990) Quaternary interactions in eye lens P-crystallins: Basic and acidic subunits of P-crystallins favor heterologous association. Biochemistry, 29, 6592-6599.

234. Smith D.F., Whitesell L. and Katsanis E. (1998) Molecular chaperones: biology and prospects for pharmacological intervention. Pharmacol. Rev., 50,493-514.

235. Smulders R.H., de Jong W.W. (1997) The hydrophobic probe 4,4V-bis(l-anilino-8-naphthalene sulfonic acid) is specifically photoincorporated into the N-terminal domain of alpha B-crystallin. FEBSLett., 409,101-104.

236. Soti C., Pal С., Papp B. and Csermely P. (2005) Molecular chaperones as regulatory elements of cellular networks. Curr. Opin. Cell Biol. 17,210-215.

237. Sparrer H., Lilie H.and Buchner J. (1996) Dynamics of the GroEL-protein complex: effect of nucleotides and folding mutants. J. Mol. Biol., 258,74-87.

238. Speed M.A., King J. and Wang D.J. (1997) Polymerization mechanism of polypeptide chain aggregation. Biotechnol. Bioeng., 54,333-343.

239. Speed M.A., Wang D.I. and King J. (1996) Specific aggregation of partially folded polypeptide chains: the molecular basis of inclusion body composition. Nat. Biotechnol., 14,1283-1287.

240. Srinivas V., Datta S., Ramakrishna A.T., Rao Ch.M. (2001) Studies on the a-ciystallin target protein binding sites: sequential binding with two target proteins. Mol. Vis., 7, 114-119.

241. Srinivasan A.N., Nagineni C.N. and Bhat S.P. (1992) alpha A-crystallin is expressed in non-ocular tissues. J. Biol. Chem. 267,23337-23341.

242. Stromer Т., Ehrnsperger M., Gaestel M. and Buchner J. (2003) Analysis of the interaction of small heat shock proteins with unfolding proteins. J. Biol. Chem., 278, 18015-18021.

243. Sun T.X., Das B.K., Liang J.J. (1997) Conformational and functional differences between recombinant human lens alphaA- and alphaB-crystallin. J. Biol. Chem., 272, 6220-6225.

244. Sun Y. and. MacRae Т.Н. (2005) The small heat shock proteins and their role in human disease. FEBSJ. 272,2613-2627.

245. Sundstrom M., Lindqvist Y. and Schneider G. (1992) Three-dimensional structure of apotransketolase. Flexible loops at the active site enable со factor binding. FEBS Lett., 313,229-231.

246. Surewicz W.K. and Olesen P.R. (1995) On the thermal stability of alpha-crystallin: a new insight from infrared spectroscopy. Biochemistry, 34,9655-9660.

247. Svensson S., Hoog J.O., Schneider G., Sandalova T. (2000) Crystal structures of mouse class II alcohol dehydrogenase reveal determinants of substrate specificity and catalytic efficiency. J. Mol. Biol., 302,441-453.

248. Thomson J.A., Augusteyn R.C. (1983) A m-crystallin: the native form of the protein? Exp. Eye Res., 37,367-377.

249. Thomson J.A., Augusteyn R.C. (1988) On the structure of alpha-crystallin: The minimum molecular weight. Curr. Eye Res., 7,563-569.

250. Thomson J.A., Augusteyn R.C. (1989) On the structure of a-crystallin: construction of hybrid molecules and homopolymers. Biochim. Biophys. Acta, 994,246-252.

251. Thurston G.M., Sun T.X. and Liang J.N. (1998) Relationship between molecular weight and hydrodynamic radius during heat-induced aggregation of recombinant human aA and aB crystallin. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci., 39, S870.

252. Treweek T.M., Morris A.M. and Carver J.A. (2003) Intracellular protein unfolding and aggregation: the role of small heat-shock chaperone proteins. Aust. J. Chem., 56, 357367.

253. Turoverov K.K., Biktashev A.G., Khaitlina S.Y. and Kuznetsova I.M. (1999) The structure and dynamics of partially folded actin, Biochemistry, 38,6261-6269.

254. Vanhoudt J., Abgar S., Aerts T. and Clauwaert J. (2000b) A small-angle X-ray solution scattering study of bovine a-crystallin. Eur. J. Biochem., 267,3848-3858.

255. Vanhoudt J., Aerts S., Abgar T. and Clauwaert J. (2000a) Native quaternary structure of bovine alpha-crystallin. Biochemistry, 39, 4483-4492.

256. Vanhoudt J., Aerts Т., Abgar S. and Clauwaert J. (1997) Quaternary structure and interaction parameters of bovine a-crystallin: influence of isolation conditions. Progr. Colloid. Polym. Sci., 107, 88-93.

257. Veillon C. and Sitkowsky A.J. (1975) The intrinsic zinc atoms of yeast alcohol dehydrogenase. Biochem. Biophys. Res. Commun., 67, 1494-1500.

258. Velasco P.T., Lukas T.J., Murthy S.N., Duglas-Tabor Y., Garland D.L. and Lorand L. (1997) Hierarchy of lens proteins requiring protection against heat-induced precipitation by the alpha crystallin chaperone. Exp. Eye Res., 65, 497-505.

259. Wang K. and Kurganov B.I. (2003) Kinetics of heat- and acidification-induced aggregation of firefly luciferase. Biophys. Chem., 106,97-109.

260. Wang K. and Spector A. (1994) The chaperone activity of bovine a-crystallin. Interaction with other lens crystallins in native and denatured states. J. Biol. Chem., 269,13601-13608.

261. Wegele H., Muller L. and Buchner J. (2004) Hsp70 and Hsp90 a relay team for protein folding. Rev. Physiol. Biochem. Pharmacol., 151,1-44.

262. Weitz D.A., and Lin M.Y. (1986) Dynamic scaling of cluster-mass distributions in kinetic colloid aggregation. Phys. Rev. Lett., 57,2037-2040.

263. Weitz D.A., Huang J.S., Lin M.Y. and Sung J. (1985) Limits of the fractal dimension for irreversible kinetic aggregation of gold colloids. Phys. Rev. Lett., 54,1416-1419.

264. Wetzel R. (1994) Mutations and off-pathway aggregation of proteins. Trends Biotechnol., 12,193-198.

265. Wickner S., Maurizi M.R. and Gottesman S. (1999) Posttranslational quality control: folding, refolding, and degrading proteins. Science, 286,1888-1893.

266. Wistow G., Turnell В., Summers L., et al. (1983) X-ray analysis of the eye lens protein gamma-II crystallin at 1.9 A resolution. J. Mol. Biol., 170,175-202.

267. Wistow G.J. and Piatigorsky J. (1988) Lens crystallins: The evolution and expression of proteins for a highly specialized tissue. Ann. Rev. Biochem., 57,479-504.

268. Wood J.D., Beaujeux T.P. and Shaw P.J. (2003) Protein aggregation in motor neurone disorders. Neuropathol. Appl. Neurobiol., 29,529-545.

269. Xie P., Parsons S.H., Speckhard D.C., Bosron W.F., Hurley T.D. (1997) X-ray structure of human class IV ss alcohol dehydrogenase. Structural basis for substrate specificity. J. Biol. Chem., 272, 18558-18563.

270. Yang Y., Chen R. and Zhou H.M. (1998) Comparison of inactivation and conformational changes of native and apo yeast alcohol dehydrogenase during thermal denaturation. Biochem. Mol. Biol. Int., 45,475-487.

271. Yang Z.N., Bosron W.F., Hurley T.D. (1997) Structure of human xx alcohol dehydrogenase: a glutathione-dependent formaldehyde dehydrogenase. J. Mol. Biol., 265,330-343.

272. Young J.C. and Hartl F.U. (2002) Chaperones and transcriptional regulation by nuclear receptors. Nature Struct. Biol., 9,640-642.

273. Yudin I. K., Nikolaenko G.L., Kosov V.I., Agayan V.A., Anisimov M.A. and Sengers J.V. (1997) Simple photon-correlation spectrometer for research and education. Int. J. Thermophys.,18,1237-1248.

274. Yudin I.K., Nikolaenko G.L., Gorodetskii E.E., Markhashov E.L., Agayan V.A., Anisimov M.A. and Sengers J.V. (1998) Crossover kinetics of asphaltene aggregation in hydrocarbon solutions. PhysicaA., 251,235-244.

275. Zantema A., Verlaan-De Vries M., Maasdam D., Bol S., van der Eb A. (1992) Heat shock protein 27 and alphaB-crystallin can form a complex, which dissociates by heat shock. J. Biol. Chem., 267,12936-12941.

276. Zigler J.S. (1978) Age-related changes in the polypeptide composition of beta-crystallin from bovine lens. Exp. Eye Res., 26,537-546.

277. Zigler J.S., Horwitz J. and Kinoshita J.H. (1980). Human p-ciystallin I. Comparative studies on the pi, P2 and Рз-ciystallins. Exp. Eye Res., 31,41-55.

278. Гусев Н.Б., Богачева H.B., Марстон С.Б. (2002) Структура и свойства малых белков теплового шока (sHsp) и их взаимодействие с белками цитоскелета. Биохимия, 67,613-23.

279. Есакова О.А., Ханова Е.А., Мешалкина JI.E., Голбик Р., Хюбнер Г., Кочетов Г.А. (2005) Влияние субстратов транскетолазы на реконструкцию и стабильность холофермента. Биохимия, 70,770-776.

280. Клюева А.В., Левчук Ю.Н., Набока Ю.Н. (2002) Фотонкореляционная спектроскопия белков. Укр. биохим. лсурп., 74,12-26.

281. Кривандин А.В., Муранов К.О., Островский М.А. (2004а) Рентгеновское малоугловое сследование комплексообразования в расстворах а- и Рь-кристаллинов при нагрегвании.Докл. Академ. Наук, 394,1-4.

282. Кривандин А.В., Муранов К.О., Островский М.А. (2004b) Исследование комплексообразования в расстворах а- и Рь-кристаллинов при 60 °С. Мол. Биол., 38,1-15.

283. Кривандин А.В., Муранов К.О., Потураева И.Д., Полянский Н.Б., Островский М.А. (2006) Исследование комплексообразования а- и Рь-кристаллинов при УФ-облучении. Докл. Академ. Наук, 409,1-5.

284. Курганов Б.И. (2002) Оценка активности молекулярных шалеронов в тест-системах, основанных на подавлении агрегации белков. Успехи биол. химии, 42, 89-138.

285. Курганов Б.И., Рафикова Э.Р., Добров Е.Н (2002) Кинетика тепловой агрегации белка оболочки вируса табачной мазаики. Биохимия, 67,631-640.

286. Любарев А.Е., Курганов Б.И. (2000) Изучение необратимой тепловой денатурации белков методом дифференциальной сканирующей калориметрии. Успехи биол. химии, 40,43-84.

287. Маркосян К.А., Курганов Б.И. (2004) Фолдинг, неправильный фолдинг и агрегация белков. Образование телец включения и агресом. Биохимия, 69, 11961212.

288. Панаеенко О.О., Ким М.В., Гусев Н.Б. (2003) Структура и свойства малых белков теплового шока. Успехи биол. химии, 43,59-98.

289. Полторак О.М., Чухрай Е.С., Торшин И.Ю. (1998) Диссоциативная термоинактивация, стабильность и активность олигомерных ферментов (обзор). Биохимия, 63,360-369.

290. Сасо JI., Гриппа Е., Гатто М.Т., Леоне М.Г.,Сильвестрини Б. (2000) Использование метода гельпроникающей хроматографии высокого давления для исследования влияния а-кристаллинов на вызванную нагреванием агрегацию и у-кристаллинов. Биохимия, 65,250-255.

291. Соловьева О.Н. (2002) Выделение и свойства нековалентного комплекса транскетолазы с РНК. Биохимия, 67,804-809.

292. Чеботарева Н.А., Курганов Б.И. и Ливанова Н.Б. (2004) Биохимические эффекты молекулярного краудинга. Биохимия, 69, 1239-1251.

293. Янг И., Жанг К.-Ш., Жоу Х.-М. (1998) Инактивация и конформационные изменения дрожжевой алкогольдегидрогеназы в растворах трифторэтанола. Биохимия, 63, 1307-1311.

294. Янг И., Жоу Х.-М. (2001) Влияние ионов цинка на конформационную стабильность дрожжевой алкогольдегидрогеназы. Биохимия, 66,61-70.