Метаболомное и геномное определение антибиотиков и механизмов антибиотикорезистентности тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Баранова Анна Александровна

• Баранова Анна Александровна
• кандидат наук
• 2025

Оглавление диссертации кандидат наук Баранова Анна Александровна

Список сокращений

Введение

Глава 1. Обзор литературы

1.1 Современные микробиологические подходы к поиску новых антибиотиков

1.1.1 Исследование новых местообитаний

1.1.2 Новые технологии выращивания

1.2 Методы молекулярной биологии в исследовании природных соединений

1.2.1 Метагеномный скрининг и геномный майнинг

1.2.2 Активация биосинтетических кластеров генов

1.2.3 Репортерные штаммы и выделение с учетом механизма действия

1.3 Химическое изучение биоактивных соединений

1.3.1 Дерепликация

1.3.2 Методы обнаружения и выделения нестабильных метаболитов

Глава 2. Результаты и обсуждение

2.1 Метаболомное исследование продуцентов из Белого моря

2.1.1 Масс-спектрометрический анализ состава минорных циклоспоринов

2.1.2 Фрагментация циклоспорина А и изоциклоспорина А

2.1.3 Сравнение с ранее описанными подходами

2.2 Метаболомное исследование микробиоты слизистой носовой полости свиньи

2.2.1 Выделение и идентификация микробиоты слизистой носа свиньи

2.2.2 Антибиотикорезистентность бактериальных изолятов

2.2.3 Метаболомика штамма P. aeruginosa SM-11

2.3 Антибиотики из микробиоты, ассоциированной с муравьями-древоточцами

2.3.1 Выделение и характеристика штамма Streptomyces sp. A10

2.3.2 Метаболомика штамма Streptomyces sp. A10

2.4 Геномный поиск аналогов антибиотика пуромицина

2.4.1 Геномный поиск аналогов пуромицина

2.4.2 Характеристика штамма Streptomyces sp. VKM Ac-502

2.4.3 Метаболомика штамма Б1терЮтусе$ Бр. Ас-502

2.4.4 Анализ кластера цистоцина

2.4.5 Механизм собственной устойчивости продуцента цистоцина

2.4.6 Антимикробная активность цистоцина

Глава 3. Экспериментальная часть

Выводы

Благодарности

Список литературы

Приложения

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

BGC (БГК)

BLAST

ВКМ

CsA

isoCsA

CsB

CsC

CID

Cst

ДНК

DNP

DOSY

DANS-SVI

DMSO (ДМСО)

EIC

ESI-MS

ESEM

FDA

FACS

GNPS

HSQC

HCD

HPLC (ВЭЖХ)

IC50

LOD

MDE

МS

МС

MeBmt MIC (МИК)

biosynthetic gene cluster (биосинтетический генный кластер) basic local alignment search tool всероссийская коллекция микроорганизмов циклоспорин А изоциклоспорин А циклоспорин B циклоспорин С collision-induced dissociation Цистоцин

дезоксирибонуклеиновая кислота dictionary of natural products diffusion ordered spectroscopy

differential analysis of 2D NMR spectrum-single spectrum with variable intensities

dimethyl sulfoxide (диметилсульфоксид) extracted-ion chromatogram electrospray Ionization mass spectrometry environmental scanning electron microscope food and drug administration fluorescence-activated cell sorting global natural products social molecular networking heteronuclear single quantum coherence higher energy collisional dissociation

high-performance liquid chromatography (высокоэффективная жидкостная хроматография)

концентрация полумаксимального ингибирования limit of detection (предел обнаружения) method of emulsion and dispersion separation mass spectrometry (масс спектрометрия) молекулярная сеть

(4^)-4-((£)-2-бутенил)-4,К-диметил-Ь-треонин [(2S,3R,4R,6E)-3 -гидрокси-4-метил-2-(метиламино)-6-октеновая кислота]

minimum inhibitory concentration (минимальная ингибирующая кон-

центрация)

MS - mass spectrometry

NMR (ЯМР) - nuclear magnetic resonance (ядерный магнитный резонанс)

NRPS - non-ribosomal peptide synthetase

Orbitrap - орбитальная ионная ловушка

PKS (ПКС) - polyketide synthase (поликетидсинтаза)

ПЦР - полимеразная цепная реакция

РНК - рибонуклеиновая кислота

RiPPs - ribosomally synthesized and post-translationally modified peptides

RGMS - reporter-guided mutant selection

RMSD - root mean square deviation (среднеквадратичное отклонение)

Puro - пуромицин

SEM - scanning electron microscope

TAP - трансформационно-ассоциированная рекомбинация

TTO - транскрипция-трансляция в одном»

TOCSY - total correlation spectroscopy

ТСХ - тонкослойная хроматография

TFA (ТФУ) - trifluoroacetic acid (трифторуксусная кислота)

TOF-MS - time-of-flight mass spectrometry

УФ - ультрафиолетовый

UNPD - natural products using data

ЯМР - ядерный магнитный резонанс

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Метаболомное и геномное определение антибиотиков и механизмов антибиотикорезистентности»

ВВЕДЕНИЕ

Здоровье является приоритетом в современном мире, поэтому здравоохранение и медицина нуждаются в эффективных лекарствах. Однако, из-за чрезмерного и неправильного использования антибиотиков возросла угроза распространения резистентности патогенных микробов. Всемирная организация здравоохранения (ВОЗ) выделила группу патогенов ESKAPE (Enterococcus faecium, Staphylococcus aureus, Klebsiella pneumoniae, Acinetobacter baumannii, Pseudomonas aeruginosa и Enterobacter spp.) в качестве приоритетной, поскольку данные бактерии развили резистентность к определенным антибиотикам. Многие антибиотики, используемые в клинической практике, получены из природных источников. Изучение новых биологически активных соединения из растений, микроорганизмов и других природных источников продолжает оставаться актуальным.

Природные соединения имеют большое значение в борьбе с устойчивостью к антибиотикам. Они послужили богатым источником вдохновения и базовыми соединениями для разработки новых полусинтетических и синтетических антибиотиков, предлагая разнообразие хемотипов для новых механизмов действия и структурные мотивы, которые могут затруднить развитие устойчивости бактерий. Вещества из природных источников можно использовать напрямую, модифицировать или комбинировать с существующими антимикробными препаратами для повышения эффективности и потенциального преодоления резистентности.

За последние годы был достигнут значительный прогресс в различных направлениях данной области: в определении химических свойств, необходимых для преодоления барьера проникновения препарата в грамотрицательных патогенах; в расширении химического разнообразия синтетических молекул с антимикробной активностью; впоиске ранее «некультивируемых» бактерий или необычных бактерий. Новые стратегии поиска биологически активных соединений опираются на методы структурной биологии, геномики, молекулярной генетики, филогенетического анализа и искусственного интелекта.

Цель работы и задачи исследования. Поиск биологически активных соединений с помощью современных подходов метаболомики, геномики и микробиологии. Для достижения поставленной цели предполагалось решение следующих задач:

1. Исследование микробиоты альтернативных местообитаний: донные отложения Белого моря, ассоциация с муравьями-древоточцами, слизистая носа свиньи.

2. Геномный поиск ингибиторов биосинтеза белка среди пуромицин-подобных биосинтетических генных кластеров актиномицет.

3. Масс-спектрометрическое исследование структуры вторичных метаболитов из штамма гриба Tolypocladium inflatum 13, штамма бактерии Pseudomonas aeruginosa SM-11, штаммов стрептомицет Streptomyces albidoflavus A10 и Streptomyces sp. VKM Ac-502.

Научная новизна и практическая значимость работы. Известно, что используемый при трансплантации препарат-иммуносупрессор циклоспорин А способен превращаться в изоциклоспорин А путем N^O ацильного сдвига в паре аминокислот MeVal11-MeBmt1. Изоциклоспорин A полностью лишен иммуносупрессивных свойств, поэтому его присутствие в субстанции препарата циклоспорина А нежелательно. В данном исследовании разработан новый способ масс-спектрометрического анализа циклоспоринов, заключающийся в масс-спектрометрическом различении изомеров циклических пептидов, содержащих ß-гидрокси-Ы-метиламинокислоты, в том числе идентификации циклоспорина А и его изомера изоциклоспорина А. Подход заключается в регистрации масс-спектра с ионизацией распылением в электрическом поле с дальнейшим анализом фрагментации дважды протонированных ионов. Способ позволяет различить изомеры таких циклических пептидов за счет подавления характерного для них N^-O-ацильного сдвига вследствие протонирования ß-гидроксильной группы циклического пептида.

Метаболомное исследование культивируемой фракции микробиоты слизистой носовой полости венгерской домашней свиньи показало, что микробиота, ассоциированная с млекопитающими, представляет существенный интерес в качестве потенциального источника антимикробных соединений, а для ее дальнейшего изучения наиболее перспективны биотехнологические подходы, основанные на индукции биосинтеза вторичных метаболитов с помощью со-культивирования с патогенными тест-микроорганизмами.

Анализ микробиоты, ассоциированной с черными муравьями-древоточцами Camponotus vagus, позволил выделить штамм Streptomyces sp. A10, проявивший противогрибковые свойства в отношении энтомопатогенных грибов, особенно в отношении Conidiobolus coronatus и Beauveria bassiana. Выделенные противогрибковые вещества были идентифицированы как антимицины. В этой работе было показано, что антимицины могут быть ассоциированы помимо муравьев листорезов также с черными муравьями-древоточцами, что позволяет предположить, что у разных видов муравьев высока физиологическая роль симбионтов.

Поиск потенциальных продуцентов аналогов известных антибиотиков - одно из перспективных направлений в борьбе с устойчивостью к антибиотикам. В данной работе был проведен поиск аналогов известного ингибитора биосинтеза белка - пуромицина. Геномный поиск последовательностей сходных с Pur6-подобным ферментом в биосинтетическом кластере пуромицина выявил у различных видов Streptomyces панель кластеров, отличающуюся от пуромицинового другим паттерном метилирования. Метаболомное исследование штамма

стрептомицета с отличным от пурмицина паттерном метилирования выявило продукцию антибиотика цистоцина. Общая архитектура кластера цистоцина схожа с кластером пуромицина, однако цистоцин облаждает менее выраженным антибиотическим действием, чем пуромицин.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Разработан новый подход к масс-спектрометрической идентификации циклоспоринов, основанный на различиях в фрагментации двухзарядных ионов изомерных циклических пептидов, содержащих ß-гидрокси-Ы-метиламинокислоту MeBmt. Метод позволяет достоверно дифференцировать циклоспорин A и его изомер — изоциклоспорин A.

2. Впервые проведено метаболомное исследование культивируемой фракции назальной микробиоты венгерской домашней свиньи породы Мангалица. Показано, что назальная микробиота млекопитающих представляет существенный интерес в качестве источника продуцентов антимикробных соединений.

3. Впервые установлена продукция противогрибковых антибиотиков антимицинов стрептомицетами, ассоциированными с черными муравьями-древоточцами Camponotus vagus. Установлена противогрибкавая активность антимицинов в отношении энтомопатогенных грибов. Филогенетический анализ штаммов, содержащих биосинтетические генные кластеры антимицинов и продуцирующих данные соединения, выявил кластер генетически близких штаммов. Полученные данные свидетельствуют о потенциальной роли симбиотических акти-номицетов в регуляции микробных сообществ в природных экосистемах.

4. С помощью геномного майнинга Purö-подобных ферментов биосинтеза пуромицина найдены кластеры биосинтеза с другим паттерном метилирования. Установлена продукция пуромицин-подобного антибиотика цистоцина.

Апробация работы. Основные результаты работы были представлены на VI Междисциплинарной конференции «Молекулярные и Биологические аспекты Химии, Фармацевтики и Фармакологии» (27-30 сентября, 2020, Нижний Новгород, Россия); The 45th FEBS Congress (3-7 июля, 2021, Любляна, Словения); VII Съезде биохимиков и молекулярных биологов России и X Российском симпозиуме «Белки и пептиды» (3-7 октября, 2022, Сочи -Дагомыс, Россия); The 2nd International Electronic Conference on Antibiotics Drugs for Superbugs: Antibiotic Discovery, Modes of Action And Mechanisms of Resistance, 2022; VIII Междисциплинарной конференции «Молекулярные и Биологические аспекты Химии, Фармацевтики и Фармакологии» (24-27 апреля, 2023, Санкт-Петербург, Россия).

Исследование представляет собой совокупность четырех направлений, различающихся между собой объектами и подходами к их изучению. Методами химической дерепликации установлена продукция циклоспоринов грибом морского происхождения Tolypocladium

inflatum. Циклоспорин является чрезвычайно важным иммуносупрессивным препаратом. В работе впервые сообщается о продукции циклоспорина А (CsA), а также родственных циклоспоринов B и C, грибом T. inflatum морского происхождения (Белое море). Проанализированы и объяснены закономерности фрагментации ионов [CsA+2H]2+ и [isoCsA+2H]2+. Разработан способ масс-спектрометрической идентификации циклоспорина А в присутствии изоциклоспорина А.

Детализирован состав культивируемой фракции назальной микробиоты венгерской домашней свиньи (Sus domesticus). Антимикробная активность была ассоциирована со штаммом Pseudomonas aeruginosa SM-11, индуцибельно продуцирующим антибиотик пиоцианин. Метод сокультивирования, основанный на индукции биосинтеза вторичных метаболитов с помощью сокультивирования с тест-микроорганизмами, является перспективным биотехнологическим подходом для изучения антибиотиков. Показано, что микробиота млекопитающих может служить источником штаммов, продуцирующих антимикробные вещества.

Антифунгальные свойства штамма Streptomyces albidoflavus A10, ассоциированного с муравьями древоточцами (Componatus vagus), опосредованы продукцией антибиотиков семейства антимицинов. Противогрибковая активность этого штамма потенциально указывает на защитный симбиоз с муравьем-хозяином; микроорганизм продуцирует антимицины для защиты муравьев-древоточцев от инфекций. Филогенетический анализ выявил кластер филогенетически близких штаммов, кодирующих и продуцирующих антимицины. Показано, что микроорганизмы-симбионты - продуценты антимицинов могут быть ассоциированы помимо муравьев-листорезов также с муравьями-древоточцами, что позволяет сделать предположение, что и у других видов муравьев симбионты могут играть важную физиологическая и экологическую роль.

С использованием подходов, основанных на геномном майнинге, был выявлен штамм Streptomyces sp. VKM Ac-502, несущий ранее не описанный кластер биосинтеза аминонуклеозидного антибиотика цистоцина. Показано, что механизм ингибирования биосинтеза белка цистоцином включает цистоцинилирования растущей полипептидной цепи. Детализирован механизм биосинтеза и механизм резистентности к цистоцину.

Обзор литературы посвящен современным подходам к поиску новых биологически активных соединений из различных природных источников. Обобщены современные и развивающиеся тенденции в области скрининга и идентификации природных антибиотиков. Обзор разделен на три части: первая часть посвящена подходам основанным на микробиологии, вторая - химическим подходам и третья часть - подходам на основе молекулярной биологии. Научный потенциал подходов иллюстрируется наиболее яркими и последними результатами.

Личный вклад автора. Автором совместно с научным руководителем были определены цели и задачи научного исследования, а также разработаны пути их решения. Автором или при его непосредственном участии проведены работы по выделению микроорганизмов из природных источников, культивированию штаммов-продуцентов антибиотиков, выделению и очистке биологически активных соединений, обобщение и сравнение с литературными данных о биологической активности выделенных соединений, биоинформатический анализ полногеномных последовательностей штаммов-продуцентов антибиотиков. В работе [1] автором проводилось культивирование штамма-продуцента циклоспорина Tolypocladium inflatum 13 и выделение циклоспорина А. При участии автора проведен сбор и обработка масс-спектрометрических данных. В процессе исследования микробиоты ассоциированной с муравьями-древоточцами [2] автором выполнялось культивирование штамма-продуцента антимици-нов Streptomyces sp. A10, и анализ его антагонистической активности в отношении энтомопато-генных штаммов грибов. Автором был выполнен геномный поиск последовательностей сходных с NRPS и Р^ антимицина. При изучении микробиоты назальной полости венгерской домашней свиньи [3] автором был проведен отбор проб слизистой носа, выделение микроорганизмов их идентификация и дальнейшее культивирование. Кроме того, автором был проведен скрининг на антибиотическую активность, подбор условий культивирования, анализ антибио-тикорезистентности и первичная твердофазная экстракция активной ферментации, хроматогра-фическое разделение смесей. В статье [4] соискатель провел геномный поиск аналогов пуромицина, метаболомное исследование штамма Streptomyces sp. Ac-502 и анализ кластера ци-стоцина. При участии автора был проведен сбор и анализ литературных данных, а также подготовлен иллюстративный материал для обзоров литературы [4-6].

Для работ, проводившихся совместно с другими подразделениями Института биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова Российской академии наук (ГНЦ ИБХ РАН) или совместно с коллегами из других организаций, в тексте диссертации приведены соответствующие сноски. В работе использованы экспериментальные данные, полученные в других лабораториях и в рамках научного сотрудничества с другими организациями: культивирование и микробиологическое изучение штамма-продуцента Streptomyces albidiflavus A10 проводилось к.б.н. н.с. Закалюкиной Ю.В. и к.б.н. с.н.с. Бирюковым М.В. (факультет почвоведения МГУ им. М.В. Ломоносова), культивирование и микробиологическое изучение штамма-продуцента Streptomyces sp. VKM Ac-502 проводилось Стародумовой И.П., Буевой О.В., Евтушенко Л.И., Арискиной Е.В. (Всероссийская коллекция микроорганизмов). Ингибирование трансляции и получение резистентных клеточных линий проводилось к.х.н. Лукьяновым Д.А. (Сколтех), Мариной В.И. и Зотовой П.А.(Химический факультет МГУ им. М.В. Ломоносова). Масс-спектры регистрировались м.н.с. Чистовым А.А,

к.х.н. н.с. Белозеровой О.А. (ГНЦ ИБХ РАН), к.б.н. с.н.с. Бирюковым М.В. (МГУ им. М. В. Ломоносова).

Список публикаций:

1. Baranova, A.A.; Zakalyukina, Y.V.; Tyurin, A.P.; Korshun, V.A.; Belozerova, O.A.; Biryukov, M.V.; Moiseenko, A.V.; Terekhov, S.S.; Alferova, V.A. (2024). Antimicrobial Metabolites from Pig Nasal Microbiota. Russ. J. Bioorg. Chem. 50, 354-374.

2. Baranova, A.A.; Chistov, A.A.; Shuvalov, M.V.; Tyurin, A.P.; Biryukov, M.V.; Ivanov, I.A.; Sadykova, V.S.; Kurakov, A.V.; Sergeeva, A.I.; Korshun, V.A.; Alferova, V.A. (2021). Identification of isocyclosporins by collision-induced dissociation of doubly protonated species. Talanta 225, 121930.

3. Baranova, A.A.; Chistov, A.A.; Tyurin, A.P.; Prokhorenko, I.A.; Korshun, V.A.; Biryukov, M.V.; Alferova, V.A.; Zakalyukina, Y.V. (2020). Chemical Ecology of Streptomyces albidoflavus Strain A10 Associated with Carpenter Ant Camponotus vagus. Microorganisms 8, 1948.

4. Alferova, V.A.; Zotova, P.A.; Baranova, A.A.; Guglya, E.B.; Belozerova, O.A.; Pipiya, S.O.; Kudzhaev, A.M.; Logunov, S.E.; Prokopenko, Y.A.; Marenkova, E.A.; et al. Mining Translation Inhibitors by a Unique Peptidyl-Aminonucleoside Synthetase Reveals Cystocin Biosynthesis and Self-Resistance. Int. J. Mol. Sci. (2024), 25, 12901.

5. Baranova, A.A.; Alferova, V.A.; Korshun, V.A.; Tyurin, A.P. (2020). Antibiotics from Extremophilic Micromycetes. Russ. J. Bioorg. Chem. 46, 903-971.

6. Baranova, A.A.; Zakalyukina, Y.V.; Ovcharenko, A.A.; Korshun, V.A.; Tyurin, A.P. (2022). Antibiotics from Insect-Associated Actinobacteria. Biology 11, 1676.

7. Baranova, A.A.; Alferova, V.A.; Korshun, V.A.; Tyurin, A.P. (2023) Modern Trends in Natural Antibiotic Discovery. Life 13, 1073.

Тезисы конференций:

1. Баранова А.А., Алферова В.А., Коршун В.А., Чистов А.А., Бирюков М.В., Иванов И.А., Тюрин А.П. Масс-спектрометрический анализ циклоспорина А и продукта N^-O-ацильного сдвига. VI Междисциплинарная конференция «Молекулярные и Биологические аспекты Химии, Фармацевтики и Фармакологии», Нижний Новгород, Россия, 2020, с. 8.

2. Baranova A., Alferova V., Tyurin A., Chistov A., Biryukov M., Ivanov I., Korshun V. Mass spectrometric method for analysis of cyclosporin A and isocyclosporin A. FEBS open bio, Любляна, Словения, 2021, 11 (S1), p 312.

3. А.А. Баранова, В. А. Алферова, А.П. Тюрин, А. А. Чистов, В. А. Коршун, М.В. Бирюков, Ю.В. Закалюкина Химическое многообразие антимицинов , продуцируемых штаммом Streptomyces albidiflavus A10, ассоциированным с муравьями-древоточцами Camponotus vagus.

VII Съезда биохимиков и молекулярных биологов России и X Российского симпозиума «Белки и пептиды», Сочи - Дагомыс, Россия, 2021 с. 48-49.

4. Anna Baranova, Vera Alferova, Yuliya Zakalyukina, Vladimir Korshun Study of the biodiversity and antibiotic activity of microorganisms isolated from the nasal mucosa of the Mangalica pig. The 2nd International Electronic Conference on Antibiotics Drugs for Superbugs: Antibiotic Discovery, Modes of Action And Mechanisms of Resistance, 2022, https://doi.org/10.3390/eca2022-12698

5. Баранова А.А., Закалюкина Ю.В., Тюрин А.П., Коршун В.В., Белозерова О.А., Бирюков М.В., Терехов С.С., Алферова В.А. Биотехнологический потенциал микробиоты слизистой носа венгерской домашней свиньи. VIII Междисциплинарная конференция «Молекулярные и Биологические аспекты Химии, Фармацевтики и Фармакологии» Санкт-Петербург, Россия, 2023, с. 170.

Патенты:

1. Баранова А.А., Алферова В. А., Тюрин А.П., Чистов А. А., Колесанова Е.Ф., Коршун В.А. Способ масс-спектрометрического анализа циклоспоринов. RU 2767432C1, 2021.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Профилактика и лечение многих инфекционных заболеваний невозможны без использования антибиотиков. В то же время эффективность медицинских антибиотиков неуклонно снижается из-за распространения устойчивости к антимикробным препаратам, с одной стороны, и отсутствия принципиально новых противомикробных препаратов, с другой стороны. Всемирная организация здравоохранения (ВОЗ) уже перечисляет некоторые инфекции, вызываемые устойчивыми бактериями, как «критический приоритет» для разработки новых антибиотиков [8].

Зелман Ваксман, один из пионеров в разработке медицинских антибиотиков, определил антибиотик как «химическое вещество, вырабатываемое микроорганизмами, которое обладает способностью подавлять рост и даже уничтожать бактерии и другие микроорганизмы» [9]. С тех пор это определение претерпело множество изменений [10-12], и до сих пор по этому вопросу нет единого мнения.

Сегодня под «антибиотиками» обычно понимают антибактериальные терапевтические средства на основе малых молекул, не настаивая на их производстве микроорганизмами. Таким образом, «антибиотики» могут быть природными соединениями, их полусинтетическими производными или полностью синтетическими веществами. Каждая группа вносит свой вклад в борьбу с микробными инфекциями. Полусинтетические антибиотики создаются на основе природных предшественников, а полностью синтетические препараты часто биоинспирированы. Поэтому в целом природные соединения в том или ином смысле являются основным источником новых антимикробных препаратов [13,14].

Наряду с определением антибиотиков, Ваксман представил первую платформу систематического скрининга для обнаружения новых антибиотиков [15]. Поиск антимикробных соединений включает в себя выделение обитающих в почве микроорганизмов, в основном актино-бактерий, и их анализ на способность к ингибированию роста патогенных штаммов микроорганизмов. Последующая очистка активных соединений из выделенных культуральных жидкостей позволила обнаружить множество полезных природных соединений (Рис. 1).

Рис. 1. Традиционный фенотипический скрининг («платформа Ваксмана») Основные классы лекарственных антибиотиков были открыты в «золотой век» - 19401960-е годы, когда фенотипический скрининговый подход Ваксмана использовался многими группами как в исследовательских институтах, так и в фармацевтической промышленности

[16]. Из-за целого ряда проблем разработка антибиотиков стала очень рискованной (малоприбыльной) и дорогостоящей для фармацевтических компаний [17]. Далее будут рассмотрены современные тенденции в этой области.

После десятилетий успешной работы исследователи признали ограничения «платформы Ваксмана»:

1. Большая часть почвенного микробиома не поддается культивированию в стандартных лабораторных условиях. Даже для актиномицетов классические методы выделения дают большое количество колоний Streptomyces, но другие виды этого класса представлены недостаточно. В результате трудно оценить биосинтетический потенциал большинства микроорганизмов (проблема микробной «темной материи»).

2. Скрининг культур с широким спектром активности часто дает токсичные и/или хорошо известные соединения (проблема повторного выделения).

3. Скрининг требует длительного культивирования (для выделения аксеничных культур, для тестовых ферментаций и т.д.) и ресурсозатратного выделения антибиотиков. В целом, этот метод не может быть адаптирован для быстрого и высокопроизводительного скрининга.

Хотя случайный поиск время от времени дает интересные результаты (например, недавнее открытие антибиотика лассо-пептида лариоцидина и его циклизованного производного ла-риоцидина В, продуцируемого PaenibacШus sp. М2, который обладает широким спектром активности против ряда бактериальных патогенов [18]), его уже нельзя считать современной методологией. Современные исследования природного биоразнообразия расширили арсенал возможностей для поиска антибиотиков. Вводятся все новые подходы к выделению продуцентов антибиотиков. Для этого происходит усовершенствование методов микробиологии, молекулярной биологии и химии, которые друг друга взаимодополняют. Современные подходы в области поиска антибиотиков схематично изображены в виде сегментированной пирамиды на Рис. 2.

Рис. 2. Основные современные подходы к скринингу новых антибиотиков из природных источ-

ников

1.1 Современные микробиологические подходы к поиску новых антибиотиков

Выделение продуцентов антибиотиков традиционным способом приводит к систематическому отбору лишь небольшой части существующего микробного разнообразия. Новые мета-геномные данные [19] указывают на то, что производство специфических метаболитов может происходить в некультивируемых таксонах микроорганизмов. Очевидно, что до сих пор отбиралась лишь малая часть антибиотиков, производимых микроорганизмами, в то время как их биосинтетический потенциал гораздо выше [20]. Новые данные послужили толчком к открытию антибиотиков из малоизученных экониш (Рис. 3).

Рис. 3. Основные микробиологические подходы к поиску новых антибиотиков Поскольку адаптация микроорганизмов к конкретным экологическим нишам может осуществляться за счет сложной биохимии и необычных путей метаболизма, такие микроорганизмы могут стать источником новых кластеров биосинтетических генов [21]. Более того, даже для хорошо изученных местообитаний можно увеличить «посевную способность» продуцентов. Известно, что 95-99% всего микробиома приходится на микроорганизмы, не поддающиеся культивированию в стандартных лабораторных условиях [22-25]. Новые технологии культивирования позволяют получить доступ к части этого неизученного микробиома.

Еще одним этапом, на котором теряются некоторые потенциально ценные антибиотические метаболиты, является первичный скрининг. Чаще всего отбираются продуценты, проявляющие широкий спектр активности в культуральной жидкости. В последнее время парадигма изменилась, и метаболиты с более избирательным действием привлекают все больше внимания [26]. Природные соединения - богатый источник новых биологически активных соединений. Недавние исследования микроорганизмов из необычных экологических ниш привели к открытию нескольких ценных биологически активных соединений [27-30].

1.1.1 Исследование новых местообитаний

Высокая частота встречаемости стрептомицетов и проблема повторного обнаружения привели к естественному снижению интереса к почвенным микроорганизмам. Поскольку большинство антибактериальных агентов происходит от хорошо известных наземных или водных изолятов актиномицетов [31], исследователи сосредоточились на микроорганизмах, выделенных из необычных мест обитания [32]. Поиск новых биологически активных молекул сместился в сторону морских экосистем [33-35], таксонов, обитающих в экстремальных условиях [36-39], ассоциированных с насекомыми [5], симбионтов млекопитающих [40], эндофитов [41,42] и эпифитов [43], а также труднодоступных мест обитания (например, карстовых пещер) [44].

Морские экосистемы очень разнообразны по температурным колебаниям, солености, освещенности, составу и концентрации питательных веществ. Благодаря уникальным особенностям полиэкстремофильной адаптации и широкому спектру вторичных метаболитов, продуценты морского происхождения представляют собой интересный объект с точки зрения расширения пространства фармакофоров [39,45,46]. Микроорганизмы морского происхождения часто ассоциируются с различными морскими беспозвоночными, водорослями и растениями, участвуя в круговороте питательных веществ и разложении органического вещества [47]. Поэтому они производят огромное количество вторичных метаболитов, обладающих противоопухолевой и антибиотической активностью [39,48]. Основным источником большинства современных антибиотиков природного происхождения являются актинобактерии, которые могут жить в самых разных условиях окружающей среды [49-52].

Природные соединения, произведенные в экстремальных условиях, оптимизированы для этих ниш и могут потребовать значительной модификации для использования в организме человека. Определенные среды обитания симбионтов предъявляют к микроорганизмам требования, способствующие отбору метаболитов с высоким терапевтическим потенциалом (например, нетоксичных для млекопитающих и активных против грамотрицательных бактерий) [21]. Бактерии и грибы, участвующие в симбиозе - это область, которая до сих пор остается малоизу-

ченной для открытия новых антибиотиков. Симбиоз с растениями, беспозвоночными, морскими губками и другими организмами развивался под влиянием организма-хозяина, что делает бактериальных симбионтов перспективным источником ценных метаболитов [5,53,54].

Более того, новейшие исследования в области химической экологии свидетельствуют о том, что биосинтез антимикробных вторичных метаболитов является результатом сложных генетически обусловленных реакций на внешние сигналы, поступающие главным образом от других организмов в составе микробного сообщества [55-58]. Иными словами, вторичные метаболиты выполняют функцию химических посредников в коммуникации между микроорганизмами [59,60]. Поэтому исследование этих соединений в разных экологических сообществах не только способствует поиску новых лекарственных препаратов, но и помогает лучше понять молекулярные механизмы межвидовых взаимодействий. Особый интерес вызывают сообщества, объединяющие организмы различных таксономических групп — животных, растений, беспозвоночных, бактерий и грибов.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Баранова Анна Александровна, 2025 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

(1) Baranova A.A., Chistov A.A., Shuvalov M.V., Tyurin A.P., Biryukov M.V., Ivanov I.A., Sadykova V.S., Kurakov A.V., Sergeeva A.I., Korshun V.A., Alferova V.A. Identification of isocyclosporins by collision-induced dissociation of doubly protonated species. Talanta 2021, 225, 121930.

(2) Baranova A.A., Chistov A.A., Tyurin A.P., Prokhorenko I.A., Korshun V.A., Biryukov M.V., Alferova V.A., Zakalyukina Y.V. Chemical Ecology of Streptomyces albidoflavus Strain A10 Associated with Carpenter Ant Camponotus vagus. Microorganisms 2020, 8, 12, 1948.

(3) Baranova A.A., Zakalyukina Y.V., Tyurin A.P., Korshun V.A., Belozerova O.A., Biryukov M.V., Moiseenko A.V., Terekhov S.S., Alferova V.A. Antimicrobial Metabolites from Pig Nasal Microbiota. Russ. J. Bioorg. Chem. 2024, 50, 2, 354-374.

(4) Alferova V.A., Zotova P.A., Baranova A.A., Guglya E.B., Belozerova O.A., Pipiya S.O., Kudzhaev A.M., Logunov S.E., Prokopenko Y.A., Marenkova E.A., Marina V.I., Novikova E.A., Komarova E.S., Starodumova I.P., Bueva O.V., Evtushenko L.I., Ariskina E.V., Koval-chuk S.I., Mineev K.S. et al. Mining Translation Inhibitors by a Unique Peptidyl-Aminonucleoside Synthetase Reveals Cystocin Biosynthesis and Self-Resistance. Int. J. Mol. Sci. 2024, 25, 23, 12901.

(5) Baranova A.A., Zakalyukina Y.V., Ovcharenko A.A., Korshun V.A., Tyurin A.P. Antibiotics from Insect-Associated Actinobacteria. Biology 2022, 11, 11, 1676.

(6) Baranova A.A., Alferova V.A., Korshun V.A., Tyurin A.P. Antibiotics from extremophilic mi-cromycetes. Russ. J. Bioorg. Chem. 2020, 46, 6, 903-971.

(7) Baranova A.A., Alferova V.A., Korshun V.A., Tyurin A.P. Modern Trends in Natural Antibiotic Discovery. Life 2023, 13, 5, 1073.

(8) World Health Organization. Prioritization of pathogenes to guide discovery, research and development of new antibiotics for drug-resistant bacterial infections, including tuberculosis, 2017, https://www.who.int/publications/i7item/WHO-EMP-IAU-2017.12.

(9) Waksman S.A. What is an Antibiotic or an Antibiotic Substance? Mycologia 1947, 39, 5, 565569.

(10) Bentley R., Bennett J.W. What Is an Antibiotic? Revisited. In Advances in Applied Microbiology; Elsevier, 2003, Vol. 52. pp 303-331.

(11) Davies J. Are antibiotics naturally antibiotics? J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 2006, 33, 7, 496499.

(12) Cook M.A., Wright G.D. The past, present, and future of antibiotics. Sci. Transl. Med. 2022, 14, 657, eabo7793.

(13) Newman D.J., Cragg G.M. Natural Products as Sources of New Drugs over the Nearly Four Decades from 01/1981 to 09/2019. J. Nat. Prod. 2020, 83, 3, 770-803.

(14) Harvey A.L., Edrada-Ebel R., Quinn R.J. The re-emergence of natural products for drug discovery in the genomics era. Nat. Rev. Drug. Discov. 2015, 14, 2, 111-129.

(15) Schatz A., Bugie E., Waksman S.A., Hanssen A.D., Patel R., Osmon D.R. The Classic: Streptomycin, a Substance Exhibiting Antibiotic Activity against Gram-Positive and Gram-Negative Bacteria: Clin. Orthopaed. Rel. Res. 2005, No. 437, 3-6.

(16) Lewis K. Platforms for antibiotic discovery. Nat. Rev. Drug. Discov. 2013, 12, 5, 371-387.

(17) Bernal F.A., Hammann P., Kloss F. Natural products in antibiotic development: is the success story over? Curr. Opin. Biotechnol. 2022, 78, 102783.

(18) Jangra M., Travin D.Y., Aleksandrova E.V., Kaur M., Darwish L., Koteva K., Klepacki D., Wang W., Tiffany M., Sokaribo A., Coombes B.K., Vazquez-Laslop N., Polikanov Y.S., Man-

kin A.S., Wright G.D. A broad-spectrum lasso peptide antibiotic targeting the bacterial ribo-some. Nature 2025, 640, 8060, 1022-1030.

(19) Pandey A., Israr J., Pandey J., Misra S. Current Approaches and Implications in Discovery of Novel Bioactive Products from Microbial Sources. Curr. Microbiol. 2025, 82, 6, 258.

(20) Monciardini P., Iorio M., Maffioli S., Sosio M., Donadio S. Discovering new bioactive molecules from microbial sources. Microb. Biotechnol. 2014, 7, 3, 209-220.

(21) Lewis K. The Science of Antibiotic Discovery. Cell 2020, 181, 1, 29-45.

(22) Zhang X.-H., Ahmad W., Zhu X.-Y., Chen J., Austin B. Viable but nonculturable bacteria and their resuscitation: implications for cultivating uncultured marine microorganisms. Mar. Life Sci. Technol. 2021, 3, 2, 189-203.

(23) Salam N., Xian W.-D., Asem M.D., Xiao M., Li W.-J. From ecophysiology to cultivation methodology: filling the knowledge gap between uncultured and cultured microbes. Mar. Life Sci. Technol. 2021, 3, 2, 132-147.

(24) Mu D.-S., Ouyang Y., Chen G.-J., Du Z.-J. Strategies for culturing active/dormant marine microbes. Mar. Life Sci. Technol. 2021, 3, 2, 121-131.

(25) Bodor A., Bounedjoum N., Vincze G.E., Erdeine Kis A., Laczi K., Bende G., Szilagyi A., Ko-vacs T., Perei K., Rakhely G. Challenges of unculturable bacteria: environmental perspectives. Rev. Environ. Sci. Biotechnol. 2020, 19, 1, 1-22.

(26) Brown E.D., Wright G.D. Antibacterial drug discovery in the resistance era. Nature 2016, 529, 7586, 336-343.

(27) Hover B.M., Kim S.-H., Katz M., Charlop-Powers Z., Owen J.G., Ternei M.A., Maniko J., Es-trela A.B., Molina H., Park S., Perlin D.S., Brady S.F. Culture-independent discovery of the malacidins as calcium-dependent antibiotics with activity against multidrug-resistant Grampositive pathogens. Nat. Microbiol. 2018, 3, 4, 415-422.

(28) Wu C., Shang Z., Lemetre C., Ternei M.A., Brady S.F. Cadasides, Calcium-Dependent Acidic Lipopeptides from the Soil Metagenome That Are Active against Multidrug-Resistant Bacteria. J. Am. Chem. Soc. 2019, 141, 9, 3910-3919.

(29) Vikeli E., Widdick D.A., Batey S.F.D., Heine D., Holmes N.A., Bibb M.J., Martins D.J., Pierce N.E., Hutchings M.I., Wilkinson B. In Situ Activation and Heterologous Production of a Cryptic Lantibiotic from an African Plant Ant-Derived Saccharopolyspora Species. Appl. Environ. Microbiol. 2020, 86, 3, e01876-19.

(30) Ling L.L., Schneider T., Peoples A.J., Spoering A.L., Engels I., Conlon B.P., Mueller A., Schaberle T.F., Hughes D.E., Epstein S., Jones M., Lazarides L., Steadman V.A., Cohen D.R., Felix C.R., Fetterman K.A., Millett W.P., Nitti A.G., Zullo A.M. et al. A new antibiotic kills pathogens without detectable resistance. Nature 2015, 517, 7535, 455-459.

(31) De Simeis D., Serra S. Actinomycetes: A Never-Ending Source of Bioactive Compounds—An Overview on Antibiotics Production. Antibiotics 2021, 10, 5, 483.

(32) Ezeobiora C.E., Igbokwe N.H., Amin D.H., Enwuru N.V., Okpalanwa C.F., Mendie U.E. Uncovering the biodiversity and biosynthetic potentials of rare actinomycetes. Fut. J. Pharm. Sci. 2022, 8, 1, 23.

(33) Subramani, Sipkema. Marine Rare Actinomycetes: A Promising Source of Structurally Diverse and Unique Novel Natural Products. Mar. Drugs. 2019, 17, 5, 249.

(34) Srinivasan R., Kannappan A., Shi C., Lin X. Marine Bacterial Secondary Metabolites: A Treasure House for Structurally Unique and Effective Antimicrobial Compounds. Mar. Drugs 2021, 19, 10, 530.

(35) Sedeek A.M., Ismail M.M., Elsayed T.R., Ramadan M.A. Recent methods for discovering novel bioactive metabolites, specifically antimicrobial agents, from marine-associated microorganisms. Lett. Appl. Microbiol. 2022, 75, 3, 511-525.

(36) Mahajan G.B., Balachandran L. Sources of antibiotics: Hot springs. Biochem. Pharmacol. 2017, 134, 35-41.

(37) Uma G., Babu M.M., Prakash V.S.G., Nisha S.J., Citarasu T. Nature and bioprospecting of haloalkaliphilics: a review. World J Microbiol Biotechnol 2020, 36, 5, 66.

(38) Tendulkar S., Hattiholi A., Chavadar M., Dodamani S. Psychrophiles: A journey of hope. J. Biosci. 2021, 46, 3, 64.

(39) Baranova A.A., Alferova V.A., Korshun V.A., Tyurin A.P. Antibiotics from extremophilic mi-cromycetes. Russ. J. Bioorg. Chem. 2020, 46, 6, 903-971.

(40) Wang L., Ravichandran V., Yin Y., Yin J., Zhang Y. Natural products from mammalian gut microbiota. Tr. Biotechnol. 2019, 37, 5, 492-504.

(41) El-Bondkly E.A.M., El-Bondkly A.A.M., El-Bondkly A.A.M. Marine endophytic fungal metabolites: A whole new world of pharmaceutical therapy exploration. Heliyon 2021, 7, 3, e06362.

(42) Aghdam S.A., Brown A.M.V. Deep learning approaches for natural product discovery from plant endophytic microbiomes. Environ. Microbiome 2021, 16, 1, 6.

(43) Jiang Z., Tuo L., Huang D., Osterman I.A., Tyurin A.P., Liu S., Lukyanov D.A., Sergiev P.V., Dontsova O.A., Korshun V.A., Li F., Sun C. Diversity, Novelty, and Antimicrobial Activity of Endophytic Actinobacteria From Mangrove Plants in Beilun Estuary National Nature Reserve of Guangxi, China. Front. Microbiol. 2018, 9, 868.

(44) Axenov-Gibanov D.V., Voytsekhovskaya I.V., Tokovenko B.T., Protasov E.S., Gamaiunov S.V., Rebets Y.V., Luzhetskyy A.N., Timofeyev M.A. Actinobacteria Isolated from an Underground Lake and Moonmilk Speleothem from the Biggest Conglomeratic Karstic Cave in Siberia as Sources of Novel Biologically Active Compounds. PLoS One 2016, 11, 2, e0149216.

(45) Carroll A.R., Copp B.R., Davis R.A., Keyzers R.A., Prinsep M.R. Marine natural products. Nat. Prod. Rep. 2023, 40, 2, 275-325.

(46) Thawabteh A.M., Swaileh Z., Ammar M., Jaghama W., Yousef M., Karaman R., A. Bufo S., Scrano L. Antifungal and Antibacterial Activities of Isolated Marine Compounds. Toxins 2023, 15, 2, 93.

(47) Gon9alves M.F.M., Esteves A.C., Alves A. Marine Fungi: Opportunities and Challenges. Encyclopedia 2022, 2, 1, 559-577.

(48) Giddings L.-A., Newman D.J. Extremophilic Fungi from Marine Environments: Underex-plored Sources of Antitumor, Anti-Infective and Other Biologically Active Agents. Mar. Drugs 2022, 20, 1, 62.

(49) Siro G., Pipite A., Christi K., Srinivasan S., Subramani R. Marine Actinomycetes Associated with Stony Corals: A Potential Hotspot for Specialized Metabolites. Microorganisms 2022, 10, 7, 1349.

(50) Ruwandeepika H.A.D., Fernando G.C.P., Jayaweera T.S.P. An Overview of Biomedical, Bio-technological, and Industrial Applications of Actinomycetes. In Natural Products from Acti-nomycetes; Rai, R. V., Bai, J. A., Eds.; Springer Singapore: Singapore, 2022, pp 475-508.

(51) Lu Q.-P., Huang Y.-M., Liu S.-W., Wu G., Yang Q., Liu L.-F., Zhang H.-T., Qi Y., Wang T., Jiang Z.-K., Li J.-J., Cai H., Liu X.-J., Luo H., Sun C.-H. Metabolomics Tools Assisting Classic Screening Methods in Discovering New Antibiotics from Mangrove Actinomycetia in Lei-zhou Peninsula. Mar. Drugs 2021, 19, 12, 688.

(52) Shi T., Wang Y.-F., Wang H., Wang B. Genus Nocardiopsis: A Prolific Producer of Natural Products. Mar. Drugs 2022, 20, 6, 374.

(53) Gogineni V., Chen X., Hanna G., Mayasari D., Hamann M.T. Role of symbiosis in the discovery of novel antibiotics. J. Antibiot. 2020, 73, 8, 490-503.

(54) Masson F., Lemaitre B. Growing Ungrowable Bacteria: Overview and Perspectives on Insect Symbiont Culturability. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2020, 84, 4, e00089-20.

(55) Van Der Meij A., Worsley S.F., Hutchings M.I., Van Wezel G.P. Chemical ecology of antibiotic production by actinomycetes. FEMSMicrobiol. Rev. 2017, 41, 3, 392-416.

(56) Old Meets New: Using Interspecies Interactions to Detect Secondary Metabolite Production in Actinomycetes. Methods Enzymol. 2012, 517, 89-109.

(57) Barka E.A., Vatsa P., Sanchez L., Gaveau-Vaillant N., Jacquard C., Klenk H.-P., Clément C., Ouhdouch Y., Van Wezel G.P. Taxonomy, Physiology, and Natural Products of Actinobacte-ria. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2016, 80, 1, 1-43.

(58) Zhu H., Sandiford S.K., Van Wezel G.P. Triggers and cues that activate antibiotic production by actinomycetes. J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 2014, 41, 2, 371-386.

(59) Linares J.F., Gustafsson I., Baquero F., Martinez J.L. Antibiotics as intermicrobial signaling agents instead of weapons. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2006, 103, 51, 19484-19489.

(60) Davies J., Spiegelman G.B., Yim G. The world of subinhibitory antibiotic concentrations. Curr. Opin. Microbiol. 2006, 9, 5, 445-453.

(61) Imai Y., Meyer K.J., Iinishi A., Favre-Godal Q., Green R., Manuse S., Caboni M., Mori M., Niles S., Ghiglieri M., Honrao C., Ma X., Guo J.J., Makriyannis A., Linares-Otoya L., Bohringer N., Wuisan Z.G., Kaur H., Wu R. et al. A new antibiotic selectively kills Gramnegative pathogens. Nature 2019, 576, 7787, 459-464.

(62) Peterson J.H., Doyle M.T., Bernstein H.D. Small Molecule Antibiotics Inhibit Distinct Stages of Bacterial Outer Membrane Protein Assembly. mBio 2022, 13, 5, e02286-22.

(63) Imai Y., Hauk G., Quigley J., Liang L., Son S., Ghiglieri M., Gates M.F., Morrissette M., Shahsavari N., Niles S., Baldisseri D., Honrao C., Ma X., Guo J.J., Berger J.M., Lewis K. Evybactin is a DNA gyrase inhibitor that selectively kills Mycobacterium tuberculosis. Nat. Chem. Biol. 2022, 18, 11, 1236-1244.

(64) Diarra U., Osborne-Naikatini T., Subramani R. Actinomycetes associated with hymenopteran insects: a promising source of bioactive natural products. Front. Microbiol. 2024, 15, 1303010.

(65) Maurice-Lira J.V., Romero-Nápoles J., Pérez-Cárcamo J., Martínez-Cerón D.M., Flores-Maldonado K.Y., Morales-Rodríguez S., Pérez-Moreno J. Antimicrobial-producing microorganisms in fungus-farming ants: a critical review on insights into a natural biological defense with biotechnological potential. Ann. Entomol. Soc. Am. 2024, 118, 1, 1-15.

(66) Grundmann C.O., Guzman J., Vilcinskas A., Pupo M.T. The insect microbiome is a vast source of bioactive small molecules. Nat. Prod. Rep. 2024, 41, 6, 935-967.

(67) Schoenian I., Spiteller M., Ghaste M., Wirth R., Herz H., Spiteller D. Chemical basis of the synergism and antagonism in microbial communities in the nests of leaf-cutting ants. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2011, 108, 5, 1955-1960.

(68) Currie C.R. A Community of Ants, Fungi, and Bacteria: A Multilateral Approach to Studying Symbiosis. Annu. Rev. Microbiol. 2001, 55, 1, 357-380.

(69) Schultz T.R. In search of ant ancestors. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2000, 97, 26, 1402814029.

(70) Caldera E.J., Poulsen M., Suen G., Currie C.R. Insect Symbioses: A Case Study of Past, Present, and Future Fungus-growing Ant Research. Environ. Entomol. 2009, 38, 1, 78-92.

(71) Ronque M.U.V., Lyra M.L., Migliorini G.H., Bacci M., Oliveira P.S. Symbiotic bacterial communities in rainforest fungus-farming ants: evidence for species and colony specificity. Sci Rep 2020, 10, 1.

(72) Donia M.S., Fischbach M.A. Small molecules from the human microbiota. Science 2015, 349, 6246, 1254766.

(73) Mousa W.K., Athar B., Merwin N.J., Magarvey N.A. Antibiotics and specialized metabolites from the human microbiota. Nat. Prod. Rep. 2017, 34, 11, 1302-1331.

(74) Chiumento S., Roblin C., Kieffer-Jaquinod S., Tachon S., Lepretre C., Basset C., Aditiyarini D., Olleik H., Nicoletti C., Bornet O., Iranzo O., Maresca M., Hardre R., Fons M., Giardina T., Devillard E., Guerlesquin F., Coute Y., Atta M. et al. Ruminococcin C, a promising antibiotic produced by a human gut symbiont. Sci. Adv. 2019, 5, 9, eaaw9969.

(75) Barber C.C., Zhang W. Small molecule natural products in human nasal/oral microbiota. J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 2021, 48, 3-4, kuab010.

(76) Lewis K. The Science of Antibiotic Discovery. Cell 2020, 181, 1, 29-45.

(77) Gogineni V., Chen X., Hanna G., Mayasari D., Hamann M.T. Role of symbiosis in the discovery of novel antibiotics. J. Antibiot. 2020, 73, 8, 490-503.

(78) Masson F., Lemaitre B. Growing ungrowable bacteria: overview and perspectives on insect symbiont culturability. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2020, 84, 4, e00089-20.

(79) Pirolo M., Espinosa-Gongora C., Alberdi A., Eisenhofer R., Soverini M., Eriksen E.0., Peder-sen K.S., Guardabassi L. Bacterial topography of the upper and lower respiratory tract in pigs. Anim. Microbiome 2023, 5, 1, 5.

(80) Petrelli S., Buglione M., Rivieccio E., Ricca E., Baccigalupi L., Scala G., Fulgione D. Reprogramming of the gut microbiota following feralization in Sus scrofa. Anim. Microbiome 2023, 5, 1, 14.

(81) Vasco K., Guevara N., Mosquera J., Zapata S., Zhang L. Characterization of the gut microbi-ome and resistome of Galapagos marine iguanas (Amblyrhynchus cristatus) from uninhabited islands. Anim. microbiome 2022, 4, 65.

(82) Kauter A., Epping L., Semmler T., Antao E.-M., Kannapin D., Stoeckle S.D., Gehlen H., Lüb-ke-Becker A., Günther S., Wieler L.H., Walther B. The gut microbiome of horses: current research on equine enteral microbiota and future perspectives. Anim. Microbiome 2019, 1, 14.

(83) O'Sullivan J.N., Rea M.C., O'Connor P.M., Hill C., Ross R.P. Human skin microbiota is a rich source of bacteriocin-producing staphylococci that kill human pathogens. FEMS Microbiol. Ecol. 2019, 95, 2.

(84) Wertz P.W., De Szalay S. Innate antimicrobial defense of skin and oral mucosa. Antibiotics 2020, 9, 4, 159.

(85) O'Sullivan J.N., O'Connor P.M., Rea M.C., O'Sullivan O., Walsh C.J., Healy B., Mathur H., Field D., Hill C., Ross R.P. Nisin j, a novel natural nisin variant, is produced by Staphylococcus capitis sourced from the human skin microbiota. J. Bacteriol. 2020, 202, 3.

(86) O'Neill A.M., Worthing K.A., Kulkarni N., Li F., Nakatsuji T., McGrosso D., Mills R.H., Kalla G., Cheng J.Y., Norris J.M., Pogliano K., Pogliano J., Gonzalez D.J., Gallo R.L. Antimicrobials from a feline commensal bacterium inhibit skin infection by drug-resistant S. pseudintermedius. eLife 2021, 10, e66793.

(87) Swaney M.H., Kalan L.R. Living in your skin: microbes, molecules, and mechanisms. Infect. Immun. 2021, 89, 4, e00695-20.

(88) Heilbronner S., Krismer B., Brötz-Oesterhelt H., Peschel A. The microbiome-shaping roles of bacteriocins. Nat. Rev. Microbiol. 2021, 19, 11, 726-739.

(89) Terekhov S.S., Smirnov I.V., Malakhova M.V., Samoilov A.E., Manolov A.I., Nazarov A.S., Danilov D.V., Dubiley S.A., Osterman I.A., Rubtsova M.P., Kostryukova E.S., Ziganshin RH., Kornienko M.A., Vanyushkina A.A., Bukato O.N., Ilina E.N., Vlasov V.V., Severinov K.V., Gabibov A.G. et al. Ultrahigh-throughput functional profiling of microbiota communities. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2018, 115, 38, 9551-9556.

(90) Covington B.C., Seyedsayamdost M.R. Vitamin B3 triggers biosynthesis of secondary metabolite dormancy signals in Streptococcus suis. J. Am. Chem. Soc. 2022, 144, 33, 14997-15001.

(91) Jung D., Liu L., He S. Application of in situ cultivation in marine microbial resource mining. Mar. Life Sci. Technol. 2021, 3, 2, 148-161.

(92) Kaeberlein T., Lewis K., Epstein S.S. Isolating "uncultivable" microorganisms in pure culture in a simulated natural environment. Science 2002, 296, 5570, 1127-1129.

(93) Nichols D., Cahoon N., Trakhtenberg E.M., Pham L., Mehta A., Belanger A., Kanigan T., Lewis K., Epstein S.S. Use of Ichip for High-Throughput in situ Cultivation of "Uncultivable" Microbial Species. Appl. Environ. Microbiol. 2010, 76, 8, 2445-2450.

(94) Gavrish E., Bollmann A., Epstein S., Lewis K. A trap for in situ cultivation of filamentous ac-tinobacteria. J. Microbiol. Meth. 2008, 72, 3, 257-262.

(95) Ben-Dov E., Kramarsky-Winter E., Kushmaro A. An in situ method for cultivating microorganisms using a double encapsulation technique: In situ method for cultivating microorganisms. FEMSMicrobiol. Ecol. 2009, 68, 3, 363-371.

(96) Jung D., Liu B., He X., Owen J.S., Liu L., Yuan Y., Zhang W., He S. Accessing previously uncultured marine microbial resources by a combination of alternative cultivation methods. Microb. Biotechnol. 2021, 14, 3, 1148-1158.

(97) Berdy B., Spoering A.L., Ling L.L., Epstein S.S. In situ cultivation of previously uncultivable microorganisms using the ichip. Nat. Protoc. 2017, 12, 10, 2232-2242.

(98) Homma T., Nuxoll A., Gandt A.B., Ebner P., Engels I., Schneider T., Götz F., Lewis K., Con-lon B.P. Dual Targeting of Cell Wall Precursors by Teixobactin Leads to Cell Lysis. Antimi-crob. Agents Chemother. 2016, 60, 11, 6510-6517.

(99) Quigley J., Peoples A., Sarybaeva A., Hughes D., Ghiglieri M., Achorn C., Desrosiers A., Felix C., Liang L., Malveira S., Millett W., Nitti A., Tran B., Zullo A., Anklin C., Spoering A., Ling L.L., Lewis K. Novel Antimicrobials from Uncultured Bacteria Acting against Mycobacterium tuberculosis. mBio 2020, 11, 4, e01516-20.

(100) Wirtz D A., Ludwig K.C., Arts M., Marx C.E., Krannich S., Barac P., Kehraus S., Josten M., Henrichfreise B., Müller A., König G.M., Peoples A.J., Nitti A., Spoering A.L., Ling L.L., Lewis K., Crüsemann M., Schneider T. Biosynthesis and Mechanism of Action of the Cell Wall Targeting Antibiotic Hypeptin. Angew. Chem. Int. Ed. 2021, 60, 24, 13579-13586.

(101) Shukla R., Peoples A.J., Ludwig K.C., Maity S., Derks M.G.N., De Benedetti S., Krueger A.M., Vermeulen B.J.A., Harbig T., Lavore F., Kumar R., Honorato R.V., Grein F., Nieselt K., Liu Y., Bonvin A.M.J.J., Baldus M., Kubitscheck U., Breukink E. et al. An antibiotic from an uncultured bacterium binds to an immutable target. Cell 2023, 186, 19, 4059-4073.e27.

(102) Adeiza S.S. Clovibactin and Staphylococcus aureus: a new weapon against resistant strains. GMS Hyg. Infect. Control 2024, 19, 46.

(103) Nazipi Bushi S., Lund M.B., Sandfeld T., N0rskov S.S., Fruergaard S., Glasius M., Bilde T., Schramm A. A modified iChip for in situ cultivation of bacteria in arid environments. Appl. Environ. Microbiol. 2025, 91, 2, e01325-24.

(104) Boruta T. A bioprocess perspective on the production of secondary metabolites by Streptomy-ces in submerged co-cultures. World. J. Microbiol. Biotechnol. 2021, 37, 10, 171.

(105) Arora D., Gupta P., Jaglan S., Roullier C., Grovel O., Bertrand S. Expanding the chemical diversity through microorganisms co-culture: Current status and outlook. Biotechnol. Adv. 2020, 40, 107521.

(106) Caudal F., Tapissier-Bontemps N., Edrada-Ebel R.A. Impact of Co-Culture on the Metabolism of Marine Microorganisms. Mar. Drugs 2022, 20, 2, 153.

(107) Peng X.-Y., Wu J.-T., Shao C.-L., Li Z.-Y., Chen M., Wang C.-Y. Co-culture: stimulate the metabolic potential and explore the molecular diversity of natural products from microorganisms. Mar. Life Sci. Technol. 2021, 3, 3, 363-374.

(108) Davidson S.-L., Niepa T.H.R. Micro-Technologies for Assessing Microbial Dynamics in Controlled Environments. Front. Microbiol. 2022, 12, 745835.

(109) Pope E., Cartmell C., Haltli B., Ahmadi A., Kerr R.G. Microencapsulation and in situ incubation methodology for the cultivation of marine bacteria. Front. Microbiol. 2022, 13, 958660.

(110) Terekhov S.S., Eliseev I.E., Ovchinnikova L.A., Kabilov M.R., Prjibelski A.D., Tupikin A.E., Smirnov I.V., Belogurov A.A., Severinov K.V., Lomakin Y.A., Altman S., Gabibov A.G. Liquid drop of DNA libraries reveals total genome information. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2020, 117, 44, 27300-27306.

(111) Rathore S., Desai P.M., Liew C.V., Chan L.W., Heng P.W.S. Microencapsulation of microbial cells. J. Food Eng. 2013, 116, 2, 369-381.

(112) Yan C., Kim S.-R. Microencapsulation for Pharmaceutical Applications: A Review. ACS Appl. Bio Mater. 2024, 7, 2, 692-710.

(113) Phupaboon S., J Hashim F., Punyauppa-Path S., Phesatcha B., Kanpipit N., Kongtongdee P., Phumkhachorn P., Rattanachaikunsopon P. Supplementation of Microencapsulated Fish-Derived Probiotic Lactic Acid Bacteria to Enhance Antioxidant Activity in Animal Feed. Int. J. Agricult. Biosci. 2024, 13, 3, 250-258.

(114) Naklong K., Therdtatha P., Sumonsiri N., Leksawasdi N., Techapun C., Rachtanapun P., Tae-suwan S., Nunta R., Khemacheewakul J. Microencapsulation of Bifidobacterium breve to Enhance Microbial Cell Viability in Green Soybean Yogurt. Fermentation 2023, 9, 3, 296.

(115) Berber Orcen B., Karakas C.Y., Orcen A., Tulimat M.A., Cakir R. Microencapsulation of Yeast Cells and Its Potential Usage as a Post-Harvest Biocontrol Agent for Citrus Storage. Agronomy 2024, 14, 7, 1431.

(116) Wang X., Ma Y., Liu Y., Zhang J., Jiang W., Fang X., Wang L. Preparation of a Lactobacillus rhamnosus ATCC 7469 microencapsulated-lactulose synbiotic and its effect on equol production. FoodFunct. 2024, 15, 18, 9471-9487.

(117) Kaushalya K.G.D., Rupasinghe H.P.V. Microencapsulation of fermented wild blueberry to improve the stability of (poly)phenols. Appl. Food Res. 2025, 5, 1, 100764.

(118) Payne E.M., Holland-Moritz D.A., Sun S., Kennedy R.T. High-throughput screening by droplet microfluidics: perspective into key challenges and future prospects. Lab. Chip. 2020, 20, 13,2247-2262.

(119) Hu B., Xu P., Ma L., Chen D., Wang J., Dai X., Huang L., Du W. One cell at a time: droplet-based microbial cultivation, screening and sequencing. Mar. Life Sci. Technol. 2021, 3, 2, 169188.

(120) Ning R., Fan J., Kong L., Jiang X., Qian Y., Du T., Zhang G., Wu W. Recent developments of droplets-based microfluidics for bacterial analysis. Chin. Chem. Lett. 2022, 33, 5, 2243-2252.

(121) Yu Y., Wen H., Li S., Cao H., Li X., Ma Z., She X., Zhou L., Huang S. Emerging microfluidic technologies for microbiome research. Front. Microbiol. 2022, 13, 906979.

(122) Burmeister A., Grünberger A. Microfluidic cultivation and analysis tools for interaction studies of microbial co-cultures. Curr. Opin. Biotechnol. 2020, 62, 106-115.

(123) Terekhov S.S., Smirnov I.V., Stepanova A.V., Bobik T.V., Mokrushina Y.A., Ponomarenko N.A., Belogurov A.A., Rubtsova M.P., Kartseva O.V., Gomzikova M.O., Moskovtsev A.A., Bukatin A.S., Dubina M.V., Kostryukova E.S., Babenko V.V., Vakhitova M.T., Manolov A.I., Malakhova M.V., Kornienko M.A. et al. Microfluidic droplet platform for ultrahigh-throughput single-cell screening of biodiversity. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2017, 114, 10, 2550-2555.

(124) Terekhov S.S., Nazarov A.S., Mokrushina Y.A., Baranova M.N., Potapova N.A., Malakhova M.V., Ilina E.N., Smirnov I.V., Gabibov A.G. Deep Functional Profiling Facilitates the Evaluation of the Antibacterial Potential of the Antibiotic Amicoumacin. Antibiotics 2020, 9, 4, 157.

(125) Shim J., Ranasinghe R.T., Smith C.A., Ibrahim S.M., Hollfelder F., Huck W.T.S., Klenerman D., Abell C. Ultrarapid Generation of Femtoliter Microfluidic Droplets for Single-Molecule-Counting Immunoassays. ACSNano 2013, 7, 7, 5955-5964.

127

128

129

130

131

132

133

134

135

136

137

138

139

140

141

Wollein Waldetoft K., Brown S.P. Evolving antibiotic spectrum. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2022, 119, 41, e2214267119.

Johnston C.W., Badran A.H. Natural and engineered precision antibiotics in the context of resistance. Curr. Opin. Chem. Biol. 2022, 69, 102160.

Sears P., Ichikawa Y., Ruiz N., Gorbach S. Advances in the treatment of Clostridium difficile with fidaxomicin: a narrow spectrum antibiotic: Fidaxomicin for C. difficile infection. Ann. N.Y. Acad. Sci. 2013, 1291, 1, 33-41.

Cao X., Boyaci H., Chen J., Bao Y., Landick R., Campbell E.A. Basis of narrow-spectrum activity of fidaxomicin on Clostridioides difficile. Nature 2022, 604, 7906, 541-545.

Leimer N., Wu X., Imai Y., Morrissette M., Pitt N., Favre-Godal Q., Iinishi A., Jain S., Caboni M., Leus I.V., Bonifay V., Niles S., Bargabos R., Ghiglieri M., Corsetti R., Krumpoch M., Fox G., Son S., Klepacki D. et al. A selective antibiotic for Lyme disease. Cell 2021, 184, 21, 5405-5418.e16.

Covington B.C., Seyedsayamdost M.R. Vitamin B3 Triggers Biosynthesis of Secondary Metabolite Dormancy Signals in Streptococcus suis. J. Am. Chem. Soc. 2022, 144, 33, 1499715001.

Rued B.E., Covington B.C., Bushin L.B., Szewczyk G., Laczkovich I., Seyedsayamdost M.R., Federle M.J. Quorum Sensing in Streptococcus mutans Regulates Production of Tryglysin, a Novel RaS-RiPP Antimicrobial Compound. mBio 2021, 12, 2, e02688-20.

Muñoz K.A., Ulrich R.J., Vasan A.K., Sinclair M., Wen P.-C., Holmes J.R., Lee H.Y., Hung

C.-C., Fields C.J., Tajkhorshid E., Lau G.W., Hergenrother P.J. A Gram-negative-selective antibiotic that spares the gut microbiome. Nature 2024, 630, 8016, 429-436.

Avis T., Wilson F.X., Khan N., Mason C.S., Powell D.J. Targeted microbiome-sparing antibiotics. Drug Discov. Today 2021, 26, 9, 2198-2203.

Bauman K.D., Butler K.S., Moore B.S., Chekan J.R. Genome mining methods to discover bio-active natural products. Nat. Prod. Rep. 2021, 38, 11, 2100-2129.

Schorn M.A., Verhoeven S., Ridder L., Huber F., Acharya D.D., Aksenov A.A., Aleti G., Moghaddam J.A., Aron A.T., Aziz S., Bauermeister A., Bauman K.D., Baunach M., Beemel-manns C., Beman J.M., Berlanga-Clavero M.V., Blacutt A.A., Bode H.B., Boullie A. et al. A community resource for paired genomic and metabolomic data mining. Nat. Chem. Biol. 2021, 17, 4, 363-368.

Louwen J.J.R., Medema M.H., van der Hooft J.J.J. Enhanced correlation-based linking of bio-synthetic gene clusters to their metabolic products through chemical class matching. Microbiome 2023, 11, 1, 13.

Muller E., Algavi Y.M., Borenstein E. The gut microbiome-metabolome dataset collection: a curated resource for integrative meta-analysis. npj Biofilms Microbiom. 2022, 8, 79.

Hou P., Nowak V.V., Taylor C.J., Calcott M.J., Knight A., Owen J.G. A Genomic Survey of the Natural Product Biosynthetic Potential of Actinomycetes Isolated from New Zealand Lichens. mSystems 2023, 8, 2, e01030-22.

Tenebro C.P., Trono D.J.V.L., Balida L.A.P., Bayog L.K.A., Bruna J.R., Sabido E.M., Caspe

D.P.C., de Los Santos E.L.C., Saludes J.P., Dalisay D.S. Synergy between Genome Mining, Metabolomics, and Bioinformatics Uncovers Antibacterial Chlorinated Carbazole Alkaloids and Their Biosynthetic Gene Cluster from Streptomyces tubbatahanensis sp. nov., a Novel Ac-tinomycete Isolated from Sulu Sea, Philippines. Microbiol. Spectr. 2023, 11, 2, e03661-22.

Armetta J., Li S.S., Vaaben T.H., Vazquez-Uribe R., Sommer M.O.A. Metagenome-guided culturomics for the targeted enrichment of gut microbes. Nat. Commun. 2025, 16, 663.

Zhang J., Zhang D., Xu Y., Zhang J., Liu R., Gao Y., Shi Y., Cai P., Zhong Z., He B., Li X., Zhou H., Chen M., Li Y.-X. Large-scale biosynthetic analysis of human microbiomes reveals diverse protective ribosomal peptides. Nat. Commun. 2025, 16, 3054.

(143) Li H., Ding W., Zhang Q. Discovery and engineering of ribosomally synthesized and post-translationally modified peptide (RiPP) natural products. RSC Chem. Biol. 2024, 5, 2, 90-108.

(144) Vagstad A.L. Engineering ribosomally synthesized and posttranslationally modified peptides as new antibiotics. Curr. Opin. Biotechnol. 2023, 80, 102891.

(145) Khabthani S., Rolain J.-M., Merhej V. In Silico/In Vitro Strategies Leading to the Discovery of New Nonribosomal Peptide and Polyketide Antibiotics Active against Human Pathogens. Microorganisms 2021, 9, 11, 2297.

(146) Yamanaka K., Reynolds K.A., Kersten R.D., Ryan K.S., Gonzalez D.J., Nizet V., Dorrestein P.C., Moore B.S. Direct cloning and refactoring of a silent lipopeptide biosynthetic gene cluster yields the antibiotic taromycin A. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2014, 111, 5, 1957-1962.

(147) Reynolds K.A., Luhavaya H., Li J., Dahesh S., Nizet V., Yamanaka K., Moore B.S. Isolation and structure elucidation of lipopeptide antibiotic taromycin B from the activated taromycin biosynthetic gene cluster. J. Antibiot. 2018, 71, 2, 333-338.

(148) Luhavaya H., Sigrist R., Chekan J.R., McKinnie S.M.K., Moore B.S. Biosynthesis of L -4-Chlorokynurenine, an Antidepressant Prodrug and a Non-Proteinogenic Amino Acid Found in Lipopeptide Antibiotics. Angew. Chem. Int. Ed. 2019, 58, 25, 8394-8399.

(149) Li L., Koirala B., Hernandez Y., MacIntyre L.W., Ternei M.A., Russo R., Brady S.F. Identification of structurally diverse menaquinone-binding antibiotics with in vivo activity against multidrug-resistant pathogens. Nat. Microbiol. 2021, 7, 1, 120-131.

(150) Yushchuk O., Vior N.M., Andreo-Vidal A., Berini F., Rückert C., Busche T., Binda E., Kali-nowski J., Truman A.W., Marinelli F. Genomic-Led Discovery of a Novel Glycopeptide Antibiotic by Nonomuraea coxensis DSM 45129. ACS Chem. Biol. 2021, 16, 5, 915-928.

(151) Ortiz-López F.J., Oves-Costales D., Guerrero Garzón J.F., Gren T., Baggesgaard Sterndorff E., Jiang X., Sparholt Jorgensen T., Blin K., Fernández-Pastor I., Tormo J.R., Martín J., Sánchez P., Moreno M.D.L.C., Reyes F., Genilloud O., Weber T. Genome-Led Discovery of the Antibacterial Cyclic Lipopeptide Kutzneridine A and Its Silent Biosynthetic Gene Cluster from Kutzneria Species. J. Nat. Prod. 2024, 87, 10, 2515-2522.

(152) Wang Z., Koirala B., Hernandez Y., Zimmerman M., Park S., Perlin D.S., Brady S.F. A naturally inspired antibiotic to target multidrug-resistant pathogens. Nature 2022, 601, 7894, 606611.

(153) Wang Z., Koirala B., Hernandez Y., Zimmerman M., Brady S.F. Bioinformatic prospecting and synthesis of a bifunctional lipopeptide antibiotic that evades resistance. Science 2022, 376, 6596, 991-996.

(154) Miller R.D., Iinishi A., Modaresi S.M., Yoo B.-K., Curtis T.D., Lariviere P.J., Liang L., Son S., Nicolau S., Bargabos R., Morrissette M., Gates M.F., Pitt N., Jakob R.P., Rath P., Maier T., Malyutin A.G., Kaiser J.T., Niles S. et al. Computational identification of a systemic antibiotic for Gram-negative bacteria. Nat. Microbiol. 2022, 7, 10, 1661-1672.

(155) Behsaz B., Bode E., Gurevich A., Shi Y.-N., Grundmann F., Acharya D., Caraballo-Rodríguez A.M., Bouslimani A., Panitchpakdi M., Linck A., Guan C., Oh J., Dorrestein P.C., Bode H.B., Pevzner P.A., Mohimani H. Integrating genomics and metabolomics for scalable nonribosomal peptide discovery. Nat. Commun. 2021, 12, 3225.

(156) Russell A.H., Truman A.W. Genome mining strategies for ribosomally synthesised and posttranslationally modified peptides. Comput. Struct. Biotechnol. J. 2020, 18, 1838-1851.

(157) Major D., Flanzbaum L., Lussier L., Davies C., Caldo K.M.P., Acedo J.Z. Transporter Protein-Guided Genome Mining for Head-to-Tail Cyclized Bacteriocins. Molecules 2021, 26, 23, 7218.

(158) Costa S.S., da Silva Moia G., Silva A., Baraúna R.A., de Oliveira Veras A.A. BADASS: BAc-teriocin-Diversity ASsessment Software. BMC Bioinformatics 2023, 24, 1, 24.

160 161 162

163

164

165

166

167

168

169

170

171

172

173

174

Wambui J., Stevens M.J.A., Sieber S., Cernela N., Perreten V., Stephan R. Targeted Genome Mining Reveals the Psychrophilic Clostridium estertheticum Complex as a Potential Source for Novel Bacteriocins, Including Cesin A and Estercticin A. Front. Microbiol. 2022, 12, 801467.

He F., Liu X., Tang M., Wang H., Wu Y., Liang S. CRISETR: an efficient technology for multiplexed refactoring of biosynthetic gene clusters. Nucleic Acids Res. 2024, 52, 18, 11378— 11393.

Sun R., You R., Yu X., Zhao D., Li L. Discovery and Synthesis of a Gram-Negative-Active Cationic Lipopeptide Antibiotic Inspired by Primary Sequences from Underexplored GramNegative Bacteria. Org. Lett. 2024, 26, 7, 1348-1352.

Shin Y.-H., Im J.H., Kang I., Kim E., Jang S.C., Cho E., Shin D., Hwang S., Du Y.E., Huynh T.-H., Ko K., Ko Y.-J., Nam S.-J., Awakawa T., Lee J., Hong S., Abe I., Moore B.S., Fenical W. et al. Genomic and Spectroscopic Signature-Based Discovery of Natural Macrolactams. J. Am. Chem. Soc. 2023, 145, 3, 1886-1896.

Malmierca M.G., González-Montes L., Pérez-Victoria I., Sialer C., Braña A.F., García Salcedo R., Martín J., Reyes F., Méndez C., Olano C., Salas J.A. Searching for Glycosylated Natural Products in Actinomycetes and Identification of Novel Macrolactams and Angucyclines. Front. Microbiol. 2018, 9, 39.

Chen S., Zhang C., Zhang L. Investigation of the Molecular Landscape of Bacterial Aromatic Polyketides by Global Analysis of Type II Polyketide Synthases. Angew. Chem. Int. Ed. 2022, 61, 24.

Hemmerling F., Piel J. Strategies to access biosynthetic novelty in bacterial genomes for drug discovery. Nat. Rev. DrugDiscov. 2022, 21, 5, 359-378.

Thaker M.N., Wang W., Spanogiannopoulos P., Waglechner N., King A.M., Medina R., Wright G.D. Identifying producers of antibacterial compounds by screening for antibiotic resistance. Nat. Biotechnol. 2013, 31, 10, 922-927.

Hobson C., Chan A.N., Wright G.D. The Antibiotic Resistome: A Guide for the Discovery of Natural Products as Antimicrobial Agents. Chem. Rev. 2021, 121, 6, 3464-3494.

Culp E.J., Waglechner N., Wang W., Fiebig-Comyn A.A., Hsu Y.-P., Koteva K., Sychantha D., Coombes B.K., Van Nieuwenhze M.S., Brun Y.V., Wright G.D. Evolution-guided discovery of antibiotics that inhibit peptidoglycan remodelling. Nature 2020, 578, 7796, 582-587.

Xu M., Wang W., Waglechner N., Culp E.J., Guitor A.K., Wright G.D. Phylogeny-Informed Synthetic Biology Reveals Unprecedented Structural Novelty in Type V Glycopeptide Antibiotics. ACS Cent. Sci. 2022, 8, 5, 615-626.

Yan Y., Liu N., Tang Y. Recent developments in self-resistance gene directed natural product discovery. Nat. Prod. Rep. 2020, 37, 7, 879-892.

Li X., Ju J. Intracellularly driven chemical modifications of antimicrobial secondary metabolites: Potent mechanisms of self-resistance. Pharm. Sci. Adv. 2024, 2, 100032.

Alanjary M., Kronmiller B., Adamek M., Blin K., Weber T., Huson D., Philmus B., Ziemert N. The Antibiotic Resistant Target Seeker (ARTS), an exploration engine for antibiotic cluster prioritization and novel drug target discovery. Nucl. Acids Res. 2017, 45, W1, W42-W48.

Mungan M.D., Alanjary M., Blin K., Weber T., Medema M.H., Ziemert N. ARTS 2.0: feature updates and expansion of the Antibiotic Resistant Target Seeker for comparative genome mining. Nucl. Acids Res. 2020, 48, W1, W546-W552.

Mungan M.D., Blin K., Ziemert N. ARTS-DB: a database for antibiotic resistant targets. Nucl. Acids Res. 2022, 50, D1, D736-D740.

Handel F., Kulik A., Wex K.W., Berscheid A., Saur J.S., Winkler A., Wibberg D., Kalinowski J., Brotz-Oesterhelt H., Mast Y. ¥-Footprinting approach for the identification of protein synthesis inhibitor producers. NAR Genom. Bioinformat. 2022, 4, 3, lqac055.

177

178

179

180 181 182

183

184

185

186

187

188

189

190

191

Liang M., Liu L., Xu F., Zeng X., Wang R., Yang J., Wang W., Karthik L., Liu J., Yang Z., Zhu G., Wang S., Bai L., Tong Y., Liu X., Wu M., Zhang L.-X., Tan G.-Y. Activating cryptic biosynthetic gene cluster through a CRISPR-Cas12a-mediated direct cloning approach. Nucl. Acids Res. 2022, 50, 6, 3581-3592.

Enghiad B., Huang C., Guo F., Jiang G., Wang B., Tabatabaei S.K., Martin T.A., Zhao H. Cas12a-assisted precise targeted cloning using in vivo Cre-lox recombination. Nat. Commun. 2021, 12, 1171.

Kim D.G., Gu B., Cha Y., Ha J., Lee Y., Kim G., Cho B.-K., Oh M.-K. Engineered CRISPR-Cas9 for Streptomyces sp. genome editing to improve specialized metabolite production. Nat. Commun. 2025, 16, 874.

Caesar L.K., Montaser R., Keller N.P., Kelleher N.L. Metabolomics and genomics in natural products research: complementary tools for targeting new chemical entities. Nat. Prod. Rep.

2021, 38, 11, 2041-2065.

McCaughey C.S., van Santen J.A., van der Hooft J.J.J., Medema M.H., Linington R.G. An iso-topic labeling approach linking natural products with biosynthetic gene clusters. Nat. Chem. Biol. 2022, 18, 3, 295-304.

Chanana S., Thomas C.S., Zhang F., Rajski S.R., Bugni T.S. hcapca: Automated Hierarchical Clustering and Principal Component Analysis of Large Metabolomic Datasets in R. Metabolites 2020, 10, 7, 297.

Wu Q., Bell B.A., Yan J.-X., Chevrette M.G., Brittin N.J., Zhu Y., Chanana S., Maity M., Braun DR., Wheaton A.M., Guzei I.A., Ge Y., Rajski S.R., Thomas M.G., Bugni T.S. Metabolomics and Genomics Enable the Discovery of a New Class of Nonribosomal Peptidic Metallophores from a Marine Micromonospora. J. Am. Chem. Soc. 2023, 145, 1, 58-69.

Okada B.K., Seyedsayamdost M.R. Antibiotic dialogues: induction of silent biosynthetic gene clusters by exogenous small molecules. FEMSMicrobiol. Rev. 2017, 41, 1, 19-33.

Zarins-Tutt J.S., Barberi T.T., Gao H., Mearns-Spragg A., Zhang L., Newman D.J., Goss R.J.M. Prospecting for new bacterial metabolites: a glossary of approaches for inducing, activating and upregulating the biosynthesis of bacterial cryptic or silent natural products. Nat. Prod. Rep. 2016, 33, 1, 54-72.

Abdelmohsen U.R., Grkovic T., Balasubramanian S., Kamel M.S., Quinn R.J., Hentschel U. Elicitation of secondary metabolism in actinomycetes. Biotechnol. Adv. 2015, 33, 6, 798-811.

Zong G., Fu J., Zhang P., Zhang W., Xu Y., Cao G., Zhang R. Use of elicitors to enhance or activate the antibiotic production in streptomyces. Crit. Rev. Biotechnol. 2022, 42, 8, 12601283.

Tyurin A., Alferova V., Korshun V. Chemical Elicitors of Antibiotic Biosynthesis in Actino-mycetes. Microorganisms 2018, 6, 2, 52.

Covington B.C., Seyedsayamdost M.R. MetEx, a Metabolomics Explorer Application for Natural Product Discovery. ACS Chem. Biol. 2021, 16, 12, 2825-2833.

Moon K., Xu F., Seyedsayamdost M.R. Cebulantin, a Cryptic Lanthipeptide Antibiotic Uncovered Using Bioactivity-Coupled HiTES. Angew. Chem. Int. Ed. 2019, 58, 18, 5973-5977.

Zhang C., Seyedsayamdost M.R. Discovery of a Cryptic Depsipeptide from Streptomyces ghanaensis via MALDI-MS-Guided High-Throughput Elicitor Screening. Angew. Chem. Int. Ed. 2020, 59, 51, 23005-23009.

Li Y., Lee S.R., Han E.J., Seyedsayamdost M.R. Momomycin, an Antiproliferative Cryptic Metabolite from the Oxytetracycline Producer Streptomyces rimosus. Angew. Chem. Int. Ed.

2022, 61, 39.

Han E.J., Lee S.R., Hoshino S., Seyedsayamdost M.R. Targeted Discovery of Cryptic Metabolites with Antiproliferative Activity. ACS Chem. Biol. 2022, 17, 11, 3121-3130.

(193) El-Hawary S.S., Hassan M.H.A., Hudhud A.O., Abdelmohsen U.R., Mohammed R. Elicitation for activation of the actinomycete genome's cryptic secondary metabolite gene clusters. RSC Adv. 2023, 13, 9, 5778-5795.

(194) Zong G., Fu J., Zhang P., Zhang W., Xu Y., Cao G., Zhang R. Use of elicitors to enhance or activate the antibiotic production in Streptomyces. Crit. Rev. Biotechnol. 2022, 42, 8, 12601283.

(195) Mozsik L., Iacovelli R., Bovenberg R.A.L., Driessen A.J.M. Transcriptional Activation of Bio-synthetic Gene Clusters in Filamentous Fungi. Front. Bioeng. Biotechnol. 2022, 10, 901037.

(196) Liu Z., Zhao Y., Huang C., Luo Y. Recent Advances in Silent Gene Cluster Activation in Streptomyces. Front. Bioeng. Biotechnol. 2021, 9, 632230.

(197) Bhojiya A.A., Joshi H. Crispr Gene Editing for Secondary Metabolite Production: A Review. In Gene Editing in Plants; Kumar, A., Arora, S., Ogita, S., Yau, Y.-Y., Mukherjee, K., Eds.; Springer Nature Singapore: Singapore, 2024, pp 437-475.

(198) Leal K., Rojas E., Madariaga D., Contreras M.J., Nunez-Montero K., Barrientos L., Gomez-Espinoza O., Iturrieta-Gonzalez I. Unlocking Fungal Potential: The CRISPR-Cas System as a Strategy for Secondary Metabolite Discovery. J. Fungus 2024, 10, 11, 748.

(199) Lim Y.H., Wong F.T., Yeo W.L., Ching K.C., Lim Y.W., Heng E., Chen S., Tsai D.-J., Lauderdale T.-L., Shia K.-S., Ho Y.S., Hoon S., Ang E.L., Zhang M.M., Zhao H. Auroramy-cin: A Potent Antibiotic from Streptomyces roseosporus by CRISPR-Cas9 Activation. Chem-BioChem 2018, 19, 16, 1716-1719.

(200) Yeo W.L., Heng E., Tan L.L., Lim Y.W., Ching K.C., Tsai D.-J., Jhang Y.W., Lauderdale TL., Shia K.-S., Zhao H., Ang E.L., Zhang M.M., Lim Y.H., Wong F T. Biosynthetic engineering of the antifungal, anti-MRSA auroramycin. Microb. Cell Fact. 2020, 19, 1, 3.

(201) Wang B., Guo F., Dong S.-H., Zhao H. Activation of silent biosynthetic gene clusters using transcription factor decoys. Nat. Chem. Biol. 2019, 15, 2, 111-114.

(202) Tojo S., Tanaka Y., Ochi K. Activation of Antibiotic Production in Bacillus spp. by Cumulative Drug Resistance Mutations. Antimicrob. Agents Chemother. 2015, 59, 12, 7799-7804.

(203) Ochi K. Insights into microbial cryptic gene activation and strain improvement: principle, application and technical aspects. J. Antibiot. 2017, 70, 1, 25-40.

(204) Zhu S., Duan Y., Huang Y. The Application of Ribosome Engineering to Natural Product Discovery and Yield Improvement in Streptomyces. Antibiotics 2019, 8, 3, 133.

(205) Zhang Q., Ren J.-W., Wang W., Zhai J., Yang J., Liu N., Huang Y., Chen Y., Pan G., Fan K. A Versatile Transcription-Translation in One Approach for Activation of Cryptic Biosynthetic Gene Clusters. ACS Chem. Biol. 2020, 15, 9, 2551-2557.

(206) Guo F., Xiang S., Li L., Wang B., Rajasarkka J., Grondahl-Yli-Hannuksela K., Ai G., Metsa-Ketela M., Yang K. Targeted activation of silent natural product biosynthesis pathways by reporter-guided mutant selection. Metabol. Eng. 2015, 28, 134-142.

(207) Mao D., Yoshimura A., Wang R., Seyedsayamdost M.R. Reporter-Guided Transposon Mutant Selection for Activation of Silent Gene Clusters in Burkholderia thailandensis. ChemBioChem 2020, 21, 13, 1826-1831.

(208) Yoshimura A., Covington B.C., Gallant E., Zhang C., Li A., Seyedsayamdost M.R. Unlocking Cryptic Metabolites with Mass Spectrometry-Guided Transposon Mutant Selection. ACS Chem. Biol. 2020, 15, 10, 2766-2774.

(209) Covington B.C., Seyedsayamdost M.R. Guidelines for metabolomics-guided transposon mutagenesis for microbial natural product discovery. In Methods in Enzymology; Elsevier, 2022, Vol. 665, pp 305-323.

(210) Hudson M.A., Lockless S.W. Elucidating the Mechanisms of Action of Antimicrobial Agents. mBio 2022, 13, 3, e02240-21.

(211) Rütten A., Kirchner T., Musiol-Kroll E.M. Overview on Strategies and Assays for Antibiotic Discovery. Pharmaceuticals 2022, 15, 10, 1302.

(212) Sergiev P.V., Osterman I.A., Golovina A.Ya., Andreyanova E.S., Laptev I.G., Pletnev P.I., Evfratov S.A., Marusich E.I., Leonov S.V., Ivanenkov Ya.A., Bogdanov A.A., Dontsova O.A. Application of reporter strains for screening of new antibiotics. Biochem. Moscow Suppl. Ser. B 2016, 10, 4, 293-299.

(213) Song Y., Rampley C.P.N., Chen X., Du F., Thompson I.P., Huang W.E. Application of Bacterial Whole-Cell Biosensors in Health. In Handbook of Cell Biosensors; Thouand, G., Ed.; Springer International Publishing: Cham, 2022, pp 945-961.

(214) Belkin S. Bioluminescent Microbial Bioreporters: A Personal Perspective. Biosensors 2025, 15, 2, 111.

(215) Farha M.A., French S., Brown E.D. Systems-Level Chemical Biology to Accelerate Antibiotic Drug Discovery. Acc. Chem. Res. 2021, 54, 8, 1909-1920.

(216) Osterman I.A., Komarova E.S., Shiryaev D.I., Korniltsev I.A., Khven I.M., Lukyanov D.A., Tashlitsky V.N., Serebryakova M.V., Efremenkova O.V., Ivanenkov Y.A., Bogdanov A.A., Sergiev P.V., Dontsova O.A. Sorting Out Antibiotics' Mechanisms of Action: a Double Fluorescent Protein Reporter for High-Throughput Screening of Ribosome and DNA Biosynthesis Inhibitors. Antimicrob. Agents Chemother. 2016, 60, 12, 7481-7489.

(217) Osterman I.A., Wieland M., Maviza T.P., Lashkevich K.A., Lukianov D.A., Komarova E.S., Zakalyukina Y.V., Buschauer R., Shiriaev D.I., Leyn S.A., Zlamal J.E., Biryukov M.V., Skvortsov D.A., Tashlitsky V.N., Polshakov V.I., Cheng J., Polikanov Y.S., Bogdanov A.A., Osterman A.L. et al. Tetracenomycin X inhibits translation by binding within the ribosomal exit tunnel. Nat. Chem. Biol. 2020, 16, 10, 1071-1077.

(218) Volynkina I.A., Zakalyukina Y.V., Alferova V.A., Belik A.R., Yagoda D.K., Nikandrova A.A., Buyuklyan Y.A., Udalov A.V., Golovin E.V., Kryakvin M.A., Lukianov D.A., Biryukov M.V., Sergiev P.V., Dontsova O.A., Osterman I.A. Mechanism-Based Approach to New Antibiotic Producers Screening among Actinomycetes in the Course of the Citizen Science Project. Antibiotics 2022, 11, 9, 1198.

(219) Wex K.W., Saur J.S., Handel F., Ortlieb N., Mokeev V., Kulik A., Niedermeyer T.H.J., Mast Y., Grond S., Berscheid A., Brötz-Oesterhelt H. Bioreporters for direct mode of action-informed screening of antibiotic producer strains. Cell Chem. Biol. 2021, 28, 8, 1242-1252.e4.

(220) Lam N.M., Tsang T.F., Qu J., Tsang M.W., Tao Y., Kan C.H., Zou Q., Chan K.H., Chu A.J., Ma C., Yang X. Development of a luciferase-based Gram-positive bacterial reporter system for the characterization of antimicrobial agents. Appl. Environ. Microbiol. 2024, 90, 8, e00717-24.

(221) Johnson E.O., LaVerriere E., Office E., Stanley M., Meyer E., Kawate T., Gomez J.E., Audette R.E., Bandyopadhyay N., Betancourt N., Delano K., Da Silva I., Davis J., Gallo C., Gardner M., Golas A.J., Guinn K.M., Kennedy S., Korn R. et al. Large-scale chemical-genetics yields new M. tuberculosis inhibitor classes. Nature 2019, 571, 7763, 72-78.

(222) Gehrke S.S., Kumar G., Yokubynas N.A., Côté J.-P., Wang W., French S., MacNair C.R., Wright G.D., Brown E.D. Exploiting the Sensitivity of Nutrient Transporter Deletion Strains in Discovery of Natural Product Antimetabolites. ACS Infect. Dis. 2017, 3, 12, 955-965.

(223) Farha M.A., French S., Brown E.D. Systems-Level Chemical Biology to Accelerate Antibiotic Drug Discovery. Acc. Chem. Res. 2021, 54, 8, 1909-1920.

(224) Ito T., Masubuchi M. Dereplication of microbial extracts and related analytical technologies. J. Antibiot. 2014, 67, 5, 353-360.

(225) Bérdy J. CRC handbook of antibiotic compounds; CRC Press: Boca Raton, Fla, 1980.

(226) Gaudêncio S.P., Pereira F. Dereplication: racing to speed up the natural products discovery process. Nat. Prod. Rep. 2015, 32, 6, 779-810.

(228

(229

(230 (231 (232 (233

(234

(235 (236

(237

(238 (239 (240 (241

(242

Wang M., Carver J.J., Phelan V.V., Sanchez L.M., Garg N., Peng Y., Nguyen D.D., Watrous J., Kapono C.A., Luzzatto-Knaan T., Porto C., Bouslimani A., Melnik A.V., Meehan M.J., Liu W.-T., Crüsemann M., Boudreau P.D., Esquenazi E., Sandoval-Calderón M. et al. Sharing and community curation of mass spectrometry data with Global Natural Products Social Molecular Networking. Nat. Biotechnol. 2016, 34, 8, 828-837.

van Santen J.A., Jacob G., Singh A.L., Aniebok V., Balunas M.J., Bunsko D., Neto F.C., Castaño-Espriu L., Chang C., Clark T.N., Cleary Little J.L., Delgadillo D.A., Dorrestein P.C., Duncan K.R., Egan J.M., Galey M.M., Haeckl F.P.J., Hua A., Hughes A H. et al. The Natural Products Atlas: An Open Access Knowledge Base for Microbial Natural Products Discovery. ACS Cent. Sci. 2019, 5, 11, 1824-1833.

van Santen J.A., Poynton E.F., Iskakova D., McMann E., Alsup T.A., Clark T.N., Fergusson C.H., Fewer D.P., Hughes A.H., McCadden C.A., Parra J., Soldatou S., Rudolf J.D., Janssen E.M.-L., Duncan K.R., Linington R.G. The Natural Products Atlas 2.0: a database of microbi-ally-derived natural products. Nucl. Acids Res. 2022, 50, D1, D1317-D1323.

Nguyen J., Overstreet R., King E., Ciesielski D. Advancing the Prediction of MS/MS Spectra Using Machine Learning. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 2024, 35, 10, 2256-2266.

Perez De Souza L., Fernie A.R. Computational methods for processing and interpreting mass spectrometry-based metabolomics. Essays Biochem. 2024, 68, 1, 5-13.

Mattoli L., Gianni M., Burico M. Mass spectrometry-based metabolomic analysis as a tool for quality control of natural complex products. Mass Spectrom. Rev. 2023, 42, 4, 1358-1396.

Wolfender J.-L., Litaudon M., Touboul D., Queiroz E.F. Innovative omics-based approaches for prioritisation and targeted isolation of natural products - new strategies for drug discovery. Nat. Prod. Rep. 2019, 36, 6, 855-868.

Fox Ramos A.E., Evanno L., Poupon E., Champy P., Beniddir M.A. Natural products targeting strategies involving molecular networking: different manners, one goal. Nat. Prod. Rep. 2019, 36, 7, 960-980.

Zhang M., Otsuki K., Li W. Molecular networking as a natural products discovery strategy. Acta Mater. Med. 2023, 2, 2.

Shi T., Li Y.-J., Wang Z.-M., Wang Y.-F., Wang B., Shi D.-Y. New Pyrroline Isolated from Antarctic Krill-Derived Actinomycetes Nocardiopsis sp. LX-1 Combining with Molecular Networking. Marine Drugs 2023, 21, 2, 127.

Iacovelli R., He T., Allen J.L., Hackl T., Haslinger K. Genome sequencing and molecular networking analysis of the wild fungus Anthostomellapinea reveal its ability to produce a diverse range of secondary metabolites. Fungal Biol. Biotechnol 2024, 11, 1, 1.

Cardona S.T., Rahman A.S.M.Z., Novomisky Nechcoff J. Innovative perspectives on the discovery of small molecule antibiotics. npj Antimicrob. Resist. 2025, 3, 19.

Zani C.L., Carroll A.R. Database for Rapid Dereplication of Known Natural Products Using Data from MS and Fast NMR Experiments. J. Nat. Prod. 2017, 80, 6, 1758-1766.

Kleks G., Holland D.C., Porter J., Carroll A.R. Natural products dereplication by diffusion ordered NMR spectroscopy (DOSY). Chem. Sci. 2021, 12, 32, 10930-10943.

Bruguiere A., Derbré S., Dietsch J., Leguy J., Rahier V., Pottier Q., Bréard D., Suor-Cherer S., Viault G., Le Ray A.-M., Saubion F., Richomme P. MixONat, a Software for the Dereplication of Mixtures Based on 13 C NMR Spectroscopy. Anal. Chem. 2020, 92, 13, 8793-8801.

Egan J.M., van Santen J.A., Liu D.Y., Linington R.G. Development of an NMR-Based Platform for the Direct Structural Annotation of Complex Natural Products Mixtures. J. Nat. Prod. 2021, 84, 4, 1044-1055.

Pauli G.F., Chen S.-N., Lankin D.C., Bisson J., Case R.J., Chadwick L.R., Godecke T., Inui T., Krunic A., Jaki B.U., McAlpine J.B., Mo S., Napolitano J.G., Orjala J., Lehtivarjo J., Korho-

nen S.-P., Niemitz M. Essential Parameters for Structural Analysis and Dereplication by 1 H NMR Spectroscopy. J. Nat. Prod. 2014, 77, 6, 1473-1487.

(244) Williams R.B., O'Neil-Johnson M., Williams A.J., Wheeler P., Pol R., Moser A. Dereplication of natural products using minimal NMR data inputs. Org. Biomol. Chem. 2015, 13, 39, 99579962.

(245) Wong W.R., Oliver A.G., Linington R.G. Development of Antibiotic Activity Profile Screening for the Classification and Discovery of Natural Product Antibiotics. Chem. Biol. 2012, 19, 11, 1483-1495.

(246) Lee S., van Santen J.A., Farzaneh N., Liu D.Y., Pye C.R., Baumeister T.U.H., Wong W.R., Linington R.G. NP Analyst: An Open Online Platform for Compound Activity Mapping. ACS Cent. Sci. 2022, 8, 2, 223-234.

(247) Berlinck R.G.S., Monteiro A.F., Bertonha A.F., Bernardi D.I., Gubiani J.R., Slivinski J., Michaliski L.F., Tonon L.A.C., Venancio V.A., Freire V.F. Approaches for the isolation and identification of hydrophilic, light-sensitive, volatile and minor natural products. Nat. Prod. Peep. 2019, 36, 7, 981-1004.

(248) Li H., Han X., Zhang J., Dong Y., Xu S., Bao Y., Chen C., Feng Y., Cui Q., Li W. An Effective Strategy for Identification of Highly Unstable Bacillaenes. J. Nat. Prod. 2019, 82, 12, 3340-3346.

(249) Torres Salazar B.O., Dema T., Schilling N.A., Janek D., Bornikoel J., Berscheid A., Elsherbini A.M.A., Krauss S., Jaag S.J., Lämmerhofer M., Li M., Alqahtani N., Horsburgh M.J., Weber T., Beltrán-Beleña J.M., Brötz-Oesterhelt H., Grond S., Krismer B., Peschel A. Commensal production of a broad-spectrum and short-lived antimicrobial peptide polyene eliminates nasal Staphylococcus aureus. Nat. Microbiol. 2023, 9, 1, 200-213.

(250) Imhoff J. Natural Products from Marine Fungi - Still an Underrepresented Resource. Mar. Drugs 2016, 14, 1, 19.

(251) Kempken F. Marine fungi: A treasure trove of novel natural products and for biological discovery. PLoSPathog. 2023, 19, 9, e1011624.

(252) Wang C., Tang S., Cao S. Antimicrobial compounds from marine fungi. Phytochem. Rev. 2021, 20, 1, 85-117.

(253) Giddings L.-A., Newman D.J. Extremophilic Fungi from Marine Environments: Underex-plored Sources of Antitumor, Anti-Infective and Other Biologically Active Agents. Marine Drugs 2022, 20, 1, 62.

(254) Khusnullina A.I., Bilanenko E.N., Kurakov A.V. Microscopic Fungi of White Sea Sediments. Contemp. Probl. Ecol. 2018, 11, 5, 503-513.

(255) Wang M., Carver J.J., Phelan V.V., Sanchez L.M., Garg N., Peng Y., Nguyen D.D., Watrous J., Kapono C.A., Luzzatto-Knaan T., Porto C., Bouslimani A., Melnik A.V., Meehan M.J., Liu W.-T., Crüsemann M., Boudreau P.D., Esquenazi E., Sandoval-Calderón M. et al. Sharing and community curation of mass spectrometry data with Global Natural Products Social Molecular Networking. Nat. Biotechnol. 2016, 34, 8, 828-837.

(256) Survase S.A., Kagliwal L.D., Annapure U.S., Singhal R.S. Cyclosporin A - A review on fermentative production, downstream processing and pharmacological applications. Biotechnol. Adv. 2011, 29, 4, 418-435.

(257) Jeffery J.R. Cyclosporine analogues. Clin. Biochem. 1991, 24, 1, 15-21.

(258) Oliyai R., Stella V.J. Kinetics and mechanism of isomerization of cyclosporin A. Pharm. Pes. 1992, 9, 5, 617-622.

(259) Jegorov A., Havlícek V. Spontaneous N^O acyl shift in the [M+H]+ ions of [MeBmt1]-cyclosporins in an ion trap. J. Mass Spectrom. 2001, 36, 6, 633-640.

(260) Rüegger A., Kuhn M., Lichti H., Loosli H., Huguenin R., Quiquerez C., Von Wartburg A. Cyclosporin A, ein immunsuppressiv wirksamer Peptidmetabolit aus Trichoderma polysporum (LINK ex PERS.) Rifai. Helv. Chim. Acta 1976, 59, 4, 1075-1092.

(261) Friis G.J., Bundgaard H. Kinetics of degradation of cyclosporin A in acidic aqueous solution and its implication in its oral absorption. Int. J. Pharm. 1992, 82, 1-2, 79-83.

(262) Bundgaard H., Friis G.J. Prodrugs of peptides. 16. Isocyclosporin A as a potential prodrug of cyclosporin A. Int. J. Pharm. 1992, 82, 1-2, 85-90.

(263) Oliyai R., Safadi M., Meier P.G., Hu M., Rich D.H., Stella V.J. Kinetics of acid-catalyzed degradation of cyclosporin A and its analogs in aqueous solution. Int. J. Pept. Protein Res. 1994, 43, 3, 239-247.

(264) Biemann K. Mass Spectrometry of Peptides and Proteins. Annu. Rev. Biochem. 1992, 61, 1, 977-1010.

(265) Magni F., Arnoldi L., Del Puppo M., Galli Kienle M. Hydrolysis of cyclosporin A: Identification of 1,11 seco-cyclosporin A and 4,5 secoisoCyclosporin A by FAB-MSMS. Peptides 1995, 16, 8, 1335-1341.

(266) Ngoka L.C.M., Gross M.L. Multistep tandem mass spectrometry for Sequencing Cyclic Peptides in an Ion-Trap Mass Spectrometer. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 1999, 10, 8, 732-746.

(267) Liu W.-T., Ng J., Meluzzi D., Bandeira N., Gutierrez M., Simmons T.L., Schultz A.W., Linington R.G., Moore B.S., Gerwick W.H., Pevzner P.A., Dorrestein P.C. Interpretation of Tandem Mass Spectra Obtained from Cyclic Nonribosomal Peptides. Anal. Chem. 2009, 81, 11, 4200-4209.

(268) Ahn E.Y., Shrestha A., Hoang N.H., Huong N.L., Yoon Y.J., Park J.W. Structural characterization of cyclosporin A, C and microbial bio-transformed cyclosporin A analog AM6 using HPLC-ESI-ion trap-mass spectrometry. Talanta 2014, 123, 89-94.

(269) Havlicek V., Jegorov A., Sedmera P., Ryska M. Sequencing of cyclosporins by fast atom bombardment and linked-scan mass spectrometry. Org. Mass Spectrom. 1993, 28, 12, 1440-1447.

(270) Kuzma M., Sedmera P., Jegorov A., Havlicek V. Cyclosporins from Mycelium sterilae MS 2929. J. Nat. Prod. 2009, 72, 1, 159-163.

(271) Jegorov A., Havlicek V., Sedmera P. An unusual side chain C-C cleavage at the MeBmt amino acid in cyclosporin A. Amino Acids 1996, 10, 2, 145-151.

(272) Kuzma M., Jegorov A., Hesso A., Tornaeus J., Sedmera P., Havlicek V. Role of amino acid N -methylation in cyclosporins on ring opening and fragmentation mechanisms during collision-ally induced dissociation in an ion trap. J. Mass Spectrom. 2002, 37, 3, 292-298.

(273) Bonifacio F.N., Giocanti M., Reynier J.P., Lacarelle B., Nicolay A. Development and validation of HPLC method for the determination of Cyclosporin A and its impurities in Neoral® capsules and its generic versions. J. Pharm. Biomed. Anal. 2009, 49, 2, 540-546.

(274) Huang X., Xiao D., Tong Y., Chen Z. A sensitive photochemical reaction-capacitively coupled contactless conductivity detection system for HPLC and its application in determination of Cyclosporin A. Talanta 2020, 206, 120242.

(275) Muddiman D.C., Gusev A.I., Proctor Andrew., Hercules D.M., Venkataraman Raman., Diven Warren. Quantitative Measurement of Cyclosporin A in Blood by Time-of-Flight Mass Spectrometry. Anal. Chem. 1994, 66, 14, 2362-2368.

(276) Mendonza A., Gohh R., Akhlaghi F. Determination of Cyclosporine in Saliva using Liquid Chromatography-Tandem Mass Spectrometry: Ther. DrugMonit. 2004, 26, 5, 569-575.

(277) Chang K., Wang F., Ding Y., Pan F., Li F., Jia S., Lu W., Deng S., Shi J., Chen M. Development and validation of a novel leaky surface acoustic wave immunosensor array for label-free and high-sensitive detection of cyclosporin A in whole-blood samples. Biosens. Bioelectron. 2014, 54, 151-157.

(278) Cirigliano A.M., Cabrera G.M. Differentiation of cyclosporin A from isocyclosporin A by liquid chromatography/electrospray ionization mass spectrometry with post-column addition of divalent metal salt: Differentiation of CsA from IsoCsA by LC/ESI-MS and metal complexa-tion. Rapid Commun. Mass Spectrom. 2014, 28, 5, 465-470.

(279) Armbruster D.A., Tillman M.D., Hubbs L.M. Limit of detection (LQD)/limit of quantitation (LOQ): comparison of the empirical and the statistical methods exemplified with GC-MS assays of abused drugs. Clin. Chem. 1994, 40, 7, 1233-1238.

(280) Bassols A., Costa C., Eckersall P.D., Osada J., Sabriá J., Tibau J. The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective. Proteom. Clin. Appl. 2014, 8, 9-10, 715731.

(281) Heinritz S.N., Mosenthin R., Weiss E. Use of pigs as a potential model for research into dietary modulation of the human gut microbiota. Nutr. Res. Rev. 2013, 26, 2, 191-209.

(282) Espinosa-Gongora C., Larsen N., Sch0nning K., Fredholm M., Guardabassi L. Differential analysis of the nasal microbiome of pig carriers or non-carriers of Staphylococcus aureus. PLoS One 2016, 11, 8, e0160331.

(283) Chlebicz A., Slizewska K. Campylobacteriosis, salmonellosis, yersiniosis, and listeriosis as zoonotic foodborne diseases: a review. Int. J. Environ. Res. Public Health. 2018, 15, 5, 863.

(284) Meurens F., Summerfield A., Nauwynck H., Saif L., Gerdts V. The pig: a model for human infectious diseases. Tr. Microbiol. 2012, 20, 1, 50-57.

(285) Rex Gaskins H. Intestinal bacteria and their influence on swine growth. In Swine Nutrition, Second Edition; Lewis, A., Lee Southern, L., Eds.; CRC Press, 2000, pp 585-608.

(286) Crespo-Piazuelo D., Estellé J., Revilla M., Criado-Mesas L., Ramayo-Caldas Y., Óvilo C., Fernández A.I., Ballester M., Folch J.M. Characterization of bacterial microbiota compositions along the intestinal tract in pigs and their interactions and functions. Sci. Rep. 2018, 8, 12727.

(287) Isaacson R., Kim H.B. The intestinal microbiome of the pig. Anim. Health. Res. Rev. 2012, 13, 1, 100-109.

(288) Valeriano V.D.V., Balolong M.P., Kang D.-K. Probiotic roles of Lactobacillus sp. in swine: insights from gut microbiota. J. Appl. Microbiol. 2017, 122, 3, 554-567.

(289) Isaacson R., Kim H.B. The intestinal microbiome of the pig. Anim. Health. Res. Rev. 2012, 13, 1, 100-109.

(290) Weese J., Slifierz M., Jalali M., Friendship R. Evaluation of the nasal microbiota in slaughter-age pigs and the impact on nasal methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) carriage. BMC Vet. Res. 2014, 10, 1, 69.

(291) Konstantinov S.R., Awati A.A., Williams B.A., Miller B.G., Jones P., Stokes C.R., Akkermans A.D.L., Smidt H., De Vos W.M. Post-natal development of the porcine microbiota composition and activities. Environ. Microbiol. 2006, 8, 7, 1191-1199.

(292) Petri D., Hill J.E., Van Kessel A.G. Microbial succession in the gastrointestinal tract (GIT) of the preweaned pig. Livest. Sci. 2010, 133, 1-3, 107-109.

(293) Fouhse J.M., Zijlstra R.T., Willing B.P. The role of gut microbiota in the health and disease of pigs. Anim. Front. 2016, 6, 3, 30-36.

(294) Aluthge N.D., Van Sambeek D.M., Carney-Hinkle E.E., Li Y.S., Fernando S.C., Burkey T.E. The pig microbiota and the potential for harnessing the power of the microbiome to improve growth and health. Anim. Sci. J. 2019, 97, 9, 3741-3757.

(295) Valeris-Chacin R., Sponheim A., Fano E., Isaacson R., Singer R.S., Nerem J., Leite F.L., Pie-ters M. Relationships among Fecal, Air, Oral, and Tracheal Microbial Communities in Pigs in a Respiratory Infection Disease Model. Microorganisms 2021, 9, 2, 252.

(296) Heinritz S.N., Mosenthin R., Weiss E. Use of pigs as a potential model for research into dietary modulation of the human gut microbiota. Nutr. Res. Rev. 2013, 26, 2, 191-209.

(297) Schmidt B., Mulder I.E., Musk C.C., Aminov R.I., Lewis M., Stokes C.R., Bailey M., Prosser J.I., Gill B.P., Pluske J.R., Kelly D. Establishment of Normal Gut Microbiota Is Compromised under Excessive Hygiene Conditions. PLoS One 2011, 6, 12, e28284.

(298) Correa-Fiz F., Gon9alves dos Santos J.M., Illas F., Aragon V. Antimicrobial removal on piglets promotes health and higher bacterial diversity in the nasal microbiota. Sci. Rep. 2019, 9, 6545.

(299) Correa-Fiz F., Fraile L., Aragon V. Piglet nasal microbiota at weaning may influence the development of Glasser's disease during the rearing period. BMC Genom. 2016, 17, 404.

(300) Obregon-Gutierrez P., Aragon V., Correa-Fiz F. Sow contact is a major driver in the development of the nasal microbiota of piglets. Pathogens 2021, 10, 6, 697.

(301) Correa-Fiz F., Neila-Ibanez C., Lopez-Soria S., Napp S., Martinez B., Sobrevia L., Tibble S., Aragon V., Migura-Garcia L. Feed additives for the control of post-weaning Streptococcus suis disease and the effect on the faecal and nasal microbiota. Sci. Rep. 2020, 10, 20354.

(302) Wang T., He Q., Yao W., Shao Y., Li J., Huang F. The variation of nasal microbiota caused by low levels of gaseous ammonia exposure in growing pigs. Front. Microbiol. 2019, 10, 1083.

(303) Egerszegi I., Ratky J., Solti L., Brussow K.-P. Mangalica - an indigenous swine breed from Hungary. Arch. Anim. Breed. 2003, 46, 3, 245-256.

(304) Characteristics of the Mangalica breed https://www.mangalica.com/en/characteristics-of-the-mangalica-breed.

(305) Alhede M., Qvortrup K., Liebrechts R., H0iby N., Givskov M., Bjarnsholt T. Combination of microscopic techniques reveals a comprehensive visual impression of biofilm structure and composition. FEMSImmunol. Med. Microbiol. 2012, 65, 2, 335-342.

(306) Tihlarikova E., Nedela V., Dordevic B. In-situ preparation of plant samples in ESEM for energy dispersive x-ray microanalysis and repetitive observation in SEM and ESEM. Sci. Rep. 2019, 9, 2300.

(307) Muscariello L., Rosso F., Marino G., Giordano A., Barbarisi M., Cafiero G., Barbarisi A. A critical overview of ESEM applications in the biological field. J. Cell. Physiol. 2005, 205, 3, 328-334.

(308) Bergmans L., Moisiadis P., Van Meerbeek B., Quirynen M., Lambrechts P. Microscopic observation of bacteria: review highlighting the use of environmental SEM. Int. Endod. J. 2005, 38, 11, 775-788.

(309) Grund E., Kroppenstedt R.M. Chemotaxonomy and Numerical Taxonomy of the Genus No-cardiopsis Meyer 1976. Int. J. Syst. Bacteriol. 1990, 40, 1, 5-11.

(310) Dai H., Chen A., Wang Y., Lu B., Wang Y., Chen J., Huang Y., Li Z., Fang Y., Xiao T., Cai H., Du Z., Wei Q., Kan B., Wang D. Proteus faecis sp. nov., and Proteus cibi sp. nov., two new species isolated from food and clinical samples in China. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2019, 69, 3, 852-858.

(311) Matias Rodrigues J.F., Schmidt T.S.B., Tackmann J., von Mering C. MAPseq: highly efficient k-mer search with confidence estimates, for rRNA sequence analysis. Bioinformatics 2017, 33, 23, 3808-3810.

(312) Wang F., Gai Y., Chen M., Xiao X. Arthrobacter psychrochitiniphilus sp. nov., a psy-chrotrophic bacterium isolated from Antarctica. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2009, 59, 11, 2759-2762.

(313) Touchette D., Altshuler I., Gostincar C., Zalar P., Raymond-Bouchard I., Zajc J., McKay C.P., Gunde-Cimerman N., Whyte L.G. Novel Antarctic yeast adapts to cold by switching energy metabolism and increasing small RNA synthesis. ISME J. 2022, 16, 1, 221-232.

(314) Raza M., Zhang Z.-F., Hyde K.D., Diao Y.-Z., Cai L. Culturable plant pathogenic fungi associated with sugarcane in southern China. Fungal Divers. 2019, 99, 1, 1-104.

(315) Khairullah A., Moses I., Yanestria S., Dameanti F., Effendi M., Tang J., Tyasningsih W., Budiastuti B., Kusala M., Kurniasih D., Wardhani B., Wibowo S., Ruf I., Fauziah I., Ahmad R., Latifah L. Potential of the livestock industry environment as a reservoir for spreading antimicrobial resistance. Open Vet. J. 2025, 15, 2, 504-518.

(316) Lee K.W., Park J.Y., Jeong H.R., Heo H.J., Han N.S., Kim J.H. Probiotic properties of Weissella strains isolated from human faeces. Anaerobe 2012, 18, 1, 96-102.

(317) Fortina M.G., Ricci G., Borgo F., Manachini P.L., Arends K., Schiwon K., Abajy M.Y., Grohmann E. A survey on biotechnological potential and safety of the novel Enterococcus species of dairy origin, E. italicus. Int. J. Food Microbiol. 2008, 123, 3, 204-211.

(318) Kaboré W.A.D., Dembélé R., Bagré T.S., Konaté A., Boisramé S., Chevalier V., Konsem T., Traoré A.S., Barro N. Characterization and Antimicrobial Susceptibility of Lactococcus lactis Isolated from Endodontic Infections in Ouagadougou, Burkina Faso. Dentistry J. 2018, 6, 4, 69.

(319) Ruiz Sella S.R.B., Bueno T., De Oliveira A.A.B., Karp S.G., Soccol C.R. Bacillus subtilis nat-to as a potential probiotic in animal nutrition. Crit. Rev. Biotechnol. 2021, 41, 3, 355-369.

(320) Suva M., Sureja V., Kheni D. Novel insight on probiotic Bacillus subtilis: Mechanism of action and clinical applications. J. Curr. Res. Sci. Med. 2016, 2, 2, 65.

(321) Nayak S.K. Multifaceted applications of probiotic Bacillus species in aquaculture with special reference to Bacillus subtilis. Rev. Aquac. 2021, 13, 2, 862-906.

(322) Su Y., Liu C., Fang H., Zhang D. Bacillus subtilis: a universal cell factory for industry, agriculture, biomaterials and medicine. Microb. Cell Fact. 2020, 19, 1, 173.

(323) Adamski P., Byczkowska-Rostkowska Z., Gajewska J., Zakrzewski A.J., Kl^bukowska L. Prevalence and Antibiotic Resistance of Bacillus sp. Isolated from Raw Milk. Microorganisms 2023, 11, 4, 1065.

(324) Sharma S., Jhalora V., Mathur S., Bist R. A Comparison of Antibiotics' Resistance Patterns of E. coli and B. subtilis in their Biofilms and Planktonic Forms. Infect. Disord. Drug Targets. 2025, 25, 2, e310724232507.

(325) Tomova I., Stoilova-Disheva M., Lazarkevich I., Vasileva-Tonkova E. Antimicrobial activity and resistance to heavy metals and antibiotics of heterotrophic bacteria isolated from sediment and soil samples collected from two Antarctic islands. Front. Life Sci. 2015, 8, 4, 348-357.

(326) López-Serrano S., Galofré-Milá N., Costa-Hurtado M., Pérez-de-Rozas A.M., Aragon V. Heterogeneity of Moraxella isolates found in the nasal cavities of piglets. BMC Vet. Res. 2020, 16, 1, 28.

(327) Anderson M.T., Mitchell L.A., Zhao L., Mobley H.L.T. Citrobacter freundii fitness during bloodstream infection. Sci. Rep. 2018, 8, 11792.

(328) Liu L.-H., Wang N.-Y., Wu A.Y.-J., Lin C.-C., Lee C.-M., Liu C.-P. Citrobacter freundii bacteremia: Risk factors of mortality and prevalence of resistance genes. J. Microbiol. Immunol. Infect. 2018, 51, 4, 565-572.

(329) Haidar A., Muazzam A., Nadeem A., Atique R., Saeed H.A., Naveed A., Sharif J., Perveen A., Fatima H.R., Samad A. Biofilm formation and antibiotic resistance in Pseudomonas aeruginosa. The Microbe 2024, 3, 100078.

(330) González-Fernández A., Mencía-Ares O., García-Iglesias M.J., Petrocchi-Rilo M., Miguélez-Pérez R., Gutiérrez-Martín C.B., Martínez-Martínez S. Virulence and Antimicrobial Resistance Characterization of Glaesserella parasuis Isolates Recovered from Spanish Swine Farms. Antibiotics 2024, 13, 8, 741.

(331) Dai H., Chen A., Wang Y., Lu B., Wang Y., Chen J., Huang Y., Li Z., Fang Y., Xiao T., Cai H., Du Z., Wei Q., Kan B., Wang D. Proteus faecis sp. nov., and Proteus cibi sp. nov., two new species isolated from food and clinical samples in China. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2019, 69, 3, 852-858.

(332) Tavares-Carreon F., De Anda-Mora K., Rojas-Barrera I.C., Andrade A. Serratia marcescens antibiotic resistance mechanisms of an opportunistic pathogen: a literature review. PeerJ 2023, 11, e14399.

(333) Cosimato I., Santella B., Rufolo S., Sabatini P., Galdiero M., Capunzo M., Boccia G., Folliero V., Franci G. Current Epidemiological Status and Antibiotic Resistance Profile of Serratia marcescens. Antibiotics 2024, 13, 4, 323.

(334) Wei Q., Ma L. Biofilm matrix and its regulation in Pseudomonas aeruginosa. Int. J. Mol. Sci. 2013, 14, 10, 20983-21005.

(335) Brandel J., Humbert N., Elhabiri M., Schalk I.J., Mislin G.L.A., Albrecht-Gary A.-M. Pyochelin, a siderophore of Pseudomonas aeruginosa: Physicochemical characterization of the iron(iii), copper(ii) and zinc(ii) complexes. Dalton Trans. 2012, 41, 9, 2820.

(336) Abdelaziz A.A., Kamer A.M.A., Al-Monofy K.B., Al-Madboly L.A. A purified and lyophi-lized Pseudomonas aeruginosa derived pyocyanin induces promising apoptotic and necrotic activities against MCF-7 human breast adenocarcinoma. Microb. Cell. Fact. 2022, 21, 1, 262.

(337) Brodhagen M., Henkels M.D., Loper J.E. Positive autoregulation and signaling properties of pyoluteorin, an antibiotic produced by the biological control organism pseudomonas fluo-rescens pf-5. Appl. Environ. Microbiol. 2004, 70, 3, 1758-1766.

(338) Esposito R., Speciale I., De Castro C., D'Errico G., Russo Krauss I. Rhamnolipid self-aggregation in aqueous media: a long journey toward the definition of structure-property relationships. Int. J. Mol. Sci. 2023, 24, 6, 5395.

(339) Radchenko A.G. Review of ants of the genus Camponotus (Hymenoptera, Formicidae) of the Palearctic. The subgenus Camponotus s. str. 1997, No. 76, 554-564.

(340) Khan S., Guo L., Maimaiti Y., Mijit M., Qiu D. Entomopathogenic Fungi as Microbial Biocon-trol Agent. Mol. Plant Breed. 2012, 61, 5-6, 413-423.

(341) Seipke R.F., Kaltenpoth M., Hutchings M.I. Streptomyces as symbionts: an emerging and widespread theme? FEMSMicrobiol. Rev. 2012, 36, 4, 862-876.

(342) Haeder S., Wirth R., Herz H., Spiteller D. Candicidin-producing Streptomyces support leaf-cutting ants to protect their fungus garden against the pathogenic fungus Escovopsis. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2009, 106, 12, 4742-4746.

(343) Oh D.-C., Scott J.J., Currie C.R., Clardy J. Mycangimycin, a Polyene Peroxide from a Mutual-ist Streptomyces sp. Org. Lett. 2009, 11, 3, 633-636.

(344) Zakalyukina Y.V., Birykov M.V., Lukianov D.A., Shiriaev D.I., Komarova E.S., Skvortsov D.A., Kostyukevich Y., Tashlitsky V.N., Polshakov V.I., Nikolaev E., Sergiev P.V., Osterman I.A. Nybomycin-producing Streptomyces isolated from carpenter ant Camponotus vagus. Biochimie 2019, 160, 93-99.