Метод определения циркулирующих иммунных комплексов, дифференцированных по размерам и классам иммуноглобулинов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 14.03.09, кандидат медицинских наук Королевская, Лариса Борисовна

• Королевская, Лариса Борисовна
• кандидат медицинских наук
• 2010

Оглавление диссертации кандидат медицинских наук Королевская, Лариса Борисовна

Список сокращений.

Введение.

Глава 1. Обзор литературы. Иммунные комплексы, их свойства и методы идентификации.

1.1. История вопроса.

1.2. Образование иммунных комплексов, их биологические свойства и процесс элиминации.

1.2Л. Структура иммунных комплексов.

1.2.2. Роль комплемента в удалении иммунных комплексов.

1.2.3. Транспортная функция эритроцитов.

1.2.4. Роль макрофагов в элиминации иммунных комплексов.

1.3. Факторы, определяющие патогенные свойства циркулирующих иммунных комплексов.

1.3.1. Роль проницаемости сосудов.

1.3.2. Влияние соотношения концентраций антигенов и антител.

1.3.3. Роль изотипов иммуноглобулинов.

1.3.4. Роль аффинности антител.

1.3.5. Влияние заряда иммунных агрегатов.

1.3.6. Роль размера иммунных комплексов.

1.4. Патогенные эффекты, вызываемые иммунными комплексами.

1.5. Методы определения иммунных комплексов.

1.5.1. Иммунохимические методы.

1.5.1.1. Комплемент-зависимые методы определения ЦИК.

1.5.1.2. Методы, основанные на взаимодействии с СЗ.

1.5.1.3. Fc-зависимые методы.

1.5.2. Методы, основанные на биологических эффектах.

1.5.3. Методы, основанные на физических свойствах иммунных комплексов.

1.6. Свойства и механизм действия полиэтиленгликоля.

1.6.1. Поведение иммунных комплексов в присутствии полиэтиленгликоля.

1.6.2. Методы ПЭГ-преципитации для определения иммунных комплексов.

1.7. Методы определения размеров иммунных комплексов.

1.7.1. Основы теории светорассеяния.

1.7.2. Спектротурбидиметрия как вариант метода светорассеяния.

Глава 2. Материалы и методы исследования.

2.1. Теоретические основы использования метода спектротурбидиметрии в исследовании суспензий.

2.1.1. Вопросы калибрования в спектротурбидиметрии.

2.1.2. Спектротурбидиметрическое тестирование латексных частиц.

2.2. Спектротурбидиметрия в оценке размеров модельных иммунных комплексов.

2.2.1. Оценка эквивалентности соотношения антиген/антитело при образовании модельных иммунных комплексов.

2.2.2. Определение размеров модельных иммунных комплексов.

2.3. Исследование влияния различных концентраций ПЭГ-6000 на размеры модельных иммунных комплексов.

2.4. Исследование сывороток крови.

2.4.1. Выделение иммунных комплексов из сыворотки крови методом преципитации в ПЭГ-6000.

2.4.2. Определение концентраций иммуноглобулинов различных изотипов в выделенных ПЭГ-преципитатах.

2.5. Оптимизация метода выделения иммунных комплексов.

2.5.1. Исследование различных условий осаждения и отмывания иммунных комплексов в присутствии ПЭГ-6000.

2.5.2. Исследование влияния температурных режимов хранения образцов на концентрацию 1^0 в составе ЦИК.

2.6. Спектротурбидиметрия в определении размеров иммунных комплексов сывороток крови.

2.7. Статистические методы.

Глава 3. Результаты собственных исследований и их обсуяедение.

3.1. Стандартизация метода спектротурбидиметрии на основе суспензий частиц известного размера.

3.1.1. Экспериментальное установление зависимости между диаметром латексных частиц и значением волнового экспонента.

3.2. Метод спектротурбидиметрии в оценке размеров модельных иммунных комплексов.

3.2.1. Создание модельных иммунных комплексов; установление зоны эквивалентного соотношения антиген/антитело.

3.2.2. Определение размеров модельных иммунных агрегатов.

3.3. Оптические свойства ПЭГ-6000 в различных модельных системах.

3.3.1. Исследование влияния ПЭГ различных концентраций на волновые экспоненты латексных частиц.

3.3.2. Оптические свойства модельных иммунных комплексов в присутствии ПЭГ-6000.

3.4. Определение концентраций классов иммуноглобулинов в составе циркулирующих иммунных комплексов, дифференцированных по размерам.

3.5. Оптические свойства сыворотки крови в присутствии ПЭГ.

3.6. Оптимизация метода выделения иммунных комплексов.

3.6.1. Изучение различных условий осаждения и отмывания иммунных комплексов в присутствии ПЭГ.

3.6.2. Исследование различных температурных условий хранения сывороток крови.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Метод определения циркулирующих иммунных комплексов, дифференцированных по размерам и классам иммуноглобулинов»

Образование циркулирующих иммунных комплексов (ЦИК) является естественным процессом завершения гуморального иммунного ответа организма на антиген. Вместе с тем, существует группа заболеваний, объединенная общим названием «болезни иммунных комплексов» или «гиперчувствительность III типа» (по классификации Gell-Coombs [Coombs, Gell, 1975]). В их основе лежат воспалительные эффекты, индуцированные комплексами антиген-антитело. Повышение уровня ЦИК отмечено при многих заболеваниях: аутоиммунных, инфекционных, онкологических и т.д. [Croce et al., 1985; Floege, Feehally, 2000; Janear, Crespo, 2005; Krapf et al., 1990; Mok, Lau, 2003; Muratsugu, 2005; Nydegger, 2007; Song, Kang, 2010; Vlock, Kirkwood, 1985; Wang et al., 2003]. Нередко они играют важную патогенетическую роль в развитии этих заболеваний, оказывая повреждающее воздействие на различные органы и ткани. Одним из существенных факторов, имеющих значение для проявления патогенности ЦИК, является их размер [Cochrane, Hawkins, 1968; Nangaku, Couser, 2005; Oda et al., 2009; Schrieber, 1984; Sedlacek, 1980; Theofilopoulos, Dixon, 1980]. От размера иммунного комплекса зависят его важнейшие биологические свойства - способность активировать комплемент и взаимодействовать с Fc-рецепторами, что, в конечном итоге, определяет безопасное удаление агрегатов системой мононуклеарных фагоцитов. Кроме того, различные классы иммуноглобулинов формируют разные по свойствам комплексы антиген-антитело [Jefferis, Kumararatne, 1990; Peng et al., 2005; Waxman et al., 1986]. Поэтому оценка размерности и исследование роли иммуноглобулинового компонента ЦИК в формировании патогенных свойств иммунных агрегатов представляет собой несомненный интерес.

Следует отметить, что, несмотря на довольно большое число методических вариантов определения иммунных комплексов, до сих пор отсутствует универсальный метод, позволяющий оценить весь спектр ЦИК и их характеристики. Существующие методы детекции ЦИК основаны на разных принципах, поэтому имеют различную чувствительность и специфичность. Чаще всего определяют не размер, а идентифицируют иммунный компонент в составе комплекса, что, согласно рекомендациям ВОЗ, является необходимым при определении ЦИК [WHO Scientific Group, 1977]. Вместе с тем, методы, позволяющие определять размеры агрегатов — микроскопические, хроматографические, седиментационные, электрофоретические, светорассеяния и др. [Кленин и соавт., 1979; Константинова и соавт., 1986; Easterbrook-Smith, 1993; Haakenstad et al., 1982; Kelly et al, 1980; Khlebtsov et al., 2004; Cooper, Moore, 1983; Stachura et al., 1981; Szabo et al., 1977; Tung et al., 1981], - мало адаптированы для клинической лабораторной практики. Широко распространенный в отечественных исследованиях метод ПЭГ-преципитации ЦИК [Digeon et al., 1977; Haskova et al., 1978], несмотря на свою простоту, оказался малоинформативным, хотя рядом исследователей предпринимались попытки модификации метода для повышения его информативности [Константинова и соавт., 1986; Туманова, 1985]. Возможно, одним из подходов на пути появления относительно информативного и доступного для клинического применения метода определения ЦИК, учитывающего физико-химические характеристики комплексов и идентифицирующего его составляющие, является комбинирование методов, основанных на различных свойствах иммунных агрегатов.

Цель работы — разработка и обоснование простого и доступного для клинической лабораторной практики метода определения циркулирующих иммунных комплексов, дифференцированных по размерам и классам иммуноглобулинов.

Основные задачи исследования:

1. На основе создания модельных иммунных комплексов и использования стандартизованных по размерам латексных частиц оценить возможность применения спектротурбидиметрического метода для определения размеров нерастворимых иммунных комплексов.

2. Провести спектротурбидиметрическое исследование размеров агрегатов модельных иммунных комплексов, образованных в присутствии полиэтиленгликоля-6000 различных концентраций, для переноса полученных результатов в область клинических исследований.

3. Апробировать метод определения циркулирующих иммунных комплексов, дифференцированных по размерам и классам иммуноглобулинов. С помощью данного метода оценить отличия в их качественном и количественном составе у здоровых и больных людей.

4. Адаптировать предлагаемый метод определения циркулирующих иммунных комплексов для использования в клинической лабораторной практике, представить протокол проведения анализа.

Научная новизна. Впервые спектротурбидиметрический метод применен для определения размеров иммунных комплексов, преципитированных в полиэтиленгликоле-6000 (ПЭГ). Представлена закономерность формирования преципитатов в среде с ПЭГ. Показано, что с возрастанием концентрации ПЭГ в растворе увеличение среднего размера преципитируемых частиц обусловлено включением более мелких по размерам комплексов в состав первичного агрегата, осаждаемого при меньшей концентрации ПЭГ. Установлено, что использование двух концентраций ПЭГ (3% и 4%) позволяет дифференцировать иммунные комплексы по размерам. На основе разработанного метода показана возможность определения содержания иммуноглобулинов классов М, О и А в составе дифференцированных по размерам ЦИК, выделенных из сывороток крови здоровых доноров, пациентов с ревматоидным артритом и больных лимфопролиферативными заболеваниями. Впервые метод спектротурбидиметрии применен для непосредственного исследования нативных сывороток крови. В результате у пациентов с ревматоидным артритом установлена прямая связь между уровнем ревматоидного фактора и размером преципитируемых из сыворотки крови частиц.

Теоретическое и практическое значение работы. Представлена новая концепция поведения иммунных комплексов в растворе ПЭГ. На основе данной концепции и метода спектротурбидиметрии обосновано применение двух концентраций ПЭГ (3% и 4%) для дифференцирования иммунных комплексов по размерам. Показано, что ПЭГ в возрастающих концентрациях увеличивает размер иммунных агрегатов за счет включения дополнительно осаждаемых белковых структур в первичный надмолекулярный комплекс. Создан доступный для лабораторной практики метод определения ЦИК, отражающий размерные характеристики комплексов и количественное содержание иммуноглобулинов в их составе. Получены новые данные о содержании иммуноглобулинов классов М, в и А в составе дифференцированных по размерам ЦИК у здоровых добровольцев, пациентов с ревматоидным артритом и больных лимфопролиферативными заболеваниями. При этом выявлены существенные различия в составе ПЭГ-преципитатов при разных заболеваниях.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Метод спектротурбидиметрии относительно прост и достаточно информативен в оценке размеров иммунных комплексов при соблюдении определенных условий.

2. На основе спектротурбидиметрии получено обоснование применения двух концентраций полиэтиленгликоля-6000 для выделения из сыворотки крови иммунных агрегатов разных размеров.

3. Разработан метод определения циркулирующих иммунных комплексов, дифференцированных по размерам и классам иммуноглобулинов, проведена его адаптация для применения в клинической лабораторной практике.

Апробация работы. Основные положения диссертационной работы доложены и обсуждены на II Республиканской научной конференции «Иммунология репродукции», Сочи, 2007; VI конференции иммунологов Урала, Ижевск, 2007; II Объединенном иммунологическом форуме, Санкт-Петербург, 2008.

Публикации. Основные результаты проведенных исследований представлены в 10 печатных работах, из них 5 в рецензируемых журналах, рекомендованных ВАК РФ для публикации материалов диссертационных исследований.

Объем и структура диссертации. Диссертация изложена на 129 страницах машинописного текста, содержит 8 таблиц и 9 рисунков. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследования, собственных результатов исследования и их обсуждения, заключения, выводов, списка цитируемой литературы, включающего 220 источников, из них 20 отечественных и 200 зарубежных.

Заключение диссертации по теме «Клиническая иммунология, аллергология», Королевская, Лариса Борисовна

ВЫВОДЫ

1. Впервые на основе метода спектротурбидиметрии показана возможность определения размеров иммунных комплексов, преципитированных в полиэтиленгликоле-6000.

2. Установлено, что при увеличении концентрации полиэтиленгликоля-6000 в растворах иммунных комплексов дополнительно высаждаемые белковые агрегаты находятся не в свободном виде, а включаются в состав более крупных надмолекулярных структур.

3. На основе спектротурбидиметрических исследований модельных иммунных комплексов обосновано использование двух концентраций полиэтиленгликоля-6000 (3% и 4%) для дифференцирования по размерам иммунных комплексов сыворотки крови.

4. Показано, что иммуноглобулиновый состав ПЭГ-преципитатов, полученных из сывороток крови здоровых доноров, пациентов с ревматоидным артритом и больных лимфопролиферативными заболеваниями, имеет существенные различия.

5. Проведена адаптация метода определения циркулирующих иммунных комплексов, дифференцированных по размерам и классам иммуноглобулинов, для клинической лабораторной практики. Представлен протокол проведения анализа.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В результате проведенных исследований был разработан метод определения ЦИК, позволяющий идентифицировать два основных параметра: размер и содержание иммуноглобулинов. В его основе лежит использование двух концентраций ПЭГ (3% и 4%) для дифференцирования комплексов по размерам и последующее количественное определение в составе преципитатов иммуноглобулинов классов М, G и А. Предлагаемый метод был адаптирован для применения в клинической лабораторной практике. По сравнению с седиментационными и хроматографическими методами определения размеров [Фрайфелдер, 1980; Cooper, Moore, 1983; Tung et al., 1981], фракционирование в ПЭГ не требует длительных временных затрат, а в отличие от динамического рассеяния света [Хлебцов, 2004] - наличия дорогостоящего оборудования. Следует отметить, что в отечественной лабораторной практике для определения ЦИК широко используется турбидиметрический метод оценки преципитации сыворотки крови в присутствии ПЭГ [Digeon et al., 1977; Haskova et al., 1978]. При этом, как правило, применяют одну концентрацию ПЭГ, а результаты выражают в условных единицах. Несмотря на простоту исполнения, клиническая информативность данного метода довольно невысока из-за низкой чувствительности и специфичности. Использование нефелометрии значительно повышает чувствительность метода, а исследование преципитатов, полученных при двух концентрациях ПЭГ, позволяет дифференцировать их по размерам [Туманова, 1985]. Однако при этом невозможно выявлять иммунный компонент в составе ПЭГ-преципитатов, идентификация которого является необходимой при детекции ИК [WHO Scientific Group, 1977].

Известно, что размер ИК является существенным фактором, имеющим значение для проявления их патогенных свойств [Mannik, 1980; Nangaku, 2005; Schrieber, 1984; Sedlacek, 1980]. Низкомолекулярные комплексы хуже, по сравнению с крупными комплексами, активируют комплемент [Horgan, Emlen, 1987; Waller et al, 1981]. Результатом этого является их длительное присутствие в циркуляции и, как следствие, повышается вероятность отложения агрегатов в различных тканях [Haakenstad et al, 1982; Mannik et al., 1971; Nangaku, 2005;]. Поэтому, определяя параметр размерности ЦИК, можно косвенно оценивать их биологические свойства и возможные негативные последствия.

Полиэтиленгликоль широко используется в биохимической практике для преципитации белковых молекул [Annunziata et al., 2002; Bhat, Timasheff, 1992; Digeon et al., 1977; Middaugh et al., 1979]. Считается, что при низкой концентрации ПЭГ осаждаются крупные ИК, а с увеличением его концентрации преципитируют как крупные, так и меньшие по размерам протеиновые структуры [Creighton et al, 1973; Johansen et al, 1980; Shulgin, Ruckenstein, 2006; Steensgaard et al., 1979]. Вместе с тем, в литературе отсутствуют данные об оценке агрегатного состояния ИК в различных концентрациях ПЭГ. На основании результатов спектротурбидиметрических исследований нами предложена новая концепция поведения ИК в присутствии ПЭГ различных концентраций. Действительно, с ростом концентрации ПЭГ в растворе происходит дополнительное высаждение более мелких по размерам белковых молекул. Однако в растворе ПЭГ они находятся не в свободном виде, а включаются в состав более крупных агрегатов, формируя единый надмолекулярный комплекс. Исходя из этого, осаждение ИК из сыворотки крови в присутствии 3% и 4% ПЭГ позволяет получать преципитаты, состоящие из агрегатов различных размеров. Последующее определение иммунного компонента в их составе (иммуноглобулинов классов М, G и А) дает возможность количественной оценки уровня ЦИК. В отличие от существующих подходов для определения ЦИК, предлагаемый метод позволяет одновременно оценить и размер, и количественное содержание иммунных агрегатов. Кроме того, разные классы иммуноглобулинов формируют различные по свойствам ИК [Jefferis,

Kumararatne, 1990; Peng et al., 2005; Waxman et al., 1986]. Входящие в состав комплексов Ат классов M и G, в отличие от IgA, хорошо активируют комплемент по классическому пути [Jefferis, Kumararatne, 1990; Kerr, 1990; Peng et al., 2005]. Это свойство ИК лежит в основе Clq-тестов [Ahlstedt et al., 1976; Nydegger et al., 1974; Stanilova, Slavov, 2001], которые в отличие от предлагаемого метода позволяют определять только крупные комплементфиксирующие ЦИК. Следует отметить, что на данном этапе исследований нам не удалось выявить отличий по IgA-содержащим комплексам у здоровых и больных людей, их концентрации были невелики как у здоровых, так и у больных людей.

При исследовании состава ПЭГ-преципитатов у больных лимфопролиферативными заболеваниями отмечено повышение уровня IgG-содержащих ЦИК, которое происходило, в основном, за счет низкомолекулярной фракции. При этом не у всех пациентов наблюдалось увеличение содержания IgG-ЦИК, однако в ряде случаев отмечался существенный рост их концентрации. Известно, что изотипы IgG отличаются по способности активировать комплемент [Jefferis, Kumararatne, 1990] и по-разному элиминируются из кровотока [Gonzalez, Waxman, 2000]. Можно предположить, что у ряда таких больных в составе ЦИК присутствовали именно те изотипы, которые хуже активировали комплемент. Снижение эффективности выведения ИК из циркуляции сопровождалось их повышенным содержанием в кровотоке.

При определении концентраций иммуноглобулинов в ПЭГ-преципитатах, полученных из сывороток крови пациентов с РА, было установлено повышение уровня IgM- и IgG-содержащих ЦИК. При этом основную долю составляли высокомолекулярные агрегаты. Вместе с тем, известно, что крупные ИК хорошо фиксируют комплемент и эффективно выводятся из циркуляции [Cochrane, Hawkins, 1968; Mannik et al., 1971; Sedlacek, 1980]. Однако при данном заболевании наблюдается постоянная продукция аутоантител (РФ) [Mageed et al., 1991; Song, Kang, 2010]. В результате происходит непрерывное образование ИК, что в свою очередь, приводит к истощению очистительных механизмов [Haakenstad, Mannik, 1974], длительному присутствию комплексов в циркуляции и их отложению в суставах.

В заключение следует отметить, что в задачу данного исследования не входило глубокое изучение диагностического значения определяемых показателей. Вместе с тем апробация предлагаемого метода при различных заболеваниях показала его способность различать особенности иммунопатогенетических процессов. Полученные данные свидетельствуют об информативности метода, что в последующем может иметь прикладное значение. Таким образом, предлагаемый метод определения ЦИК может быть представлен в следующем виде.

Метод определения циркулирующих иммунных комплексов, дифференцированных по размерам и классам иммуноглобулинов

Реактивы и оборудование: ОДМ боратный буфер (рН=8,4); 3%, 4%, 6% и 8% растворы ПЭГ-6000, приготовленные на боратном буфере; забуференный фосфатами физиологический раствор (рН=7,4); пробирки типа Eppendorf; многоканальные пипетки; центрифуга для пробирок типа Eppendorf; коммерческие наборы для количественного определения иммуноглобулинов методами ИФА или иммунотурбидиметрии; спектрофотометр.

Протокол проведения анализа

1. Стандартная процедура забора венозной крови и получение сыворотки в объеме до 2 мл.

2. В две пробирки типа Eppendorf внести по 800 мкл исследуемой сыворотки крови. При перемешивании на вортексе в первую пробирку внести 800 мкл 6% раствора ПЭГ-6000, во вторую — 800 мкл 8% раствора ПЭГ-6000.

3. Осаждение ЦИК центрифугированием при 5000 g в течение 10 мин. После осаждения надосадок из проб удалить, к осадкам добавить по 800 мкл растворов ПЭГ-6000 соответствующих концентраций. Осадок тщательно ресуспендировать и отмыть центрифугированием при отмеченных выше условиях. Процедуру отмывания осадка повторить еще раз. Надосадок удалить, к полученным ПЭГ-преципитатам добавить по 200 мкл физиологического раствора и тщательно ресуспендировать.

4. Определение концентраций иммуноглобулинов в составе ПЭГ-преципитатов с использованием коммерческих наборов согласно прилагаемым инструкциям.

5. Оценка результатов: для ЦИК, содержащих конкретный класс иммуноглобулина, получается три значения:

- общий пул ЦИК (содержание иммуноглобулина в пробе с 4% ПЭГ-6000);

- высокомолекулярный пул ЦИК (содержание иммуноглобулина в пробе с 3% ПЭГ-6000);

- низкомолекулярный пул ЦИК (разница концентраций иммуноглобулина в пробах с 4% и 3% ПЭГ-6000).

Следует отметить, что выделение ЦИК необходимо проводить из свежей сыворотки крови (этапы 1-3). Полученные образцы проб допустимо хранить при -18 С до проведения последующего анализа. Кроме иммуноглобулинов в составе полученных ПЭГ-преципитатов можно попытаться определить уровень компонентов комплемента или наличие антигена, используя соответствующие коммерческие наборы.

Список литературы диссертационного исследования кандидат медицинских наук Королевская, Лариса Борисовна, 2010 год

1. Барановский П.В. Рудык Б.И. Определение циркулирующих иммунных комплексов методом спектрофотометрии // Лаб. дело. — 1982. —№ 12. —С. 35-37.

2. Вельбри С.К., Лиллеорг A.M., Линдстрем С.Л. Одновременная оценка уровня иммунных комплексов и иммуноглобулинов для характеристики патологического процесса // Лаб. дело. — 1988. — № 5.1. С. 7-11.

3. Воюцкий С.С. Курс коллоидной химии // М., Химия, 1975, 512 с.

4. Кленин В.И. Термодинамика систем с гибкоцепными полимерами // Саратов. Изд-во Саратовского ун-та. — 1999. — 736 с.

5. Кленин В.И., Шварцбурд В.И., Астафьева Н.Г. Характеристика реакции преципитации на стадии формирования агрегатов комплексов антиген-антитело спектротурбидиметрическим методом // ЖМЭИ. — 1979. — №. 6. —С. 18-23.

6. Кленин В.И., Щеголев С.Ю., Лаврушин В.И. Характеристические функции светорассеяния дисперсных систем // Изд. Саратовского университета, 1977, 176 с.

7. Кузнецов С.И., Краснова H.A., Рынцын О.В. Определение циркулирующих иммунных комплексов методом иммуноферментного анализа // Клин. лаб. диагн. — 1996. — № 2. — С. 39-40.

8. Насонов E.JI. Методические аспекты определения циркулирующих иммунных комплексов с использованием полиэтиленгликоля // Тер. архив. — 1987. — Т. LIX, № 4. — С. 38-45.

9. Рамазанов K.P., Хлебцов Н.Г., Щеголев С.Ю., Кленин В.И. Характеристические функции светорассеяния полидисперсных систем // Коллоид, журн. — 1983. — Т. 45, № 3. — С. 473-479.

10. Стручков П.В., Константинова H.A., Лаврентьев В.В., Чучалин А.Г. Скрининг-тест для оценки патогенных свойств иммунных комплексов // Лаб. дело. — 1985. — № 7. — С. 410-412.

11. Туманова И.А. Определение молекулярных масс и концентраций и иммунных комплексов методом светорассеяния: Дис. . канд. биол. наук. —М., 1985.

12. Туманова И.А., Острейко К.К., Сыкулев Ю.К., Алешкин В.А., Лаврентьев В.В. Нефелометрический метод количественного определения средних молекулярных масс и концентраций иммунных комплексов // Иммунология. — 1985. — № 6. — С. 30-34.

13. Фрайфелдер Д. Физическая биохимия — М: Мир, 1980, 582 с.

14. Хлебцов Б. Н. Исследование липосом, иммунных комплексов и биоконъюгатов золотых наночастиц методами оптической спектроскопии и динамического светорассеяния: Дис. . канд. физ.-мат. наук. — Саратов, 2004.

15. Хлебцов Н.Г. Ослабление и рассеяние света в дисперсных системах с неупорядоченными, ориентированными и фрактальными частицами (теория и эксперимент) // Дисс. . докт. физ.-мат. наук, Саратов, СГУ, 1996.

16. Шварцбурд Б. И. Фазовое разделение комплекеообразующих систем биологических и синтетических макромолекул: спектротурбидиметрический анализ. Дис. . канд. хим. наук, М. МГУ, 1989.

17. Шилов Е.М., Тареева И.Е. Механизмы образования и патогенетическая роль иммунных комплексов при гломерулонефрите // Иммунология. — 1983. —№2. —С. 5-13.

18. Шифрин К.С. Изучение свойств вещества по однократному рассеянию // Теоретические и прикладные проблемы рассеяния света / Под ред. Б.И. Степанова, А.П. Иванова. Минск: Наука и техника. — 1971. — С. 228-244.

19. Ahlstedt S., Hanson L.A., Wadsworth С. A Clq immunosorbent assay compared with thin-layer gel filtration for measuring IgG aggregates // Scand. J. Immunol. — 1976. —V.5. — P. 293-298.

20. Amara U., Rittirsch D., Flierl M., Bruckner U., Klos A., Gebhard F., Lambris J.D., Huber-Lang M. Interaction between the coagulation and complement system // Adv. Exp. Med. Biol. —2008. — V. 632. — P. 7179.

21. Annunziata O., Asherie N., Lomakin A., Pande J., Ogun 0.,Benedek G.B. Effect of polyethylene glycol on the liquid-liquid phase transition in aqueous protein solutions // PNAS — 2002. — Y. 99, N. 22. — P. 1416514170.

22. Ardoin S.P., Shanahan J.C., Pisetsky D.S. The role of microparticles in inflammation and thrombosis // Scand. J. Immunol. — 2007. — V. 66. — P. 159-165.

23. Arthus M.M. Injection repetees de serum de cheval chez le lapin // Compt. r. Soc. de Biol. — 1903. — V. 55. — P. 817-820.

24. Atha D.H., Inghamg K.C. Mechanism of precipitation of proteins by polyethylene glycols. Analysis in terms of excluded volume // J. Biol. Chem.1981, —V. 256,N.23.— P. 12108-12117.

25. Augener W., Grey H.M., Cooper N.R., Muller-Eberhard H.J. The reaction of monomeric and aggregated immunoglobulins with CI // Immunochemistry.1971. —V. 8, N. 11. —P. 1011-1020.

26. Baumann U., Kohl J., Tschernig T., Schwerter-Strumpf K., Verbeek J.V.,. Schmidt R.E., Gessner J.E. A codominant role of FcgRI/III and C5aR in the reverse Arthus reaction // J. Immunol. — 2000. — V. 164. — P. 1065-1070.

27. Benacerraf B., McDevitt H.O. Histocompatibility-linked immune response genes // Science. — 1972. —V. 175, N. 19. — P. 273-279.

28. Beynon H.L., Davies K.A., Haskard D.O., Walport M.J. Erythrocyte complement receptor type 1 and interactions between immune complexes, neutrophils, and endothelium // J. Immunol. — 1994. — V. 153, N. 7. — P. 3160-3167.

29. Bhat R., Timasheff S.N. Steric exclusion is the principal source of the preferential hydration of proteins in the presence of polyethylene glycols // Protein Science. — 1992.—V. 1. —P. 1133-1143.

30. Bokisch V.A., Muller-Eberhard H.J. Anaphylatoxin inactivator of human plasma: its isolation and characterization as a carboxypeptidase // J. Clin. Invest. — 1970. — V. 49. — P. 2427-2436.

31. Braden B.C., Poljak R.J. Structural features of the reactions between antibodies and protein antigens // FASEB J. — 1995. — V. 9, N. 1. — P. 916.

32. Camussi G., Bussolino F., Ghezzo F., Pegoraro L. Release of platelet-activating factor from HL-60 human leukemic cells following macrophage-like differentiation // Blood. —1982. — V. 59, N. 1. — P. 16-22.

33. Camussi G., Mencia-Huerta J.M., Benveniste J. Release of platelet-activating factor and histamine. I. Effect of immune complexes, complement and neutrophils on human and rabbit mastocytes and basophils // Immunology. — 1977. — V. 33. — P. 523-534.

34. Cannon P.R., Marshall C.E. Studies on the mechanism of the Arthus phenomenon // J. Immunol. — 1941. — V. 40. — P. 127-146.

35. Caulfield J.P., Farquhar M.G. Distribution of anionic sites in glomerular basement membranes: their possible role in filtration and attachment // Proc. Natl. Acad. Sci. USA — 1976. —V. 73, N. 5. — P. 1646-1650.

36. Chia D., Barnett E.V., Yamagata J., Knutson D., Restivo C., Furst D. Quantitation and characterization of soluble immune complexes precipitatedfrom sera by polyethylene glycol (PEG) // Clin. Exp. Immunol. — 1979. — V. 37. —P. 399-407.

37. Clarkson S.B., Kimberly R.P. Valinsky J.E., Witmer M.D., Bussel J.B., Nachman R.L., Unkeless J.C. Blockade of clearance of immune complexes by an anti-Fey receptor monoclonal antibody // J. Exp. Med. — 1986. — V. 164. —P. 474-489.

38. Clynes R., Maizes J.S., Guinamard R., Ono M., Takai T., Ravetch J.Y. Modulation of immune complex-induced inflammation in vivo by the coordinate expression of activation and inhibitory Fc receptors // J. Exp. Med. —1999. —V. 189, N. 1.—P. 179-185.

39. Cochrane C.G. Studies on the localization of circulating antigen-antibody complexes and other macromolecules in vessels. I. Structural studies // J. Exp. Med.—1963. —V. 127,—P. 137-154.

40. Cochrane C.G. The role of complement in experimental disease models // Springer Semin Immunopathol. —1984. — V. 7, N. 2-3. — P. 263-270.

41. Cochrane C.G., Dixon F.J. Cell and tissue damage through antigen-antibody complexes // Calif. Med. — 1969. — V. 111, N. 2. — P. 99-112.

42. Cochrane C.G., Weigle W.O. The cutaneous reaction to soluble antigen-antibody complexes. A comparison with the Arthus phenomenon // J. Exp. Med. — 1958. — Y. 108, N. 5. — P. 591-604.

43. Cochrane C.G., Hawkins D. Studies on circulating immune complexes III. Factors governing the ability of circulating complexes to localize in blood vessels//J. Exp. Med. — 1968. — V. 127, N. 1. —P. 137-154.

44. Cooper K.M., Moore M. Reactivity of low molecular weight material in cellular immune complex assays // Clin. Exp. Immunol. — 1983. — V. 52. — P. 407-416.

45. Cornacoff J.B., Hebert L. A, Smead W. L., VanAman M. E., Birmingham D. J., Waxman F. J. Primate erythrocyte-immune complex-clearing mechanism // J. Clin. Invest. — 1983. — V. 71. — P. 236-247.

46. Couser W.G. Mechanisms of glomerular injury in immune-complex disease // Kidney Int. — 1985. — V. 28. — P. 569-583.

47. Couser W.G., Salant D.J. In situ immune complex formation and glomerular injury//Kidney Int.— 1980. —V. 17, N. 1. — P. 1-13.

48. Craig M.L., Bankovich A.J., Mcelhenny J.L., Taylor R.P. Clearance of anti-double-stranded DNA antibodies. The natural immune complex clearance mechanism // Arthritis Rheum. — 2000. — V. 43, N. 10. — P. 2265-2275.

49. Craig M.L., Bankovich A.J., Taylor R.P. Visualization of the transfer reaction: tracking immune complexes from erythrocyte complement receptor 1 to macrophages // Clin. Immunol. — 2002. — V. 105, N. 1. — P. 36-47.

50. Creighton W.D., Lambert P.H., Miescher P.A. Detection of antibodies and soluble antigen-antibody complexes by precipitation with polyethylene glycol//¿Immunol. — 1973. —V. 111,N. 4. —P. 1219-1227.

51. Croce M.V., Fejes M., Riera N., Minoldo D.A., Segal-Eiras A. Clinical importance of circulating immune complexes in human acute lymphoblastic leukemia // Cancer Immunol. Immunother. — 1985. — V. 20, N. 1. — P. 91-95.

52. Dammacco F., Sansonno D., Piccoli C., Tucci F.A., Racanelli V. The cryoglobulins: an overview // Eur. J. Clin. Invest. — 2001. — V. 31. — P. 628-638.

53. Davies K.A. Complement, immune complexes and systemic lupus erythematosus // British J. Rheumatol. — 1996. — V. 35. — P. 5-23.

54. Davies K.A., Robson M.G., Peters A.M., Norsworthy P., Nash J.T., Walport M.J. Defective Fc-dependent processing of immune complexes in patients with systemic lupus erythematosus // Arthritis Rheum. — 2002. — V. 46, N. 4.—P. 1028-1038.

55. Demacker P.N.M., Hijmans A.G.M., Vos-Janssen H.E., van't Laar A., Jansen A.P. A study of the use of polyethylene glycol in estimating cholesterol in high-density lipoprotein // Clin. Chem. — 1980. — V. 26, N. 13. —P. 1775-1779.

56. Devey M.E., Steward M.W. The induction of chronic antigen-antibody complex disease in selectively bred mice producing either high or low affinity antibody to protein antigens // Immunology. — 1980. — V. 41, N. 2. — P. 303-311.

57. Dienstag J.L. Hepatitis B as an immune complex disease // Semin. Liver Dis. — 1981.—V. 1, N. 1. —P. 45-57.

58. Digeon M., Laver M., Riza J., Bach J.F. Detection of circulating immune complexes in human sera by simplified assays with polyethylene glycol // J. Immunol. Methods. — 1977. — V. 16, N. 2. — P. 165-183.

59. Dixon F.J., Feldman J.D., Vazquez J.J. Experimental glomerulonephritis. The pathogenesis of a laboratory model resembling the spectrum of human glomerulonephritis // J. Exp. Med. — 1961. — V. 113. — P. 899-920.

60. Dixon F.J., Vazquez J.J., Weigle W.O., Cochrane C.G. Pathogenesis of serum sickness // Arch. Pathol. — 1958. — V. 65, N. 1. — P. 18-28.

61. Doekes G., van Es L.A., Daha M.R. Influence of aggregate size on the binding and activation of the first component of human complement by soluble IgG aggregates // Immunology. — 1982. — V. 45. — P. 705-713.

62. Easterbrook-Smith S.B. A light-scattering method for measuring the sizes of insoluble immune complexes // Mol. Immunol. — 1993. — V. 30, N. 7. — P. 637-640.

63. Edberg J.C., Tosic L., Taylor R.P. Immune adherence and the processing of soluble complement-fixing antibody/DNA immune complexes in mice // Clin. Immunol. Immunopathol. — 1989. — V. 51, N. 1. — P. 118-132.

64. Eisenberg R. The specificity and polyvalency of binding of a monoclonal rheumatoid factor // Immunochemistry. — 1976. — V. 13, N. 4. — P. 355359.

65. Eisenberg R.A., Theofilopoulos A.N., Dixon F.J. Use of bovine conglutinin for the assay of immune complexes // J. Immunol. —1977. — V. 118, N. 4. — P. 1428-1234.

66. Emlen W., Carl V., Burdick G. Mechanism of transfer of immune complexes from red blood cell CR1 to monocytes // Clin. Exp. Immunol. — 1992. — V. 89.—P. 8-17.

67. Farrell C., Sogaard H., Svehag S.E. Detection of IgG aggregates or immune complexes using solid-phase Clq and protein A-rich Staphylococcus aureus as an indicator system // Scand. J. Immunol. — 1975. — V. 4. — P. 673680.

68. Fischel E.E., Kabat E.A. A quantitative study of the Arthus phenomenon induced passively in the rabbit // J. Immunol. — 1947. — V. 55, N. 4. — P. 337-343.

69. Floege J., Feehally J. IgA nephropathy: recent developments // J. Am. Soc. Nephrol. — 2000. — V. 11. — P. 2395-2403.

70. Franklin E.C., Holman H.R., Muller-Eberhard H.J., Kunkel H.G. An unusual protein component of high molecular weight in the serum of certain patients with rheumatoid arthritis // J. Exp. Med. — 1957. — V. 105. — P. 425-438.

71. Fust G., Kavai M., Szegedi G., Meretey K., Falus A., Lenkey A., Misz M. Evaluation of different methods for detecting circulating immune complexes. An inter-laboratory study // J. Immunol. Methods. — 1980. — V. 38, N. 3-4. —P. 281-289.

72. Gabriel A., Agnello V. Detection of immune complexes. The use of radioimmunoassays with Clq and monoclonal rheumatiod factor // J. Clin. Invest. — 1977. — V. 59. — P. 990-1001.

73. Gallo G.R., Caulin-Glaser T., Lamm M.E. Charge of circulating immune complexes as a factor in glomerular basement membrane localization in mice // J. Clin. Invest. — 1981. — V. 67. — P. 1305-1313.

74. Germuth F.G. A comparative histologic and immunologic study in rabbits of induced hypersensitivity of the serum sickness type // J. Exp. Med. — 1953. — V. 97. —P. 257-282.

75. Germuth F.G., Rodriguez E. Focal mesangiopathic glomerulonephritis: Prevalence and pathogenesis // Kidney Int. — 1975. — V. 7. — P. 216-223.

76. Gonzalez M.L., Waxman F.J. Glomerular deposition of immune complexes made with IgG2a monoclonal antibodies // Immunology. — 2000. — V. 164. —P. 1071-1077.

77. Haakenstad A.O., Mannik M. Saturation of the reticuloendothelial system with soluble immune complexes // J. Immunol. — 1974. — V. 112, N. 5. — P. 1939-1948.

78. Haakenstad A.O., Striker G. E., Mannik M. The disappearance kinetics and glomerular deposition of small-latticed soluble complexes // Immunology.1982. — V. 47. — P. 407-414.

79. Hamilton R.G. Human IgG subclass measurements in the clinical laboratory //Clin. Chem. — 1987. —V. 33,N10.—P. 1707-1725.

80. Handbook of Surface and Colloid Chemistry, K. S. Birdi, Ed., Second Edition; CRC Press, New York (2002). 756 p.

81. Hardin J.A. Cryoprecipitogogue from normal serum: mechanism for cryoprecipitation of immune complexes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA — 1981. — V. 78, N. 7. — P. 4562-4565.

82. Harkens G.D., Brown D.L. Detection of immune complexes by a new assay, the polyethylene glycol precipitation-complement consumption test (PEG-CC) // Clin. Exp. Immunol. — 1979. — V. 36. — P. 117-129.

83. Haskova V., Kaslik J., Riha I., Matl I., Rovensky J. Simple method of circulating immune complex detection in human sera by polyethylene glycol precipitation // Z. Immunitatsforsch. Immunobiol. — 1978. — V. 154, N. 4.1. P. 399-406.

84. Hay F.C., Nineham L.J., Roitt I.M. Routine assay for the detection of immune complexes of known immunoglobulin class using solid phase Clq // Clin. Exp. Immunol. — 1976. — V. 24. — P. 396-400.

85. Hebert L.A., Cosio F.G. The erythrocyte-immune complex-glomerulonephritis connection in man // Kidney Int. — 1987. — V. 31. — P. 877-885.

86. Heildelberger M., Kendall F.E. A quantitative theory of the precipitin reaction. II. A study of an azoprotein-antibody system // J. Exp. Med. — 1935. — V. 62, N. 4. — P. 467-483.

87. Heller W., Bhatnagar H.L., Nakagaki M. Theoretical investigations on the light scattering of spheres. XIII. The "wavelength exponent" of differential turbidity spectra // J. Chem. Phys. — 1962. — V. 36. — P. 1163-1170.

88. Hellsing K. Immune reactions in polysaccharide media. Polysaccharide-enhanced precipitin reactions with antigens of various sizes // J. Biochem.1969b. — V. 114. — P. 145-149.

89. Hellsing K. Immune reactions in polysaccharide media. The composition of the antigen-antibody complexes in the precipitin reaction // J. Biochem. — 1969a. —V. 114. —P. 141-144.

90. Hess C., Schifferli J.A. Immune adherence revisited: novel players in an old game//News Physiol. Sci. — 2003. — V. 18. —P. 104-108.

91. Hills L.P., Tiftany T.O. Comparison of turbidimetric and light-scattering measurements of immunoglobulins by use of a centrifugal analyzer with absorbance and fluorescence/light-scattering optics // Clin. Chem. — 1980.

92. V. 28,N. 10.—P. 1459-1466.

93. Hong K., Takata Y., Sayama K., Kozono H., Takeda J., Nakano Y., Kinoshita T., Inoue K. Inhibition of immune precipitation by complement // J. Immunol. — 1984. —V. 133, N. 3. — P. 1464-1470.

94. Hopken U.E., Lu B., Gerard N.P., Gerard C. Impaired inflammatory responses in the reverse Arthus reaction through genetic deletion of the C5a receptor // J. Exp. Med. — 1997. — V. 186, N. 5. — P. 749-756.

95. Horgan C., Emlen W. Complement fixation by small, DNase-resistant DNA-anti-DNA immune complexes // Mol. Immunol. — 1987. — V. 24, N. 2. — P. 109-116.

96. Hugli T.E. Structure and function of the anaphylatoxins // Springer Semin. Immunopathol. — 1984. — V. 7, N. 2-3. — P. 193-219.

97. Ierino F. L., Powell M. S., McKenzie I. F. C., Hogarth P. M. Recombinant soluble human FcyRII: production, characterization, and inhibition of the Arthus reaction//J. Exp. Med. — 1993. —V. 178. —P. 1617-1628.

98. Iida K., Mornaghi R., Nussenzweig V. Complement receptor (CR1) deficiency in erythrocytes from patients with systemic lupus erythematosus //J. Exp. Med. — 1982. — V. 155. —P. 1427-1438.

99. Jacobsen C., Steensgaard J. Measurements of precipitin reactions by difference turbidimetry: a new method // Immunology. — 1979. — V. 36. — P. 293-298.

100. Jancar S., Crespo M.S. Immune complex-mediated tissue injury: a multistep paradigm // Trends Immunol. — 2005. — V. 26, N. 1. — P. 48-55.

101. Jefferis R., Kumararatne D.S. Selective IgG subclass deficiency: quantification and clinical relevance // Clin. Exp. Immunol. — 1990. — V. 81. —P. 357-367.

102. Johansen A.S., Steensgaard J., Jacobsen C. Solubility properties of IgG immune complexes. Comparison between the effects of low molecularweight solvents and polyethylene glycols // Immunol. — 1980. — V. 41. — P. 695-704.

103. Johnson A., Harkin S., Steward M.W., Whaley K. The effects of immunoglobulin isotype and antibody affinity on complement-mediated inhibition of immune precipitation and solubilization // Mol. Immunol. — 1987. —V. 24, N. 11. —P. 1211-1217.

104. Kelly R.H., Scholl M.A., Harvey V.S., Devenyi A.G. Qualitative testing for circulating immune complexes by use of zone electrophoresis on agarose // Clin. Chem. — 1980. —V. 26/3. — P. 396-402.

105. Kerr M.A. The structure and function of human IgA // Biochem. J. — 1990. — V.271. — P. 285-296.

106. Khlebtsov B.N., Burygin G.L., Matora L.Yu., Shchyogolev S.Yu., Khlebtsov N.G. A method for studying insoluble immune complexes // Biochim. Biophys. Acta. — 2004. —V. 1670. — P. 199-207.

107. Koyama A., Inage H., Kobayashi M., Ohta Y., Narita M., Tojo S., Cameron J.S. Role of antigenic charge and antibody avidity on the glomerular immune complex localization in serum sickness of mice // Clin. Exp. Immunol. — 1986. — V. 64. — P. 606-614.

108. Krapf F.E., Herrmann M., Leitmann W., Schwartlander B., Kalden J.R. Circulating immune complexes in HIV-infected persons // Klin. Wochenschr, — 1990. — V. 68, N. 6. — P. 299-305.

109. Lachmann P.J. Conglutinin and immunoconglutinins // Adv. Immunol. — 1967.—V. 6.—P. 479-527.

110. Lambert P.H., Dixon F.J., Zubler R.H., Agnello V., Cambiaso C., Casali P., Clarke J., Cowdery J.S., McDuffie F.C., Hay F.C., MacLennan I.C.M.,

111. Laurent T.C. The interaction between polysaccharides and other macromolecules. The solubility of proteins in the presence of dextran // J. Biochem. — 1963. —V. 89. — P. 253-257.

112. Lee D.M., Friend D.S., Gurish M.F., Benoist C., Mathis D., Brenner M.B. Mast cells: a cellular link between autoantibodies and inflammatory arthritis // Science. — 2002. —V. 297. — P. 1689-1692 .

113. Lee J.C., Lee L.L.Y. Preferential solvent interactions between proteins and polyethylene glycols // J. Biol. Chem. — 1981. — V. 256, N. 2. — P. 625631.

114. Levinsky R.J. Role of circulating soluble immune complexes in disease // Arch. Dis. Child. — 1978. — V. 53, N. 2. — P. 96-99.

115. Lindorfer M.A., Hahn C.S., Foley P.L., Taylor R.P. Heteropolymer-mediated clearance of immune complexes via erythrocyte CR1: mechanisms and applications // Immunol. Rev. — 2001. — V. 183. — P. 10-24.

116. Lis J.T., Schleif R. Size fractionation of double-stranded DNA by precipitation with polyethylene glycol // Nucleic Acids Res. — 1975. — V. 2,N. 3.—P. 383-389.

117. Luthra H.S., McDuffie F.C., Hunder G.G., Samayoa E.A. Immune complexes in sera and synovial fluids of patients with rheumatoid arthritis. Radioimmunoassay with monoclonal rheumatoid factor // J. Clin. Invest. — 1975. — Y. 56. — P. 458-466.

118. Mageed R.A., Kirwan R.A., Thompson P.W., McCarthy D.A., Holborow E.J. Characterisation of the size and composition of circulating immune complexes in patients with rheumatoid arthritis // Ann. Rheum. Dis. — 1991. —V. 50. —P. 231-236.

119. Manderson A.P., Botto M., Walport M.J. The role of complement in the development of systemic lupus erythematosus // Annu. Rev. Immunol. — 2004. — Y. 22. — P. 431-456.

120. Mannik M. Physicochemical and functional relationships of immune complex // J. Invest. Dermatol. — 1980. — V. 74, N. 5. — P. 333-338.

121. Mannik M., Arend W.P., Hall A.P., Gilliland B.C. Studies on antigen-antibody complexes I. Elimination of soluble complexes from rabbit circulation//J. Exp. Med. — 1971. — V. 133, N. 4. — P. 713-739.

122. Mannik M., Nardella F.A., Sasso E.H. Rheumatoid factors in immune complexes of patients with rheumatoid arthritis // Springer Semin Immunopathol. — 1988. — V. 10. — P. 215-230.

123. Manthey H.D., Woodruff T.M., Taylor S.M., Monk P.N. Complement component 5a (C5a) // Int. J. Biochem. Cell Biol. — 2009. — V. 41. — P. 2114-2117.

124. Markiewski M.M., Lambris J.D. The role of complement in inflammatory diseases from behind the scenes into the spotlight // Am. J. Pathol. — 2007.1. V. 171,N. 3.— P. 715-727.

125. Medof M.E., Iida K., Mold C., Nussenzweig V. Unique role of the complement receptor CR1 in the degradation of C3b associated with immune complexes // J. Exp. Med. —1982. — V. 156. — P. 1739-1754.

126. Middaugh C.R., Tisel W.A., Haire R.N., Rosenberg A. Determination of the apparent thermodynamic activities of saturated protein solutions // J. Biol. Chem. — 1979. — V. 254, N. 2. — P. 367-370.

127. Miller G.W., Nussenzweig V. A new complement function: solubilization of antigen-antibody aggregates II Proc. Nat. Acad. Sci. USA — 1975. — V. 72, N. 2. —P. 418-422.

128. Mok C.C., Lau C.S. Pathogenesis of systemic lupus erythematosus // J. Clin. Pathol. —2003. — V. 56. — P. 481-490.

129. Muratsugu M. Detection of antibody and antigen classes in circulating immune complexes fractionated with the sucrose density gradient centrifugation using an F(ab')2 anti-C3 ELISA // J. Health Science. — 2005.1. V. 51, N. 5. —P. 584-589.

130. Myllyla G., Vaheri A., Penttinen K. Detection and characterization of immune complexes by the platelet aggregation test. II. Circulating complexes // Clin. Exp. Immunol. — 1971a. — V. 8. — P. 399-408.

131. Myllyla G., Vaheri A., Penttinen K. Detection and characterization of immune complexes by the platelet aggregation test. I. Complexes formed in vitro II Clin. Exp. Immunol. — 1971b. — V. 8. — P. 389-397.

132. Nangaku M., Couser W.G. Mechanisms of immune-deposit formation and the mediation of immune renal injury // Clin. Exp. Nephrol. — 2005. — V. 9. —P. 183-191.

133. Nash J.T., Davies K.A. Complement and immune complexes // Methods Mol. Biol. — 2000. — V. 150. — P. 203-214.

134. Nelson R.A. Jr. The immune-adherence phenomenon: an immunologically specific reaction between microorganisms and erythrocytes leading to enhanced phagocytosis // Science. — 1953. — V. 118. — P. 733-737.

135. Nezlin R. A quantitative approach to the determination of antigen in immune complexes // J. Immunol. Methods. — 2000. — V. 237. — P. 1-17.

136. Nydegger U.E. Immune complex pathophysiology // Ann. N.Y. Acad. Sei.2007. — V. 1109. — P. 66-83.

137. Opie E.U. Acute inflammation caused by antibody in an animal previously treated with antigen. The relation of antigen to antibody in the Arthus phenomenon // J. Immunol. — 1924. — V. 9. — P. 255-257.

138. Peng X.X., Wang S.Y., Zhang J.Y., Zhu H. Analysis of HCV-immunoglobulin isotype complexes provide new insights into antibody response to HCV // Scand. J. Immunol. — 2002. — V. 56, N. 1. — P. 94100.

139. Peng Y., Kowalewski R., Kim S., Elkon K.B. The role of IgM antibodies in the recognition and clearance of apoptotic cells // Mol. Immunol. — 2005.1. V. 42. —P. 781-787.

140. Pereira A.B., Theofilopoulos A.N., Dixon F.J. Detection and partial characterization of circulating immune complexes with solid-phase anti-C3 // J. Immunol. — 1980. — V. 125, N. 2. — P. 763-770.

141. Poison A., Potgieter G.M., Largier J.F., Mears G.E., Joubert F.J. The fractionation of protein mixtures by linear polymers of high molecular weight // Biochim. Biophys. Acta. — 1964. — V. 82. — P. 463-475.

142. Pope R.M., Teller D.C., Mannik M. The molecular basis of self-association of antibodies to IgG (rheumatoid factors) in rheumatoid arthritis // Proc. Nat. Acad. Sci. USA — 1974. — V. 71, N. 2. — P. 517-521.

143. Ravetch J.V., Clynes R.A. Divergent roles for Fc receptors and complement in vivo II Ann. Rev. Immun. — 1998. — V. 16. — P. 421-432.

144. Rayleigh Lord. On the transmission of light trough an atmosphere containing small particles suspension, and on the origin of the blue of the sky // Scientific papers. — 1903. — Bd. 4. University Press. — P. 397-405.

145. Rennke H.G. Antibody-induced glomerular injury // Klin. Wochenschr. — 1985. — V. 63. — P. 862-867.

146. Rifai A., Chen A. Characteristics of IgA immune complexes and principles of glomerular deposition in experimental IgA nephropathy // Acta Nephrologica. — 1996. — V. 10. — P. 2-9.

147. Ritzmann S.E., Daniels J.C. Immune complexes: characteristics, clinical correlations, and interpretive approaches in the clinical laboratory // Clin. Chem. — 1982. — V. 28, N. 6. — P. 1259-1271.

148. Robinson M.W., Scott D.G.I., Bacon P.A., Walton K.W., Coppock J.S., Scott D.L. What proteins are present in polyethylene glycol precipitates from rheumatic sera? // Annals of the Rheumatic Diseases. — 1989. — V. 48. —P. 496-501.

149. Rocha F.A., Andrade L.E., Russo M., Jancar S. PAF modulates eicosanoids and TNF release in immune-complex arthritis in rats // J. Lipid. Mediat. Cell Signal. —1997. —V. 16, N. 1. — P. 1-10.

150. Savill J., Dransfield I., Gregory C., Haslett C. A blast from the past: clearance of apoptotic cells regulates immune responses // Nat. Rev. Iimmunol. — 2002. — V. 2, N. 12. — P. 965-975.

151. Schifferli J.A., Taylor R.P. Physiological and pathological aspects of circulating immune complexes // Kidney Int. — 1989. — V. 35. — P. 9931003.

152. Schreiber R.D. The chemistry and biology of complement receptors // Springer Semin. Immunopathol. — 1984. — V. 7. —P. 221-249.

153. Schrieber L., Penny R. Factors influencing immune complex localisation // Rheumatol. Int. — 1984. — V. 4. — P. 95-109.

154. Schwartsburd B. I., Khlebtsov N. G. On mechanism of aggregate formation of insoluble immune complexes // 14-th International Congress of Biochemistry, Chechoslovakia, Prague, Abstr. Book. — 1988. — V. 1. — P. 167.

155. Sedlacek H.H. Pathophysiological aspects of immune complex diseases. Part II. Phagocytosis, exocytosis, and pathogenic depositions // Klin. Wochenschr. — 1980. — V. 58, N. 12. — P. 593-605.

156. Shchyogolev S.Y. Inverse problems of spectroturbidimetry of biological disperse systems: an overview // J. Biomed.Opt. — 1999. — V. 4, N. 4. — P. 490-503.

157. Shchyogolev S.Yu., Khlebtsov N.G., Schwartsburd B.I. Spectroturbidimetry as applied to biomedical and immunological investigations // Proc. SPIE. — 1992. — V. 1981. — P. 67-87.

158. Shulgin I.L., Ruckenstein E. Preferential hydration and solubility of proteins in aqueous solutions of polyethylene glycol // Biophysical Chemistry. — 2006.—V. 120.—P. 188-198.

159. Shulman N. R., Barker L. F. Virus-like antigen, antibody, and antigen-antibody complexes in hepatitis measured by complement fixation // Science. —1969. —V. 165.— P. 304-306.

160. Siegel I., Liu T.L., Gleicher N. The red-cell immune system // Lancet. — 1981. —V. 2. —P. 556-559.

161. Sobel A.T., Bokisch V.A., Muller-Eberhard H.J. Clq deviation test for the detection of immune complexes, aggregates of IgG, and bacterial products in human serum // J. Exp. Med. — 1975. — V. 142. — P. 139-150.

162. Solomon S., Kassahn D., Illges H. The role of the complement and the FcyR system in the pathogenesis of arthritis // Arthritis Research & Therapy — 2005. — V. 7, N. 4. — P. 129-135.

163. Song Y.W., Kang E.H. Autoantibodies in rheumatoid arthritis: rheumatoid factors and anticitrullinated protein antibodies // Q. J. Med. — 2010. — V. 103. —P. 139-146.

164. Stachura I., Whiteside T.L., Kelly R. H. Circulating and deposited immune complexes in patients with glomerular disease. Immunopathologic correlations // Am. J. Pathol. —1981. — V. 103, N. 1. —P. 21-30.

165. Stanilova S.A., Slavov E.S. Comparative study of circulating immune complexes quantity detection by three assays — CIF-ELISA, Clq-ELISA and anti-C3 ELISA // J. Immunol. Methods. — 2001. — V. 253. — P. 1321.

166. Steensgaard J., Johansen A.S. Biochemical aspects of immune complex formation and immune complex diseases // Allergy. — 1980. — V. 35, N. 6. — P. 457-472.

167. Steensgaard J., Johansen A.S., Jacobsen C. On the composition of IgG anti-IgG immune complexes // Immunol. — 1979. — V. 38. — P. 697-704.

168. Steensgaard J., Liu B.M., Cline G.B., Moller N.P.H. The properties of immune complex-forming systems. A new theoretical approach // J. Immunol. — 1977. — V. 32. — P. 445-456.

169. Sundberg E.J. Structural basis of antibody-antigen interactions // Methods Mol. Biol. —2009. — V. 524. — P. 23-36.

170. Sylvestre D., Clynes R., Ma M., Warren H., Carroll M.C., Ravetch J.V. Immunoglobulin G-mediated inflammatory responses develop normally in complement-deficient mice // J. Exp. Med. — 1996. — V. 184. — P. 23852392.

171. Sylvestre D.L., Ravetch J.V. A dominant role for mast cell Fc receptors in the Arthus reaction // Immunity. — 1996. — V. 5. — P. 387-390.

172. Sylvestre D.L., Ravetch J.V. Fc receptors initiate the Arthus reaction: redefining the inflammatory cascade // Science. — 1994. — V. 265, N. 5175. —P.1095-1098.

173. Takabayashi T., Vannier E., Clark B.D., Margolis N.H., Dinarello C.A., Burke J.F., Gelfand J.A. A new biologic role for C3a and C3a desArg: regulation of TNF-alpha and IL-1 beta synthesis // J. Immunol. — 1996. — V. 156, N.9. — P. 3455-3460.

174. Taylor R.P., Kujala G., Wilson K., Wright E., Harbin A. In vivo and in vitro studies of the binding of antibody/dsDNA immune complexes to rabbit and guinea pig platelets // J. Immunol. — 1985. — V. 134, N. 4. — P. 25502558.

175. Theofilopoulos A.N., Dixon F.J. Immune complexes in human diseases: a review // Am. J. Pathol. — 1980. — V. 100, N. 2. — P. 529-594.

176. Theofilopoulos A.N., Wilson C.B., Dixon F.J. The Raji cell radioimmune assay for detecting immune complexes in human sera // J. Clin. Invest. — 1976, —V. 57. —P. 169-182.

177. Tung K.S.K., DeHoratius R.J., Williams R.C. Study of circulating immune complex size in systemic lupus erythematosus // Clin. Exp. Immunol. — 1981. —V. 43. —P. 615-625.

178. Virella G., Hipp W.A., John J.F., Kahaleh B., Ford M., Fudenberg H.H. Nephelometric detection of soluble immune complexes: methodology andclinical applications // Int. Arch. Allergy Appl. Immunol. — 1979. — V. 58, N. 4. —P. 402-410.

179. Vivanco F., Munoz E., Vidarte L., Pastor C. The covalent interaction of C3 with IgG immune complexes // Mol. Immunol. — 1999. — V. 36, N. 13-14.1. P. 843-852.

180. Waller S.J., Taylor R.P., Wright E.L., Morley K.W., Johns M. DNA/anti-DNA complexes: correlation of size and complement fixation // Arthritis Rheum. — 1981. —V. 24, N. 5. —P. 651-657.

181. Wang S.Y., Liu R., Zhang J.Y., Lian Q.Z., Peng X.X. Analysis of complement-bound hepatitis B virus complexes by an immuno-capture polymerase chain reaction method // Scand. J. Immunol. — 2003. — V. 58, N. 1. —P. 112-116.

182. Warren J.S., Mandel D.M., Johnson K.J., Ward P.A. Evidence for the role of platelet-activating factor in immune complex vasculitis in the rat // J. Clin. Invest. — 1989. — V. 83. — P. 669-678.

183. WHO The role of immune complexes in disease. WHO Tech. Rep. Ser.: 606, 1977.

184. Williams R.C. Immune complexes in human diseases // Ann. Rev. Med. — 1981.—V. 32. —P. 13-28.

185. Williams R.C., Duncan M.H., Tung K.S.K.,Stinson E.R., Walker L.C., Greavest M.F. Characterization of immune complexes in acute lymphoblastic leukaemia // Clin. Exp. Immunol. — 1983. — V. 54. — P. 418-428.

186. Williams T.J., Jose P.J. Mediation of increased vascular permeability after complement activation. Histamine-independent action of rabbit C5a // J. Exp. Med. —1981. —V. 153. —P. 136-153.

187. Winchester R.J., Winfield J.B., Fu S.M., Wernet P., Kunkel H.G. Studies on antilymphocyte antibodies in patients with rheumatoid arthritis and systemic lupus erythematosus // Rheumatology. — 1975. — V. 6. — P. 209-214.

188. Winfield J.B. Anti-lymphocyte antibodies in systemic lupus erythematosus // Clin. Rheum. Dis. — 1985. — V. 11, N. 3. — P. 523-549.

189. Yoshinoya S., Cox R.A., Pope R.M. Circulating immune complexes in coccidioidomycosis. Detection and characterization // J. Clin. Invest. — 1980. — V. 66. — P. 655-663.

190. Yoshizawa N. Acute glomerulonephritis // Internal. Medicine. — 2000. — V. 39. —P. 687-694.