Микро- и макросателлиты генома мягкой пшеницы и ее сородичей тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.15, кандидат биологических наук Песцова, Елена Геннадьевна

• Песцова, Елена Геннадьевна
• кандидат биологических наук
• 2000

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Песцова, Елена Геннадьевна

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Общая характеристика растительного генома. Диспергированные и тандемные повторяющиеся последовательности ДНК.

1.2. Основные классы тандемных повторяющихся последовательностей (сателлитных повторов) злаков

1.2.1. Гены рибосомальных РНК

1.2.2. Теломерные и субтеломерные сателлитные повторы

1.2.3. Микросателлиты.

1.3. Механизмы возникновения, распространения и эволюции сателлитных повторов.

1.4. Роль сателлитных повторов в структурно-функциональной организации генома

1.5. Применение зондов на основе тандемных повторяющихся последовательностей для изучения геномов злаков.

1.6. Организация генома мягкой пшеницы.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ. . ,.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ.

3.1. Spelt 1 - новое семейство макросателлитных последовательностей злаков.

3.1.1. Клонирование семейства тандемных повторяющихся последовательностей генома А е. speltoides. Общая характеристика семейства повторов Spelt 1.

3.1.2. Количественный анализ содержания повторяющейся последовательности Spelt 1 у различных видов Triticeae.

3.1.3. Идентификация хромосом, несущих теломерные блоки повтора Speltl, у тетраплоидных пшениц

3.1.4. Анализ структурной организации семейства повторов

Speltl в геномах различных злаков

3.2. Динуклеотидные микросателлитные повторы.

3.2.1. Клонирование микросателлитов из гипометилированной фракции генома А е. tauschii. Эффективность различных геномных библиотек

3.2.2. Получение и картирование микросателлитных маркеров

3.2.3. Микросателлитный анализ вида Ае. tauschii.

3.2.4. Эффективность применения вновь полученных маркеров для исследования генома Т. aestivum

ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ.

4.1. Геномная организация и эволюция семейства макросател-литных повторов Speltl.

4.2. Микросателлитные повторы ДНК Ае. tauschii и Т. aestivum

4.2.1. Ае. tauschii как источник микросателлитных маркеров для мягкой пшеницы

4.2.2. Полиморфизм микросателлитных локусов Ае. tauschii и Т. aestivum.

4.3. Сравнительный анализ микросателлитных и макросателлит-ных последовательностей ДНК

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Микро- и макросателлиты генома мягкой пшеницы и ее сородичей»

Актуальность проблемы. Мягкая пшеница Triticum aestivum L. является аллогексаплоидом (геномная формула AABBDD), образовавшимся посредством последовательной гибридизации нескольких диплоидных видов пшениц и эгилопсов. Геном А мягкой пшеницы ведет свое происхождение от дикой однозернянки Triticum urartu Thum., несомненным донором генома D является Aegilops tauschii Coss., а наиболее вероятным донором генома В - Aegilops spe/toides Tausch. Несмотря на то, что к настоящему времени селекционерами получено огромное число сортов мягкой пшеницы, культивируемые сорта характеризуются низким генетическим разнообразием по сравнению со своими дикими сородичами (Lubbers et al., 1991; Talbert et al., 1998). Дикие виды пшениц и эгилопсов несут в себе гены устойчивости ко многим болезням и вредителям, отсутствующие у мягкой пшеницы, они более разнообразны по количеству белков и ферментов. Успех получения новых, высокоурожайных сортов мягкой пшеницы зависит от интенсивности вовлечения в практическую селекцию генофонда диких видов, в связи с чем дальнейшее изучение их генетического разнообразия особенно актуально.

Пшеницы и эгилопсы, также как и другие злаки содержат большое количество повторяющихся последовательностей в геноме. Количество повторов составляет у злаков от 60 % до 92 % ДНК в ядре (Flavell et al., 1974; Flavell, 1980; Lapitan, 1992). Причины поддержания в геноме столь значительного количества некодирующих повторяющихся последовательностей неизвестны, что определяет особый интерес к изучению данной фракции ДНК.

Значительная часть повторяющихся последовательностей генома злаков организована в тандемные кластеры. К тандемным повторам относятся как микросателлитные последовательности с длиной мономера менее 6 пар нуклеотидов, так и макросателлитные последовательности, длина мономера которых может превышать несколько тысяч пар нуклеотидов. Изучение распространения и структурной организации различных представителей тандемных повторов пшеницы и ее диких сородичей перспективно для понимания причин столь широкого распространения сателлитов в геномах злаков, для выяснения функциональной роли повторяющихся последовательностей в целом. Помимо этого подобные исследования представляют исключительно большой интерес с точки зрения эволюции и формообразования самой пшеницы, уточнения филогенетических взаимоотношений в родах Triticum и Aegilops.

Сателлитные повторы, также как и другие повторяющиеся последовательности ДНК, подвержены более быстрым эволюционным изменениям по сравнению с уникальными кодирующими последовательностями. Высокая скорость эволюции семейств тандемных повторов определяет наличие в геноме последовательностей, специфических для определенных таксономических групп, и обуславливает возможность применения этих последовательностей для маркирования генетического материала в различных гибридных комбинациях. Гетерогенность популяций по количеству мономеров в кластерах тандемных повторяющихся последовательностей позволяет получать на основе повторов высокополиморфные генетические маркеры, пригодные для внутривидовых исследований.

Несмотря на высокую теоретическую и практическую ценность изучения тандемных повторяющихся последовательностей злаков, следует отметить, что в настоящее время эти последовательности изучены недостаточно; несколько описанных й литературе семейств тандемных повторов не охватывают всего многообразия данной фракции ДНК. Таким образом, выделение и дальнейшее изучение новых представителей сателлитных повторов пшеницы и ее сородичей является актуальным вопросом современной генетики и практического растениеводства.

Цель и задачи исследования. Целью настоящей работы было изучение различных классов сателлитных повторов диких сородичей мягкой пшеницы, анализ их распространения и структурной организации у пшениц с разным уровнем плоидности и у других видов Triticeae, а также получение на основе сателлитных повторов новых молекулярных маркеров. 6

Основными объектами исследования являлись диплоидные виды Ае. speltoides и Ае. tauschii- доноры геномов В и D мягкой пшеницы. В число непосредственных задач входило:

1) Клонирование тандемных повторяющихся последовательностей генома Ае. spe/foic/es;

2) Изучение распространения и структурной организации клонированных повторов в геномах различных видов Triticeae. Выявление возможности применения клонированных последовательностей в качестве молекулярных маркеров;

3) Выделение микросателлитных последовательностей генома Ае. tauschii. Получение на основе клонированных последовательностей молекулярных маркеров.

4) Оценка эффективности использования вновь полученных микросателлитных маркеров для генетического анализа гексаплоидной пшеницы. Микросателлитный анализ генетического разнообразия вида Ае. tauschii.

Научная новизна. Выделено и охарактеризовано новое семейство суб-теломерных макросателлитных повторов злаков, составляющее до 2 % генома Ае. speltoides и обозначенное как Spelt 1. Показана высокая специфичность последовательности Spelt 1 для генома Ае. speltoides. В результате проведенного анализа количественного содержания повтора Spelt 1 обнаружена нестабильность семейства повторов у тетраплоидных и гексаплоидных пшениц и элиминация повтора Spelt 1 из геномов полиплоидов.

Впервые выделены и охарактеризованы динуклеотидные микроса-теллитные последовательности генома Ае. tauschii. Показано, что мик-росателлитные последовательности Ае. tauschii, а также участки ДНК, к ним прилегающие, имеют высокую гомологию с аналогичными последо-ательностями генома мягкой пшеницы. Такая гомология позволяет использовать маркеры, полученные на основе микросателлитных последовательностей ДНК Ае. tauschii, для генетического анализа Т. aestivum.

Практическая ценность. Клонированная в настоящей работе последовательность Spelt 1 может быть использована как специфический маркер теломерных районов хромосом Ае. spelfo/des с целью идентификации генома данного вида в различных гибридных комбинациях.

На основании клонированных микросателлитных последовательностей А е. tauschii, получено 49 функциональных микросателлитных маркеров. Тридцать пять микросателлитных маркеров внедрены в существующую генетическую карту гексаплоидной пшеницы. Показана высокая эффективность применения новых маркеров для генетического анализа видов Ае. tauschii и Т. aestivum.

Апробация работы. Результаты исследования были представлены на восьми международных конференциях и симпозиумах: 50th Society for Experimental Biology Symposium, Норвич, Великобритания, 1995; 3rd Gatersleben Research Conference 'Molecular Markers in Plant Genome Analysis and Crop Plant', Гатерслебен, Германия, 1996; 5th International Wheat Conference, Анкара, Турция, 1996; International Conference 'Molecular, Biochemical and Physiological Aspects of Plant Science', Москва, Россия, 1997; 9th International Wheat Genetics Symposium, Саскатун, Канада, 1998; 4th Gatersleben Research Conference 'Plant Genomics - Structural, Functional and Applied Aspects', Гатерслебен, Германия, 1999; International Triticeae Mapping Initiative Workshop, Витербо, Италия, 1999 и International Triticeae Mapping Initiative Workshop, Неварк, США, 2000.

Публикации. По результатам исследования опубликовано 5 статей в ведущих отечественных и зарубежных журналах. В целом, список публикаций по теме диссертации содержит 13 печатных работ.

Объем и структура работы. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов, результатов, обсуждения, выводов, списка литературы и приложения. Материал диссертации изложен на 138 страницах печатного текста, включая 8 таблиц и 19 рисунков. Список цитированной литературы содержит 168 работ.

Заключение диссертации по теме «Генетика», Песцова, Елена Геннадьевна

115 ВЫВОДЫ

1. Выделено и охарактеризовано новое семейство субтеломерных макросателлитных повторов злаков, составляющее до 2 % генома Ае. speltoides и обозначенное как Speltl.

2. В результате проведенного количественного анализа содержания повтора Speltl у ряда диплоидных видов трибы Triticeae установлено, что последовательность Speltl является специфической для генома А е. speltoides. Высокая видоспецифичность семейства повторов позволяет использовать последовательность Speltl в качестве молекулярного маркера теломерных районов хромосом А е. speltoides.

3. Количественный анализ содержания повтора Speltl у тетраплоидных и гексаплоидных пшениц показал значительное уменьшение числа копий последовательности Speltl у полиплоидов, а также широкие меж- и внутривидовые вариации количества повтора. Полученные данные указывают на нестабильность семейства тандемных повторов Speltl у полиплоидов и элиминацию данного семейства повторов в процессе аллополиплоидизации пшеницы.

4. Выделены и охарактеризованы дйнуклеотидные микросателлитные последовательности генома Ае. fauschii. На основании клонированных микросателлитных последовательностей получены 49 функциональных микросателлитных маркеров.

5. Показана высокая эффективность применения вновь полученных микросателлитных маркеров для анализа генома гексаплоидной пшеницы. В существующую генетическую карту гексаплоидной пшеницы внесены 38 новых микросателлитных локусов. Девятнадцать мономорфных микросателлитных локусов локализованы на

116 хромосомах пшеницы с помощью нулли-тетрасомных линий Т. aesfivum cv. Chinese Spring.

6. На основании проведенного микросателлитного анализа коллекции Ае. fauschii показан высокий уровень генетического разнообразия вида в целом и обоих подвидов в частности. Самый высокий уровень генетического разнообразия найден в популяциях Ае. fauschii, произрастающих на Кавказе и в Закавказье. Сравнительный анализ полиморфизма микросателлитных локусов у двух видов Ае. fauschii и Т. aesfivum показал более высокий уровень генетического разнообразия генома Ае. fauschii по сравнению с геномом D пшеницы.

117

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Изучение организации и функционирования генома гексаплоидной пшеницы затрудняется сложной структурой данного генома, его огромными размерами и наличием большого количества ПП. В состав генома мягкой пшеницы входит три элементарных набора хромосом, которые сохраняют достаточно высокую гомологию с хромосомами своих диплоидных предков. Наиболее близок к своему донору геном D, затем геном А, в то время как геном В дивергировал от своего предшественника наиболее значительно (Gil! et al., 1991). Гомология пшеницы с ее диплоидными сородичами позволяет использовать предковые диплоидные виды в качестве более простой и удобной модели при генетических исследованиях пшеницы. Помимо этого, изучение ДНК диплоидных видов дает возможность целенаправленного поиска молекулярных маркеров, специфических для каждого их трех геномов мягкой пшеницы.

Первая часть настоящей работы была посвящена изучению наиболее вероятного донора генома В пшеницы - Ае. speltoides. При клонировании фракции „реликтовой" ДНК Ае. speltoides нами были идентифицированы члены нового семейства макросателлитов злаков, обозначенного как Speltl. Крупные кластеры повторов Spelt 1 с длиной мономерной единицы 150 пн находятся на 13 из 14 теломер Ае. speltoides и составляют до 2 % генома данного вида. Количественный анализ содержания повтора Speltl у 12 диплоидных видов пшениц и эгилопсов показал, что последовательность Speltl является специфической для генома Ае. speltoides и практически отсутствует у близких диплоидных видов. Полученные результаты свидетельствуют, что тандемная амплификация семейства повторов Speltl произошла в процессе видообразования Ае. speltoides и, вероятно, способствовала дивергенции данного вида. Высокая видоспецифичность семейства повторов Speltl позволяет использовать повтор Speltl в качестве молекулярного маркера тело-мерных районов хромосом Ае. speltoides.

Обнаружение высококопийного видоспецифичного семейства повторов наиболее вероятного донора генома В пшеницы позволило нам проследить пути эволюции данного семейства в процессе алло-полиплоидизации мягкой пшеницы. У полиплоидных пшениц было обнаружено значительное уменьшение числа копий последовательности Spelt 1. In sifu гибридизация с хромосомами Т. timopheevii и Т. dicoccum выявила наличие крупных теломерных блоков повтора Spelt 1 на двух теломерах этих тетраплоидных пшениц (Salina et al., 1997). Анализ замещенных линий другого тетраплоидного вида Т. durum var. Langdon показал присутствие только одного крупного кластера повтора на длинном плече хромосомы 6В. У мягкой пшеницы Т. aesfivum обнаружить повтор Spelt 1 методом in sifu гибридизации не удалось. Сравнение полученных результатов с данными других исследований фракции ПП Ае. spe/toides позволило нам сделать вывод об элиминации семейства повторов Spelt 1 из геномов полиплоидных пшениц. Обнаруженная элиминация повтора Spelt 1 в процессе аллополиплоидизации пшеницы не позволяет использовать последовательность Spelt 1 в качестве специфического маркера хромосом В генома пшеницы.

Количественный анализ содержания последовательности Spelt 1 у тетраплоидных и гексаплоидных пшениц показал, что семейство повторов Spelt 1 является нестабильным у полиплоидных видов и выявляет значительные межвидовые и внутривидовые вариации количества копий. Нестабильность семейства повторов Spelt 1 была также у обнаружена у вновь полученных амфиплоидов пшеницы, несущих геном А е. spe/toides (Salina et al., 2000b). Обнаруженная нестабильность семейства повторов может несколько ограничивать возможности применения последовательности Spelt 1 в качестве молекулярного маркера тенома А е. spe/foides в различных гибридных комбинациях.

Вторая часть настоящей работы была посвящена изучению микро-сателлитных последовательностей генома Ае. fauschii. Ае. fauschii был выбран как объект для изучения микросателлитных повторов ввиду практической необходимости получения новых микросателлитных маркеров для D генома гексаплоидной пшеницы. Анализ полученных результатов показал, что геном Ае. fauschii содержит динуклеотидные повторы (GA)n и (GT)n каждые 220 тпн. На основании клонированных

114 микросателлитных последовательностей Ае. 1аи5сИИ, были получены 49 функциональных микросателлитных маркеров.

Тридцать восемь микросателлитных локусов, амплифицированных с помощью 35 пар праймеров, были внедрены в существующую генетическую карту гексаплоидной пшеницы, при этом 83 % маркеров были картированы на хромосомах О генома мягкой пшеницы. Показано, что вновь полученные микросателлитные маркеры выявляют значительный полиморфизм среди различных сортов Т. аев/Ыит. Таким образом, полученные данные выявили высокую эффективность использования Ае. 1аи5сЫ1 в качестве источника микросателлитных маркеров для й генома мягкой пшеницы.

Микросателлитные маркеры были использованы для анализа генетического разнообразия коллекции Ае. 1аи5сЬП из Института генетики растений (1РК, Гатерслебен, Германия). Показана высокая эффективность микросателлитов для идентификации образцов в коллекции и для оценки внутривидового генетического разнообразия. Сравнение среднего индекса гетерогенности микросателлитных локусов видов Ае. /аиБсИи и Т. аеБНуит выявило более высокий уровень полиморфизма микросателлитов у вида Ае. /аиБсИП.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Песцова, Елена Геннадьевна, 2000 год

1. Бадаева Е.Д. 1997. Молекулярно-цитогенетическое изучение хромосомного полиморфизма AegHops crassa. Генетика 33 (5): 635-643.

2. Бебихов Д.В. 1993. Повторяющиеся последовательности, организующие теломерные области хромосом генома эукариот. Генетика 29 (3): 373-387.

3. Блисковский В.В. 1992. Тандемные повторы.ДНК в геноме позвоночных: структура, возможные механизмы образования и эволюции. Мол. биология 26 (5): 965-980.

4. Гвоздев В.А. 1993. Изменчивость гетерохроматических районов генома эукариот в связи с их возможной биологической ролью (на примере Drosophi/a melanogastei). Мол. биология 27 (6): 1205-1217.

5. Дорофеев В.Ф., Коровина О.Н. 1979. Культурная флора СССР. I. Пшеница. J1., Колос. С. 7-31.

6. Щербань А.Б., Вершинин A.B. 1997. Особенности структуры модифицированного BARE-ретроэлемента генома ячменя (Hordeum vulgare L.). Генетика 33 (4): 431436.

7. Жуковский П.М. 1971. Культурные растения и их сородичи. 3-е изд., Л., С. 93-130.

8. Конарев A.B., Гаврилюк И.П., Мигушова Э.Ф. 1974. Дифференциация диплоидных пшениц по данным иммунохимического анализа глиадина. Докл. ВАСХНИЛ 6: 1214.

9. Конарев A.B. 1980. Белки пшеницы. М., Колос. С. 221-262.

10. Мазин A.B., Кузнеделов К., Краев А. и др. 1990. Методы молекулярной генетики и генной инженерии. Новосибирск, Наука. 248 с.

11. Салина Е.А., Песцова Е.Г., Вершинин A.B. 1997. „Speltl" новое семейство тандемных повторов злаков. Генетика 33 (4): 437-442.

12. Стегний В.Н. 1993. Архитектоника генома, системные мутации и эволюция. Новосибирск. Изд-во НГУ. 110 с.

13. Alexander T. McKnight T.D., Williams В.G. 1984. A simplified and efficient vector-primer cDNA cloning system. Gene 31: 79-89.

14. Anamthawat-Jonsson K., Heslop-Harrison J.S. 1993. Isolation and characterization of genome-specific DNA sequences in Triticeae species. Mol. Gen. Genet. 240: 151158.

15. Anderson J.A., Ogihara Y., Sorrells M.E., Tanksley S.D. 1992. Development of a chromosomal arm map for wheat based on RFLP markers. Theor. Appl. Genet. 83: 1035-1043.

16. Areshchenkova T., Ganal M.W. 1999. Long tomato microsatellites are predominantly associated with centromeric regions. Genome 42: 536-544.118

17. Arnheim N. 1983. Concerted evolution of multigene families. In: Nei M., Koehn R.K. (eds) Evolution of genes and proteins. Sinauer ssociates Inc., Sunderland, MA.

18. Arumuganathan K., Earle E.D. 1991. Nudear DNA content of some important plant species. Plant Mol. Biol. Rep. 9(3): 208-218.

19. Badaeva E.D., Friebe B., Gill B.S. 1996. Genome differentiation in AegHops. 1. Distribution of highly repetitive DNA sequences on chromosomes of diploid species. Genome 39: 293-306.

20. Bedbrook J.R., Jones J., O'Dell M., Thompson R.D., Flavell R.B. 1980. A molecular description of telomeric heterochromatin in Seca/e species. Cell 19: 545-560.

21. Bell C.J., Ecker J.R. 1994. Assignment of 30 microsatellite loci to the linkage map of Arabidopsis. Genomics 19: 137-144.

22. Belostotsky D.A., Ananiev E.V. 1990. Characterization of relic DNA from barley genome. Theor. Appl. Genet. 80: 374-380.

23. Bennett M.D. 1972. Nuclear DNA content and minimum generation time in herbaceous plants. Proc. R. Soc. Lond. B. 181: 109-135.

24. Bennett M.D. 1982. Nucleotypic basis of the spatial ordering of chromosomes in eukaryotes and the implication of the order for genome evolution and phenotypic variation. In: Dover G.A., Flavell R.B. (eds) Genome Evolution. Academic Press, London.

25. Bennett M.D., Leitch I.J. 1995. Nuclear DNA amounts in Angiosperms. Annals of Botany 76: 113-176.

26. Bennett M.D., Smith J.B. 1976. Nuclear DNA amounts in angiosperms. Phil. Trans. R. Soc. Lond. B. 274: 227-274.

27. Bennetzen J.L. 2000. Transposable element contributions to plant gene and genome evolution. Plant Mol. Biol. 42: 251-269.

28. Blackburn E.H. 1994. Telomeres: no end in sight. Cell 77: 621-623.

29. Bowden W.M. 1959. The taxonomy and nomenclature of the wheat, barleys, and ryes and their wild relatives. Can. J. Bot. 37: 647-684.

30. Broun P., Ganal M.W., Tanksley S.D. 1992. Telomeric arrays display high levels of heritable polymorphism among closely related plant varieties. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 89: 1354-1357.

31. Britten R.J., Kohne D.E. 1968. Repeated sequences in DNA. Science 161: 529-540.

32. Brutlag D.L. 1980. Molecular arrangement and evolution of heterochromatic DNA. Annu. Rev. Genet. 14: 121-144.119

33. Busch W., Herrmann R.G., Hofmann U. 1996. Repeated DNA sequences isolated by microdissection. II. Comparative analysis in Hordeum vulgare and Triticum aesfivum. Theor. Appl. Genet. 93: 164-171.

34. Buteler M.I., Jarret R.L., LaBonte D.R. 1999. Sequence characterization of microsatellites in diploid and polyploid Ipomoea. Theor. Appl. Genet. 99: 123-132.

35. Castilho A., Heslop-Harrison J.S. 1995. Physical mapping of 5S and 18S-25S rDNA and repetitive DNA sequences in AegHops umbellulata. Genome 38: 91-96.

36. Charlesworth B., Snegowski P., Stephan W. 1994. The evolutionary dinamics of repetitive DNA in eukaryotes. Nature 371: 215-220.

37. Cho Y.G., McCouch S.R., Kuiper M., Kang M.R., Pot J., Groenen J.T.M. Eun M.Y. 1998. Integrated map of AFLP, SSLP and RFLP markers using a recombinant inbred population of rice (Oryza sativa L.). Theor. Appl. Genet. 97: 370-380.

38. Csink A.K., Henihoff S. 1998. Something from nothing: the evolution and utility of satellite repeats. Trends Genet. 14: 199-203.

39. Daud H.M., Gustafson J.P. 1996. Molecular evidence for Triticum speltoides as B-genome progenitor of wheat (Triticum aesfivum). Genome 39: 543-548.

40. Dover G., Brown S., Coen E. et al. 1982. Dinamic of genome evolution and species differentiation. In: Dover G.A., Flavell R.B. (eds) Genome Evolution. Academic Press, London.

41. Dvorak J., McGuire P.E., Cassidy B. 1988. Apparent sources of the A genomes of wheats inferred from polymorphism in abundance and restriction fragment length of repeated nucleotide sequences. Genome 30: 680-689.

42. Dvorak J., Zhang H.-B., Kota R.S., Lassner M. 1989. Organization and evolution of the 5S ribosomal RNA gene family in wheat and related species. Genome 32: 1003-1016.

43. Dvorak J., Zhang H.B. 1990. Variation in repeated nucleotide sequences sheds light on the origin of the wheat B and G genomes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 87: 96409644.

44. Dvorak J., Luo M-C. Yang Z-L., Zhang H-B. 1998. The structure of the AegHops tauschii genepool and the evolution of hexaploid wheat. Theor. Appl. Genet. 97: 657-670.

45. Dubcovsky J., Dvorak J. 1995. Ribosomal RNA multigene loci: nomads of the Triticeae genomes. Genetics 140: 1367-1377.

46. Epplen J.T., Maeueler W., Santos E.J.M. 1998. On GAT AG ATA and other 'junk' in the barren stretch of genomic desert. Cytogenet. Cell Genet. 80: 75-82.

47. Fahima T., Roeder M.S., Grama A., and Nevo E. 1998. Microsatellite DNA polymorphism divergence in Triticum dicoccoides accessions highly resistant to yellow rust. Theor. Appl. Genet. 96: 187-195.120

48. Feldman M., Liu B., Segal G., Abbo S., Levy A.A., Vega J.M. 1997. Rapid elimination of low-copy DNA sequences in polyploid wheat: a possible mechanism for differentiation of homoeologous chromosomes. Genetics 147: 1381-1387.

49. Flavell R.B., Bennet M.D., Smith J.B., et al. 1974. Genome size and the proportion of repeated sequence DNA in plants. Biochem. Genet. 12: 257-269.

50. Flavell R.B. 1980. The molecular characterization and organization of plant chromosomal sequences. Annu. Rev. Plant Physiol. 31: 569-596.

51. Flavell R.B. 1982. Amplification, deletion and rearrangement: major sources of variation during species divergence. In: Dover G.A., Flavell R.B. (eds) Genome Evolution. Academic Press, London.

52. Flavell R.B. 1986. Repetitive DNA and chromosome evolution in plants. Phil. Trans. R. Soc. Lond. B. 312: 227-242.

53. Friebe B., Gill B.S. 1996. Chromosome banding and genome analysis in diploid and cultivated polyploid wheats. In: Jauhar P.P. (ed) Methods of genome analysis in plants. CRC Press. P. 39-60.

54. Ganal M.W., Lapitan N.L.V., Tanksley S.D. 1991. Macrostructure of the tomato telomeres. The Plant Cell 3: 87-94.

55. Gerlach W.L., Peacock W.J. 1980. Chromosomal locations of highly repeated DNA sequences in wheat. Heredity 44: 269-276.

56. Gill B.S., Raupp W.J., Sharma H.C., Browder L.E., Hatchett J.H., Harvey T.L., Moseman J.G., Waines J.G. 1986. Resistance in Aegilops squarrosa to wheat leaf rust, wheat powdery mildew, greenbug, and Hessian fly. Plant Dis. 70: 553-556.

57. Gill B.S., Raupp W.J. 1987. Direct genetic transfers from Aegilops squarrosa L. to hexaploid wheat. Crop. Sci. 27: 445-450.

58. Gill K.S., Lubbers E.L., Gill B.S., Raupp W.J., Cox T.S. 1991. A genetic linkage map of Triticum tauschii (DD) and its relationship to the D genome of bread wheat (AABBDD). Genome 34: 362-374.

59. Grunstein M., Hogness D. 1975. Colony hybridization: A method for the isolation of cloned DNAs that contain a specific gene. Proc. Natl. Acad. USA 75: 3961-3965.

60. Gupta P.K., Fedak G., Molnar S.J., Wheatcroft R. 1989. Distribution of a Seca/e cereale DNA repeat sequence among 25 Hordeum species. Genome 32: 383-388.

61. Gupta P.K., Balyan H.S., Sharma P.C., Ramesh B. 1996. Microsatellites in plants: a new class of molecular markers. Current Science 70 (1): 45-53.

62. Hamada S.R. et al. 1982. A novel repeated element with Z-DNA-forming potential is widely found in evolutionary diverse eykaryotic genomes. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 79: 6465-6469.

63. Hammer K. 1980. Vorarbeiten zur monographischen Darstellung von Wildpflanzensortimenten: AegilopsL. Die Kulturpflanze XXVIII: 33-180.

64. Harberd N., Fla veil R., Thompson R. 1987. Identification of a transposable-like insertion in a Glu-1 allele of wheat. Mol. Gen. Genet. 209: 326-332.

65. Hillis D.M., Moritz C., Porter C.A., Baker R.J. 1991. Evidence for biased gene conversion in concerted evolution of ribosomal DNA. Science 251: 308-310.

66. Hutchinson J., Lonsdale D.M. 1982. The chromosomal distribution of cloned highly repetitive sequences from hexaploid wheat. Heredity 48: 371-376.

67. Hutchinson J., Abbott A., O'Dell M.f Flavell R.B. 1985. A rapid screening technique for the detection of repeated DNA sequences in plant tissues. Theor. Appl. Genet. 69: 329-333.

68. Jaaska V. 1981. Aspartate aminotransferase and alcohol dehydrogenase isoenzymes: intraspecific differentiation in Aegilops tauschii and the origin of the D genome polyploids in the wheat group. PI. Syst. Evol. 137: 259-273.

69. Jarman A.P., Wells R.A. 1989. Hypervariable minisatellites: recombinators or innocent bystanders? Trends Genet. 5 (11): 367-371.

70. Jeffreys A.J., Wilson V., Thein S.L. 1985. Hypervariable "minisatellite^ regions in human DNA. Nature 314: 67-73.

71. Jenks M.A., Feldmann K.A. 1996. Cloning genes by insertion mutagenesis. In: Paterson A.H. (ed) Genome mapping in plants. Academic Press. P. 155-168.

72. Jones J.D.G., Flavell R.B. 1982. The mapping of highly-repeated DNA families and their relationship to C-bands in chromosomes of Seca/e cerea/e. Chromosoma 86: 595-612.

73. Joppa L.R., Williams N.D. 1988. Langdon durum disomic substitution lines and aneuploid analysis in tetraploid wheat. Genome 30: 222-228.

74. Kafatos T.C., Jones C.W., Efstratiadis A. 1979. Determination of nucleic acid sequence homologies and relative concentrations by dot-hybridization procedures. Nucleic Acids Res. 7: 1541-1552.

75. Kam-Morgan L.N.W., Gill B.S., Muthukrishnan S. 1989. DNA restriction fragment length polymorphism: a strategy for genetic mapping of D genome of wheat. Genome 32: 724-732.

76. Kerby K., Kuspira J. 1987. The phylogeny of the polyploid wheats Triticum aestivum (bread wheat) and Triticum turgidum (macaroni wheat). Genome 29: 722-737.

77. Kihara H. 1924. Cytologische und genetische Studien bei wichtigen Getreidearten mit besonderer Ruecksicht auf das Verhalten der Chromosomen und die Staeriliaet in den Bastarden. Mem. Coll. Sei. Kyoto Imp. Univ. Series B 1: 1-200.122

78. Kihara H. 1944. Discovery of the DD-analyser, one of the ancestors of vulgare wheat. Agric. Hortic. 19: 889-890.

79. Kilian A., Kleinhofs A. 1992. Cloning and mapping of telomere-associated sequences from Hordeum vulgare L. Mol. Gen. Genet. 235: 153-156.

80. Kimber G., Feldman M. 1987. Wild Wheat. An introduction. Special report 353 college of agriculture university of Missouri-Columbia. P. 1-146.

81. Korzun V., Boerner A., Worland A.J., Law C.N., Roeder M.S. 1997. Application of microsatellite markers to distinguish inter-varietal chromosome substitution lines of wheat (Triticum aestivum L.). Euphytica 95: 149-155.

82. Korzun V., Roeder M.S., Wendehake K., Pasqualone A., Lotti C., Ganal M.W., Blanco A. 1999. Integration of dinucleotide microsatellites from hexaploid bread wheat into a genetic linkage map of durum wheat. Theor. Appl. Genet. 98: 1202-1207.

83. Kubis S., Schmidt T.( Heslop-Harrison J.S. 1998. Repetitive DNA elements as a major component of plant genomes. Annals of Botany 82 (A): 45-55.

84. Manninen I., Schulman A. 1993. BARE-1, a copia-like retroelement in barley (Hordeum vu/gare L.). Plant. Mol. Biol. 22: 829-846. •

85. Marino C.L., Nelson J.C., Lu Y.H., Sorrells M.E., Leroy P. et al. 1996. Molecular genetic maps of the group 6 chromosomes of hexaploid wheat (Triticum aestivum L. em. Thell). Genome 39: 359-366.

86. McClintock B. 1951. Chromosome organisation and genie expression. Cold Spring Harbor Symposium on Quantitative Biology 16: 13-47.

87. McFadden E.S., Sears E.R. 1946. The origin of Triticum spelta and its free-threshing hexaploid relatives. J. Hered. 37: 81-89, 107-116.

88. Mclntyre C.L. 1988. Variation at isozyme loci in Triticeae. PI. Syst. Evol. 160: 123-142.

89. Metzlaff M., Troebner W., Baldauf F., Schlegel R., Cullum J. 1986. Wheat specific repetitive DNA sequences construction and characterization of four different genomic clones. Theor. Appl. Genet. 72: 207-210.

90. Moore G., Cheung W., Schwarzacher T., Flavell R. 1991. BIS 1, a major component of the cereal genome and a tool for studing genomic organization. Genomics 10: 469476.

91. Morgante M., Olivieri A.M. 1993. PCR-amplified microsatellites as markers in plant genetics. The Plant Journal 3 (1): 175-182.

92. Nagl W., Schmitt H.-P. 1985. Transcription of repetitive DNA in condensed plant chromatin. Mol. Biol. Rep. 10: 143-146.

93. Nei M., Roychoudhury A.K. 1974. Sampling variance of heterozygosity and genetic distance. Genetics 76: 379-390.

94. Nelson J.C., Van Deynze A.E., Autrique E., Sorrells M.E., Lu Y.H. et al. 1995a. Molecular mapping of wheat: homoeologous group 2. Genome 38: 516-524.

95. Nelson J.C., Van Deynze A.E., Autrique E., Sorrells M.E., Lu Y.H. et al. 1995b. Molecular mapping of wheat: homoeologous group 3. Genome 38: 525-533.

96. Nelson J.C., Sorrells M.E., Van Deynze A.E., Lu Y.H., Atkinson M. et al. 1995c. Molecular mapping of wheat: major genes and rearrangements in homoeologous groups 4, 5, and 7. Genetics 141: 721-731.

97. Neuer-Nitsche B., Lu X., Werner D. 1988. Functional role of highly repetitive DNA sequence in anchorage of the mouse genome. Nucl. Acids Res. 16: 8351-8360.

98. Nishikawa K. 1983. Species relationship of wheat and its putative ancestors as viewed from isozyme variation. In: Sakamoto S. (ed.) Proc. 6th Int. Wheat Genet. Symp. Kyoto. P. 59-63.

99. Orgel L., Crick F. 1980. Selfish DNA: the ultimate parasite. Nature. 284: 604-607.

100. Panzer S., Kuhl D.P., Caskey C.T. 1995. Unstable triplet repeat sequences: a source of cancer mutations? Stem Cells 13 (2): 146-157.

101. Pathak N. 1940. Studies in the cytology of cereals. J. Genet. 39: 437-467.124

102. Paull J.G., Chalmers K.J., Karakousis A., Kretschmer J.M., Manning S., Langridge P. 1998. Genetic diversity in Australian wheat varieties and breeding material based on RFLP data. Theor. Appl. Genet. 96: 435-446.

103. Peil A., Korzun V., Schubert V., Schumann E.( Weber W.E., Roeder M.S. 1998. The application of wheat microsatellites to identify disomic Trificum aestivum-Aegi/ops markgrafiiaddition lines. Theor. Appl. Genet. 96: 138-146.

104. Pestsova E.G., Goncharov N.P., Salina E.A. 1998. Elimination of a tandem repeat of telomeric heterochromatin during the evolution of wheat. Theor. Appl. Genet. 97: 1380-1386.

105. Pestsova E., Salina, E., Boerner A., Korzun V., Maystrenko O.I., Roeder M.S. 2000a. Microsatellites confirm the authenticity of inter-varietal chromosome substitution lines of wheat (Trificum aesfivum L.). Theor. Appl. Genet. 101: 95-99.

106. Pestsova E., Korzun V., Goncharov N. P., Hammer K., Ganal M.W., Roeder M.S. 2000b. Microsatellite analysis of AegHops tauschii germplasm. Theor. Appl. Genet. 101: 100-106.

107. Pestsova E., Ganal M.W., Roeder M.S. 2000c. Isolation and mapping of microsatellite markers specific for the D genome of bread wheat. Genome 43: 689-697.

108. Plaschke J., Ganal M.W., Roeder M.S. 1995. Detection of genetic diversity in closely related bread wheat using microsatellite markers. Theor. Appl. Genet. 91: 10011007.

109. Podani J. 1990. SYN-TAX-pc-supplement 3: Macintosh version. Abstr. Bot. 14: 23-29.

110. Rayburn A.L., Gill B.S. 1986. Isolation of a D-genome specific repeated DNA sequence from AegHops squarrosa. Plant. Mol. Biol. Rep. 4 (2): 102-109.

111. Riley R., Bell G.D.H. 1958. The evalutiation' of synthetic species. Proc. I Int. Wheat Genet. Symp. Canada. P. 161-180.125

112. Richards E.J., Ausubel F.M. 1988. Isolation of a higher eukaryotic telomere from Arabidopsis thaHana. Cell 53: 127-136.

113. Rivin C.J., Cullis C.A., Walbot V. 1986. Evaluating quantitative variation in the genome of Zea mays. Genetics 36: 899-905.

114. Roeder M.S., Sorrels M.E., Tanksley S.D. 1992. 5S ribosomal gene clusters in wheat: pulsed-field gel electrophoresis reveals a high degree of polymorphism. Mol. Gen. Genet. 238: 294-303.

115. Roeder M.S., Lapitan N.L.V., Sorrels M.E., Tanksley S.D. 1993. Genetic and physical mapping of barley telomeres. Mol. Gen. Genet. 238: 294-303.

116. Roeder M.S., Plaschke J., Koenig S.U., Boerner A., Sorrels M.E., Tanksley S.D., and Ganal M.W. 1995a. Abundance, variability and chromosomal location of microsatellites in wheat. Mol. Gen. Genet. 246: 327-333.

117. Roeder M.S., Sorrels M.E., Tanksley S.D. 1995b. Pulsed-field gel analysis of 5S and satellite DNA in barley. Genome 38: 153-157.

118. Roeder M.S., Korzun V., Wendehake K., Plaschke J., Tixier M.-H., Leroy P., Ganal M.W. 1998. A microsatellite map of wheat. Genetics 149: 2007-2023.

119. Salina E.A., Pestsova E.G., Adonina I.G., Vershinin A.V. 1998. Identification of a new family of tandem repeats in Triticeae genomes. Euphytica 100: 231-237.

120. Salina E.( Boerner A., Leonova I., Korzun V., Laikova L., Maystrenko O., Roeder M.S. 2000a. Comparative microsatellite mapping of the induced sphaerococcoid mutation genes in Triticum aestivum. Theor. Appl. Genet. 100: 686-689.

121. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. 1989. Molecular cloning. A laboratory manual. Cold Spring Harbor Laboratory Press, USA.

122. Sanger F., Nicklen S., Coulson A.R. 1977. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 74: 5463-5467.

123. SanMiguel P., Tikhonov A., Jin Y.-K., Motchoulskaia N., Zakharov D., Melake-Berhan A., Springer P.S., Edwards K.J., Lee M., Avramova Z.t Bennetzen J.L. 1996. Nested retrotransposons in the intergenic regions of the maize genome. Science 274: 765768.126

124. Sano H., Imokawa M., Sager R. 1988. Detection of heavy methylation in human repetitive DNA subsets by a monoclonal antibody against 5-methylcytosine. Biochim. et Biophys. Acta. 951: 157-165.

125. Sasanuma T., Miyashita N.T., Tsunewaki K. 1996. Wheat phylogeny determined by RFLP analysis of nuclear DNA. 3. Intra- and interspecific variations of five AegHops Sitopsis species. Theor. Appl. Genet. 92: 928-934.

126. Sears E.R. 1954. The aneuploids in common wheat. Mo. Agric. Exp. Sth. Res. Bull. 572: 2-58.

127. Smith G.P. 1976. Evolution of repeated DNA sequences by unequal crossing over. Science 191: 528-535.

128. Schmidt T., Heslop-Harrison J.S. 1996. The physical and genomic organization of microsatellites in sugar beet. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93: 8761-8765.

129. Schmidt T. 1999. LINEs, SINEs and repetitive DNA: non-LTR retrotransposons in plant genomes. Plant Mol. Biol. 40: 903-910.

130. Song K., Lu P., Tang K., Osborn' T.C. 1995. Rapid genome change in synthetic polyploids of Brassica and its implications for polyploid evolution. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 92: 7719-7723.

131. Stachel M., Lelley T., Grausgruber H., Vollmann J. 2000. Application of microsatellites in wheat (Triticum aesfivum L.) for studing genetic differentiation caused by selection for adaptation and use. Theor. Appl. Genet. 100: 242-248.

132. Struss D., Plieske J. 1998. The use of microsatellite markers for detection of genetic diversity in barley populations. Theor. Appl. Genet. 97: 308-315.

133. Takeda S., Ando H.f Takeda K.f Harrison G.E., Heslop-Harrison J.S. 2000. The distribution, organization and evolution of two abundant and widespread repetitive DNA sequences in the genus Hordeum. Theor. Appl. Genet. 100: 169-176.

134. Takumi S., Nasuda S., Liu Y.-G., Tsunewaki K. 1993. Wheat phylogeny determined by RFLP analysis of nuclear DNA. 1. Einkorn wheat. Jpn. J. Genet. 68: 73-79.

135. Talbert L.E., Blake N.K., Storlie E.W., Lavin M. 1995. Variability in wheat based on low-copy DNA sequence comparisons. Genome 38: 951-957.

136. Talbert L.E., Smith L.Y., Blake N.K. 1998. More than one origin of hexaploid wheat is indicated by sequence comparison of low-copy DNA. Genome 41: 402-407.

137. Tautz D., Renz M. 1984. Simple sequences are ubiquitious repetitive component of eukaryotic genomes. Nucleic Acids Res. 12: 4127-4137.

138. Van Deynze A.E., Dubcovsky J., Gill K.S., Nelson J.C., Sorrels M.E., et al. 1995. Molecular-genetic maps for group 1 chromosomes of triticeae species and their relation to chromosomes in rice and oat. Genome 38: 45-59.m

139. Vershinin A.V., Salina E.A., Solovyov V.V., Timofeyeva L.L. 1990. Genomic organization, evolution, and structural peculiarities of highly repetitive DNA of Hordeum vulgare. Genome 33: 441-449.

140. Vershinin A.V., Svitashev S., Gummesson P.-O., Salomon B., Bothmer R., Bryngelsson T. 1994. Characterization of a family of tandemly repeated DNA sequences in Triticeae. Theor. Appl. Genet. 89: 217-225.

141. Vershinin A.V., Schwarzacher T., Heslop-Harrison J.S. 1995. The large-scale genomic organization of repetitive DNA families at the telomeres of rye chromosomes. The Plant Cell 7: 1823-1833.

142. Vershinin A.V., Alkhimova E.G., Heslop-Harrison J.S. 1996. Molecular diversification of tandemly organized DNA sequences and heterochromatic chromosome regions in some Triticeae species. Chromosome Res. 4: 515-525.

143. Vershinin A.V., Heslop-Harrison J.S. 1998. Comparative analysis of the nucleosomal structure of rye, wheat and their relatives. Plant Mol. Biology 36: 149-161.

144. Vogt P. 1990. Potential genetic functions of tandem repeated DNA sequence blocks in the human genome are based on highly conserved 'chromatin folding code'. Human Genet. 84: 301-331.

145. Wang G.-Z., Matsuoka Y., Tsunewaki K. 2000. Evolutionary features of chondriome divergence in Triticum (wheat) and Aegi/ops shown by RFLP analysis of mitochondrial DNAs. Theor. Appl. Genet. 100: 221-231.

146. Weissenbach J. 1998. The Human Genome Project: from mapping to sequencing. Clin. Chem. Lab. Med. 36 (8): 511-514.

147. Wendel J.F., Schnabel A., Seelanan T. 1995. Bidirectional interlocus concerted evolution following allopolyploid speciation in cotton (Gossypium). Proc. Natl. Acad. Sci. USA 92: 280-284.

148. Wu T., Wang Y., Wu R. 1994. Transcribed repetitive sequences in telomeric regions of rice (Oryza sativa). Plant Mol. Biology 26: 363-375.

149. Zakian V.A. 1989. Structure and function of telomeres. Annu. Rev. Genet. 23: 579-604.

150. Zhao X., Ganal M.W. 1996. Applications of repetitive DNA sequences in plant genome analysis. In: Paterson A.H. (ed) Genome mapping in plants. Academic Press. P. 111125.

151. Zhimulev I.F. 1997. In: Polytene chromosomes, heterochromatin, and position effect variegation. (Advances in genetics, vol 37) Academic press, London, New York, P. 238-282.

152. Zohary D., Feldman M. 1962. Hybridization between amphidiploids and the evolution of polyploids in the wheat (AegHops-Triticum) group. Evolution 16: 44-61.

153. Zohary D., Hopf M. 1988. Domestication of plants in the old world. Clarendon press, Oxford. P. 13-81.