Морфология, молекулярная филогения и экологические особенности слабоизученных фаготрофных жгутиконосцев – критически важных эволюционных линий эукариот тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Беляев Артем Олегович

• Беляев Артем Олегович
• кандидат наук
• 2025

Оглавление диссертации кандидат наук Беляев Артем Олегович

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Значимость фаготрофных жгутиконосцев в изучении систематики эукариот

1.2. Кинетида как структурно-функциональная единица эукариотических клеток

1.3. Организация жгутикового аппарата в различных супергруппах эукариот

1.4. Представление о корне эукариотического древа через призму молекулярных и сравнительно-морфологических методов

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ

2.1. Изученные изоляты фаготрофных жгутиконосцев и получение клональных культур

2.2. Световая микроскопия

2.3. Сканирующая электронная микроскопия (СЭМ)

2.4. Трансмиссионная электронная микроскопия (ТЭМ)

2.5. Подготовка культур для секвенирования

2.6. Амплификация и секвенирование генов 18S рРНК

ГЛАВА 3. Морфологические и филогенетические особенности новой супергруппы эукариот Provora и их значение для реконструкции признаков ранних эукариот

3.1. Ультраструктура представителей Nibbleridia

3.1.1 Ультраструктура представителей рода Nibbleromonas

3.1.2. Ультраструктура клеток Ubysseya fretuma

3.2. Сравнение ультраструктуры Nibbleridia c другими филогенетическими линиями эукариот

3.3. Внешняя морфология и образ жизни нибблерид

3.4. 18S рРНК филогения Provora

3.5. Молекулярная филогения новых неописанных изолятов нибблерид

ГЛАВА 4. Молекулярная филогения, морфология и ультраструктура новых представителей Telonemia: вклад в понимание клеточных синапоморфий общего предка Telonemia и SAR

4.1. Молекулярная филогения новых представителей Telonemia

4.2. Внешняя морфология шести новых изолятов телонемид

4.3. Ультраструктура новых телонемид Arpakorses spp

4.4. Эволюционное значение телонемид

ГЛАВА 5. Морфология, филогения и экология Rhodelphidia и плезиоморфные признаки Diaphoretickes

5.1. Морфология нового почвенного представителя Rhodelphidia

5.1.1 Эволюционное и функциональное значение морфологических особенностей Rhodelphis edaphicus

5.2. Филогения R. edaphicus по гену 18S рРНК и эволюция родельфид

5.3. Глобальное распространение Rhodelphidia по данным метабаркодинга в

морских и наземных местообитаниях

ГЛАВА 6. Прояснение филогенетических связей внутри Kinetoplastea Honigberg, 1963 путем исследования новых таксонов фаготрофных жгутиконосцев

6.1. Новый эукариотрофный представитель Prokinetoplastina

6.1.1. Морфология и биологические особенности нового представителя хищных эукариотрофных Prokinetoplastina

6.2. Новый род и вид почвенных бодонид Avlakibodo gracilis

6.2.1 Внешняя морфология и ультраструктура Avlakibodo gracilis

6.3. Молекулярная филогения 18S рРНК Avlakibodo gracilis

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

ЛИТЕРАТУРА

ВВЕДЕНИЕ

Фаготрофные жгутиконосцы - это полифилетическая группа одноклеточных эукариот, функционально объединённых по способу питания, имеющих на какой-либо стадии жизненного цикла один или несколько жгутиков и питающихся преимущественно гетеротрофно, захватывая про- или эукариотическую жертву путём фагоцитоза. Эти протисты зачастую занимают базальное положение на филогенетических реконструкциях (Adl et al., 2019; Burki et al., 2020; Tikhonenkov et al., 2023) и представляют собой отдельные глубокие эволюционные линии эукариот самого высокого таксономического уровня (Leander, 2023). Кажущиеся малыми морфологические отличия между далекими в эволюционном плане группами фаготрофных жгутиконосцев скрываются на уровне ультраструктурных деталей клеток, в основном связанных со жгутиковым аппаратом, митохондриальными кристами и стрекательными органеллами. Для прояснения эволюционных связей протистов и эукариот особенно важно изучение строения жгутикового аппарата, который, несмотря на высокую степень консервативности, демонстрирует большое разнообразие эволюционно значимых сопутствующих структур, таких как системы микротрубочковых корешков и фибрилл (Yubuki, Leander, 2013). Даже небольшие изменения в консервативных структурах жгутикового аппарата нередко отражают расхождение основных эволюционных линий эукариот (Moestrup, 2000).

В настоящее время на эволюционном древе жизни выделяют порядка десяти групп эукариот (Williamson et al., 2025; Cepicka et al., 2025), соответствующих главным эволюционным ветвям, называемых супергруппами. Крупнейшей из них является супергруппа SAR, объединяющая Stramenopiles, Alveolata и Rhizaria. Она была сформирована в 2007 году (Burki et al., 2007; Rodriguez-Ezpeleta et al., 2007; Hackett et al., 2007), что стало важной вехой в развитии филогенетических исследований и ознаменовало начало филогеномной эры в реконструировании эволюционных связей всего видового

богатства эукариот, объединяющего организмы с различной морфологией и экологическими предпочтениями (del Campo et al, 2014; Grattepanche et al., 2018). До недавнего времени, о ближайших родственниках SAR было известно крайне мало, что затрудняло реконструкцию эволюционного происхождения этой супергруппы с ее огромным разнообразием. Однако, недавние филогеномные анализы продемонстрировали, что фаготрофные жгутиконосцы Telonemia являются сестринской группой по отношению к SAR, что привело к выделению мегагруппировки эукариот TSAR (Telonemia + SAR) (Strassert et al., 2019). Исследования Telonemia дают уникальную возможность для прояснения происхождения и эволюции морфологических синапоморфий и фундаментальных клеточных инноваций супергруппы SAR, а также способствуют более широкому пониманию разнообразия эукариот и их жизненных стратегий.

Крайне сложным остается вопрос реконструирования морфологической и геномной организации последнего общего предка эукариот (Last Eukaryotic Common Ancestor, LECA) и позиции корня филогенетического древа всех эукариотических организмов. Известно, что несколько глубоких эволюционных линий эукариот, вместе обозначаемых "Excavata", имеют общие черты организации клеток. Ранее экскаваты считались монофилетической супергруппой, в т.ч. на основании схожести внешней морфологии их отдельных представителей и общих ультраструктурных характеристик, таких как наличие вентральной цитостомальной бороздки, в которой проходит задний жгутик, имеющий складки (vanes), и очень схожего строения микротрубочковых и фибриллярных корешков жгутикового аппарата (Simpson, Patterson 1999; Roger et al., 2024; Suzuki-Tellier et al., 2023). Однако, как показывают последние филогеномные реконструкции на основе митохондриальных и ядерных генов, "Excavata" не монофилетичны, и существуют три независимые эволюционные линии экскават, Metamonada, Discoba и Malawimonadida, со сходной и, вероятно, гомологичной ультраструктурной организацией. Такой (экскаватный) тип организации клетки, по всей видимости, является анцестральным в эволюции

эукариот, отдельные элементы которого модифицировались или утрачивались в процессе морфологической и физиологической диверсификации одноклеточных (Williamson et al., 2025). При этом, вентральная бороздка, как один из основных структурно-функциональных элементов клеточного рта (цитостома), встречается также у эукариотрофных хищных жгутиконосцев из таксонов Alveolata, Stramenopiles, а также у жгутиконосцев из недавно описанной супергруппы Provora, ранее известной лишь по одному представителю Ancoracysta twista, а в настоящее время включающей 10 изолятов эукариотрофных жгутиконосцев из разнотипных мест обитания (Tikhonenkov et al., 2022). Детальное изучение их внешней морфологии, ультраструктуры и биологии клеток может пролить свет на ранние этапы эволюции эукариот и расширить наше понимание разнообразия плохо изученных жгутиковых протистов. Выделение новых изолятов и описание новых таксонов внутри Provora является важным шагом для прояснения морфологического разнообразия этой, пока еще загадочной, глубокой ветви эволюции эукариот.

Супергруппа Discoba является одной из трех линий «типичных экскават» (Suzuki-Tellier et al., 2023), фаготрофные представители которой встречаются повсеместно и играют важную роль в экосистемах, в том числе как потребители бактерий. Особого внимания заслуживают жгутиковые представители класса Kinetoplastea Honigberg, 1963 emend. Vickerman, 1976, характеризующиеся наличием сильно конденсированной массы митохондриальной ДНК, называемой кинетопластом. В эту группу входят организмы, имеющие как большое эволюционное, так и медицинское и экологическое значение. При этом традиционное разделение кинетопластид на паразитических трипаносоматид и преимущественно свободноживущих бодонид оказалось несостоятельным (Simpson et al. 2002), а филогенетические взаимоотношения как между основными группами кинетопластид, так и внутри них, остаются недостаточно изученными. Комплексное исследование как новых, так и ранее известных свободноживущих кинетопластид может прояснить несколько независимых случаев возникновения паразитизма внутри этой группы, а также эволюцию

внутриклеточных структур, специфичных для паразитического образа жизни на основе гомологии признаков ультратонкого строения клеток (Kostygov et al. 2021; Lukes et al. 2014).

Rhodelphidia - одна из недавно открытых и наименее изученных линий эукариот. Эти одноклеточные нефотосинтезирующие бифлагелляты обитают в водной среде и ведут хищный образ жизни, питаясь другими эукариотами, а также бактериями (Gawryluk et al., 2019; Prokina et al., 2023). Неожиданным результатом филогеномных исследований стало отнесение Rhodelphidia к супергруппе Archaeplastida, в которую входят в основном фотосинтезирующие организмы Rhodophyta (красные водоросли), Chloroplastida (зеленые водоросли и высшие растения), Glaucophyta (глаукофитовые водоросли) и Picozoa. Родельфиды близки к Rhodophyta и, возможно, к Picozoa (Gawryluk et al., 2019; Schon et al., 2021) и сохраняют реликтовую нефотосинтезирующую первичную пластиду, лишённую генома, а также имеют богатый генами ядерный геном. Это открытие существенно расширило представления об эволюции Archaeplastida, поставив под сомнение устоявшуюся точку зрения о строго фотосинтетическом происхождении этой супергруппы и указав на возможное существование миксотрофного предка. В этой связи особую значимость приобретает выявление и описание новых представителей Rhodelphidia, поскольку каждый новый вид даёт дополнительную информацию о морфологических, трофических и геномных чертах этой группы и позволяет точнее реконструировать эволюционные процессы, лежащие в основе происхождения Archaeplastida и первичного фотосинтеза у эукариот.

Более того, комплексное исследование морфологии, ультраструктуры и молекулярной филогении фаготрофных жгутиконосцев даёт возможность пролить свет на глубинные филогенетические связи между основными кладами эукариот и проследить возникновение важнейших клеточных инноваций на ранних этапах эволюции эукариотической клетки.

Цель и задачи исследования

Целью данной работы является анализ морфологических паттернов эволюции глубоких ветвей эукариотического древа путём выявления плезиоморфных элементов клеточной архитектуры у новых таксонов фаготрофных жгутиконосцев.

Задачи исследования:

1. выделить клональные культуры новых таксонов фаготрофных жгутиконосцев из морских, солоноватоводных, пресноводных и почвенных сред обитания;

2. установить эволюционную позицию изучаемых фаготрофных жгутиконосцев на древе эукариот с использованием молекулярно-филогенетических методов;

3. исследовать морфологию, ультраструктуру, питание и жизненный цикл потенциально новых эволюционных линий одноклеточных эукариот;

4. построить графические модели высоко консервативных структур цитоскелета полученных изолятов, выполнить их анализ, реконструировать возможные эволюционные пути развития ультраструктурных признаков при диверсификации эукариот;

5. на основании новых молекулярных и морфологических данных актуализировать информацию о филогенетических отношениях между различными филогенетическими линиями одноклеточных эукариот различного таксономического уровня.

Научная новизна

Впервые на морфологическом и молекулярно-генетическом уровнях исследованы новые для науки таксоны Nibbleromonas, Nebulomonas, Ubysseya, Avlakibodo, Arpakorses, Telonema и Rhodelphis. На основании электронно-микроскопических данных получены новые сведения по ультраструктуре клеток Provora, Telonemia и Kinetoplastea. Впервые реконструированы модели систем микротрубочковых и фибриллярных корешков жгутикового аппарата для ряда важных представителей фаготрофных жгутиконосцев. У представителей супергруппы Provora выявлен комплекс признаков, объединяющих черты различных глубоких линий эукариот, что указывает на сохранение у них ряда

древних характеристик клеточной организации. Описан новый для протистов тип экструсом - ампулосомы. Обнаружен ранее неизвестный механизм питания, позволяющий пикоэукариотам Provora потреблять значительно более крупную жертву путем откусывания клеточного материала, что имеет значение для понимания функционирования микробных пищевых цепей. Впервые детально описана ультраструктура новых для науки таксонов Telonemia в контексте эволюции цитоскелета эукариотической клетки и клеточных синапоморфий супергруппы TSAR. Впервые описан почвенный представитель Rhodelphidia -ближайшей группы к красным водорослям. Установлено наличие сложных трёхчастных мастигонем, что ставит вопрос о плезиоморфности этого признака для Diaphoretickes и проясняет эволюцию Archaeplastida. Впервые изучен и описан морфологически и молекулярно-генетически новый свободноживущий представитель кинетопластид из отряда Neobodonida Avlakibodo gracilis в качестве нового рода и вида. Результаты анализа расширили представления о морфологической изменчивости бодонид, уточнили филогенетическое древо 18S рРНК Metakinetoplastina, а также показали наличие немадесмы в клетках неободонид и свободниживущих прокинетопластид, что может свидетельствовать об анцестральном характере этого признака в эволюции Kinetoplastea.

Положения выносимые на защиту

1. Ультраструктура фаготрофных жгутиконосцев из филогенетически далеких линий эукариот демонстрирует черты сходства и во многом иллюстрирует анцестральную организацию клетки предка эукариот.

2. Мельчайшие представители фаготрофных и, в особенности, эукариотрофных жгутиконосцев зачастую могут формировать важнейшие отдельные глубокие линии эукариотической эволюции, а их таксономический состав изучен крайне недостаточно и требует уточнения.

Теоретическая и практическая значимость

Проведённые исследования расширяют представления о морфологическом и филогенетическом разнообразии эукариотических организмов. Изученные протисты не только представляют новые для науки таксоны, но и проясняют направления морфологической изменчивости фаготрофных представителей глубоких эволюционных линий эукариот. Гомологичность признаков в ультраструктуре их цитоскелета и жгутиков демонстрирует черты общего анцестрального состояния предков отдельных супергрупп и эукариот в целом. Жгутиконосцы из таксонов Provora, Telonemia и Rhodelphidia демонстрируют широкий спектр адаптационных и поведенческих особенностей: способность откусывать части клетки более крупной жертвы, каннибализм, совместное питание, сложный цитоскелет, обеспечивающий быстрое поглощение добычи, питание как про-, так и эукариотической жертвой, обитание в разных средах с отличающейся минерализацией и температурой. Комплексное изучение биологии этих протистов дополняет представления об эволюции эукариотической клетки параллельно с данными филогеномики последних лет. Жгутиконосцы с заурядной внешней морфологией могут скрывать в архитектуре своей клетки комплекс признаков, характерных для далёких друг от друга в эволюционном плане линий эукариот, являясь современными аналогами «живых ископаемых» и сохраняя комплекс анцестральных признаков. Показано, что сложные трубчатые мастигонемы, вероятно, возникли в эволюции значительно раньше, чем предполагалось, что подтверждается их обнаружением как у представителей Telonemia, так и у Rhodelphidia, входящих в разные крупные группы эукариот TSAR и Archaeplastida. Это свидетельствует о чрезвычайно древнем происхождении мастигонем в истории развития эукариотической клетки.

Помимо фундаментальной значимости для систематики, эволюционной биологии и протистологии, работа имеет практическую значимость. Создана коллекция живых клональных культур новых таксонов, доступная для дальнейших исследований и практических разработок. Разработаны и

апробированы методики выделения, культивирования, морфологической и молекулярной характеристики редких протистов. Установлено, что пикопланктонные жгутиконосцы (~3 мкм) способны потреблять жертву, превышающую их в размерах в 2-3 раза, что важно для моделирования микробных пищевых сетей. Материалы могут быть использованы в биотехнологии, синтетической биологии и при разработке новых подходов к изучению трофических взаимодействий в микробных сообществах, а также интегрированы в учебные курсы по зоологии беспозвоночных и эволюции.

Апробации

Материалы диссертации были доложены и обсуждены на онлайн постерной сессии по протистам (Online Poster Session on Protists), организованной при поддержке Международного Общества Протистологов (ISOP) и Международного Общества Эволюционной Протистологии (ISEP) (1014 августа 2020 г.); XXVIII Международной конференции студентов, аспирантов и молодых учёных «Ломоносов» в рамках Международного молодежного научного форума «Ломоносов-2021» (12-23 апреля 2021 г., Москва); Международной научной конференции «Изучение водных и наземных экосистем: история и современность» (13-18 сентября 2021 г., Севастополь); XII Всероссийской научно-практической конференции молодых учёных с международным участием по проблемам водных экосистем «ПОНТ ЭВКСИНСКИЙ - 2021» (20-24 сентября 2021 г., Севастополь); IV Всероссийской молодёжной научной школе-конференции с международным участием «Микробные симбиозы в природных и экспериментальных экосистемах» (4-8 октября 2021 г., Оренбург); Всероссийской научной конференции «Биология водных экосистем в XXI веке: факты, гипотезы, тенденции» (21-26 октября 2021 г., Борок); IV Всероссийской конференции с международным участием «Актуальные проблемы планктонологии» (25-30 сентября 2022 г., Светлогорск, Калининградская область); XIII съезде Гидробиологического общества при РАН (16-20 сентября 2024 г., Архангельск); научно-практической конференции «Актуальные проблемы водных экосистем и

биобезопасность Западной Сибири» (7-10 октября 2024 г., Тюмень); XVII Всероссийской научной конференции молодых учёных «Биология внутренних вод. Перспективы и проблемы современной гидробиологии» (21-25 октября 2024 г., Борок); XVI Международном протистологическом конгрессе (16th International Congress of Protistology - ICOP/ISOP 2025, 22-27 июня 2025 г., Сеул, Республика Корея).

Публикации

По теме диссертации опубликовано 21 работа, из них 5 научных статей в рецензируемых журналах из списка, рекомендованного ВАК, в том числе 5 статей в журналах Web of Science и Scopus.

Структура

Работа изложена на 179 страницах, содержит 43 рисунка, две таблицы, состоит из введения, шести глав, заключения, выводов, списка литературы из 257 источников, в том числе - 249 иностранных.

Личный вклад соискателя

Автором собраны большая часть проб из морских, солоноватоводных, пресноводных и почвенных экосистем. Самостоятельно выделены клональные культуры протистов; проведены свето-микроскопические и электронно-микроскопические исследования с использованием сканирующих и трансмиссионных электронных микроскопов; осуществлены молекулярно-генетические исследования (выделение ДНК, постановка ПЦР, секвенирование гена 18S рРНК); реконструированы и проанализированы филогенетические деревья с использованием программ MrBayes, IQ-TREE, RAxML; разработаны оригинальные графические модели ультраструктурных признаков (включая корешковые системы жгутиков, экструсом); интерпретированы полученные ультраструктурные данные в контексте общей эволюции клетки эукариот; подготовлены рукописи основных публикаций (включая Open Biology, Protist, PeerJ); доложены результаты на международных и всероссийских конференциях.

Все ключевые результаты диссертации получены лично соискателем или при его ведущей роли.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Морфология, молекулярная филогения и экологические особенности слабоизученных фаготрофных жгутиконосцев – критически важных эволюционных линий эукариот»

Место проведения работы

Работа выполнялась в лаборатории микробиологии Института биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина РАН (зав. лабораторией к.б.н. Д.Б. Косолапов) и в лаборатории AquaBioSafe, Институт экологической и сельскохозяйственной биологии ^^Ю) Тюменского государственного университета (зав. лабораторией д.б.н. Д.В. Тихоненков).

Благодарности

Автор выражает искреннюю благодарность своему научному руководителю Д. В. Тихоненкову за постоянное внимание к работе, ценные советы и всестороннюю помощь на всех этапах выполнения исследований; С. А. Карпову — за бесценный опыт в освоении техник электронной микроскопии и интерпретации результатов ультраструктурных исследований; Д. Г. Загумённому, А. С. Бородиной, О. Н. Загумённой, Л. В. Радайкиной, К. И. Прокиной, Е. А. Герасимовой — за товарищеское отношение, обсуждение научных результатов и создание тёплой атмосферы научного коллектива; Б. А. Кирюхину — за помощь в освоении методик молекулярно-филогенетического анализа.

Отдельную благодарность выражаю Е. В. Аксёненко за поддержку и привитый научный интерес, а также всем преподавателям и сотрудникам ВГУ, ПГУ и ТюмГУ, которые помогли автору встать на путь научных изысканий в период обучения; Б. А. Лёвину и А. А. Гандлину — за помощь с секвенированием; Г. В. Быкову, З. П. Быковой и С. И. Метелеву — за помощь при работе с электронными микроскопами и предоставленные знания о пробоподготовке; А. И. Цветкову, А. Н. Шарову и С. С. Прокину — за помощь в экспедиционных исследованиях; А.В. Тиунову (ИПЭЭ РАН) и сотрудникам совместного Российско-Вьетнамского Тропического центра (Хошимин, Вьетнам) за организацию экспедиционных работ по теме Эколан Э-3.4.

Работа выполнялась при поддержке гранта «Эмерджентные биологические угрозы для сельского хозяйства России и стран СНГ в условиях глобальных изменений» №075-15-2024-563, стипендии Президента Российской Федерации для аспирантов и адъюнктов по приоритетному направлению стратегии научно-технологического развития Российской Федерации (№ свидетельства SPN.2024.07788), грантов Российского Научного Фонда №18-1400239 и №23-14-00280, грантов РФФИ №20-04-00583А и №20-34-70049, а также госзадания 121051100102-2.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Значимость фаготрофных жгутиконосцев в изучении систематики эукариот

При всём разнообразии форм и метаболических типов эукариотических организмов, фаготрофный тип питания является широко распространённым и, вероятно, анцестральным в эволюции эукариот (Ki0rboe, 2023). Большинство эволюционных линий эукариот представлено одноклеточными формами, имеющими жгутики хотя бы на одной из стадий жизненного цикла, что отражает древнее происхождение этих структур и их особую важность на заре эукариотической эволюции (Cavalier-Smith, 2013). Фаготрофные жгутиконосцы представляют собой ключевое звено микробной петли и являются обязательным компонентом микробиальных сообществ морских, пресноводных и почвенных экосистем (Azam et al., 1983; Sherr, Sherr 1994; Fenchel, 2008). Жгутиковые протисты с фаготрофным образом жизни встречаются во всех известных супергруппах эукариот (рис. 1), включая наиболее базальные филогенетические линии (Ki0rboe, 2023; Tikhonenkov et al., 2023). По всей видимости, последний общий предок всех эукариот был жгутиконосцем (Satir et al., 2008; Carvalho-Santos et al., 2011).

Рис.1. Современное представление о древе жизни эукариот по Серюка й а1., 2025. Иллюстрация отражает текущее понимание взаимосвязей между основными эволюционными линиями эукариот. Топология древа основана на филогеномном анализе расширенного набора данных, включающего 318 таксонов. На иллюстрации дерево условно укоренено по группе Ме1ашоиаёа, хотя истинный корень эукариотического древа до сих пор точно не установлен.

В свете вышесказанного, особый интерес представляют структуры клеточного скелета, участвующие в процессе фаготрофии и ассоциированные с ним. Микротрубочковые и фибриллярные структуры, участвующие в питании, сокращении, движении и делении клеток, являющиеся дериватами цетриолярной системы, интересны не только своей функциональной ролью, но и как важные признаки для построения филогенетических связей, подобно

палеонтологическому изучению многоклеточных организмов по их окаменелостям (Cavalier-Smith, 1981b) или морфологическому изучению высших растений и животных (Barnes et al., 1998; Cavalier-Smith 2000; 2013). Поскольку такие структуры, возникнув однажды, с одной стороны, должны были в той или иной форме сохраниться у всего эукариотического разнообразия, сохраняющего или недавно утратившего данный тип питания, а с другой -неизбежно претерпели изменения в процессе диверсификации организмов и их адаптации к различным экологическим нишам и условиям.

1.2. Кинетида как структурно-функциональная единица эукариотических клеток

Многочисленные доказательства гомологичности центриолярной и жгутиковой организации всех эукариотических организмов дали сильнейший толчок в изучении систематики в самом широком смысле (Margulis, 1970). Еще до использования молекулярно-генетических методов в биологии, биохимические эксперименты и электронно-микроскопические данные дали убедительные подтверждения, что жгутики и реснички одноклеточных организмов имеют гомологичную очень консервативную природу и организуются как структурно-функциональная единица, вместе с сопутствующими микротрубочковыми и фибриллярными дериватами. Такая единица стала терминологически характеризоваться под названием «кинетида» (Lynn, 1981). Хотя архитектура аксонемы и базального тела жгутиков представляет собой одну из самых консервативных структур клетки и не подходит для прямого сравнительно-морфологического анализа в контексте эволюции (Karpov, 2000), именно на основе тонких различий в строении отдельных элементов кинетиды - при сохранении микротрубочковой формулы аксонемы (9+2) и базального тельца (9+0) - стало возможным последовательное выделение основных филогенетических линий одноклеточных, а впоследствии разделение всех эукариот на супергруппы, независимо или сообща с развивающимися молекулярно-генетическими методами (Andersen, 1991; Moestrup, 2000; Yubuki, Leander, 2013). Основными структурами клетки,

важными для реконструирования родственных связей, являются жгутиковый аппарат вместе с микротрубочковыми и фибриллярными дериватами, переходная зона жгутика, периферический цитоскелет с клеточными покровами, форма и организация митохондриальных крист, простые и составные трубчатые мастигонемы и волоски жгутика, стрекательные органеллы. Для содержательного обсуждения гомологичных структур корешковой системы жгутикового аппарата необходимо было унифицировать систему наименований корешков и их дериватов, что стало возможным после установления факта жгутиковой тра^формации в процессе деления клетки в разных группах протистов (Beech et al., 1991).

У подавляющего большинства протистов, имеющих два базальных тельца - кинетосомы воспроизводятся по полуконсервативному механизму. В интерфазе рядом с каждой зрелой (материнской) кинетосомой закладывается дочерняя, которая называется «незрелой» (immature), а у животных отличается ещё и по биохимическому составу (отсутствует белок ценексин). В процессе деления базальные тельца распределяются так, что каждая дочерняя клетка получает по одной зрелой и одной незрелой кинетосоме.

В следующем клеточном цикле незрелая кинетосома дозревает и начинает функционировать как материнская: она организует полноценный жгутик и служит центром для закладки новой дочерней кинетосомы. Таким образом, в каждой клетке всегда присутствует пара - зрелая и незрелая кинетосомы, что обеспечивает непрерывность цикла.

Корешки (микротрубочковые и фибриллярные структуры) также подчиняются этой динамике. Родительские корешки сохраняют связь со зрелым базальным тельцем и переносятся в дочернюю клетку вместе с ним. Незрелая кинетосома формирует собственный набор корешков de novo или посредством трансформации имеющихся структур. Таким образом, в каждой клетке сохраняется сбалансированный набор корешков, но их пространственная ориентация и ассоциации с кинетосомами меняются в зависимости от цикла.

В итоге поведение базальных телец и их корешков можно охарактеризовать как строго упорядоченное чередование: зрелая кинетосома и её корешки сохраняются, незрелая дозревает, формирует собственный набор структур и становится материнской в следующем цикле.

Кинетида как структурно-функциональная единица представляет собой единый комплекс, в основе которого - пара центриолей: зрелая и незрелая; у тетрафлагеллят и остальных многожгутиковых форм такой комплекс удвоен один или несколько раз, сохраняя при этом целостную архитектуру. В каждом жгутике выделяют переходную зону (ПЗ), которую в первом приближении можно описать как область, где заканчивается триплетная организация внешних микротрубочек базального тела с одной стороны (проксимальная часть переходной зоны) и закладывается центральная пара микротрубочек аксонемы -с другой (дистальная часть переходной зоны) (Gibbons and Grimstone, 1960). Переходная зона жгутика рассматривается как специализированная структура, выполняющая роль «ворот жгутика» (ciliary gate): она участвует в регуляции транспорта белков, передаче сигналов и формировании барьера, поддерживающего различие биохимической среды между жгутиком и цитоплазмой клетки (Francis et al., 2011; Kee et al., 2012). Известен ряд высоконсервативных генов белков переходной зоны жгутика, имеющихся у большинства эукариот, мутации которых ведут к критическим последствиям в индивидуальном развитии организмов (Adams et al., 2008; Waters, Beales, 2011; Barker et al., 2014). Это свидетельствует о принципиальной функциональной важности переходной зоны жгутика в эволюции эукариотических организмов, в то же время делая ее удачным маркером для таксономического описания различных таксонов жгутиконосцев (Cavalier-Smith, 2021).

В процессе ультраструктурного исследования жгутикового аппарата эукариот принципиально важным является установление «зрелой» и «незрелой» кинетосомы, так как с каждой из них чётко ассоциированы основные микротрубочковые корешки, фибриллярные перемычки и мостики. Со «зрелой» материнской кинетосомой (К1) или жгутиком, который обозначается под

номером 1 (Heimann et al., 1989; Moestrup and Hori, 1989), ассоциированы корешки R1 и R2, а с более молодой дочерней кинетосомой (K2) - корешки R3 и R4 (Yubuki, Leander, 2013). С этим также связано правильное описание ориентации клетки в пространстве - левая и правая, дорзальная и вентральная части клетки. Наряду с основными микротрубочковыми корешками описываются и минорные образования, в виде синглетов, поверхностных лент микротрубочек, фибриллярных мостиков и структур, имеющих разный интервал исчерченности и форму.

R1 - микротрубочковый корешок, отходящий от базального тела К1 в левую сторону клетки (с точки зрения клетки). У многих жгутиконосцев он ассоциирован с фибриллярной многослойной структурой (MLS), участвующей в организации клеточной асимметрии. Такая ассоциация наблюдается у стрептофитовых (например, Coleochaete, Chara, Klebsormidium) и празинофитовых (например, Cymbomonas, Halosphaera), а также у сперматозоидов мхов, папоротников и саговников (Moestrup, 1978; Melkonian, 1980; Graham and Wilcox, 2000; Yubuki et al., 2013b). У Mesostigma viride (Charophyta) MLS присутствует как на R1, так и на R3, что интерпретируется как результат гетерохронии - изменения времени формирования корешков в клеточном цикле (Rogers et al., 1981; Moestrup, 2000). В типичном случае, фибриллярная многослойная структура (MLS), ассоциированная с микротрубочковым корешком R1, и формируется после деления клетки уже на базальном теле К1 одной из дочерних клеток. Однако, у M. viride MLS закладывается ещё до деления, но не на R1, а на R3, отходящем от базального тела К2 в материнской клетке.

R2 - корешок, исходящий от вентральной стороны К1 и направленный к правой части клетки. У экскават и страменопил он часто разделён на две ленты - oR2 и iR2 - которые формируют вентральную цитостомальную бороздку, участвующую в фагоцитозе (Simpson et al., 2000; Yubuki et al., 2007; Kim et al., 2010). У страменопил R2 играет важную роль в питании, особенно у фаготрофных форм, где он формирует U-образную структуру (Andersen, 1991;

Andersen, Wetherbee, 1992). В некоторых случаях он также играет роль центра организации микротрубочек (ЦОМТ), например в Epipyxis pulchra (Chrysophyceae), где его микротрубочки направлены к поверхности митохондрии (Andersen, Wetherbee, 1992). У фотосинтезирующих форм R2 может быть редуцирован или отсутствовать.

R3 берёт начало от К2 и изгибается вперёд по часовой стрелке, организуя дорзальную ленту микротрубочек, поддерживающую форму клетки. У экскават эта структура известна как «dorsal fan», у эвгленид - как «dorsal band» (O'Kelly, 1993; Yubuki, Leander, 2012). У страменопил и ряда других линий (динофлагеллят, апузозоев, амёбозоев и коллодиктионид) R3 выполняет аналогичную функцию, обеспечивая формирование клеточной поверхности и цитоскелетного каркаса (Andersen, 1991; Karpov, 2007; Brugerolle, Patterson, 1990). У страменопил R3 соответствует корешку, ранее обозначавшемуся как R1, и является ЦОМТом у оомицетов, хризофитовых, ксантофитовых, рафидофитовых и бурых водорослей (Barr, Allan, 1985; Beech, et al., 1988).

R4 - тонкий корешок (обычно менее пяти микротрубочек), отходящий от К2 в левую сторону клетки. У многих эукариот он служит вспомогательной структурой, в частности у страменопил - поддерживает левый край цитостомальной бороздки (Yubuki et al., 2010). R4 у Stramenopiles часто минорный, и в некоторых случаях (например, у Rhizidiomyces) он способен инициировать рост микротрубочек, несмотря на минимальное число фибрилл (Barr, Allan, 1985). Этот корешок считается эквивалентным будущему R2 у дочерней клетки, так как во время деления К2 с R3 и R4 трансформируется в К1 с R1 и R2 (Moestrup, 2000; Yubuki et al., 2013a).

SR (singlet root) - одиночная микротрубочка, отходящая от К1, расположенная между R1 и R2 и направленная к задней части клетки. Она обнаружена у экскават, страменопил и апузозоев, где участвует в поддержании клеточной оси и структуры цитостомального аппарата (Moestrup, Thomsen, 1976; Karpov et al., 2001; Heiss et al., 2013). Несмотря на свою простоту, SR

рассматривается как древняя гомологичная структура, восходящая к последнему общему предку эукариот.

1.3. Организация жгутикового аппарата в различных супергруппах эукариот

На сегодняшний день наиболее обоснованным является тезис о двужгутиковой организации клеток самых анцестральных групп эукариот (Cavalier-Smith, 2014). Комплекс центриолярной системы и ее дериватов дает хороший филогенетический сигнал даже без использования подходов молекулярной филогении, что и объясняет предсказательную силу работ, основанных на электронно-микроскопических данных до начала эры молекулярной филогенетики (Cavalier-Smith, 1981a; Melkonian 1984; Lynn, 1991). Последний общий предок эукариот должен был обладать двумя жгутиками и определенным набором кинетидной организации, которая в дальнейшем модифицировалась в разных линиях эукариот, редуцируя уже имеющиеся и приобретая новые структуры в процессе изменения стратегий питания, занимая новые экологические ниши.

Diophoretickes представляют собой крупную кладу эукариот, которая включает как фотосинтезирующие, так и многочисленные гетеротрофные линии. В её составе выделяют два основных кластера: TSAR (Telonemia, Stramenopiles, Alveolata, Rhizaria) и предполагаемое объединение Archaeplastida, Cryptista и Haptista, отражающие глубокое разделение внутри этой группы. Помимо этих двух кластеров, особый интерес представляет недавно описанная супергруппа Provora, которая не входит в TSAR и группировку Archaeplastida + Cryptista + Haptista, и занимает важное положение среди глубоковетвящихся линий Diophoretickes (рис.1). Предположительный корень эукариотического древа может находиться среди линий с наиболее универсальным (анцестральным) строением кинетиды среди линий Excavata (Williamson et al., 2025), отдельные элементы экскаватных признаков сохранились среди широкого разнообразия Diophoretickes.

Экскаваты (Excavata Cavalier-Smith 2002, emend. Simpson 2003) представляют собой полифилетическую группу, объединенную, в первую очередь, по общему типу строения клетки и организации жгутикового аппарата (Simpson, 2003; Cavalier-Smith, 2018). Самая сложная из известных систем жгутикового аппарата описана у экскават (рис. 4 из Williamson et al., 2025). Базальное тело К1 служит точкой крепления для корешков R1, SR и R2, при этом последний подразделяется на две ленты: iR2 и oR2. Помимо этого, с К1 ассоциированы четыре отдельных фибриллы: A, B, C и I. Второе базальное тело (К2) связано с корешком R3, который поддерживает дорзальный веер микротрубочек, расположенных под плазмалеммой. У некоторых представителей, например у Andalucía, от задней части К2 отходит корешок R4, проходящий в межкинетосомном пространстве между К1 и К2. Фибрилла C прикреплена к дорзальной поверхности К1 и, по-видимому, гомологична структуре MLS, ранее описанной у Archaeplastida. Фибриллярная структура I, расположенная вентрально вдоль вогнутой стороны R2, отличается характерной поперечнополосатой исчерченностью. Разделение R2 на ленты iR2 и oR2 формирует основу для противоположных стенок вентральной бороздки, характерной для экскават (Simpson, Patterson, 2001; Simpson, 2003; Simpson, Roger, 2004; Yubuki et al., 2007) (рис. 2).

Carpediemonas_Malawimonas_ Andalucía

Рис.2. Иллюстрации жгутикового аппарата у Excavata. Разнообразие жгутикового аппарата внутри группы эукариот проиллюстрировано представителями из трёх различных родов (a-c), а в правой колонке (d) показана упрощённая реконструкция предполагаемого анцестрального состояния. Стрелками обозначены направления жгутиков. Показаны корешки R1 с многослойной фибриллой (MLS), R2, участвующий в фаготрофии, R3 с множеством поверхностных микротрубочек, синглетный корешок (SR), который помогает поддерживать вентральную пищевую бороздку, и R4 (по Yubuki, Leander, 2013).

Группа Excavata остается неплохим маркером клеточного стазиса в эволюции эукариотической клетки в контексте широкого распространения среди протистов морфотипа с вентральной бороздкой, участвующей в процессе фагоцитарного питания, характерными складками на заднем или обоих жгутиках и наиболее полным набором микротрубочковых корешков (R1-R4+SR) вместе с фибриллярными пластинками и мостиками (Yubuki, Leander, 2013; Leander, 2023). Однако, таксономическое значение экскават как монофилетической клады полностью утратило свой смысл в свете транскриптомных реконструкций эукариотического древа (Cavalier-Smith, 2018). К данному морфологическому типу, но не кладе в филогенетическом смысле, можно отнести таксоны Malawimonada, Metamonada, Jakobida, Colponemida, Provora, некоторых представителей Stramenopiles, сохранивших древние признаки архитектуры клетки, и ещё несколько линий протистов (Simpson, 2003; Harder et al., 2014; Shiratori et al., 2015; Tikhonenkov et al., 2014; 2022). Преобразованная схема «экскаватной» гипотезы подразумевает, что некоторые из потомков древней линии эукариот с цитостомальной бороздкой впоследствии модифицировали эту бороздку, либо совсем её утратили (O'Kelly, 1993). Остановимся на каждой монофилетической группе типичных экскават, чтобы более конкретно описать гомологию основных элементов клеточного цитоскелета.

Jakobida Cavalier-Smith 1993 входит в супергруппу эукариот Discoba Simpson in Hampl et al. 2009 (рис.1). Якобиды включают в себя свободноплавающих (например, Andalucia) и прикрепленных представителей, некоторые из которых (например, Reclinomonas) имеют домик (лорику) (Flavin, Nerad, 1993; Lara et al., 2006). Представители якобид имеют 3 основных микротрубочковых корешка (R1, R2, R4) и синглетный корешок (SR) между R1 и R2. Однако, R3, дающий начало дорзальному вееру микротрубочек у множества других экскаватных линий жгутиконосцев, отсутствует у якобид; только R4 закладывается в задней части К2 и проходит в пространстве между кинетосомами в направлении к дистальной части клетки. R2 распадается на 2 части: правую (iR2) и левую (oR2). Вместе с тем корешки ассоциированы с

системой фибрилл - MLS у R1 и A, B, I фибриллы у R2 (Simpson, 2003; Yubuki, Leander, 2013).

Жгутиковый аппарат представителей Heterolobosea Page, Blanton 1985 (супергруппа Discoba) демонстрирует значительное разнообразие при общей консервативности базовой архитектуры. У представителей с вентральной бороздкой, таких как Psalteriomonas, Lyromonas и Percolomonas, базальные тела организованы в виде тетрады - четырёх параллельных структур, участвующих в формировании элементов цитоскелета. В частности, у Psalteriomonas заднее базальное тело (в ранних исследованиях обозначенное как «4») связано с массивным изогнутым микротрубочковым корешком (MTOR), который укрепляет правую стенку бороздки и интерпретируется как корешок R1. Второе базальное тело инициирует более тонкий корешок из двух микротрубочек, связанный с электронно-плотной структурой, примыкающей к периферическим микротрубочкам, и, возможно, соответствующий корню R4. Аналогичное расположение и распределение корешков наблюдается у Lyromonas, за исключением отсутствия достоверного подтверждения корешка R4. У Tetramitus rostratus тетрада базальных тел располагается в зеркальной конфигурации, напоминающей букву «L», при этом корешок R1 представлен изогнутым микротрубочковым пучком, аналогичным MTOR у Psalteriomonas. У Percolomonas cosmopolitus также выявлена схожая организация: базальное тело 1 (в ранних работах «4») связано с корешком R1, а корешок «A», отходящий от переднего конца жгутикового аппарата и проходящий вдоль правой стороны клетки, может представлять собой вариант корешка R4. Дополнительно у Percolomonas ранее описывался боковой корешок «C», однако последующий анализ указывает на его принадлежность к R1. Характерной чертой представителей Psalteriomonas и Lyromonas является наличие небольшого микротрубочкового корешка, расположенного между базальными телами 1 и 2 (обозначавшегося как MT2 или MT3), который первоначально отождествлялся с корешком R2. Тем не менее, данные микроскопии показывают его связь с базальным телом 2 и трактуют данный корешок как незрелую форму корешка

R1. Для Percolomonas cosmopolitus подобная структура не описана. На основании сопоставления ультраструктурных данных можно заключить, что у гетеролобозей отсутствует типичный корешок R2, характерный для других экскават (Balamuth et al., 1983; Fenchel, Patterson, 1986; Broers et al., 1990, 1993; Brugerolle, Simpson, 2004).

Представители Metamonada Grassé, 1952, emend. Cavalier-Smith, 1987 (рис.1) - аэробные или микроаэрофильные жгутиконосцы, анцестрально обладающие четырьмя кинетосомами на кинетиду, например у Giardia Kunstler, 1882; Trepomonas Dujardin, 1836; Hexamita Dujardin, 1836; Spironucleus Klebs, 1892; Trichomonas Donné, 1836; Trimastix Kent, 1880). Однако, это состояние претерпевает изменения: например, у Pyrsonympha Leidy, 1880 наблюдается увеличение числа кинетосом, тогда как у Monocercomonoides Cepicka et al., 2015 произошла редукция жгутикового аппарата (Brugerolle, 1991; Simpson, 2003; Cavalier-Smith, 2018). Ранее высказывались гипотезы о том, что общий предок всех эукариот был анаэробным организмом, а представители Metamonada рассматривались как самые примитивные эукариоты (Cavalier-Smith, 1987, 1993; Roger, 1999). Однако позднее было установлено, что их анаэробность и отсутствие митохондрий - результат вторичной редукции (Keeling, 1998; Embley, Martin, 2006).

Морфологическое сравнение Malawimonas и Jakobida было впервые выполнено О'Келли (O'Kelly, 1993), который обнаружил у этих таксонов ряд характерных черт, сближающих их с ретортамонадами. Среди них сходство в строении цитостомальной бороздки, устройстве жгутиков, пространственной организации базальных тел и механизмах клеточного деления. На основе этих данных была предложена филогенетическая гипотеза, согласно которой малавимонадиды и якобиды представляют собой наиболее анцестральные ветви эукариот с примитивными митохондриями, а Heterolobosea сформировались позднее от общего предка. Согласно этой концепции, цитостомальные бороздки у гетеролобозей, якобид, Malawimonas, ретортамонад и, предположительно, дипломонад являются гомологичными структурами. Впоследствии,

ультраструктурные исследования якобиды Reclinomonas (O'Kelly, 1997) и Malawimonas (O'Kelly, Nerad, 1999) подтвердили наличие у них общих черт с гетеролобозеями и ретортамонадами. Несмотря на ранние утверждения о принципиально иной архитектуре Trimastix (Brugerolle, Patterson, 1997), дальнейшие работы показали её структурное сходство с якобидами и Malawimonas (O'Kelly et al., 1999; Simpson, Patterson, 1999; Simpson et al., 2000). Сходные особенности также были обнаружены у Carpediemonas (Simpson, Patterson, 1999), что указывало на наличие консервативных признаков в строении цитоскелета и жгутикового аппарата у этой группы раннедифференцировавшихся эукариот.

1.4. Представление о корне эукариотического древа через призму молекулярных и сравнительно-морфологических методов

Одним из фундаментальных, но до сих пор нерешённых вопросов в реконструкции ранней эволюции эукариот является локализация корня древа эукариот (EToL). Согласно оценкам, первая дивергенция могла произойти около 1,6-1,8 миллиардов лет назад (de Duve, 2007; Parfrey et al., 2011). Несмотря на значительные успехи в определении состава и филогенетических связей таких крупных эукариотических групп, как Opisthokonta, Archaeplastida, TSAR и Amoebozoa (Rodriguez-Ezpeleta et al., 2005; Steenkamp et al., 2006; Burki et al., 2007; Hampl et al., 2009; Adl et al., 2019; Cavalier-Smith et al., 2015) начальная точка расхождения этих и других линий остаётся предметом активных споров. Ранние гипотезы предполагали, что базальными эукариотами могли быть таксоны, лишённые митохондрий, такие как Microsporidia и представители Metamonada. Эти выводы основывались на представлении о том, что митохондрии возникли позднее как производное приобретение (Cavalier-Smith, 1987, 1993; Baldauf et al., 1996). Однако, более поздние геномные данные опровергли эту точку зрения, показав, что данные формы вторично утратили митохондрии (Keeling, 1998; Roger, 1999), что потребовало пересмотра всей концепции. Впоследствии была предложена гипотеза, согласно которой

наиболее глубокая дивергенция эукариотического ствола проходит между группами Unikonta (включающей Opisthokonta и Amoebozoa) и Bikonta (все остальные эукариоты), основанная на наличии специфических слияний генов (Stechmann, Cavalier-Smith, 2003). Эта модель получила широкое распространение и послужила основой для ряда более поздних филогеномных реконструкций. В частности, расширение филогеномных анализов за счёт включения представителей ранее малоизученных линий одноклеточных эукариот позволило уточнить состав и структуру обеих групп (Derelle, Lang, 2012; Derelle et al., 2015; Brown et al., 2018). В процессе пересмотра концепции Unikonta-Bikonta, в ряде работ была предложена новая группа Amorphea, включающая традиционные Unikonta и такие таксоны, как Breviata и Apusozoa (Adl et al., 2012; Derelle, Lang, 2012). На основе анализа белков бактериального происхождения было выдвинуто альтернативное деление эукариот на группу Opimoda (включающую Malawimonas, Collodictyon, Amorphea) и группу Diphoda, граница между которыми может представлять собой истинный корень EToL (Derelle et al., 2015; Torruella et al., 2025). В отдельных реконструкциях Ancyromonadida рассматриваются как ранняя ветвь, примыкающая либо к Opimoda, либо к Diphoda (Brown et al., 2018). Тем не менее, существуют и противоположные точки зрения, основанные на методах, отличных от суперматричных филогеномных подходов. Исследования, использующие альтернативные наборы данных и вычислительные стратегии, иногда приводят к совершенно иным вариантам положения корня, отклоняющимся от модели Unikonta-Bikonta или Opimoda-Diphoda (Rogozin et al., 2009; Wideman et al., 2013). Принимая во внимание развитие взглядов на корень древа эукариот и возможный тип организации клетки LECA, именно «экскаватная» морфология, по всей видимости, является отправной точкой, от которой в дальнейшем приобрело свои морфологические и биологические особенности всё разнообразие эукариотической жизни на земле (Torruella et al., 2025). Общий предок Malawimonas и остальных эукариот представляется наиболее подходящей моделью для отслеживания ранних эволюционных изменений

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Беляев Артем Олегович, 2025 год

ЛИТЕРАТУРА

1. Мыльников А.П. 1986. Ультратонкая структура жгутикового аппарата у бактериотрофного жгутиконосца Parabodo nitrophilus Skuja, 1948 (Kinetoplastea, Excavata). Цитология 28: 1056-1060.

2. Мыльников А.П. 2011. Kathablepharida Okamoto et Inouye 2005 // Протисты. Часть 3: Руководство по зоологии. Москва: Товарищество научных изданий КМК. С. 370-378.

3. Мыльников А.П., Тихоненков Д.В. 2009. Новый альвеолятный хищный жгутиконосец Colponema marisrubri (Colponemida, Alveolata) из Красного моря. Зоологический журнал 88:1163-1169

4. Поздняков И.Р., Соколова А.М., Ереськовский А.В., Карпов С.А. 2018. Структура кинетиды у хоаноцитов губок отрядов Spongillida и Scopalinida в свете эволюционных взаимоотношений внутри Demospongiae. Зоол. журн. 97(20): 1-18.

5. Тихоненков Д.В., Мазей Ю.А., Ембулаева Е.А. 2008. Деградационная сукцессия сообщества гетеротрофных жгутиконосцев в микрокосмах. Журнал общей биологии 69(1):57-64.

6. Фролов А.О., Корнакова Е.Е. 2001. Cryptobia udonellae sp. n. (Kinetoplastidea: Cryptobiida) — паразиты выделительной системы Udonella murmanica (Udonellida). Паразитология 35: 454-459.

7. Фролов А.О., Малышева М.Н. 2002. Ультраструктура жгутиконосца Cruzella marina (Kinetoplastidea). Цитология 44: 447-484.

8. Фролов А.О., Мыльников А.П., Малышева М.Н. 1997. Описание и электронно-микроскопическое исследование свободноживущего криптобиидного жгутиконосца Dimastigella mimosa sp. n. (Kinetoplastida, Cryptobiidae). Цитология 39: 447-448.

9. Adl S.M., Bass D., Lane C.E., Lukes J., Schoch C.L., Smirnov A., Agatha S., Berney C., Brown M.W., Burki F., Cárdenas P., Cepicka I., Chistyakova L., del Campo J., Dunthorn M., Edvardsen B., Eglit Y., Guillou L., Hampl V., Heiss A., Hoppenrath M., James T.Y., Karnkowska A., Karpov S., Kim E., Kolisko M.,

Kudryavtsev A., Lahr D.J.G., Lara E., Le Gall L., Lynn D.H., Mann D.G., Massana R., Mitchell E.A.D., Morrow C., Park J.S., Pawlowski J.W., Powell M.J., Richter D.J., Rueckert S., Shadwick L., Shimano S., Spiegel F.W., Torruella G., Youssef N., Zlatogursky V., Zhang Q. 2019. Revisions to the classification, nomenclature, and diversity of eukaryotes. J. Eukaryot. Microbiol. 66:4-119. https://doi.org/10.1111/jeu.12691

10. Adl S.M., Simpson A.G.B., Lane C.E., Lukes J., Bass D., Bowser S.S., Brown M.W., Burki F., Dunthorn M., Hampl V., Heiss A., Hoppenrath M., Lara E., Le Gall L., Lynn D.H., McManus H., Mitchell E.A.D., Mozley-Stanridge S.E., Parfrey L.W., Pawlowski J., Rueckert S., Shadwick L., Schoch C., Smirnov A., Spiegel F.W. 2012. The revised classification of eukaryotes. Journal of Eukaryot. Microbiol. 59: 429-493. https://doi.org/10.1111/n550-7408.2012.00644.x

11. Andersen R.A. 1991. The cytoskeleton of chromophyte algae. Protoplasma 164:143-159. https://doi.org/10.1007/BF01320820

12. Andersen R.A. 2004. Biology and systematics of heterokont and haptophyte algae. Am. J. Bot. 91: 1508-1522. https://doi.org/10.3732/ajb.91.10.1508

13. Andersen R.A., Wetherbee R. 1992. Microtubules of the flagellar apparatus are active during prey capture in the chrysophycean alga Epipyxis pulchra. Protoplasma 166: 8-20. https://doi.org/10.1007/BF01320138

14. Arndt H., Dietrich D., Auer B., Cleven E.-J., Grafenhan T., Weitere M., Mylnikov A.P. 2000. Functional diversity of heterotrophic flagellates in aquatic ecosystems. In: Leadbeater B.S.C., Green J.C. (eds). The Flagellates: Unity, Diversity and Evolution. London; New York: Taylor, Francis. pp. 240-268.

15. Azam F., Fenchel T., Field J.G., Gray J.S., Meyer-Reil L.A., Thingstad F. 1983. The ecological role of water-column microbes in the sea. Mar. Ecol. Prog. Ser. 10: 257-263.

16. Azovsky A.I., Tikhonenkov D.V., Mazei Y.A. 2016. An estimation of the global diversity and distribution of smallest eukaryotes: biogeography of marine

benthic heterotrophic flagellates. Protist 167:411-424. https://doi.org/10.1016/j.protis.2016.07.001

Balamuth W., Bradbury P.C., Schuster F.L. 1983. Ultrastructure of the amoeboflagellate Tetramitus rostratus. J. Protozool. 30: 379-388. https://doi.org/10.1111/j.1550-7408.1983.tb02946.x

17. Baldauf S.L., Palmer J.D., Doolittle W.F. 1996. The root of the universal tree and the origin of eukaryotes based on elongation factor phylogeny. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93(15): 7749-7754. https://doi.org/10.1073/pnas.93.15.7749

18. Barnes R.S.K., Calow P., Olive P.J.W., Golding D.W. 1998. The invertebrates: a new synthesis. Oxford: Blackwell Scientific. 536 p.

19. Barr D.J.S., Allan P.M.E. 1985. A comparison of the flagellar apparatus in Phytophthora, Saprolegnia, Thraustochytrium, and Rhizidiomyces. Can. J. Bot. 63: 138-154. https://doi.org/10.1139/b85-017

20. Bass D., Cavalier-Smith T. 2004. Phylum-specific environmental DNA analysis reveals remarkably high global biodiversity of Cercozoa (Protozoa). Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 54: 2393-2404. https://doi.org/10.1099/ijs.0.63229-0

21. Beech P.L., Heimann K., Melkonian M. 1991. Development of the flagellar apparatus during the cell cycle in unicellular algae. Protoplasma 164: 23-37.

22. Beech P.L., Wetherbee R., Pickett-Heaps J.D. 1988. Transformation of the flagella and associated flagellar components during cell division in the coccolithophorid Pleurochrysis carterae. Protoplasma 145: 37-46. https://doi.org/10.1007/BF01323254

23. Belyaev A.O., Karpov S.A., Keeling P.J., Tikhonenkov D.V. 2024. The nature of 'jaws': a new predatory representative of Provora and the ultrastructure of nibbling protists. Open Biol. 14: 240158. https://doi.org/10.1098/rsob.240158

24. Belyaev A.O., Zagumyonnyi D.G., Mylnikov A.P., Tikhonenkov D.V. 2022. The morphology, ultrastructure and molecular phylogeny of a new soil-dwelling kinetoplastid Avlakibodo gracilis gen. et sp. nov. (Neobodonida; Kinetoplastea). Protist 173: 125885. https://doi.org/10.1016/jprotis.2022.125885

25. Brâte J., Klaveness D., Rygh T., Jakobsen K.S., Shalchian-Tabrizi K. 2010. Telonemia-specific environmental 18S rDNA PCR reveals unknown diversity and multiple marine-freshwater colonizations. BMC Microbiol. 10:168. https://doi.org/10.1186/1471-2180-10-168

26. Breunig A., König H., Brugerolle G., Vickerman K., Hertel H. 1993. Isolation and ultrastructural features of a new strain of Dimastigella trypaniformis Sandon 1928 (Bodonina, Kinetoplastida) and comparison with a previously isolated strain. Eur. J. Protistol. 29: 416-424. https://doi.org/10.1016/S0932-4739(11)80404-9

27. Broers C.A.M., Stumm C.K., Vogels G.D., Brugerolle G. 1990. Psalteriomonas lanterna gen. nov., sp. nov., a free-living amoeboflagellate isolated from freshwater anaerobic sediments. Eur. J. Protistol. 25: 369-380. https://doi.org/10.1016/S0932-4739dD80185-9

28. Brooker B.E. 1971. Fine structure of Bodo saltans and Bodo caudatus (Zoomastigophorea: Protozoa) and their affinities with the Trypanosomatidae. Bull. Br. Mus. (Nat. Hist.) Zool. 22: 87-102. https://doi.org/10.5962/p.314196

29. Brown M.W., et al. 2018. Phylogenomics places orphan protistan lineages in a novel eukaryotic super-group. Genome Biol. Evol. 10: 427-433. https://doi.org/10.1093/gbe/evy014

30. Brugerolle G. 1985. Des trichocystes chez les bodonidés, un caractère phylogénétique supplémentaire entre Kinetoplastida et Euglenida. Protistologica 21: 339-348.

31. Brugerolle G. 1991. Flagellar and cytoskeletal systems in amitochondrial flagellates: Archamoeba, Metamonada and Parabasala. Protoplasma 164: 70-90. https://doi.org/10.1007/BF01320816

32. Brugerolle G. 2002. Colpodella vorax: ultrastructure, predation, life-cycle, mitosis, and phylogenetic relationships. Eur. J. Protistol. 38:113-125. https://doi.org/10.1078/0932-4739-00864

33. Brugerolle G., Mignot J.P. 1984. The cell characters of two helioflagellates related to the centrohelidian lineage: Dimorpha and Tetradimorpha. Orig. Life 13: 305-314. https://doi.org/10.1007/BF00927179

34. Brugerolle G., Patterson D.J. 1990. A cytological study of Aulacomonas submarina Skuja, 1939, a heterotrophic flagellate with a novel ultrastructural identity. Eur. J. Protistol. 25: 191-199. https://doi.org/10.1016/S0932-4739(11)80170-7

35. Brugerolle G., Patterson D.J. 1997. Ultrastructure of Trimastix convexa Hollande, an amitochondriate anaerobic flagellate with a previously undescribed organisation. Eur. J. Protistol. 33: 121-130. https://doi.org/10.1016/S0932-4739(97)80061-6

36. Brugerolle G., Simpson A.G.B. 2004. The flagellar apparatus of heteroloboseans. J. Eukaryot. Microbiol. 51: 96-106. https://doi.org/10.1111/i.1550-7408.2004.tb00169.x

37. Burki F., Kaplan M., Tikhonenkov D.V., Zlatogursky V., Minh B.Q., Radaykina L.V., Smirnov A., Mylnikov A.P., Keeling P.J. 2016. Untangling the early diversification of eukaryotes: a phylogenomic study of the evolutionary origins of Centrohelida, Haptophyta, and Cryptista. Proc. R. Soc. B Biol. Sci. 283: 20152802. https://doi.org/10.1098/rspb.2015.2802

38. Burki F., Roger A.J., Brown M.W., Simpson A.G.B. 2020. The new tree of eukaryotes. Trends Ecol. Evol. 35:43-55. https://doi.org/10.1016Zj.tree.2019.08.008

39. Burki F., Sandin M.M., Jamy M. 2021. Diversity and ecology of protists revealed by metabarcoding. Curr. Biol. 31: R1267-R1280. https://doi.org/10.1016/jcub.2021.07.066

40. Burki F., Shalchian-Tabrizi K., Minge M., Skj^veland Ä., Nikolaev S.I., et al. 2007. Phylogenomics reshuffles the eukaryotic supergroups. PLoS ONE 2(8): e790. https://doi.org/10.1371/iournal.pone.0000790

41. Burzell L.A. 1975. Fine structure of Bodocurvifilus Griessmann (Kinetoplastida: Bodonidae). J. Protozool. 22: 35-39. https://doi.org/10.1111/U550-7408.1975.tb00942.x

42. Carvalho-Santos Z., Azimzadeh J., Pereira-Leal J.B., Bettencourt-Dias M. 2011. Evolution: tracing the origins of centrioles, cilia, and flagella. J. Cell Biol. 194: 165-175. https://doi.org/10.1083/icb.201011152

43. Cavalier-Smith T. 1981a. Eukaryote kingdoms: seven or nine? Biosystems 14(3-4): 461-481. https://doi.org/10.1016/0303-2647(81)90050-2

44. Cavalier-Smith T. 1981b. The origin and early evolution of the eukaryotic cell. In: Carlile M.J., Collins J.F., Moseley B.E.B. (eds). Molecular and cellular aspects of microbial evolution. Cambridge: Cambridge University Press. pp. 3384.

45. Cavalier-Smith T. 1987. The origin of eukaryote and archaebacterial cells. Ann. N.Y. Acad. Sci. 503: 17-54. https://doi.org/10.1111/n749-6632.1987.tb40596.x

46. Cavalier-Smith T. 1993. Kingdom Protozoa and its 18 phyla. Microbiol. Rev. 57: 953-994. https://doi.org/10.1128/mr.57.4.953-994.1993

47. Cavalier-Smith T. 2000. Flagellate megaevolution: the basis for eukaryote diversification. In: Green J.C., Leadbeater B.S.C. (eds). The Flagellates: Unity, Diversity and Evolution. London: Taylor , Francis. pp. 361-390.

48. Cavalier-Smith T. 2003. Protist phylogeny and the high-level classification of Protozoa. Eur. J. Protistol. 39: 338-348. https://doi.org/10.1078/0932-4739-00002

49. Cavalier-Smith T. 2013. Early evolution of eukaryote feeding modes, cell structural diversity, and classification of the protozoan phyla Loukozoa, Sulcozoa, and Choanozoa. Eur. J. Protistol. 49: 115-178. https://doi.org/10.1016/i.eiop.2012.06.001

50. Cavalier-Smith T. 2014. The neomuran revolution and phagotrophic origin of eukaryotes and cilia in the light of intracellular coevolution and a revised tree of

life. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 6(9): a016006. https://doi.org/10.1101/cshperspect.a016006

51. Cavalier-Smith T. 2018. Kingdom Chromista and its eight phyla: a new synthesis emphasising periplastid protein targeting, cytoskeletal and periplastid evolution, and ancient divergences. Protoplasma 255:297-357. https://doi.org/10.1007/s00709-017-1147-3

52. Cavalier-Smith T. 2022. Ciliary transition zone evolution and the root of the eukaryote tree: implications for opisthokont origin and classification of kingdoms Protozoa, Plantae, and Fungi. Protoplasma 259:487-593. https://doi.org/10.1007/s00709-021-01665-7

53. Cavalier-Smith T., Chao E.E. 2004. Protalveolate phylogeny and systematics and the origins of Sporozoa and dinoflagellates (phylum Myzozoa nom. nov.). Eur. J. Protistol. 40:185-212. https://doi.org/10.1016/j.ejop.2004.01.002

54. Cavalier-Smith T., Chao E.E., Lewis R. 2015. Multiple origins of Heliozoa from flagellate ancestors: new cryptist subphylum Corbihelia, superclass Corbistoma, and monophyly of Haptista, Cryptista, Hacrobia and Chromista. Mol. Phylogenet. Evol. 93:331-362. https://doi.org/10.1016/jympev.2015.07.004

55. Cavalier-Smith T., Lewis R., Chao E.E., Oates B., Bass D. 2009. Helkesimastix marina n. sp. (Cercozoa: Sainouroidea superfam. n.), a gliding zooflagellate of novel ultrastructure and unusual ciliary behaviour. Protist 160:452-479. https://doi.org/10.1016Zj.protis.2009.03.003

56. Cavalier-Smith T., von der Heyden S. 2007. Molecular phylogeny, scale evolution and taxonomy of centrohelid heliozoa. Mol. Phylogenet. Evol. 44: 1186-1203. https://doi.org/10.1016/iympev.2007.04.019

57. Cepicka I., Dolan M.F., Gile G.H. 2016. Parabasalia // Handbook of the protists / Eds. J.M. Archibald, A.G.B. Simpson, C.H. Slamovits. Cham: Springer. Pp. 1144. https://doi.org/10.1007/978-3-319-32669-6 9-1

58. Cepicka I., Valt M., Panek T., Mirzoyan S., Tice A., et al. 2025. Rare microbial relict sheds light on an ancient eukaryotic supergroup. Preprint at Research Square. https://doi.org/10.21203/rs.3.rs-5245440/v1

59. Cho A., Tikhonenkov D.V., Hehenberger E., Karnkowska A., Mylnikov A.P., Keeling P.J. 2022. Monophyly of diverse Bigyromonadea and their impact on phylogenomic relationships within Stramenopiles. Mol. Phylogenet. Evol. 171:107468. https://doi.org/10.1016/j.ympev.2022. 107468

60. Cho A., Tikhonenkov D.V., Lax G., Prokina K.I., Keeling P.J. 2024. Phylogenomic position of genetically diverse phagotrophic stramenopile flagellates in the sediment-associated MAST-6 lineage and a potentially halotolerant placididean. Mol. Phylogenet. Evol. 190:107964. https://doi.org/10.1016/j.ympev.2023.107964

61. Cooney E.C., Holt C.C., Jacko-Reynolds V.K.L., Leander B.S., Keeling P.J. 2023. Photosystems in the eye-like organelles of heterotrophic warnowiid dinoflagellates. Curr. Biol. 33:4252-4260. https://doi.org/10.1016Zj.cub.2023.08.052

62. de Duve C. 2007. The origin of eukaryotes: a reappraisal. Nat. Rev. Genet. 8: 395-403. https://doi.org/10.1038/nrg2071

63. Deane J., Hill D., Brett S., McFadden G. 1998. Hanusia phi gen. et sp. nov. (Cryptophyceae): characterization of 'Cryptomonas sp.'. Eur. J. Phycol. 33: 149-154. https://doi.org/10.1080/09670269810001736643

64. del Campo J., Kolisko M., Boscaro V., Santoferrara L.F., Nenarokov S., Massana R., Guillou L., Simpson A.G.B., Berney C., de Vargas C., Brown M.W., Keeling P.J., Parfrey L.W., ... [h gp.] 2018. EukRef: phylogenetic curation of ribosomal RNA to enhance understanding of eukaryotic diversity and distribution. PLoS Biol. 16:e2005849. https://doi.org/10.1371/iournal.pbio.2005849

65. del Campo J., Sieracki M.E., Molestina R., Keeling P., Massana R., Ruiz-Trillo I. 2014. The others: our biased perspective of eukaryotic genomes. Trends Ecol. Evol. 29:252-259. https://doi.org/10.1016/j.tree.2014.03.006

66. Delwiche C.F., Cooper E.D. 2015. The evolutionary origin of a terrestrial flora. Curr. Biol. 25: R899-R910. https://doi.org/10.1016/jcub.2015.08.029

67. Derelle R., et al. 2015. Bacterial proteins pinpoint a single eukaryotic root. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 112: E693-E699. https://doi.org/10.1073/pnas.1420657112

68. Derelle R., Lang B.F. 2012. Rooting the eukaryotic tree with mitochondrial and bacterial proteins. Mol. Biol. Evol. 29: 1277-1289. https://doi.org/10.1093/molbev/msr295

69. Eglit Y., Shiratori T., Jerlstrom-Hultqvist J., Williamson K., Roger A.J., Ishida K.-I., Simpson A.G.B. 2024. Meteora sporadica, a protist with incredible cell architecture, is related to Hemimastigophora. Curr. Biol. 34(2): 285-293. https://doi.org/10.1016/icub.2023.12.032

70. Ekelund F., Patterson D.J. 1997. Some heterotrophic flagellates from a cultivated garden soil in Australia. Arch. Protistenkd. 148: 461-478. https://doi.org/10.1016/S0003-9365(97)80022-X

71. Embley T.M., Martin W. 2006. Eukaryotic evolution, changes and challenges. Nature 440: 623-630. https://doi.org/10.1038/nature04546

72. Eyden B.P. 1977. Morphology and ultrastructure of Bodo designis Skuja, 1948. Protistologica 13: 169-179.

73. Fenchel T. 1987. Ecology of protozoa: the biology of free-living phagotrophic protists. Berlin: Springer.

74. Fenchel T. 2008. The microbial loop—25 years later. J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 366: 99-103. https://doi.org/10.1016/iiembe.2008.07.013

75. Fenchel T., Patterson D.J. 1986. Percolomonas cosmopolitus (Ruinen) n. gen., a new type of filter-feeding flagellate from marine plankton. J. Mar. Biol. Assoc. U.K. 66: 465-482. https://doi.org/10.1017/S0025315400043078

76. Flavin M., Nerad T.A. 1993. Reclinomonas americana n. g., n. sp., a new freshwater heterotrophic flagellate. J. Eukaryot. Microbiol. 40: 172-179. https://doi.org/10.1111/i.1550-7408.1993.tb04900.x

77. Flegontova O., Flegontov P., Londono P.A.C., Walczowski W., Santic D., Edgcomb V.P., Lukes J., Horak A. 2020. Environmental determinants of the

distribution of planktonic diplonemids and kinetoplastids in the oceans. Environ. Microbiol. 22: 4014-4031. https://doi.org/10.1111/1462-2920.15190

78. Flegontova O., Flegontov P., Malviya S., Poulain J., de Vargas C., Bowler C., Lukes J., Horák A. 2018. Neobodonids are dominant kinetoplastids in the global ocean. Environ. Microbiol. 20: 878-889. https://doi.org/10.1111/1462-2920.14034

79. Foissner I., Foissner W. 1993. Revision of the family Spironemidae Doflein (Protista, Hemimastigophora), with description of two new species, Spironema terricola n. sp. and Stereonema geiseri n. g., n. sp. J. Eukaryot. Microbiol. 40:422-438. https://doi.org/10.1111/j.1550-7408.1993.tb04936.x

80. Foissner W., Blatterer H., Foissner I. 1988. The Hemimastigophora (Hemimastix amphikineta nov. gen., nov. spec.), a new protistan phylum from Gondwanian soils. Eur. J. Protistol. 23:361-383. https://doi.org/10.1016/S0932-4739(88)80027-0

81. Francis S.S., Sfakianos J., Lo B., Mellman I. 2011. A hierarchy of signals regulates entry of membrane proteins into the ciliary membrane domain in epithelial cells. J. Cell Biol. 193(1): 219-233. https://doi.org/10.1083/jcb.201009001

82. Frolov A.O., Karpov S.A. 1995. Comparative morphology of kinetoplastids. Tsitologiya 37: 1072-1096.

83. Gawryluk R.M.R., Tikhonenkov D.V., Hehenberger E., Husnik F., Mylnikov A.P., Keeling P.J. 2019. Non-photosynthetic predators are sister to red algae. Nature 572: 240-243. https://doi.org/10.1038/s41586-019-1398-6

84. Geisen S., Laros I., Vizcaíno A., Bonkowski M., De Groot G.A. 2015a. Not all are free-living: high-throughput DNA metabarcoding reveals a diverse community of protists parasitizing soil metazoa. Mol. Ecol. 24: 4556-4569. https://doi.org/10.1111/mec.13238

85. Geisen S., Mitchell E.A.D., Adl S., Bonkowski M., Dunthorn M., Ekelund F., Fernández L.D., Jousset A., Krashevska V., Singer D., Spiegel F.W., Walochnik

J., Lara E. 2018. Soil protists: a fertile frontier in soil biology research. FEMS Microbiol. Rev. 42: 293-323. https://doi.org/10.1093/femsre/fuy006

86. Geisen S., Mitchell E.A.D., Wilkinson D.M., Adl S., Bonkowski M., Brown M.W., Fiore-Donno A.M., Heger T.J., Jassey V.E.J., Krashevska V., Lahr D.J.G., Marcisz K., Mulot M., Payne R., Singer D., Anderson O.R., Charman D.J., Ekelund F., Griffiths B.S., R0nn R., Lara E. 2017. Soil protistology rebooted: 30 fundamental questions to start with. Soil Biol. Biochem. 111: 94103. https://doi.org/10.1016/jsoilbio.2017.04.001

87. Geisen S., Tveit A.T., Clark I.M., Richter A., Svenning M.M., Bonkowski M., Urich T. 2015b. Metatranscriptomic census of active protists in soils. ISME J. 9: 2178-2190. https://doi.org/10.1038/ismej.2015.30

88. Gibbons I.R. 1981. Cilia and flagella of eukaryotes. J. Cell Biol. 91: 107s-124s.

89. Gibbons I.R., Grimstone A.V. 1960. On flagellar structure in certain flagellates. J. Biophys. Biochem. Cytol. 7: 697-716.

90. Gile G.H., James E.R., Scheffrahn R.H., Carpenter K.J., Harper J.T., Keeling P.J. 2011. Molecular and morphological analysis of the family Calonymphidae with a description of Calonympha chia sp. nov., Snyderella kirbyi sp. nov., Snyderella swezyae sp. nov. and Snyderella yamini sp. nov. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 61: 2547-2558. https://doi.org/10.1099/ijs.0.028480-0

91. Gold V.A., Chroscicki P., Bragoszewski P., Chacinska A. 2017. Visualization of cytosolic ribosomes on the surface of mitochondria by electron cryo-tomography. EMBO Rep. 18: 1786-1800. https://doi.org/10.15252/embr.201744261

92. Goodwin J.D., Lee T.F., Kugrens P., Simpson A.G.B. 2018. Allobodo chlorophagus n. gen., n. sp., a kinetoplastid that infiltrates and feeds on the invasive alga Codium fragile. Protist 169: 911-925. https://doi.org/10.1016/jprotis.2018.07.001

93. Grabherr M.G., Haas B.J., Yassour M., Levin J.Z., Thompson D.A., Amit I., Adiconis X., Fan L., Raychowdhury R., Zeng Q., Chen Z., Mauceli E., Hacohen N., Gnirke A., Rhind N., di Palma F., Birren B.W., Nusbaum C., Lindblad-Toh

K., Friedman N., Regev A. 2011. Full-length transcriptome assembly from RNA-seq data without a reference genome. Nat. Biotechnol. 29:644-652. https://doi.org/10.1038/nbt.1883

94. Graham L.E., Wilcox L.W. 2000. Algae. Upper Saddle River, New Jersey, USA: Prentice Hall. 640 p.

95. Grattepanche J.D., Walker L.M., Ott B.M., Paim Pinto D.L., Delwiche C.F., Lane C.E., Katz L.A. 2018. Microbial diversity in the eukaryotic SAR clade: illuminating the darkness between morphology and molecular data. BioEssays 40:e1700198. https://doi.org/10.1002/bies.201700198

96. Griessmann K. 1913. Über marine Flagellaten. Arch. Protistenkd. 32:1-78.

97. Grossmann L., Jensen M., Heider D., Jost S., Glücksman E., Hartikainen H., Mahamdallie S.S., Gardner M., Hoffmann D., Bass D., Boenigk J. 2016. Protistan community analysis: key findings of a large-scale molecular sampling. ISME J. 10: 2269-2279. https://doi.org/10.1038/ismei.2016.10

98. Hackett J.D., Yoon H.S., Li S., Reyes-Prieto A., Rümmele S.E., Bhattacharya D. 2007. Phylogenomic analysis supports the monophyly of cryptophytes and haptophytes and the association of rhizaria with chromalveolates. Mol. Biol. Evol. 24:1702-1713. https://doi.org/10.1093/molbev/msm089

99. Hampl V., Hug L., Leigh J.W., Dacks J.B., Lang B.F., Simpson A.G.B., Roger A.J. 2009. Phylogenomic analyses support the monophyly of Excavata and resolve relationships among eukaryotic "supergroups". Proc. Natl. Acad. Sci. USA 106(10): 3859-3864. https://doi.org/10.1073/pnas.0807880106

100. Harder C.B., Ekelund F., Karpov S.A. 2014. Ultrastructure and phylogenetic position of Regin rotiferus and Otto terricolus genera et species novae (Bicosoecida, Heterokonta/Stramenopiles). Protist 165:144-160. https://doi.org/10.1016/j.protis.2014.01.004

101. Harder C.B., R0nn R., Brejnrod A., Bass D., Abu Al-Soud W., Ekelund F. 2016. Local diversity of heathland Cercozoa explored by in-depth sequencing. ISME J. 10: 2488-2497. https://doi.org/10.1038/ismei.2016.31

102. Harmer J., Yurchenko V., Nenarokova A., Lukes J., Ginger M.L. 2018. Farming, slaving and enslavement: histories of endosymbioses during kinetoplastid evolution. Parasitology 145: 1311-1323. https://doi.org/10.1017/S0031182018000781

103. Hausmann K., Hülsmann N., Radek R. 2003. Protistology. 3rd ed. Stuttgart: E. Schweizerbart'sche Verlagsbuchhandlung. 379 p.

104. Hehenberger E., Tikhonenkov D.V., Kolisko M., del Campo J., Esaulov A.S., Mylnikov A.P., Keeling P.J. 2017. Novel predators reshape holozoan phylogeny and reveal the presence of a two-component signaling system in the ancestor of animals. Curr. Biol. 27:2043-2050.e6. https://doi.org/10.1016/j.cub.2017.06.006

105. Heimann K., Benting J., Timmermann S., Melkonian M. 1989. The flagellar developmental cycle in algae. Protoplasma 153: 14-23. https://doi.org/10.1007/BF01322460

106. Heiss A.A., Kolisko M., Ekelund F., Brown M.W., Roger A.J., Simpson A.G.B. 2018. Combined morphological and phylogenomic re-examination of malawimonads, a critical taxon for inferring the evolutionary history of eukaryotes. R. Soc. Open Sci. 5:171707. https://doi.org/10.1098/rsos.171707

107. Heiss A.A., Walker G., Simpson A.G.B. 2013. The microtubular cytoskeleton of the apusomonad Thecamonas, a sister lineage to the Opisthokonts. Protist 164: 598-621. https://doi.org/10.1016/jprotis.2013.05.005

108. Heiss A.A., Warring S.D., Lukacs K., Favate J., Yang A., Gyaltshen Y., Filardi C., Simpson A.G.B., Kim E. 2021. Description of Imasa heleensis, gen. nov., sp. nov. (Imasidae, fam. nov.), a deep-branching marine malawimonad and possible key taxon in understanding early eukaryotic evolution. J. Eukaryot. Microbiol. 68:e12837. https://doi.org/10.1111/jeu.12837

109. Hirose E., Nozawa A., Kumagai A., Kitamura S. 2012. Azumiobodo hoyamushi gen. nov. et sp. nov. (Euglenozoa, Kinetoplastea, Neobodonida): a pathogenic kinetoplastid causing the soft tunic syndrome in ascidian aquaculture. Dis. Aquat. Org. 97: 227-235. https://doi.org/10.3354/dao02422

110. Inouye I. 1993. Flagella and flagellar apparatuses of algae // Ultrastructure of microalgae / Ed. T. Berner. Boca Raton: CRC Press. Pp. 99-133.

111. Ishino T., Chinzei Y., Yuda M. 2005. A Plasmodium sporozoite protein with a membrane attack complex domain is required for breaching the liver sinusoidal cell layer prior to hepatocyte infection. Cell. Microbiol. 7:199-208. https://doi.org/10.1111/j.1462-5822.2004.00447.x

112. Jamy M., Foster R., Barbera P., Czech L., Kozlov A., Stamatakis A., Bending G., Hilton S., Bass D., Burki F. 2020. Long-read metabarcoding of the eukaryotic rDNA operon to phylogenetically and taxonomically resolve environmental diversity. Mol. Ecol. Resour. 20: 429-443. https://doi.org/10.1111/1755-0998.13117

113. Janouskovec J., Tikhonenkov D.V., Burki F., Howe A.T., Rohwer F.L., Mylnikov A.P., Keeling P.J. 2017. A new lineage of eukaryotes illuminates early mitochondrial genome reduction. Curr. Biol. 27:3717-3724. https://doi.org/10.1016Zj.cub.2017.10.051

114. Karpov S.A. 1997. Cercomonads and their relationship to the myxomycetes. Arch. Protistenkd. 148: 297-307. https://doi.org/10.1016/S0003-9365(97)80010-3

115. Karpov S.A. 2000. Flagellate phylogeny: ultrastructural approach. In: Leadbeater B.S.C., Green J.C. (eds). The Flagellates. Systematics Association Special Publications. London: Taylor, Francis. pp. 336-360.

116. Karpov S.A. 2007. The flagellar apparatus structure ofApusomonasproboscidea and apusomonad relationships. Protistology 5: 146-155.

117. Karpov S.A., Bass D., Mylnikov A.P., Cavalier-Smith T. 2006. Molecular phylogeny of Cercomonadidae and kinetid patterns of Cercomonas and Eocercomonas gen. nov. (Cercomonadida, Cercozoa). Protist 157: 125-158. https://doi.org/10.1016/iprotis.2006.01.001

118. Karpov S.A., Ekelund F., Moestrup 0. 2003. Katabia gromovi gen. nov., sp. nov., a new soil flagellate with affinities to Heteromita (Cercomonadida). Protistology 3: 30-41.

119. Karpov S.A., Fokin S. 1995. The structural diversity of flagellar transitional zone in heterotrophic flagellates and other protists. Cytology 37: 1038-1052.

120. Karpov S.A., Kersanach R., Williams D.M. 1998. Ultrastructure and 18S rRNA gene sequence of a small heterotrophic flagellate Siluania monomastiga gen. et sp. nov. (Bicosoecida). Eur. J. Protistol. 34: 415-425. https://doi.org/10.1016/S0932-4739(98)80010-2

121. Karpov S.A., Sogin M.L., Silberman J.D. 2001. Rootlet homology, taxonomy, and phylogeny of bicosoecids based on 18S rRNA gene sequences. Protistology 2: 34-47.

122. Katoh K., Misawa K., Kuma K.I., Miyata T. 2002. MAFFT: a novel method for rapid multiple sequence alignment based on fast Fourier transform. Nucleic Acids Res. 30:3059-3066. https://doi.org/10.1093/nar/gkf436

123. Katoh K., Standley D.M. 2013. MAFFT multiple sequence alignment software version 7: improvements in performance and usability. Mol. Biol. Evol. 30:772780. https://doi.org/10.1093/molbev/mst010

124. Katoh K., Standley D.M. 2013. MAFFT multiple sequence alignment software version 7: improvements in performance and usability. Mol. Biol. Evol. 30: 772780. https://doi.org/10.1093/molbev/mst010

125. Kee H.L., Dishinger J.F., Blasius T.L., Liu C.J., Margolis B., Verhey K.J. 2012. A size-exclusion permeability barrier and nucleoporins characterize a ciliary pore complex that regulates transport into cilia. Nat. Cell Biol. 14(4): 431-437. https://doi.org/10.1038/ncb2450

126. Keeling P.J. 1998. A kingdom's progress: Archezoa and the origin of eukaryotes. Bioessays 20: 87-95. https://doi.org/10.1002/(SICI)1521-1878(199801)20:1

127. Keeling P.J. 2002. Molecular phylogenetic position of Trichomitopsis termopsidis (Parabasalia) and evidence for the Trichomitopsiinae. Eur. J. Protistol. 38: 279-286. https://doi.org/10.1078/0932-4739-00874

128. Keeling P.J. 2010. The endosymbiotic origin, diversification and fate of plastids. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci. 365: 729-748. https://doi.org/10.1098/rstb.2009.0103

129. Keeling P.J. 2013. The number, speed, and impact of plastid endosymbioses in eukaryotic evolution. Annu. Rev. Plant Biol. 64: 583-607. https://doi.org/10.1146/annurev-arplant-050312-120144

130. Keeling P.J., Burki F. 2019. Progress towards the tree of eukaryotes. Curr. Biol. 29:R808-R817. https://doi.org/10.1016/j.cub.2019.07.031

131. Keeling P.J., Poulsen N., McFadden G.I. 1998. Phylogenetic diversity of parabasalian symbionts from termites, including the phylogenetic position of Pseudotrypanosoma and Trichonympha. J. Eukaryot. Microbiol. 45:643-650. https://doi.org/10.1111/j.1550-7408.1998.tb04561.x

132. Kellems R.E., Allison V.F., Butow R.A. 1975. Cytoplasmic type 80S ribosomes associated with yeast mitochondria. IV. Attachment of ribosomes to the outer membrane of isolated mitochondria. J. Cell Biol. 65: 1-14. https://doi.org/10.1083/icb.65.L1

133. Kim E., Yubuki N., Leander B.S., Graham L.E. 2010. Ultrastructure and 18S rDNA phylogeny of Apoikia lindahlii comb. nov. (Chrysophyceae) and its epibiontic protists, Filos agilis gen. et sp. nov. (Bicosoecida) and Nanos amicus gen. et sp. nov. (Bicosoecida). Protist 161: 177-196. https://doi.org/10.1016/i.protis.2009.09.003

134. Ki0rboe T. 2024. Predation in a microbial world: mechanisms and trade-offs of flagellate foraging. Annu. Rev. Mar. Sci. 16: 361-381. https://doi.org/10.1146/annurev-marine-020123-102001

135. Klaveness D., Shalchian-Tabrizi K., Thomsen H.A., Eikrem W., Jakobsen K.S. 2005. Telonema antarcticum sp. nov., a common marine phagotrophic flagellate. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 55:2595-2604. https://doi.org/10.1099/ijs.0.63652-0

136. Koch T.A., Ekelund F. 2005. Strains of the heterotrophic flagellate Bodo designis from different environments vary considerably with respect to salinity

preference and SSU rRNA gene composition. Protist 156: 97-112. https://doi.org/10.1016/jprotis.2004.12.001

137. Kostygov A.Y., Karnkowska A., Votypka J., Tashyreva D., Maciszewski K., Yurchenko V., Lukes J. 2021. Euglenozoa: taxonomy, diversity and ecology, symbioses and viruses. Open Biol. 11: 200407. https://doi.org/10.1098/rsob.200407

138. Kozlov A.M., Darriba D., Flouri T., Morel B., Stamatakis A. 2019. RAxML-NG: a fast, scalable and user-friendly tool for maximum likelihood phylogenetic inference. Bioinformatics 35: 4453-4455. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btz305

139. Kugrens P., Lee R.E., Andersen R.A. 1987. Ultrastructural variations in Cryptomonas flagella. J. Phycol. 23: 511-518. https://doi.org/10.1111/j1529-8817.1987.tb04199.x

140. Lanfear R., Kokko H., Eyre-Walker A. 2014. Population size and the rate of evolution. Trends Ecol. Evol. 29:33-41. https://doi.org/10.1016Zj.tree.2013.09.009

141. Lara E., Chatzinotas A., Simpson A.G.B. 2006. Andalucia n. gen.—the deepest branch within Jakobids (Jakobida; Excavata), based on morphological and molecular study of a new flagellate from soil. J. Eukaryot. Microbiol. 53: 112120. https://doi.org/10.1111/i.1550-7408.2005.00081.x

142. Larsen J., Patterson D.J. 1990. Some flagellates (Protista) from tropical marine sediments. J. Nat. Hist. 24: 801-937. https://doi.org/10.1080/00222939000770571

143. Lax G., Eglit Y., Eme L., Bertrand E.M., Roger A.J., Simpson A.G.B. 2018. Hemimastigophora is a novel supra-kingdom-level lineage of eukaryotes. Nature 564:410-414. https://doi.org/10.1038/s41586-018-0708-8

144. Leander B.S. 2023. Eukaryotic evolution: Deep phylogeny does not imply morphological novelty. Curr. Biol. 33:R112-R114. https://doi.org/10.1016/j.cub.2022.12.016

145. Lee R.E., Kugrens P. 1991. Katablepharis ovalis, a colorless flagellate with interesting cytological characteristics. J. Phycol. 27: 505-513. https://doi.org/10.1111/j.0022-3646.1991.00505.x

146. Lee W.J., Patterson D.J. 1998. Diversity and geographic distribution of free-living heterotrophic flagellates - analysis by PRIMER. Protist 149:229-244. https://doi.org/10.1016/S1434-4610(98)70031-8

147. Leliaert F., Tronholm A., Lemieux C., Turmel M., De Priest M.S., Bhattacharya D., Karol K.G., Fredericq S., Zechman F.W., Lopez-Bautista J.M. 2016. Chloroplast phylogenomic analyses reveal the deepest-branching lineage of the Chlorophyta, Palmophyllophyceae class. nov. Sci. Rep. 6: 25367. https://doi.org/10.1038/srep25367

148. Lewis L.A. 2017. Hold the salt: freshwater origin of primary plastids. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 114: 9759-9760. https://doi.org/10.1073/pnas.1712956114

149. Lewis L.A., Lewis P.O. 2005. Unearthing the molecular phylodiversity of desert soil green algae (Chlorophyta). Syst. Biol. 54: 936-947. https://doi.org/10.1080/10635150500354852

150. Lindberg R.E., Bovee E.C. 1976. Induction of phagocytosis and 'cannibalism' by the giant ameba, Chaos carolinensis. J. Protozool. 23:349-355. https://doi.org/10.1111/j.1550-7408.1976.tb03782.x

151. Luft J.H. 1961. Improvements in epoxy resin embedding methods. J. Biophys. Biochem. Cytol. 9: 409-414. https://doi.org/10.1083/jcb.9.2.409

152. Lukes J., Guilbride D.L., Votypka J., Zikova A., Benne R., Englund P.T. 2002. Kinetoplast DNA network: evolution of an improbable structure. Eukaryot. Cell 1: 495-502. https://doi.org/10.1128/EC.1.4.495-502.2002

153. Lukes J., Skalicky T., Tyc J., Votypka J., Yurchenko V. 2014. Evolution of parasitism in kinetoplastid flagellates. Mol. Biochem. Parasitol. 195: 115-122. https://doi.org/10.1016/imolbiopara.2014.05.007

154. Luporini P., Alimenti C., Vallesi A. 2015. Ciliate pheromone structures and activity: a review. Ital. J. Zool. 82:3-14. https://doi.org/10.1080/11250003.2014.976282

155. Lynn D.H. 1981. The organization and evolution of microtubular organelles in ciliated protozoa. Biol. Rev. 56(2): 243-292. https://doi.org/10.1111/n469-185X.1981.tb00350.x

156. Lynn D.H. 1991. The implications of recent descriptions of kinetid structure to the systematics of the ciliated protists. Protoplasma 164: 123-142. https://doi.org/10.1007/BF01320819

157. Mahé F., De Vargas C., Bass D., Czech L., Stamatakis A., Lara E., Singer D., Mayor J., Bunge J., Sernaker S., Siemensmeyer T., Trautmann I., Romac S., Berney C., Kozlov A., Mitchell E.A.D., Seppey C.V.W., Egge E., Lentendu G., Wirth R., Trueba G., Dunthorn M. 2017. Parasites dominate hyperdiverse soil protist communities in Neotropical rainforests. Nat. Ecol. Evol. 1: 91. https://doi.org/10.1038/s41559-017-0091

158. Margulis L. 1970. Origin of eukaryotic cells: evidence and research implications for a theory of the origin and evolution of microbial, plant, and animal cells on the Precambrian Earth. New Haven: Yale University Press. 349 p.

159. Massana R., Campo J., Sieracki M.E., Audic S., Logares R. 2014. Exploring the uncultured microeukaryote majority in the oceans: reevaluation of ribogroups within stramenopiles. ISME J. 8:854-866. https://doi.org/10.103 8/ismej.2013.204

160. Medlin L., Elwood H.J., Stickel S., Sogin M.L. 1988. The characterization of enzymatically amplified eukaryotic 16S-like rRNA-coding regions. Gene 71: 491-499. https://doi.org/10.1016/0378-1119(88)90066-2

161. Melkonian M. 1980. Ultrastructural aspects of basal body associated fibrous structures in green algae: a critical review. BioSystems 12: 85-104. https://doi.org/10.1016/0303-2647(80)90040-4

162. Melkonian M. 1984. Flagellar apparatus ultrastructure in relation to green algal classification. In: Irvine D.E.G., John D.M. (eds). Systematics of the green algae. Systematics Association Special Volume 27. London; Orlando: Academic Press. pp. 73-120.

163. Melkonian M. 1984. Flagellar root-mediated interactions between the flagellar apparatus and cell organelles in green algae // Compartments in algal cells and their interaction / Eds. W. Wiessner, D.G. Robinson, R.C. Starr. Berlin: Springer. Pp. 96-108.

164. Mitchell D.R. 2007. The evolution of eukaryotic cilia and flagella as motile and sensory organelles. In: Jekely G. (ed). Organelles, genomes and eukaryotic evolution. Berlin: Springer. pp. 130-150. https://doi.org/10.1007/978-0-387-74021-8 11

165. Miyagishima S.Y., Nakanishi H., Kabeya Y. 2011. Structure, regulation, and evolution of the plastid division machinery. Int. Rev. Cell Mol. Biol. 291: 115153. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-386035-4.00003-3

166. Moestrup 0. 1978. On the phylogenetic validity of the flagellar apparatus in green algae and other chlorophyll a- and b-containing plants. BioSystems 10: 117-144. https://doi.org/10.1016/0303-2647(78)90035-7

167. Moestrup 0. 2000. The flagellar cytoskeleton: introduction of general terminology for microtubular flagellar roots in protists. In: Green J.C., Leadbeater B.S.C. (eds). The Flagellates: Unity, Diversity and Evolution. London: Taylor, Francis. pp. 69-94.

168. Moestrup 0., Hori T. 1989. Ultrastructure of the flagellar apparatus in Pyramimonas octopus (Prasinophyceae). II. Flagellar roots, connecting fibers, and numbering of individual flagella in green algae. Protoplasma 148(1): 41-56. https://doi.org/10.1007/BF01403990

169. Moestrup 0., Thomsen H.A. 1976. Fine structural studies on the flagellate genus Bicoeca. I. Bicoeca maris with particular emphasis on the flagellar apparatus. Protistologica 12: 101-120.

170. Moreira D., Lopez-Garcia P., Vickerman K. 2004. An updated view of kinetoplastid phylogeny using environmental sequences and a closer outgroup: proposal for a new classification of the class Kinetoplastea. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 54: 1861-1875. https://doi.org/10.1099/ijs.0.63081-0

171. Morita-Yamamuro C., Tsutsui T., Sato M., Yoshioka H., Tamaoki M., Ogawa D., Matsuura H., Yoshihara T., Ikeda A., Uyeda I., Yamaguchi J., Meshi T., Ohashi Y. 2005. The Arabidopsis gene CAD1 controls programmed cell death in the plant immune system and encodes a protein containing a MACPF domain. Plant Cell Physiol. 46:902-912. https://doi.org/10.1093/pcp/pci095

172. Mylnikov A.P. 2009. Ultrastructure and phylogeny of colpodellids (Colpodellida, Alveolata). Biol. Bull. 36: 582-590. https://doi.org/10.1134/S1062359009060065

173. Nguyen L.T., Schmidt H.A., von Haeseler A., Minh B.Q. 2015. IQ-TREE: a fast and effective stochastic algorithm for estimating maximum-likelihood phylogenies. Mol. Biol. Evol. 32:268-274. https://doi.org/10.1093/molbev/msu300

174. Nikolaev S.I., Mylnikov A.P., Berney C., Fahrni J., Petrov N., Pawlowski J. 2003. The taxonomic position of Klosteria bodomorphis gen. et sp. nov. (Kinetoplastida) based on ultrastructure and SSU rRNA gene sequence analysis. Protistology 3: 126-135.

175. Novarino G. 1996. Notes on flagellate nomenclature. I. Cryptaulaxoides nom. n., a zoological substitute for Cryptaulax Skuja, 1948 (Protista incertae sedis) non Cryptaulax Tate, 1869 (Mollusca, Gastropoda) non Cryptaulax Cameron, 1906 (Insecta, Hymenoptera), with remarks on botanical nomenclature. Acta Protozool. 35: 235-238.

176. O'Kelly C.J. 1993. The jakobid flagellates: structural features of Jakoba, Reclinomonas and Histiona and implications for the early diversification of eukaryotes. J. Eukaryot. Microbiol. 40:627-636. https://doi.org/10.1111/j.1550-7408.1993.tb06120.x

177. O'Kelly C.J. 1997. Ultrastructure of trophozoites, zoospores and cysts of Reclinomonas americana Flavin et Nerad, 1993 (Protista incertae sedis: Histionidae). Eur. J. Protistol. 33: 337-348. https://doi.org/10.1016/S0932-4739(97)80005-7

178. O'Kelly C.J., Farmer M.A., Nerad T.A. 1999. Ultrastructure of Trimastix pyriformis (Klebs) Bernard et al.: similarities of Trimastix species with retortamonad and jakobid flagellates. Protist 150: 149-162. https://doi.org/10.1016/S1434-4610(99)70018-4

179. O'Kelly C.J., Floyd G.L. 1985. Absolute configuration analysis of the flagellar apparatus in Giraudyopsis stellifer (Chrysophyceae, Sarcinochrysidales) zoospores and its significance in the evolution of the Phaeophyceae. Phycologia 24:263-274. https://doi.org/10.2216/i0031-8884-24-3-263.!

180. O'Kelly C.J., Nerad T.A. 1999. Malawimonas jakobiformis n. gen., n. sp. (Malawimonadidae n. fam.): a Jakoba-like heterotrophic nanoflagellate with discoidal mitochondrial cristae. J. Eukaryot. Microbiol. 46:522-531. https://doi.org/10.1111/j.1550-7408.1999.tb06070.x

181. Obiol A., Muhovic I., Massana R. 2021. Oceanic heterotrophic flagellates are dominated by a few widespread taxa. Limnol. Oceanogr. 66: 4240-4253. https://doi.org/10.1002/lno.11956

182. Oliverio A.M., Geisen S., Delgado-Baquerizo M., Maestre F.T., Turner B.L., Fierer N. 2020. The global-scale distributions of soil protists and their contributions to belowground systems. Sci. Adv. 6: eaax8787. https://doi.org/10.1126/sciadv.aax8787

183. Oren A. 2004. Prokaryote diversity and taxonomy: current status and future challenges. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B 359:623-638. https://doi.org/10.1098/rstb.2003.1458

184. Packer J.A., Zavadska D., Weston E.J., Eglit Y., Richter D.J., Simpson A.G.B. 2025. Characterization of Allobodo yubaba sp. nov. and Novijibodo darinka gen. et sp. nov., cultivable free-living species of the phylogenetically enigmatic kinetoplastid taxon Allobodonidae. J. Eukaryot. Microbiol. 72: e13072. https://doi.org/10.1111/jeu.13072

185. Parfrey L.W., Lahr D.J.G., Knoll A.H., Katz L.A. 2011. Estimating the timing of early eukaryotic diversification with multigene molecular clocks. Proc. Natl.

Acad. Sci. USA 108(33): 13624-13629.

https://doi.org/10.1073/pnas.1110633108

186. Picelli S., Faridani O.R., Björklund Á.K., Winberg G., Sagasser S., Sandberg R. 2014. Full-length RNA-seq from single cells using Smart-seq2. Nat. Protoc. 9:171-181. https://doi.org/10.1038/nprot.2014.006

187. Porter M.E., Sale W.S. 2000. The 9+2 axoneme anchors multiple inner arm dyneins and a network of kinases and phosphatases that control motility. J. Cell Biol. 151: F37-F42. https://doi.org/10.1083/icb.151.5i37

188. Prokina K.I., Tikhonenkov D.V., López-García P., Moreira D. 2023. Morphological and molecular characterization of a new member of the phylum Rhodelphidia. J. Eukaryot. Microbiol. 71: e12995. https://doi.org/10.1111/ieu.12995

189. Pushkareva E., Elster J., Kudoh S., Imura S., Becker B. 2024. Microbial community composition of terrestrial habitats in East Antarctica with a focus on microphototrophs. Front. Microbiol. 14: 1323148. https://doi.org/10.3389/fmicb.2023.1323148

190. Quast C., Pruesse E., Yilmaz P., Gerken J., Schweer T., Yarza P., Peplies J., Glöckner F.O. 2012. The SILVA ribosomal RNA gene database project: improved data processing and web-based tools. Nucleic Acids Res. 41(D1):D590-D596. https://doi.org/10.1093/nar/gks1219

191. Richter D.J., Watteaux R., Vannier T., Leconte J., Frémont P., Reygondeau G., Maillet N., Henry N., Benoit G., Da Silva O., Delmont T.O., Fernández-Guerra A., Suweis S., Narci R., Berney C., Eveillard D., Gavory F., Guidi L., Labadie K., Mahieu E., Poulain J., Romac S., Roux S., Dimier C., Kandels S., Picheral M., Searson S., Tara Oceans Coordinators, Pesant S., Aury J.M., Brum J.R., Lemaitre C., Pelletier E., Bork P., Sunagawa S., Lombard F., Karp-Boss L., Bowler C., Sullivan M.B., Karsenti E., Mariadassou M., Probert I., Peterlongo P., Wincker P., de Vargas C., Ribera d'Alcalá M., Iudicone D., Jaillon O. 2022. Genomic evidence for global ocean plankton biogeography shaped by large-scale current systems. eLife 11: e78129. https://doi.org/10.7554/eLife.78129

192. Rodriguez-Ezpeleta N., Brinkmann H., Burger G., Roger A.J., Gray M.W., Philippe H., Lang B.F. 2007. Toward resolving the eukaryotic tree: the phylogenetic positions of jakobids and cercozoans. Curr. Biol. 17:1420-1425. https://doi.org/10.1016/j.cub.2007.07.036

193. Rodríguez-Ezpeleta N., Brinkmann H., Roure B., Lartillot N., Lang B.F., Philippe H. 2007. Detecting and overcoming systematic errors in genome-scale phylogenies. Syst. Biol. 56:389-399. https://doi.org/10.1080/10635150701397643

194. Roger A., Williamson K., Eme L., Baños H., McCarthy C., et al. 2024. A robustly rooted tree of eukaryotes reveals their excavate ancestry. Preprint at Research Square. https://doi.org/10.21203/rs3.rs-5059906/v1

195. Roger A.J. 1999. Reconstructing early events in eukaryotic evolution. Am. Nat. 154(S4): S146-S163. https://doi.org/10.1086/303291

196. Rogers C.E., Domozych D.S., Stewart K.D., Mattox K.R. 1981. The flagellar apparatus of Mesostigma viride (Prasinophyceae): multilayered structures in a scaly green flagellate. Plant Syst. Evol. 138: 247-258.

197. Rogozin I.B., Basu M.K., Csürös M., Koonin E.V. 2009. Analysis of rare genomic changes does not support the unikont-bikont phylogeny and suggests cyanobacterial symbiosis as the point of primary radiation of eukaryotes. Genome Biol. Evol. 1: 99-113. https://doi.org/10.1093/gbe/evp011

198. Ronquist F., Huelsenbeck J.P. 2003. MrBayes 3: Bayesian phylogenetic inference under mixed models. Bioinformatics 19:1572-1574. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btg180

199. Ronquist F., Teslenko M., van der Mark P., Ayres D.L., Darling A., Höhna S., Larget B., Liu L., Suchard M.A., Huelsenbeck J.P. 2012. MrBayes 3.2: efficient Bayesian phylogenetic inference and model choice across a large model space. Syst. Biol. 61: 539-542. https://doi.org/10.1093/sysbio/sys029

200. Rosado C.J., Kondos S., Bull T.E., Kuiper M.J., Law R.H.P., Buckle A.M., Voskoboinik I., Bird P.I., Trapani J.A., Whisstock J.C., Dunstone M.A. 2008.

The MACPF/CDC family of pore-forming toxins. Cell. Microbiol. 10:17651774. https://doi.org/10.1111/j.1462-5822.2008.01191.x

201. Salisbury J.L., Floyd G.L. 1978. Calcium-induced contraction of the rhizoplast of a biflagellate green alga. Science 202: 975-977. https://doi.org/10.1126/science.202.4371.975

202. Sanchez-Baracaldo P., Raven J.A., Pisani D., Knoll A.H. 2017. Early photosynthetic eukaryotes inhabited low-salinity habitats. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 114: E7737-E7745. https://doi.org/10.1073/pnas.1620089114

203. Santos S.S., Scholer A., Nielsen T.K., Hansen L.H., Schloter M., Winding A. 2020. Land use as a driver for protist community structure in soils under agricultural use across Europe. Sci. Total Environ. 717: 137228. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2020.137228

204. Satir P., Christensen S.T. 2007. Overview of structure and function of mammalian cilia. Annu. Rev. Physiol. 69: 377-400. https://doi.org/10.1146/annurev.physiol.69.040705.141236

205. Satir P., Mitchell D.R., Jekely G. 2008. How did the cilium evolve? Curr. Top. Dev. Biol. 85: 63-82. https://doi.org/10.1016/S0070-2153(08)00803-X

206. Satoh H., Oshiro N., Iwanaga S., Namikoshi M., Nagai H. 2007. Characterization of PsTX-60B, a new membrane-attack complex/perforin (MACPF) family toxin, from the venomous sea anemone Phyllodiscus semoni. Toxicon 49:1208-1216. https://doi.org/10.1016/j.toxicon.2007.01.006

207. Schaffer D.E., Iyer L.M., Burroughs A.M., Aravind L. 2020. Functional innovation in the evolution of the calcium-dependent system of the eukaryotic endoplasmic reticulum. Front. Genet. 11:34. https://doi.org/10.3389/fgene.2020.00034

208. Scheckenbach F., Wylezich C., Mylnikov A.P., Weitere M., Arndt H. 2006. Molecular comparisons of freshwater and marine isolates of the same morphospecies of heterotrophic flagellates. Appl. Environ. Microbiol. 72: 66386643. https://doi.org/10.1128/AEM.02547-05

209. Schön M.E., Zlatogursky V.V., Singh R.P., Poirier C., Wilken S., Mathur V., Strassert J.F.H., Pinhassi J., Worden A.Z., Keeling P.J., Ettema T.J.G., Wideman J.G., Burki F. 2021. Single-cell genomics reveals plastid-lacking Picozoa are close relatives of red algae. Nat. Commun. 12: 6651. https://doi.org/10.1038/s41467-021-26918-0

210. Schweikert M., Schnepf E. 1997. Light and electron microscopical observations on Pirsonia punctigerae spec. nov., a nanoflagellate feeding on the marine centric diatom Thalassiosira punctigera. Eur. J. Protistol. 33:168-177. https://doi.org/10.1016/S0932-4739(97)80033-8

211. Shalchian-Tabrizi K., Eikrem W., Klaveness D., Vaulot D., Minge M.A., Le Gall F., Romari K., Throndsen J., Botnen A., Massana R., Thomsen H.A., Jakobsen K.S. 2006. Telonemia, a new protist phylum with affinity to chromist lineages. Proc. R. Soc. B 273:1833-1842. https://doi.org/10.1098/rspb.2006.3515

212. Sherr E.B., Sherr B.F. 1994. Bacterivory and herbivory: key roles of phagotrophic protists in pelagic food webs. Microb. Ecol. 28: 223-235.

213. Shiratori T., Nakayama T., Ishida K. 2015. A new deep-branching stramenopile, Platysulcus tardus gen. nov., sp. nov. Protist 166:337-348. https://doi.org/10.1016/j.protis.2015.05.001

214. Simpson A.G.B. 2003. Cytoskeletal organization, phylogenetic affinities and systematics in the contentious taxon Excavata (Eukaryota). Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 53: 1759-1777. https://doi.org/10.1099/ijs.0.02578-0

215. Simpson A.G.B. 2016. Jakobida // Handbook of the protists / Eds. J.M. Archibald, A.G.B. Simpson, C.H. Slamovits. Cham: Springer. Pp. 1-32. https://doi.org/10.1007/978-3-319-32669-6 6-1

216. Simpson A.G.B., Bernard C., Patterson D.J. 2000. The ultrastructure of Trimastix marina Kent, 1880 (Eukaryota), an excavate flagellate. Eur. J. Protistol. 36: 229-251. https://doi.org/10.1016/S0932-4739(00)80001-2

217. Simpson A.G.B., Lukes J., Roger A.J. 2002. The evolutionary history of kinetoplastids and their kinetoplasts. Mol. Biol. Evol. 19: 2071-2083. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.molbev.a004032

218. Simpson A.G.B., Patterson D.J. 1999. The ultrastructure of Carpediemonas membranifera (Eukaryota) with reference to the 'excavate hypothesis'. Eur. J. Protistol. 35:353-370. https://doi.org/10.1016/S0932-4739(99)80044-3

219. Simpson A.G.B., Patterson D.J. 2001. On core jakobids and excavate taxa: the ultrastructure of Jakoba incarcerata. J. Eukaryot. Microbiol. 48:480-492. https://doi.org/10.1111/j.1550-7408.2001.tb00183.x

220. Simpson A.G.B., Roger A.J. 2004. Excavata and the origin of amitochondriate eukaryotes. In: Hirt R.P., Horner D.S. (eds). Organelles, genomes, and eukaryote phylogeny: an evolutionary synthesis in the age of genomics. Boca Raton: CRC Press. pp. 27-53.

221. Skuja H. 1948. Taxonomie des Phytoplanktons einiger Seen in Uppland, Schweden. Symb. Bot. Ups. 9: 1-399.

222. Sleigh M. 1989. Protozoa and other protists. Cambridge: Cambridge University Press. 368 p.

223. Sleigh M.A. 2000. Trophic strategies. In: Green J.C., Leadbeater B.S.C. (eds). The Flagellates: Unity, Diversity and Evolution. London: Taylor , Francis. pp. 147-165.

224. Sokolova A.M., Pozdnyakov I.R., Ereskovsky A.V., Karpov S.A. 2019. Kinetid structure in larval and adult stages of the demosponges Haliclona aquaeductus (Haplosclerida) and Halichondria panicea (Suberitida). Zoomorphology 138: 171-184. https://doi.org/10.1007/s00435-019-00437-5

225. Sokolova A.M., Pozdnyakov I.R., Schepetov D.M., Ereskovsky A.V., Karpov S.A. 2020. Kinetid in larval cells of Spongillida (Porifera: Demospongiae): tracing the ancestral traits. Org. Divers. Evol. 20: 669-680. https://doi.org/10.1007/s13127-020-00460-1

226. Stamatakis A. 2014. RAxML version 8: a tool for phylogenetic analysis and post-analysis of large phylogenies. Bioinformatics 30: 1312-1313. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btu033

227. Stechmann A., Cavalier-Smith T. 2003. The root of the eukaryote tree pinpointed. Curr. Biol. 13: R665-R666. https://doi.org/10.1016/S0960-9822(03)00680-9

228. Steenkamp E.T., Wright J., Baldauf S.L. 2006. The protistan origins of animals and fungi. Mol. Biol. Evol. 23: 93-106. https://doi.org/10.1093/molbev/msi011

229. Stiller J.W. 2007. Plastid endosymbiosis, genome evolution and the origin of green plants. Trends Plant Sci. 12: 391-396. https://doi.org/10.1016/itplants.2007.08.002

230. Stoeck T., Schwarz M.V.J., Boenigk J., Schweikert M., von der Heyden S., Behnke A. 2005. Cellular identity of an 18S rRNA gene sequence clade within the class Kinetoplastea: the novel genus Actuariola gen. nov. (Neobodonida) with description of the type species Actuariola framvarensis sp. nov. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 55: 2623-2635. https://doi.org/10.1099/iis.0.63769-0

231. Strassert J.F.H., Jamy M., Mylnikov A.P., Tikhonenkov D.V., Burki F. 2019. New phylogenomic analysis of the enigmatic phylum Telonemia further resolves the eukaryote tree of life. Mol. Biol. Evol. 36: 757-765. https://doi.org/10.1093/molbev/msz012

232. Suzuki-Tellier S., Ki0rboe T., Simpson A.G.B. 2023. The function of the feeding groove of 'typical excavate' flagellates. J. Eukaryot. Microbiol. 71: e13016. https://doi.org/10.1111/jeu.13016

233. Swale E.M.F. 1973. A study of the colourless flagellate Rhynchomonas nasuta (Stokes) Klebs. Biol. J. Linn. Soc. 5: 255-264. https://doi.org/10.1111/i1095-8312.1973.tb00705.x

234. Takahashi T., Nishida T., Saito C., Yasuda H., Nozaki H. 2015. Ultra-high voltage electron microscopy of primitive algae illuminates 3D ultrastructures of the first photosynthetic eukaryote. Sci. Rep. 5: 14735. https://doi.org/10.1038/srep14735

235. Takishita K., Miyake H., Kawato M., Maruyama T. 2005. Genetic diversity of microbial eukaryotes in anoxic sediment around fumaroles on a submarine

caldera floor based on the small-subunit rDNA phylogeny. Extremophiles 9: 185-196. https://doi.org/10.1007/s00792-005-0432-9

236. Tikhonenkov D.V., Jamy M., Borodina A.S., Belyaev A.O., Zagumyonnyi D.G., Prokina K.I., Mylnikov A.P., Burki F., Karpov S.A. 2022. On the origin of TSAR: morphology, diversity and phylogeny of Telonemia. Open Biol. 12: 210325. https://doi.org/10.1098/rsob.210325

237. Tikhonenkov D.V., Janouskovec J., Keeling P.J., Mylnikov A.P. 2016. The morphology, ultrastructure and SSU rRNA gene sequence of a new freshwater flagellate, Neobodo borokensis n. sp. (Kinetoplastea, Excavata). J. Eukaryot. Microbiol. 63:220-232. https://doi.org/10.1111/jeu.12271

238. Tikhonenkov D.V., Gawryluk R.M.R., Mylnikov A.P., Keeling P.J. 2021. First finding of free-living representatives of Prokinetoplastina and their nuclear and mitochondrial genomes. Sci. Rep. 11: 2946. https://doi.org/10.1038/s41598-

021-82369-z

239. Tikhonenkov D.V., Janouskovec J., Mylnikov A.P., Mikhailov K.V., Simdyanov T.G., Aleoshin V.V., Keeling P.J. 2014. Description of Colponema vietnamica sp. n. and Acavomonas peruviana n. gen. n. sp., two new alveolate phyla (Colponemidia nom. nov. and Acavomonidia nom. nov.) and their contributions to reconstructing the ancestral state of alveolates and eukaryotes. PLoS ONE 9:e95467. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0095467

240. Tikhonenkov D.V., Mikhailov K.V., Gawryluk R.M.R., Belyaev A.O., Mathur V., Karpov S.A., Zagumyonnyi D.G., Borodina A.S., Prokina K.I., Mylnikov A.P., Aleoshin V.V., Keeling P.J. 2022. Microbial predators form a new supergroup of eukaryotes. Nature 612:714-719. https://doi.org/10.1038/s41586-

022-05511-5

241. Tikhonenkov D.V., Mikhailov K.V., Gawryluk R.M.R., Keeling P.J. 2023. Provora. Curr. Biol. 33:R790-R791. https://doi.org/10.1016Zj.cub.2023.06.004

242. Tikhonenkov D.V., Mikhailov K.V., Hehenberger E., Karpov S.A., Prokina K.I., Esaulov A.S., Belyakova O.I., Mazei Y.A., Mylnikov A.P., Aleoshin V.V., Keeling P.J. 2020. New lineage of microbial predators adds complexity to

reconstructing the evolutionary origin of animals. Curr. Biol. 30:4500-4509.e5. https://doi.org/10.1016/j.cub.2020.08.061

243. Torruella G., Galindo L.J., Moreira D., López-García P. 2025. Phylogenomics of neglected flagellated protists supports a revised eukaryotic tree of life. Curr. Biol. 35: 198-207.e4. https://doi.org/10.1016/icub.2024.10.075

244. Vickerman K. 1977. DNA throughout the single mitochondrion of a kinetoplastid flagellate: observations on the ultrastructure of Cryptobia vaginalis (Hesse, 1910). J. Protozool. 24: 221-233. https://doi.org/10.1111/j1550-7408.1977.tb00970.x

245. von der Heyden S., Cavalier-Smith T. 2005. Culturing and environmental DNA sequencing uncover hidden kinetoplastid biodiversity and a major marine clade within ancestrally freshwater Neobodo designis. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 55: 2605-2621. https://doi.org/10.1099/ijs.0.63606-0

246. von der Heyden S., Chao E.E., Vickerman K., Cavalier-Smith T. 2004. Ribosomal RNA phylogeny of bodonid and diplonemid flagellates and the evolution of Euglenozoa. J. Eukaryot. Microbiol. 51: 402-416. https://doi.org/10.1111/j.1550-7408.2004.tb00387.x

247. Waters A.M., Beales P.L. 2011. Ciliopathies: an expanding disease spectrum. Pediatr. Nephrol. 26(7): 1039-1056. https://doi.org/10.1007/s00467-010-1731-7

248. Wideman J.G., Gawryluk R.M.R., Gray M.W., Dacks J.B. 2013. The ancient and widespread nature of the ER-mitochondria encounter structure. Mol. Biol. Evol. 30(9): 2044-2049. https://doi.org/10.1093/molbev/mst120

249. Williamson K., Eme L., Baños H., McCarthy C.G.P., Susko E., Kamikawa R., Orr R.J.S., Muñoz-Gómez S.A., Minh B.Q., Simpson A.G.B., Roger A.J. 2025. A robustly rooted tree of eukaryotes reveals their excavate ancestry. Nature 640: 974-981. https://doi.org/10.1038/s41586-025-08709-5

250. Yabuki A., Eikrem W., Takishita K., Patterson D.J. 2013. Fine structure of Telonema subtilis Griessmann, 1913: a flagellate with a unique cytoskeletal

structure among eukaryotes. Protist 164:556-569.

https://doi.org/10.1016/jprotis.2013.04.004

251. Yabuki A., Gyaltshen Y., Heiss A.A., Fujikura K., Kim E. 2018. Ophirina amphinema n. gen., n. sp., a new deeply branching discobid with phylogenetic affinity to jakobids. Sci. Rep. 8:16219. https://doi.org/10.1038/s41598-018-34504-6

252. Yubuki N., Inagaki Y., Nakayama T., Inouye I. 2007. Ultrastructure and ribosomal RNA phylogeny of the free-living heterotrophic flagellate Dysnectes brevis n. gen., n. sp., a new member of the Fornicata. J. Eukaryot. Microbiol. 54: 191-200. https://doi.org/10.1111/i.1550-7408.2007.00252.x

253. Yubuki N., Leander B.S. 2012. Reconciling the bizarre inheritance of microtubules in complex (euglenid) microeukaryotes. Protoplasma 249: 859869. https://doi.org/10.1007/s00709-011-0340-z

254. Yubuki N., Leander B.S. 2013. Evolution of microtubule organizing centers across the tree of eukaryotes. Plant J. 75:230-244. https://doi.org/10.1111/tpj.12145

255. Yubuki N., Leander B.S., Silberman J.D. 2010. Ultrastructure and molecular phylogenetic position of a novel phagotrophic stramenopile from low oxygen environments: Rictus lutensis gen. et sp. nov. (Bicosoecida, incertae sedis). Protist 161:264-278. https://doi.org/10.1016/j.protis.2009.10.004

256. Yubuki N., Simpson A.G.B., Leander B.S. 2013a. Comprehensive ultrastructure of Kipferlia bialata provides evidence for character evolution within the Fornicata (Excavata). Protist 164: 423-439. https://doi.org/10.1016/jprotis.2013.02.002

257. Yubuki N., Simpson A.G.B., Leander B.S. 2013b. Reconstruction of the feeding apparatus in Postgaardi mariagerensis provides evidence for character evolution within the Symbiontida (Euglenozoa). Eur. J. Protistol. 49(1): 32-39. https://doi.org/10.1016/i.eiop.2012.07.001