Образование биопленки штаммами Yersinia pestis разных подвидов и их взаимодействие с членами почвенных биоценозов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.03, кандидат наук Кошель, Елена Ивановна

• Кошель, Елена Ивановна
• кандидат наук
• 2014

Оглавление диссертации кандидат наук Кошель, Елена Ивановна

СОДЕРЖАНИЕ Стр.

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Бактериальная биопленка: состав, структура и роль в жизненном 17 цикле патогенных бактерий

1.2. Особенности образования биопленки у возбудителя чумы и дру- 23 гих патогенных иерсиний

1.3. Современные представления об экологии Y.pestis и о механизмах 30 эпизоотий чумы.

СОБСТВЕННЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Штаммы бактерий и условия их культивирования

2.2. Изучение биохимических свойств штаммов Г. pestis и Y 42 pseudotuberculosis

2.3. Определение чувствительности к бактериофагам Л413 и Покров- 42 ской

2.4. Выявление признака пигментации у штаммов возбудителя чумы 43 и псевдотуберкулеза

2.5. Образование биопленки штаммами Y.pestis и 43 Y.pseudotuberculosis на абиотических поверхностях

2.6. Изучение биопленкообразования на модели нематоды 44 Caenorhabditis elegans

2.7. Определение поли-Р-1,6-№-ацетил-В-глгакозамина в реакции с 44 лектинами проростков пшеницы WGA в планшетах

2.8. Выделение ДНК бактерий

2.9. Проведение полимеразной цепной реакции

2.10. Определение нуклеотидных последовательностей и их компью- 46 терный анализ

2.11. Изучение экспрессии Итэ генов у штаммов У.рез^ методом 47 оценки копий мРНК в ПЦР с обратной транскрипцией

2.12. Выделение амеб и определение их количества в образцах почвы 48 из природных очагов чумы

2.13. Выделение ДНК амеб

2.14. Выделение почвенных нематод

2.15. Выделение энтомопаразитических нематод из блох грызунов и 51 приготовление постоянных препаратов

2.16. Выделение ДНК энтомопаразитических нематод и определение 51 нуклеотидной последовательности генов рибосомного оперона

2.17. Статистическая обработка результатов 52 ГЛАВА 3. СРАВНИТЕЛЬНЫЙ АНАЛИЗ ОБРАЗОВАНИЯ БИО- 53 ПЛЕНКИ ШТАММАМИ Е/ию/ю ОСНОВНОГО И НЕОСНОВНЫХ ПОДВИДОВ

3.1. Изучение формирования биопленки штаммами У.резШ и

Кр$еис1оШЪегси1о818 на различных типах абиотических поверхностей

3.2. Анализ эффективности образования биопленки штаммами возбу- 65 дителями чумы и псевдотуберкулеза на биотической поверхности на модели нематоды С.е^ат.

3.3. Сравнительный анализ продукции экзополисахарида штаммами 73 УреяНя основного и неосновного подвидов при 28°С и 37°С

3.4. Определение экспрессии гена кгпБ оперона у штаммов возбудителя 85 чумы разных подвидов при температурах 28°С и 37°С

ГЛАВА 4. АНАЛИЗ УЧАСТКОВ ГЕНОМА, СВЯЗАННЫХ С ОБРА- 93 ЗОВАНИЕМ БИОПЛЕНКИ, У ШТАММОВ К/иы/и ОСНОВНОГО И НЕОСНОВНЫХ ПОДВИДОВ

4.1. Анализ состава генов образования биопленки у штаммов У.реБйБ 93 методом ПЦР и на основе данных полногеномного секвенирования 4.1.1. ПЦР детекция генов образования биопленки у штаммов У.реБИз

основного и неосновных подвидов и Y.pseudotuberculosis методом ПЦР

4.1.2. Анализ генов биопленкообразования у штаммов возбудителя 99 чумы на основе их полногеномных последовательностей 4.2. Идентификация спонтанных мутаций хромосомной области пиг- 102 ментации и других участков генома у мутантов Y.pestis, дефектных по формированию биопленки, и у беспигментных природных штаммов ГЛАВА 5. ИССЛЕДОВАНИЕ ВЗАИМОДЕЙСТВИЯ ВОЗБУДИТЕЛЯ 124 ЧУМЫ С ЧЛЕНАМИ ПОЧВЕННЫХ БИОЦЕНОЗОВ ПРИРОДНЫХ ОЧАГОВ ЧУМЫ

5.1. Анализ взаимоотношений штаммов Y.pestis основного и неоснов- 124 ных подвидов с простейшими

5.1.1. Определение систематической принадлежности и численности 125 амеб в почве очагов чумы

5.1.2. Анализ фагоцитической активности почвенных амеб в отноше- 131 нии штаммов Y.pestis основного и неосновного подвидов

5.1.3. Изучение возможности долговременного сохранения штаммов 139 Y.pestis в ассоциации с амебами Acanthamoeba sp. и D.discoideum

5.2. Анализ взаимодействия возбудителя чумы с нематодами из нор 153 грызунов природных очагов чумы

5.2.1. Образование биопленки штаммами Y.pestis на почвенных нема- 153 тодах из нор грызунов природных очагов чумы

5.2.2. Определение систематической принадлежности энтомопарази- 158 тических нематод и зараженность ими блох в природных очагах чумы ЗАКЛЮЧЕНИЕ 174 ВЫВОДЫ 195 СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ЭПС - экзополисахарид

ЛПС - липополисахарид

JIOC - липоолигосахарид

PNAG - поли-№-ацетилглюкозамин (poly-N-acetylglucosamine)

ELLA - анализ реакции с лектинами (enzyme linked lectine analysis)

SEM - стандартная ошибка среднего (standard error of mean)

OD - оптическая плотность (optical density)

A — единица оптической плотности

Кл. — клетки

Kdo - З-дезокси-D-MaHHo-oKT—2-улозоновая (кетодезоксиоктоно-

вая) кислота

А.о. - аминокислотный остаток

Ак — аминокислота

Gly - глицин

Val - валин

Gly - глицин

Ser — серин

КОЕ - колониеобразующая единица

ПЦР - полимеразная цепная реакция

ОТ-ПЦР-РВ - ПЦР с обратной транскрипцией в реальном времени

п.н. - пара нуклеотидов

т.п.н. — тысяча пар нуклеотидов

LD50 - доза, летальная для 50% животных

hms — оперон, отвечающий за сорбцию гемина (hemin storage)

HPI - остров высокой патогенности (high-pathogenicity island)

pgm — область пигментации хромосомы (pigmentation locus)

àpgm — делеция области пигментации

Pgm - фенотип колоний по признаку пигментации

pCad - плазмида кальцийзависимости Y.pestis и Y.pseudotuberculosis

pPst - плазмида пестициногенности Y.pestis

pFra - плазмида фракционная Y.pestis

irp (ybt) — гены сидерафорзависимой системы утилизации ионов железа (iron-regulated protein) АБТС - 2,2-азино-ди(3-этил-бензилтиазолин-6-сульфонат)

WGA - лектин проростков пшенийы (wheat germ agglutinin)

PBS - натрий-фосфатный буфер (phosphate buffered saline)

NGM - среда для выращивания нематод (nematode germination

media)

ФИТЦ - флуоресцеин-5-изотиоционат.

ЭДТА - этилендиаминтетраацетат Na

TAE - Трис-ацетатный буфер (ТАЕ) — буферный раствор, содер-

жащий трис, ускусную кислоту и ЭДТА

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Образование биопленки штаммами Yersinia pestis разных подвидов и их взаимодействие с членами почвенных биоценозов»

ВВЕДЕНИЕ

Большинство видов бактерий существует в природе не в виде отдельных свободноживущих клеток, а в виде биопленок — сообществ клеток, окруженных внеклеточным матриксом [Гинцбург A.JI. и др., 2003; Ильина Т.С. и др., 2004; Романова Ю.М. и др., 2006; Costerton J.M. et al., 1995; 1999; Hall-Stoodley L. et al., 2004; Fux C.A., 2005; Davies D., 2003; Hall-Stoodley L., Stoodley P., 2009; Flemming H.C., Wingender J., 2010]. Биопленки обеспечивают бактериальным клеткам защиту от различных неблагоприятных факторов внешней среды, а многим патогенным бактериям - защиту от действия иммунной системы хозяина. Возбудитель чумы Yersinia pestis также способен формировать биопленку на различных типах поверхностей и использует это свойство для образования чумного блока в пищеварительном тракте переносчика чумы — блохи. Формирование чумного блока — массивной биопленки в преджелудке блохи значительно повышает эффективность трансмиссии чумы с помощью блох и необходимо для инициации и поддержания эпизоотического процесса в период эпизоотий чумы в природных очагах. В связи с этим очевидна актуальность изучения биопленкообразования у Y.pestis, играющего важную роль в сохранении возбудителя вне организма теплокровного хозяина и в развитии эпизоотий чумы в природных очагах.

До сих пор особенности процесса образования биопленки изучались у возбудителя чумы на ограниченном числе штаммов, в основном на лабораторном штамме Y.pestis KIM6 и его производных [Darby С. et al., 2005; Kirillina О. et al., 2004; Forman S. et al., 2006; Darby С., 2008; Bobrov A.G. et al., 2008; Zhou D., Yang R., 2011]. Установлено, что в отличие от многих патогенных бактерий - возбудителей хронических инфекций оптимальной для формирования биопленки у возбудителя чумы является не температура организма теплокровных животных (37°С), а температура тела блохи и окружающей среды - около 26°С. Показано, что образование биопленки имеет

тесную взаимосвязь с признаком пигментации — способностью образовывать пигментированные колонии на среде с Конго красным или гемином, а также с образованием чумного блока в пищеварительном тракте блохи. На основе анализа генома штамма Y.pestis KIM6 и его производных установлено, что за образование биопленки, как и за формирование пигментированных колоний отвечает hms оперон, расположенный в хромосомной области пигментации [Hinnebusch B.J. et al.. 1996, Bobrov A.G. et al., 2008, 2011]. В hms локус входят 4 структурных гена - hmsHFRS. Еще два регуляторных гена — hmsT и hmsP, расположены на хромосоме Y.pestis за пределами hms локуса [Pendrak M.L., Репу R.D., 1991; 1993; Lillard J.W. et al., 1997; Jones H.A. et al., 1999; Kirillina O. et al., 2004; Bobrov A.G. et al., 2008, 2011]. Гены hms оперона подобны генам гликозилтрансфераз и полисахариддеацетилаз, кодирующих у бактерий продукты, которые принимают участие в синтезе внеклеточных полисахаридов Установлено, что HmsH и HmsF являются белками внешней мембраны, a HmsR, HmsS и HmsT содержат трансмембранные домены и являются белками внутренней мембраны [Forman S. et al., 2006; Bobrov A.G. et al., 2008; Abu-Kweek A. et al., 2010]. Уровень образования белков HmsT, HmsH и HmsF гораздо ниже при выращивании Y.pestis при 37°С, чем при 26°С, что, по-видимому, и является причиной температурозависимой экспрессии Pgm (Hms) признака [Kirillina О. et al., 2004; Forman S. et al., 2006; Bobrov A.G. et al., 2008].

Однако все эти выводы сделаны на основании изучения образования биопленки у мутантного авирулентного штамма Y.pestis KIM6, который утратил плазмиду вирулентности pCad. Ввиду этого штамм KIM6 не может в полной мере служит адекватной моделью для изучения механизмов формирования биопленки и для определения роли этого свойства в сложном жизненном цикле возбудителя чумы. Достоверность ранее полученных традиционных представлений о более эффективном образовании биопленки при 28°С, а не при 37°С и о связи биопленкообразования с признаком пигмен-

тсорбции недавно поставлена под сомнение. P.Yoong et al. [2012] при анали-

8

зе небольшого числа штаммов Y.pestis показали, что исходный вирулентный штамм KIM и штамм С092 восточного биовара образуют максимальное количество поли-Ы-ацетилглюкозамина не при 28°С, а при 37°С, в то время как при 28°С количество этого экзополисахарида снижается. При этом формирование пигментированных колоний наблюдается при 28°С, из чего следует, что этот феномен у природных штаммов не связан с экспрессией экзополисахарида [Yoong P. et al., 2012]. Полученные P. Yoong et al. [2012] данные противоречат сложившимся представлениям о механизмах формирования биопленки у возбудителя чумы и требуют экспериментальной проверки на большом числе природных штаммов возбудителя чумы.

Вид Y.pestis включает основной подвид с тремя биоварами - античный, средневековый и восточный, штаммы которых, как правило, высоко вирулентны и эпидемичны, и четыре неосновных подвида - кавказский, алтайский, гиссарский и улегейский, которые имеют избирательную вирулентность и низкую эпидемическую значимость, но, тем не менее, могут вызвать чуму у людей [Devignat R., 1951; Тимофеева Л.А., 1972, Кутырев В.В., Про-ценко О.А., 1998; Zhou D. et al., 2004; Cui Y. et al., 2013]. Модельный для изучения биопленки штамм Y.pestis KIM6 относится к средневековому биовару основного подвида, и наиболее важные закономерности формирования биопленки исследованы на нем. В то же время, особенности образования биопленки у других штаммов основного подвида исследованы фрагментарно, неясны отличия в закономерностях проявления этого важного свойства у штаммов разных биоваров. Анализ образования биопленки у неосновных подвидов практически никем не проводился. В то же время неосновные подвиды являются древними формами возбудителя чумы, занимающими промежуточное положение между высоковирулентными штаммами Y.pestis основного подвида и предшественником Yersinia pseudotuberculosis [Куклева Л.М. и др., 2001; 2002; Achtman М. et al., 1999; Eroshenko G.A., Kutyrev V.V., 2012]. Исследование биопленкообразования у неосновных подвидов может пролить

свет на эволюцию этого свойства в процессе преобразования фекально-

9

орального способа распространения энтеропатогенной бактерии к трансмиссии с помощью блох у возбудителя системной инфекции.

Образование биопленки является сложным многофакторным процессом, в реализации которого принимают участие не только гены hms оперона, но и многие другие гены. В частности, установлено участие в формировании биопленки таких генов, как ген gmhA фермента фосфогептозоизомеразы биосинтеза гептозы [Darby С. et al., 2005; Wortham B.W.et al., 2010], генов speA и speC биосинтеза полиамина - путресцина [Patel C.N. et al. 2006], генов res оперона, контролирующих образование биопленки в блохах [Sun Y.C. et al., 2008; Zhou D., Yang R., 2011] и многих других генов. Однако сложный генетический механизм образования биопленки у возбудителя чумы, как основного, так и неосновных подвидов остается малоисследованным и требует дальнейшего изучения с его расшифровкой у штаммов отдельных подвидов и биоваров возбудителя чумы.

Одной из важнейших и до сих пор не решенных проблем в сложной экологии возбудителя чумы остается механизм его сохранения во внешней среде вне организма теплокровного хозяина. Ранее считалось, что в периоды между эпизоотиями возбудитель чумы персистирует в так называемых «энзоотич-ных циклах», циркулируя между частично резистентными грызунами и их переносчиками на ограниченных участках очага [Акиев А.К., 1989; Gage K.L., Kosoy M.Y., 2005]. Однако это предположение не получило до сих пор никаких убедительных доказательств, и не найдены участки очагов, в которых возбудитель может сохраняться в течение длительных межэпизоотических периодов. В последнее время все большую экспериментальную поддержку приобретает концепция сохранения патогенных бактерий в почвенных и водных биоценозах в ассоциации с членами этих биоценозов - простейшими, нематодами, грибами, растениями и другими организмами [Бухарин О.В., Литвин В.Ю., 1997; Литвин В.Ю., 2003; Литвин В.Ю., Коренберг Э.И., 2003]. Имеются единичные сообщения, предполагающие возможность

сохранения и возбудителя чумы в массовых членах почвенных биоценозов, в

10

том числе и в виде биопленки [Никулынин C.B. и др., 1992; Попов Н.В. и др., 2006; 2008, Кутырев В.В. и др., 2009]. Однако видовой состав членов почвенных биоценозов природных очагов чумы остается малоисследованным, не определено их количественное содержание в почве этих биоценозов. Практически не изучалось взаимодействие возбудителя чумы с доминирующими видами почвенных экосистем природных очагов чумы — амебами и круглыми червями - нематодами. Без выяснения особенностей взаимодействия возбудителя чумы с членами экосистемы природных очагов чумы невозможно установления основ сложной экологии возбудителя чумы, основных закономерностей инициации и развития эпизоотического процесса, механизмов сохранения возбудителя в периоды между эпизоотиями. Эти знания необходимы для повышения эффективности проводимого эпидемиологического мониторинга в природных очагах чумы и для оптимизации комплекса профилактических мер по контролю за чумой на этих территориях.

Цель исследования: анализ особенностей образования биопленки штаммами Yersinia pestis основного и неосновных подвидов и их взаимодействия с членами почвенных биоценозов природных очагов чумы — простейшими и нематодами.

Задачи исследования:

1. Сравнить эффективность образования биопленки штаммами Y.pestis основного и неосновных подвидов на различных типах абиотических и биотических поверхностей.

2. Провести сравнительный количественный анализ образования поли-N-ацетилглюкозамина у штаммов Y.pestis при температурах 28°С и 37°С, а также оценку числа копий мРНК генов hms оперона в ПЦР с обратной транскрипцией.

3. Исследовать состав генов, участвующих в образовании биопленки, у природных штаммов Y.pestis основного и неосновных подвидов методом ПЦР и на основе данных полногеномного секвенирования.

4. Идентифицировать спонтанные мутации хромосомной области пигментации и других участков генома у беспигментных природных штаммов У.реБ^Б и у мутантов, дефектных по формированию биопленки,

5. Определить систематическую принадлежность почвенных амеб и нематод из почв нор грызунов в природных очагах чумы.

6. Провести анализ фагоцитической активности почвенных амеб в отношении штаммов У.реьйБ основного и неосновного подвидов. Исследовать возможность сохранения возбудителя чумы в ассоциации с амебами АсаЫкатоеЬа Бр. и /Э/с/уоу/е/шга сИзсо1с1еит.

7. Определить особенности образования биопленки штаммами У.реяНз на поверхности различных видов почвенных нематод.

Научная новизна работы

Впервые показано, что штаммы У.резИя всех подвидов и биоваров основного подвида способны образовывать биопленку на различных типах абиотических (стекло, пластик) и биотических (кутикула нематоды С.е^ат) поверхностях.

В реакции с лектинами проростков пшеницы доказано, что у природных : „ штаммов У.реБйэ разных подвидов количество образуемого поли-КГ-ацетилглюкозамина существенно выше при температуре 28°С по сравнению с 37°С и коррелирует с экспрессией генов Итя оперона и с количеством образуемых штаммами пигментированных колоний на среде с Конго красным.

Установлено, что у штаммов У.резйБ всех подвидов присутствуют основные структурные гены, транскрипционные и пост-транскрипционные регуляторы образования биопленки. Определены полные нуклеотидные последовательности этих генов. У штаммов основного подвида в отличие от штаммов всех неосновных подвидов выявлено наличие мутаций — единичных нуклеотидных замен в генах м>ааА, ктпБТ, гсзС и ркоР, которые могут отвечать за различия у них в регуляции этого свойства.

У беспигментных природных штаммов У.резйэ и у мутантов, дефектных по формированию биопленки, идентифицированы новые типы мутаций, ранее не описанные в литературе, такие как делеция единичного нуклеотида (—

А) в гене ИтяН, вставка четырех нуклеотидов (+АТОА) в гене ктзБ, протяженная делеция участка ур1969 - ур1926, охватывающая да/, Итз и прилегающие к ним гены /еАД уро1943, уро1936 и уро1933 хромосомной области пигментации. Штаммы У.резИБ, содержащие эти мутации, могут быть использованы для дальнейшего исследования /шя-зависимого механизма образования биопленки.

Проведено исследование взаимодействия возбудителя чумы с членами почвенных биоценозов природных очагов чумы. Впервые установлено систематическое положение почвенных доминант нор грызунов очагов чумы Прикаспия — Прикаспйского Северо-Западного степного, Прикаспийского песчаного и Волго-Уральского степного очагов чумы. Выявлено присутствие в почве этих очагов амеб родов АсаМИатоеЬа, ЖШаегНа, НагШапеПа, мик-сомицет Доминирующим родом амеб во всех трех очагах явля-

ется АсаЫкатоеЪа, а доминирующим видом амеб в Волго-Уральском степном очаге — Количество акантамеб в очагах Прикаспия может достигать от нескольких десятков до нескольких сотен тысяч клеток на г почвы.

Впервые проведены эксперименты по совместному культивированию возбудителя чумы с амебами АсаШИатоеЬа Бр. Показана фагоцитическая активность акантамеб в отношении У.реБШ. Впервые установлено, что штаммы неосновных подвидов возбудителя чумы менее устойчивы к фагоцитозу амебами АсаШкатоеЪа ер. и В.&БСогйеит, чем штаммы основного подвида. Показана возможность длительного сохранения штаммов основного подвида в ассоциации с АсаЫатоеЪа Бр. и В.&Бсогйеит.

Впервые выявлена способность У.реБИз формировать биопленку на почвенных нематодах отрядов Ту1епсЫс1а и И1аЬс1Шс1а, которые могут участвовать в распространении возбудителя во внешней среде. Выделенные в зоне очагов Прикаспия энтомопаразитические нематоды — паразиты блох отнесены к видам ЯиЬгоутета эр., ¿¡/л/о^у/еяс/шя ер. и Psyllotylenchus Бр. Впервые

описан вид энтомопаразитической нематоды с широким спектром гостальной специфичности, который предложено назвать Rubzovinema polyxenica.

Впервые определены нуклеотидные последовательности участков рибо-сомного оперона амеб из почв очагов чумы Прикаспия: Acanthamoeba castellani, Acanthamoeba sp., Willaertia sp.; участков генов 18S и 28S pPHK нематод-паразитов блох и 3 полные последовательности рибосомного оперона трех изолятов нематоды Rubzovinema sp. Также определены фрагменты рибосомного оперона блох Neopsylla setosa, Mesopsylla hebes, Amphipsylla rossica, Ctenophthalmus secundus и нового изолята Citellophilus tesquorum, из которых выделены энтомопаразитические нематоды.

Практическая значимость

Разработаны методические рекомендации: «Выделение свободноживу-щих амеб из почв природных очагов чумы, их родовая идентификация и получение совместных культур с Yersinia pestis» (утверждены директором РосНИПЧИ «Микроб» 24 июня 2014 г.); «Выделение и определение систематической принадлежности энтомопаразитических нематод из блох в условиях природного очага чумы» (утверждены директором РосНИПЧИ «Микроб» 24 июня 2014 г.). Описанные в рекомендациях методические приемы использованы при проведении эпизоотологического обследования в условиях эпидот-ряда Астраханской противочумной станции в Прикаспийском природном очаге чумы весной 2014 г.

В международной базе данных NCBI GenBank депонировано 10 нуклео-

тидных последовательностей участков генов 18S и 28S рРНК рибосомного

оперона энтомопаразитических нематод под номерами KF373731 —

KF373740. Также депонированы 3 полные последовательности рибосомного

оперона трех изолятов нематоды Rubzovinema sp. под номерами KF155281-

155283. В NCBI GenBank впервые депонированы фрагменты рибосомного

оперона блох Neopsylla setosa (№1748412), Mesopsylla hebes (№1748421),

Amphipsylla rossica (№1748428), Ctenophthalmus secundus (№1748367), a

также нового изолята Citellophilus tesquorum (№1748427), из которых выде-

14

à

лены энтомопаразитические нематоды. В >ГСВ1 вепВапк впервые депонированы фрагменты рибосомного оперона амеб из почв очагов чумы Прикас-пия: АсапЛатоеЬа са$1е11ат (№1748430 (1), АсапйихтоеЪа Бр. (№1748430 (2), ШНаегНа яр. (№1748430 (3).

Полученные в ходе выполнения диссертационной работы данные по особенностям образования биопленки штаммами У. реяШ основного и неосновных подвидов и их взаимодействия с членами почвенных биоценозов используются при чтении лекций на курсах специализации по особо опасным инфекциям при РосНИПЧИ «Микроб», а также на курсах «ПЦР в диагностике инфекционных болезней и индикации патогенных микроорганизмов».

Положения, выносимые на защиту:

1. Природные штаммы возбудителя чумы всех подвидов и биоваров формируют биопленку на различных типах абиотических и биотических поверхностей. Количество образуемого ими основного компонента биопленки — поли-КГ-ацетилглюкозамина, значительно выше при 28°С, чем при 37°С и коррелирует с уровнем экспрессии генов Нтя оперона и формированием пигментированных колоний на среде с красителем Конго красным.

2. Состав основных структурных генов, транскрипционных и посттранскрипционных регуляторов образования биопленки у штаммов возбудителя чумы разных подвидов и биоваров одинаков, однако, имеются отличия в последовательности генов \vaaA, \imsT, гсбС и ркоР между штаммами основного и неосновных подвидов. Выявлены новые типы мутаций хромосомной области пигментации - протяженная делеция участка уро1969 - уро1926 с генами ктя оперона, делеция единичного нуклеотида (-А) в гене НтэН, вставка четырех нуклеотидов (+АТОА) в гене ктяБ, приводящие к отсутствию образования биопленки у штаммов У.реБйБ.

3. Возбудитель чумы способен вступать во взаимодействие с массовыми членами почвенных биоценозов природных очагов чумы — простейшими и нематодами. Штаммы У.резйз могут длительно сохраняться в ассоциации с доминирующими в почвах очагов Прикаспия амебами АсаШкатоеЬа ер., а также с миксамицетами и.<И&со1(1еит, и образовывать биопленку на кутикуле почвенных нематод отрядов К1тЬ(1Шс1а и Ту1епсЫс1а.

Апробация работы

Материалы работы доложены и обсуждены на научно-практической конференции с международным участием «Проблемы иерсиниозов», 12-14 октября 2011 г., г. Санкт-Петербург; IV Ежегодном Всероссийском Конгрессе по инфекционным болезням, 26-28 марта 2012 г., г. Москва; Второй ежегодной заочной научно-практической конференции, приуроченной к 200-летию Казанского государственного медицинского университета «Микробиология в современной медицине», 26 апреля 2014 г., г. Казань; VI Всероссийской научно-практической конференции молодых ученых и специалистов Роспотребна-дзора «Актуальные проблемы эпидемиологии и профилактической медицины», Ставрополь 2014 г.; на итоговых ежегодных конференциях РосНИПЧИ «Микроб», 2012,2013 и 2014 гг.

Публикации результатов исследований

По теме диссертации опубликовано 8 печатных работ, из них 4 — в периодических изданиях из «Перечня ведущих рецензируемых научных журналов, рекомендованных ВАК Министерства образования и науки России», в том числе одна работа — в зарубежном издании.

Структура и объем диссертации

Диссертация представлена на 219 страницах текста, состоит из введения, главы обзора литературы, четырех глав собственных исследований (в том числе, одной главы с описанием материалов и методов), заключения и выводов. Работа иллюстрирована 21 таблицей и 38 рисунками. Библиографический указатель содержит 211 отечественных и зарубежных источников.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Бактериальная биопленка: состав, структура и роль в жизненном цикле патогенных бактерий

Более 99,9 % бактерий существуют в природе не в виде отдельных клеток, а в состоянии биопленок - сложно организованных сообществ клеток, погруженных во внеклеточный полимерный матрикс, обычно прикрепленный к абиотической или биотической поверхности [Costerton J.W. et al., 1995; 1999; O'Toole G.A. et al., 1998; 2000 6; Hall-Stoodley L. et al., 2004; Davies D., 2003; Hall-Stoodley L., Stoodley P., 2009; Flemming H.C., Wingender J, 2010].

От обычного скопления бактериальных клеток биопленка отличается, в первую очередь, своей сложной архитектурой и координацией процессов жизнедеятельности составляющих ее клеток [Caldwell D.E. et al., 1997; Hengge R., 2009]. Такое согласованное функционирование клеток во многом обеспечивается системой Quorum Sensing (QS). Эта система контролирует экспрессию генов клеток бактерий с помощью низкомолекулярных сигнальных молекул. У большинства грамотрицательных бактерий эти молекулы являются N-ацил-гомосерин-лактонами. Работа системы QS напрямую зависит от плотности популяции клеток бактерий, и в случае ее повышения инициируются процессы, приводящие к образованию биопленки. При этом меняется экспрессия более чем 40% генов, бактерии переходят к прикрепленному образу жизни, продуцируя различные факторы биопленкообразования [Гинцбург А.Л.и др. 2003; Буланцев А.Л. и др., 2006; O'Toole G.A. et al., 2000 а]. Основным компонентом в этом процессе является внеклеточный полимерный матрикс, который обеспечивает все этапы формирования биопленки. Эти этапы включают прикрепление клеток к субстрату, рост и агрегацию клеток в микроколонии, созревание и поддержание архитектуры зрелой биопленки [O'Toole G.A. et al., 2000 6; Davey M.E., O'Toole G.A., 2000; Donlan R.M., Costerton J.W., 2002] (рис. 1).

t-

Рисунок 1. Этапы формирования бактериальной биопленки

На первом этапе происходит прикрепление клеток к какой-либо поверхности. Установлено, что биопленки могут формироваться на самых различных ее типах, включая ее биотические и абиотические, гидрофобные и гидрофильные разновидности [ОТоо1е О.А. е1 а1., 2000 б; Бауеу М.Е., 0'Тоо1е в.А., 2000; Боп1ап КМ., С^еЛоп 2002]. Обнаружено, что более шероховатые виды поверхностей колонизируются интенсивнее за счет увеличения площади контакта [СЬагаскНБ е1 а1., 1990]. Также замечено, что большинство микроорганизмов быстрее прикрепляется к гидрофобным неполярным поверхностям типа тефлона и другого пластика, чем к гидрофильным материалам типа стекла или металлов. Взаимодействие с поверхностью на этом этапе обеспечивается целым рядом поверхностных компонентов бактерий, таких как экзопо-лисахариды (ЭПС), липополисахариды (ЛПС), жгутики, фимбрии и другие поверхностные белки и кислоты Ц)оп1ап Я.М., Costerton .Г.\У., 2002]. При этом полимеры с неполярными участками, такие как протеины (включая фимбрии) и различные экскретируемые бактериями кислоты (миколиновые и тейхоевые) в первую очередь участвуют в прикреплении к гидрофобным субстратам. Этим обеспечивается повышением гидрофобности всей поверхности клетки, что помогает преодолеть начальный электростатический барьер отталкивания

между клеткой и субстратом [Caldwell D.E. et а1.,1997]. По тому же принципу ЭПС и ЛПС обеспечивают колонизацию гидрофильных полярных материалов [Donlan R.M., Costerton J.W., 2002]. Жгутики также принимают участие в прикреплении, хотя их первичная роль может быть в механическом преодолении отталкивающих сил, а не в действии как адгезинов.

После успешной колонизации поверхности бактериальные клетки начинают делиться и агрегироваться в микроколонии — основные структурные единицы биопленки. Это скопления клеток толщиной в 3-5 слоев, основную часть которых составляет внеклеточный полимерный матрикс. Со временем эти структуры увеличиваются в размерах и объединяются, формируя зрелую биопленку [О'Toole G.A. et al. 2000 б; Monds R., O'Toole G.A., 2009]. Она отличается сложной архитектурой, обеспечивающей функционирование всей популяции клеток в ее составе как единого консорциума. В своей структуре зрелая биопленка имеет различные пустоты и каналы, через которые происходит циркуляция воды и питательных веществ внутри нее. Создание и поддержание такой сложной структуры биопленки обеспечивает внеклеточный полимерный матрикс, состоящий, как правило, из полисахаридов, белков, липи-дов и нуклеиновых кислот. Состав матрикса может варьировать по химическим и физическим свойствам, однако, для большинства бактерий его основу обычно составляют полисахариды. Они могут быть нейтральными или в случае грамотрицательных бактерий — полианионными. Последнее свойство обеспечивается наличием в составе уроновых кислот (типа D-глюкуроновой, D-галактуроновой и манноуроновой) или кетал-связанных пируватов, придающих анионные свойства [Sutherland I.V., 2001]. Наличие полианионных экзополисахаридов важно для формирования биопленок грамотрицательными бактериями, включая Y.pestis, поскольку это позволяет ассоциировать двухвалентные катионы кальция и магния, которые перекрестно сшиваются с нитями полимера и обеспечивают большую связывающую силу в зрелой биопленке [O'Toole G.A., 2000 б]. В случае некоторых грамположительных бактерий

(например, стафилококк) химический состав матрикса может быть различным

19

и состоять, прежде всего, из катионных полимеров. Обнаружено, что матрикс коагулазоотрицательных бактерий состоит в основном из тейхоевой кислоты, а также небольшого количества белка [Costerton J.W. et al., 1995].

Самым изученным на сегодняшний день полисахаридом матрикса бактериальных биопленок является поли-КГ-ацетилглюкозамин (PNAG — poly-N-acetylglucosamine). Этот компонент составляет основу матрицы биопленки у многих патогенных микроорганизмов, таких как Y. pestis, Y. pseudotuberculosis, Y. enterocolitica, Actinobacillus actinomycetemcomitans, A. pleuropneumoniae, Bordetella pertussis, B. parapertussis, B. bronchiseptica, Staphylococcus spp., Escherichia coli и других [Itoh Y. et al., 2005]. Кроме PNAG матрикс бактериальной биопленки может также включать множество других полисахаридов. У патогенных микроорганизмов встречаются такие полимеры, как альгинат, целлюлоза, декстран, леван и другие. Установлено, что матрикс биопленок Pseudomonas aeruginosa состоит в основном из альги-ната, обусловливающего вязкость и большую влагоемкость биопленок этого условного патогена. Некоторые бактерии - Salmonella typhimurium, Klebsiella pneumoniae и E. coli, способны синтезировать целлюлозу, формируя из нее волокнистую биопленку [Zogaj X. et al., 2001]. Многие стрептококки также продуцируют декстраны и леваны. Таким образом, состав внеклеточного матрикса, формирующего каркас бактериальных биопленок, может быть самым разнообразным.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Кошель, Елена Ивановна, 2014 год

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. Акиев А. К. О микроочаговости чумы диких грызунов // Природа. очаговость, микробиол. и профилакт. зоонозов. — 1989. С. 53-60.

2. Бибикова В.А., Кпассовский В.Н. Передача чумы блохами.- М.: — Медицина, 1974. - 188 с.

3. Бидашко Ф.Г., Белоножкина Л.Б., Пак М.В. и др. Исследование переживания чумой межэпизоотического периода // Материалы юбилейной международной науч.-прак. конф. Уральской противочумной станции 19142014 годы. Уральск. 2014. С.214-216.

4. Буланцев А.Л., Елизаров В.В., Андрус В.Н., Липницкий A.B. Новые представления об экологии бактериальных популяций с коммуникативной системой сигнализации // Пробл. особо опасных инф. — 2006.— Вып. 91.— С.11-14.

5. Булгакова Е.Г., Краснов Я.М., Гаева A.B. и др. Особенности проявления признака пигментации структурные различия генов hms -оперона у штаммов Y.pestis и Y.pseudotuberculosis // Проблемы особо опасных инф-2011.-В.2 (80).- С.30-35.

6. Бухарин О.В., Литвин В.Ю. Патогенные бактерии в природных

экосистемах. Екатеринбург. 1997. 269 с.

7. Ващенок B.C. Блохи - переносчики возбудителей болезней человека и животных.- Л.: Наука, 1988,- 160 с.

8. Величко Л.Н., Кондрашкина К.И., Ермилов А.П. и др. Экскременты блох — естественная среда долговременного хранения микроба чумы // Пробл. особо опасных инф.- 1978. - №6 (64). - С.51-53.

9. Величко Л.Н., Кокушкин A.M., Марысаев В.Б., Бережнов А.З. Исследование экскрементов зараженных чумой лабораторных животных ... Саратов.-1984,- С. 31-35.

10. Величко JI. Н. Длительное выживание чумного микроба в трупах и экскрементах блох. [Автореф. дис. на соиск. уч. ст. канд. мед.наук.] Саратов; 1981.20 с.

11. Видяева Н.А., Ерошенко Г.А.. Шавина Н.Ю. и др. Формирование биопленки штаммами Yersinia pestis основного и неосновных подвидов и Yersinia pseudotuberculosis на модели Caenorhabditis elegans // Пробл. особо опасных инф.- 2009. - №1. - С. 32-34.

12. Гинцбург А.Л., Ильина Т.С., Романова Ю.М. «Quorum sensing» или социальное поведение бактерий // Ж. микроб., эпидемиол., иммунобиол. -2003.-№5, 86-93.

13. Дятлов И. А. Эволюционные аспекты в природной очаговости чумы. Ставрополь; 1989. 198с.

14. Ерошенко Г.А., Кутырев В.В., Фадеева А.В. и др. Распространение генов системы секреции III типа у холерных вибрионов различных се-рогрупп// Журнал микробиол., эпидемиол. и иммунобиол. — 2008. - №4. — С. 23-27.

15. Ильина Т.С., Романова ЮМ., Гинцбург А.Л. Биопленка как способ существования бактерий в окружающей среде и организме хозяина: феномен, генетический контроль и системы регуляции их развития // Генетика. - 2004. - Т.40, № 11. - С.1-12.

16. Коннов Н.П., Попов Н.В., Величко Л.Н., Князева Т.В. Феномен образования биопленок Yersinia pestis в организме блох // Паразитология. — 2009.-;V.43,№4.-C. 330-337.

17. Куклева Л.М., Кузьмиченко И.А., Проценко О.А. Сравнительная характеристика биохимических свойств штаммов разных подвидов Yersinia pestis и штаммов Yersinia pseudotuberculosis // Проблемы особо опасных инф. -2001.-№ 5-С. 105-110.

18. Куклева Л.М., Проценко О.А., Кутырев В.В. Современные представления о родстве возбудителей чумы и псевдотуберкулеза // Молекул, ге-

нет., микробиол. и вирусол. - 2002. - №.1 - С.3-7.

198

19. Кутырев В.В., Ерошенко Г.А., Попов Н.В. и др. Молекулярные механизмы взаимодействия возбудителя чумы с беспозвоночными животными // Молекул, генет., микробиол. и вирусол. 2009. - №4.— С: 7-12.

20. Кутырев В.В., Коннов Н.П., Волков Ю.П. Возбудитель чумы ультраструктура и локализация в переносчике / Под ред. В.В. Кутырева. - М.: Медицина. 2007.- 224 с.

21. Кутырев В.В., Попов Ю.А., Проценко O.A. Плазмиды патогенно-сти чумного микроба // Мол. генет. микробиол. вирусол. - 1986. - №6. - С.З-11.

22. Кутырев В.В., Проценко O.A. Классификация и молекулярно-генетические исследования Yersinia pestis II Проблемы особо опасных инф. -1998.— С.11-12.

23. Лабораторная диагностика опасных инфекционных болезней. Практическое руководство. Под ред. акад. РАМН Г.Г Онищенко и акад. РАМН В.В.Кутырева. Москва: Изд-во «Шико». 2013. 556 с.

24. Лавровский A.A., Попов Н.В. Межэпизоотический период как одна из фаз саморазвития экосистемы природного очага чумы // Проблемы особо опасных инф. - 1978. - Вып.2(60). - С.5-9.

25. Литвин В.Ю. Сапронозные аспекты энзоотии чумы // Успехи совр. биол.- 2003.- №123(6). - С. 543-552.

26. Литвин В.Ю., Коренберг Э.И. Природная очаговость болезней: развитие концепции к исходу века // Паразитология.- 2003- № 3 - С. 179191.

27. Литвинова Е.А. Описание новой нематоды рода Spilotylenchus (Nematoda, Tylenchida), паразита блохи Neopsylla bidentatiformis (Insecta, Siphonaptera) II Зоологический журнал - 1995.- T.74.-C.39-43.

28. Монахова E.B., Смоликова Л.М., Божко Н.В. ПЦР детекция генов системы секреции третьего типа (TTSS) и других факторов патогенно-

сти/персистенции у холерных вибрионов различных серогрупп // Эпидемиол. инфкц. болезни.-20 Ю.-№6.-С. 20-24.

29. МУ 1.3. 2569-09 «Организация работы лабораторий, использующих методы амплификации нуклеиновых кислот при работе с материалом, содержащим микроорганизмы I-IV групп патогенности».

30. Никулыпин С. В., Онацкая Т. Г., Луканина Л. М. Изучение ассоциации почвенных амеб Hartmannella rhysodes с бактериями - возбудителями чумы и псевдотуберкулеза в эксперименте // Журн. микробиол., эпидемиол. иммунобиол. - 1992. №9 (10).- С.2-4.

31. Одиноков Г.Н., Ерошенко Г.А., Краснов Я.М. и др. Анализ полногеномной последовательности штаммов Yersinia pestis на основе ступенчатого 680-SNP алгоритма // Проблемы особо опасных инфекций. -2013- № З.-С. 49-54.

32. Онищенко Г.Г., Кутырев В.В., Попов Н.В. и др. Природные очаги чумы Кавказа, Прикаспия, Средней Азии и Сибири / Под ред. Г.Г.Онищенко, В.В. Кутырева. - М.: Медицина, 2004. - 192 с.

33. Павловский E.H. Природная очаговость трансмиссивных болезней в связи с ландшафтной эпидемиологией зооантропонозов. М.-Л.; 1964. 211 с.

34. Попов Н.В. Дискретность - основная пространственно-временная особенность проявлений чумы в очагах сусликового типа. Саратов, Изд-во СГУ; 2002.

35. Попов Н.В., Слудский A.A., Удовиков А.И. и др. К роли нематод [Secernentae, Rhabdidae] - паразитов блох в энзоотии чумы // Энтомол. и па-разитол. исследования в Поволжье. - 2006 — № 5. — С.88-93.

36. Попов Н.В., Слудский A.A.. Удовиков А.И. и др. Роль биопленок Yersinia pestis в механизме энзоотий чумы // Журн. микробиол., эпидемиол. иммунол. - 2008. - № 4. - С. 118-120.

37. Романова Ю.М., Алексеева Н.В., Смирнова Т.А. Способность к формированию биопленок в искусственных системах различных штаммов Salmonella typhimureum И Журн. микробиол.. эпидемиол. и микробиол,- 2006. - № 4.- С.38-42.

38. Рубцов И.А. Паразиты и враги блох. JL: Наука; 1981. 99 с.

39. Самойлова C.B., Ежов И.Н., Еремин С.А. и др. Получение и характеристика вирулентных производных штамма Y.pestis 231, обладающих различным набором детерминант патогенности // Эпидемиол., микробиол. и иммунол. бакт. и вирус, инф.: Тез. докл. науч. конф. молодых ученых-Ростов-н/Д, 1989.- С.152-153.

40. Слободянюк О.В. Обоснование рода Rubzovinema gen.n. (Sphaerularioidea) и переописание Rubzovinema ceratophylla comb.n. паразита блохи Citellophillus tesquorum II Зоологический журнал. - 1991- Т. 70, №9.-С.33-43.

41. Тимофеева JI.A. О таксономии чумного микроба // Проблемы особо опасных инфекций. - 1972. - Вып. 1(23).- С. 15 - 22.

42. Тимофеева Л. А., Головачева В. А. Итоги экспериментального изучения роли почвы в сохранении и передаче чумного микроба // Сост. и перспект. профилакт. чумы. -1978 - С 21-22.

43. Черкасский Б. Л. Инфекционные и паразитарные болезни человека.- М.: Медицинская газета, 1994. 617с.

44. Abd H., Johansson T., Golovliov I. et al. Survival and growth of Francisella tularensis in Acanthamoeba castellanii //Appl. Environ. Microbiol — 2003.- V.69, №1.- P. 600-606.

45. Abu Khweek A., Fetherston J.D., Perry R.D. Analysis of HmsH and its role in plague biofilm formation // Microbiology. —2010- V.156. - P. 14241438.

46. Achtman M., Morelli G., Zhu P. et al. Microevolution and history of the plague bacillus, Yersinia pestis II Proc. Natl. Acad. Sei. USA. - 2004,- V.101.-P.17837-17842.

47. Achtman M., Zurth K., Morelli G. et al. Yersinia pestis, the cause of plague, is a recently emerged clone of Yersinia pseudotuberculosis // Proc. Natl. Acad. Sei U S A - 1999.- V.96.-P.14043-14048.

48. Adams B.J., Fodor A., Koppenhöfer H.S., et al. Biodiversity and sys-tematics of nematode - bacterium entomopathogens // Biological Control. - 2006. -V.37.- 32-49.

49. Ansong C., Schrimpe-Rutledge A.C., Mitchell H.D. et al. Multi-omic system approach to elucidating Yersinia pestis virulence mechanisms // Mol. Biosyst. 2013. - V.9,№ 1.- P.44-54.

50. Ayyadurai S., Houhamdi L., Lepidi H. et al. Long-term persistence of virulent Yersinia pestis in soil // Microbiology. - 2008. V.154.-P. 2865-2871.

51. Baermann G. Eine eifache Methode Zur Auffindung von Anklyostomum (Nematoden) larven in Erdproben // Geneesk.Tijdschr.Ned.- Indie - 1917. -V. 57.-P. 131-137.

52. Baltazard M., Karimi Y., Eftekhari M. et al. The interepizootic preservation of plague in an inveterate focus. Working hypotheses // Bull. Soc. Pathol. Exot/ Filiales/- 1963- V56.- P. 1230-1245.

53. Bert W., Leliaert F., Vierstraete A.R. et al. Molecular phylogeny of the Tylenchina and evolution of the female gonoduct (Nematoda: Rhabditida) // Mol. Phylogenet. Evol. - 2008.- V.48, №2.- P.728-744. doi: 10.1016/j.ympev.2008.04.011.

54. Blaxter M. L., De Ley P., Garey J. R. et al. A molecular evolutionary framework for the phylum Nematoda // Nature - 1998.-V.392, № 6671.-P. 71-75.

55. Brenner S. The genetics of Caenorhabditis elegans // Genetics. -1974.-V. 77.-P. 71-94.

56. Bobrov A.G., Kirillina O.A., Forman S. et al. Insight into Yersinia

pestis biofilm development: topology and co-interaction of Hms inner membrane proteins involved in exopolisaccharide production // Environ, microbiol.- 2008. — V.10, N6. -P.1419-1432.

57. Bobrov A.G., Kirillina O., Perry R.D. The phosphodiesterase activity of the HmsP EAL domain is required for negative regulation of biofilm formation in Yersiniapestis II FEMS Microbiol. Lett.- 2005.- V.247 - P. 123-130.

58. Bobrov A.G., Kirillina O., Ryjenkov D.A. et al. Systematic analysis of cyclic di-GMP signaling enzymes and their role in biofilm formation and virulence in Yersinia pestis II2011- Mol. Microbiol.- V.79 - P. 533-551.

59. Bridier A., Briandet R., Bouchez T., Jabot F. A model-based approach to detect interspecific interactions during biofilm development // Biofouling — 2014.- V.30,№7.- P.761 -71.

60. Brock D.A., Douglas T.E., Queller D.C., Strassmann J. E. Primitive agriculture in a social amoeba // Nature.-2011.-V.469, №7330.-P.393-396

61. Brubaker R.R. Mutation rate to nonpigmentation in Pasteurella pestis /J. Bacteriol.— 1969.-V. 98,№ 3.-p. 1404-1406

62. Buchrieser C., Prentice M., Carniel E. The 102-kilobase unstable region of Yersinia pestis comprises a high-pathogenicity island linked to a pigmentation segment which undergoes internal rearrangement // J. Bacteriol. - 1998. - V. 180.-P. 2321-2329.

63. Burnell A.M., Stock S.P. Heterorhabditis, Steinernema and their bacterial symbionts - lethal pathogens of insects //Nematology-2000.-V.2.-P. 31-42

64. Caldwell D.E., Atuku E., Wilkie D.C. et al. Germ theory vs. community theory in understanding and controlling the proliferation of biofilms // Adv. Dent. Res. -1997. - V.l 1- P. 4-13.

65. Characklis W.G., McFeters G.A., Marshall K.C. Physiological ecology in biofilm systems. In: Characklis W.G., Marshall K.C., editors. Biofilms. New York: John Wiley and Sons; 1990. p. 341-94.

66. Cathelyn J.S., Crosby S.D., Lathem W.W. et al. RovA, a global regulator of Yersinia pestis, specifically required for bubonic plague // Proc. Natl. Acad. Sei. USA.-2006.- V. 103,№36.- P.13514-13519..

67. Chain P.S., Carniel E., Larimer F.W. et al. Insights into the evolution of Yersinia pestis through whole genome comparison with Yersinia pseudotuberculosis II Proc. Natl. Acad. Sei. USA.- 2004.- V. 191, N38. - P. 1382613831.

68. Chizhov V.N., Chumakova O.A., Subbotin S. A., Baldwin J. G. Morphological and molecular characterization of foliar nematodes of the genus Aphelenchoides: A. fragariae and A. ritzemabosi (Nematoda: Aphelenchoididae) from the Main Botanical Garden of the Russian Academy of Sciences, Moscow // Russian J. Nematology.-2006.-V. 14, №2.-P. 179-184,

69. Co§kun K.A., Öz?elik S., Tutar L. et al. Isolation and identification of free-living amoebae from tap water in Sivas, Turkey // BioMed Research International.^ 13.- V.2013 (2013), article ID 675145, 8 pages

70. Costerton J.W., Lewandowski Z., Caldwell D.E., Korber D.R., Lappin-Scott H. M. Microbial biofilms // Annu. Rev. Microbiol. - 1995 - V. 49-P.711-745.

71. Costerton J.W., Stewart P.S., Greenberg E.P. Bacterial biofilms: a common case of persistent infections // Science - 1999- V.284, №5418.-P.1318-1322.

72. Cotter P., Stibitz S. c-di-GMP-mediated regulation of virulence and biofilm formation // Curr. Opin. Microbiol. - 2007 - V.10.-P. 17-23

73. Cui Y., Yu C., Yan Y. et al. Historical variation in mutational rate in an epidemic pathogen Yersinia pestis II PNAS. -2013 - V. 110,№2. - P. 577582.

74. Darby C. Uniquely insidious: Yersinia pestis biofilms // Trends Microbiol.-2008.-V. 16.-P. 158-164.

75. Darby C., Ananth S.L., Tan L., Hinnebusch B.J. Identification of gmhA a Yersinia pestis gene required for flea blockage by using a Caenorhabditis elegans biofilm // Infect. Immun.- 2005.- V.73, N11.- P.7236-7242.

76. Darby C., Chakraborti A., Politz S.M. et al. Caenorhabditis elegans mutants resistant to attachment of Yersinia biofllms // Genetic. — 2007 — V.176.-P. 221-230.

77. Darby C., Hsu J.W., Ghori N., Falkow S. Caenorhabditis elegans: plague bacteria biofilm blocks food intake // Nature.-2002.-V. 417.- P.243-244.

78. Davies D. Understanding biofilm resistance to antibacterial agents // Nat. Rev. Drug. Discov. - 2003 V.2..- P. 114-122.

79. Davey M.E., O'Toole G.A. Microbial biofilms: from ecology to molecular genetics // Microbiol. Mol. Biol.Rew. - 2000.- V. 64, №4 .- P. 847-867.

80. De Grisse A.T. Redescriptions ou modifications de quelques techniques utilisées dans l'étude des nématodes phytoparasites // Meded. Rijks.Fak. LandbWet. Gent. -1969.-V. 34.-P. 351-369.

81. Del Gallo M., Negi M., Neyra C.A. Calcofluor- and lectin-binding exocellular polysaccharides of Azospirillum brasilense and Azospirillum lipoferum // J. Bacteriol.-1989,- V.171,№6- P. 3504-3510.

82. De Jonckheere J.F. Ecology of Acanthamoeba // Rev. Infect. Dis. — 1991.-V. 13.-P. 385-387.

83. Devignat R. Variétés de l'espèce Pasteurella pestis II Bull. WHO. -1951.-V. 4.- P. 247-263.

84. Douda O., Zouhar M., Novakova E. et al. Variability of D2/D3 segment sequences of several populations and pathotypes of potato cyst nematodes (Globodera rostochiensis, Globodera pallida) // Plant Protection Science, -2010-V.46, № 4,-P. 171-180.

85. Donlan R.M., Costerton J.W. Biofilms: survival mechanisms of clinically relevant microorganisms // Clin. Microbiol. Rev. — 2002.- V.15, №2.- P. 167-193.

86. Drace K., Darby C. The hmsHFRS operon of Xenorhabdus nematophila is required for biofilm attachment to Caenorhabditis elegans II Appl. Environ Microbiol.- 2008.- V.74.-P. 4509-4515.

205

87. Drake H.L., Horn M.A. As the worm turns: the earthworm gut as a transient habitat for soil microbial biomes // Annu. Rev. Microbiol - 2007 - V. 61.-P. 169-189.

88. El-Etr S.H., Margolis J.J., Monack D. et al. Francisella tularensis type A strains cause the rapid encystment of Acanthamoeba castellanii and survive in amoebal cysts for three weeks postinfection // Appl. Environ. Microbiol.- 2009.-V.75, №23 .-P.7488-500. doi: 10.1128/AEM.01829-09.

89. Erickson D.L., Jarrett C.O., Callison J.A. et al. Loss of a biofilm-inhibiting glycosyl hydrolase during the emergence of Yersinia pestis II J. Bacteriol. -2008.-V. 190.-P.8163-8170

90. Erickson D.L., Jarrett C.O., Wren B.W., Hinnebusch B.J. Serotype differences and lack of biofilm formation characterize Yersinia pseudotuberculosis infection of the Xenopsylla cheopis flea vector of Yersinia pestis II J.Bacteriol.— 2006.-V. 188,-P. 1113-1119.

91. Eroshenko G.A., Kutyrev V.V. Biochemical and genetic peculiarities and the phylogenetic relationship of the non-main subspecies in the general scheme of the plague agent evolution // Advances in Experimental Medicine and Biology, 2012, V.954, Part 1, P.45-51

92. Essig A., Heinemann M., Simnacher U., Marre R. Infection of Acanthamoeba castellanii by Chlamydia pneumonia II Appl Environ Microbiol. — 1997.-V. 63, №4.- P.1396-1399.

93. Ettinger M.R., Webb S.R., Harris S.A. et al. Distribution of free-living amoebae in James River, Virginia, USA // Parasitology Research. - 2003- V. 89, №1.- P. 6-15.

94. Fasanella A., Scasciamacchia S., Garofolo G. et al. Evaluation of the house fly Musca domestica as a mechanical vector for an anthrax // PloS One. -2010.-V.5: el2219.

95. Flemming H.C., Wingender J. The biofilm matrix // Nat. Rev. Microbiol-2010.- V. 8.-P. 623-633.

96. Forman S., Bobrov A.G., Kirillina O. et al. Identification of critical amino acid residues in the plague biofilm Hms proteins // Microbiology.- 2006 — V. 152-P. 3399-3410.

97. Fux C.A., Costerton J.W., Stewart P.S., Stoodley P. Survival strategies of infectious biofilms // Trends Microbiol. - 2005,- V 13 - P. 34-40.

98. Fetherston J.D., Perry R.D. The pigmentation locus of Yersinia pestis KIM6+ is flanked by an insertion sequence and includes the structural genes for pesticin sensitivity and HMWP2 // Mol. Microbiol. - 1994. - V. 13, №4. - P. 697 -708.

99. Gage K. L, Kosoy M.Y. Natural history of plague: perspective from more than a centuary of research // Annu. Rev. Entomol.- 2005. - V.50. - P.505-528.

100. Garcia E., Worsham P., Bearden S. et al. Pestoides F, an atypical Yersinia pestis strain from the former Soviet Union // Adv. Exp. Med. Biol. - 2007. — V.603. -P. 17-22.

101. Gilbert P., Das J., Foley I. 1997. Biofilms susceptibility to antimicrobials //Adv. Dent. Res.- 1997.-V. 11.-P.160-167.

102. Grabenstein J.P., Fukuto H.S., Palmer L.E., Bliska J.B. Characterization of phagosome trafficking and identification of PhoP-regulated genes important for survival of Yersinia pestis in macrophages // Infect. Immun - 2006,- V.74 - P. 3727-3741.

103. Greub G. Raoult D. Microorganisms resistant to free-living amoebae // Clin. Microbiol. Rev.- 2004.- V.17, №2.- P. 413-433.

104. Hall-Stoodley L., Costerton J.W., Stoodley P. Bacterial biofilms: from the natural environment to infectious diseases // Nat. Rev. Microbiol. -. 2004, N2. -P 95-108.

105. Hall-Stoodley L., Stoodley P. Evolving concepts of biofilm infections// Cell Microbiol. - 2009.- V.l 1,№ 7. - P. 1034-1043

106. Harb O. S. Abu Kwai Y. Essential role for the Legionella pneumophila rep helicase homologue in intracellular infection of mammalian cells // Infect Immun. - 2000.- V.68, №12. - P.6970-6978.

107. Hengge R. Principles of c-di-GMP signalling in bacteria // Nat. Rev. Microbiol.- 2009.- V.7.- P. 263-273.

108. Hinnebusch B.J. The evolution of flea-borne transmission in Yersinia pestis II Curr. Issues Mol. Biol.- 2005. - V. 7, N2. - P. 197-212.

109. Hinnebusch B.J., Perry R.D., Schwan T.G. Role of the Yersinia pestis hemin storage (hms) locus in the transmission of plague by fleas // Science. - 1996. - V 273, N5273 - P. 367-370.

110. Hinnebusch B.J., Erickson D.L. Yersinia pestis biofilm in the flea vector and its role in the transmission of plague // Curr. Top. Microbiol. Immunol.-2008.- V. 322-P. 229-248.

111. Hitchen P.G., Prior J.L., Oyston P.C. et al. Structural characterization of lipo-oligosaccharide (LOS) of Yersinia pestis: regulation of LOS structure by the phoP/Q system II Mol. Microbiol. - 2002.- V.44, №6.-P.1637-1650.

112. Holterman M., Karssen G., Van Den Elsen S. et al. Small subunit rDNA-based phylogeny of the tylenchida sheds light on relationships among some highimpact plant-parasitic nematodes and the evolution of plant feeding // Phytopathology. - 2009 - V.99, № 3. - P. 227-235.

113. Hyde J.A.J., Darouiche R.O., Costerton J.W. Strategies for prophylaxis against prosthetic valve endocarditis: a review article // J. Heart Valve Dis. -1998 - V.7.— P.316-326.

114. Huelsenbeck J. P. and Ronquist F. MRBAYES: bayesian inference of phylogenetic trees // Bioinformatics. - 2001- V. 17, № 8. - P. 754-755.

115. Huws S.A., McBain A.J., Gilbert P. Protozoan grazing and its impact upon population dynamics in biofilm communities // J Appl. Microbiol. - 2005.-V.98, № 1.-P.238-244.

116. Jackson S., Burrows T.W. The pigmentation of Pasteurellapestis on a defined medium containing haemin // Br. J. Exp. Pathol. - 1956. - V. 37. - P. 570

- 576. (a)

117. Jackson S., Burrows T.W. The virulence-enhancing effect of iron on non-pigmented mutants of virulent strains of Pasteurella pestis II Br. J. Exp. Pathol. - 1956. - V. 37. - P. 577 - 583 (6).

118. Jarett C.O., Deak E., Isherwood K.E. et al. Transmission of Yersinia pestis from an infectious biofilm in the flea vector // J. Infect. Dis.- 2004. - V.190.

- P.783-792.

119. Jones H.A., Lillard J.W. Jr, Perry R.D. HmsT, a protein essential for expression of the haemin storage (Hms+) phenotype of Yersinia pestis II Microbiology. - 1999. - V. 145, Part. 8. - P. 2117-2128.

120. Joshua G.W.P., Karlyshev A.V., Smith M.P. et al. A Caenorhabditis elegans model of Yersinia infection: biofilm formation on a biotic surfaces// Microbiology.- 2003. - V.149. - P.3221-3229.

121. Itoh Y., Wang X. Hinnebusch B.J, et al. Depolymerization of beta-1,6-N-acetyl-D-glucosamine disrupts the integrity of diverse bacterial biofilms // J.Bacteriol.-2005.- V.187, №l.-P.382-387.

122. Karimi J. Conservation naturelle de la peste dans le sol // Bull. Soc. Pathol. Exot. - 1963.—V.6.-P. 1183-1186.

123. Kirillina O., Fetherston J.D., Bobrov A.G. et al. HmsP, a putative phosphodiesterase, and HmsT, a putative diguanylate cyclase, control Hms-dependent biofilm formation in Yersinia pestis H Mol. Microbiol - 2004.-V. 54-P. 75-88.

124. Kutyrev V.V., Filippov A.A., Oparina O.S. et al. Analysis of Yersinia pestis chromosomal determinants Pgm+ and Psts associated with virulence // Microb. Patog. - 1992. - V.12. - P.177-186.

125. La Scola B., Raoult D. Survival of Coxiella burnetii within free-living amoeba Acanthamoeba castellanii // Clin. Microbiol. Infect — 2001.- V.7, №2-P.:75-79.

126. Lartillot N., Lepage T., and Blanquart S. PhyloBayes 3: a Bayesian software package for phylogenetic reconstruction and molecular dating // Bioin-formatics. - 2009. -V. 25, № 17. - P. 2286-2288.

127. Lau H.Y., Ashbolt N.J. The role of biofilms and protozoa in Legionella pathogenesis: implications for drinking water // J. Appl.Microbiol. -2009 - V. 107.-P.368-378

128. Landers P., Kerr K.G., Rowbotham T.J. et al. Survival and growth of Burkholderia cepacia within the free-living amoeba Acanthamoeba polyphaga II Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. - 2000.- V.19.- P.121-123.

129. Launay H., Deunff J. Spilotylenchus maisonabei n. sp (Nematoda: Allantone-matidae) parasite de Spilopsyllus cuniculi (Dale, 1878) (Siphonaptera : Pulicidae), puce oioxene du lapin de garenne // Revue de Nematologie.- 1990 — V.13, №3.-P.293-296.

130. Li Y.L., Gao H., Qin L. et al. Identification and characterization of PhoP regulon members in Yersinia pestis biovar Microtus // BMC Genomics. -2008.- V.9.- P. 143.

131. Lillard J.W., Fetherston J.D., Pedersen L. et al. Sequence and genetic analysis of the hemin storage (hms) system of Yersinia pestis II Gene. - 1997. - V. 193.-P. 13-21.

132. Liu J., Chen S., Xiao D. et al. Intraspecific variability of Tylenchulus semipenetrans populations on citrus and Chinese fir // Scientia Agricultura Sinica-2011-V. 9,

133. Lorange E.A., Race B.L., Sebbane F., Hinnebusch J. B. Poor vector competence of fleas and the evolution of hypervirulence in Yersinia pestis II J. Infect. Dis.- 2005.- V.191 — P. 1907-1912.

134. Marciano-Cabral F., Cabral G. Acanthamoeba spp. as agents of disease in humans // CI. Microbiol. Rev - 2003.- V. 16.-P. 273-307.

135. Mahajan U.. Analysis of the interaction of Francisella tularensis Lvs and Legionella pneumophila biofilms with components of the aquatic environment // All Dissertations. -2013.- Paper 1117.

136. Majdalani N., Gottesman S. The Res phosphorelay: a complex signal transduction system //Annu. Rev. Microbiol.- 2005.-V. 59.-P.379-405.

137. Medlin L., Elwood H.J., Stickel S., Sogin M. L. The characterization of enzymatically amplified eukaryotic 16S-like rRNA-coding regions// Gene.-1988.- V. 71, № 2,- P.491-499.

138. McCoy J.P., Jr., Varant J., Goldstein I.J. Enzyme-linked lectin assay (ELLA): use of alkaline phosphatase-conjugated Griffonia simplicifolia B4 isolectin for the detection of a-D-galactopyranosyl end groups // Analytical Biochemistry.- 1983.-V.130.-P. 437-444.

139. Mollarett H.H, Karimi Y., Eftekhari M., Baltazard M. Burrowing plague // Bull. Soc. Pathol. Exot. Filiales. - 1963.-V.56.-P.1186-1193.

140. Monds R., O'Toole G. The developmental model of microbial biofilms: ten years of a paradigm up for review // Trends Microbiol.- 2009.- V.17, №2. P.73-87.

141. Morelli G., Song Ya., Mazzoni C. et al. Yersinia pestis genome sequencing identifies patterns of global phylogenetic diversity // Nature Genetics-2010.- doi: 10.1038/ng/705

142. Nei M., Kumar S. Molecular evolution and phylogenetics. Oxford University Press. Oxford; 2000.352 p.

143. Oyston P.C., Dorrell N., Williams K. et al. The response regulator PhoP is important for survival under conditions of macrophage-induced stress and virulence in Yersinia pestis II Infect. Immun. - 2000 - V.68, №6.-P.3419-3425.

$

144. O'Toole G.A., Gibbs K.A., Hager P.W. et al. The global carbon metabolism regulator Crc is a component of a signal transduction pathway required for biofilm development by Pseudomonas aeruginosa // J. Bacteriol. - 2000.-V.182.- P. 425—431. (a)

145. O'Toole G., Kaplan Y., Kolter R. Biofilm formation as microbial development//Annu. Rev. Microbiol. -2000.- V. 54.-P.49-79. (6)

146. O'Toole G.A., Kolter R. Flagella and twitching motility are necessary for Pseudomonas aeruginosa biofilm development // Mol. Microbiol.-1998.— V.30, №2 - P.295-304.

147. Pammi M., Liang R., Hicks J. et al. Biofilm extracellular DNA enhances mixed species biofilms of Staphylococcus epidermidis and Candida albicans II BMC Microbiol.-2013.- V.13.- P.257-268.

148. Parkhill J., Wren B.W., Thomson N.R. et al. Genome sequence of Yersinia pestis, the causative agent of plague// Nature. - 2001.- V.413. - P.523-527.

149. Patel C.N., Wortham B.W., Lines J.L. et al. Poliamines are essential for the formation of plague biofilm // J.Bacteriol. - 2006. - V.188, N 7. - P. 23552363.

150. Pelandakis M., Pernin P. Use of multiplex PCR and PCR restriction en-zyme analysis for detection and exploration of the variability in the free-living amoeba Naegleria in the environment // Appl. Environ. Microbiol.- 2002 - V.68, №(4).- P. 2061-2065.

151. Pier G. Pseudomonas aeruginosa: a key problem in cystic fibrosis I I ASM News.- 1998.-V. 64.-P.339-347.

152. Pendrak M.L., Perry R.D. Characterization of a hemin-storage locus of Yersinia pestis II Biol. Metals - 1991. - V. 4. - P. 41 - 47.

153. Pendrak M.L., Perry R.D. Proteins essential for expression of the Hms+ phenotype of Yersinia pestis II Mol. Microbiol. - 1993. - V.8. - P. 857 -864.

154. Perry R.D. A plague of fleas: survival and transmission of Yersinia pestis/J ASM News. -2003. - V.69, №7. -P.385-389.

155. Perry R., Bobrov A., Kirillina O. et al. Temperature regulation of the hemin storage (Hms+) phenotype of Yersinia pestis is posttranscriptional // J. Bacteriol. - 2004.-V. 186.-P. 1638-1647.

156. Perry R.D., Pendrak M., Schuetze P. Identification and cloning of a hemin storage locus involved in the pigmentation phenotype of Yersinia pestis II J. Bacteriol. - 1990. - V. 172. - P. 5929 - 5937.

157. Pukatzki S., Ma A.T., Sturtevant D. et al. Identification of a conserved bacterial protein secretion system in Vibrio cholerae using Dictyostelium host model // Proc .Natl. Acad. Sci. USA.- 2006.- V.103,№5.- P. 1528-1533.

158. Rebeil R., Jarrett C.O., Driver J.D. et al. Induction of the Yersinia pestis PhoP-PhoQ regulatory system in the flea and its role in producing a transmissible Infection // J. Bactertiol. -2013.- V.195, №9.- P.1920-1930.

159. Ren G.X„ Yan H.Q., Zhu H. et al. HmsC, a periplasmic protein, controls biofilm formation via repression of HmsD, a diguanylate cyclase in Yersinia pestis //Environ. Microbiol. -2014.-V. 16, №4.-P. 1202-1216.

160. Rowbotham T.J. Preliminary report on the pathogenicity of Legionella pneumophila for freshwater and soil amoebae I I J. Clin. Pathol. - 1980-V.33.-P. 1179-1183

161. Sanger F., Nicklen L., Coulson A. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1977.- V. 74. - P. 5463 -5467.

162. Schroeder J.M., Booton G.C., Hay J, et al. Use of subgenic 18S ribo-somal DNA PCR and sequencing for genus and genotype identification of acanthamoebae from humans with keratitis and from sewage sludge // J. Clin. Microbiol/- 2001.- V.39,№5-P. 1903-1911..

163. Schuster F.L., Visvesvara G. S. Free-living amoebae as opportunistic and non-opportunistic pathogens of humans and animals // Int. J. Parasitology. -2004.- V.34.№9.-P.1001 - 1027.

164. Schuch R., Fischetti V.A. The secret life of the anthrax agent bacillus anthracis: bacteriophage-mediated ecological adaptations // PLoS ONE - 2009-V.4, №8: e6532.

165. Siddiqi M. R. Tylenchida: Parasites of Plants and Insects, 2nd edn., CABI Publishing, Wallingford UK, 2000, 852 p.

166. Simm R., Fetherston J.D., Kader A. et al. Phenotypic convergence mediated by GGDEF-domain containing proteins // J. Bacterid - 2005.- V. 187.-P. 6816-6823.

167. Singh B. N. A method of estimating the numbers of soil Protozoa especially amoebae, based on their differential feeding on bacteria // Ann. Appl. Biol. - 1946.- V.33, №1.- P. 112-119.

168. Sikkema D.J., Brubaker R.R. Outer membrane peptides of Yersinia pestis mediating siderophore-independent assimilation of iron // Biol Met.-V.2, №3.-P.174-184.

169. Skurnic M., Peppo A., Ervela E. Characterization of the O-antigen gene cluster of Yersinia pseudotubertculosis and the cryptic O-antigen gene cluster of Yersinia pestis shows that the plague bacillus is most closely related to and has evolved from Y.pseudotuberculosis 01:b // Mol. Microbiol. - 2000. - V.37. -P.313-330.

170. Slobodyanyuk O.V. Revision of species Psyllotylenchus pawlowskyi (Kurochkin, 1960) Poinar & Nelson, 1973. II. Description of Kurochkinitylenchus laevicepsi gen. n., sp. n. and Spilotylenchinae fam. n. // Russian J. Nematology. -1999 — V.7,№ 1 .-P. 1-18.

171. Slobodyanyuk O.V. Revision of species Psyllotylenchus pawlowskyi (Kurochkin, 1960) Poinar & Nelson, 1973. III. Description of Spilotylenchus ivashkini sp. n. //Russian J. Nematology - 2000.- V.8,№l.-P.45-56.

172. Stamatakis A. Maximum likelihood-based phylogenetic analyses with thousands of taxa and mixed models // Bioinformatics. - 2006. - V. 22. - P. 26882690.

173. Steinert M.K., Birkness E., White B. et al. Mycobacterium avium bacilli grow saprozoically in coculture with Acanthamoeba polyphaga and survive within cyst walls //Appl. Environ. Microbiol - 1998.- V 64 - P.2256-2261.

174. Styer K.L., Hopkins G.W., Bartra S.S, et al. Yersinia pestis kills Caenorhabditis elegans by a biofilm independent process that involves novel virulence factors // EMBO Rep.- 2005.- V.6, №10.- P.:992-997.

175. Subbotin A., Vovlas N., Crozzoli R.et al. Phylogeny of Criconematina Siddiqi, 1980 (Nematoda: Tylenchida) based on morphology and D2-D3 expansion segments of the 28S rDNA gene sequences with application of a secondary structure model // Nematology—2005- V.7.-P.927-944.

176. Subbotin S.A., Sturhan D., Vovlas N. et al. Application of the secondary structure model of rRNA for phylogeny: D2-D3 expansion segments, of the LSU gene of plant-parasitic nematodes from the family Hoplolaimidae Filipjev, 1934 //Mol. Phylogenet. Evol.-2006.-V.43, №3.-P.881-890.

177. Sun Y.C., Hinnebusch B.J., Darby C. Experimental evidence for negative selection in the evolution of a Yersinia pestis pseudogene // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2008. - V.105, № 2. - P.: 8097-8101.

178. Sun Y.C., Jarett C.O., Bosio C.R., Hinnebusch B.J. Retracing the evolutionary path that led to flea-born transmission of Yersinia pestis // Cell Host Microbe-2014.-V.15,№5.-P.578-586.

179. Sun Y.C., Koumoutsi A., Darby C. The response regulator PhoP negatively regulates Yersinia pseudotuberculosis and Yersinia pestis biofilms // FEMS Microbiol. Lett.- 2009,- V.290 - P.85-90.

180. Surgalla M.J., Beesley E.D. Congo red-agar plating medium for detecting pigmentation in Pasteurella pestis II Appl. Microbiol. - 1969. - V. 18(5). -834-837.

181. Sutherland I.V. Biofilm exopolysaccharides: a strong and sticky framework // Microbiology - 2001.- V. 147 - P.3-9.

182. Tan L., Darby C. A movable surface: formation of Yersinia sp. biofilms on motile Caenorhabditis elegans II J. Bacteriol.- 2004.- V.186.- P.5087-5092.

183. Tan L., Darby C. Yersiniapestis is viable with endotoxin composed of only lipid AI I J. Bacteriol.- 2005.- V.187.- P. 6599-6600.

184. Tan L., Darby C. Yersinia pestis YrbH is a multifunctional protein required for both 3-deoxy-D-manno-oct-2-ulosonic acid biosynthesis and biofilm formation // Mol. Microbiol. - 2006 - V.61.- P. 861-870.

185. Tsvetkova N, Schild M, Panaiotov S, et al. The identification of free-living environmental isolates of amoebae from Bulgaria // Parasitol Res. - 2004.-V. 92, №5.- P.405-13.

186. Tran H.J., Heroven A.K., Winkler L. et al. Analysis of RovA, a transcriptional regulator of Yersinia pseudotuberculosis virulence that acts through antirepression and direct transcriptional activation // J. Biol. Chem—2005.— V.280.-P.42423-42432.

187. Vadyvaloo V., Jarrett C., Sturdevant D.E. et al. Transit through the flea vector induces a pretransmission innate immunity resistance phenotype in Yersinia pestis II PLOS Pathol. - 2010. - V.6,№2: el000783. doi: 10.1371/journal.ppat. 1000783.

188. Van der Auwera G., Chapelle S., DeW'achter R. Structure of the large ribosomal subunit RNA of Phytophthora megasperma, and phylogeny of the oomycetes // FEBS Letters.- 1994.-V.338, № 2.-P.133-136.

189. Vass A.A., Mackowski R.P., Tyndall R. L. Appearance of viable bacteria in Acanthamoeba royreba after amoebic exposure to megarad doses of Gamma radiation. Eukaryotism and Symbiosis. 1997. P.379-388.

190. Vuong С., Kocianova S., Voyich J. et al. A crucial role for exopolysaccharide modification in bacterial biofilm formation, immune evasion, and virulence // J. Biol. Chem. - 2004.- V.279.-P.54881-54886.

191. Visvesvara G.S. Classification of Acanthamoeba I I Rev. Infect. Dis. -1991.- V.13.- Р.369-372/

192. Wilkinson P., Paszkiewicz K., Moorhouse A. et al. New plasmids and putative virulence factors from the draft genome of an Australian clinical isolate of Photorhabdus asymbiotica II FEMS Microbiol. Lett - 2010- V. 309. - P.136-143

193. Wortham B.W., Oliveira M.A., Fetherston J.D., Репу, R.D. Polyam-ines are required for the expression of key Hms proteins important for Yersinia pestis biofilm formation // Environ. Microbiol.- 2010.-V.12.- P.2034-2047.

194. Wren B.W. The Yersinia a model genus to study the rapid evolution of bacterial pathogen// Nature reviews. Microbiology. - 2003. - V.l. - P.55-64.

195. Yoong P., Cywes-Bentley C., Pier G.B. Poly-N-acetylglucosamine expression by wild-type Yersinia pestis is maximal at mammalian, not flea, temperatures//MBio.-2012.-V.3,№4: e00217-12. doi: 10.1128/mBio.00217-12.

196. Zhou D., Tong Z., Song Y. et al. Genetics of metabolic variations between Yersinia pestis biovars and proposal of a new biovar, microtus // J.Bacteriol.- 2004. -V. 186. -P. 5147-516.

197. Zhou D., Han Y., Qin L. et al. Transcriptome analysis of the Mg2+-responsive PhoP regulator in Yersinia pestis II FEMS Microbiol. Lett. — 2005 — V.250,№ 1.-P.85-95.

198. Zhou D, Yang R. Formation and regulation of Yersinia biofilm // Protein Cell.-2011.-V.2, №3.- P. 173-179. doi: 10.1007/s 13238-011-1024-3.

199. Zogaj X., Nimtz M., Rohde M. et al. The multicellular morphotypes of Salmonella typhimurium and Escherichia coli produce cellulose as the second component of the extracellular matrix // Mol. Microbiol.— 2001.— V.39, №6-P.1452-1463.

200. Zorilla R. A. Nematode extraction from roots and soil. In: F.S. delà Cruz, Jr., I. Van den Bergh, D. Waele, D.M. Hautea, and A.B. Molina (eds.). Towards management of Musa nematodes in Asia and Pacific. University of Philippines Los Banos. Laguna, Philippines. - 2003. - P. 7-11.