Оксидантный статус и ростовые процессы в нервной ткани новорожденных крыс после пренатальной свинцовой интоксикации и фармакологическая коррекция возникающих нарушений тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.04, кандидат биологических наук Кравцов, Александр Анатольевич

• Кравцов, Александр Анатольевич
• кандидат биологических наук
• 2010

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Кравцов, Александр Анатольевич

Введение.

1 Обзор литературы.

1.1 Общая характеристика токсического воздействия свинца.

1.2 Действие свинца на нервную систему.

1.3 Пути реализации нейротоксического действия свинца.

1.4 Активация свинцом окислительных процессов в нервной ткани.

1.5 Изменение работы ферментов в нервной ткани под влиянием свинца.

1.6 Развитие нервной системы, нейритный рост и свинец.

1.6.1 Нейритный рост.

1.6.2 Нарушение нейритного роста под воздействием свинца.

1.7 Глутатионовая система и свинец.

1.7.1 Биологическая роль глутатиона.

1.7.2 Содержание, распределение и метаболизм глутатиона в мозге.

1.7.3 Ферменты глутатионовой системы.

1.7.4 Защитная роль АТС при свинцовой интоксикации.

1.8 Роль глутамата в мозге в условиях нормы и патологии.

1.8.1 Физиологическая роль глутамата.

1.8.2 Патогенетическая роль глутамата.

1.8.3 Нарушение функций глутамата под воздействием свинца.

1.9 Предупреждение последствий свинцовой интоксикации.

1.10 Коменовая кислота.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Оксидантный статус и ростовые процессы в нервной ткани новорожденных крыс после пренатальной свинцовой интоксикации и фармакологическая коррекция возникающих нарушений»

Актуальность проблемы. Пагубное воздействие свинца на организм человека в настоящее время является глобальной экологической проблемой, которой уделяется большое внимание, в том числе на государственном уровне [Розанов, 2000]. Свинец является тяжёлым металлом и относится к токсикантам I класса опасности [ГОСТ 17.4.1.02-83]. Токсическое действие соединений свинца является причиной развития патологических состояний всех без исключения органов и систем организма. Нервная система, как центральная, так и периферическая, одной из первых страдает при свинцовой интоксикации. Особенно опасно воздействие свинца в период её формирования и развития, что приводит к нарушениям внимания, памяти, когнитивных функций у детей школьного возраста. При этом малые дозы свинца, под действие которых попадет огромное число людей, не менее опасны, чем острые отравления [Переслегина и Загоскин, 2006; Toscano and Guilarte, 2005; Bellinger, 2008].

Несмотря на то, что исследования, направленные на изучение механизмов токсического влияния свинца, ведутся уже более ста лет, до настоящего времени многое остаётся неясным и требует детального исследования. Свинец обладает широким спектром патологического действия на ЦНС, нарушая формирование структур мозга [Рыжавский и др., 2000], а также нейромедиаторную систему, которая играют ключевую роль в модуляции эмоционального ответа, памяти и обучения [Finkelstein Y. et al., 1998]. Одним из основных последствий свинцовой интоксикации является развитие оксидативного стресса в нервной ткани, что проявляется в снижении уровня ее антиоксидантной защиты и активации окислительных процессов [Adonaylo and Oteiza, 1999b; Wang et al., 2006].

Поиск средств защиты организма от свинцовой интоксикации ведётся во многих странах. Важной задачей является предупреждение последствий длительного воздействия малых доз свинца, поскольку ему подвергается огромное количество людей. Наиболее уязвимыми являются дети, чья 7 развивающаяся нервная система в наибольшей степени подвергается токсическому действию свинца, тогда как организм взрослого человека обладает сформировавшимися защитными механизмами [Переслегина и Загоскин, 2006; Bellinger, 2004]. Накапливаясь годами в организме, свинец может высвобождаться из костного депо во время беременности и способен проникать в организм развивающегося плода через плаценту, а после родов продолжает поступать с грудным молоком. Таким образом, свинцовая интоксикация оказывает свой эффект уже на самых ранних стадиях развития ребенка. Кроме того, воздействие свинца, которому беременная женщина подвергалась на протяжении жизни, в том числе и в детстве, может иметь пагубные последствия для ее детей [White et al., 2007; Переслегина и Загоскин, 2006].

В связи с этим актуальным является выяснение последствий свинцовой интоксикации нервной ткани в пренатальный и ранний послеродовой периоды, а также возможности её эффективной защиты от воздействия свинца. Одним из нейропротекторных соединений нами была выбрана коменовая кислота, обладающая высокой антиоксидантной активностью. Коменовая кислота (КК) является основным физиологически активным компонентом лекарственного препарата Бализ-2, который в течение многих лет с успехом используется в медицинской практике как антиоксидантное, противовоспалительное и репаративное средство для лечения язв желудочно-кишечного тракта, ран и ожогов [Шурыгин, 2002]. Коррекция токсического воздействия свинца на развивающуюся нервную систему в эксперименте с помощью КК может послужить основанием для проведения углубленных доклинических и клинических испытаний с целью дальнейшего практического использования препаратов на её основе по новому назначению.

Целью работы являлось исследование влияния свинца в пренатальный и ранний послеродовой периоды на оксидантный статус и ростовые процессы в развивающейся нервной ткани крыс, а также изучение возможности 8 использования КК для фармакологической коррекции нарушений, вызываемых свинцовой интоксикацией.

В задачи работы входило исследование:

1) состояния оксидантного статуса и антиоксидантной глутатионовой системы в ткани головного мозга крыс после их интоксикации свинцом в пренатальный и лактационный периоды;

2) влияния свинца на ростовые процессы в культуре спинномозговых ганглиев новорожденных крыс;

3) толерантности культивируемых нейронов мозжечка крыс, подвергнутых интоксикации свинцом пренатально и в период лактации, к цитотоксическому действию глутамата;

4) возможности использования коменовой кислоты для коррекции нарушений механизмов антиоксидантной защиты, вызываемых свинцом, в ткани развивающейся нервной системы крыс.

Научная новизна. Впервые проведено комплексное исследование показателей оксидантного статуса и активности антиоксидантной глутатионовой системы (АГС) в ткани головного мозга новорожденных крыс после пренатального токсического воздействия свинца во время беременности и лактации. Показано, что хроническая интоксикация малыми дозами свинца или его однократное введение в более высокой дозе отрицательно сказывается на состоянии систем антиоксидантной защиты в мозге потомства.

Получены новые данные, свидетельствующие о том, что свинец нарушает рост отростков спинномозговых ганглиев (СМГ) in vitro, а при хроническом воздействии в малых дозах во время беременности может накапливаться в ткани периферической нервной системы потомства, обнаруживая свой цитотоксический эффект при ее последующем культивировании. Установлено, что характер нарушения нейритного роста СМГ зависит от дозы свинца и может проявляться как в стимуляции, так и в угнетении ростовых процессов. 9

Впервые показано, что свинцовая интоксикация в период беременности и лактации вызывает снижение устойчивости культивируемых нейронов мозжечка потомства к цитотоксическому действию глутамата.

Обнаружено, что применение КК во время свинцовой интоксикации в пренатальный и лактационный периоды препятствует нарушениям окидантного статуса и АГС в ткани мозга потомства. В экспериментах in vitro впервые показано, что нейроцитотоксический эффект глутамата в культуре клеток мозжечка крыс как после их пренатальной свинцовой интоксикации, так и в ее отсутствие, под влиянием КК снижается.

Научно-практическая значимость. Полученные данные исследования систем антиоксидантной защиты в ткани мозга после его пренатальной интоксикации свинцом дополняют результаты опубликованных ранее работ, показавшие прооксидантный и нейротоксический эффект свинца, вводимого во время беременности, на ряд структур головного мозга потомства и, таким образом, расширяют представления о механизмах токсического действия свинца на развивающуюся нервную систему.

Данные о нейропротекторном эффекте КК in vivo и in vitro служат экспериментальным обоснованием проведения доклинических и клинических испытаний препаратов на ее основе, в том числе, препарата Бализ-2, для изучения возможности их использования с целью предотвращения отрицательного воздействия свинца на нервную систему в период эмбриогенеза и лактации.

Основные положения, выносимые на защиту: 1. Окислительные процессы в ткани головного мозга потомства крыс после пренатальной интоксикации свинцом усиливаются, а механизмы антиоксидантной защиты подавляются.

2. В культуре спинномозговых ганглиев новорожденных крыс после их внутриутробной интоксикации свинцом происходит нарушение нейритного роста.

3. Оксидантный статус и состояние антиоксидантной глутатионовой системы в ткани головного мозга крыс, подвергнутых пренатально и во время лактации интоксикации свинцом, под влиянием коменовой кислоты нормализуются.

4. Толерантность культивируемых нейронов мозжечка крыс к цитотоксическому действию глутамата после их интоксикации свинцом в пренатальный и ранний постнатальный периоды снижается.

5. Коменовая кислота повышает толерантность культивируемых нейронов мозжечка крыс, подвергнутых во внутриутробный и лактационный периоды свинцовой интоксикации, к цитотоксичности глутамата.

Апробация работы. Основные результаты работы доложены на международной научно-практической конференции «Новые фармакологические средства в ветеринарии» (Санкт-Петербург, 2007 г.), 4-й региональной научно-практической конференции «Новые технологии в рекреации здоровья населения» (Владикавказ, 2007 г.), Международной научной конференции «Перспективы развития вузовской науки» (Дагомыс, Сочи, 2007 г.), Международном конгрессе ветеринарных фармакологов «Эффективные и безопасные лекарственные средства» (С.-Петербург, 2008 г.), III Международной научной конференции «Традиционная медицина: современное состояние и перспективы развития» (Улан-Удэ, 2008 г.), Конференции получателей грантов регионального конкурса Российского фонда фундаментальных исследований и администрации Краснодарского края: «Вклад фундаментальных исследований в развитие современной инновационной экономики» (Краснодар, 2008 г.), заседании Совета отдела биологически активных веществ Кубанского государственного университета (Краснодар, 2010 г.).

Публикации по теме диссертации. По теме диссертации опубликовано 14 печатных работ, в том числе 8 статей, из них 2 в журналах, рецензируемых ВАК. Подана заявка на получение патента.

Структура и объём диссертации. Диссертация изложена на 150 страницах машинописного текста и содержит введение, обзор литературы, методы исследования, результаты собственных исследований, обсуждение, заключение и выводы. Работа иллюстрирована 10 таблицами и 24 рисунками. Указатель литературы включает 46 отечественных и 295 иностранных публикаций.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Кравцов, Александр Анатольевич

выводы

1. Интоксикация свинцом во время беременности и в лактационный период вызывает усиление окислительных процессов и снижение активности антиоксидантной глутатионовой системы в ткани головного мозга потомства, что проявляется в интенсификации процессов свободнорадикального окисления и перекисного окисления липидов, нарушении соотношения восстановленного и окисленного глутатиона, повышении активности глутатионпероксидазы и снижении активности глутатионредуктазы.

2. Нейритный рост в культуре спинномозговых ганглиев новорожденных крыс при непосредственной экспозиции свинца и после внутриутробной интоксикации нарушается, причем пренатальное воздействие наиболее низких доз вызывает стимуляцию ростовых процессов, а наиболее высоких — их подавление.

3. Применение коменовой кислоты нормализует окислительные процессы и глутатионовую защиту в ткани головного мозга крыс, подвергнутых пренатально и во время лактации интоксикации свинцом, при этом показатели перекисного окисления липидов и антиоксидантной глутатионовой системы сохраняются на физиологическом уровне, а интенсивность свободнорадикального окисления значительно снижается.

4. Действие свинца в пренатальный и лактационный периоды значительно снижает толерантность культивируемых нейронов мозжечка потомства к цитотоксическому действию глутамата.

5. Под влиянием коменовой кислоты толерантность культивируемых нейронов мозжечка крыс, подвергнутых внутриутробно и в лактационный период действию свинца, к цитотоксичности глутамата повышается.

6. Полученные данные служат экспериментальным обоснованием для проведения углубленных доклинических и клинических исследований с целью выяснения возможности практического использования коменовой кислоты для терапевтического воздействия на ткань головного мозга при свинцовой интоксикации.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Хорошо известно, что пренатальное и послеродовое воздействие свинца приводит к многочисленным морфофункциональным нарушениям развивающейся ЦНС [Yagminas et al., 1992; Рыжавский, 2000; Gilbert et al., 2005; Villeda-Hernandez et al., 2006; Verina et al., 2007], отрицательно влияет на ее высшие функции ЦНС (Xu J. et al., 2007) и на работу генетического аппарата [Чухловина, 1977; Привалова и др., 2002; Переслегина и Загоскин, 2006, 2007]. У детей при минимальном содержании свинца в крови (5-10 мкг/дл) затрудняется обучение, нарушаются внимание и память [Canfield et. al., 2003; Toscano and Guilarte, 2005]. Исследования когнитивной функции показали, что повышение содержания свинца на каждые 10 мкг/дл приводит к прогрессирующему снижению коэффициента IQ [Bellinger, 1995]. Полученные нами данные, свидетельствующие о нарушениях оксидантного статуса развивающейся нервной ткани потомства, подвергнутого пренатальному воздействию свинца, расширяют имеющиеся представления о механизмах его токсического эффекта [Bennet et al., 2007]. Исходя из этих представлений, к наиболее эффективным протекторным соединениям при свинцовой интоксикации в настоящее время относят антиоксиданты различной природы. Важнейшим преимуществом антиоксидантной терапии перед терапией хелатирующими агентами является большая её безопасность и возможность применения без удаления человека из зоны загрязнения, а также при относительно невысоких уровнях свинца в организме, что встречается гораздо чаще, чем острые случаи его отравления большими дозами [Gurer and Ercal, 2000].

К антиоксидантнам, препятствующим нейротоксичности свинца, можно отнести «гистохром» [Рыжавский и др., 2008], катехины зеленого чая [Yin et al.,

2008], куркумин и его производные [Dairam et al., 2007; Shukla, 2003], препараты растений Gastrodia elata [Hu et al., 2003], Centella asiatica [Ponnusamy et al., 2008],

Hippophae rhamnoides [Xu et al., 2005], а также сине-зелёной водоросли Spirulina

113 fusiformis [Upasani and Balaraman, 2003]. Однако указанные средства либо обладают побочным действием и противопоказаны при беременности, лактации и в детском возрасте, что существенно ограничивает их применение, либо использовались в экспериментах только на взрослых животных, что подвергает сомнению возможность их использования в периоды беременности и лактации. Поскольку к действию свинца наиболее уязвим развивающийся мозг, а отклонения от нормального хода развития наиболее опасны на ранних стадиях пре- и постнатального онтогенеза, поиск средств надёжной защиты от свинцовой интоксикации именно в эти периоды представляется крайне актуальной задачей. Примером такой работы может служить публикация, в которой сообщается, что гель из морских водорослей существенно уменьшает токсическое воздействие свинца на беременных женщин и их потомство и может использоваться как профилактическое средство [Одинец и др., 2008]. В целом же, работы, в которых исследовалась возможность защиты мозга от действия свинца в период его закладки и эмбрионального развития, крайне малочисленны.

Полученные нами данные достаточно определенно свидетельствуют о способности исследованного нами антиоксиданта, коменовой кислоты, нормализовать уровень ПОЛ и АФК, сохранять нормальную активность АТС в ткани мозга потомства, а также повышать устойчивость нейронов к повреждению глутаматом при интоксикации свинцом в пренатальный и ранний послеродовой периоды. Подтверждением преимущества её возможного практического применения по сравнению с другими нейропротекторами является то, что лекарственный препарат Бализ-2, в котором КК является основным действующим компонентом, не обладает побочными эффектами и в течение многих лет успешно применяется в медицинской практике. По результатам работы подана заявка на патент.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Кравцов, Александр Анатольевич, 2010 год

1. Берберова H.T. Из жизни свободных радикалов // Соросовский образовательный журнал. 2007. Т. 6. №. 5. С. 39-44.

2. Большаков А.П. Глутаматная нейротоксичность: нарушение ионного гомеостаза, дисфункция митохондрий, изменение активности клеточных систем // Нейрохимия. 2008. Т. 25. № 3. С. 157-169.

3. Викторов И.В., Хаспеков Л.Г., Шашкова H.A. Руководство по культивированию нервной ткани: методы, техника, проблемы. М.: Наука. 1986. С. 141-166.

4. Владимиров Ю.А. Свободные радикалы в биологических системах // Соросовский образовательный журнал. 2000. Т. 6. №12. С. 13-19.

5. Владимиров Ю.А., Арчаков А.И. Перекисное окисление липидов в биологических мембранах. М.: Наука. 1972. 365 с.

6. Габибов М.М., Мусаев Б.С., Мурадова Г.Р. Влияние солей кадмия и свинца на некоторые показатели липидного обмена органов сеголетков карпа (Cyprinus carpió L.) // Известия ВУЗов. Северо-Кавказский регион. Естественные науки. 2007. № 5. С.45-48.

7. Гаврилов В.Б., Гаврилова А.Р., Мажуль Л.М. Анализ методов определения продуктов перекисного окисления липидов в сыворотке крови по тесту с тиобарбитуровой кислотой // Вопросы медицинской химии. 1987. № 1. С. 118-122.

8. Гаврилова К.И. Биохимические изменения в головном мозгу при экспериментальной свинцовой интоксикации // Автореф. дис. канд. биол. наук. Молотов. 1956. 17 с.

9. Гнидой И.М. и Дихлярук И.И. Иммунный статус у детей при действии свинца в низких дозах // Украшский медичний часопис. 2002. № 6. С. 125127.

10. Ю.Зербино Д.Д., Соломенчук Т.Н., Поспишиль Ю.А. Свинец этиологический фактор поражения сосудов: основные доказательства // Архив патологии. 1997. Т. 59. № 1.С. 9-12.

11. Зозуля Ю.А., Барабой В.А., Сутковой Д.А. Свободнорадикальное окисление и антиоксидантная защита при патологии головного мозга М.: Знание-М. 2000. 344 с.

12. Кения М.В., Лукаш А.И., Гуськов E.H. Роль низкомолекуляных антиоксидантов при окислительном стрессе // Успехи соврем, биологии. — 1993. Т. 113. №.4. С. 456-469.

13. Керимов Б.Ф. Глутатион дефицитное состояние нервной ткани голодавших животных интенсифицирует пероксидное окисление липидов и окисление белковых SH-групп // Укр. 6ioxiM. журн. 2004. Т. 76. №. 1. С. 108-113.

14. Козлова М.В., Шурыгин А .Я., Сидоренко И.П., Каленчук В.У. Влияние препарата бализ-2 на рост культуры симпатических ганглиев крыс различных линий // Нейрофизиология. 1988. Т. 20. №. 4. С. 550-557.

15. Колесниченко Л.С., Кулинский В.И. Глутатионтрансферазы // Успехи соврем, биологии. 1989. Т. 107. №. 2. С. 179-194.

16. Кудряшов Ю.Б., Кучеренко Н.Е., Васильев А.Н. Радиорезистентность и регуляция метаболизма нервной ткани. Киев.: Либщь. 1992. 234 с.

17. Кудряшов Ю.Б., Соболев A.C. Об участии системы цАМФ в противолучевом эффекте // Радиобиология. 1977. Т. 17. № 5. 687-699.

18. Кулинский В.И., Колесниченко Л.С. Биологическая роль глютатиона // Успехи современной биологии. 1990. Т. 110. Вып. 1. С. 20-33.

19. Кулинский В.И., Колесниченко JI.C. Структура, свойства, биологическая роль и регуляция глутатионпероксидазы // Успехи современной биологии. 1993. Т. 113. Вып. 1. С. 107-122.

20. Луговской С.П., Легкоступ Л.А. Механизмы биологического действия свинца на пищеварительную систему // Сучасш проблеми токсикологи. 2002. № 2. С. 45-50.

21. Макаров В.К., Жданова Т.Г., Исаханова И.И., Голикова Г.С. Распределение свинца в органах и тканях белых крыс при хронической затравке // Гигиена труда и проф. заболевания. 1976. № 4. С. 40-43.

22. Матвеев А.Г. Феномен цитотоксичности и механизм повреждения нейронов коры при гипоксии и ишемии // Pacific Medical Journal. 2004. N. 2. P. 18-23.

23. Мозг. Теоретические и клинические аспекты. Под ред. Покровского В.И. М.: Медицина 2003. 536 с.

24. Моин В.М. Простой и специфический метод определения активности глутатионпероксидазы в эритроцитах // Лабораторное дело. 1986. №. 12. С. 724-729.

25. Персиянцева H.A., Бирих K.P., Дворецкова Е.А. и др. Вклад протеинкиназы С в механизм нарушения Са2+-гомеостаза в культивируемых нейронах крысы при гиперстимуляции глутаматных рецепторов // Бюлл. эксперим. биол. и мед. 2008. Т. 145. № 5. С. 533-537.

26. Петрович Ю.А. и Подорожная Р.П. Селеноэнзимы и другие селенпротеины, их биологическое значение // Успехи современной биологии. 1981. Т. 81. № 1.С. 127-144.

27. Пинелис В.Г., Быкова Л.П., Богачёв А.П. и др. Токсическое действие глутамата на культивируемые зернистые клетки мозжечка снижает внутриклеточное содержание АТФ. Роль ионов Са2+ // Бюлл. эксперим. биол. и мед. 1997. Т. 123. № 2. С. 162-164.

28. Привалова Л.И., Кузьмин C.B., Малых О.Л. и др. Роль загрязнения среды обитания свинцом в задержке психологического развития детей дошкольного возраста // Вестник РАМН. 2002. № 11. С. 50-53.

29. Розанов В.А. Нейротоксичность свинца в детском возрасте: эпидемиологические, клинические и нейрохимические аспекты // Украшский медичний часопис. 2000. № 5(19). С. 9-17.

30. Рыжавский Б.Я., Лебедько O.A., Белолюбская Д.С. Влияние препарата «гистохром» на выраженность отдалённых последствий пренатального воздействия нитрата свинца в головном мозге крыс // Бюлл. эксперим. биол. и мед. 2008. Т. 146. № 8. С. 236-240.

31. Рыжавский Б.Я., Михайлов В.И., Фельдшеров Ю.И. и др. Влияние введения свинца беременным крысам на головной мозг их потомства (отдалённые последствия) // Бюлл. эксперим. биол. и мед. 2000. Т. 129. № 1. С. 28-30.

32. Соколовский В.В., Кузьмина B.C., Москадынова Г.А., Петрова Н.Н. Спектрофотометрическое определение тиолов в сыворотке крови // Клиническая лабораторная диагностика. 1997. № 11. С. 20-21.

33. Стародумов В Л. Дефицит нутриентов как возможное условие развития интоксикации, вызванной воздействием малых доз свинца // Гигиена и санитария. 2003. № 3. С. 60-62.

34. Фархутдинов P.P. Методы исследования хемилюминесценции биологического материала на хемилюминомере XJI-003 // В кн.: Методы оценки антиоксидантной активности веществ лечебного и профилактического назначения. М.: РУДН. 2005. С. 147-155.

35. Филиппович Ю.Б., Егорова Т.А., Севастьянова Г.А. Практикум по общей биохимии // М. 1975. 319 с.

36. Чалисова Н.И., Мелькишев В.Ф., Акоев Г.Н. и др. Стимулирующее влияние пролактина на рост нейритов чувствительных нейронов в органотипической культуре // Цитология. 1991. Т. 33. С. 29-31.

37. Чухловина M.JI. Свинец и нервная система (обзор) // Гигиена и санитария. 1977. №. 5. С. 39-42.

38. Шурыгин А.Я. Препарат бализ. Краснодар. 2002. 416 с.

39. Юсупова Л.Б. О повышении точности определения активности глутатионредуктазы эритроцитов // Лабораторное дело. 1989. № 4. С. 19-21.

40. Abdulla Е.М. and Campbell I.C. L-BMAA and kainate-induced modulation of neurofilament concentrations as a measure of neurite outgrowth: implications for an in vitro test of neurotoxicity // Toxicology In Vitro. 1993. Vol. 7. P. 341-344.

41. Abdulla E.M., Calaminici M. and Campbell I.C. Comparison of neurite outgrowth with neurofilament protein subunit levels in neuroblastoma cells following mercuric oxide exposure // Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 1995. Vol. 22. P. 362363.

42. Adams J.P. and Sweatt J.D. Molecular psychology: roles for the ERK MAP kinase cascade in memory // Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. 2002. Vol. 42. P. 135-163.

43. Adonaylo V.N. and Oteiza P.I. Lead intoxication: antioxidant defenses and oxidative damage in rat brain // Toxicology. 1999b. Vol. 135. P. 77-85.

44. Adonaylo V.N. and Oteiza P.I. Pb promotes lipid oxidation and alterations in membrane physical properties // Toxicology. 1999a. Vol. 132. P. 19-32.

45. Alano C.C., Beutner G., Dirksen R.T. et al. Mitochondrial permeability transition and calcium dynamics in striatal neurons upon intense NMDA receptor activation // J. Neurochem. 2002. Vol. 80. N. 3. P. 531-538.

46. Annau Z. and Cuomo V. Mechanisms of neurotoxicity and their relationship to behavioral changes //Toxicology. 1988. Vol. 49. P. 219-225.

47. Ariza M.E., Bijur G.N. and Williams M.V. Lead and mercury mutagenesis: role of H202, superoxide dismutase, and xanthine oxidase // Environ. Mol. Mutagen. 1998. Vol. 31. N. 4. P. 352-61.

48. Aruoma O.I., Halliwell B., Laughton M.J. et al. The mechanism of initiation of lipid peroxidation. Evidence against a requirement for an iron(II)-iron(III) complex // Biochem J. 1989. Vol. 258. N. 2. 617-620.

49. Audesirk T., Audesirk G., Ferguson C. and Shugarts D. Effects of inorganic lead on the differentiation and growth of cultured hippocampal and neuroblastoma cells //Neurotoxicology. 1991. Vol. 12. N. 3. P. 529-538.

50. Audesirk T., Shugarts D., Cabell-Kluch L. and Wardle K. The effects of triethyl lead on the development of hippocampal neurons in culture // Cell. Biol. Toxicol. 1995. Vol. 11. N. l.P. 1-10.

51. Babu M.S., Gopal N.V., Reddy K.P. Post natal antioxidant enzyme activity of rat brain regions during developmental lead exposure // J. Environ. Biol. 2007. Vol. 28. N. l.P. 21-27.

52. Ballatori N. Glutathione mercaptides as transport forms of metals // Adv. Pharmacol. 1994. Vol. 27. P. 271-298.

53. Barbour B., Brew H., Attwell D. Electrogenic glutamate uptake in glial cells is activated by intracellular potassium // Nature. 1988. Vol. 335. N. 6189. P. 433435.

54. Bass N.M. Glutathione S-transferases: of rats and man // Hepatology. 1986. Vol. 6. N. 4. P. 754-763.

55. Beal M.F. Mechanisms of excitotoxicity in neurologic diseases // FASEB J. 1992. Vol. 6. P. 3338-3344.

56. Bechara E.J. Oxidative stress in acute intermittent porphyria and lead poisoning may be triggered by 5-aminolevulinic acid // Braz. J. Med. Biol. Res. 1996. Vol. 29. N. 7. P. 841-851.

57. Begum A.N., Jones M.R., Lim G.P. et al. Curcumin structure-function, bioavailability, and efficacy in models of neuroinflammation and Alzheimer's disease // J. Pharm. and Exp. Therap. 2008. Vol. 326. P. 196-208.

58. Bellinger D.C. Lead // Pediatrics. 2004. Vol. 113. P. 1016-1022.

59. Bellinger D.C. Lead and neuropsychological function in children: progress and problems in establishing brain-behavior relationships // Adv. Child. Neuropsychol. 1995. Vol. 3. P. 12-45.

60. Bellinger D.C. Very low lead exposures and children's neurodevelopment // Current Opinion in Pediatrics. 2008. Vol. 20. P. 172-177.

61. Bennet C., Bettaiya R., Rajanna S. et al. Region specific increase in the antioxidant enzymes and lipid peroxidation products in the brain of rats exposed to lead // Free Radic. Res. 2007. Vol. 41. N. 3. P. 267-273.

62. Benowitz L.I. and Routtenberg A. GAP-43: an intrinsic determinant of neuronal development and plasticity // Trends Neurosci. 1997. Vol. 20. N. 2. P. 84-91.

63. Bernal J., Lee J.-H., Cribbs L.L. and Perez-Reyes E. Full Reversal of Pb2+ Block of L-Type Ca2+ Channels Requires Treatment with Heavy Metal Antidotes // J. PHARM. AND EXP. THERAP. 1997. Vol. 282. N. 1. P. 172-180.

64. Bernard A. and Lauwerys R. Metal-induced alterations of delta-aminolevulinic acid dehydratase // Ann. N. Y. Acad. Sci. 1987.Vol. 514. P. 41-47.

65. Bernhardt R., Huber G., Matus A. Differences in the Developmental Patterns of Three Microtubule-associated Proteins in the Rat Cerebellum // The Journal of Neuroscience. 1985. Vol. 5. N. 4. P. 977-991.

66. Beyersman D. Interactions in metal carcinogenicity // Toxicol. Lett. 1994. Vol. 72. P. 333-338.

67. Bigbee, J.W., Sharma, K.V., Gupta, J.J., and Dupree, J.L. Morphogenic role for acetylcholinesterase in axonal outgrowth during neural development // Environ. Health Perspect. 1999. Vol. 107. Suppl. 1. P. 81-87.

68. Bokara K.K., Brown E., McCormick R. et al. Lead-induced increase in antioxidant enzymes and lipid peroxidation products in developing rat brain // Biometals. 2008. Vol. 21. P. 9-16.

69. Bondy S.C. and LeBel C.P. The Relationship Between Excitotoxicity and Oxidative Stress in the Central Nervous System // Free Radical Biology & Medicine. 1993. Vol. 14. P. 633-642.

70. Bosley T.M., Woodhams P.L., Gordon R.D., and Balazs R. Effects of anoxia on the stimulated release of amino acid neurotransmitters in the cerebellum in vitro // J. Neurochem. 1983. Vol. 40. N.l. P. 189-201.

71. Braga M.F.M., Pereira E.F.R., Albuquerque E.X. Nanomolar concentrations of lead inhibit glutamatergic and GABAergic transmission in hippocampal neurons // Brain Research. 1999b. Vol. 826. P. 22-34.

72. Braga M.F.M., Pereira E.F.R., Marchioro M., Albuquerque E.X. Lead increases tetrodotoxin-insensitive spontaneous release of glutamate and GABA from hippocampal neurons // Brain Research. 1999a. Vol. 826. P. 10-21.

73. Braga M.F.M., Pereira E.F.R., Mike A., Albuquerque E.X. Pb2+ via Protein Kinase C Inhibits Nicotinic Cholinergic Modulation of Synaptic Transmission in124the Hippocampus // J. PHARM. AND EXP. THERAP. 2004. Vol. 311. N. 2. P. 700-710.

74. Bressler J., and Goldstein G.W. Mechanisms of lead neurotoxicity // Biochem. Pharmacol. 1991. Vol. 41. N. 4. 479-484.

75. Bressler J., Forman S. and Goldstein G.W. Phospholipid metabolism in neural microvascular endothelial cells after exposure to lead in vitro // Toxicol. Appl. Pharmacol. 1994. Vol. 126. N. 2. 352-360.

76. Bressler J., Kim K.-ah, Chakraborti T., Goldstein G. Molecular mechanisms of lead neurotoxicity //Neurochemical Research. 1999. Vol. 24. N. 4. P. 595-600.

77. Bragg B. and Matus A. PC 12 Cells Express Juvenile Microtubule-associated Proteins during Nerve Growth Factor-induced Neurite Outgrowth // The Journal of Cell Biology. 1988. Vol. 107. P. 643-650.

78. Budd S.L., Castilho R.F. and Nicholls D.G. Mitochondrial membrane potential and hydroethidine-monitored superoxide generation in cultured cerebellar granule cells // FEBS Letters. 1997. Vol. 415. N. 1. P. 21-24.

79. Burk R.F., Nishiki K., Lawrence R.A. and Chance B. Peroxide removal by selenium-dependent and selenium-independent glutathione peroxidases in hemoglobin-free perfused rat liver // The Journal of Biological Chemistry. 1978. Vol. 253. N. l.P. 43-46.

80. Canfield R.L., Henderson C.R. Jr., Cory-Slechta D.A. et al. Intellectual impairment in children with blood lead concentrations below 10 microg per deciliter//N. Engl. J. Med. -2003. Vol. 348. - 1517-1526.

81. Chen A., Cai B., Kim N. et al. Lead exposure, IQ, and behavior in urban 5- to 7-year-olds: does lead affect behavior only by lowering IQ? // Pediatrics. 2007. Vol. 119. N. 3.P. 650-658.

82. Chetty Ch.S., Vemuri M.C., Campbell Kh. and Suresh Ch. Lead-induced cell death of human neuroblastoma cells involves GSH deprivation // Cellular & Molecular Biology Letters. 2005. Vol. 10. P. 413-423.

83. Chougule P., Patil B., Kanase A. Lead nitrate induced unallied expression of liver and kidney functions in male albino rats // J. Environ. Biol. 2005. Vol. 26. N. 2. P. 421-424.

84. Christie N.T. and Costa M. In Vitro Assessment of the Toxicity of Metal Compounds. IV. Disposition of Metals in Cells: Interactions with Membranes, Glutathione, Metallothionein, and DNA // Biological Trace Element Research. 1984. Vol. 6. P. 139-158.

85. Clark G.D. and Rothman S.M. Blockade of excitatory amino acid receptors protects anoxic hippocampal slices // Neuroscience. 1987. Vol. 21. N. 3. P. 665671.

86. Cline H.T., Witret S., Jones K.W. Low lead levels stunt neuronal growth in a reversible manner // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. Vol. 93. P. 9915-9920.

87. Cohen G. Catalase, glutathione peroxidase, superoxid dismutase, and cytochrom P-450 // Enzymes in the nervous system. New York: Oxford Reven Press. 1983. N. 4. P. 315-330.

88. Connor J.A. Digital imaging of free calcium changes and of spatial gradients in growing processes in single, mammalian central nervous system cells // Proc. Nati. Acad. Sci. USA. 1986. Vol. 83. P. 6179-6183.

89. Conway Y.G., Kauffman R.C., Tsukada T., Thurman R.G. Glucuronidation of 1-hydroxycoumarin in periportal and pericentral regions of the liver lobuli // Mol. Pharmacol. 1984. Vol. 25. P. 487-493.

90. Corona J.C., Tovar-y-Romo L.B., Tapia R. Glutamate excitotoxicity and therapeutic targets for amyotrophic lateral sclerosis // Expert. Opin. Ther. Targets. 2007. Vol. 11. N. 11. P. 1415-1428.

91. Costello B., Meymandi A. and Freeman J.A. Factors Influencing GAP-43 Gene Expression in PC 12 Pheochromocytoma Ceils // The Journal of Neuroscience. 1990. Vol. 10. N. 4. P. 1396-1406.

92. Coyle J.T. and Puttfarcken P. Oxidative stress, glutamate, and neurodegenerative disorders // Science. 1993. Vol. 262. N. 5136. P. 689-695.

93. Crumpton T., Atkins D.S., Zawia N.H. and Barone S. Lead exposure in pheochromocytoma (PC 12) cells alters neural differentiation and Spl DNA-binding // Neurotoxicology. 2001. Vol. 22. N. 1. P. 49-62.

94. Dairam A., Limson J.L., Watkins G.M. et al. Curcuminoids, curcumin, and demethoxycurcumin reduce lead-induced memory deficits in male Wistar rats // J. Agric. Food Chem. 2007. Vol. 55. N. 3. P.1039-1044.

95. Davies H.A., Lewis M.J., Rhodes J. and Henderson A.H. Trial of nifedipine for prevention of oesophageal spasm // Digestion. 1987. Vol. 36. N. 2. P. 81-83.

96. DeLeve L.D. and Kaplowitz N. Glutathione metabolism and its role in hepatotoxicity // Pharmacol. Ther. 1991. Vol. 52. N. 3. P. 287-305.

97. Dingledine R., Borges K., Bowie D., Traynelis S.F. The Glutamate Receptor Ion Channels // Pharm. Rev. 1999. Vol. 51. N. 1. P. 7-61.

98. Dresel E.I.E. and Falk J.E. Studies on the biosynthesis of blood pigment. Haem synthesis in hemolysed erythrocytes of chicken blood // Biochem. J. 1954. Vol. 56. P. 156-163.

99. Dringen R., Pfeiffer B. and Hamprecht B. Synthesis of the Antioxidant Glutathione in Neurons: Supply by Astrocytes of CysGly as Precursor for Neuronal Glutathione // The Journal of Neuroscience. 1999. Vol. 19. N. l.P. 562569.

100. Dubinsky J.M., Kristal B.S. and Elizondo-Fournier M. An obligate role for oxygen in the early stages of glutamate-induced, delayed neuronal death // The Journal ofNeuroscience. 1995. Vol. 15. N. 11. P. 7071-7078.

101. Dupree J.L. and Bigbee J.W. Retardation of neuritic outgrowth and cytoskeletal changes accompany acetylcholinesterase inhibitor treatment in cultured rat dorsal root ganglion neurons // J. Neurosci. Res. 1994. Vol. 39. N. 5. P. 567-575.

102. Edgar D.H. and Thoenen H. Selective enzyme induction in a nerve growth factor- responsive pheochromocytoma cell line (PC 12) // Brain Res. 1978. Vol. 154. P. 186-190.

103. El-Ashmawy I.M., Ashry K.M., El-Nahas A.F. and Salama O.M. Protection by turmeric and myrrh against liver oxidative damage and genotoxicity induced by lead acetate in mice // Basic Clin. Pharmacol. Toxicol. 2006. Vol. 98. N. 1. 32-37.

104. El-Missiry M.A. Prophylactic effect of melatonin on lead-induced inhibition of heme biosynthesis and deterioration of antioxidant systems in male rats // J Biochem Mol Toxicol. 2000. Vol. 14. N. 1. P. 57-62.

105. Fahey R.C., Sundquist A.R. Evolution of glutathione metabolism // Adv. Enzymol. Relat. Areas Mol. Biol. 1991. Vol. 64. P. 1-53.

106. Fan G., Feng Ch., Li Y. et al. Selection of nutrients for prevention or amelioration of lead-induced learning and memory impairment in rats // Ann. Hyg. 2009. Vol. 53. P. 341-351.

107. Favaron M., Manev R.M., Rimland J.M., et al. NMDA-stimulated expression of BDNF mRNA in cultured cerebellar granule neurons //Neuroreport. 1993. Vol. 4. N. 10.P. 1171-1174.

108. Finkelstein Y., Koffler B., Rabey J.M. and Gilad G.M. Dynamics of cholinergic synaptic mechanisms in rat hippocampus after stress // Brain. Res. 1985. Vol. 343. N. 2. P. 314-319.

109. Finkelstein Y., Markowitz M.E. and Rosen J.F. Low-level lead-induced neurotoxicity in children: an update on central nervous system effects // Brain Research Reviews. 1998. Vol. 27. P. 168-176.128

110. Flora S.J.S., Pande M., Bhadauria S. and Kannan G.M. Combined administration of taurine and meso 2,3-dimercaptosuccinic acid in the treatment of chronic lead intoxication in rats // Hum. Exp. Toxicol. 2004. Vol. 23. P. 157-166.

111. Flora S.J.S., Saxena G. and Mehta A. Reversal of lead-induced neuronal apoptosis by chelation treatment in rats: role of reactive oxygen species and intracellular Ca2+ // J. PHARM. AND EXP. THERAP. 2007. Vol. 322. N. 1. P. 108-116.

112. Fujii T. Structure and function of mammalian brain microtubule-associated proteins // Yakugaku Zasshi. 1994. Vol. 114. N. 7. P. 435-447.

113. Functions of glutathione: biochemical, physiological, toxicological and clinical / Ed. by Larsson. New York: Raven press. 1983. 403 p.

114. Gallegos M.E.H., Zannatha Ma.M.I., Osornio E.G. et al. Immediate and Delayed Effects of Lead on AChE, GSH-T and Thiols in the Substantia Nigra, Neostriatum and Cortex of the Rat Brain // J. Appl. Toxicol. 2001. Vol. 21. P. 397-401.

115. Gilbert H.F. Biological Disulfides: The Third Messenger? Modulation of Phosphofructokinase Activity by Thiol/Disulfide Exchange // The Journal of Biological Chemistry. 1982. Vol. 257. N. 20. P. 12086-12091.

116. Gilbert M.E., Kelly M.E., Samsam T.E. and Goodman J.H. Chronic developmental lead exposure reduces neurogenesis in adult rat hippocampus but does not impair spatial learning // Toxicological Sciences. 2005. Vol. 86. N. 2. P. 365-374.

117. Gill R., Foster A.C., and Woodruff G.N. Systemic administration of MK-801 protects against ischemia-induced hippocampal neurodegeneration in the gerbil // J. Neurosci. 1987. Vol. 7. N. 10. P. 3343-3349.

118. Goff D.C. and Wine L. Glutamate in schizophrenia: clinical and research implications // Schizophr. Res. 1997. Vol. 27 N. 2-3. P. 157-168.

119. Goldstein G.W. Evidence that lead acts as a calcium substitute in second messenger metabolism //Neurotox. 1993. Vol. 14. N. 2-3. P. 97-101.

120. Goslin K. and Banker G. Experimental observations on the development of polarity by hippocampal neurons in culture // The Journal of Cell Biology. 1989. Vol. 108. P. 1507-1516.

121. Goswami K., Gachhui R., Bandopadhyay A. Hepatorenal dysfunctions in lead pollution // J. Environ. Sci. Eng. 2005. Vol. 47. N. 1. P. 75-80.

122. Greene L. A. and Rukenstein A. Regulation of acetylcholinesterase activity by nerve growth factor. Role of transcription and dissociation from effects on proliferation and neurite outgrowth // J. Biol. Chem. 1981. Vol. 256. P. 63636367.

123. Guilarte T.R., Toscano C.D., McGlothan J.L. and Weaver S.A. Environmental enrichment reverses cognitive and molecular deficits induced by developmental lead exposure // Ann. Neurol. 2003. Vol. 53. N. 1. P. 50-56.

124. Gurer H. and Ercal N. Can antioxidants be beneficial in the treatment of lead poisoning? // Free Radical Biology & Medicine. 2000. Vol. 29. N. 10. P. 927-945.

125. Hack N. and Bala'zs R. Selective stimulation of excitatory amino acid receptor subtypes and the survival of granule cells in culture: effect of quisqualate and AMP A //Neurochem. Int. 1994. Vol. 25. N. 3. P. 235-241.

126. Hagberg H., Lehmann A., Sandberg M. et al. Ischemia-induced shift of inhibitory and excitatory amino acids from intra- to extracellular compartments // J. Cereb. Blood. Flow. Metab. 1985. Vol. 5 N. 3. P. 413-419.

127. Halliwell B. and Chirico S. Lipid peroxidation: its mechanism, measurement and significance//Am. J. Clin. Nutr. 1993. Vol. 57(suppl). P. 715S-725S.

128. Hanas J.S., Rodgers J.S., Bantle J.A., Cheng Y.-G. Lead Inhibition of DNA-Binding Mechanism of Cys2His2 Zinc Finger Proteins // Molecular Pharmacology. 1999. Vol. 56. P. 982-988.

129. Harris J.W. and Patt H.M. Nbn-protein silfgudryl content and cell cycle dynamic of Ehrlich ascites tumor // Exp. Cell Res. 1969. Vol. 56. N. 1. P. 134141.

130. Hatanaka H. Nerve growth factor-mediated stimulation of tyrosine hydroxylase activity in a clonal rat pheochromocytoma cell line // Brain Res. 1981. Vol. 222. N. 2. P. 225-233.

131. Hawkins R.L. and Seeds N.W. Effect of proteases and their inhibitors on neurite outgrowth from neonatal mouse sensory ganglia in culture // Brain Research. 1986. Vol. 398. P. 63-70.

132. Hayakawa F., Kimura T., Maeda T. et al. DNA cleavage reaction and linoleic acid peroxidation induced by tea catechins in the presence of cupric ion // Biochim. Biophys. Acta. 1997. Vol. 1336. P. 123-131.

133. Heales S.J.R., Lam A.A.J., Duncan A.J. and Land J.M. Neurodegeneration or neuroprotection: the pivotal role of astrocytes // Neurochemical Research. 2004. Vol. 29.N.3. P. 513-519.

134. Hinchman C.A. and Ballatori N. Glutathione conjugation and conversion to mercapturic acids can occur as an intrahepatic process // J. Toxicol. Environ. Health. 1994. Vol. 41. N. 4. P. 387-409.

135. Hinchman C.A., Matsumotos H., Simmons Th.W. and Ballatorill N. Intrahepatic conversion of a glutathione conjugate to it's mercapturic acid // The Journal of Biologiccal Cemistry. 1991. Vol. 266. N. 33. P. 22179-22185.

136. Hjelle O.P., Chaudhry F.A. and Ottersen O.P. Antisera to glutathione: characterization and immunocytochemical application to the rat cerebellum // Eur. J. Neurosci. 1994. Vol. 6. N. 5. P. 793-804.

137. Hoffman T.J., Corlija M., Chaplin S.B. et al. Retention of 99mTc.-d,l-HM-PAO in rat brain: an autoradiographic study //J. Cereb. Blood. Flow. Metab. 1988. Vol. 8. N. 6. P. 38-43.

138. Hu J.F., Li G.Z. and Li M.J. Protective effect of Gastrodia elata and E-gelatin on lead-induced damage to the structure and function of rat hippocampus // Zhonghua Lao Dong Wei Sheng Zhi Ye Bing Za Zhi. 2003. Vol. 21. N. 2. P. 124127.

139. Huang J. and Philbert M.A. Distribution of glutathione and glutathione-related enzyme systems in mitochondria and cytosol of cultured cerebellar astrocytes and granule cells // Brain Research. 1995. Vol. 680. P. 16-22.

140. Huber G. and Matus A. Differences in the cellular distributions of two microtubule-associated proteins, MAPI and MAP2, in rat brain // The Journal of Neuroscience. 1984. Vol. 4. N. 1. P. 151-160.

141. Ikeda K., Kinoshta M., Iwasaki G. et al. Neurotrophic effect of angiotensin II, vasopressin and oxytocin on the ventral cord of rat embryo // Intern. J. Neurosci. 1989. V. 48. P.

142. Ikonomidou Chr., Bosch F., Miksa M. et al. Blockade of NMDA receptors and apoptotic neurodegeneration in the developing brain // Science. 1999. Vol. 283. N. 5398. P. 70-74.

143. In Vitro Neurotoxicology. Principles and Challenges. Methods in Pharmacology and Toxicology. Series Humana Press. Totowa. New Jersey. 2003. 336 p.

144. Isaacs J.T. and Binkley F. Cyclic AMP-dependent control of the rat hepatic glutathione disulfide-silfgudryl ratio // Boichem. et Biophys. Acta. 1977. — Vol. 498.-N.1.-P. 29-38.

145. Jap Tjoen S.E., Schmidt-Michels M., Oestreicher A.B. et al. Dexamethasone-induced effects on B-50/GAP-43 expression and neurite outgrowth in PC 12 cells // J. Mol. Neurosci. 1992. Vol. 3. N. 4. P. 189-195.

146. Jap Tjoen S.E., Schmidt-Michels M.H., Spruijt B.M. et al. Quantitation of the growth-associated protein B-50/GAP-43 and neurite outgrowth in PC 12 cells // J. Neurosci. Res. 1991. Vol. 29. P. 149-154.

147. Johnston M.V., Trescher W.H., Ishida A., Nakajima W. Neurobiology of hypoxic-ischemic injury in the developing brain // Pediatric Res. 2001. Vol. 49. N. 6. P. 735-741.

148. Kern M. and Audesirk G. Inorganic lead may inhibit neurite development in cultured rat hippocampal neurons through hyperphosphorylation // Tox. and App. Pharm. 1995. Vol. 134. P. 111-123.

149. Kern M., Audesirk T. and Audesirk G. Effects of inorganic lead on the differentiation and growth of cortical neurons in culture // Neurotoxicology. 1993. Vol. 14. P. 319-328.

150. Kerper L.E. and Hinkle P.M. Cellular uptake of lead is activated by depletion of intracellular calcium stores // The Journal of Biological Chemistry. 1997. Vol. 272. N. 13. P. 8346-8352.

151. Khodorov B. Glutamate-induced deregulation of calcium homeostasis and mitochondrial dysfunction in mammalian central neurons // Prog. Biophys. Mol. Biol. 2004. Vol. 86. N. 2. P. 279-351.

152. Khodorov B., Pinelis V., Golovina V. et al. On the origin of a sustainedn iincrease in cytosolic Ca concentration after a toxic glutamate treatment of the nerve cell culture // FEBS Letters. 1993. Vol. 324. N. 3. P. 271-273.

153. Kiss T. and Osipenko O.N. Toxic effects of heavy metals on ionic channels // Pharmacological Reviews. 1994. Vol. 46. N. 3. P. 245-267.

154. Kochhar A., Zivin J.A., Lyden P.D., Mazzarella V. Glutamate antagonist therapy reduces neurologic deficits produced by focal central nervous system ischemia // Arch. Neurol. 1988. Vol. 45. N.2. P. 148-153.

155. Korashy H.M. and El-Kadi S.A.O. Regulatory mechanisms modulating the expression of cytochrome P450 1A1 gene by heavy metals // Toxicological Sciences. 2005. Vol. 88(1). P. 39-51.

156. Korashy H.M. and El-Kadi S.A.O. Transcriptional regulation of the NAD(P)H:quinone oxidoreductase 1 and glutathione S-transferase Ya genes by mercury, lead, and copper // Drug Metabolism and Disposition. 2006. Vol. 34. No. l.P. 152-165.

157. Korsrud G.O. and Meldrum J.B. Effect of diet on the response in rats to lead acetate given orally or in the drinking water // Biol. Trace Elem. Res. 1988. Vol. 17. P. 167-173.

158. Kosower N.S. and Kosower E.M. The glutathione status of cells // Int. Rev. Cytol. 1978. Vol. 54. P. 109-160.

159. Kowaltowski A.J., Castilho R.F. and Vercesi A.E. Ca(2+)-induced mitochondrial membrane permeabilization: role of coenzyme Q redox state // Am. J. Physiol. Cell Physiol. 1995. Vol. 269. Issue. 1. C141-C147.

160. Lachant N.A., Tomoda A. and Tanaka K.R. Inhibition of the pentose phosphate shunt by lead: a potential mechanism for hemolysis in lead poisoning // Blood. 1984. Vol. 63. N. 3. P. 518-524.

161. Lafon-Cazal M., Culcasi M., Gaven F. et al. Nitric oxide, superoxide and peroxynitrite: putative mediators of NMDA-induced cell death in cerebellar granule cells //Neuropharmacology. 1993a. Vol. 32. N.l 1. P. 1259-1266.

162. Lafon-Cazal M., Pietri S., Culcasi M. and Bockaert J. NMDA-dependent superoxide production and neurotoxicity // Nature. 1993b. Vol. 364. N. 6437. P. 535-537.

163. Lanphear B.P., Succop P., Roda S. and Henningsen G. The effect of soil abatement on blood lead levels in children living near a former smelting and milling operation // Public Health Rep. 2003. Vol. 118. N. 2. P. 83-91.

164. Lasley S.M. and Gilbert M.E. Rat hippocampal glutamate and GABA relase exhibit biphasic effect as a function of chronic lead exposure level // Toxicology Science. 2002. Vol. 66. P. 139-147.

165. Lasley S.M. Regulation of dopaminergic activity, but not tyrosine hydroxylase, is diminished after chronic inorganic lead exposure // Neurotoxicology. 1992. Vol. 13. N. 3. P. 625-635.

166. Latta K. and Augustein R.C. The purification and properties of human lens glutathione reductase // Exp. Eur. Res. 1984. Vol. 39. N. 3. P. 343-354.

167. LeMoal M. and Simon H. Mesocorticolimbic dopaminergic network: functional and regulatory roles // Physiol. Rev. 1991. Vol. 17. P. 155-234.

168. Lenz G.R. and Martell A.E. Metal chelates of some sulfur-containing amino acids //Biochemistry. 1964. Vol. 3. P. 745-750.

169. Li P. and Rossman T.G. Genes upregulated in lead-resistant glioma cells reveal possible targets for lead-induced developmental neurotoxicity // Toxicological Sciences. 2001. Vol. 64. P. 90-99.

170. Lim D.K. and Ho I.K. Responses to N-methyl-D-aspartate and kainic acid in cerebellar granule cells of lead-exposed rat pups // Neurotoxicology. 1998 Vol. 19. N. LP. 49-55.

171. Lindahl L.S., Bird L., Legare M.E. et al. Differential ability of astroglia and neuronal cells to accumulate lead: dependent on cell type and degree of differentiation//Tox. Sci. 1999. Vol. 50. P. 236-243.

172. Lipton P. Ischemic Cell Death in Brain Neurons // Physiol. Rev. 1999. Vol. 79. P. 1431-1568.

173. Litman P., Barg J., Rindzoonski L. and Ginzburg I. Subcellular localization of tau mRNA in differentiating neuronal cell culture: implications for neuronal polarity//Neuron. 1993. Vol. 10. N. 4. 627-638.

174. Liu Q., Chen R., Qin R. Effect of sub-acute low level exposure to lead on cellular immune function in rats // Wei Sheng Yan Jiu. 2000. Vol. 29. 6. P. 354356.

175. Loikkanen J., Naarala J., Savolainen K.M. Modification of glutamate-induced oxidative stress by lead: the role of extracellular calcium // Free Radical Biology & Medicine. 1998. Vol. 24. N. 2. P. 377-384.

176. Loikkanen J., Naarala J., Vahakangas K.H., Savolainen K.M. Glutamate increases toxicity of inorganic lead in GT1-7 neurons: partial protection induced by flunarizine//Arch. Toxicol. 2003. Vol. 77. P. 663-671.

177. Long G.J., Rosen J.F and Schannet F.A.X. Lead Activation of Protein Kinase C from Rat Brain // J. Biol. Chem. 1994. Vol. 269. N. 2. P. 834-837.

178. Longo F.M. and Massa S.M. Neuroprotective Strategies in Alzheimer's Disease // J. Am. Soc. Exp. NeuroTher. 2004. Vol. 1. P. 117-127.92.

179. Lowndes H.E., Philbert M.A., Beiswanger C.M. et al. Xenobiotic metabolism in the brain as mechanistic bases for neurotoxicity // In Handbook of neurotoxicology (Eds by Chang L.W. and Dyer R.S.). 1995. New York. P. 1-27.

180. Lucas C.A., Czlonkowska A. and Kreutzberg G.W. Regulation of acetylcholinesterase by nerve growth factor in the pheochromocytoma PC 12 cell line //Neurosci. Lett. 1980. Vol. 18. P. 333-337.

181. Lunterbung B.H., Smith C.V., Hughes H., Mitchell J.R. Biliary excretion of glutathione and glutathione disulfide in rat // J. Clin. Invest. 1984. Vol. 73. N. 1. P. 124-133.

182. Madeja M., Binding N., MuBhoff U. et al. Effects of lead on cloned voltage-operated neuronal potassium channels // Naunyn-Schmiedeberg's Arch. Pharmacol. 1995. Vol. 351. P. 320-327.

183. Madeja M., MuBhoff U., Binding N. et al. Effects of Pb2+ on delayed-rectifier potassium channels in acutely isolated hippocampal neurons // J. Neurophysiol. 1997. Vol. 78. P. 2649-2654.

184. Mareck A., Fellous A., Francon J. and Nunez J. Changes in composition and activity of microtubule-associated proteins during brain development // Nature. 1980. Vol. 284. N. 5754. P. 353-355.

185. Mark L.P., Prost R.W., Ulmer J.L. et al. Pictorial review of glutamate excitotoxicity: fundamental concepts for neuroimaging // Am. J. Neuroradiol. 2001. Vol. 22. P. 1813-1824.

186. Markovac J. and Goldstein G.W. Picomolar concentrations of lead stimulate brain protein kinase C //Nature. 1988. Vol. 334. N.6177. P. 71-73.

187. Mattson M.P. and Kater S.B. Calcium regulation of neurite elongation and growth cone motility // The Journal of Neuroscience. 1987. Vol. 7. N. 12. P. 40344043.

188. Mattson M.P., Dou P. and Kater S.B. Outgrowth-regulating pyramidal neurons //The Journal of Neuroscience. 1988b. Vol. 8. N. 6. P. 2087-2100.

189. Mattson M.P., Guthrie P.B. and Kater S.B. A role for Na+-dependent Ca2+ extrusion in protection against neuronal excitotoxicity // FASEB J. 1989. Vol. 3. P. 2519-2526.

190. Mattson M.P., Taylor-Hunter A. and Kater S.B. Neurite outgrowth in individual neurons of a neuronal population is differentially regulated by calcium and cyclic AMP // The Journal of Neuroscience. 1988a. Vol. 8. N.5. P. 1704-1711.

191. Mazzolini M. Multiple pathways of Pb permeation in rat cerebellar granule neurons // J. Neurochem. 2001 Vol. 79. P. 407-416.

192. McFeeters R.L. and Oswald R.E. Emerging structural explanations of ionotropic glutamate receptor function // FASEB J. 2004. Vol. 18. P. 428-438.

193. Meiri K.F., Willard M. and Johnson M.I. Distribution and phosphorylation of the growth-associated protein GAP-43 in regenerating sympathetic neurons in culture // The Journal of Neuroscience. 1988. Vol. 8. N. 7. P. 2571-2581.

194. Meister A. and Anderson M.E. Glutathione // Annu. Rev. Biochem. 1983. Vol. 52. P. 711-760.

195. Meister A. and Tate S.S. Glutathione and related y-glutamyl compounds: biosynthesis and utilization // Annu. Rev. Biochem. 1976. Vol. 45. P. 559-604.

196. Meister A. Glutathione metabolism and it's selective modification // The Journal of Biological Chemistry. 1988. Vol. 263. N. 33. P. 17205-17208.

197. Meister A. Glutathione-ascorbic acid antioxidant system in animals // The Journal of Biological Chemistry. 1994. Vol. 269. N. 13. P. 9397-9400.

198. Meldrum B.S. Glutamate as a Neurotransmitter in the brain: review of physiology and pathology // J. Nutr. 2000. Vol. 130. P. 1007S-1015S.138

199. Meldrum B.S. Protection against ischaemic neuronal damage by drugs acting on excitatory neurotransmission // Cerebrovasc. Brain. Metab. Rev. 1990. Vol. 2 N. l.P. 27-57.

200. Mendelsohn A.L., Dreyer B.P., Fierman A.H. et al. Low-Level Lead Exposure and Behavior in Early Childhood // Pediatrics. 1998. Vol. 101. N. 3. P. el0.

201. Metzger F., Wiese S. and Sendtner M. Effect of glutamate on dendritic growth in embryonic rat motoneurons // The Journal of Neuroscience. 1998. Vol. 18. N. 5. P.1735-1742.

202. Mishra R., Gupta S.K., Meiri K.F. et al. GAP-43 is key to mitotic spindle control and centrosome-based polarization in neurons // Cell Cycle. 2008. Vol. 7. N. 3. P. 348-357.

203. Miwa N., Yamazaki H., Nagaoka Y et al. Altered production of the active oxygen species is involved in enhanced cytotoxic action of acylated derivatives of ascorbate to tumor cells // Biochim. and Biophys. Acta. 1989. Vol. 26. N. 2. P. 144-151.

204. Monks T.J., Ghersi-Egea J.-F., Philbert M. et al. Symposium overview: The role of glutathione in neuroprotection and neurotoixcity // Tox. Sci. 1999. Vol. 51. P. 161-177.

205. Monteiro H.P., Abdalla D.S., Augusto O. and Bechara E.J. Free radical generation during delta-aminolevulinic acid autoxidation: induction by hemoglobin and connections with porphyrinpathies // Arch. Biochem. Biophys. 1989. Vol. 271. N. l.P. 206-216.

206. Monteiro H.P., Abdalla D.S., Faljoni-Alario A. and Bechara E.J. Generation of active oxygen species during coupled autoxidation of oxyhemoglobin and delta-aminolevulinic acid//Biochim. Biophys. Acta. 1986. Vol. 881. N. 1. P. 100-106.

207. Monteiro H.P., Bechara E.J. and Abdalla D.S. Free radicals involvement in neurological porphyrias and lead poisoning // Mol. Cell. Biochem. 1991. Vol. 103. N. l.P. 73-83.

208. Moreira E.G., Jordao de Magalhaes Rosa G., Barros S.B.M. et al. Antioxidant defense in rat brain regions after developmental lead exposure // Toxicology.2001. Vol. 169. P. 145-151.

209. Naarala J., Loikkanen J.J., Ruotsalainen M.H., Savolainen K.M. Lead amplifies glutamate-induced oxidative stress // Free Radic. Biol. Med. 1995. Vol. 19. P. 689-693.

210. Nicholls D. and Attwell D. The release and uptake of excitatory amino acids // Trends Pharmacol. Sci. 1990. Vol. 11. N. 11. P. 462-468.

211. Nicholls D.G. and Budd S.L. Mitochondria and neuronal survival // Physiological Rev. 2000. Vol. 80. N. 1. P. 315-360.

212. Nishizawa Y. Glutamate release and neuronal damage in ischemia // Life Sciences. 2001. Vol. 69. P. 369-381.

213. Nissim I. Newer aspects of glutamine/glutamate metabolism: the role of acute pH changes // Am. J. Physiol. Renal. Physiol. 1999. Vol. 277. P. 493-497.

214. Oh S.M. and Betz A.L. Interaction between free radicals and excitatory amino acids in the formation of ischemic brain edema in rats // Stroke. 1991. Vol. 22. N. 7. P. 915-921.

215. Omelchenko I.A., Nelson C.S. and Allen Ch.N. Lead inhibition of N-methyl-D-aspartate receptors containing NR2A, NR2C and NR2D subunits // J. PHARM. AND EXP. THERAP. 1997. Vol. 282. P. 1458-1464.

216. Othman A.L and El-Missiry M.A. Role of selenium against lead toxicity in male rats // J. Biochem. Mol. Toxicol. 1998. Vol. 12. P. 345-349.

217. Paglini G., Peris LMascotti F. et al. Tau protein function in axonal formation //Neurochem Res. 2000. Vol. 25. N. 1. P. 37-42.

218. Pande M. and Flora S J.S. Lead induced oxidative damage and its response to combined administration of a-lipoic acid and succimers in rats // Toxicology.2002. Vol. 177. P. 187-196.

219. Pande M. and Flora S.J.S. Lead induced oxidative damage and its response to combined administration of a-lipoic acid and succimers in rats // Toxicology. 2002. Vol. 177. P. 187-196.

220. Patrick L. Lead toxicity part II: the role of free radical damage and the use of antioxidants in the pathology and treatment of lead toxicity // Altern. Med. Rev. 2006. Vol. 11.N.2.P. 114-127.

221. Pellmar T.C., Roney D. and Lepinski D.L. Role of glutathione in repair of free radical damage in hippocampus in vitro // Brain Res. 1992. Vol. 583. N. 1-2. P. 194-200.

222. Peng Sh., Hajela R.K., Atchison W.D. Characteristics of block by Pb2+ of function of human neuronal L-, N-, and R-type Ca2+ channels transiently expressed in human embryonic kidney 293 cells // Molecular Pharmacology. 2002 Vol. 62. N. 6. P. 1418-1430.

223. PeiTone-Bizzozero N.I., Finklestein S.P. and Benowitz L.I. Synthesis of a growth-associated cerebrocortical neurons in vitro // The Journal of Neuroscience. 1986. Vol. 6. N.12. P. 3721-3730.

224. Petit T.L., LeBoutillier J.C. and Brooks W.J. Altered sensitivity to NMDA following developmental lead exposure in rats // Physiol. Behav. 1992. Vol. 52. N. 4. P. 687-693.

225. Phillis J.W., Song D., O'Regan M.H. Inhibition by anion channel blockers of ischemia-evoked release of excitotoxic and other amino acids from rat cerebral cortex//Brain. Res. 1997. Vol. 758. N. 1-2. P. 9-16.

226. Ponnusamy K., Mohan M., Nagaraja H.S. Protective antioxidant effect of Centella asiatica bioflavonoids on lead acetate induced neurotoxicity // Med. J. Malaysia. 2008. Vol. 63. Suppl. A: 102.141

227. Power J.H.T., Shannon J.M., Blumbergs P.C. and Gai W.-P. Nonselenium glutathione peroxidase in human brain, elevated levels in Parkinson's disease and dementia with Lewy bodies // American Journal of Pathology. 2002. Vol. 161. N. 3. P. 885-894.

228. Prehn J.H. Mitochondrial transmembrane potential and free radical production in excitotoxic neurodegeneration // Naunyn Schmiedebergs Arch. Pharmacol. 1998. Vol. 357. N. 3. P. 316-322.

229. Przyborski S.A. and Cambray-Deakin M.A. Developmental changes in GAP-43 expression in primary cultures of rat cerebellar granule cells // Mol. Brain Res. 1994. Vol. 25. P. 273-285.

230. Przyborski S.A. and Cambray-Deakin M.A. Developmental regulation of MAP2 variants during neuronal differentiation in vitro // Brain research. Developmental brain research. 1995. Vol. 89. N. 2. P. 187-201.

231. Qian Y., Mikeska G., Harris E.D. et al. Effect of lead exposure and accumulation on copper homeostasis in cultured C6 rat glioma cells // Toxicology and Applied Pharmacology. 1999. Vol. 158. P. 41-49.

232. Ralston D.M. and O'Halloran T.V. Ultrasensitivity and heavy-metal selectivity of the allosterically modulated MerR transcription complex // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1990. Vol. 87. P. 3846-3850.

233. Reynolds I J. and Hastings T.G. Glutamate induces the production of reactive oxygen species in cultured forebrain neurons following NMDA receptor activation // The Journal ofNeuroscience. 1995. Vol. 15. N. 5. P. 3318-3327.

234. Richman P.G. and Meister A. Regulation of y-glutamyl-cysteine synthetase by nonallosteric feedback inhibition by glutathione // The Journal of Biological Chemistry. 1975. Vol. 250. N. 4. P. 1422-1426.

235. Riederer B. and A. Matus Differential expression of distinct microtubule-ssociated proteins during brain development // PNAS. 1985. Vol. 82. P. 60066009.

236. Rogan W.J. Safety and efficacy of succimer in toddlers with blood lead levels of 20-44 mg/dL // Pediatric Res. 2000. Vol. 48. N. 5. P. 593-599.142

237. Rossi D.J., Oshima T. and Attwell D. Glutamate release in severe brain ischaemia is mainly by reversed uptake //Nature. 2000. Vol. 403. N. 6767. P. 316321.

238. Rossi R., Dalle-Donne I., Milzani A., Giustarini D. Oxidized forms of glutathione in peripheral blood as biomarkers of oxidative stress // Clinical Chemistry. 2006. Vol. 52. N. 7. P. 1406-1414.

239. Roth C.A., Hoffman T.J., Corlija M. et al. The effect of ligand structure on glutathione-mediated decomposition of propylene amine oxime derivatives // Int. J. Rad. Appl. Instrum. B. 1992. Vol. 19. N. 7. P. 783-790.

240. Rothman S. Synaptic release of excitatory amino acid neurotransmitter mediates anoxic neuronal death // J. Neurosci. 1984. Vol. 4. No. 7. P. 1884-1891.

241. Sandhir R. and Gill. K.D. Alterations in calcium homeostasis on lead exposure in rat synaptosomes //Mol. Cell. Biochem. 1994d. Vol. 131. P. 25-33.

242. Sandhir R. and Gill. K.D. Calmodulin and cAMP dependent synaptic vesicle protein phosphorylation in rat cortex following lead exposure // Inr. J. Eiochm. 1994c. Vol. 26. N. 12. P. 1383-1389.

243. Sandhir R. and Gill. K.D. Effect of lead on lipid peroxidation in liver of rats // Biol. Trace Elem. Res. 1995. Vol. 48. N. 1. 91-97.

244. Sandhir R. and Gill. K.D. Effect of lead on the biological acclivity of the calmodulin in rat brain // Exp. Mol. Pathol. 1994b. Vol. 61. P. 69-75.

245. Sandhir R. and Gill. K.D. Lead perturbs calmodulin dependent cyclic AMP metabolism in rat central nervous system // Biochem. Mol. Biol. 1994a. Vol. 33. N. 4. P. 729-742.

246. Sandhir R., Julka D. and Gill. K.D. Lipoperoxidative damage on lead exposure in rat brain and its implications on membrane bound enzymes // Pharmacol. Toxicol. 1994. Vol. 74. N. 2. P. 66-71.

247. Sasaki T. and Senda N. Evaluation of glutathione localization in brain using 99mTc meso-HMPAO // J. Nucl. Med. 1999. Vol. 40. P. 1056-1060.

248. Savolainen K.M., Loikkanen J., Eerikainen S., Naarala J. Glutamate-stimulated ROS production in neuronal cultures: interactions with lead and the cholinergic system //Neurotoxicology. 1998b. Vol. 19. N. 4-5. P. 669-674.

249. Savolainena K.M., Loikkanena J., Eerikainena S., Naaralaa J. Interactions of excitatory neurotransmitters and xenobiotics in excitotoxicity and oxidative stress: glutamate and lead // Toxicology Letters. 1998a. Vol. 102-103. P. 363-367.

250. Savolainena K.M., Loikkanena J., Naaralaa J. Amplification of glutamate-induced oxidative stress II Toxicology Letters. 1995. Vol. 82-83. P. 399-405.

251. Saxena G. and Flora S.J.S. Lead-induced oxidative stress and hematological alterations and their response to combined administration of calcium disodium EDTA with a thiol chelator in rats // J. Biochem. Mol. Toxicol. 2004. Vol. 18. N. 4. P. 221-233.

252. Schmitt B.M., Berger U.V., Douglas R.M. et al. Na/HC03 Cotransporters in rat brain: expression in glia, neurons and choroid plexus // The Journal of Neuroscience. 2000. Vol. 20. N. 18. P. 6839-6848.

253. Schmitt T.J., Zawia N. and Harry G.J. GAP-43 mRNA expression in the developing rat brain: alterations following lead-acetate exposure // Neurotoxicology. 1996. Vol. 17. N. 2. P. 407-414.

254. Schneider J.S., Huang F.N., Vemuri M.C. Effects of low-level lead exposure on cell survival and neurite length in primary mesencephalic cultures // Neurotoxicology and Teratology. 2003. Vol. 25. P. 555-559.

255. Schneider J.S., Lee M.H., Anderson D.W. et al. Enriched environment during development is protective against lead-induced neurotoxicity // Brain Res. 2001. Vol. 896. N. 1-2. P. 48-55.

256. Schrauzer G.N. Effects of selenium antagonists on cancer susceptibility: new aspects of chronic heavy metal toxicity // Sangyo Ika Daigaku Zasshi. 1987. V. 9(Suppl.). P. 208-215.

257. Scortegagna M., Chikhale E. andHanbauer I. Effect of lead on cytoskeletal proteins expressed in E 14 mesencephalic primary cultures // Neurochem. Int. 1998. Vol. 32. P. 353-359.

258. Selevan Sh.G., Rice D.C., Hogan K.A. Blood lead concentration and delayed puberty in girls //N. Engl. J. Med. 2003. Vol. 348. P. 1527-1536.

259. Shafiq-ur-Rehman S. Lead-induced regional lipid peroxidation in brain // Toxicol. Lett. 1984. Vol. 21. P. 333-337.

260. Shaw P.J. and Ince P.G. Glutamate, excitotoxicity and amyotrophic lateral sclerosis // J. Neurol. 1997. Vol. 244. P. 3-14.

261. Shen S.R., Yang X.Q., Zhao B.L. Prooxidant effect of tea polyphenols in vitro //J. Tea Science. 1992. Vol. 12. P.145-150.

262. Shukla P.K., Khanna V.K., Khan M.Y. and Srimal R.C. Protective effect of curcumin against lead neurotoxicity in rat // Human & Experimental Toxicology. 2003. Vol. 22. P. 653-658.

263. Sierra E.M. and Tiffany-Castiglioni E. Reduction of glutamine synthetase activity in astroglia exposed in culture to low levels of inorganic lead // Toxicology. 1991. Vol. 65. N. 3. P. 295-304.

264. Sierra E.M., Rowles T.K., Martin J. et al. Low level lead neurotoxicity in a pregnant guinea pigs model: neuroglial enzyme activities and brain trace metal concentrations//Toxicology. 1989. Vol. 59. N. 1 P. 81-96.

265. Sies H., Brigelius R., Akerboom T.P.M. Intrahepatic glutathione status // in Functions of glutathione: biochemical, physiological,toxicological, and clinical aspects, eds Larsson A., Holmgren A., Orrenius S., Mannervik B. New York. 1983. P. 51-64.

266. Simons T.J.B. Cellular interactions between lead and calcium // British Medical Bulletin. 1986. Vol. 42. N. 4. P. 431-434.145

267. Simons T.J.B. Lead-calcium interactions in cellular lead toxicity // Neurotoxicology. 1993. Vol. 14. N. 2-3. P. 77-85.

268. Slivka A., Spina M.B. and Cohen G. Reduced and oxidized glutathione in human and monkey brain // Neurosci. Lett. 1987. Vol. 74. N. 1. P. 112-118.

269. Smith C.J., Anderton B.H., Davis D.R. and Gallo J.M. Tau isoform expression and phosphorylation state during differentiation of cultured neuronal cells // FEB S Letters. 1995. Vol. 375. N.3. P. 243-248.

270. Sonnewald U., Qu H., Asvhner M. Pharmacology and toxicology of astrocyte-neuron glutamate transport and cycling // J. PHARM. AND EXP. THERAP. 2002. Vol. 301. P. 1-6.

271. Strittmatter S.M., Igarashi M. and Fishman M.C. GAP-43 amino terminal peptides modulate growth cone morphology and neurite outgrowth // The Journal of Neuroscience. 1994. Vol. 14. N. 9. P. 5503-5513.

272. Struzynska L. A glutamatergic component of lead toxicity in adult brain: The role of astrocytic glutamate transporters // Neurochemistry International. 2009. Vol. 55. P. 151-156.

273. Struzynska L. and Sulkowski G. Relationships between glutamine, glutamate, and GABA in nerve endings under Pb-toxicity conditions // Journal of Inorganic Biochemistry. 2004. Vol. 98. P. 951-958.

274. Struzynska L., Chalimoniuk M., Sulkowski G. Changes in expression of neuronal and glial glutamate transporters in lead-exposed adult rat brain // Neurochemistry International. 2005b. Vol. 47. P. 326-333.

275. Struzynska L., Chalimoniuk M., Sulkowski G. The role of astroglia in Pb-exposed adult rat brain with respect to glutamate toxicity // Toxicology. 2005a. Vol 212. P. 185-194.

276. Struzynska L., Dabrowska-Bouta B., Koza K. and Sulkowski Grz. Inflammation-like glial response in lead-exposed immature rat brain // Tox. Sci. 2007. Vol. 95. N. 1. P. 156-162.

277. Sugawara T., Fujimura M., Noshita N. et al. Neuronal death/survival signaling pathways in cerebral ischemia // The Journal of the American Society for Experimental NeuroTherapeutics. 2004. Vol. 1. N. 1. P. 17-25.

278. Sun D.A., Sombati S., DeLorenzo R.J. Glutamate injury-induced epileptogenesis in hippocampal neurons. An in vitro model of stroke-induced "epilepsy" // Stroke. 2001. Vol. 32. P. 2344-2350.

279. Suresh Ch., Dennis A.O., Heinz J. et al. Melatonin protection against lead-induced changes in human neuroblastoma cell cultures // International Journal of Toxicology. 2006. Vol. 25. P. 459-464.

280. Takahashi K., Avissar N., Whitin J., Coher H. Purification and characterization of human plasma glutathione peroxidase // Arch. Biochem. Biophys. 1987. Vol. 256. N. 2. P. 677-686.

281. Takizawa T., Huang I-Y., Ikita T. and Yoshida A. Human glucose-6-phosphate dehydrogenase: Primary structure and cDNA cloning // Proc. Nati. Acad. Sci. USA. 1986. Vol. 83. P. 4157-4161.

282. Taylor C.P., Burke S.P., Weber M.L. Hippocampal slices: glutamate overflow and cellular damage from ischemia are reduced by sodium-channel blockade // J. Neurosc.i Methods. 1995. Vol. 59. N. 1. P. 121-128.

283. Taylor S.S., Yang J., Wu J. et al. PKA: a portrait of protein kinase dynamics // Biochim. Biophys. Acta. 2004. Vol. 1697. N. 1-2. P. 259-269.

284. Teitelbaum J.S., Zatorre R.J., Carpenter S. et al. Neurologic sequelae of domoic acid intoxication due to the ingestion of contaminated mussels // The New England Journal of Medicine Vol. 322. N. 25. P. 1781-1787.

285. Thannhauser T.W., Konishi Ya., Scheraga H.A. Sensitive quantitative analysis of disulfide bonds in polypeptides and proteins // Analytical Biochemistry. 1984. Vol. 138. P. 181-188.

286. Tomsig J.L. and Suszkiw J.B. Intracellular mechanism of Pb(2+)-induced norepinephrine release from bovine chromaffin cells // Am. J. Physiol. Cell. Physiol. 1993. Vol. 265. Issue 6. C1630-C1636.

287. Toscano C.D. and Guilarte T.R. Lead neurotoxicity: From exposure to molecular effects // Brain Research Reviews. 2005. Vol. 49. P. 529-554.

288. Turley K.R., Toledo-Pereyra L.H., Kothari R.U. Molecular mechanisms in the pathogenesis and treatment of acute ischemic stroke // Journal of Investigative Surgery. 2005. Vol. 18. P. 207-218.

289. Tymianski M., Charlton M.P., Carlen P.L. and Tator Ch.H. Source specificity of early calcium neurotoxicity in cultured embryonic spinal neurons // The Journal ofNeuroscience. 1993. Vol. 13. N. 5. P. 2085-2104.

290. Upasani C.D. and Balaraman R. Protective Effect of spirulina on lead induced deleterious changes in the lipid peroxidation and endogenous antioxidants in rats // Phytother. Res. 2003. Vol. 17. P. 330-334.

291. Vallee B.L., Ulmer D.D. Biochemical effects of mercury, cadmium and lead // Annu. Rev. Biochem. 1972. Vol. 41. P. 91-128.

292. Valverde M., Fortoul T.I., Diaz-Barriga et al. Genotoxicity induced in CD-I mice by inhaled lead: differential organ response // Mutagenesis. 2002. Vol. 17. N. l.P. 55-61.

293. Vergun O., Keelan J., Khodorov B.I. and Duchen M.R. Glutamate-induced mitochondrial depolarisation and perturbation of calcium homeostasis in cultured rat hippocampal neurons // J. Physiol. 1999. Vol. 519. P. 451-466.

294. Verina T., Rohde C. A. and Guilarte T. R. Environmental lead exposure during early life alters granule cell neurogenesis and morphology in the hippocampus of young adult rats //Neuroscience. 2007. Vol. 145. P. 1037-1047.

295. Vesce S., Jekabsons M.B., Johnson-Cadwell L.I. and Nicholls D.G. Acute glutathione depletion restricts mitochondrial ATP export in cerebellar granule neurons // The Journal of Biological Chemistry. 2005. Vol. 280. N. 46. P. 3872038728.

296. Villeda-Hernandez J., Barroso-Moguel R., Mendez-Armenta M. et al. Enhanced brain regional lipid peroxidation in developing rats exposed to low level lead acetate // Brain Research Bulletin. 2001. Vol. 55. N. 2. P. 247-251.

297. Volterra A., Trotti D., Tromba C. et al. Glutamate uptake inhibition by oxygen free radicals in rat cortical astrocytes // The Journal of Neuroscience. 1994. Vol. 14. N. 5. P. 2924-2932.

298. Wang Ch., Liang J., Zhang Ch. et al. Effect of ascorbic acid and thiamine supplementation at different concentrations on lead toxicity in liver // Ann. Occup. Hyg. 2007. Vol. 51. N. 6. P. 563-569.

299. Wang J., Wu. J. and Zhang Zh. Oxidative Stress in Mouse Brain Exposed to Lead // Ann. Occup. Hyg. 2006. Vol. 50. N. 4. P. 405-409.

300. Wang W. and Ballatory N. Endogenous glutathione conjugates: occurrence and biological functions // Pharmacological Reviews. 1998. Vol. 50. N. 3. P. 335-355.

301. Wei L., Yu Sh.P., Gottron F. et al. Potassium channel blockers attenuate hypoxia- and ischemia-induced neuronal death in vitro and in vivo // Stroke 2003. Vol. 34. P. 1281-1286.

302. White B.C., Sullivan J.M., DeGracia D.J. et al. Brain ischemia and reperfusion: molecular mechanisms of neuronal injury // Journal of the Neurological Sciences. 2000. Vol. 179. P. 1-33.

303. White L.D., Cory-Slechta D.A., Gilbert M.E. New and evolving concepts in the neurotoxicology of lead // Toxicology and Applied Pharmacology. 2007. Vol. 225. P. 1-27.

304. White W.L., Pond R.S., Buckpitt A.R. Glutathione and glutathione S-trasferases in the urinary bladder of defferent species // Biochem. Pharmacol. 1984. Vol. 33. N. 11. P. 1813-1816.

305. Williams T.M., Ndifor A.M., Near J.T. and Reams-Brown R.R. Lead enhances NGF-induced neurite outgrowth in PC 12 cells by potentiating ERK/MAPK activation//Neurotoxicology. 2000. Vol. 21. N.6. P. 1081-1089.

306. Xu J., Yan Ch.-H., Wu Sh.-H. et al. Developmental lead exposure alters gene expression of metabotropic glutamate receptors in rat hippocampal neurons// Neuroscience Letters. 2007. Vol. 413. P. 222-226.

307. Xu Ya., Li G., Han Ch. et al. Protective effects of Hippophae rhamnoides L. juice on lead-induced neurotoxicity in mice // Biol. Pharm. Bull. 2005. Vol. 28. N. 3. P. 490-494.

308. Yagminas A.P., Little P.B., C.G. Rousseaux et al. Neuropathologic findings in young male rats in a subchronic oral toxicity study using triethyl lead // Fundamental and Applied Toxicology. 1992. Vol. 19. P. 380-387.

309. Yano S., Tokumitsu H. and Soderling T.R. Calcium promotes cell survival through CaM-K kinase activation of the protein-kinase-B pathway // Nature. 1998. Vol. 396. N. 6711. P. 584-587.

310. Yi E.Y. and Lim D.K. Effects of chronic lead exposure on glutamate release and uptake in cerebellar cells of rat pups // Arch. Pharm. Res. 1998. Vol. 21. N.2. P. 113-119.

311. Yiin S.J., Lin T.H. Lead-catalyzed peroxidation of essential unsaturated fatty acid // Biol. Trace Elem. Res. -1994. Vol. 50. - P. 167-172.

312. Yin Sh.-T., Tang M.-L., Su L. et al. Effects of Epigallocatechin-3-gallate on lead-induced oxidative damage // Toxicology. 2008. Vol. 249. P. 45-54.

313. Zawia N.H. and Harry G.J. Developmental exposure to lead interferes with glial and neuronal differential gene expression in the rat cerebellum // Toxicol. Appl. Pharmacol. 1996. Vol. 138. P. 43-47.

314. Zurich M.-G., Eskes C., Honegger P. et al. Maturation-dependent neurotoxicity of lead acetate in vitro: implication of glial reactions // Journal of Neuroscience Research. 2002. Vol. 70. P. 108-116.