Оценка функционального и таксономического разнообразия микробных комплексов генетических горизонтов почв тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.07, кандидат биологических наук Семионова, Наталья Анатольевна

• Семионова, Наталья Анатольевна
• кандидат биологических наук
• 2002

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Семионова, Наталья Анатольевна

1. ВВЕДЕНИЕ.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

2.1. ПОЧВЕННЫЕ МИКРОБНЫЕ СООБЩЕСТВА: СТРУКТУРНАЯ И ФУНКЦИОНАЛЬНАЯ ОРГАНИЗАЦИЯ.

2.2. СОВРЕМЕННЫЕ МЕТОДЫ ОЦЕНКИ РАЗНООБРАЗИЯ

МИКРОБНЫХ СООБЩЕСТВ ПОЧВ.

2.2.1 Метод посева почвенных суспензий на питательные среды.

2.2.2. Физиологическая характеристика сообществ по спектрам утилизируемых источников углерода.

2.2.3. Анализ жирных кислот, входящих в состав фосфолипидов

2.2.4. Молекулярно-генетические методы.

2.3. ФАКТОРЫ, ВЛИЯЮЩИЕ НА РАЗНООБРАЗИЕ МИКРОБНЫХ СООБЩЕСТВ ПОЧВ.

2.3.1. Основные физико-химические, биологические и антропогенные факторы, определяющие разнообразие микробных сообществ.

2.3.2. Изменение микробного разнообразия почв в зависимости от факторов географической зональности и дифференциации почвенного профиля.

2.4. О ПЕРСПЕКТИВАХ ОЦЕНКИ МИКРОБНОГО РАЗНООБРАЗИЯ ПОЧВ И ВОЗМОЖНОСТЯХ ИНТЕГРАЦИИ РАЗНЫХ МЕТОДОВ ДЛЯ РЕШЕНИЯ ЗАДАЧ ОХРАНЫ ПОЧВ.

3. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

3.1. Объекты исследования.

3.2. Метод мультисубстратного тестирования (МСТ).

3.3. Методы определения биологической активности почв (скорость эмиссии СО2, активность азотфиксации, определение индекса гидролиза диацетата флуоресцеина (ФДА)).

3.4. Определение таксономической структуры сапротрофного бактериального комплекса.

3.5. Люминесцентно-микроскопический метод определения численности микроорганизмов.

4. РЕЗУЛЬТА ТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

4.1. ФУНКЦИОНАЛЬНЫЕ ХАРАКТЕРИСТИКИ МИКРОБНЫХ КОМПЛЕКСОВ ГЕНЕТИЧЕСКИХ

ГОРИЗОНТОВ ПОЧВ РАЗНЫХ ТИПОВ.

4.1.1. Функциональные характеристики микробных комплексов генетических горизонтов почв по спектрам утилизации органических источников углерода.

4.1.2. Применение физиологических характеристик микробных комплексов для диагностики генетических горизонтов и почв.

4.1.3. Функциональная характеристика активности микробных комплексов генетических горизонтов почв по интегральному показателю - индексу гидролиза диацетата флуоресцеина (ФДА).

4.2. ХАРАКТЕРИСТИКА СТРУКТУРЫ МИКРОБНЫХ КОМПЛЕКСОВ ГЕНЕТИЧЕСКИХ ГОРИЗОНТОВ ПОЧВ.

4.2.1. Распределение численности бактерий в изученных почвах.

4.2.2. Таксономическое разнообразие бактериальных комплексов генетических горизонтов почв.

2.2.3. Таксономическая структура бактериальных комплексов генетических горизонтов почв разных типов.

4.3. СРАВНИТЕЛЬНАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА ТАКСОНОМИЧЕСКОГО И ФУНКЦИОНАЛЬНОГО РАЗНООБРАЗИЯ МИКРОБНЫХ КОМПЛЕКСОВ ГЕНЕТИЧЕСКИХ ГОРИЗОНТОВ ПОЧВ

РАЗНЫХ ТИПОВ.

4.4. ВЛИЯНИЕ ИНКУБАЦИИ ПОЧВЕННОЙ СУСПЕНЗИИ В ПРИСУТСТВИИ ИСТОЧНИКОВ УГЛЕРОДА НА ТАКСОНОМИЧЕСКОЕ РАЗНООБРАЗИЕ БАКТЕРИАЛЬНЫХ КОМПЛЕКСОВ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Оценка функционального и таксономического разнообразия микробных комплексов генетических горизонтов почв»

Актуальность проблемы

Изучение структурно-функциональной организации микробных сообществ почв является одним из важнейших направлений экологии микроорганизмов и необходимо для понимания роли микробных сообществ в биогеохимических процессах (Звягинцев и др., 1999; Kennedy, Gevin, 1997). В последнее время широкое распространение в этой области получили сукцессионный, вертикально-ярусный и географический подходы (Звягинцев и др., 1999). Однако большинство исследований в рамках перечисленных подходов проводились с использованием показателей, характеризующих таксономическую структуру сообщества, а функциональным характеристикам микробных сообществ почв уделялось меньшее внимание. В настоящее время возникла необходимость в комплексном изучении микробных сообществ почв с применением показателей как таксономического, так и функционального разнообразия (Hill et al., 2000; Torsvik, 0vreäs, 2002).

Одним из решений проблемы является развитие методов, позволяющих получить информацию о микробных популяциях без выделения микроорганизмов в чистые культуры. Перспективными являются методы не требующие изоляции микроорганизмов в чистые культуры и основанные на получении многомерных функциональных характеристик микробных сообществ, выделяемых из природных биотопов, по спектрам утилизируемых источников органического углерода (Garland, Mills, 1991; Garland, 1997). Метод мультисубстратного тестирования (МСТ) был разработан для получения функциональных портретов микробных сообществ почв (Горленко, Кожевин, 1994) и успешно применен при дифференциации микробных комплексов загрязненных и ненарушенных почв.

Однако, несмотря на преимущества метода МСТ для решения различных задач микробной экологии, закономерным является вопрос о возможностях сопоставления и интеграции данных о почвенных микробных сообществах, полученных с помощью этого метода, с результатами традиционных методов микробиологии, в том числе метода посева на питательные среды. Помимо теоретического интереса ответ на этот вопрос имеет важное практическое значение для разработки биологических методов диагностики состояния почв, особенно мониторинга целинных и антропогенно-измененных почв.

Целью исследования было изучение функционального и таксономического разнообразия микробных комплексов генетических горизонтов почв разных типов с помощью различных подходов.

Задачи исследования:

1. Оценка функционального разнообразия микробных комплексов основных генетических горизонтов почв разных типов с использованием метода мультисубстратного тестирования (МСТ) и определение спектров наиболее информативных источников углерода для характеристики функциональных особенностей сообществ генетических горизонтов почв.

2. Изучение таксономического разнообразия бактериальных комплексов генетических горизонтов почв и выявление структуры сапротрофных бактериальных комплексов. Проведение сравнительного анализа функционального и таксономического разнообразия микробных комплексов горизонтов почв разных типов с целью выявления возможностей дифференциации микробных комплексов указанных биотопов.

3. Анализ взаимосвязи комплексной структурно-функциональной характеристики микробных сообществ с физико-химическими свойствами почв.

4. Исследование таксономического разнообразия микробных комплексов, развивающихся в присутствии легкодоступных источников органического углерода при проведении мультисубстратного тестирования.

Научная новизна

Впервые получены данные о функциональном разнообразии микробных сообществ генетических горизонтов почв разных типов (чернозем, агросерая почва, подзол, подбур, солонец, агростратозем) на основании спектров утилизации легкодоступных источников углерода с помощью метода МСТ.

Использование дискриминантного анализа для обработки данных о потреблении источников углерода (МСТ) позволило выявить спектры диагностических субстратов для распознавания микробных сообществ разных генетических горизонтов и почвенных типов. Показано, что применение метода МСТ позволяет достоверно дифференцировать сообщества как генетических горизонтов, так и типов почв по их функциональным особенностям.

Получена детальная характеристика почвенных микробных сообществ, включающая описание таксономического состава бактериальных комплексов, оценку численности микроорганизмов прямым методом, оценку функциональных возможностей микробных сообществ по результатам мультисубстратного тестирования, а также интегральные показатели микробиологической активности (индекс гидролиза диацетата флуоресцеина (ФДА), эмиссия С02, активность азотфиксации).

Практическая значимость работы:

Результаты работы дополняют современные представления о закономерностях изменения функционального и таксономического разнообразия микробных комплексов в почвах разных типов и подтверждают существование закона вертикальной стратификации сообществ микроорганизмов.

Полученные с применением метода МСТ многомерные функциональные портреты микробных комплексов разных генетических горизонтов и типов почв использованы для создания базы данных, которая будет полезна для целей диагностики почв при проведении мониторинга как целинных, так и антропогенно-измененных почв.

Автор выражает признательность за помощь в проведении исследований и ценные замечания при написании работы сотрудникам кафедры биологии почв МГУ: к.б.н. Л.В.Лысак, к.б.н. Т.Г.Добровольской, д.б.н. И.Ю.Чернову, к.б.н. М.В.Горленко и профессору кафедры географии почв И.С.Урусевской за консультации по идентификации почв.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Микробиология», Семионова, Наталья Анатольевна

6. ВЫВОДЫ

1. Особенности функционального разнообразия микробных комплексов, выявленные на основе спектров утилизируемых источников углерода с помощью метода мультисубстратного тестирования (МСТ), позволили дифференцировать микробные комплексы основных генетических горизонтов почв разных типов (чернозем, агросерая почва, подбур, подзол, солонец, агростратозем).

2. Характер утилизации микробными комплексами спектров источников органического углерода по горизонтам почв разных типов зависит от физико-химических факторов, связанных с вертикальной стратификации профилей. Эти изменения наиболее четко проявляются в почвах с хорошо дифференцированным профилем (подзол, солонец).

3. Выявлены изменения таксономического разнообразия бактериальных комплексов по генетическим горизонтам профилей почв разных типов.

4. Сравнительный анализ таксономического и функционального разнообразия микробных комплексов показал, что функциональное разнообразие, определяемое по спектрам утилизируемых источников углерода с помощью метода мультисубстратного тестирования (МСТ), является более чувствительной характеристикой микробных комплексов разных генетических горизонтов и типов почв, чем таксономическое разнообразие, определяемое с помощью метода посева на питательные среды.

5. Полученная комплексная характеристика микробных сообществ генетических горизонтов почв разных типов, включающая описание таксономического состава бактерий, а также их функционального состояния (спектр утилизируемых источников углерода, показатель

116 гидролиза диацетата флуоресцеина) может быть использована для решения задач биоиндикации почв.

6. Формирование отклика микробного комплекса на органический источник углерода при проведении анализа методом мультисубстратного тестирования (МСТ) зависит от совместной деятельности популяций бактерий нескольких видов.

5. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В работе было использовано два метода для оценки разнообразия микробных комплексов почвы - метод посева почвенной суспензии на плотную питательную среду и метод мультисубстратного тестирования (МСТ). Результаты, полученные с помощью перечисленных методов, позволили оценить изменение функционального и таксономического разнообразия микробных сообществ по генетическим горизонтам почв разных типов.

Метод мультисубстратного тестирования, позволяющий охарактеризовать функциональное разнообразие микробных сообществ почвы без предварительного выделения организмов в чистые культуры, оказался достаточно чувствительным, чтобы выявить изменения в функциональном разнообразии сообществ как разных генетических горизонтов в профилях почв одного типа, так и разных типов почв. Метод также позволил выявить особенности функционального разнообразия микробных сообществ разных генетических горизонтов, что дало возможность определить спектры субстратов для дифференциации перечисленных биотопов.

Оказалось, что наиболее резко различия между метаболическими потенциалами сообществ выражены для контрастных биотопов -генетических горизонтов, характеризующихся разными физико-химическими свойствами, и почв разных природных зон. Различия в физиологических профилях микробных сообществ достаточно существенны и определялись как физико-химическими особенностями почвы, так факторами антропогенного воздействия. Наиболее четко различия проявлялись в функциональных возможностях сообществ почв с хорошо дифференцированным профилем (подзол, подбур, солонец). В почвах, профиль которых был сформирован в результате длительной земледельческой практики, различия метаболических возможностей микробных сообществ утилизировать спектры легкодоступных органических субстратов были менее выражены, что можно объяснить сходством физико-химических свойств антропогенно-преобразованных горизонтов.

На большом экспериментальном материале достоверно показано, что оба метода - МСТ и посев на питательную среду - дают сходные оценки изменения разнообразия по генетическим горизонтам почв, если в качестве сравнительной характеристики использованы меры выравненное™ функционального и таксономического разнообразия. Степень выравненное™ функционального разнообразия положительно коррелирует со степенью выравненное™ таксономического разнообразия микробных комплексов для почв с хорошо развитым профилем (подзол, солонец), а также для агросерой почвы и агростратозема (Архангельская обл). Однако для других почв достоверно высокой положительной корреляции между этими показателями не было выявлено.

На основании функциональных возможностей и таксономической структуры бактериальных сообществ было обнаружено сходство между генетическими горизонтами некоторых изученных почв - альфегумусовыми горизонтами подзола, вторым гумусовым и агрогумусовым горизонтами агросерой почвы, а также засоленными горизонтами солонца. Однако, не было выявлено соответствия картин сходства на основании тех же характеристик для генетических подзола и агростратозема (Архангельская обл.) и подбура. Оказалось, что агрогумусовые горизонты агростратозема проявляют более высокое сходство по таксономическому составу, чем по функциональным особенностям микробных комплексов. Этот факт может быть объяснен несколькими причинами.

Во-первых, имеют место сложные взаимосвязями между таксономической структурой сообщества, его метаболическими возможностями и содержанием органического углерода в почве, поскольку известно, что микробная биомасса и активность тесно коррелирует с содержанием органического вещества в почве (Pawlson et al., 1987; Schnuter et al., 1987). Что касается корреляции между содержанием органического вещества в почве и разнообразием сообществ, то она неясна. Не исключено, что существует положительная связь между невысоким уровнем содержания органического вещества в почве и функциональным разнообразием сообществ, но для высоких концентраций это соотношение не выполняется (Уап е1 а1., 2000). Очевидно, что помимо содержания органического углерода, есть и другие факторы, такие как влажность и интенсивность антропогенной нагрузки, которые могут в разной степени влиять на таксономическое и функциональное разнообразие микробных сообществ разных генетических горизонтов.

Во-вторых, микробные сообщества кардинально отличаются от сообществ высших организмов, так как микроорганизмы способны выполнять уникальные функции, связанные с процессами рециклинга элементов в природе (Заварзин, Колотилова, 2001). Поэтому можно ожидать, что при изменении условий окружающей среды в сторону элиминирования существующих экологических ниш, сообщество сформирует новую нишу, и те популяции микроорганизмов, которые ранее были дормантными станут способны к захвату новых ниш за очень короткий промежуток времени.

В третьих, исходя из положений общей экологии о том, что ниша -экотоп, реальное место занимаемое видом, то при рассмотрении сообщества как единой системы, сверхорганизма, ниша будет представлять собой неотъемлимый атрибут сообщества и вне этого сообщества понятие экониши лишено смысла (Джиллер, 1988). Такая трактовка экониши подразумевает, что она создается биотическими и абиотическими компонентами экосистемы, т.е. заполняется в результате адаптации видов к существующим условиям. Поэтому следует ожидать, что в экосистемах со сходными условиями сообщества должны быть построены сходным образом, и содержать одну или несколько в основном идентичных ниш - в этом проявляется явление экологической эквивалентности.

Полученные в работе результаты не позволили выявить резкого падения таксономического и функционального разнообразия по горизонтам всех исследованных почв за исключением солонца. Однако, с точки зрения уменьшения благоприятных для развития сообществ условий в глубоких горизонтах (низкое содержание питательных элементов, множество анаэробных микрозон), можно было бы ожидать резкого уменьшения разнообразия микробных сообществ. Очевидно, что используемые методы позволили охарактеризовать, главным образом, потенциальные экониши, формируемые сообществами почвенных генетических горизонтов. Действительно, расчеты индекса разнообразия Шеннона показывают, что число таксонов в сообществе не уменьшается с глубиной по профилю, а происходит перегруппировка - одни бактериальные таксоны сменяются другими. То же касается и функционального разнообразия - потенциально сообщества нижних горизонтов могут использовать те же источники углерода, что и сообщества верхних горизонтов, но интенсивность утилизации их может быть различной.

Полученные в работе результаты свидетельствуют о том, что инкубация почвенной суспензии в присутствии легкодоступных источников углерода при проведении мультисубстратного тестирования позволяет оценить разнообразие бактерий, способных к быстрому росту на субстратах в определенных условиях. Согласно гипотезе С.Н.Виноградского, в природе обязательно существуют организмы, способные деградировать разнообразные соединения, а присутствие легкодоступных субстратов индуцирует развитие популяций, состоящих из одного вида, специализированных на выполнении определенного физиологического процесса. Исследование таксономического разнообразия бактериальных сообществ, развивающихся на плотной питательной среде после инкубации в присутствии легкодоступных субстратов в микрокюветах при проведении МСТ, показало, что индексы разнообразия сообществ, формирующихся в присутствии одного из источников углерода (гистидин, твин-80, цитрат, арабиноза, раффиноза), ниже индексов разнообразия сообществ, выделяющихся на питательной среде при посеве почвенной суспензии без предварительной инкубации.

После инкубации в присутствии субстратов, на плотных питательных средах преимущественно развивались грамотрицательные бактерии класса

Proteobacteria, а без инкубации - грамположительные бактерии. Однако, если разнообразие комплексов, развивающихся в присутствии каждого из субстратов, ниже разнообразия микробных комплексов, выделяющихся из почвы непосредственно, то в целом, разнообразие микробных комплексов, формирующихся по всему спектру субстратов, используемых в МСТ, должно быть выше того уровня разнообразия, который выявляется по результатам метода посева на питательные среды. Это следует из того, что метод МСТ позволяет получить многомерные функциональные портреты сообществ, характеризующих их потенциальные ниши. Полученные результаты, вероятно, могут не отражать изменений микробного разнообразия целого сообщества, а скорее характеризуют ту его часть, которая может быть культивирована в создаваемых условиях. В то же время, организмы, развивающиеся в микрокюветах в присутствии легкодоступных субстратов пространственно разделены, и, следовательно, не образуют ассоциаций, подобных тем, которые формируются на поверхности почвенных частиц (Звягинцев, 1987).

Анализ разнообразия микробных сообществ по спектрам утилизируемых легкодоступных источников углерода позволяет оценить метаболический потенциал аэробных организмов, способных к активной конкуренции за субстрат и активному метаболизму, однако эти организмы составляют лишь небольшую часть микробного сообщества почвы. Таким образом, существование организмов, неспособных к метаболизму субстратов в условиях жидкой среды, делает невозможным попытку в полной мере установить физиологический статус микробных сообществ in situ с помощью метода мультисубстратного тестирования. Реализованные экониши сообществ, выявляемые методом мультисубстратного тестирования только отчасти моделируют те микролокусы почвы, в которых складываются в заданный момент времени условия для реализации экониш микробными сообществами, а именно: достаточная влажность, определенная стадия сукцессии, наличие легкодоступного источника органического углерода.

114

Используемый метод посева почвенной суспензии из разведений на глюкозо-пептонно-дрожжевую среду также позволяет учитывать незначительную часть компонентов сапротрофного бактериального комплекса, а именно - аэробную (микроаэрофильную), гетеротрофную его часть. Следовательно, метод посева также позволяет определить лишь потенциальное таксономическое разнообразие сообществ почвы. Итак, можно утверждать, что оба метода, и мультисубстратное тестирование, и метод посева на питательную среду являются подходами, связанными с культивированием микроорганизмов.

Тем не менее, оба метода позволили обнаружить различия между микробными комплексами генетических горизонтов почв разных типов, которые могут быть объяснены природной вариацией свойств рассматриваемых биотопов, что позволяет более детально охарактеризовать микробные сообщества как ненарушенных, так и антропогенно-измененных почв.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Семионова, Наталья Анатольевна, 2002 год

1. Алехина Л.К., Добровольская Т.Г., Початкова Т.Н. Звягинцев Д.Г. Оценка бактериального разнообразия в почвенных микрокосмах разной влажности// Микробиология. 2001. Т. 70. № 6. с. 855 860.

2. Алехина JI.K., Невская Д.В., Добровольская Т.Г., Звягинцев Д.Г. Бактериальное разнообразие в лесных почвах (сукцессионный анализ)// Микробиология. 1997. Т. 66. №6. с. 558-562.

3. Аристовская Т.В. Микробиология подзолистых почв. М.: Наука, 1965.187 с. Аристовская Т.В. Микробиология процессов почвообразования. JL: Наука, 1980. 184 с.

4. Асеева И.В., Паников Н.С., Чурсина О.Т. Содержание и состав нуклеиновых кислот в дерново-подзолистых почвах// Вестник Моск. Ун-та. Сер. 17. Почвоведение. № 1. с. 85 91.

5. Бабич Т.Л., Зенова Г.М., Судницин И.И., Кожевин П.А., Звягинцев Д.Г. Сукцессионные изменения в комплексе актиномицетов торфяной почвы. // Микробиология. 1996. Т. 65. №. I.e. И1-118.

6. Виноградский С.Н. Микробиология почвы. М.: Изд-во АН СССР, 1952. 792 с. Гельцер Ю.Т., Яковлев A.C. Значение биоразнообразия для диагностики почв.// Почвоведение. 1996. № 6. с. 735 742.

7. Головлев EJI. Другое состояние неспорулирующих бактерий // Микробиология. 1998. Т. 67. №6. с. 725-735.

8. Головченко A.B., Добровольская Т.Г., Максимова И.А., Терехова В.А., Чернов И.Ю., Звягинцев Д.Г., Трофимов С.Я. Структура и функции микробных сообществ почв южной тайги// Микробиология. 1997. Т. 66. № 4. с. 558 562.

9. Головченко A.B., Добровольская Т.Г., Максимова И.А., Терехова В.А., Звягинцев Д.Г., Трофимов С.Я. Структура и функции микробных сообществ почв южной тайги// Микробиология. 2000. Т. 69. № 4. с. 453 464.

10. Головченко A.B., Полянская JI.B., Добровольская Т.Г., Васильева JI.B., Чернов И.В., Звягинцев Д.Г. Особенности пространственного распределения и структуры микробных комплексов болотно-лесных экосистем// Почвоведение. 1993. № 10. с. 78-89.

11. Горленко М.В., Кожевин П.А. Дифференциация почвенных микробныхсообществ с помощью мультисубстратного тестирования// Микробиология. 1994. Т.63. № 2. с. 289-293.

12. Горленко М.В., Рабинович Н.Л., Градова Н.Б., Кожевин П.А. Индикация загрязнения почв синтетическими моющими средствами по функциональной реакции почвенного микробного комплекса// Вест. Моск. Ун-та. Сер. 17. Почвоведение. 1996. № I.e. 64-69.

13. Добровольская Т.Г., Лысак Л.В., Звягинцев Д.Г. Почвы и микробное разнообразие// Почвоведение. 1996. № 6. с. 699 704.

14. Добровольская Т.Г., Лысак Л.В., Зенова Г.М. Звягинцев Д.Г. Бактериальное разнообразие почв: оценка методов, возможностей, перспектив. // Микробиология. 2001а. Т. 70. № 2. с. 149 167.

15. Добровольская Т.Г., Чернов И.Ю., Лукин С.М. Бактериальное разнообразие целинных и пахотных почв Владимирской области// Почвоведение. 20016. № 9. с. 1092- 1096.

16. Добровольский Г.В, Значение почв в сохранении биоразнообразия // Почвоведение. 1996. №6. с. 694-698.

17. Жерехин В.В. Эволюционная биогеоценология. Проблема выбора моделей.// Сб. стат. Экосистемные перестройки и эволюция биосферы (ред. Розанова А.Ю., Семихатова М.А.). М.: Недра, 1994.

18. Заварзин Г.А. Заповедники для микробов // Природа. 1990. № 2. с. 39-45 Заварзин Г.А. Микробная биогеография// Журнал общей биологии. 1994. Т. 55. Вып. 1. с. 5 12.

19. Заварзин Г.А., Колотилова H.H. Введение в природоведческую микробиологию. М: Из-во Книжный дом "Университет", 2001. 256 с.

20. Звягинцев Д.Г., Добровольская Т.Г., Бабьева И.П., Зенова Г.М., Лысак Л.М., Марфенина O.E. Роль микроорганизмов в биоценотических функциях почв// Почвоведение. 1992. № 6. с. 63 77.

21. Звягинцев Д.Г., Добровольская Т.Г., Полянская Л.М., Чернов И.Ю. Теоретические основы экологической оценки микробных ресурсов почв // Почвоведение. 19946. № 4. с. 65-73.

22. Звягинцев Д.Г., Добровольская Т.Г., Бабьева И.П., Зенова Г.М., Лысак Л.В.,

23. Звягинцев Д.Г., Добровольская Т.Г., Чернов И.Ю., Сарданашвили Е.С., Гончиков Г.Г., Корсунов В.М. Особенности таксономического состава микробных комплексов в почвах Байкальского региона// Почвоведение. 1999 б. №6. с. 726-731.

24. Зенова Г.М., Звягинцев Д.Г. Актиномицеты в наземных экосистемах// Журнал общей биологии. 1991. Т. 52. № 2. с. 162 171.

25. Классификация почв России//Составители Шишов Л.П., Тонконогов В.Д., Лебедева И.И. М.: Почвенный ин-т им. В.В.Докучаева РАСХН, 1997,236 с.

26. Кожевин П.А. Микробные популяции в природе.М: Из-во Моск. ун-та, 1989. 175 с.

27. Круговорот углерода на территории России// Изб. науч. труды по проблеме «Глобальная эволюция биосферы. Антропогенный вклад». (Под общ. ред. акад. Г.А.Заварзина).М.: 1999, 330 с.

28. Лысак Л.В., Трошин Д.В., Чернов И.Ю. Бактериальные сообщества солончаков// Микробиология. 1994. Т. 63. № 4. с. 721 729. Матураева И.А. Об оценке микробиологической активности дерново-подзолистых почв.// Почвоведение. 1998. № 1. с. 78 - 87.

29. Методы почвенной микробиологии и биохимии. Ред. Звягинцев Д.Г. М.: из-во1. Моск. ун-та. 1991.304 с.

30. Мэгарран Э. Экологическое разнообразие и его измерение. М.: Мир. 1992. 184 с. Определитель бактерий Берджи (в 2-х томах). Пер с анг. Ред. Дж. Хоулта и др. М.: Мир, 1997. 1250 с.

31. Полянская JI.B., Добровольская Т.Г., Павлова О.С., Лысак JI.B., Звягинцев Д.Г. Микробные комплексы в разных типов биогеоценозов Окского заповедника// Микробиология. 1995. т. 64. № 4. с. 540 547.

32. Полянская JT.M. Микробная сукцессия в почве// Диссертация докт. биол. наук. М.,1996. 96 с.

33. Полянская JI.M., Гейдельбрехт В.В., Степанов A.A., Звягицев Д.Г. Распределение численности и биомассы бактерий по профилям зональных типов почв// Почвоведение. 1998. № 3. С. 322 328.

34. Сиземская М.Л. Мелиорируемые солонцы Северного Прикаспия и подходы к их классификации// Почвоведение. № 9. 1991. с. 97 109.

35. Соколова Т.А., Царевский В.В., Максимкж Г.П., Сиземская М.Л. Солевые новообразорвания в солонцах Северного Прикаспия// Почвоведение. № 6. 1985. С. 97- 109.

36. Урусевская И.С., Матинян H.H., Русаков A.B. Антропогенно-измененные почвы Иверского монастыря// Вест. Моск. Ун-та. Сер. 17. Почв-ние. 2001. № 3. С. 7 15 Чернов И.Ю. География микроорганизмов и структура экосистем// Из-во

37. АНСССР. Сер. Географ. 1993. № 6. С. 49 58.

38. Чернов И.Ю. Микробное разнообразие: новые возможности старого метода// Микробиология. 1997. Т. 66. № I.e. 107-113.

39. Черняковская Т.Ф., Добровольская, Лысак Л.В., Ванина С.А. закономерности распределения эпифитных и сапротрофных бактерий по компонентам вертикальной структуры степных биогеоценозов// Почвоведение. 1990. № 6. с. 68 -77.

40. Amann R.I., Ludwig W., Sceleirer K.-H. Phylogenetic identification and in situ detection of individual micribial cells without cultivation/Microbiological reviews. 1995. V. 59. N 1. p. 143- 169.

41. Boscher H.T.S., Middelburg J.J. Stable isotopes and biomarkers in microbial ecology// FEMS Microbiol. Ecology. 2002. In press.

42. Bossio D. A., Scow К. M. Impact of Carbon and Flooding on the metabolic diversity of Microbial communities in soils// Appl. Environ. Microbiol. 1995. V 65. N11. p. 1443-1450.

43. Bruce K.D., Hiorns W.D., Hobman J.L. Osborn A.M., Strike P., Ritchie D.A. Amplification of DNA from native populations of soil bacteria by using thepolymerase chain reaction// Appl. Environ. Microbiol. 1992. V. 58. No. 10. p. 34133416.

44. Campbell C.D, Crayston S.J., Hirst D. Use the rhizosphere sole carbon resources utilization to discriminate soil microbial communities// J. Microbial methods. 1997. V. 30. N 1. p. 33-41.

45. Carpenter-Boggs L., Kennady A.C., Reganold J.P. Use of phospholipid fatty acid and carbon source utilization to track microbial succession in developing compost// Appl. Env. Microbiol. 1998. V. 64, N 10. p. 4062 4064.

46. Caviggeli M.A., Robertson G.P., Klug M.J. Fatty-acid methyl ester (FAME) profiles as a measure of soil microbial communitiy structure// Plan and Soil. 1995. V. 170. p. 99-113.

47. David W. Biology and global distribution of myxobacteria in soils// FEMS Microbiol. Reviews. 2000. V. 24. p. 403 427.

48. De Fede K.L., Sexstone A.J. Differential response of size-fractionated soil bacteria in BIOLOG® microtitre plates// Soil. Boil. Biochem. 2001a. V. 33. N 11. p. 1547 -1554.

49. De Fede K.L., Panaccione D.G., Sexstone A.J. Characterization of dilution enrichment cultures obtained from size-fraction analysis of 16S rRNA genes// Soil. Boil. Biochem. 2001b. V. 33. N 11. p. 1555 1562.

50. Degens B.P., Harris J.A. Development of a physiological approach to measuring the catabolic diversity of soil microbial communities// Soil Biol. Biochem. 1997. V. 29. N 9-10. p. 1309- 1320.

51. Degens B.P. Decreases in microbial functional diversity do not result in corresponding changes in composition under different moisture conditions// Soil Biol. Biochem. 1998a. V. 30. N 14. p. 1989 2000.

52. Degens B.P. Microbial functional diversity can be influenced by addition of simple organic substrates to soil // Soil Biol. Biochem. 1998b. V. 30. N 14. p. 1981 1988.

53. Degens B.P. Decreases in organic C reserves in soils can reduce the catabolic diversity of soil microbial communities// Soil Biol. Biochem. 2000. V. 32 N 2. p. 189 196.

54. Degens B.P., Schipper L.A., Sparling G. P. Duncan L.C. Is the microbial community in a soil with reduced catabolic diversity less resistant to stress or disturbance?// Soil Biol. Biochem. 2001. V. 33. N 9. p. 1143 1153.

55. Dodds W, Banks M.K., Clenan C.S., Rice C.W., Sotomayor D., Strauss E.A., Yu W. Biological propities of soils and subsurface sediments under abandoned pasture and cropland// Soil. Biol. Biochem. 1996. V.28. N 7. p. 837 846.

56. Dunbar J., Takala S., Barns S., Dvis J.A., Kuske Ch.R. Level of Bacteria; Community Diversity in Four Arid Soils Compared by Cultivation and 16S rRNA Gene Cloning// Appl Environ Microbiol. 1999. V 65. N 4. p. 1662-1669.

57. Dunbar J., Ticknor L., ' Kuske Ch.R. Assessment of Microbial Diversity in Southwestern United States Soils by 16S rRNA Gene Terminal Restriction Fragment Analysis// Appl. Environ. Microbiol. 2000.V 66. N 7. p. 2943-2950.

58. Dunbar J., Ticknor L., Kuske Ch.R. Phylogenetic specificy and reprodacibility and new methods to analysys of therminal restriction fragments profiles// Appl Environ Microbiol. 200l.V 67. N 1. p. 190 197.

59. Ekelund F., Ronn R., Christensen S. Distribution with depth of protozoa, bacteria and fungi in soil profiles from three Danish forest sites// Soil Biol. Biochem. 2001. V.33.1. N4-5. p.475-481.

60. Enami Y., Okano S., Yada H., Yoshio N. Influence of earthworm activity and rice straw application on the soil microbial community structure analyzed by PLFA pattern. // European Journal of Soil Biology. 2000. V. 37. N 4. p. 269-272.

61. Fang Ch, Radosevich M., Fuhrmann J. J. Characterization of rhizosphere microbial community structure in five similar grass species using FAME and BIOLOG analyses// Soil Biol. Biochem. 2001. V. 33. N 4-5. p. 679-682.

62. Gamo M., Shoji T. A method of profiling microbial communities based on a Most-Probable-number assay that uses BIOLOG plates and multiple sole carbon sources// Appl. Envir. Microbiol. 1999. V. 65. N 10. p.4419-4424.

63. Garland J.L, Mills A.L. Classification and characterization of heterotrophic microbial communities on the basis of a patterns of community level sole-carbon-source utilization//Appl. Environ. Microbiol. 1991. V. 57. p. 2351-2359.

64. Garland J.L. Analytical approaches to the characterization of samples of microbial communities using patterns of potential C source utilization// Soil Biol. Biochem. 1996a. V. 28. N2. p. 213-221.

65. Garland J.L. Partens of potential C source utilization by rhizosphere communities. Soil Biol.Biochem. 1996b.V 28. N 2. p. 223 230.

66. Garland J.L, Mills A.L., Young J.S. Relative effectiveness of kinetic analysis vs single point readings for classifying enviromental samples based on community-level physiological profiles (CLPP)// Soil Biol. Biochem. 2001. V. 33. N 7-8. p. 1059 -1066.

67. Garland J. L. 1997. Analysis and inteipretation of community-level physiological profiles in microbial ecology. FEMS Microbiol. Ecol. V. 24. p. 289-300.

68. Giller K.E., Beare M.H., Lavelle P., Izac A-M.N., Swift M.S. Agricultural intensification, soil biodiversity and agroecosystem function// Appl. Soil. Ecology.1997. V. 6. p. 3- 15.

69. Grayston S.J., Griffitsh G.S., Mawdsley JL., Campbell C.D, Bardget R.D. Accounting for variability in soil microbial community of upland grassland ecosystems// Soil. Biol. Biochem. 2001. V. 33. N 4 5. p. 533 - 551.

70. Griffiths B.S., Ritz K., Ebbelewhite N., Dobson G. Soil microbial community structure effects of substrate loading rates// Soil.Biol.Biochem. 1999. V. 31.N 1. p. 145 153.

71. Head I.M., Saunders J.R., Pickup R.W. Microbial evolution, diversity, and ecology: a decade of ribosomal r RNA analysis of uncultivated microorganisms// Microb.Ecol.1998.V. 35. p. 1-21

72. Hitzl W., Henrich M., Kessel M., Insam H. Aplication of multivariate analysis of variance and related techniques in soil studies with substrate utilization tests// J.Microbiol. Meth. 1997a. V. 30. p. 81 89

73. Hitzl W., Rangger A., Sharma S, Insam H. Separation power of 95 substrate of the BIOLOG system determined in varies soils// FEMS Microbial.Ecology. 1997b. V. 22. p. 167- 174

74. Kelly J.J., Haggblom M., Tatelll R.L. Changes in soil microbial communities over time from one time application of zinc: a laboratory microcosm study// Soil. Biol. Diochem. 1999. V. 10. N 3. p. 1455-14 65.

75. Kennedy A.C., Gevin V.L. Soil Microbial Diversity: Present and Future considerations// Soil Science. 1997.V. 162. N 9. p. 607 618.

76. Konopka A., Oliver L., Turco R.F. The use of substrate utilization patterns in environmental and ecological microbiology//Microb.Ecol. 1998. V. 35. p. 103-115.

77. Martin-Lourent F., Philippot C., Hallet S., Chaussod R., Germon J.C., Soulas G., Gatrox G. DNA extraction from soil: old bias for new microbial diversity analysis methods// Appl. Environ. Microbiol. 2001. V. 67. N 5. p. 2354 2359.

78. McCaig A.E., Glover A.L., Prosser J.I. Molecular Analysis of Bacterial Community Structure and Diversity in Unimproved and Improved Upland Grass Pastures // Appl. Envir. Microbiol. 1999. V. 65. N 4. p. 1721-1730.

79. McCaig A.E., Grayston S.J., Prosser J.I., Glover L.A. Impact of cultivation on characterisation of species composition of soil bacterial communities// FEMS Microbial.Ecology. 2001b. V. 35. p. 37 48.

80. Mills A.L., Bouma J.E. Strain and functional stability in gnotobiotic reactors// in: Microbial Communities: Functional Versus Structural and Genetic Approaches (Insam H., Rangger A., Eds.), Springer-Verlag KG Berlin, Berlin. 1997. p. 184 194.

81. Muyzer G. DGGE/TGGE a method for identifying genes from natural ecosystems// Cuttent Opinion in Microbiology. 1999. N 2. p. 317 322.

82. Numan N. Ritz K., Crabb D., Harris K., Wu K., Crawford J.W., Young I.M. Quantification of the in situ distribution of soil bacteria by large-scale imaging of thin section of undisturbed soil// FEMS Microbial.Ecology. 2001. V. 36. p. 67 77.

83. O'Connell S.P., Garland J.L. Dissimilar response of microbial communities in Biolog GN and GN2 plates// Soil Biol. Biochem. 2002. V. 34. N 3. p. 413-416.

84. Pawlson D.S., Brookes P.C., Christensen B.T. Measurement of soil microbial biomass provides an early indication of changes in total soil organic matter due to strow incorporation// Soil Biol. Biochem. 1987. V.19. p. 159 164.

85. Rheims H., Rainey F.A., Stackebrandt E. A molecular approach to search for diversity among bacteria in the environment// J. Indust. Microbiol. 1996. V. 17. p. 159 169.

86. Ringelberg, D.B. Sutton S., White, D.C. Biomass, bioactivty and biodiversity: microbial ecology of the deep subsurface: analysis of ester-linked phospholipid fatty acids. FEMS Microbiol. Rev. 1997. V. 20. p. 371 377.

87. Rinjard L., Richaume A. Quantitative and qualitative microscale distribution of bacteria in soils// Res. Microbiol. 2001. V. 152. p. 707 716.

88. Schloter M., Lebuhn M., Heulin T. Hartmann A. Ecology and evolution of bacterial biodiversity// FEMS Microbiology Reviews. 2000. V. 24. N 5. p. 647 660.

89. Schutter M., Dick R. Shifts in substrate utilization potential and structure of microbial communities in response to carbon substrates. // Soil Biol. Biochem. 2001. V. 33. N 11. p. 1481 1491.

90. Schutter I., Rosswall T. Fluorescein diacetate hydrolysis as a measure of total microbial activity in soil and litter// Appl. Envirom. Microbiol. 1982. V. 43. N 4. p. 1256- 1261.

91. Schnurer J., Clarhorm M., Rosswall T. Microbial biomass and activity in agricultural soil with different organic matter contens// Soil Biol. Biochem. V. 17. p. 611 618.

92. Sessittsch A., Weilharter A., Gerzabek M.H., Kirchmann H., Kandeler E. Microbial population structure in soil particle size fraction of a long-term fertilizer field experiment// Appl. Environ. Microbiol. 2001. V. 67. N 9. p. 4215 4224.

93. Siciliano S.D., Theoret C.M., J.R. de Freitas, P.J. Hucl, and J.J. Germida. Differencesin the microbial communities associated with the roots of different cultivars of canola and wheat// Can. J. Microbiol. 1998. Vol. 44. N 9. p. 844-851.

94. Smalla, K., U. Wachtendorf, H. Heuer, W. Liu, and L. Forney. Analysis of BIOLOG GN substrate utilization patterns by microbial communities// Appl. Environ. Microbiol. 1998. V. 64. N 4. p. 1220-1225.

95. Spring S. Identification and characterization of ecological significant prokariotes in the sediment of freshwater lakes: molecular and cultivation studies// FEMS Microbiol. Rev. 2000. V. 24. N 5. p. 573 590.

96. Stackerbrandt E., Rainey F.A., Ward-rainey N.L. Proposal for a new hierarchic classification system, Actinobacteria classis nov.//Int.J.Syst.Bacteriology. 1997. N 2. p. 479-491.

97. Steinberg Y., Zelles L., Bai Q.Y., von Lutzow M., Munch J.C. Phospholipid fatty acid profiles as indicators of community structure in soils along a climatic transect in the Judean Desert// Biology and Fertility of Soils. 1999. V. 28. p. 292 300.

98. Stenstorm J., Svensson K., Johansson M. Reversible transition between active and dormant microbial states in soil// FEMS Microbial.Ecology. 2001. V. 36. p. 93 104

99. Tare R.L. Soil microbial diversity research: whither to now? // Soil Sci. 1997. V. 162. N 9. p. 605-606.

100. Taylor J.P., Wilson B., Mills M.S., Burns R.G. Comparison of microbial numbers and enzymatic activities in surface soils and subsoils using various techniques// 2002. Soil Biol. Biochem. V. 34. N 3. p. 387-401.

101. The Prokaryotes. A Handbook of Habitats, Isolation, and Identification of Bacteria. (Eds. Starr M.P., Stolp H., Triipper H.G., Balows A., Schlegel H.G.) Berlin: SpringerVerlag. 1981. V. 1,2. 2284 p.

102. Tiedje J.M., Asuming-Brempong S., NuHsslein K., Marsh T.L., Flynn Sh.J. Opening the black box of soil microbial diversity. Appl. Soil Ecol. 1999. V. 13. p. 109-122.

103. Torsvik V., Goksoyr J., Daae F.L. High diversity in DNA of soil bacteria // Appl. Environ. Microbiol. 1990. V. 56. p. 782-787.

104. Torsvik V., Daae, F.L., Sandaa R.A. Ovreas L. Novel techniques for analysing microbial diversity in natural and perturbed enviroments//J. Biotechnol. 1998. V. 64 (1). p. 53-62.

105. Torsvik V., 0vreas L. Microbial diversity and function in soil: from genus to ecosystems//Current Opinion in Microbiology. 2002. V.5. p. 240 245.

106. Vandamme P., Pot B., Gillis M., De Vos P., Kersters K., Swings J. Polyhasic taxonomy, a consensus approach to bacterial systematics// Microbiol. Rev. 1996. V. 60. N2. p. 407-438.

107. Vepsalainen M., Kukkonen S., Vestberg M., Sirvio H., Niemi R.M. Application of soil enzyme activity test kit in a field experiment// Soil Biol. Biochem. 2001. V. 33. N 12-13. p. 1665-1672.

108. Verschuere, L., Fievez V., Van Vooren L., Verstraete W. The contribution of individual populations to the BIOLOG pattern of model microbial communities// FEMS Microbiol. Ecol. 1997. V. 24. p. 353-362.

109. Waid J.S. Does soil biodiversity depend upon metabolic activity and influences?// Appl. Soil Ecol. 1999. V. 13. N 2. p. 151 158.

110. Watve G.M., Gangal R.M. Problems in measuring bacterial diversity and a possible solution // Appl. Environ. Microbiol. 1996. V. 62. N 11. p. 4299 4301

111. Wenderoth D.F., Reber H.H. Development and comparison of methods to estimate the catabolic activity of metal-affected soil microbial communities// Soil Biol. Biochem. 1999. V. 31. N13. p. 1793- 1802.

112. Yan F., McBrathney A.B., Copeland L. Functional substrate biodiversity of cultivated133and uncultivated A horizons of vertisols in NW New South Wales// Geoderma. 2000. V. 96. p. 321 -343.

113. Young I.M., Ritz K. Can there be a contemporary ecological dimension to soil biology without a habitat? //Soil. Biol. Biochem. 1998. V. 30. N 10 -11. p. 1229 1232

114. Zak C.J., Willing M.R., Moorhead D.L., Wildman H.G. Functional diversity of microbial communities: a quantiyive approach. // Soil. Biol. Biochem. 1994. V. 22 (10). p. 1101 -1108.

115. Zelles L. Phospholipid fatty acid profiles in selected members of soil microbial communities// Chemoshere. 1997. Jul.V. 35. N 1-2. p. 275-294.

116. Zhou J., Davey M.E., Figueras J.B., Rivkina E., Gilichinsky D., Tiedje J.M. Phylogenetic diversity of bacterial community determined from Siberian tundra soil DNA// Microbiol. 1997. V. 143. p. 3913 3919.134