Патоморфологический анализ регенерации костной ткани и регионарных лимфатических узлов при имплантации аутологичных мезенхимальных стромальных клеток тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 14.03.02, кандидат наук Маслов, Роман Владимирович

• Маслов, Роман Владимирович
• кандидат наук
• 2015

Оглавление диссертации кандидат наук Маслов, Роман Владимирович

ОГЛАВЛЕНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Перспективы применения полигидроксиалканоатов в регенеративной медицине

1.2 Применение мезенхимальных стволовых клеток для регенерации костно-суставного аппарата

2 МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1 Группы животных и сроки забора материала

2.2 Подготовка полимера на основе полигидроксиалканоата

2.3 Выделение аутологичных мезенхимальных стволовых клеток

2.4 Моделирование повреждения кости нижней челюсти и различные способы влияния на репаративный процесс

2.5 Объект исследования, подготовка материала к изучению, морфологические и лучевые методы исследования, морфометрия и статистическая обработка полученных данных

3 РЕГЕНЕРАЦИЯ ДЕФЕКТА КОСТИ НИЖНЕЙ ЧЕЛЮСТИ ПОСЛЕ ПРИМЕНЕНИЯ ПОЛИГИДРОКСИАЛКАНОАТА С АДСОРБИРОВАННЫМИ СТРОМАЛЬНЫМИ КЛЕТКАМИ

3.1 Участок повреждения кости нижней челюсти в условиях естественной регенерации

3.2 Участок повреждения кости нижней челюсти после имплантации полигидроксиалканоата

3.3 Участок повреждения кости нижней челюсти после применения полигидроксиалканоата с адсорбированными стромальиыми ¡слетками

3.4 Радиовизиографическое исследование репаративных процессов в участке повреждения кости нижней челюсти

4 СОСТОЯНИЕ СУБМАНДИБУЛЯРНЫХ ЛИМФАТИЧЕСКИХ УЗЛОВ ПОСЛЕ ИМПЛАНТАЦИИ В ДЕФЕКТ КОСТИ НИЖНЕЙ ЧЕЛЮСТИ ПОЛИГИДРОКСИАЛКАНОАТА С АДСОРБИРОВАННЫМИ

СТРОМАЛЬНЫМИ КЛЕТКАМИ

4.1 Результаты применения стромальных клеток с геном вРР: данные люминисцентной микроскопии

4.2 Изменения центров размножения лимфоидных фолликулов

5 ОБСУЖДЕНИЕ ПОЛУЧЕННЫХ РЕЗУЛЬТАТОВ

ВЫВОДЫ

ПРАКТИЧЕСКИЕ РЕКОМЕНДАЦИИ

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ ИСТОЧНИКОВ

ПРИЛОЖЕНИЕ А (обязательное) ТАБЛИЦЫ К 2

ПРИЛОЖЕНИЕ Б (обязательное) РИСУНКИ К 2

ПРИЛОЖЕНИЕ В (обязательное) ТАБЛИЦЫ К 3

ПРИЛОЖЕНИЕ Г (обязательное) РИСУНКИ КЗ

ПРИЛОЖЕНИЕ Д (обязательное) ТАБЛИЦЫ К 4

ПРИЛОЖЕНИЕ Е (обязательное) РИСУНКИ К 4

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Патоморфологический анализ регенерации костной ткани и регионарных лимфатических узлов при имплантации аутологичных мезенхимальных стромальных клеток»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы

Успех восстановительного хирургического лечения травматических повреждений во многом определяется процессами репаративной регенерации костной ткани пациента. В связи с развитием репаративной биологии и репаративной медицины появилась возможность влияния на процессы заживления, что является важным и актуальным в связи с постоянным увеличением числа больных с травматическими повреждениями и воспалительными заболеваниями челюстно-лицевой области в настоящее время. Анализ причин неудачного лечения таких больных свидетельствует о том, что пути их преодоления состоят как в усовершенствовании технологии самого хирургического вмешательства, так и в создании оптимальных условий для регенерации костной ткани.

Среди биополимеров особое место занимают биодеградируемые полигидроксиалканоаты (ПГА) — полимеры гидроксипроизводных алкановых кислот (масляной, валериановой и др.), которые с середины 80-х годов активно изучают в качестве материала для хирургии, тканевой инженерии и создания биоискусственных органов. ПГА могут представлять большой интерес для клинической медицины в связи с их механической прочностью, высокой биосовместимостыо и медленной биодеградацией. Возможно, что на роль материала для создания Зх-мерных структур для ускорения остеосинтеза лучше подходят биодеградируемые полимерные материалы на основе ПГА, позволяющие создавать матрицы любых форм, имеющие достаточно глубокие и разветвленные поры и не обладающие антагонизмом с живыми тканями.

К настоящему времени накоплена значительная экспериментальная база, демонстрирующая такие ценные свойства ПГА, как термопластичность, биосовместимость и, самое главное, биоразрушаемость (Brandl Н. et al., 1990; Dawes Е.А., 1990; Amass W. et al., 1998).

Наиболее подходящим для медицинских целей из всех ПГА считается

полигидроксибутират, так как наиболее полно отвечает требованиям, предъявляемым к материалам биомедицинского назначения (Ребров A.B. и др., 2002; Дубинский В.А. и др., 2004; Boskhomdzhiev А.Р. et al., 2010), который был получен ещё в 1926 году, но только в последнее десятилетие научный интерес к нему и вообще полимерам этого класса особенно усилился.

Есть данные о том, что полигидроксибутират обладает наибольшими тромборезистентными и биосовместимыми характеристиками среди изученных ПГА. Хорошая биосовместимость полигидроксибутирата обусловлена в первую очередь тем, что он в виде олигомеров (до 150 остатков 3-гидроксимасляной кислоты) присутствует в крови и тканях млекопитающих (Reusch R.N. et al., 2003). Свойства полигидроксибутирата позволяют широко использовать этот полимер для культивирования клеток, реконструкции тканей в хирургии, ортопедии, травматологии, создания различных имплантируемых медицинских изделий: сосудистых протезов, пародонтологических мембран, протезов для остеосинтеза и регенерации хрящевой ткани, а также для нанесения биосовместимых покрытий на другие медицинские изделия (стенты, сетчатые эндопротезы, сосудистые протезы и т.п.) (Chen G.Q., Wu Q., 2005; Федоров М.Б. и др., 2007; Волова Т.Г. и др., 2010; Яковлев A.B. и др. 2010). В экспериментах по изучению репаративного остеогенеза было показано, что имплантаты из некоторых ПГА, в частности полигидроксибутират, обладают выраженными направленными остеопластическими свойствами (Шишацкая Е.И. и др., 2008в).

Несмотря на развитие травматологии и ортопедии, полное восстановление костных тканей является проблемным, поскольку большие дефекты не могут спонтанно заживать. Использование стволовых клеток — это регенеративная биология и восстановительная медицина, являющиеся все более расширяющимися областями исследования с надеждой на успех терапевтических методов лечения ран и травм, на которые невозможно эффективно воздействовать современными хирургическими методами (Kastrinaki М.С., Papadaki H.A., 2009; Panetta N.J. et al., 2009; Dehne T. et al., 2009; David J.P. et al., 2009; Tamer el M.K., Reis R.L., 2009; Koelling S., Miosge

N., 2009; Clines G.A., 2010; Galle J. et al., 2010; Chanda D. et al., 2010).

Красный костный мозг содержит прогениторные клетки (мезенхимальные стволовые клетки (МСК)), способные к дифферепцировке в кость, хрящ, сухожилия и другие виды соединительной ткани. Это позволяет широко применять такие клетки для ускорения регенерации костной ткани (Hong D. et al., 2010; Chanda D. et al., 2010; Goldschlager T. et al., 2010; Goepfert C. et al., 2010; Peppo de G.M. et al., 2010).

В эксперименте на крысах инбредной линии Wistar-Kyoto деминерализованный костный матрикс без клеток или с мезенхимальными стволовыми клетками костномозгового происхождения вводили в дефект боковой части черепа. Применение МСК сопровождалось усилением ангиогенеза и остеогенеза в поврежденной зоне, результатом этого явилось полное восстановление кости. Кроме того, использование МСК привело к супрессии воспалительной реакции (Кругляков П.В. и др., 2005).

В эксперименте на 12 кроликах породы Шиншилла изучали динамику репаративной регенерации костной ткани в сроки 2 и 4 месяца с применением аутологичных и аллогенных МСК. Костный дефект в области угла ветви нижней челюсти закрывали остеопластическим материалом Гапкол с нанесенными МСК, выделенными из жировой ткани. Полученные результаты активизации репаративных процессов подтверждены лучевыми методами исследования (цифровая микрофокусная рентгенография), данными сканирующей электронной микроскопии и гистологии (Воложин А.И. и др., 2010).

На 8 неделе после применения МСК для лечения переломов предплечья (лучевая кость) у мышей эластичность новой костной ткани соответствовала таковой иитактной кости. Регенерирующая кость характеризуется меньшим объемом, но возрастанием минеральной плотности. Осевая прочность элементов, восстановленных с использованием МСК, на сроки в 10 и 35 недель была в 1,5-2 раза выше по сравнению с контрлатеральными неповрежденными костями (Kallai 1. et al., 2010).

Плотность костной ткани при дистракционном остеосинтезе в эксперименте была больше после использования МСК, там раньше и более интенсивно образуется костная ткань, тогда как в контроле присутствуют большие островки хрящевой ткани (Shao Z. et al., 2007; Jiang X. et al., 2010).

Степень разработанности темы исследования

В доступной литературе имеется множество данных об эффективности использования клеточных технологий и биодеградируемых полимерных материалов в стоматологии, травматологии и хирургии. Однако, в литературе полностью отсутствуют результаты исследования лимфатических узлов после указанных способов воздействия на репаративнуто регенерацию, тогда как именно эти органы являются маркером выраженности воспалительного процесса в регионе, по их изменениям можно точно оценивать результативность проведения тех или иных лечебных мероприятий, предсказывать развитие многих осложнений, а, значит, и успешно принимать меры по их профилактике.

Цель исследования

Определить основные этапы репарации костной ткани и реакций лимфоидных фолликулов регионарных лимфатических узлов при имплантации аутологичных мезенхимальных стромальных клеток костномозгового происхождения (АМСККП), адсорбированных на полимерной матрице из ПГА.

Задачи исследования

1. Методами световой микроскопии и рентгеновской денситометрии изучить процессы репаративной регенерации участка поврежденной кости нижней челюсти крыс и клеточные реакции лимфоидных фолликулов регионарных (субмандибулярных) лимфатических узлов в различные сроки при естественном заживлении.

2. Определить основные этапы репарации кости нижней челюсти и изменения

лимфатических узлов после имплантации ПГА. 3. Исследовать особенности заживления дефекта кости нижней челюсти и реакций лимфатических узлов после использования ПГА с адсорбированными АМСККП с трансфицированным геном ОБР.

Научная новизна

Впервые проведено исследование процессов регенерации в участке повреждения кости нижней челюсти и реакций лимфоидных фолликулов регионарных (субмандибулярных) лимфатических узлов крыс после имплантации ПГА с адсорбированными АМСККП.

Впервые показано, что после применения полимера на основе ПГА в течение всего эксперимента сохранялось неизменным отверстие в кости, где находился сам полимер. Признаков консолидации ПГА с краем дефекта кости ни в одном случае не было. На все сроки наблюдения происходит активное образование костной ткани между краем дефекта и полимером, сам ПГА непосредственно инкапсулируется фиброзной тканыо с большим числом клеточных элементов. Свидетельства деградации искусственного материала на все сроки эксперимента отсутствуют. На хронический воспалительный процесс в тканях нижней челюсти, индуцированный присутствием инородного тела — ПГА, лимфатические узлы отвечают гипертрофией лимфоидных фолликулов с центрами размножения, которые становятся больше исходных к 5 неделе после операции.

Впервые получены данные, что на фоне имплантации ПГА с адсорбированными АМСККП на все временные точки отверстие в кости сохранялось неизменным. Внедрение такого полимера приводит к образованию большего числа кровеносных сосудов в грануляциях и соединительной ткани, формирующихся вокруг имплантированного инородного тела. Трансфекцией гена вРР было доказано, что в данном случае АМСККП не мигрируют и не разрушаются в месте введения, а формируют кровеносные сосуды за счет дифференцировки в клетки их структур. После внедрения ПГА с

адсорбированными АМСККП с трансфицированным геном GFP в лимфоидных фолликулах регионарных лимфатических узлов появляются многочисленные крупные макрофаги с множеством овальных светящихся включений в цитоплазме. Видимо, введенные таким способом АМСККП частично поглощаются макрофагами. При разрушении структур, сформированных из АМСККП, детрит также фагоцитируется макрофагами.

Теоретическое и практическое значение работы

Получены новые знания об особенностях регенерации кости нижней челюсти после имплантации АМСККП, адсорбированных на полимерной матрице из ПГА. Применение ПГА и материалов на их основе для ускорения репарации костных тканей нецелесообразно. Имплантация ПГА не только не ускоряет репарацию участка повреждения кости нижней челюсти, но препятствует процессам заживления, в регионарных лимфатических узлах снижается количество иммунокомпетентных клеток и прогрессирует склеротическая трансформация. Прочность поврежденных тканей после применения ПГА не только не восстанавливается, а остается сниженной за счет соединительной ткани между полимером и краем кости. По результатам денситометрических исследований с получением точных численных данных возможно слежение за процессами регенерации поврежденных костных тканей и определение эффективности воздействия на этот процесс различных методов.

Методология и методы исследования

В работе использованы современные методы сбора и обработки исходной информации. Диссертация основана на результатах сравнительного морфологического исследования процессов заживления участка повреждения кости угла нижней челюсти и состояния субмандибулярных лимфатических узлов 170 крыс-самцов инбредной линии Wag в разные сроки при заполнении дефекта кости ПГА и ПГА с адсорбированными АМСККП.

На защиту выносятся следующие основные положения

1. Имплантация ПГА с адсорбированными АМСККП в искусственно созданный дефект кости нижней челюсти приводит к образованию большого числа кровеносных сосудов в грануляциях и соединительной ткани, формирующихся вокруг имплантированного инородного тела.

2. Трансфекция гена вБР в АМСККП доказывает, что они не мигрируют и не разрушаются в месте введения, а формируют кровеносные сосуды за счет дифференцировки в клетки их структур.

3. Со временем АМСККП с трансфицированным геном ОБР, доставленные в ткани на полимерной матрице из ПГА, а также структуры, сформированные из этих клеток, фагоцитируются макрофагами, которые затем оказываются в герминативных центрах лимфоидных фолликулов регионарных лимфатических узлов.

Апробация материалов диссертации

Все использованные методические приемы и способы статистической обработки соответствуют поставленным цели и задачам и позволяют получить достоверные и доступные анализу результаты. Диссертация выполнена на достаточном экспериментальном материале с использованием сертифицированного оборудования, современных высокоинформативных методов исследования и анализа результатов. Сформулированные научные положения, выводы и практические рекомендации основаны на результатах собственных исследований, не носят характера умозрительных заключений и вытекают из результатов работы.

Основные положения диссертации доложены на 8 межрегиональной конференции, посвященных памяти акад. РАМН проф. Л.В. Полуэктова, «Актуальные проблемы хирургии» (Омск, 2014), 7 Санкт-Петербургском венозном форуме «Актуальные вопросы флебологии» (Санкт-Петербург, 2014) и на заседании научного персонала лабораторий стволовой клетки, восстановительной медицины и персонализованной медицины Института

химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН (Новосибирск, 2015).

Внедрение результатов исследования в практику

Результаты диссертационной работы внедрены в научно-исследовательскую работу «Центра новых медицинских технологий» Института химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН.

Публикации

По теме диссертации опубликованы 7 печатных работ, из них 4 - в ведущих научных изданиях, рекомендованных ВАК для публикации результатов диссертационных исследований.

Структура и объем диссертации

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов исследования, собственных результатов, обсуждения полученных результатов, выводов, практических рекомендаций и списка литературы. Работа изложена на 185 страницах компьютерного текста, содержит 6 таблиц, иллюстрирована 42 многокомпонентными комбинированными рисунками. Список литературы включает 378 источников (87 отечественных и 291 иностранных).

Автор искренне благодарен научным руководителям д.м.н., профессору И.В. Майбородину и к.м.н., доценту Г.С. Руновой за научно-методическую помощь, ценные замечания и консультации в ходе выполнения работы.

10БЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Перспективы применения полигидроксиалканоатов в регенеративной медицине

На текущий момент развития регенеративная медицина нуждается во внедрении новых биосовместимых функциональных материалов, дающих возможность создавать систему, способную воссоздавать биологические функции живого организма, с чем связна перспектива выращивания биоискуственных органов и тканей.

В последнее время появились работы, противопоставляющие регенеративную медицину и тканевую инженерию, которая не просто восстанавливает ту или иную ткань, например, при глубоких ожогах.

Появляются работы, которые противопоставляют регенеративную медицину и тканевую инженерию, не только восстановить поверхность (Ри X., \л Н., 2008), но и создать ЗБ структуру поврежденных или потерянных тканей и органов (Сар1ап АЛ., 2007; МашШа Е. а а1., 2007; \Veinand С. & а1., 2009).

Медицинский подход, применяемый в тканевой инженерии, изначально направлен на создание новых биокомпозиционных материалов (Jacquel N. а1., 2001; Потапов А.Г., Пармон В.Н., 2010; Уи В.У. е1 аЦ 2010; МаисЫгеа Ь. & а1., 2010). Основная идея данного подхода - это использование биодеградируемых материалов при имплантации в поврежденную ткань или орган (Шишацкая Е.И. и др., 2002).

В течение последнего десятка лет, большое внимание уделяется новому классу полимеров - ПГА, в англоязычной литературе - ро1уЬудгохуа1капоа!е8 (РНА).

1.1.1 Характеристика полигидроксиалканоатов и их получение

ПГА - это алифатические полиэфиры или же полимеры оксипроизвдных

жирных кислот природного происхождения (ß-оксимасляной и ß-оксивалериановой). Известно более чем 150 различных мономеров, относящихся к этому семейству, из которых можно производить материалы с различными свойствами (Chen G.Q., Wu Q., 2005). Температура плавления ПГА до 180°С, разложения - свыше 200°С, молекулярная масса 100-800 icDa. Важнейшие представители этого семейства - полигидроксибутират и полигидроксивалериат.

Сополимеры полигидроксибутирата и полигидроксивалериата представляют собой промышленные разновидности ПГА. Все гомологи ПГА -это продукты бактериальной жизнедеятельности (Brandl Н. et al., 1990) и для практических целей производство их проходит биотехнологическим путем (методом бактериальной ферментации из растительных Сахаров, например, глюкозы). Бактерии рода Azotobakter чаще всего используются в качестве продуцентов ПГА различной химической структуры (Мышкина B.JI. и др., 2010) и Ralstonia eutropha (Войнов H.A., Волова Т.Г., 2004; Volova T.G. et al., 2007). Продемонстрировано свойство морских светящихся бактерий (Photobacterinm leiognathi, Photobacterium phosphoreum, Vibrio harveyi, Vibrio físcheri) синтезировать в качестве резервных макромолекул полиэфиры гидроксикарбоновых кислот. Обнаружена возможность представителей Photobacterium leiognathi и Vibrio harveyi к синтезу двух- и трехкомпонентных полимеров, содержащих в качестве основного мономера гидроксимаслянуго кислоту и в качестве минорных - гидроксивалериановую и гидроксигексановую кислоты (Бояндин А.Н. и др., 2008).

В прошлом веке применение ПГА было дорогостоящим. Как один из способов снижения стоимости полимеров - ферментация Сахаров, которые используются как отходы сахарной промышленности. Так же с целью удешевления производства возможно применение смешанных бактериальных культур (Ciesielski S. et al., 2008).

В настоящее время ПГА, а именно полигидроксибутират, выпускается в промышленных масштабах в Германии (Biomer©, Крайлинг), США

(Metabolix©, Кембридж-Бостон) и Великобритании (Biopol© Лондон).

1.1.2 Свойства полнгидроксналканоатов и сферы применения

При обзоре литературы виден резко возросший интерес в ПГА, а как следствие - появление новых научных публикация в таких странах как Китай, Южная Корея, Япония, Индия, Бразилия, а теперь и в России. Это говорит об интересе к данному полимеру и, возможно, об его высокой перспективности. В 2005 г. группой ученых Сибирского федерального университета г. Красноярска, было разработано и запущено производство первых в России биосовместимых и полностью резорбируемых полимеров различной структуры. Были разработаны из ПГА шовные нити, трубчатые эндопротезы и мембраны, которые были допущены к клиническим испытаниям.

Накоплена экспериментальная база, которая демонстрирует богатые свойство ПГА: биодеградация, термопластичность, биосовместимость (Brandl Н. et al, 1990; Dawes Е.А., 1990; Amass W. et al., 1998). Такое свойство, как термопластичность, дает возможность из полимеров в виде порошков, растворов и сплавов производить пленки, полые конструкции и нити (Волова Т.Г. и др., 2006а, 20066), а так же подвергать изделия стерилизации общепринятыми мерами, без изменения их свойств: потери прочности, ухудшения адгезивных свойств и появления токсического эффекта (Шишацкая Е.И., 2007; Siew E.L. et al., 2009).

ПГА являются экологически чистыми материалами, то есть они полностью биодеградируемые в природной среде (в морской воде, почве, в средах компостирования и переработки отходов) до конечных нетоксичных продуктов (С02 и Н20) (Бараицева Г.А. и др., 2002), причем динамику биодеградации можно прогнозировать и регулировать (Баранцева Г.А. и др., 2002; Войнова О.Н. и др., 2009). Это способно решить многие экологические проблемы, связанные с утилизацией упаковочной продукции и медицинских материалов. Потенциально сферы применения ПГА безгранично широки и

могут включать медицину, фармакологию, пищевую и косметическую промышленность, сельское и коммунальное хозяйство (Brandl IT. et al., 1990; Dawes E.A., 1990; Amass W. et al., 1998; Nobes G.A.R. et al., 1998; Wu Q. et al., 2009).

ПГА не свойственна гидролитическая деградация в водной среде, в связи с чем происходит медленная кинетическая биорезорбция, а во время их деструкции не происходит изменения активной реакции среды (Amass W. et al., 1998), поэтому возможно использование ПГА в качестве носителя-подложки для функционирующих клеток (Шишацкая Е.И., 2007). ПГА могут быть использованы в качестве матриксов для депонирования, доставки и долговременного контролируемого высвобождения препаратов (лекарств, пестицидов) (Шишацкая Е.И. и др., 20086; Войнова О.Н. и др., 2009; Лившиц В.А. и др., 2009), в частности, рубомицина (Волова Т.Г. и др., 2005).

1.1.3 Взаимоотношения полигидроксиалканоатов и клеточного окружения in vitro

Е.И. Шишацкая и соавт. (2002) проводили испытания ПГА в различных фазовых состояниях (растворы, эмульсии, порошки), получали и изучали структуру и свойства дву- и трехмерных матриксов в виде гибких прозрачных пленок, мембран, ультратонких волокон, микрочастиц, губок, объемных плотных и пористых конструкций (стекло и полиэстеры - чистый контроль). Была подтверждена пригодность ПГА-матриксов для культивирования клеток in vitro. Производилась оценка биосовместимости и цитотоксичности ПГА матриксов на клетках разного происхождения - мезенхимальные ( метки эндотелия и фибробласты), эптодермального ( гепатоциты), на первичной культуре остеобластов, полученных из костного мозга. Клетки прижизненно окрашенные трепановым синим подвергались микроскопии, определялся синтез белка и ДНК культивированных клеток, тест клеточной и лекарственной цитотоксичности ММТ (основанный на способности митохондриальных

дегидрогеназ конвертировать водорастворимый 3-(4,5-диметилтиазол-2-ил)-2,5-дифенил-2Н-тетразолиум бромид (МТТ) в формазан, который кристаллизуется внутри клетки).

Клетки в контрольной группе, выращенные на стекле и полистироле, в своей морфологии не отличались от клеток выращенных в прямом контакте с поверхностью матрикса ПГА. Было установлено, что при прямом контакте с матриксом ПГА не происходило ингибирование синтеза ДНК и пролиферативной активности. Было установлено отсутствие цитотоксичности матрикса из ПГА, отмечена его повышенная биосовместимость по отношению к тканям и клеткам (Шишацкая Е.И. и др., 2002).

In vitro продемонстрирован остеогенный потенциал ПГА-конструкций (Шишацкая Е.И. и др., 2008в). Резюмируя научные статьи можно сказать, что не была выявлена разница между действием полигидроксибутирата и сополимерных образцов полигидроксибутират/полигидроксивалериат.

Y. Deng с соавт. (2002) продемонстрировали на примере культивации хондроцитов, что смесь полигидпрксибутират-Со-

гидроксигексаноат/полигидроксибутират, лучше всего подходит для выращивания клеток, чем в контроле с чистым полигидроксибутиратом.

К. Zhao с соавт. (2003) показали отличную биосовместимость смеси полигидпрксибутират-Со-гидроксигексаноат/полигидроксибутират в сравнении с чистым полигидроксибутират-Со-гидроксигексаноатом.

Уже появились статьи, в которых указывается, что ПГА способствуют образованию и дифференциации столовых клеток, например, в нейроны в случае повреждения ЦНС (Xu X.Y. et al., 2010), и что ПГА усиливает образование фибробластов в исследованиях в in vitro (Dong У. et al., 2010). У пленок, произведенных из разных видов ПГА, отмечаются различные поверхностные свойства, что ведет к различной клеточной адгезии клеток к таким поверхностям.

Напрашивается вывод о том, что биоматериалы для тканевой инженерии индивидуальны для определенных типов клеток. Как вариант, поли-3-

гидроксибутират удобен для выращивания обкладочных нейроэпителиальных (обонятельных) клеток, а поли-З-гидроксибутирата-Со-З-гидроксивалериат -для МСК (Ahmed Т. et al., 2010).

1.1.4 Взаимоотношения полигндроксиалканоатов и макроорганизма in vivo

Биодреградация полимера определялась во время острых и хронических экспериментов на лабораторных животных, выявлено, что это зависит от химической структуры полимера, от места введения и формы каркаса матрикса. Биодеградация происходит медленным клеточным и гуморальным путем, начинаясь с поверхности изделия, точечные дефекты не образуются и снижения прочности не определяется. Во время биодеградации ГТГА присутствовали макрофаги и гигантские клетки инородных тел с повышенной активностью кислой фосфатазы, похожей на активность фермента в сыворотке крови животных. Больше всего микрочастицы полимера биодеградируют в печени и селезенке.

С момента изготовления ПГА можно использовать до года, в течение этого времени они не вызывают никаких негативных реакций в окружающих тканях и не мешают репарации ( in vivo), по этому их можно применять к качестве нитей эндопротезов и остеоимплантатов. Отмечено что деградация полимера начинается во время длительных экспериментов от 12 недель (Шишацкая Е.И. и др., 2008а, 2009). Выраженные направленные остеопластические свойства имплантатов из полигидроксибутирата были установление в экспериментах по изучению репаративного остеогенеза (Шишацкая Е.И. и др., 2008в).

Полигидр оксибитират, который был получен в 1926 году, является наиболее подходящим для медицинских целей, по причине того, что больше всего отвечает требованиям к материалам биомедицинского назначения (Ребров А.В. и др., 2002; Дубинский В.А. и др., 2004; Boskhomdzhiev А.Р. et al., 2010). Среди всех известных нам ПГА имеются сведения, которые говорят об

тромборезистентных и биосовместимых характеристиках

полигидроксибутирата. Его биосовместимость обусловлена тем, что он присутствует в крови и тканях млекопитающих в виде олигомеров (до 150 остатков 3-гидроксимасляной кислоты) (Reusch R.N. et al., 2003). За счет качественных характеристик ПГА можно использовать для выращивания клеток, реконструкции тканей, создания сосудистых протезов, пародонтологических мембран, протезов для остеосинтеза и восстановления хрящевой ткани и также для нанесения на медицинские изделия (стенты, сетчатые эндопротезы, сосудистые протезы и т.п.) (Chen G.Q., Wu Q., 2005; Федоров М.Б. и др., 2007; Волова Т.Г. и др., 2010; Яковлев A.B. и др. 2010).

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Маслов, Роман Владимирович, 2015 год

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ ИСТОЧНИКОВ

1. Абрамов М.Г. Гематологический атлас. М.: Медицина. 1985. 344 с.

2. Автандилов Г.Г. Морфометрия в патологии. М. Медицина, 1973. 248 с.

3. Автандилов Г.Г. Введение в количественную патологическую морфологию. - М.: Медицина, 1980. 216 с.

4. Автандилов Г.Г., Яблучанский Н.И., Губенко В.Г. Системная стереометрия в изучении патологического процесса. М.: Медицина, 1981. 192 с.

5. Автандилов Г.Г., Невзоров В.П., Невзорова О.Ф. Системный стереометрический анализ ультраструктур клеток. Кишинев: Штиница, 1984. 168 с.

6. Автандилов Г.Г. Введение в количественную патологическую морфологию. - М.: Медицина, 2002. 238 с.

7. Баранцева Г.А., Мышкина В.Л., Николаева Д.А и др. Биодеградация поли-p-оксибутирата в модельных условиях почвенного сообщества: влияние условий среды на скорость процесса и физико-химические характеристики полимера. //Микробиология. - 2002. - Т.71. - № 2. - С. 258-263.

8. Бородин Ю.И., Томчик Г.В. Динамика формирования окольного венозного русла и транспортные возможности подколенных лимфатических узлов после перевязки бедренной вены у собак. // Коллатеральное кровообращение. -Ивано-Франковск, 1967. - С. 330-332.

9. Бородин Ю.И. Анатомо-экспериментальное исследование лимфатических путей и вен в нормальных условиях гемодинамики и при венозном застое: Дисс.... докт. мед. наук. Новосибирск, 1969.

10. Бородин Ю.И., Томчик Г.В. Морф о функциональные параллели между структурой, ангиоархитектоникой и транспортными возможностями лимфатических узлов в эксперименте. // Тезис, докл. 9 Международ, конгр. анат., гистол. и эмбриол. - Л., 1970. - С. 25.

11. Бородин Ю.И., Григорьев В.Н. Лимфатический узел при циркуляторных нарушениях. Новосибирск: Наука, 1986. 272 с.

12. Бородин Ю.И. Проблемы экологической лимфологии. //Арх. анатом, гистол. и эмбриол. - 1989. - T. XCVI. - № 6. - С. 5-14.

13. Бородин Ю.И, Любарский М.С, Летягин А.Ю, Величко Я.И, Колосов Н.Г, Ефремов А.В, Смагин A.A., Нимаев В.В. Сорбционно-аппликационные и лимфотропные методы в комплексном лечении ожогов. Новосибирск: Изд-во СибВО, 1995. 143 с.

14. Бородин Ю.И, Труфакин В.А, Любарский М.С, Летягин А.Ю, Габитов В.Х, Акрамов Э.Х, Васильева О.И. Сорбционно-лимфатический дренаж в гнойно-септической хирургии. Бишкек, Новосибирск: Илим, 1996. 346 с.

15. Бородин Ю.И, Любарский М.С, Ефремов A.B., Смагин A.A., Величко Я.И, Морозов В.В. Патогенетические подходы к лимфокоррекции в клинике. Новосибирск: Изд-во СибВО, 1997. 185 с.

16. Босхомджиев А.П. Изучение биодеструкции и биосовместимости полимерных систем на основе полиоксиалканоатов. Автореферат дис. ... канд. биол. наук. М, 2010. 28 с.

17. Бояндин А.Н, Калачева Г.С, Родичева Э.К, Волова Т.Г. Синтез резервных полигидроксиалканоатов светящимися бактериями. // Микробиология. - 2008. - Т. 77. - № 3. - С. 364-369.

18. Буянов В.М. Метод определения степени обсемененности гнойной раны с помощью прямой фазово-контрастной микроскопии. // Сов. мед. - 1987. - № 12. - С. 40.

19. Буянов В.М, Алексеев A.A. Лимфология эндотоксикоза. М.: Медицина, 1990. 272 с.

20. Вейбель Э.Р. Морфометрия легких человека. М.: Медицина, 1970. 176 с.

21. Войнов H.A., Волова Т.Г. Кинетические и продукционные характеристики культуры Ralstonia eutropha, аккумулирующей полигидроксиалканоаты на продуктах переработки углей. // Прикладная биохимия и микробиология. - 2004. - Т. 40. - № 3. - С. 249-252.

22. Войнова О.Н, Калачева Г.С, Гродницкая И.Д, Волова Т.Г. Микробные полимеры в качестве разрушаемой основы для доставки пестицидов. //

Прикладная биохимия и микробиология. - 2009. - Т. 45. - № 4. - С. 427-432.

23. Волова Т.Г., Шишацкая Е.И., Жемчугова A.B. Исследование биоразрушающихся полигидроксиалканоатов в качестве носителя противоопухолевых препаратов. // Антибиотики и химиотерапия. - 2005. - № 23. - С. 4-7.

24. Волова Т.Г., Войнов H.A., Муратов B.C. и др. Опытное производство биоразрушаемых полимеров. // Биотехнология. - 2006. - № 6. - С. 28-34.

25. Волова Т.Г., Шишацкая Е.И., Гордеев С.А. Характеристика ультратонких волокон, полученных электростатическим формованием термопластичного полиэфира [поли[гидроксибутирата/гидросивалерата)]. // Перспективные материалы. - 2006. - № 3. - С. 25-29.

26. Волова Т.Г., Калачева Г.С., Шишацкая Е.И. и др. Распределение и резорбция полимерных микрочастиц в тканях внутренних органов лабораторных животных при внутривенном введении. // Бюлл. эксп. биол. мед. - 2009. - Т. 147. - № 1. - С. 542-546.

27. Волова Т. Г., Шишацкая Е.И., Шишацкий О. Биосовместимые полимеры. // Наука в России. - 2010. - № 1. - С. 4-8.

28. Воложин А.И., Васильев А.Ю., Мальгинов H.H., Буланова И.М., Григорьян A.C., Киселева Е.В., Черняев С.Е., Тарасенко И.В. Использование мезенхимальных стволовых клеток для активизации репаративных процессов костной ткани челюсти в эксперименте. // Стоматология. - 2010. - Т. 89. - № 1. -С. 10-14.

29. Гаврилин В.Н., Шкурупий В.А. Влияние накопления поливинилпирролидона в синусоидальных клетках печени на характер токсического повреждения органа. //Бюлл. СО РАМН. - 1995. - № 2. - С. 24-28.

30. Гаврилин В.Н. Структурная организация печени и лимфатических узлов после введения лизосомотропных препаратов: Дисс. ... докт. биол. наук. Новосибирск, 1997. 320 с.

31. Глаголев A.A. Геометрические методы количественного анализа агрегатов под микроскопом. Львов: Госгеолитиздат, 1941. 263 с.

32. Горчаков В.Н. Морфологические методы исследования сосудистого русла. Новосибирск: СО РАМН, 1997. 440 с.

33. Дубинский В.А, Ребров A.B., Ungar G, Антипов Е.М. Обратимые изменения структуры в высококристаллических волокнах полигидроксиалканоатов, возникающие при деформации. // Высокомолек. соед. - 2004. - Т. Б46. - № 10. - С. 1784.

34. Елисеев В.Г, Субботин М.Я, Афанасьев Ю.И, Котовский Е.Ф. Основы гистологии и гистологической техники. М.: Медицина, 1967. 268 с.

35. Жданов Д.А. Общая анатомия и физиология лимфатической системы. Л.: Медгиз, 1952. 336 с.

36. Западнюк И.П, Западнюк В.И, Захария Е.А, Западнюк Б.В. Лабораторные животные. Киев: Вща школа, 1983. 383 с.

37. Зербино Д.Д. Клиническая хирургия лимфатической системы. // Клин, хирургия. - 1971. - № 7. - С. 80-85.

38. Зербино Д.Д. Общая патология лимфатической системы. Киев: Здоров'я, 1974. 160 с.

39. Катинас Г.С, Полонский Ю.З. К методике анализа количественных показателей в цитологии. // Цитология. - 1970. - Т. 12. - № 3. - С. 399-403.

40. Ковынцев А.Н. Мезенхимальные стволовые клетки и регионарный лимфатический узел в процессе восстановления костной ткани нижней челюсти в эксперименте: Дисс. ... канд. мед. наук. Новосибирск, 2011. 178 с.

41. Ковынцев Д.Н. Регенерация поврежденной кости нижней челюсти и структурно-клеточные изменения субмандибулярных лимфатических узлов крыс при использовании аутологичного фибринового сгустка: Дисс. ... канд. мед. наук. Новосибирск, 2010. 169 с.

42. Кругляков П.В, Соколова И.Б, Зинъкова H.H., Вийде С.В, Чередниченко H.H., Кислякова Т.В, Полынцев Д.Г. Влияние сингенных мезенхимных стволовых клеток на восстановление костной ткани у крыс при имплантации деминерализованного костного матрикса. // Цитология. - 2005. - Т. 47. - № 6. -С. 466-477.

43. Кузин М.И., Костюченок Б.М. Раны и раневая инфекция. М.:, Медицина, 1990. 591 с.

44. Курбангалеев С.М., Елецкая О.И., Зыков A.A. Актуальные вопросы гнойной хирургии. JL: Медицина, 1977. 311 с.

45. Курбангалеев С.М. Гнойная инфекция в хирургии. М.: Медицина, 1985. 272 с.

46. Лейн-Петтер У. Обеспечение научных исследований лабораторными животными. М: Медицина, 1964. 194 с.

47. Лившиц В.А., Бонарцев А.П., Иорданский А.Л. и др. Микросферы из поли-3-гидроксибутирата для пролонгированного высвобождения лекарственных веществ. // Высокомолекулярные соединения. - Серия А. - 2009. -Т. 51.-№7.-С. 1-9.

48. Лилли Р. Патогистологическая техника и практическая гистохимия. М.: Мир, 1969. 648 с.

49. Майбородин И.В., Стрункин Д.Н., Майбородина В.И., Куликова О.В., Лебедев A.A., Зарубенков O.A., Черепкова М.М. Изменения групповых лимфоидных узелков и брыжеечных лимфатических узлов крыс после введения комплекса химиотерапевтических препаратов: сходство и различия реакции. // Морфология. - 2007. - Т. 132. - № 5. - С. 68-73.

50. Майбородин И.В., Егоров Д.В., Стрельцова Е.И., Шевела А.И. Лимфатические узлы крыс при остром воспалении и воздействии интерлейкина-2. // Морфологические ведомости. - 2008. -№ 3-4. - С. 44-48.

51. Майбородин И.В., Гаврилова В.В., Колмакова И.А., Притчина И.А., Козлова Е.В., Войтович А.Б., Ковынцев А.Н., Шевела А.И., Колесников И.С., Шеплев Б.В., Рагимова Т.М., Ковынцев Д.Н. Возрастно-половые особенности тканей десны в норме и при хроническом верхушечном периодонтите. // Стоматология. - 2009. - Т. 88. - № 2. - С. 29-33.

52. Майбородин И.В., Шевела А.И., Шеплев Б.В., Колесников И.С., Матвеева В.А., Дровосеков М.Н., Шевела A.A., Козодий Д.М., Выборное М.С. Применение биодеградируемых полигидроксиалканоатов после повреждения

кости нижней челюсти в эксперименте. // Клиническая стоматология. - 2010. -№ 4. - С. 54-57.

53. Майбородин И.В, Якимова Н.В, Матвеева В.А, Пекарев О.Г, Майбородина Е.И, Пекарева Е.О, Ткачук O.K. Морфологический анализ результатов введения аутологичных стволовых стромальных клеток костномозгового происхождения в рубец матки крыс. // Морфология. - 2010. -Т. 138.-№6.-С. 47-55.

54. Майбородин И.В, Якимова Н.В, Матвеева В.А, Пекарев О.Г, Майбородина Е.И, Пекарева Е.О. Ангиогенез в рубце матки крыс после введения аутологичных мезенхимальных стволовых клеток костномозгового происхождения. // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. - 2010. -Т. 150. -№ 12.-С. 705-711.

55. Майбородин И.В, Шевела А.И, Аншценко В.В, Матвеева В.А, Шевела

A.A., Дровосеков М.Н, Власов В.В. Особенности реакции тканей крыс на внутрибрюшинные имплантаты из биодеградируемого полигидроксиалканоата. //Морфология. - 2011. - Т. 139. -№ 2. - С. 62-66.

56. Майбородин И.В, Шевела А.И, Береговой Е.А, Матвеева В.А, Ангельский A.A., Дровосеков М.Н. Внутрисуставная имплантация материалов из биодеградируемых полигидроксиалканоатов в эксперименте. // Травматология и ортопедия России. - 2011. - Т. 59. - № 1. - С. 67-75.

57. Майбородин И.В, Якимова Н.В, Матвеева В.А, Пекарев О.Г, Майбородина Е.И, Пекарева Е.О, Ткачук O.K. Ангиогенез как результат введения мезенхимальных стволовых клеток в рубец матки крыс. // Молекулярная медицина. - 2011. - № 4. - С. 28-35.

58. Майбородин И.В, Шевела А.И, Матвеева В.А, Дровосеков М.Н, Баранник М.И, Кузнецова И.В. Морфологические изменения тканей после имплантации упругих пластинчатых инородных тел в эксперименте. // Морфология. - 2012. - Т. 141. - № 2. - С. 54-60.

59. Майбородин И.В, Шевела А.И, Морозов В.В, Новикова Я.В, Матвеева

B.А, Дровосеков М.Н, Баранник М.И. Реакция тканей крыс на имплантацию

полигидроксиалканоата в состоянии пленок и ультратонких волокон. // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. - 2012. - Т. 154. - № 9. -С. 365-370.

60. Мышкина В.Л., Иванов Е.А., Николаева Д.А. и др. Биосинтез сополимера поли-З-гидрооксибутирата-З-гидроксивалериата штаммом Azotobakter chroococcum 7Б. // Прикладная биохим. и микробиол. - 2010. - Т. 46. - № 3. - С. 315-323.

61. Непомнящих Л.М., Лушникова Е.Л., Непомнящих Г.И. Морфометрия и стереология гипертрофии сердца. - Новосибирск: Наука, 1986. 303 с.

62. Панченков Р.Т., Ярема И.В., Сильманович H.H. Лимфостимуляция. М.: Медицина, 1986. 240 с.

63. Пирс Э. Гистохимия теоретическая и прикладная. М.: Изд-во иностр. лит., 1962. 964 с.

64. Плохинский Н.А. Биометрия. М.: Изд-во Московского ун-та, 1970. 368 с.

65. Поликар А. Физиология и патология лимфоидной системы. М.: Медицина, 1965. 210 с.

66. Потапов А.Г., Пармон В.Н. Биоразлагаемые полимеры - вперед в будущее. // Экология и пром-сть России. - 2010. - № 5: Спецвып. - С. 4-8.

67. Ребров A.B., Дубинский В.А., Некрасов Ю.П., Бонарцева Г.А., Stamm М., Антипов Е.М. Биодеструкция поли-Р-гидроксибутирата микроскопическими грибами: испытания полимера на грибостойкость и фунгицидные свойства. // Микология и фитопатология. - 2002. - Т. 36. - № 5. - С. 59-63.

68. Русньяк И., Фёльди М., Сабо Д. Физиология и патология лимфообращения. Будапешт, 1957. 856 с.

69. Сапин М.Р., Юрина H.A., Этинген Л.Е. Лимфатический узел. М.: Медицина, 1978. 272 с.

70. Сапин М.Р., Борзяк Э.И. Внеорганные пути транспорта лимфы. М.: Медицина, 1982. 264 с.

71. Саркисов Д.С., Перов Ю.Л. Микроскопическая техника: Руководство для врачей и лаборантов. М.: Медицина, 1996. 544 с.

72. Сахаров П.П, Метелкин А.И, Гудкова Е.И. Лабораторные животные. М: Медгиз, 1952. 316 с.

73. Фатхудинов Т.Х, Гольдштейн Д.В, Пулин A.A., Шаменков Д.А, Ржанинова A.A., Горностаева С.А, Григорьян A.C., Кулаков A.A. Особенности репаративного остеогенеза при трансплантации мезенхимальных стволовых клеток. //Бюлл. эксп. биол. и мед.-2005. - Т. 140. -№ 7. - С. - 109-113.

74. Федоров М.Б, Вихорева Г.А, Мохова О.Н и др. Антимикробная активность хирургических нитей, модифицированных полигидроксибутиратом, со структурой ядро-оболочка. // Прикл. биохим. и микробиол. - 2007. - Т. 43. -№ 6. - С. 685-690.

75. Христолгобова Н.Б, Шилов А.Г. Возможности применения стереологического анализа в изучении структурной организации клеток и тканей. // Применение стереологическнх методов в цитологии. - Новосибирск, 1974. - С. 54-62.

76. Чернух A.M. Воспаление. М.: Медицина, 1979. 448 с.

77. Чернух A.M., Фролов Е.П. Кожа. М.: Медицина, 1982.

78. Шахламов В.А. Ультраструктура артериального и венозного отделов капилляров. // Арх. анатом, гистол. и эмбриол. - 1967. - Т. 52. - № 1. - С. 24-31.

79. Шишацкая Е.И, Волова Т.Г, Гордеев С.А. и др. Биодеградация шовных нитей на основе полиоксиалканоатов в биологических средах. // Перспективные материалы. - 2002. - № 2. - С. 56-62.

80. Шишацкая Е.И. Клеточные матриксы из резорбируемых полигидроксиалканоатов. // Клет. транспл. и ткан, инжен. - 2007. - Т. 2 ■ № 2. -С. 68-75.

81. Шишацкая Е.И, Волова Т. Г, Маркелова Н. М. и др. Первые результаты применения биодеградируемого шовного материала на основе линейного полиэфира 3-гидроксимасляной кислоты. // Успехи современного естествознания. - 2008. - № 9. - С. 106-109.

82. Шишацкая Е.И, Горева A.B., Войнова О.Н, Инжеваткин Е.В, Хлебопрос Р.Г, Волова Т.Г. Оценка противоопухолевой эффективности рубомицина,

депонированного в резорбируемые полимерные микрочастицы. // Бюлл. эксп. биол. мед. - 2008. - Т. 145. - № 3. - С. 333-336.

83. Шишацкая Е.И., Камендов И.В., Старосветский С.И., Волова Т.Г. Исследование остеопластических свойств матриксов из резорбируемого полиэфира гидроксимасляной кислоты. // Клет. транспл. и ткан, инжен. - 2008. -Т. 3. -№4.-С. 41-47.

84. Шишацкая Е.И., Горева А.В., Войнова О.Н. и др. Распределение и резорбция полимерных микрочастиц в тканях внутренних органов лабораторных животных при внутривенном введении. // Бюлл. эксп. биол. мед. - 2009. - Т. 147. - № 11. - С. 542-546.

85. Яковлев А.В., Винник Ю.С., Шишацкая Е.И. и др. Лечение паховых грыж с использованием полипропиленовых сетчатых эндопротезов и протезов с покрытием на основе полигидроксиалканоатов. // Сибирское медицинское обозрение. - 2010. - № 2. - С. 76-80.

86. Ярошенко И.Ф., Стаценко Ю.В., Ерошенко В.Ф., Темкин Е.С., Пупышева Г.И. Роль лимфатических узлов в генерализации процесса при экспериментальном верхушечном периодонтите. // Acta Univ. Palacki Olomuc Fac. Med. - 1987. - Vol. 117. - P. 403-407.

87. Ярошенко И.Ф., Темкин E.C., Пупышева Г.И. Коагулирующая система лимфы и крови при экспериментальном верхушечном периодонтите. // Стоматол.- 1987.-Т. 66. - № 1.-С. 18-19.

88. Abukawa Н., Zhang W., Young C.S., Asrican R., Vacanti J.P., Kaban L.B., Troulis M.J., YelickP.C. Reconstructing mandibular defects using autologous tissue-engineered tooth and bone constructs. // J. Oral Maxillofac. Surg. - 2009. - Vol. 67. -№ 2. - P. 335-347.

89. Ahmed Т., Maral H., Lawless M. et al. Polyhydroxybutyrate and its copolymer with polyhydroxyvalerate as biomaterials: influence on progression of stem cell cycle. // Biomacromolecules. - 2010. - Vol. 11. - № 10. - P. 2707-2715.

90. Akita S., Fukui M., Nakagawa H., Fujii Т., Akino K. Cranial bone defect healing is accelerated by mesenchymal stem cells induced by coadministration of

bone morphogenetic protein-2 and basic fibroblast growth factor. // Wound Repair Regen. - 2004. - Vol. 12. - № 2. - P. 252-259.

91. Alge D.L, Zhou D., Adams L.L, Wyss B.K, Shadday M.D., Woods E.J., Gabriel Chu T.M, Goebel W.S. Donor-matched comparison of dental pulp stem cells and bone marrow-derived mesenchymal stem cells in a rat model. // J. Tissue Eng. Regen. Med. - 2010. - Vol. 4. - № 1. - P. 73-81.

92. Amass W, Amass A, Tighe B. A. review of biodegradale polymers: uses, current developments in the synthesis and characterization of biodegradable polyesters, blends of biodegradable polymers and recent advances in biodégradation studies. //Polym. Int. - 1998. - Vol. 47. -P. 89-144.

93. An C, Cheng Y., Yuan Q, Li J. IGF-1 and BMP-2 induces differentiation of adipose-derived mesenchymal stem cells into chondrocytes-like cells. // Ann. Biomed. Eng. - 2010. - Vol. 38. - № 4. - P. 1647-1654.

94. Arinzeh T.L, Peter S.J, Archambault M.P, Bos van den C, Gordon S, Kraus K, Smith A, Kadiyala S. Allogeneic mesenchymal stem cells regenerate bone in a critical-sized canine segmental defect. // J. Bone Joint Surg. Am. - 2003. - Vol. 85-A. -№10.-P. 1927-1935.

95. Arpornmaeklong P, Brown S.E, Wang Z, Krebsbach P.H. Phenotypic characterization, osteoblastic differentiation, and bone regeneration capacity of human embryonic stem cell-derived mesenchymal stem cells. // Stem Cells Dev. -2009. - Vol. 18. - № 7. - P. 955-968.

96. Beauséjour C. Bone marrow-derived cells: the influence of aging and cellular senescence. //Handb. Exp. Pharmacol. - 2007. - № 180. - P. 67-88.

97. Behnia H, Khojasteh A, Soleimani M, Tehranchi A, Khoshzaban A, Keshel S.H, Atashi R. Secondary repair of alveolar clefts using human mesenchymal stem cells. // Oral Surg. Oral Med. Oral Pathol. Oral Radiol. Endod. - 2009. - Vol. 108. -№2. - P. el-e6.

98. Berner A, Siebenlist S, Reichert J.C, Hendrich C, Nôth U. Reconstruction of osteochondral defects with a stem cell-based cartilage-polymer construct in a small animal model. //Z. Orthop. Unfall. - 2010. - Vol. 148. -№ 1. - P. 31-38.

99. Bischoff D.S., Zhu J.H., Makhijani N.S., Kumar A., Yamaguchi D.T. Angiogenic CXC chemokine expression during differentiation of human mesenchymal stem cells towards the osteoblastic lineage. // J. Cell. Biochem. - 2008. -Vol. 103. -№3. - P. 812-824.

100. Bo B., Wang C.Y., Guo X.M. Repair of cranial defects with bone marrow derived mesenchymal stem cells and beta-TCP scaffold in rabbits. // Zhongguo Xiu Fu Chong Jian Wai Ke Za Zhi. - 2003. - Vol. 17. - № 4. - P. 335-338.

101. Boskhomdzhiev A.P., Bonartsev A.P., Makhina T.K. et al Biodégradation Kinetics of poly(3-hydroxybutyrate)-Based Biopolymer systems. // Biochem. (Moscow) Supplement Series B: Biomed. Chemistry. - 2010. - Vol. 4. - № 2. - P. 177-183.

102. Bourin P., Gadelorge M. The hopes of the mesenchymal stem cells in regenerative medicine. // Transfus. Clin. Biol. - 2007. - Vol. 14. - № 1. - P. 120-126.

103. Brandi H., Gross R.A., Lenz R.W., Fuller R.C. Plastics from bacteria and for bacteria: poly(beta-hydroxyalkanoates) as natural, biocompatible, and biodegradable polyesters. //Adv. Biochem. Eng. Biotechnol. - 1990. - Vol. 41. - P. 77-93.

104. Breitbart E.A., Meade S., Azad V., Yeh S., Al-Zube L., Lee Y.S., Benevenia J., Arinzeh T.L., Lin S.S. Mesenchymal stem cells accelerate bone allograft incorporation in the presence of diabetes mellitus. // J. Orthop. Res. - 2010. - Vol. 28. - № 7. - P. 942-949.

105. Bueno D.F., Kerkis I., Costa A.M., Martins M.T., Kobayashi G.S., Zucconi E., Fanganiello R.D., Salles F.T., Almeida A.B., Amaral do C.E., Alonso N., Passos-Bueno M.R. New source of muscle-derived stem cells with potential for alveolar bone reconstruction in cleft lip and/or palate patients. // Tissue Eng. Part A. - 2009. -Vol. 15.-№2.-P. 427-435.

106. Campo J.J., Aponte J.J., Nhabomba A.J., Sacarlal J., Angulo-Barturen I., Jiménez-Díaz M.B., Alonso P.L., Dobafío C. Feasibility of flow cytometry for measurements of Plasmodium falciparum parasite burden in studies in areas of malaria endemicity by use of bidimensional assessment of YOYOl and autofluorescence. // J. Clin. Microbiol. - 2011. - Vol. 49. - № 3. - P. 968-974.

107. Cancedda R, Mastrogiacomo M, Bianchi G, Derubeis A, Muraglia A, Quarto R. Bone marrow stromal cells and their use in regenerating bone. // Novartis Found Symp. - 2003. - Vol. 249. - P. 133-143; discussion 143-147, 170-174, 239241.

108. Cao T,TlengT3.C, Ye C.P., Liu 11, Toh W.S, Robson P, Li P, Hong Y.H, Stanton L.W. Osteogenic differentiation within intact human embryoid bodies result in a marked increase in osteocalcin secretion after 12 days of in vitro culture, and formation of morphologically distinct nodule-like structures. // Tissue Cell. - 2005. -Vol. 37. - № 4. - P. 325-334.

109. Caplan A.I. Adult mesenchymal stem cells for tissue engineering versus regenerative medicine. // J. Cell. Physiol. - 2007. - Vol. 213. - № 2. - P. 341-347.

110. Caplan A.I. New era of cell-based orthopedic therapies. // Tissue Eng. Part B Rev. - 2009. - Vol. 15. - № 2. - P. 195-200.

111. CarmelietP, Luttun A. The emerging role of the bone marrow-derived stem cells in (therapeutic) angiogenesis. // Thromb. Haemost. - 2001. - Vol. 86. - № 1. -P. 289-297.

112. Casley-Smith J.R. The lymphatic system in inflammation. // The inflammatory process, 2nd ed, vol. 2, 1973. - P. 161-204.

113. Cei S, Kandler B„ Ftigl A, Gabriele M„ Hollinger J.O, Watzek G, Gruber R. Bone marrow stromal cells of young and adult rats respond similarly to platelet-released supernatant and bone morphogenetic protein-6 in vitro. // J. Periodontol. -2006. - Vol. 77. - № 4. - P. 699-706.

114. Centeno C.J, Busse D, Kisiday J, Keohan C, Freeman M, Karli D. Regeneration of meniscus cartilage in a knee treated with percutaneously implanted autologous mesenchymal stem cells. //Med. Hypotheses. - 2008. - Vol. 71. - № 6. -P. 900-908.

115. Chai G, Zhang Y, Hu X.J, Wang M, Liu W, Cui L, Cao Y.L. Repair alveolar cleft bone defects with bone marrow stromal cells. // Zhonghua Zheng Xing Wai Ke Za Zhi. - 2006. - Vol. 22. - № 6. - P. 409-411.

116. Chamberlain G, Fox J, Ashton B, Middleton J. Concise review:

mesenchymal stem cells: their phenotype, differentiation capacity, immunological features, and potential for homing. // Stem Cells. - 2007. - Vol. 25. - № 11. - p. 27392749.

117. Chanda D., Kumar S., Ponnazhagan S. Therapeutic potential of adult bone marrow-derived mesenchymal stem cells in diseases of the skeleton. // J. Cell. Biochem. - 2010. - Vol. 111. - № 2. - P. 249-257.

118. Chang S.C., Wei F.C., Chuang H., Chen Y.R., Chen J.K., Lee K.C., Chen P.K., Tai C.L., Lou J. Ex vivo gene therapy in autologous critical-size craniofacial bone regeneration. // Plast. Reconstr. Surg. - 2003. - Vol. 112. - № 7. - P. 1841-1850.

119. Chang S.H., Tung K.Y., Wang Y.J., Tsao Y.P., Ni T.S., Liu H.K. Fabrication of vascularized bone grafts of predetermined shape with hydroxyapatite-collagen gel beads and autogenous mesenchymal stem cell composites. // Plast. Reconstr. Surg. -2010.-Vol. 125.-№5.-P. 1393-1402.

120. Charbord P. Bone marrow mesenchymal stem cells: historical overview and concepts. // Hum. Gene Ther. - 2010. - Vol. 21. - № 9. - P. 1045-1056.

121. Chen G.Q., Wu Q. The application of polyhydroxyalkanoates as tissue engineering materials. //Biomaterials. - 2005. - Vol. 26. -P. 6565-6578.

122. Chen Y.L., Chen P.K., Jeng L.B., Huang C.S., Yang L.C., Chung H.Y., Chang S.C. Periodontal regeneration using ex vivo autologous stem cells engineered to express the BMP-2 gene: an alternative to alveolaplasty. // Gene Ther. - 2008. -Vol. 15. -№22. - P. 1469-1477.

123. Cheng M.T., Yang H.W., Chen T.H., Lee O.K. Isolation and characterization of multipotent stem cells from human cruciate ligaments. // Cell. Prolif. - 2009. - Vol. 42. - № 4. - P. 448-460.

124. Chung I.H., Yamaza T., Zhao H., Choung P.H., Shi S., Chai Y. Stem cell property of postmigratory cranial neural crest cells and their utility in alveolar bone regeneration and tooth development. // Stem Cells. - 2009. - Vol. 27. - № 4. - P. 866877.

125. Ciavarella S., Dammacco F., Matteo de M., Loverro G., Silvestris F. Umbilical cord mesenchymal stem cells: role of regulatory genes in their

differentiation to osteoblasts. // Stem Cells Dev. - 2009. - Vol. 18. - № 8. - P. 12111220.

126. Ciesielski S, Pokoj T, Klimiuk E. Molecular insight into activated sludge producing polyhydroxyalkanoates under aerobic-anaerobic conditions. // J. Ind. Microbiol. Biotechnol. - 2008. - Vol. 35. - № 8. -P. 805-814.

127. Clines G.A. Prospects for osteoprogenitor stem cells in fracture repair and osteoporosis. // Curr. Opin. Organ. Transplant. - 2010. - Vol. 15. - № 1. - P. 73-78.

128. Coipeau P, Rosset P, Langonne A, Gaillard J, Delorme B, Rico A, Domenech J, Charbord P, Sensebe L. Impaired differentiation potential of human trabecular bone mesenchymal stromal cells from elderly patients. // Cytotherapy. -2009. - Vol. 11. - № 5. - P. 584-594.

129. Creazzo T.L, Godt R.E, Leatherbury L. et al. Role of cardiac neural crest cells in cardiovascular development. // Annu. Rev. Physiol. - 1998. - Vol. 60. - P. 267-286.

130. Crisostomo P.R, Wang M, Herring C.M, Morrell E.D, Seshadri P, Meldrum K.K, Meldrum D.R. Sex dimorphisms in activated mesenchymal stem cell function. // Shock. - 2006. - Vol. 26. - № 6. - P. 571-574.

131. David J.P, Zwerina J, Schett G. Mesenchymal stem cells in arthritis. // Z. Rheumatol. - 2009. - Vol. 68. - № 3. - P. 228-233.

132. Davis R.W, Timlin J.A, Kaiser J.N, Sinclair M.B, Jones H.D, Lane T.W. Accurate detection of low levels of fluorescence emission in autofluorescent background: francisella-infected macrophage cells. // Microsc. Microanal. - 2010. -Vol. 16.-№4.-P. 478-487.

133. Dawes E.A. Novel biodegradable microbial polymers. \ Kluwer Academic, Dordrecht E.A. Dawes. Netherlands, 1990. 287 p.

134. Dehne T, Tschirschmann M, Lauster R, Sittinger M. Regenerative potential of human adult precursor cells: cell therapy - an option for treating cartilage defects? // Z. Rheumatol. - 2009. - Vol. 68. - № 3. - P. 234-238.

135. Diederichs S, Roker S, Marten D, Peterbauer A, Scheper T, Griensven van M, Kasper C. Dynamic cultivation of human mesenchymal stem cells in a rotating

bed bioreactor system based on the Z RP platform. // Biotechnol. Prog. - 2009. - Vol. 25.-№6.-P. 1762-1771.

136. Dong Y., Li P., Chen C.B. et al. The improvement of fibroblast growth on hydrophobic biopolyesters by coating with polyhydroxyalkanoate granule binding protein PhaP fused with cell adhesion motif RGD. //Biomaterials. - 2010. - Vol.31. -№34.-P. 8921-8930.

137. Duan B., Wang M. Customized Ca-P/PHBV nanocomposite scaffolds for bone tissue engineering: design, fabrication, surface modification and sustained release of growth factor. // J. R. Soc. Interface. - 2010. - Vol. 6, 7. - Suppl. 5. - P. 615-629.

138. Duan B., Wang M., Zhou W.Y., Cheung W.L., Li Z.Y., Lu W.W. Three-dimensional nanocomposite scaffolds fabricated via selective laser sintering for bone tissue engineering. // Acta Biomater. - 2010. - Vol. 6. - № 12. - P. 4495-4505.

139. Duan M., Li W.C., Vlahos R., Maxwell M.J., Anderson G.P., Hibbs M.L. Distinct macrophage subpopulations characterize acute infection and chronic inflammatory lung disease. // J. Immunol. - 2012. - Vol. 189. - № 2. - P. 946-955.

140. Elias R.M., Johnston M.G., Hayashi A. et al. Decreased lymphatic pumping after intravenosus endotoxin administration in sheep. // Amer. J. Physiol. - 1987. -Vol. 253.-№6.-P. 1349- 1357.

141. Espitalier F., Vinatier C., Lerouxel E., Guicheux J., Pilet P., Moreau F., Daculsi G., Weiss P., Malard O. A comparison between bone reconstruction following the use of mesenchymal stem cells and total bone marrow in association with calcium phosphate scaffold in irradiated bone. // Biomaterials. - 2009. - Vol. 30. - № 5. - P. 763-769.

142. Estes B.T., Diekman B.O., Gimble J.M., Guilak F. Isolation of adipose-derived stem cells and their induction to a chondrogenic phenotype. // Nat. Protoc. -2010. - Vol. 5. -№ 7. - P. 1294-1311.

143. Fan J., Varshney R.R., Ren L., Cai D., Wang D.A. Synovium-derived mesenchymal stem cells: a new cell source for musculoskeletal regeneration. // Tissue Eng. Part B Rev. -2009. - Vol. 15. -№ 1. - P. 75-86.

144. Feng F, Akiyama K, Liu Y, Yamaza T, Wang T.M, Chen J.H, Wang B.B, Huang G.T, Wang S, Shi S. Utility of PDL progenitors for in vivo tissue regeneration: a report of 3 cases. // Oral Dis. - 2010. - Vol. 16. - № 1. - P. 20-28.

145. Foldi M. Diseases of lymphatics and lymph circulation. Thomas, Springfield, lie, 1969.

146. Freier T, Kunze C, Nischan C, Kramer S, Sternberg K, Sass M, Hopt U.T, Schmitz K.P. In vitro and in vivo degradation studies for development of a biodegradable patch based on po!y(3-hydroxybutyrate). // Biomaterials. - 2002. - Vol. 23.-№13.-P. 2649-2657.

147. Fu X, Li H. Mesenchymal stem cells and skin wound repair and regeneration: possibilities and questions. // Cell and Tissue Research. - 2008. - Vol. 335. - № 2. -P. 317-321.

148. Fukui M, Akita S, Akino K. Ectopic bone formation facilitated by human mesenchymal stem cells and osteogenic cytokines via nutrient vessel injection in a nude rat model. // Wound Repair Regen. - 2005. - Vol. 13. - № 3. - P. 332-340.

149. Galle J, Bader A, Hepp P, Grill W, Fuchs B, Käs J.A, Krinner A, Marquaß B, Müller K, Schiller J, Schulz R.M, Buttlar von M, Burg von der E, Zscharnack M, Löffler M. Mesenchymal stem cells in cartilage repair: state of the art and methods to monitor cell growth, differentiation and cartilage regeneration. // Curr. Med. Chem. - 2010. - Vol. 17. - № 21. - P. 2274-2291.

150. Garn H. Specific aspects of flow cytometric analysis of cells from the lung. // Exp. Toxicol. Pathol. - 2006. - Vol. 57. - Suppl. 2. - P. 21-24.

151. Gazit D, Turgeman G, Kelley P, Wang E, Jalenak M, Zilberman Y, Moutsatsos I. Engineered pluripotent mesenchymal cells integrate and differentiate in regenerating bone: a novel cell-mediated gene therapy. // J. Gene Med. - 1999. - Vol. 1. - № 2. - P. 121-133.

152. Ge Z, Baguenard S, Lim L.Y, Wee A, Khor E. Hydroxyapatite-chitin materials as potential tissue engineered bone substitutes. // Biomaterials. - 2004. -Vol. 25.-№6.-P. 1049-1058.

153. Goepfert C, Slobodianski A, Schilling A.F, Adamietz P, Pörtner R.

Cartilage engineering from mesenchymal stem cells. // Adv. Biochem. Eng. Biotechnol. -2010. - Vol. 123. - P. 163-200.

154. Goldschlager T., Jenkin G., Ghosh P., Zannettino A., Rosenfeld J.V. Potential applications for using stem cells in spine surgery. // Curr. Stem Cell. Res. Ther. -2010. -Vol. 5. -№4. -P. 345-355.

155. Graziano A., d'Aquino R., Laino G., Papaccio G. Dental pulp stem cells: a promising tool for bone regeneration. // Stem Cell Rev. - 2008. - Vol. 4. - № 1. - P. 21-26.

156. Grewal N.S., Gabbay J.S., Ashley R.K., Wasson K.L., Bradley J.P., Zuk P.A. BMP-2 does not influence the osteogenic fate of human adipose-derived stem cells. // Plast Reconstr. Surg. - 2009. - Vol. 123. - № 2. - Suppl. - P. 158S-165S.

157. Guyton A.C., Taylor A.C., Granger H.J. Dynamics and control of the body fluids circulatory physiology. Philadelphia: NASA, 1975. 396 p.

158. Hamidouche Z., Fromigue O., Ringe J., Haupl T., Vaudin P., Pages J.C., Srouji S., Livne E., Marie P.J. Priming integrin alpha5 promotes human mesenchymal stromal cell osteoblast differentiation and osteogenesis. // Proc. Natl. Acad. Sci.U. S. A. - 2009. - Vol. 106.-№44.-P. 18587-18591.

159. Hamidouche Z., Fromigue O., Nuber U., Vaudin P., Pages J.C., Ebert R., Jakob F., Miraoui H., Marie P.J. Autocrine fibroblast growth factor 18 mediates dexamethasone-induced osteogenic differentiation of murine mesenchymal stem cells. // J. Cell. Physiol. - 2010. - Vol. 224. - № 2. - P. 509-515.

160. Harris C.T., Cooper L.F. Comparison of bone graft matrices for human mesenchymal stem cell-directed osteogenesis. // J. Biomed. Mater. Res. A. - 2004. -Vol. 68.-№4.-P. 747-755.

161.Hayashi O., Katsube Y., Hirose M., Ohgushi H., Ito H. Comparison of osteogenic ability of rat mesenchymal stem cells from bone marrow, periosteum, and adipose tissue. I J Calcif. Tissue Int. - 2008. - Vol. 82. - № 3. - P. 238-247.

162. Head J.R., Seeling L.L. Jr. Lymphatic vessels in the uterine endometrium of virgin rats. //J. Reprod. Immunol. - 1984. - Vol. 6. - № 3. - P. 157-166.

163. Heng B.C., Liu H., Cao T. Transplanted human embryonic stem cells as

biological "catalysts" for tissue repair and regeneration. // Med. Hypotheses. - 2005. -Vol. 64. -№6. -P. 1085-1088.

164. Heng B.C., Liu H, Cao T. Utilising human embryonic stem cells as "catalysts" for biological repair and regeneration. Challenges and some possible strategies. // Clin. Exp. Med. - 2005. - Vol. 5. - № 1. - P. 37-39.

165. Hibi H, Yamada Y, Kagami H, Ueda M. Distraction osteogenesis assisted by tissue engineering in an irradiated mandible: a case report. // Int. J. Oral Maxillofac. Implants. - 2006. - Vol. 21. - № 1. - P. 141-147.

166. Hong D, Chen H.X, Ge R, Li JC. Genetically engineered mesenchymal stem cells: The ongoing research for bone tissue engineering. // Anat. Rec. (Hoboken). - 2010. - Vol. 293. - № 3. - P. 531-537.

167. Hong L, Colpan A, Peptan I.A. Modulations of 17-beta estradiol on osteogenic and adipogenic differentiations of human mesenchymal stem cells. // Tissue Eng. -2006. -Vol. 12. -№ 10. -P. 2747-2753.

168. Hong L, Sultana H, Paulius K, Zhang G. Steroid regulation of proliferation and osteogenic differentiation of bone marrow stromal cells: a gender difference. // J. SteroidBiochem.Mol.Biol. -2009. - Vol. 114. -№3-5. -P. 180-185.

169. Hsieh J.Y, Fu Y.S, Chang S.J, Tsuang Y.H, Wang H.W. Functional module analysis reveals differential osteogenic and sternness potentials in human mesenchymal stem cells from bone marrow and Wharton's jelly of umbilical cord. // Stem Cells Dev. - 2010. - Vol. 19. - № 12. - P. 1895-1910.

170. Hu J, Qi M.C, Zou S.J, Li J.H, Luo E. Callus formation enhanced by BMP-7 ex vivo gene therapy during distraction osteogenesis in rats. // J. Orthop. Res. -2007. - Vol. 25. - № 2. - P. 241-251.

171. Hu J, Smith L.A, Feng K, Liu X, Sun H, Ma P.X. Response of human embryonic stem cells derived mesenchymal stem cells to osteogenic factors and architectures of materials during in vitro osteogenesis. // Tissue Eng. Part A. - 2010. -Vol. 16.-№11.-P. 3507-3514.

172. Hu X, Yu S.P, Fraser J.L. et al. Transplantation of hypoxia-preconditioned mesenchymal stem cells improves infarcted heart function via enhanced survival of

implanted cells and angiogenesis. // J. Thorac. Cardiovasc. Surg. - 2008. - Vol. 135. - № 4. - P. 799-808.

173. Huang G.T., Gronthos S., Shi S. Mesenchymal stem cells derived from dental tissues vs. those from other sources: their biology and role in regenerative medicine. // J. Dent. Res. - 2009. - Vol. 88. - № 9. - P. 792-806.

174. Hwang N.S., Varghese S., Lee H.J., Zhang Z., Ye Z., Bae J., Cheng L., Elisseeff J. In vivo commitment and functional tissue regeneration using human embryonic stem cell-derived mesenchymal cells. // Proc. Natl. Acad. Sei. U. S. A. -2008. - Vol. 105. - № 52. - P. 20641-20646.

175. Iida T. Pathophysiology of macular diseases-morphology and function. // Nihon Ganka Gakkai Zasshi. - 2011. - Vol. 115. - № 3. - P. 238-275.

176. Ito K., Yamada Y., Naiki T., Ueda M. Simultaneous implant placement and bone regeneration around dental implants using tissue-engineered bone with fibrin glue, mesenchymal stem cells and platelet-rich plasma. // Clin. Oral Implants Res. -2006. - Vol. 17. - № 5. - P. 579-586.

177. Iyer S.S., Rojas M. Anti-inflammatory effects of mesenchymal stem cells: novel concept for future therapies. //Expert. Opin. Biol. Ther. - 2008. - Vol. 8. - № 5. -P. 569-581.

178. Jacquel N., Tajima K., Nakamura N. et al. Nucleation mechanism of polyhydroxybutyrate and poly(hydroxybutyrate-co-hydroxyhexanoate) crystallized by orotic acid as a nucleating agent. // Journal of Applied Polymer Science. - 2001. -Vol. 115.-Is. 2.-P. 709-715.

179. Jäger M., Krauspe R. Antigen expression of cord blood derived stem cells under osteogenic stimulation in vitro. // Cell. Biol. Int. - 2007. - Vol. 31. - № 9. - P. 950-957.

180. Jäger M., Jelinek E.M., Wess K.M., Schafstädt A., Jacobson M., Kevy S.V., Krauspe R. Bone marrow concentrate: a novel strategy for bone defect treatment. // Curr. Stem Cell. Res. Ther. - 2009. - Vol. 4. -№ 1. - P. 34-43.

181. Jäger M., Zilkens C., Bittersohl B., Krauspe R. Cord blood - an alternative source for bone regeneration. // Stem Cell. Rev. - 2009. - Vol. 5. - № 3. - P. 266-277.

182. Ji Y.H, Ji J.L, Sun F.Y, Zeng Y.Y, He X.H, Zhao J.X, Yu Y, Yu S.H., Wu W. Quantitative proteomics analysis of chondrogenic differentiation of C3H10T1/2 mesenchymal stem cells by iTRAQ labeling coupled with on-line two-dimensional LC/MS/MS. // Mol. Cell. Proteomics. - 2010. - Vol. 9. - № 3. - P. 550564.

183. Jiang X, Zou S, Ye B, Zhu S, Liu Y, Hu J. bFGF-Modified BMMSCs enhance bone regeneration following distraction osteogenesis in rabbits. // Bone. -2010. - Vol. 46. - № 4. - P. 1156-1161.

184. Jiménez-Díaz M.B, Rullas J, Mulet T, Fernández L, Bravo C, Gargallo-Viola D, Angulo-Barturen I. Improvement of detection specificity of Plasmodium-infected murine erythrocytes by flow cytometry using autofluorescence and YOYO-1. // Cytometry A. - 2005. - Vol. 67. - № 1. - P. 27-36.

185. Jones E.A, Kinsey S.E, English A, Jones R.A, Straszynski L, Meredith D.M, Markham A.F, Jack A, Emery P, McGonagle D. Isolation and characterization of bone marrow multipotential mesenchymal progenitor cells. // Arthritis Rheum. - 2002. - Vol. 46. - № 12. - P. 3349-3360.

186. Jones E.A, Crawford A, English A, Henshaw K, Mundy J, Corscadden D, Chapman T, Emery P, Hatton P, McGonagle D. Synovial fluid mesenchymal stem cells in health and early osteoarthritis: detection and functional evaluation at the single-cell level. // Arthritis Rheum. - 2008. - Vol. 58. - № 6. - P. 1731-1740.

187. Jukes J.M, Both S.K, Blitterswijk van C.A, Boer de J. Potential of embryonic stem cells for in vivo bone regeneration. // Regen. Med. - 2008. - Vol. 3. -№ 6. - P. 783-785.

188. Jukes J.M, Both S.K, Leusink A, Sterk L.M, Blitterswijk van C.A, Boer de J. Endochondral bone tissue engineering using embryonic stem cells. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. - 2008. - Vol. 105. - № 19. - P. 6840-6845.

189. Kable E.P, Kiemer A.K. Non-invasive live-cell measurement of changes in macrophage NAD(P)H by two-photon microscopy. // Immunol. Lett. - 2005. - Vol. 96. -№ 1. - P. 33-38.

190. Kaiser W, Zazgornik J. Does silicone induce autoimmune diseases? Review

of the literature and case reports. // Z. Rheumatol. - 1992. - Vol. 51. - № 1. - P. 3134.

191. Kalia P., Blunn G.W., Miller J., Bhalla A., Wiseman M., Coathup M.J. Do autologous mesenchymal stem cells augment bone growth and contact to massive bone tumor implants? // Tissue Eng. - 2006. - Vol. 12. - № 6. - P. 1617-1626.

192. Kallai I., Lenthe van G.H., Ruffoni D., Zilberman Y., Müller R., Pelled G., Gazit D. Quantitative, structural, and image-based mechanical analysis of nonunion fracture repaired by genetically engineered mesenchymal stem cells. // J. Biomech. -2010. - Vol. 43. -№ 12. - P. 2315-2320.

193. Kanamoto T., Nakamura N., Nakata K., Yoshikawa H. Articular cartilage regeneration using stem cells. // Clin. Calcium. - 2008. - Vol. 18. - № 12. - P. 17441749.

194. Kang J.M., Kang S.W., La W.G., Yang Y.S., Kim B.S. Enhancement of in vivo bone regeneration efficacy of osteogenically undifferentiated human cord blood mesenchymal stem cells. // J. Biomed. Mater. Res. A. - 2010. - Vol. 93. - № 2. - P. 666-672.

195. Kanzler M.H. Basic mechanisms in the healing cutaneous wound. // J. Dermatol. Surg. Oncol. - 1986. - Vol. 12. -№ 11. -P. 1156-1164.

196. Kastrinaki M.C., Papadaki H.A. Mesenchymal stromal cells in rheumatoid arthritis: biological properties and clinical applications. // Curr. Stem Cell. Res. Ther. - 2009. - Vol. 4. - № 1. - P. 61-69.

197. Kawaguchi H., Hirachi A., Hasegawa N., Iwata T., Hamaguchi H., Shiba H., Takata T., Kato Y., Kurihara H. Enhancement of periodontal tissue regeneration by transplantation of bone marrow mesenchymal stem cells. // J. Periodontol. - 2004. -Vol. 75.-№9.-P. 1281-1287.

198. Kawaguchi H., Hayashi H., Mizuno N., Fujita T., Hasegawa N., Shiba H., Nakamura S., Hino T., Yoshino H., Kurihara H., Tanaka H., Kimura A., Tsuji K., Kato Y. Cell transplantation for periodontal diseases. A novel periodontal tissue regenerative therapy using bone marrow mesenchymal stem cells. // Clin. Calcium. -2005. - Vol. 15. -№7. - P. 99-104.

199. Kawaguchi H, Kurihara H. Clinical trial of periodontal tissue regeneration. // Nippon Rinsho. - 2008. - Vol. 66. - № 5. - P. 948-954.

200. Kawate K, Yajima H, Ohgushi H, Kotobuki N, Sugimoto K, Ohmura T, Kobata Y, Shigematsu K, Kawamura K, Tamai K, Takakura Y. Tissue-engineered approach for the treatment of steroid-induced osteonecrosis of the femoral head: transplantation of autologous mesenchymal stem cells cultured with beta-tricalcium phosphate ceramics and free vascularized fibula. // Artif. Organs. - 2006. - Vol. 30. -№ 12. - P. 960-962.

201. Ke Y, Wang Y, Ren L. Surface modification of PHBV scaffolds via UV polymerization to improve hydrophilicity. // J. Biomater. Sci. Polym. Ed. - 2010. -Vol. 21. -№12. -P. 1589-1602.

202. Ke Y, Wang Y.J, Ren L, Zhao Q.C, Huang W. Modified PHBV scaffolds by in situ UV polymerization: structural characteristic, mechanical properties and bone mesenchymal stem cell compatibility. // Acta Biomater. - 2010. - Vol. 6. - № 4. -P. 1329-1336.

203. Kessler M.W, Ackerman G, Dines J.S, Grande D. Emerging technologies and fourth generation issues in cartilage repair. // Sports Med. Arthrose. - 2008. - Vol. 16. -№4. - P. 246-254.

204. Khandelwal S, Saxena R.K. Age-dependent increase in green autofluorescence of blood erythrocytes. // J. Biosci. - 2007. - Vol. 32. - № 6. - P. 1139-1145.

205. Kim S.E, Jeon O, Lee J.B, Bae M.S., Chun H.J, Moon S.H, Kwon I.K. Enhancement of ectopic bone formation by bone morphogenetic protein-2 delivery using heparin-conjugated PLGA nanoparticles with transplantation of bone marrow-derived mesenchymal stem cells. // J. Biomed. Sci. - 2008. - Vol. 15. - № 6. - P. 771777.

206. Kinoshita K, Hibi IT, Yamada Y, Ueda M. Promoted new bone formation in maxillary distraction osteogenesis using a tissue-engineered osteogenic material. // J. Craniofac. Surg. - 2008. - Vol. 19. - № 1. - P. 80-87.

207. Kitoh H, Kitakoji T, Tsuchiya H, Mitsuyama H, Nakamura H, Katoh M,

Ishiguro N. Transplantation of marrow-derived mesenchymal stem cells and platelet-rich plasma during distraction osteogenesis - a preliminary result of three cases. // Bone. - 2004. - Vol. 35. - № 4. - P. 892-898.

208. Koelling S., Miosge N. Stem cell therapy for cartilage regeneration in osteoarthritis. // Expert. Opin. Biol. Ther. - 2009. - Vol. 9. - № 11. - P. 1399-1405.

209. Kok de I.J., Peter S.J., Archambault M., Bos van den C., Kadiyala S., Aukhil I., Cooper L.F. Investigation of allogeneic mesenchymal stem cell-based alveolar bone formation: preliminary findings. // Clin. Oral. Implants Res. - 2003. - Vol. 14. -№4.-P. 481-489.

210. Kok de I. J., Drapeau S.J., Young R., Cooper L.F. Evaluation of mesenchymal stem cells following implantation in alveolar sockets: a canine safety study. // Int. J. Oral Maxillofac. Implants. - 2005. - Vol. 20. - № 4. - P. 511-518.

211. Korecki C.L., Taboas J.M., Tuan R.S., Iatridis J.C. Notochordal cell conditioned medium stimulates mesenchymal stem cell differentiation toward a young nucleus pulposus phenotype. // Stem Cell. Res. Ther. - 2010. - Vol. 1. - № 2. -P. 18.

212. Kotobuki N., Hirose M., Machida H., Katou Y., Muraki K., Takakura Y., Ohgushi H. Viability and osteogenic potential of cryopreserved human bone marrow-derived mesenchymal cells. // Tissue Eng. - 2005. - Vol. 11. - № 5-6. - P. 663-73.

213. Kotobuki N., Katsube Y., Katou Y., Tadokoro M., Hirose M., Ohgushi H. In vivo survival and osteogenic differentiation of allogeneic rat bone marrow mesenchymal stem cells (MSCs). // Cell. Transplant. - 2008. - Vol. 17. - № 6. - P. 705-712.

214. Laino G., Graziano A., d'Aquino R., Pirozzi G., Lanza V., Valiante S., Rosa de A., Naro F., Vivarelli E., Papaccio G. An approachable human adult stem cell source for hard-tissue engineering. // J. Cell. Physiol. - 2006. - Vol. 206. - № 3. - P. 693-701.

215. Lee O.K., Coathup M.J., Goodship A.E., Blunn G.W. Use of mesenchymal stem cells to facilitate bone regeneration in normal and chemotherapy-treated rats. // Tissue Eng. -2005. - Vol. 11. -№ 11-12. - P. 1727-1735.

216. Lee S.J, Kang S.W, Do H.J, Han I, Shin D.A, Kim J.H, Lee S.H. Enhancement of bone regeneration by gene delivery of BMP2/Runx2 bicistronic vector into adipose-derived stromal cells. // Biomaterials. - 2010. - Vol. 31. - № 21. -P. 5652-5659.

217. Lee S.W, Padmanabhan P, Ray P, Gambhir S.S, Doyle T, Contag C, Goodman S.B, Biswal S. Stem cell-mediated accelerated bone healing observed with in vivo molecular and small animal imaging technologies in a model of skeletal injury. // J. Orthop. Res. - 2009. - Vol. 27. - № 3. - P. 295-302.

218. Lee S.Y, Miwa M, Sakai Y, Kuroda R, Matsumoto T, Iwakura T, Fujioka H, Doita M, Kurosaka M. In vitro multipotentiality and characterization of human unfractured traumatic hemarthrosis-derived progenitor cells: A potential cell source for tissue repair. // J. Cell. Physiol. - 2007. - Vol. 210. - № 3. - P. 561-566.

219. Lei L, Tzekov R, Tang S, Kaushal S. Accumulation and autofluorescence of phagocytized rod outer segment material in macrophages and microglial cells. //Mol. Vis.-2012.-Vol. 18.-P. 103-113.

220. Li F, Yang M, Wang L, Williamson I, Tian F, Qin M, Shah P.K, Sharifi B.G. Autofluorescence contributes to false-positive intracellular Foxp3 staining in macrophages: a lesson learned from flow cytometry. // J. Immunol. Methods. - 2012. -Vol. 386.-№1-2.-P. 101-107.

221. Li H, Yan F, Lei L, Li Y, Xiao Y. Application of autologous cryopreserved bone marrow mesenchymal stem cells for periodontal regeneration in dogs. // Cells Tissues Organs. - 2009. - Vol. 190. - № 2. - P. 94-101.

222. Li H, Zhai W, Chang J. Effects of wollastonite on proliferation and differentiation of human bone marrow-derived stromal cells in PHBV/wollastonite composite scaffolds. // J. Biomater. Appl. - 2009. - Vol. 24. - № 3. - P. 231-246.

223. Lin N.H, Menicanin D, Mrozik K, Gronthos S, Bartold P.M. Putative stem cells in regenerating human periodontium. // J. Periodontal. Res. - 2008. - Vol. 43. -№5.-P. 514-523.

224. Lindroos B, Maenpaa K, Ylikomi T, Oja H, Suuronen R, Miettinen S. Characterisation of human dental stem cells and buccal mucosa fibroblasts. //

Biochem. Biophys. Res. Commun. - 2008. - Vol. 368. - № 2. - P. 329-335.

225. Liu G., Li Y., Sun J., Zhou H., Zhang W., Cui L., Cao Y. In vitro and in vivo evaluation of osteogenesis of human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells on partially demineralized bone matrix. // Tissue Eng. Part A. - 2010. - Vol. 16. -№ 3. -P. 971-982.

226. Liu H., Kemeny D.M., Heng B.C., Ouyang H.W., Melendez A.J., Cao T. The immunogenicity and immunomodulatory function of osteogenic cells differentiated from mesenchymal stem cells. // J. Immunol. - 2006. - Vol. 176. - № 5. - P. 28642871.

227. Liu J., Zhao Z., Li J., Zou L., Shuler C., Zou Y., Huang X., Li M., Wang J. Hydrostatic pressures promote initial osteodifferentiation with ERK1/2 not p38 MAPK signaling involved. // J. Cell. Biochem. - 2009. - Vol. 107. - № 2. - P. 224232.

228. Liu J., Zou L., Wang J., Schuler C., Zhao Z., Li X., Zhang J., Liu Y. Hydrostatic pressure promotes WntlOb and Wnt4 expression dependent and independent on ERK signaling in early-osteoinduced MSCs. // Biochem. Biophys. Res. Commun. - 2009. - Vol. 379. - № 2. - P. 505-509.

229. Liu S., Connor J., Peterson S., Shuttleworth C.W., Liu K.J. Direct visualization of trapped erythrocytes in rat brain after focal ischemia and reperfusion. // J. Cereb. Blood Flow Metab. - 2002. - Vol. 22. - № 10. - P. 1222-1230.

230. Liu Z.J., Zhuge Y., Velazquez O.C. Trafficking and differentiation of mesenchymal stem cells. // J. Cell. Biochem. - 2009. - Vol. 106. - № 6. - P. 984-991.

231. Luhmann U.F., Robbie S., Munro P.M., Barker S.E., Duran Y., Luong V., Fitzke F.W., Bainbridge J.W., Ali R.R., MacLaren R.E. The drusenlike phenotype in aging Ccl2-knockout mice is caused by an accelerated accumulation of swollen autofluorescent subretinal macrophages. // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. - 2009. -Vol. 50. 12. - P. 5934-5943.

232. Maiborodin I., Shevela A., Perrin T., Kolesnikov I., Matveeva V., Shevela A., Sheplev B., Kolmakova I., Drovosekov M. Experimental results of the fibrin clot use to accelerate the regeneration of damaged bone in the rat lower jaw. // Surgical

Science.-2010.-Vol. 1. -№ l.-P. 1-6. DOI: 10.4236/ss.2010.11001

233. Maiborodin I, Yakimova N, Matveeva V, Shevela A, Maiborodina E, Pekareva E, Tkachuk O. Angiogenesis in rat uterine scar after introduction after autological mesenchymal stem cells of bone marrow origin. // J. Biomedical Science and Engineering. - 2011. - Vol. 4. - № 3. - P. 164-172. doi:10.4236/jbise.2011.43023.

234. Mansilla E, Marin G.H, Drago H, Sturla F, Salas E, Gardiner C, Bossi S, Lamonega R, Guzman A, Nunez A, Gil M.A, Piccinelli G, Ibar R, Soratti C. Bloodstream cells phenotypically identical to human mesenchymal bone marrow stem cells circulate in large amounts under the influence of acute large skin damage: new evidence for their use in regenerative medicine. // Transplant. Proc. - 2006. -Vol. 38. - № 3. - P. 967-969.

235. Mansilla E, Drago H, Sturla F, Bossi S, Salas E, Marin G.H, Ibar R, Soratti C. Matrix superhighways configurations: new concepts for complex organ regeneration. // Transplant. Proc. - 2007. - Vol. 39. - № 7. - P. 2431-2433.

236. Mantesso A, Sharpe P. Dental stem cells for tooth regeneration and repair. // Expert. Opin. Biol. Ther. - 2009. - Vol. 9. - № 9. - P. 1143-1154.

237. Marei M.K, Saad M.M, El-Ashwah A.M., Ei-Backly R.M, Al-Khodary M.A. Experimental formation of periodontal structure around titanium implants utilizing bone marrow mesenchymal stem cells: a pilot study. // J. Oral Implantol. -2009. - Vol. 35. - № 3. - P. 106-129.

238. Martin-Rendon E, Hale S.J, Ryan D, Baban D, Forde S.P, Roubelakis M, Sweeney D, Moukayed M, Harris A.L, Davies K, Watt S.M. Transcriptional profiling of human cord blood CD 133+ and cultured bone marrow mesenchymal stem cells in response to hypoxia. // Stem Cells. - 2007. - Vol. 25. - № 4. - P. 10031012.

239. Martins A.A, Paiva A, Morgado J.M, Gomes A, Pais M.L. Quantification and immunophenotypic characterization of bone marrow and umbilical cord blood mesenchymal stem cells by multicolor flow cytometry. // Transplant. Proc. - 2009. -Vol. 41. -№3. - P. 943-946.

240. Matsuya H., Kushida T.5 Asada T., Umeda M., Wada T., Iida H. Regenerative effects of transplanting autologous mesenchymal stem cells on corticosteroid-induced osteonecrosis in rabbits. // Mod. Rheumatol. - 2008. - Vol. 18. - № 2. - P. 132-139.

241. Mauclairea L., Brombacherl E., Bunger J.D, Zinn M. Factors controlling bacterial attachment and biofilm formation on medium-chain-length polyhydroxyalkanoates (mcl-PHAs). // Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. -2010. - Vol. 76.-Is. l.-P. 104-111.

242. Mayer H. Properties of human trabecular bone cells from elderly women: implications for cell-based bone engraftment. // Cells Tissues Organs. - 2004. - Vol. 177. -№2. - P. 57-67.

243. McAllister B.S., Haghighat K., Gonshor A. Histologic evaluation of a stem cell-based sinus-augmentation procedure. // J. Periodontol. - 2009. - Vol. 80. - № 4. -P. 679-686.

244. Menabde G., Gogilashvili K., Kakabadze Z., Berishvili E. Bone marrow-derived mesenchymal stem cell plasticity and their application perspectives. // Georgian Med. News. - 2009. - № 167. - P. 71-76.

245. Mendes-Jorge L., Ramos D., Luppo M., Llombart C., Alexandre-Pires G., Nacher V., Melgarejo V., Correia M., Navarro M., Carretero A., Tafuro S., Rodriguez-Baeza A., Esperan?a-Pina J.A., Bosch F., Ruberte J. Scavenger function of resident autofluorescent perivascular macrophages and their contribution to the maintenance of the blood-retinal barrier. // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. - 2009. -Vol. 50. - № 12. - P. 5997-6005.

246. Meng E., Guo Z., Wang H., Jin J., Wang J., Wang H., Wu C., Wang L. Fligh mobility group box 1 protein inhibits the proliferation of human mesenchymal stem cells and promotes their migration and differentiation along osteoblastic pathway. // Stem Cells Dev. - 2008. - Vol. 17. - № 4. - P. 805-813.

247. Miljkovic N.D., Cooper G.M., Marra K.G. Chondrogenesis, bone morphogenetic protein-4 and mesenchymal stem cells. // Osteoarthritis Cartilage. -2008.-Vol. 16.-№10.-P. 1121-1130.

248. Minamide A., Yoshida M., Kawakami M., Yamasaki S., Kojima H.,

Hashizume H, Boden S.D. The use of cultured bone marrow cells in type I collagen gel and porous hydroxyapatite for posterolateral lumbar spine fusion. // Spine (Phila Pa 1976). - 2005. - Vol. 30. - № 10. - P. 1134-1138.

249. Mitchell A.J, Pradel L.C, Chasson L, Rooijen van N, Grau G.E, Hunt N.H, Chimini G. Technical advance: autofluorescence as a tool for myeloid cell analysis. // J. Leukoc. Biol. - 2010. - Vol. 88. - № 3. - P. 597-603.

250. Montjovent M.O, Burri N, Mark S, Federici E, Scaletta C, Zambelli P.Y, Hohlfeld P, Leyvraz P.F, Applegate L.L, Pioletti D.P. Fetal bone cells for tissue engineering. // Bone. - 2004. - Vol. 35. - № 6. - P. 1323-1333.

251. Morito T, Muneta T, Hara K, Ju Y.J, Mochizuki T, Makino H, Umezawa A, Sekiya I. Synovial fluid-derived mesenchymal stem cells increase after intraarticular ligament injury in humans. // Rheumatology (Oxford). - 2008. - Vol. 47. - № 8. - P. 1137-1143.

252. Morsczeck C, Schmalz G. Transcriptomes and proteomes of dental follicle cells. //J. Dent. Res. - 2010. - Vol. 89. - № 5. - P. 445-456.

253. Mrozik K.M., Zilm P.S., Bagley C, Hack S, Hoffmann P, Gronthos S, Bartold P.M. Proteomic characterization of mesenchymal stem cell-like populations derived from ovine periodontal ligament, dental pulp and bone marrow: analysis of differentially expressed proteins. // Stem Cells Dev. - 2010. - Vol. 19. - № 10. - P. 1485-1499.

254. Müller I, Vaegier M, Holzwarth C, Tzaribatchev N, Pfister S.M, Schütt B, Reize P, Greil J, Handgretinger R, Rudert M. Secretion of angiogenic proteins by human multipotent mesenchymal stromal cells and their clinical potential in the treatment of avascular osteonecrosis. // Leukemia. - 2008. - Vol. 22. - № 11. - P. 2054-2061.

255. Nedel F, André de D.A, Oliveira de I.O, Cordeiro M.M, Casagrande L, Tarquinio S.B, Nor J.E, Demarco F.F. Stem cells: therapeutic potential in dentistry. // J. Contemp. Dent. Pract. - 2009. - Vol. 10. - № 4. - P. 90-96.

256. Neumann K, Dehne T, Endres M, Erggelet C, Kaps C, Ringe J, Sittinger M. Chondrogenic differentiation capacity of human mesenchymal progenitor cells

derived from subchondral cortico-spongious bone. // J. Orthop. Res. - 2008. - Vol. 26. - № 11. - P. 1449-1456.

257. Niemeyer P., Seckinger A., Simank H.G., Kasten P., Südkamp N., Krause U. Allogenic transplantation of human mesenchymal stem cells for tissue engineering purposes: an in vitro study. // Orthopäde. - 2004. - Vol. 33. - № 12. - P. 1346-1353.

258. Niemeyer P., Fechner K., Milz S., Richter W., Suedkamp N.P., Mehlhorn A.T., Pearce S., Kasten P. Comparison of mesenchymal stem cells from bone marrow and adipose tissue for bone regeneration in a critical size defect of the sheep tibia and the influence of platelet-rich plasma. // Biomaterials. - 2010. - Vol. 31. - № 13. - P. 3572-3579.

259. Niemeyer P., Schönberger T.S., Hahn J., Kasten P., Fellenberg J., Suedkamp N., Mehlhorn A.T., Milz S., Pearce S. Xenogenic transplantation of human mesenchymal stem cells in a critical size defect of the sheep tibia for bone regeneration. // Tissue Eng. Part A. - 2010. - Vol. 16. - № 1. - P. 33-43.

260. Niemeyer P., Szalay K., Luginbühl R., Südkamp N.P., Kasten P. Transplantation of human mesenchymal stem cells in a non-autogenous setting for bone regeneration in a rabbit critical-size defect model. // Acta Biomater. - 2010. -Vol. 6. - № 3. - P. 900-908.

261.Nimura A., Muneta T., Koga H., Mochizuki T., Suzuki K., Makino H., Umezawa A., Sekiya I. Increased proliferation of human synovial mesenchymal stem cells with autologous human serum: comparisons with bone marrow mesenchymal stem cells and with fetal bovine serum. // Arthritis Rheum. - 2008. - Vol. 58. - № 2. -P. 501-510.

262. Njoroge J.M., Mitchell L.B., Centola M., Kastner D., Raffeid M., Miller J.L. Characterization of viable autofluorescent macrophages among cultured peripheral blood mononuclear cells. // Cytometry. - 2001. - Vol. 44. - № 1. - P. 38-44.

263. Nobes G. A. R., Maysinger D. and Marchessault R. H. Polyhydroxyalkanoates: Materials for Delivery Systems. // Drug Delivery. - 1998. -Vol. 5. - № 3. — P. 167-177.

264. Ohta S., Yamada S., Matuzaka K., Inoue T. The behavior of stem cells and

progenitor cells in the periodontal ligament during wound healing as observed using immunohistochemical methods. // J. Periodontal. Res. - 2008. - Vol. 43. - № 6. - P. 595-603.

265. Ohya M, Yamada Y, Ozawa R, Ito K, Takahashi M, Ueda M. Sinus floor elevation applied tissue-engineered bone. Comparative study between mesenchymal stem cells/platelet-rich plasma (PRP) and autogenous bone with PRP.complexes in rabbits. // Clin. Oral Implants Res. - 2005. - Vol. 16. - № 5. - P. 622-629.

266. Oortgiesen D.A, Meijer G.J, Bronckers A.L, Walboomers X.F, Jansen J.A. Fenestration defects in the rabbit jaw: an inadequate model for studying periodontal regeneration. // Tissue Eng. Part C. Methods. - 2010. - Vol. 16. - № 1. - P. 133-140.

267. Orciani M, Trubiani O, Vignini A, Mattioli-Belmonte M, Primio di R, Salvolini E. Nitric oxide production during the osteogenic differentiation of human periodontal ligament mesenchymal stem cells. // Acta Histochem. - 2009. - Vol. 111. - № 1. -P. 15-24.

268. Ottaviani G. Biological and clinical consideration of the lymphatic system. // Forum Medici. - 1970. - Vol. 2. - P. 5-7.

269. Ou X.R, Jian X.C, Lin G. An investigation of restoration of alveolar cleft with engineered bone. // Zhonghua Zheng Xing Wai Ke Za Zhi. - 2007. - Vol. 23. -№ l.-P. 29-31.

270. Panetta N.J, Gupta D.M, Quarto N, Longaker M.T. Mesenchymal cells for skeletal tissue engineering. // Panminerva Med. - 2009. - Vol. 51. - № 1. - P. 25-41.

271. Park K.H, Park W, Na K. Synthetic matrix containing glucocorticoid and growth factor for chondrogenic differentiation of stem cells. // J. Biosci. Bioeng. -2009.-Vol. 108.-№2.-P. 168-173.

272. Patel S.A, Sherman L, Munoz J, Rameshwar P. Immunological properties of mesenchymal stem cells and clinical implications. // Arch. Immunol. Ther. Exp. (Warsz). - 2008. - Vol. 56. - № 1. - P. 1-8.

273. Patt H.M, Maloney M.A. Bone marrow regeneration after local injury: a review. // Exp. Hematol. - 1975. - Vol. 3. - № 2. - P. 135-148.

274. Pei M, He F, Boyce B.M, Kish V.L. Repair of full-thickness femoral

condyle cartilage defects using allogeneic synovial cell-engineered tissue constructs. // Osteoarthritis Cartilage. - 2009. - Vol. 17. - № 6. - P. 714-722.

275. Peppo de G.M., Sjovall P., Lenner^s M., Strehl R., Hyllner J., Thomsen P., Karlsson C. Osteogenic potential of human mesenchymal stem cells and human embryonic stem cell-derived mesodermal progenitors: a tissue engineering perspective. // Tissue Eng. Part. A. - 2010. - Vol. 16. - № 11. - P. 3413-3426.

276. Peterbauer-Scherb A., Griensven van M., Meinl A., Gabriel C., Redl H., Wolbank S. Isolation of pig bone marrow mesenchymal stem cells suitable for one-step procedures in chondrogenic regeneration. //J. Tissue Eng. Regen. Med. - 2010. -Vol. 4. - № 6. - P. 485-490.

277. Phillips A.M. Overview of the fracture healing cascade. // Injury. - 2005. -Vol. 36.-Suppl3.-P. S5-S7.

278. Pieri F., Lucarelli E., Corinaldesi G., Iezzi G., Piattelli A., Giardino R., Bassi M., Donati D., Marchetti C. Mesenchymal stem cells and platelet-rich plasma enhance bone formation in sinus grafting: a histomorphometric study in minipigs. // J. Clin. Periodontol. - 2008. - Vol. 35. - № 6. - P. 539-546.

279. Pieri F., Lucarelli E., Corinaldesi G., Fini M., Aldini N.N., Giardino R., Donati D., Marchetti C. Effect of mesenchymal stem cells and platelet-rich plasma on the healing of standardized bone defects in the alveolar ridge: a comparative histomorphometric study in minipigs. // J. Oral Maxillofac. Surg. - 2009. - Vol. 67. -№2.-P. 265-272.

280. Plowman P.N., Flemans R.J. Human pulmonary macrophages: the relationship of smoking to the presence of sea blue granules and surfactant turnover. // J. Clin. Pathol. - 1980. - Vol. 33. - № 8. - P. 738-743.

281. Poncelet A.J., Denis D., Gianello P. Cellular xenotransplantation. // Curr. Opin. Organ Transplant. - 2009. - Vol. 14. - № 2. - P. 168-174.

282. Potter K.A,, Simon J.S., Velagapudi B., Capadona J.R. Reduction of autofluorescence at the microelectrode-cortical tissue interface improves antibody detection. // J. Neurosci. Methods. - 2012. - Vol. 203. - № 1. - P. 96-105.

283. Pressman J.J., Burtz M.V., Shafer L. Further observations related to direct

communication between lymph nodes and veins. // Surg. Gynec. Obstet. - 1964. -Vol. 5.-P. 987-990.

284. Prochazka E, Soukup T, Hroch M, Fuksa L, Brcakova E, Cermanova J, Kolouchova G, Urban K, Mokry J, Micuda S. Methotrexate released in vitro from bone cement inhibits human stem cell proliferation in S/G2 phase. // Int. Orthop. -2010. - Vol. 34. - № 1. - P. 137-142.

285. Qi M, Hu J, Zou S, Zhou H, Han L. Mandibular distraction osteogenesis enhanced by bone marrow mesenchymal stem cells in rats. // J. Craniomaxillofac. Surg. - 2006. - Vol. 34. - № 5. - P. 283-289.

286. Quarto N, Behr B, Longaker M.T. Opposite spectrum of activity of canonical wnt signaling in the osteogenic context of undifferentiated and differentiated mesenchymal cells: implications for tissue engineering. // Tissue Eng. Part A. -2010. - Vol. 16. -№ 10. - P. 3185-3197.

287. Ratajczak M.Z, Kucia M, Reca R, Majka M, Janowska-Wieczorek A, Ratajczak J. Stem cell plasticity revisited: CXCR4-positive cells expressing mRNA for early muscle, liver and neural cells 'hide out' in the bone marrow. // Leukemia. -2004. - Vol. 18. -№ 1. - P. 29-40.

288. Reichert J.C, Heymer A, Berner A, Eulert J, Nôth U. Fabrication of polycaprolactone collagen hydrogel constructs seeded with mesenchymal stem cells for bone regeneration. // Biomed. Mater. - 2009. - Vol. 4. - № 6. - P. 065001.

289. Reusch R.N, Bryant E.M, Henry D.N. Increased poly-(R)-3-hydroxybutyrate concentrations in streptozotocin (STZ) diabetic rats. // Acta Diabetol. - 2003. - Vol. 40.2.-P. 91-94.

290. Richter W. Mesenchymal stem cells and cartilage in situ regeneration. // J. Intern. Med. - 2009. - Vol. 266. - № 4. - P. 390-405.

291. Rijt van L.S, Kuipers H, Vos N, Hijdra D, Hoogsteden H.C, Lambrecht B.N. A rapid flow cytometric method for determining the cellular composition of bronchoalveolar lavage fluid cells in mouse models of asthma. // J. Immunol. Methods. - 2004. - Vol. 288. - № 1-2. - P. 111-121.

292. Rimondini L, Mele S. Stem cell technologies for tissue regeneration in

dentistry. // Minerva Stomatol. - 2009. - Vol. 58. - № 10. - P. 483-500.

293. Romero-Prado M., Blázquez C, Rodríguez-Navas C., Muñoz J., Guerrero I., Delgado-Baeza E., Gareía-Ruiz J.P. Functional characterization of human mesenchymal stem cells that maintain osteochondral fates. // J. Cell. Biochem. -2006. - Vol. 98. -№ 6. - P. 1457-1470.

294. Roobrouck V.D., Ulloa-Montoya F., Verfaillie C.M. Self-renewal and differentiation capacity of young and aged stem cells. // Exp. Cell. Res. - 2008. - Vol. 314.-№9.-P. 1937-1944.

295. Rosenbaum A .J., Grande D.A., Dines J.S. The use of mesenchymal stem cells in tissue engineering: A global assessment. // Organogenesis. - 2008. - Vol. 4. - № 1. - P. 23-27.

296. Rusznyak I., Foldi M., Szabo G. Lymphatics and Lymph Circulation, 2nd ed. Oxford, 1967.

297. Ruth K., Grubelnik A., Hartmann R., Egli T., Zinn M., Ren Q. Efficient production of (R)-3-Hydroxycarboxylic acids by biotechnological conversion of polyhydroxyalkanoates and their purification. // Biomacromolecules. - 2007. - Vol. 8. -№ l.-P. 279-286.

298. Salvadè A., Belotti D., Donzelli E., D'Amico G., Gaipa G., Renoldi G., Carini F., Baldoni M., Pogliani E.M., Tredici G., Biondi A., Biagi E. GMP-grade preparation of biomimetic scaffolds with osteo-differentiated autologous mesenchymal stromal cells for the treatment of alveolar bone resorption in periodontal disease. // Cytotherapy. - 2007. - Vol. 9. - № 5. - P. 427-438.

299. Sauerbier S., Strieker A., Kuschnierz J., Biihler F., Oshima T., Xavier S.P., Schmelzeisen R., Gutwald R. In vivo comparison of hard tissue regeneration with human mesenchymal stem cells processed with either the FICOLL method or the BMAC method. // Tissue Eng. Part C Methods.-2010. -Vol. 16. -№ 2. -P. 215-223.

300. Scharstuhl A., Schewe B., Benz K., Gaissmaier C., Bühring H.J., Stoop R. Chondrogenic potential of human adult mesenchymal stem cells is independent of age or osteoarthritis etiology. // Stem Cells. - 2007. - Vol. 25. - № 12. - P. 3244-3251.

301. Schneider R.K., Puellen A., Kramann R., Raupach K., Bornemann J.,

Knuechel R, Perez-Bouza A, Neuss S. The osteogenic differentiation of adult bone marrow and perinatal umbilical mesenchymal stem cells and matrix remodelling in three-dimensional collagen scaffolds. // Biomaterials. - 2010. - Vol. 31. - № 3. - P. 467-480.

302. Schroer H, Hauck G. Fluid and substance pathway through the extracellular space. // Biol. Anat. - 1977. - Vol. 15. - P. 231-233.

303. Shao Z, Liu B, Peng Q, Liu W, Liu Y, Liu R, Xu Y, Liu L. Transplantation of osteoblast-like cells to the distracted callus in the rabbit mandible. // Plast. Reconstr. Surg. - 2007. - Vol. 119. - № 2. - P. 500-507.

304. Shayesteh Y.S, Khojasteh A, Soleimani M, Alikhasi M, Khoshzaban A, Ahmadbeigi N. Sinus augmentation using human mesenchymal stem cells loaded into a beta-tricalcium phosphate/hydroxyapatite scaffold. // Oral Surg. Oral Med. Oral Pathol. Oral Radiol. Endod. - 2008. - Vol. 106. - № 2. - P. 203-209.

305. Shi Q, Rafii S, Wu M.H. et al. Evidence for circulating bone marrow-derived endothelial cells. // Blood. - 1998. - Vol. 92. - № 2. - P. 362-367.

306. Shi X, Wang Y, Varshney R.R, Ren L, Zhang F, Wang D.A. In-vitro osteogenesis of synovium stem cells induced by controlled release of bisphosphate additives from microspherical mesoporous silica composite. // Biomaterials. - 2009. -Vol. 30. - № 23-24. - P. 3996-4005.

307. Shi X, Wang Y, Varshney R.R, Ren L, Gong Y, Wang D.A. Microsphere-based drug releasing scaffolds for inducing osteogenesis of human mesenchymal stem cells in vitro. // Eur. J. Pharm. Sci. - 2010. - Vol. 39. - № 1-3. - P. 59-67.

308. Shirai K, Ishisaki A, Kaku T, Tamura M, Furuichi Y. Multipotency of clonal cells derived from swine periodontal ligament and differential regulation by fibroblast growth factor and bone morphogenetic protein. // J. Periodontal. Res. -2009. - Vol. 44. - № 2. - P. 238-247.

309. Shoji T, Ii M, Mifune Y., Matsumoto T, Kawamoto A, Kwon S.M, Kuroda T, Kuroda R, Kurosaka M, Asahara T. Local transplantation of human multipotent adipose-derived stem cells accelerates fracture healing via enhanced osteogenesis and angiogenesis. // Lab. Invest. - 2010. - Vol. 90. - № 4. - P. 637-649.

310. Siew E.L., Rajab N.F., Osman A.B., Sudesh K., Inayat-Hussain S.H. Mutagenic and clastogenic characterization of poststerilized poly(3-hydroxybutyrate-co-4-hydroxybutyrate) copolymer biosynthesized by Delftia acidovorans. // J. Biomed. Mater. Res. A. - 2009. - Vol. 91. - № 3. - P. 786-794.

311. Singh S., Jones B.J., Crawford R., Xiao Y. Characterization of a mesenchymal-like stem cell population from osteophyte tissue. // Stem Cells Dev. -2008. - Vol. 17. - № 2. - P. 245-254.

312. Smiler D., Soltan M., Albitar M. Toward the identification of mesenchymal stem cells in bone marrow and peripheral blood for bone regeneration. // Implant Dent. - 2008. - Vol. 17. - № 3. - P. 236-247.

313. Song J.S., Stefanik D., Damek-Poprawa M., Alawi F., Akintoye S.O. Differentiation and regenerative capacities of human odontoma-derived mesenchymal cells. // Differentiation. - 2009. - Vol. 77. - № 1. - P. 29-37.

314. Song S.J., Jeon O., Yang H.S., Han D.K., Kim B.S. Effects of culture conditions on osteogenic differentiation in human mesenchymal stem cells. // J. Microbiol. Biotechnol. - 2007. - Vol. 17. - № 7. - P. 1113-1119.

315. Sotiropoulou P.A., Papamichail M. Immune properties of mesenchymal stem cells. // Methods Mol. Biol. - 2007. - Vol. 407. - P. 225-243.

316. Sotiropoulou P.A., Perez S.A., Papamichail M. Clinical grade expansion of human bone marrow mesenchymal stem cells. // Methods Mol. Biol. - 2007. - Vol. 407. - P. 245-263.

317. Steenhuis P., Carr K.M., Pettway G.J., Ignelzi M.A. Jr. Osteogenic and adipogenic cell fractions isolated from postnatal mouse calvaria. // Cells Tissues Organs. - 2009. - Vol. 190. - № 3. - P. 150-157.

318. Steinwachs M.R., Kreuz P.C., Guhlke-Steinwachs U., Niemeyer P. Current treatment for cartilage damage in the patellofemoral joint. //. Orthopäde. - 2008. -Vol. 37.-№9.-P. 841-847.

319. Sterns E., Doris P. Studies on indirect lymphography in the dog //Canad. J. Surg. - 1967. - Vol. 93. -№ 2. - P. 208-217.

320. Stoya G., Klemm A., Baumann E., Vogelsang H., Ott U., Linss W., Stein G.

Determination of autofluorescence of red blood cells (RbCs) in uremic patients as a marker of oxidative damage. // Clin Nephrol. - 2002. - Vol. 58. - № 3. - P. 198-204.

321. Strube P, Mehta M, Baerenvvaldt A, Trippens J, Wilson C.J, Ode A, Perka C, Duda G.N, Kasper G. Sex-specific compromised bone healing in female rats might be associated with a decrease in mesenchymal stem cell quantity. // Bone. -

2009. - Vol. 45. - № 6. - P. 1065-1072.

322. Sumiyoshi K, Kubota S, Furuta R.A, Yasui K, Aoyama E, Kawaki H, Kawata K, Ohgawara T, Yamashiro T, Takigawa M. Thrombopoietic-mesenchymal interaction that may facilitate both endochondral ossification and platelet maturation via CCN2. // J. Cell. Commun. Signal. - 2010. - Vol. 4. - № 1. - P. 5-14.

323. Sun H, Feng K, Hu J, Soker S, Atala A, Ma P.X. Osteogenic differentiation of human amniotic fluid-derived stem cells induced by bone morphogenetic protein-7 and enhanced by nanofibrous scaffolds. // Biomaterials. -

2010. - Vol. 31. - № 6. - P. 1133-1139.

324. Sun J, Dai Z, Zhao Y, Chen G.Q. In vitro effect of oligo-hydroxyalkanoates on the growth of mouse fibroblast cell line L929. // Biomaterials. - 2007. - Vol. 28. -№ 27. -P.3896-3903.

325. Sun W, Li Z, Shi Z, Zhang N, Li Y, Cui F. Effect of nano-hydroxyapatite collagen bone and marrow mesenchymal stem cell on treatment of rabbit osteonecrosis of the femoral head defect. // Zhongguo Xiu Fu Chong Jian Wai Ke Za Zhi. - 2005. - Vol. 19. - № 9. - P. 703-706.

326. Tai K, Pelled G, Sheyn D, Bershteyn A, Han L, Kallai I, Zilberman Y, Ortiz C, Gazit D. Nanobiomechanics of repair bone regenerated by genetically modified mesenchymal stem cells. // Tissue Eng. Part A. - 2009. - Vol. 14. - № 10. -P. 1709-1720.

327. Tallheden T, Dennis J.E, Lennon D.P, Sjogren-Jansson E, Caplan A.I, Lindahl A. Phenotypic plasticity of human articular chondrocytes. // J. Bone Joint Surg. Am. - 2003. - Vol. 85-A. - Suppl 2. - P. 93-100.

328. Tamer el M.K, Reis R.L. Progenitor and stem cells for bone and cartilage regeneration. // J. Tissue Eng. Regen. Med. - 2009. - Vol. 3. - № 5. - P. 327-337.

329. Tan Z., Zhao Q., Gong P., Wu Y., Wei N., Yuan Q., Wang C., Liao D., Tang H. Research on promoting periodontal regeneration with human basic fibroblast growth factor-modified bone marrow mesenchymal stromal cell gene therapy. // Cytotherapy. - 2009. - Vol. 11. -№3. -P. 317-325.

330. Tapp H., Hanley E.N. Jr., Patt J.C., Gruber H.E. Adipose-derived stem cells: characterization and current application in orthopaedic tissue repair. // Exp. Biol. Med. (Maywood). - 2009. - Vol. 234. - № 1. - P. 1-9.

331. Tjomkin E.S., Jaroschenko I.F., Stazenko J.W., Jerschenko W.F., Pupyschewa G.I., Goijewa R. Morphological features of regional lymph nodes and coagulation of the draining lymph in case of experimental apical periodontitis. // Stomatol. DDR. - 1990. - Vol. 40. - № 1. - P. 35-36.

332. Tomar G.B., Srivastava R.K., Gupta N., Barhanpurkar A.P., Pote S.T., Jhaveri H.M., Mishra G.C., Wani M.R. Human gingiva-derived mesenchymal stem cells are superior to bone marrow-derived mesenchymal stem cells for cell therapy in regenerative medicine. // Biochem. Biophys. Res. Commun. - 2010. - Vol. 393. - № 3.-P. 377-383.

333. Tsuchiya H., Kitoh H., SugiuraF., Ishiguro N. Chondrogenesis enhanced by overexpression of sox9 gene in mouse bone marrow-derived mesenchymal stem cells. //Biochem. Biophys. Res. Commun. - 2003. - Vol. 301. - № 2. - P. 338-343.

334. Tuli R., Tuli S., Nandi S., Wang M.L., Alexander P.G., Haleem-Smith H., Hozack W.J., Manner P.A., Danielson K.G., Tuan R.S. Characterization of multipotential mesenchymal progenitor cells derived from human trabecular bone. // Stem Cells. - 2003. - Vol. 21. - № 6. - P. 681-693.

335. Ueda M., Tohnai I., Nakai H. Tissue engineering research in oral implant surgery. // Artif. Organs. - 2001. - Vol. 25. - № 3. - P. 164-171.

336. Undale A.H., Westendorf J.J., Yaszemski M.J., Khosla S. Mesenchymal stem cells for bone repair and metabolic bone diseases. // Mayo Clin. Proc. - 2009. - Vol. 84.-№10.-P. 893-902.

337. Varkey M., Kucharski C., Doschak M.R., Winn S.R., Brochmann E.J., Murray S., Matyas J.R., Zernicke R.F., Uludag H. Osteogenic response of bone

marrow stromal cells from normal and ovariectomized rats treated with a low dose of basic fibroblast growth factor. //Tissue Eng. - 2007. - Vol. 13. - № 4. - P. 809-817.

338. Vermaelen K, Pauwels R. Accurate and simple discrimination of mouse pulmonary dendritic cell and macrophage populations by flow cytometry: methodology and new insights. // Cytometry A. - 2004. - Vol. 61. - № 2. - P. 170177.

339. Volova T.G, Kalacheva G.S, Kozhevnikov I.V., Steinbüchel A. Biosynthesis of multicomponent polyhydroxyalkanoates by Wautersia eutropha. // Microbiology. -2007. - Vol. 76. - № 6. - P. 704-711.

340. Wakitani S, Yamamoto T. Response of the donor and recipient cells in mesenchymal cell transplantation to cartilage defect. // Microsc. Res. Tech. - 2002. -Vol. 58. -№1.-P. 14-18.

341. Wan C, He Q, Li G. Allogenic peripheral blood derived mesenchymal stem cells (MSCs) enhance bone regeneration in rabbit ulna critical-sized bone defect model. // J. Orthop. Res. - 2006. - Vol. 24. - № 4. - P. 610-618.

342. Wang L, Wang Z.-H, Shen C.-Y., You M.-L, Xiao J.-F, Chen G.-Q. Differentiation of human bone marrow mesenchymal stem cells grown in terpoiyesters of 3-hydroxyalkanoates scaffolds into nerve cells. // Biomaterials. -2010. - Vol. 31. -№7.-P. 1691-1698.

343. Wang M, Chen L.J, Weng J. et al. Manufacture and evaluation of bioactive and biodegradable materials and scaffolds for tissue engineering. // J. Mater. Sei: Materials in Medicine. - 2002. - № 12 - P. 856-860.

344. Wang N.K, Fine H.F, Chang S, Chou C.L, Cella W, Tosi J, Lin C.S, Nagasaki T, Tsang S.H. Cellular origin of fundus autofluorescence in patients and mice with a defective NR2E3 gene. // Br. J. Ophthalmol. - 2009. - Vol. 93. - № 9. - P. 1234-1240.

345. Wang Y, Shi X, Ren L, Yao Y, Wang D.A. In vitro osteogenesis of synovium mesenchymal cells induced by controlled release of alendronate and dexamethasone from a sintered microspherical scaffold. // J. Biomater. Sei. Polym. Ed. - 2010. - Vol. 21. - № 8-9. - P. 1227-1238.

346. Wang Z., Song J., Taichman R.S., Krebsbach P.H. Ablation of proliferating marrow with 5-fIuorouracil allows partial purification of mesenchymal stem cells. // Stem Cells. - 2006. - Vol. 24. - № 6. - P. 1573-1582.

347. Watson J. Suppressing autofluorescence of erythrocytes. // Biotech. Histochem. -2011. - Vol. 86. -№3. - P. 207.

348. Wei J.P., Nawata M., Wakitani S., Kametani K., Ota M., Toda A., Konishi I., Ebara S., Nikaido T. Human amniotic mesenchymal cells differentiate into chondrocytes. // Cloning Stem Cells. - 2009. - Vol. 11. - № 1. - P. 19-26.

349. Weibel E.R. Stereological methods. London: Academic Press, 1979. 415 p.

350. Weinand C., Gupta R., Weinberg E., Madisch I., Neville C.M., Jupiter J.B., Vacanti J.P. Toward regenerating a human thumb in situ. // Tissue Eng. Part A. -2009. - Vol. 15. - № 9. - P. 2605-2615.

351. Wu G., Deng Z.H., Fan X.J., Ma Z.F., Sun Y.J., Ma D.D., Wu J.J., Shi J.N., Jin Y. Odontogenic potential of mesenchymal cells from hair follicle dermal papilla. // Stem Cells Dev. - 2009. - Vol. 18. - № 4. - P. 583-589.

352. Wu Q., Wang Y., Chen G.Q. Medical application of microbial biopolyesters polyhydroxyalkanoates. // Artif. Cells Blood Substit. Immobil. Biotechnol. - 2009. -Vol. 37. -№ l.-P. 1-12.

353. Wu X., Pan L., Wang Z., Liu X., Zhao D., Zhang X., Rupp R.A., Xu J. Ultraviolet irradiation induces autofluorescence enhancement via production of reactive oxygen species and photodecomposition in erythrocytes. // Biochem. Biophys. Res. Commun. - 2010. - Vol. 396. - № 4. - P. 999-1005.

354. Wulf G.G., Chapuy B., Trumper L. Mesenchymal stem cells from bone marrow. Phenotype, aspects of biology, and clinical perspectives. // Med. Klin. (Munich). - 2006. - Vol. 101. - № 5. - P. 408-413.

355. Xiao Y., Qian H., Young W.G., Bartold P.M. Tissue engineering for bone regeneration using differentiated alveolar bone cells in collagen scaffolds. // Tissue Eng. - 2003. - Vol. 9. - № 6. - P. 1167-1177.

356. Xiao Z.M., Jiang H., Zhan X.L., Wu Z.G., Zhang X.L. Treatment of osteonecrosis of femoral head with BMSCs-seeded bio-derived bone materials

combined with rhBMP-2 in rabbits. // Chin. J. Traumatol. - 2008. - Vol. 11. - № 3. -P. 165-170.

357. Xie L, Li Q, Johnson J, Zhang J, Milhous W, Kyle D. Development and validation of flow cytometric measurement for parasitaemia using autofluorescence and YOYO-1 in rodent malaria. // Parasitology. - 2007. - Vol. 134. - Pt 9. - P. 11 Sill 62.

358. Xie L.W, Fang H, Chen A.M., Li F. Differentiation of rat adipose tissue-derived mesenchymal stem cells towards a nucleus pulposus-like phenotype in vitro. // Chin. J. Traumatol. - 2009. - Vol. 12. - № 2. - P. 98-103.

359. Xu H.H, Zhao L, Detamore M.S., Takagi S, Chow L.C. Umbilical cord stem cell seeding on fast-resorbable calcium phosphate bone cement. // Tissue Eng. Part A. - 2010. - Vol. 16. - № 9. - P. 2743-2753.

360. Xu J, Wang W, Kapila Y, Lotz J, Kapila S. Multiple differentiation capacity of STRO-1+/CD146+ PDL mesenchymal progenitor cells. // Stem Cells Dev. - 2009. - Vol. 18. - № 3. - P. 487-496.

361. Xu X.Y, Li X.T, Peng S.W. et al. The behaviour of neural stem cells on polyhydroxyalkanoate nanofíber scaffolds. //Biomaterials. -2010. - May. - Vol. 31. -№ 14.-P. 3967-3975.

362. Yamada Y, Boo J.S, Ozawa R, Nagasaka T, Okazaki Y, Hata K, Ueda M. Bone regeneration following injection of mesenchymal stem cells and fibrin glue with a biodegradable scaffold. // J. Craniomaxillofac. Surg. - 2003. - Vol. 31. - № 1. -P. 27-33.

363. Yamada Y, Ueda M, Hibi H, Baba S. A novel approach to periodontal tissue regeneration with mesenchymal stem cells and platelet-rich plasma using tissue engineering technology: A clinical case report. // Int. J. Periodontics Restorative Dent. - 2006. - Vol. 26. - № 4. - P. 363-369.

364. Yamada Y, Nakamura S, Ito K, Sugito T, Yoshimi R, Nagasaka T., Ueda M. A feasibility of useful cell-based therapy by bone regeneration with deciduous tooth stem cells, dental pulp stem cells, or bone-marrow-derived mesenchymal stem cells for clinical study using tissue engineering technology. // Tissue Eng. Part A. -

2010. - Vol. 16. - № 6. - P. 1891-1900.

365. Yamaza T., Kentaro A., Chen C., Liu Y., Shi Y., Gronthos S., Wang S., Shi S. Immunomodulatory properties of stem cells from human exfoliated deciduous teeth. // Stem Cell. Res. Ther. - 2010. - Vol. 1. - № 1. - P. 5.

366. Yan H., Yu C. Repair of full-thickness cartilage defects with cells of different origin in a rabbit model. // Arthroscopy. - 2007. - Vol. 23. - № 2. - P. 178-187.

367. Yang Z.H., Jin F., Zhang X.J., Liu X., Zhang Y.F., Liu J.Q., Duan Y.Z., Jin Y. A novel possible strategy based on self-assembly approach to achieve complete periodontal regeneration. // Artif. Organs. - 2010. - Vol. 34. - № 7. - P. 603-609.

368. Yoshimi R., Yamada Y., Ito K., Nakamura S., Abe A., Nagasaka T., Okabe K., Kohgo T., Baba S., Ueda M. Self-assembling peptide nanofiber scaffolds, platelet-rich plasma, and mesenchymal stem cells for injectable bone regeneration with tissue engineering. // J. Craniofac. Surg. - 2009. - Vol. 20. - № 5. - P. 15231530.

369. Yu B.Y., Chen P.Y., Sun Y.M., Lee Y.T., Young T.H. Effects of the surface characteristics of polyhydroxyalkanoates on the metabolic activities and morphology of human mesenchymal stem cells. // J. Biomater. Sci. Polym. Ed. - 2010. - Vol. 21. -№ l.-P. 17-36.