Получение культуры ткани и эпителиальных клеток мантии пресноводных моллюсков родов Unio и Anodonta, обитающих в реках Подмосковья тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.25, кандидат биологических наук Ковтун, Надежда Евгеньевна

• Ковтун, Надежда Евгеньевна
• кандидат биологических наук
• 2008

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Ковтун, Надежда Евгеньевна

Список сокращений

Введение

Глава 1. Обзор литературы

1.1. Анатомия и физиология двустворчатых моллюсков

1.2. Минерально-органическая система перламутрового слоя раковины

1.2.1. Строение раковины

1.2.2. Представление о процессах биоминерализации в 70-80х годах прошлого столетия

1.2.3. Комплекс протеинов как основа кристаллизации арагонита в перламутровом слое. Новые представления о процессах биоминерализации

1.2.4. Карбоангидраза перламутрового слоя жемчужниц

1.2.5. Характеристика новых белков, входящих в состав минерально-органической системы раковин моллюсков

1.3. Остеоиндуктивные свойства перламутра и его компонентов

1.4. Получение культуры ткани мантии моллюсков и эпителиальных клеток. Ростовые среды

Глава 2. Материалы и методы

2.1. Подготовка животных для получения тканевых эксплантатов

2.2. Культура ткани мантии и эпителиальных клеток мантии моллюска

2.3. Приготовление модифицированной ростовой среды

2.4. Гистологическое и микроскопическое исследование ткани мантии и эпителиальных клеток мантии моллюска

Обработка дна чашек Петри различными типами субстратов и мембран

Рентгеноспектральный и рентгеноструктурный анализы

Глава 3. Результаты исследования

3.1. Культивирование ткани мантии и эпителиальных клеток в стандартных условиях. Гистологическое исследование ткани мантии моллюска

3.2. Культивирование ткани мантии в модифицированной ростовой среде и на чашках Петри, обработанных различными субстратами.

3.2.1. Субстрат поли-L-лизин гидробромид

3.2.2. Использование в качестве субстрата белковых мембран на основе ЭПЖ

3.3. Рентгеноструктурный и рентгеноспектральный анализы перламутра

Глава 4. Обсуждение результатов

Выводы

Благодарности

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Получение культуры ткани и эпителиальных клеток мантии пресноводных моллюсков родов Unio и Anodonta, обитающих в реках Подмосковья»

В последние годы разработке методов искусственного получения перламутра, с использованием мантийной ткани двустворчатых моллюсков посвящено множество работ. Работы по использованию культуры ткани мантии проводятся на пресноводных и преимущественно морских моллюсках (Barik, et al., 2004). Мировые запасы природных жемчужниц уменьшаются с каждым годом, а разведение таких раковин процесс дорогостоящий и трудоёмкий.

В России имеются огромные запасы пресноводных перламутробразующих раковин, в основном, двух родов, Anodonta и Unio. Они распространены в реках, практически по всей территории России, от Европейской части до Дальнего Востока. Anodonta и Unio образуют хороший перламутровый слой, что допускает возможность получения перламутра по средствам культуры ткани мантии.

Перламутр, на сегодняшний день, является одним из наиболее исследуемых материалов, стоящих на вооружении реконструктивной медицины и ортопедии. Свойства перламутра в целом и отдельных его белковых или минеральных компонентов исследуются не только in vitro, но и на животных моделях. На основании экспериментальных данных были сделаны заключения, о способности перламутра двустворчатых моллюсков и его частных компонентов стимулировать клеточную дифференциацию и способствовать регенерации костной ткани.

Натуральные раковины моллюсков, являются идеальной основой для тканевой инженерии с целью обеспечения структурного микроокружения, аналогичного кости, подразумевающего необходимую архитектонику для васкуляризации, инвазии клеток кости и ангиогенеза. Перламутр может применяться как ортопедический наполнитель, обладая остеоиндуктивным потенциалом, связанным с его структурными свойствами (Green, at al., 2002).

Таким образом, актуальным представляется изучение в рамках одной работы вопросов, связанных как с получением культуры ткани мантии, так и с проблемой образования полноценного перламутра in vitro. Подобное исследование может не только углубить теоретическое представление о процессе формирования перламутра, но и будет способствовать получению модели, образующей перламутр в комплексе с функционально активными белковыми компонентами, обладающими остеоиндуктивными свойствами.

Целью настоящей работы явилось получение культуры ткани и эпителиальных клеток мантии пресноводных моллюсков с сохранением их секреторной активности.

Исходя из цели исследования, были сформулированы следующие конкретные задачи:

1. Получить функционально активную культура ткани мантии и эпителиальных клеток пресноводных моллюсков родов Unio и Anodonta.

2. Оптимизировать качественный состав питательной среды для обеспечения успешного процесса кристаллизации перламутра и его основного структурного компонента арагонита.

3. Индуцировать и форсировать процесс кристаллизации арагонита, в культуре ткани и эпителиальных клеток мантии.

4. Изучить этапы процесса образования перламутра in vitro.

5. Изучить типы кристаллизации арагонита in vitro.

6. Рентгеноструктурным и рентгеноспектральным анализами подтвердить получение в культуре ткани мантии моллюска арагонита и перламутра, идентичного природному.

Заключение диссертации по теме «Гистология, цитология, клеточная биология», Ковтун, Надежда Евгеньевна

Выводы

1. Получена функционально-активная культура ткани мантии и эпителиальных клеток пресноводных моллюсков родов Unio и Anodonta, способная существовать 50 дней и более.

2. Оптимизирована стандартная ростовая среда DMEM/F-12 (1:1) для обеспечения успешного процесса кристаллизации арагонита и образования многослойного перламутра in vitro.

3. Показано, что культивирование ткани и эпителиальных клеток мантии на поли-Ь-лизине и в особенности на белковых мембранах на основе ЭПЖ, индуцирует и поддерживает процесс эффективной кристаллизации арагонита.

4. Установлено, что кристаллы арагонита in vitro, могут принимать различную форму: альвеолярную, игольчатую, полигональную и преимущественно пластинчатую.

5. На основании полученных данных, процесс образования перламутра in vitro, можно подразделить на три основных этапа:

• кристаллизацию мелких пластин арагонита на основе органического матрикса мембран ЭПЖ, начиная с 3 суток культивирования ткани мантии.

• образование однослойного перламутра на 8-10 сутки культивирования мантии на мембранах из ЭПЖ.

• образование крупных полигональных пластин арагонита, на основе подлежащих слоев перламутра, начиная с 14 суток культивирования ткани мантии моллюска.

6. Арагонит и перламутр, полученные в культуре ткани мантии моллюска, идентичны природным, что подтверждено рентгеноструктурным и рентгеноспектральным анализами.

Автор выражает сердечную благодарность своему научному руководителю члену-корреспонденту РАМН, доктору биологических наук, профессору К.Н. Ярыгину и научному консультанту доктору медицинских наук, профессору А.А. Сеид-Гусейнову за помощь и ценные советы.

Автор также выражает искреннюю признательность: В.Н. Ярыгину, Н.В. Ярыгину, А.Ю. Лупотову, О.Ю. Абакумовой, В.Н. Орлову, Е.Е. Егорову, С.В. Черкашину, Е.Ю. Бурнашовой, В.Л. Калихману, В.П. Свиридову за помощь в выполнении экспериментальной части диссертации.

Автор благодарит всех сотрудников кафедры Клеточной биологии и технологий РГМУ, а так же все сотрудников лаборатории клеточной биологии института биомедицинской химии РАМН за проявленный интерес к работе и за обсуждение результатов.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Ковтун, Надежда Евгеньевна, 2008 год

1. Голубев С.Н. Реальные кристаллы в скелетах кокколитофорид / М.: Наука, 1981, С. 164.

2. Григорьев Д.П. Минерал как организм / В кн.: Проблемы генетической информации в минералогии. Сыктывкар, 1976, С. 6-7.

3. Досун Ли. Патент, номер международной заявки WO 89/02919, 1989.

4. Козлова Л.Е., Краснов Е. В., Глебовская Е. А. и др. Сравнительное изучение скелетного состава ископаемых и современных кораллов / В кн.: Палеобиогеохимия морских беспозвоночных. Новосибирск: Наука, 1980, С. 3-23.

5. Нгуэн Тинь. Кальций в тканях и полостных жидкостях некоторых пресноводных моллюсков семейства Unionidae // Автореф. дис. канд. биол. наук. М.: МГУ, 1973, С. 29.

6. Пастернак Р.К. Моллюски / В кн.: Жизнь животных. М.: Просвещение, 1988, С.447.

7. Полянский Ю. И. Двустворчатые моллюски/ В кн.: Зоология беспозвоночных. М: Высшая школа, 1981, стр. 81-101

8. Попов С.В. Микроструктура раковины и систематика кардиид / М.: Наука, 1977, С. 123.

9. Сребродский Б.И. Жемчуг.- М.: Наука, 1985, с. 31-42, 46-56.

10. Фрешни Р., Конки Д., Эрба Э., и др. Культура животных клеток. Методы / М.: Мир, 1989, с. 27-44.

11. Шнюков Е.Ф., Деменко Д.П. Жемчуг Черного моря / В кн.: Геологияшельфа УССР. Твердые полезные ископаемые. Киев: Наук. Думка, 1983, С. 173-179.

12. Addadi, L., Weiner, S. Interactions between acidic proteins and crystals: stereochemical requirements in biomineralisation // Protc. Natl Acad. Sci. USA, 1985, V. 82, P. 4110-4114.

13. Addadi L., Berman A., Oldak J.M., Weiner S. Structural and stereochemical relations between acidic macromolecules of organic matrices and crystals // Connect Tissue Res., 1989, v. 21, P.127-135.

14. Addadi L., Moradian J., Shay E., Maroudas N. G., and Weiner S. A Chemical Model for the Cooperation of Sulfates and Carboxylates in Calcite Crystal Nucleation: Relevance to Biomineralization// Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1987, P. 2732-2736.

15. Auzoux S., Domart-Coulon I., Doumenc D. Gill cell cultures of the butterfish clam Ruditapes decussateus II J. Mar. BiotechnoL, 1993; v.l, P. 79-81.

16. Blank S., Arnoldi M., Khoshavaz S., Treccani L., Kuntz M., Grathwohl G. and Fritz M. The nacre protein perlucin nucleates growth of calcium carbonate crystals //Jour. Of Microscopy, 2003, v.212, P.280-291.

17. Barik S.K., Jena J.K., and Janaki Ram. CaC03 crystallization in primary culture of mantle epithelial cells of freshwater pearl mussel // Science, 2004, v. 86, #5, P.730-733.

18. Beedham G.E., and Owen G. The mantle cavity of shell of Solemya parkinsoni II Proc. Zool Soc., 1965, V. 145, P. 405-430.

19. Belcher, A.M., Wu X.H., Christensen, R.J., Hansma, P.K., Stucky, G.D. and Morse, D.E. Control of crystal phase switching and orientation by soluble mollusc-shell proteins // Nature, 1996, v. 381, P.56-58.

20. Belcher A. M. Spatial and temporal resolution of interfaces, phase transition and isolation of three families of proteins in calcium carbonat-basedbiocomposite materials // Ph.D. thesis, University of California, Santa Barbara, CA, 1996.

21. Berman A., Hanson J., Leiserowitz L., Koetzle T.F., Weiner S. & Addadi L. Biological control of crystal texture: a widespread strategy for adapting crystal properties to function // Science, 1993, v. 259, P.776-779.

22. Bevelander G., Nakahara H. Structure and amino acid composition of pearl exposed to sea water for four hundred years // Earth Sci., 1975, v. 29, #2, P. 87-91.

23. Boutin J.A. Myristoylation // Cell Signal, 1997, v. 9, P. 15-35.

24. Bowen C.E., and Tang H. Conchiolin-protein in aragonite shells of mollusks // Сотр. Biochem. Physiol., 1996, v. 115, P. 269-275.

25. Boskey A.L. Mineral-matrix interactions in bone and cartilage// Clin Orthop Relat Res,. 1992, v.281, P. 244-274.

26. Borbas J.E., Wheeler A.P. and Sikes C.S. Molluscan shell matrix phosphoproteins: correlation of degree of phosphorylation to shell mineral microstructure and to in vitro regulation of mineralization // J.Exp. ZooL, 1991, v. 258, P. 1-13.

27. Brunet P.C. Sclerotins // Endeavor, 1967, v. 26, P. 68-74.

28. Cariolou M.A. and Morse D.E. Purification and characterization of calcium-binding conchiolin shell peptides from the mollusc, Haliotis rufescens, as a function of development// J. Сотр. Physiol. В., 1988, v. 157, P. 717-729.

29. Chen S.N., Wen C.M. Establishment of cell lines derived from oyster, Crassostrea gigas Thunberg and hard clam, Meretrix lusoria Roding // Methods Cell Sci., 1999; v. 21, P. 183-192.

30. Crenshaw M.A. The soluble matrix from Mercenaria mercenaria shell // Biomineralisation, 1972, v. 6, P. 6-11.

31. Crenshaw M.A. and Ristedt H. Histochemical and structural study of nautiloid septal nacre // Biomineralization, 1975, v.8, P. 1-8.

32. Davis J.G, Oberholtzer J.C, Burns F.R, Greene M.I. Molecular cloning and characterization of an inner ear-specific structural protein // Science, 1995, Feb 17, v. 267, P. 1031-1034.

33. Delattre O., Catonne Y., Berland S., Borzeix S. and Lopez E. Use of mother of pearl as a bone substitute Experimental study in sheep // European Jour. Of Orthopaedic Surgery & Traumatology, 1997, v. 7, #2, P. 143-147.

34. Duplat D., Chabadel A., Gallet M., Berland S., Bedouet L. The in vitro osteoclastic degradation of nacre // Biomaterials, 2005, v. 26, # 15, P. 2767-2773.

35. Endon M., Hasegawa Y. Culture of mantle epithelial cells expressing shell matrix proteins from scallop Patinopecten yessoensis II Fisheries Science, 2006, v. 72, P. 1277-1285.

36. Falini G., Albeck S., Weiner S., and Addadi L. Control of aragonite or of calcite polymorphism by mollusk shell macromolecules // Science, 1996, v. 271, P. 67-69.

37. Fersht A. Structure and Mechanism in Protein // Science, New York, N.Y.: W.H. Freeman and Company, 1999, chap 5, sect G2, 186, and chap 7, sect D, P. 242.

38. Fritz M. and Morse D.E. The formation of highly organized biogenic polymer/ceramic composite materials: the high-performance microaluminate of molluscan nacre // См/т. Opin., Cell Biol,. 1998, v. 3, P. 55-62.

39. Garcia-Gasca A., Isabel R., Baez O., Betancourt M. Microscopic anatomy of the mantle of the pearl oyster Pinctada mazatlanica (Hanley, 1856) // J. Shellfish Res., 1994, v. 13, P. 85-91.

40. Gardner D. В., Turner F. S., Myers J. M., Dietz Т. H. and Silverman H. Long-term culture of freshwater mussel gill strips: use of serotonin to affect aseptic condition//Biol. Bull., 1991, v. 181, p. 175-180.

41. Grand R.J.A. Acylation of viral and eukaryotic proteins // Biochem J., 1989, v. 258, P. 625-638.

42. Gordon J. and Carriker M.R. Sclerotized protein in the shell matrix of a bivalve mollusk//Mar. Biol., 1980, v. 57, P. 251-260.

43. Gorski J.P. Acidic phosphoproteins from bone matrix: a structural rationalization of their role in biomineralization // Calcif Tissue Int., 1992 , v. 50 (5), P. 391-396.

44. Green D., Howard D., Yang X., Partridg K. Human osteoprogenitors attachment, growth and differentiation on marine invertebrate skeletons // European Cells and Materials, 2002, V. 4, P. 133-134.

45. Greenfield E.M., Wilson D.C. and Grenshaw M.A. Ionotropic nucleation of calcium carbonate by molluscan matrix // Am. Zool., 1984, v. 24, P. 925-932.

46. Hare P.E. Amino acid in the proteins from aragonite and calcite in the shell of Mytillus californianus//Science, 1963, v. 139, P. 216-217.

47. Hare P.E. and Abelson P.H. Amino acid composition of some calcified proteins // Carnegie Inst Washington Yearbk, 1965, V. 64, P. 223-232.

48. Hattan S., Thomas M. and Chasteen D. Purification and characterization of a novel calcium-binding protein from the extrapallial fluid of the mollusc, Mytilus edulis II J.Biol.Chem., 2001, v. 276, P.4461-4468.

49. Hauschka P.V, Carr S.A. Calcium-dependent alpha-helical structure in osteocalcin // Biochemistry, 1982, v. 21 (10), P.2538-2547.

50. Hetrick F.M, Stephens E., Lomax N., Lutrell K. Attempts to develop a marine molluscan cell line // University of Maryland, Sea Grant College Program Technical Report UM-SG-TS-81-06, College Park, 1981.

51. Iwata K. Ultrastructure of the conchiolin matrices in molluscan nacreous layers II J. Fac. Sci. Hokkaido Univ., 1975, v. 17, P. 173-229.

52. Jabbour-Zahab R., Chagot D., Blanc F., Grizel H. Mantle histology, histochemistry and ultrastructure of the pearl oyster Pinctada margaritifera (L.) // Aquat. Living Resour., 1992, v. 5, P. 287-298.

53. Janaki Ram K., Barik S. K. and Jena J. K. In vitro explant culture of mantle epithelium of freshwater pearl-producing mussel, Lamellidens marginalis II The Sixth Indian Fisheries Forum, Mumbai, 2002, P. 270.

54. Kitano Y. The behavior of various inorganic ions in the separation of calcium carbonate from a bicarbonate solution // Bull Chem. Soc. Jpn., 1962, V. 35, P.1973-1980.

55. Kitano Y., and Hood D.W. Calcium carbonate crystal forms formed from sea water by inorganic processes // J. Ocean Soc. Jpn., 1962, V.18, P.35-39.

56. Kitano Y. and Hood D.W.T. The influence of organic material on the polymorphic crystallization of calcium carbonate // Geochim. Cosmochim. Acta., 1965, V. 29, P. 29-41.

57. Kitano Y. and Kanamori N. Synthesis of magnesian calcite at low temperatures and pressures // Geochem. J., 1966, v. 1, P. 1-10.

58. Kitano Y. Geochemical study on the formation of carbonate sediment: lecture by the member awarded the Oceanographical Society of Japan prize for 1986 // J. Ocean Soc. Jpn., 1986, v. 42, P. 402-420.

59. Krampitz G., Drolshagen H., Hausle J. and Hof-Irmscher K. Organic matrices of mollusc shell. In: Biomineralization and Biological Metal Accumulation, Westbroek, P., and deJong, E.W // Dordrecht, Holland: D. Reidel Publ. Co., 1983, P. 231-247.

60. Lamghari M., Almeida M., Berland S., Huet H., Laurent A., Milet C., Lopez E. Stimulation of bone marrow cells and bone formation by nacre: in vivo and in vitro studies //Bone, 1999, v.25, Suppl.2, P. 91-94.

61. Lopez E., Vidal В., Berland S., Camprasse S., Camprasse G., Silve C. Demonstration of capacity of nacre to induce bone formation by human osteoblasts maintained in vitro // Tissue Cells, 1992, v.24, P.667-679.

62. Lowenstam H.A. Minerals formed by organisms // Science , 1981, v. 211, P. 1126-1131.

63. Lowenstam H.A., and Weiner S. Biomineralization // New York, N.Y.: Oxford University Press, 1989, P. 324.

64. Mann S. Moleculer recognition in biomineralization // Nature, 1988, v. 332, P. 119-124.

65. Matsushiro A., Miyashita Т., Miyamoto H., MorimotoK., Tonomura Bl., Tanaka A., and Sato K. Presence of Protein Complex is Prerequisite for Aragonite Crystallization in the Nacreous Layer // Mar. Biotechnol. 2003, v. 5, P. 37-44.

66. Meenakshi V.R., Hare P.E. and Wilbur K.M. Amino acid of organic matrix of neogastropod shells //Сотр. Biochem. Physiol 1971, P. 1037-1043.

67. Miyamoto H., Miyashita Т., Okushima M., Nakano S., Morita T. and Matsushiro A. A carbonic anhydrase from the nacreous layer in oyster pearls // Proc. Natl.Acad. Sci. USA, 1996, V. 93, P. 9657-9660.

68. Miyamoto H., Miyashita Т., Okushima M., Nakano S., Morita T. and Matsushiro A. A carbonic anhydrase from the nacreous layer in oyster pearls // Proc. Nat. Acad. Sci. USA ,1996, V. 93, P. 9657-9660.

69. Moradian-Oldak J., Frolow F., Addadi L. & Weiner S. Interactions between acidic matrix macromolecules and calcium phosphate ester crystals: relevance to carbonate apatite formation in biomineralization // Proc. R. Soc. Lond. B, 1992, V. 247, P. 47-55.

70. Morse D.E., Cariolou M.A., Stucky G.D., Zaremba C.M. and Hansma P.K. Genetic coding in biomineralization of microlaminate composites // Mat. Res. Soc. Symp. Proc., 1993, V. 292, P. 59-67.

71. Mothersill C., Mulfold A. L. and Austin B. Basic methods and media. In Aquatic Invertebrate Cell Culture (eds Mothersill, C. and Austin, B.) // Springer-Praxis, UK, 2000, P. 9-14.

72. Nadu Т. Turicon Research Center, Central Marine Fisheries Research Institute.

73. Odintosova N.A, Ermak A.V, Tsal L.G. Substrate selection for long-term cultivation of marine invertebrate cells // Сотр. Biochem. Physiol., 1994; v. 107A, P. 613-619.

74. Nakahara H., Bevelander G. and Kakei M. Electron microscopic and amino acid studies on the outer and inner shell layers of Haliotis rufescens // Venus, 1982, v. 41, P. 33-46.

75. Ruth Z. Birk, Abramovitch-Gottlib L., Margalit I., Aviv M., Forty E. Conversion of adipogenic to osteogenic phenotype using crystalline porous biomatrices of marine origin // Tissue Engineering, 2006, v. 12, #1, P. 21-31.

76. Saleuddin A.S.M. and Chan W. Shell regeneration in Helix: shell matrix composition and crystal formation // Can.J.Zool. 1969, v. 47, P. 1107-1111.

77. Samata Т., Hayashi N., Kono K., Hasegawa K., Horita C., and Akera S. A new matrix protein family related to the nacreous layer formation of Pinctada fucata // FEBS Lett. 1999, V. 462, P. 225-229.

78. Shen X., Belcher A.M., Hansma P.K., Stucky G.D., and Morse D.E. Molecular cloning and characterization of Lustrin A, a matrix protein from shell and pearl nacre of Haliotis rufescens // J. Biol. Chem. 1997, v. 272, P. 3247232481.

79. Simkiss K., Wada K. Cultured pearl commercialized biomineralisation // Endeavour, 1980, v. 4, # 1, P. 32-37.

80. Sottile J., Hocking D . and Swiatek P. Fibronectin matrix assembly enhances adhesion-dependent cell growth // J. of Cell Science, 1998, v.lll, P. 2933-2943.

81. Stephens E.B., Hetrick F.M. Cultivation of granular amoebocytes from the American oyster // University of Maryland, Department of Microbiology College Park; TCA Manual, 1979, V. 5. #1.

82. Su N-C., Yamamoto G., Kimura Y., Xu Y., Yoshitake K. Can decalcified nacre induce new bone formation? // Jour. Of Shiga University of Medical Science. 2001, v. 16, P. 27-32.

83. Sudo S., Kujikawa Т., Nagakura Т., Okudo Т., Shaguchi К., Tanaka M., Nakashima K., and Tanakashi T. Structure of mollusc shell framework proteins // Nature, 1997, v. 387, P. 563-564.

84. Sud D, Doumenc D, Lopez E, Milet C. Role of water-soluble matrix fraction, extracted from the nacre of Pinctada maxima, in the regulation of cell activity in abalone mantle cell culture (Haliotis tuberculata) II Tissue Cell, 2000, v. 33, P. 154-160.

85. Suzuki M., Murayama E., Inoue H., Ozaki N., Tohse H. Characterization of Prismalin-14, a novel matrix protein from the prismatic layer of the shell Pinctada jucata// Biochem.J., 2004, v. 382, P. 205-213.

86. Takita Т., Akita E., Inouye K., and Tonomura B. Lysylt RNA synthetase from Bacillus stearothermophilus: stopped-flow kinetic analysis of enzyme-lysyladenylate formation // J. Biochem, 1998, v. 124, P. 45-50.

87. Tohill M.,. Mantovani C, McGrouther D.A., Wiberg M. and Terenghi G. Extracellular Matrix Macromolecules Enhance Schwann Cell Growth and

88. Peripheral Nerve Regeneration Through Bio-engineered Conduits // European Cells and Materials, 2003, v. 6., p. 54.

89. Towler D.A., Gordon J.I., Adams S.P., and Glaser L. The biology and enzymology of eukaryotic protein acylation // Annu. Rev. Biochem. 1988, v. 57, P. 69-99.

90. Wada K. Initiation of mineralization in bivalve mollusks // The Mechanisms of Biomineralization in animals and plants, Tokai Univ/ press, P. 7992.

91. Walters D.A., Smith B. L., Belcher A. M., Paloczi G. Т., Stucky G. D., Morse D. E., and Hansma P. K. Modification of calcite crystal growth by abalone shell proteins: an atomic force microscope study // Biophis. J. 1997, v. 72, P. 14251433.

92. Watabe N. Shell. In: Biology of the Integument, Invertebrates, Bereiterhahn J., Matolsty A. G., and Richards K. S. // Berlin: Springer-Velag, 1984, P. 448-485.

93. Weiner S., and Traub W. X-ray diffraction study of the insoluble organic matrix of mollusc shell. FEBS Lett., 1980, v. Ill, P. 311-316.

94. Weiner S. Organization of extracellularly mineralized tissues: A comparative study of biological crystal growth // Crit. Rev. Biochem 1986, v. 20, P. 365-408.

95. Weiner S. Aspartic acid-rich proteins: Major components of the soluble organic matrix of mollusc shells // Calcif. Tissue Int., 1979, v. 29, P.163-167.

96. Weiner S. Mollusc shell formation: Isolation of two organic matrix proteins associated with calcite deposition in the bivalve Mytillus californianus II Biochemistry, 1983, v. 22, P. 4139-4145.

97. Weiner S, Hood L. Soluble protein of the organic matrix of mollusk shells: a potential template for shell formation // Science, 1975, v. 190 (4218), P. 987-989.

98. Weiner S., and Traub W. Phil. Trans. R. Soc. Lond. // B, Biol. Sci. 1984, v. 304, P. 425-434.

99. Weiner, S. and Traub, W. X-ray diffraction study of the insoluble organic matrix of mollusk shells // FEBS Lett. 1980, v. Ill, P. 311-316.

100. Weiss I.M., Kaufmann S., Mann K., and Fritz M. Purification and identification of perlucin and, two new protein from the shell of the mollusc Haliotis laevigata II Biophys. BiochemRes. Commun. 2000, v. 267, P. 17-21.

101. Weiss I.M., Renner C., Strigl M.G. and Fritz M. A simple and reliable method for the determination and localization of chitin in abalone nacre // Chem. Mat., 2002, v. 14, P. 3252-3259.

102. Wen C-M, Kou G-H, Chen S-N Cultivation of cells from the heart of the heart clam, Meretrix lusoria (Roding) // J. Tiss. Cult. Meth. ,1993, v. 15, P. 123130.

103. Wheller A.P., Rusenko K. W., and Sikes C.S. In Chemical Aspects of regulation of Mineralization // University of South Alabama Publication Service, 1988, P. 9-13.

104. Wheeler A.P. Phosphoproteins of oyster (Crassostrea virginica) shell organic matrix. In: Hard Tissue Mineralization and Demineralization, Suga S., and Watabe N. (eds.) // Tokyo: Spring-Verlag, 1992, P. 171-187.

105. Wheeler A.P., Rusenko K.W., Swift D.M., and Sikes C.S. Regulation of in vitro CaC03 crystallization by fractions of oyster shell organic matrix // Mar. Biol. 1988, v. 98, P. 71-80.

106. Whitbread, L. A.;Gregg, K.; Rogers, G. E. The structure and expression of a gene encoding chick claw keratin // Gene, 1991, v. 101, P. 223-229.

107. Wiley-VCH-Verlag , Wada K. Amino acid composition of the organic matrices in the cultured pearls and shell: Profiles of Japanese science and scientists // Tokyo, 1970, P. 227.

108. Zhang Cen, Li Shuo, Ma Zhuojun. A novel matrix protein plO from the nacre of pearl oyster (Pinctada fucata) and its effects on both СаСОз crystal formation and mineralogenic cells // Marine Biotechnology, 2006, v. 8, # 6, P. 624-633.

109. Zaremba C.M., Belcher A.M., Fritz M., Li Y., Mann S., Hansma P.K., Morse D.E., Speck J.S., and Stucky G.D. Critical transitions in the biofabrication of abalone shells and flat pearls // Chem. Mater., 1996, v. 8, P. 679-690.