Разработка быстрого иммунохимического теста для выявления ортопоксвирусов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Ушкаленко Никита Дмитриевич

• Ушкаленко Никита Дмитриевич
• кандидат наук
• 2025

Оглавление диссертации кандидат наук Ушкаленко Никита Дмитриевич

СОДЕРЖАНИЕ

СПИСОК УСЛОВНЫХ ОБОЗНАЧЕНИЙ И ОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. КРАТКАЯ ХАРАКТЕРИСИКА ОРТОПОКСВИРУСОВ И МЕТОДЫ ИХ 15 ЛАБОРАТОРНОЙ ДИАГНОСТИКИ

1.1 Классификация и историческая справка

1.2. Морфология

1.3. Репликация

1.4. Геном

1.5. Белки

1.6. Устойчивость к внешним факторам

1.7. Патогенез и клинические проявления

1.8. Лечение и профилактика

1.9. Лабораторная диагностика

1.10. Заключение 42 ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Материалы

2.2. Вирусные препараты

2.3. Культивирование и выделение вирусов

2.4. Биологические и клинические материалы

2.5. Антитела

2.6. Контрольные образцы

2.7. Выполнение Дот-иммуноанализа

2.8. Обработка результатов 50 ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Отработка технологии изготовления наборов для дот-иммуноанализа

3.1.1. Получение золотого конъюгата

3.1.2. Изготовление белковых матриц 53 3.1.2.1 Выбор материала подложки

3 12 2 Оценка пригодности доступных биоматериалов для 54 изготовления теста

Оценка условий иммобилизации реагентов захвата на ... подложке

Выбор состава для блокирования свободной поверхности подложки

3.1.2.5. Упаковка матриц

3.1.3. Подготовка аналитических ванн

3.1.3.1. Растворы для заполнения аналитической ванны

3.1.3.2. Подбор разведения конъюгата

3.1.3.3. Физический проявитель

3.1.3.4. Герметизация ванн

2 2 Оптимизация условий применения наборов для ускоренного варианта дот- ^ . . анализа

3.2.1. Подбор условий выполнения ускоренного анализа

Сравнительная оценка специфичности и чувствительности

3 22. выявления ортопоксвирусов в рутинной и ускоренной постановке 70 дот-иммуноанализа

Оценка выявления ортопоксвирусов в клинических и биологических . . . материалах

» » Изготовление серий наборов и оценка их эксплуатационных характеристик

3

3.3.1. Комплектация и упаковка наборов 81 3.3.1.1. Материальные затраты

3.3.2. Оценка воспроизводимости

3.3.3. Определение стабильности наборов при хранении

3.3.3.1. Ускоренное определение срока хранения наборов

Исследования стабильности наборов при долговременном

3.3.3.2. 8/ хранении

3 4 Разработка рабочей панели образцов предприятия «РП АГ(+/-)РОХ»

3.5. Разработка научно-технической документации для регистрации набора

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

БЛАГОДАРНОСТИ

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ ИСТОЧНИКОВ

СПИСОК УСЛОВНЫХ ОБОЗНАЧЕНИЙ И ОКРАЩЕНИЙ

БОЕ - бляшкообразующие единицы

ВНО - вирус натуральной оспы

ВОВ - вирус осповакцины

ВОК - вирус оспы коров

ВОКр - вирус осповакцины, штамм Утрехт

ВОИС - вакцина оспенная инактивированная сухая

ВОО - вирус оспы обезьян

ВЭ - вирус эктромелии

ИФ - иммунофлуоресценция

ИФА

КО - контрольный образец

МКАт - моноклональные антитела

ОПВ - ортопоксвирусы

ОС - оптический сигнал

ПВХ - поливинилхлорид

1111 - полипропилен

ПЦР - полимеразная цепная реакция

ПЭГ - полиэтиленгликоль

РБР-О - раствор для разведения образца

РБР-К - раствор для разведения конъюгата

ФСБ-Т - фосфатно-солевой буферный раствор с Tween-20

Ат а/РОХ - антитела из гипериммунной по ВОВ сыворотки кролика

Ат НКС - антитела из нормальной сыворотки кролика

ВВЕДЕНИЕ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Разработка быстрого иммунохимического теста для выявления ортопоксвирусов»

Актуальность темы исследования

По современной классификации род Orthopoxvirus подсемейства Chordopoxvirinae семейства Poxviridae включает 12 видов вирусов, принятых международным таксономическим комитетом и одним неклассифицированным представителем Alaskapox Virus [81]. Все виды ортопоксвирусов (ОПВ), за исключением вируса натуральной оспы, который является исключительно человеческим патогеном, имеют природные резервуары в животных и поэтому классифицируются как зоонозные патогены. Представители различных ОПВ циркулируют в природе практически на всех континентах мира, периодически вызывая заболевания среди животных и людей [45]. В последнее время случаи заболеваний человека ОПВ участились в связи с прекращением вакцинации против оспы [167].

Основными изученными видами ортопоксвирусов (ОПВ), патогенными для человека, являются: вирус натуральной оспы (Variola virus), вирус оспы обезьян (Monkeypox virus), вирус оспы коров (Cowpox virus), вирус оспы верблюдов (Camelpox virus) и вирус осповакцины (Vaccinia virus) [149, 170]. Исследования последних десятилетий показали, что патогенные проявления у человека могут вызывать вирус Ахмета (Akhmeta virus) [80] и вирус Аляска (Alaskapox Virus) [82]. Исследователи не исключают, в будущем, возможности появления патогенных для человека вирусов в результате естественной эволюции, существующих зоонозных ОПВ [46, 166].

Вирусы осповакцины, Ахмета, Аляски, оспы коров и верблюдов у человека вызывают локализованные инфекции, которые самостоятельно разрешаются за 3-4 недели без системных осложнений [80, 82, 154]. В отличие от них, инфекции, вызванные вирусами натуральной оспы (ВНО) или оспы обезьян (ВОО), сопровождаются генерализованным поражением организма с выраженной интоксикацией, лихорадочным синдромом,

специфическими экзантемами и высокой летальностью [23, 46, 154, 174].

5

которые самостоятельно разрешаются за 3-4 недели без системных осложнений [80, 82, 154]. Если ВНО к 1980 г. ликвидирован в результате массовой вакцинации, то ВОО сохраняет эндемический статус в ряде африканских регионов [156]. Учащение случаев вывоза ВОО за пределы Африки подтверждает растущую глобальную значимость инфекции [92, 174, 196].

В системе мероприятий по борьбе с оспой обезьян большое значение имеет ранняя идентификация возбудителя, определяющая эффективность противоэпидемических мер [11, 13]. Диагноз не может быть поставлен только по клиническим признакам из-за полиморфизма симптоматики, характерной для многих экзантемных заболеваний, что требует обязательного лабораторного подтверждения. Диагностика методом электронной микроскопии или выявление вирусной ДНК с использованием различных вариантов полимеразной цепной реакции остаются малодоступными для эндемичных регионов Африки из-за необходимости сложного оборудования, специализированных лабораторий и высококвалифицированного персонала [155, 180].

Иммунохимические методы ограниченны в специфичности выявления отдельных видов вследствие антигенной гомологии ортопоксвирусов, однако позволяют проводить предварительный скрининг в сочетании с эпидемиологическим анамнезом и клинической картиной. В то же время, преимущество иммунохимических методов заключается в технологической простоте, меньшей требовательности к условиям проведения и сокращении времени анализа по сравнению с ПЦР. Существуют портативные тест-системы, с коротким временем постановки анализа [180, 182], но они обладают сравнительно низкой чувствительностью. Разработаны различные модификации иммуноферментного анализа (ИФА), позволяющие выявлять ОПВ при вирусной нагрузке выше 104-103 БОЕ/мл [58, 180], но достижение высокой чувствительности осуществляется за счет многочасовых инкубаций

Таким образом, методы индикации ОПВ требуют усовершенствования, как в плане повышения чувствительности и оперативности получения результатов, так и в отношении простоты выполнения анализа, позволяющей использовать тест непосредственно в очаге заражения, у постели больного или в ограниченных условиях лаборатории с высоким уровнем защиты.

Степень разработанности.

Диагностика спорадических случаев заболеваний, ассоциированных с ОПВ, сопряжена со значительными трудностями, поскольку их клинические проявления часто схожи с симптомами других инфекционных патологий. В то же время, своевременная идентификация возбудителя становится критически важной для реализации этиотропной терапии и карантинных ограничений. Оперативность этих мероприятий напрямую определяет успешность локализации очага инфекции [182]. Дифференциация возбудителя инфекции может быть произведена по биологическим свойствам вируса, по характерной морфологии вирусных частиц, по уникальным свойствам генетического материала, а также по специфическим свойствам вирусных белков, выделенных из патологического материала. Методы изучения биологических свойств возбудителя позволяют идентифицировать конкретные поксвирусы [23, 77], однако они трудоемки, требуют много времени (поскольку включают выделение и размножение вируса) и ограничены хорошо оборудованными лабораториями с высоким уровнем биологической защиты [199]. Электронная микроскопия с негативным окрашиванием [93], а также атомно-силовая микроскопия [183] позволяют получить результаты быстрее, чем вирусологические исследования, но обладают низкой чувствительностью, требуют сложного оборудования и, учитывая сходные морфологические характеристики ОПВ, не позволяют различать виды внутри рода [117, 194].

Диагностические исследования генетического материала ОПВ

позволяют получать наиболее полную информацию для идентификации

возбудителя на уровне вида и штамма, а в ряде случаев могут выявлять

7

естественные или искусственные модификации генома [122]. Самый значительный прогресс в диагностике ОПВ инфекций был достигнут с применением различных модификаций полимеразной цепной реакции (ПЦР). В ПЦР используются малые количества ДНК, и эти методы могут применяться непосредственно к клиническим образцам или культуральным пассажам клинического материала [23, 122]. Мишенями для методов, основанных на ПЦР являются различные вариабельные фрагменты концевых областей генома [61, 122, 168]. ПЦР — это единственный метод, который позволяет различать виды ортопоксвирусов [7]. С использованием ПЦР удается регистрировать сотни и даже десятки копий вирусной ДНК [10], однако такой анализ может выполняться в строго контролируемых лабораторных условиях, предотвращающих перекрестное загрязнение образцов чужеродной ДНК, и требует предварительной инактивации и подготовки пробы [16, 188].

Иммунохимические методы выявления не дифференцирую отдельные виды внутри рода ОПВ, вследствие антигенной гомологии [144]. Принято считать, что иммунохимические методы менее чувствительны, чем ПЦР, однако известны модификации ИФА, позволяющие детектировать ОПВ в концентрациях 102- 103 БОЕ/мл [58, 179]. Данный порог детекции является достаточным для анализа проб окружающей среды, при подозрении на биотеррористический инцидент, или биоматериалов с высокими титрами вируса, например содержимого пустул. В то же время, существующие в настоящее время варианты иммунохимического анализа ОПВ вследствие недостаточной чувствительности или сложности исполнения мало подходят для реализации в африканских сельских районах со слабо развитой лабораторной базой или в условиях ограничений лабораторий с высоким уровнем биологической защиты.

Ранее коллегами из лаборатории иммунохимической диагностики

ФБУН ГНЦ ВБ «Вектор» была разработана платформа дот-иммуноанализа с

иммобилизацией реагентов на плоских белковых матрицах [17-20]. Данный

8

метод может выполняться за короткий промежуток времени, обладает высокими показателями чувствительности и специфичности, не требует дополнительного энергоснабжения и сложного оборудования, допускает осуществление визуальной интерпретации результатов без специализированных детекторов. Эти особенности позволяют рассматривать разработку как перспективное решение для задач оперативного скрининга в рамках данного исследования.

Цель и задачи

Целью настоящей работы являлась разработка чувствительного, быстрого и простого в применении иммунохимического теста для выявления ортопоксвирусов и оценка его эксплуатационных характеристик.

Для достижения указанной цели, требовалось решить следующие задачи:

1. Создать чувствительный, быстрый и простой в исполнении иммунохимический тест, выявляющий ортопоксвирусы, пригодный для применения в очаге заражения и в условиях лаборатории с высоким уровнем защиты.

2. Разработанный тест должен обладать чувствительностью выявления ортопоксвирусов в образцах при концентрации не более 104 БОЕ/мл и специфичностью на уровне рода.

3. Отработать оптимальные условия изготовления и применения экспериментального набора на основе этого теста.

4. Изготовить серии экспериментального набора и оценить их эксплуатационные характеристики при выявлении различных видов ОПВ, в том числе в клинических материалах.

5. Подготовить проекты научно-технической документации для регистрации набора.

Научная новизна и практическая ценность работы

Отработана оригинальная технология изготовления и применения автономного диагностического набора «РОХ-экспресс» для ускоренного выявления ОПВ методом одностадийного дот-иммуноанализа.

Проведены лабораторные испытания набора с использованием широкого круга ОПВ, в том числе высоко патогенных для человека вирусов натуральной оспы и оспы обезьян, и доступных клинических образцов от инфицированных лабораторных животных и человека.

Показано, что применение набора с визуальным учетом результатов анализа позволяет в течение 35 мин при температуре от 18 до 40оС выявлять ОПВ в неочищенных вирусных препаратах, биологических и клинических материалах в концентрации не более 104 БОЕ/мл.

Разработанный набор может быть полезен при обнаружении вирусной угрозы в различных приложениях биологической защиты. Он прост в применении, не требует дополнительного оборудования, энергообеспечения и высокой квалификации оператора, что позволяет использовать его при выполнении анализов непосредственно в очаге заражения, у постели больного или в ограниченных условиях лаборатории с уровнем биобезопасности BSL 3 или BSL 4.

Подготовлены проекты научно-технической документации на производство и применение набора «РОХ-экспресс»: лабораторный регламент, ТУ, инструкция по применению.

Методология и методы исследования.

В работе были использованы вирусологические (культивирование и титрование вирусов in vitro, инфицирование лабораторных животных и получение клинических образцов), морфологические (электронная микроскопия с негативным контрастированием), химические (получение золей золота с заданной дисперсией и системы его проявления) иммуно-химические (дот анализ в разных модификациях) и информационные (компьютерная обработка изображения матриц и статистическая обработка результатов) методы.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Быстрое выявление ортопоксвирусов может быть достигнуто с использованием набора для одностадийного дот-иммуноанализа на белковых матрицах, изготовленного с применением в качестве реагентов захвата и детекции кроличьих поликлональных антител против вируса осповакцины.

2. Набор обеспечивает получение результатов анализа в течение 35 мин при температуре 18-40оС и позволяет выявлять все исследованные ортопоксвирусы в слабо очищенных вирусных препаратах в диапазоне 103104 БОЕ/мл и в клинических и биологических материалах при их содержании не более 104 БОЕ/мл.

3. Простота выполнения анализа, возможность визуального учета результатов с их несложной интерпретацией, а также полная комплектация и энергетическая независимость позволяют применять набор вне лаборатории и в условиях, технически ограниченных уровнями биобезопасности BSL3 и BSL4.

Степень достоверности и апробация результатов

Научные положения и выводы, сформулированные в диссертационной

работе, основываются на фактических данных, представленных в материале

диссертации. Достоверность результатов обеспечивается комплексным

подходом к их достижению с привлечением современных вирусологических,

морфологических, иммунохимических и информационных методов;

многократной воспроизводимостью результатов с использованием широкого

круга ОПВ (в том числе высоко патогенных для человека ВНО и ВОО); а

также статистической обработкой полученных результатов.

Результаты работы отражены в 11 публикациях в отечественных и

зарубежных изданиях, из которых: 1 монография, 4 статьи в ведущих

рецензируемых научных журналах, рекомендованных ВАК Министерства

образования и науки РФ для защиты диссертаций, 6 тезисов докладов на

всероссийских и международных конференциях: VI Международная

конференция молодых ученых: биофизиков, биотехнологов, молекулярных

11

биологов и вирусологов (ОрепВю) (22-25 октября 2019г., Кольцово); Молекулярная диагностика и биобезопасность - 2020 (6 — 8 октября 2020 г., Москва); VII Всероссийская междисциплинарная научно-практическая конференция с международным участием «Социально-значимые и особо опасные инфекционные заболевания» (28 - 30 октября 2020 г., Сочи); XV Ежегодный Всероссийский Конгресс по инфекционным болезням имени академика В.И. Покровского «Инфекционные болезни в современном мире: эволюция, текущие и будущие угрозы» (27-29 марта 2023 г., Москва); X Международная конференция молодых учёных: биоинформатиков, биотехнологов, биофизиков, вирусологов и молекулярных биологов (26-29 сентября 2023 г., Кольцово); III Всероссийский Конгресс "Академия лабораторной медицины: новейшие достижения", (28-30 мая 2024 г., Москва).

Личный вклад автора

Основная часть экспериментальной работы и анализ, обработка результатов, формулирование выводов выполнены лично автором или при его участии.

Культивирование непатогенных и слабопатогенных для человека ортопоксвирусов, работа с инфицированными кроликами, подготовка и титрование образцов проводились сотрудниками отдела геномных исследований ФБУН ГНЦ ВБ «Вектор» Роспотребнадзора.

Все работы с нативными вирусами натуральной оспы и оспы обезьян в условиях лаборатории с уровнем биобезопасности ВБЬ4, а также получение клинических образцов от инфицированных вирусом осповакцины мышей выполнялись сотрудниками отдела «Коллекция микроорганизмов».

Морфологические исследования проведены сотрудниками отдела микроскопических исследований.

Основная часть исследований выполнена в рамках ГЗ 09/19 «Разработка передовых методов экспресс-диагностики ортопоксвирусных

инфекций (формат "у постели больного")».

12

Структура и объем диссертационной работы

Диссертационная работа состоит из введения, собственных исследований, заключения, выводов, списка литературы и четырех приложений. Работа изложена на 120 страниц^ иллюстрирована 24 рисунками и 18 таблицами. Библиографический указатель содержит 205 источников, из которых 23 - работы отечественных и 182 - зарубежных авторов.

ГЛАВА 1. КРАТКАЯ ХАРАКТЕРИСИКА ОРТОПОКСВИРУСОВ И МЕТОДОВ ИХ ЛАБОРАТОРНОЙ ДИАГНОСТИКИ

1.1. Классификация и историческая справка

По современной классификации род Orthopoxvirus подсемейства Chordopoxvirinae семейства Poxviridae включает 12 видов вирусов, принятых международным таксономическим комитетом и одним неклассифицированным представителем Alaskapox Virus [81]. Выделенный в 2015 году Alaskapox Virus ряд исследователей предлагает относить к роду Orthopoxvirus из-за его близкого филогенетического родства к остальным представителям рода [82].

Основными изученными видами ортопоксвирусов (ОПВ), опасными для человека, являются: вирус натуральной оспы (Variola virus), вирус оспы обезьян (Monkeypox virus), вирус оспы коров (Cowpox virus), вирус верблюжьей оспы (Camelpox virus) и вирус осповакцины (Vaccinia virus) [146, 170]. Исследования последних десятилетий показали, что патогенные проявления у человека могут вызывать вирус Ахмета (Akhmeta virus) [80] и вирус Аляска (Alaskapox Virus) [82]. Исследователи не исключают, в будущем, возможности появления патогенных для человека вирусов в результате естественной эволюции, существующих зоонозных ортопоксвирусов [47].

Все виды ортопоксвирусов (ОПВ), за исключением вируса натуральной оспы, который является исключительно человеческим патогеном, имеют природные резервуары в виде животных и поэтому классифицируются как зоонозные патогены. Представители различных ОПВ циркулируют в природе практически на всех континентах мира, периодически вызывая заболевания среди животных и людей [45]. В последнее время случаи заболеваний человека ОПВ участились в связи с прекращением вакцинации против оспы [167].

Наиболее опасным видом рода ОПВ является вирус натуральной оспы

(ВНО), который считается исключительно человеческим патогеном и не

14

имеет известного резервуара-животного. По вирулентности для людей ВНО делится на два подвида: Variola major с летальностью 20—40 %, а в некоторых эпидемических ситуациях — до 90 % и Variola minor или alastrim с летальностью 1—3 % [23]. Российские санитарно-эпидемиологические правила СП 1.3.2322-08 относят ВНО к I группе патогенности.

История возникновения и распространения ВНО включает в себя

столетия, когда оспа наводила ужас на цивилизованный мир и поражала

миллионы людей, вызывая смерть или увечья [31, 64]. Происхождение ВНО

неизвестно. Считается, что он возник в Африке, а затем распространился в

Индию и Китай за тысячи лет до нашей эры. Одно из первых упоминаний

кожных высыпаний, вызванных натуральной оспой, датируется в период,

примерно, 1500 - 1300 г. до н.э. во время египетско-хеттской войны [31]. В

Европу оспа была завезена между V и VII веками, а на американский

континент она проникла в начале шестнадцатого века с испанскими

конкистадорами. К XVIII веку эпидемии оспы были отмечены практически

во всех крупных европейских городах. К этому времени оспа была

эндемичной во всем мире, за исключением Австралии и некоторых

изолированных островов [114]. История оспы неразрывно связана с

историей вакцины против оспы. Зная, что выжившие после заболевания

обладают иммунитетом, в XVII веке в Китае, Индии и Турции

практиковались попытки контролировать распространение оспы методом

«вариоляции» [31]. В конце XVIII века Эдвард Дженнер, перенесший в

детстве вариоляцию, отреагировал на тот факт, что доярки, переболевшие

оспой коров, не заболевают оспой. Впоследствии он разработал вакцину

против оспы, которая будет использоваться в течение почти 200 лет.

Благодаря вакцинации во второй половине XX столетия большая часть

Северной Америки и Западной Европы, Австралия и Новая Зеландия стали

свободны от оспы, в то время как другие страны, особенно в Африке и

Индокитае, продолжали от нее страдать. Всемирная организация

здравоохранения (ВОЗ) в 1967 году начала всемирную кампанию по

15

искоренению оспы путем глобальной иммунизации населения [76, 96], и через 13 лет 8 мая 1980 г. на всемирной ассамблее здравоохранения было объявлено, что мир свободен от оспы [194]. К 1984 г. все страны прекратили вакцинацию населения [161]. Искоренение этого вируса во всем мире — уникальное событие в истории человечества, однако прекращение вакцинации обуславливает постоянное снижение популяционного иммунитета и к настоящему времени лица моложе 40 лет не имеют защиты против оспы. Исследования, проведенные на ограниченных выборках, показали, что около 80% привитых в период массовой иммунизации утратили защитный иммунитет [23]. На сегодняшний день, ВНО хранится только в двух государственных лабораториях с максимальным уровнем безопасности в США и России под контролем ВОЗ [42, 161]. Хотя натуральная оспа считается ликвидированной болезнью, специалисты рассматривают ВНО как потенциальный поражающий агент бактериологической войны или биотеррористических атак из-за его низкой инфицирующей дозы и высокой поражающей способности для людей, а также устойчивости в аэрозольном состоянии, при высушивании и длительном хранении [23, 42, 181, 192].

Вирус оспы обезьян (ВОО) - антропозоонозный вирус, вызывающий

заболевание, признанное наиболее важной ортопоксвирусной инфекцией у

людей в эпоху после ликвидации оспы [174]. Наиболее вероятными

резервуарными хозяевами ВОО считаются белки, мыши, крысы и обезьяны

[43]. ВОО был впервые обнаружен в 1958 году у содержащихся в неволе

приматов [126]. Первые случаи заболевания людей были зарегистрированы в

1970 году в экваториальной провинции Демократической Республики Конго

[119]. С тех пор другие случаи, вызванные ВОО, были зарегистрированы в

Западной и Центральной Африке и в настоящее время вирус считается

эндемичным вирусом в этом регионе [43, 140]. ВОО циркулирует среди

лесных грызунов в тропических лесах. В основном это сельские районы,

поэтому число случаев оспы обезьян, вероятно, занижено из-за

16

ограниченных лабораторных возможностей и эпиднадзора в этих районах [155]. В прошлом оспа обезьян считалась редким спорадическим заболеванием с ограниченной способностью распространяться среди людей [193]. Однако число зарегистрированных случаев и их географический охват увеличились после прекращения вакцинации против оспы. Болезнь может быть опасной для жизни в эндемичных регионах Африки [133, 156]. Кроме того, многочисленные эпизоды вывоза вируса за пределы Африки свидетельствуют о его глобальном значении. Санитарными правилами ВОО отнесен ко I группе патогенности [13].

Охарактеризованы две генетические клады ВОО -

центральноафриканская (СА), теперь называемая кладой I, и

западноафриканская ^А), теперь называемая кладой II, включащая в себя

две субклады 11а и 11Ь [91, 195]. Эти клады демонстрируют сходное начало

заболевания и спектр клинических симптомов, но и имеют определенные

эпидемиологические и клинические различия [69, 123]. Вирусы клады I, как

правило, распространяются быстрее, накапливаются до больших уровней в

тканях и вызывают более тяжелую форму заболевания у животных по

сравнению с ВОО клады II [103, 104]. Для клады I смертность может

достигать 11% [107] и описана передача вируса от человека к человеку до

шести последовательных событий (семь, включая первичную передачу от

животного к человеку) [120], а клада II имеет ограниченную передачу

инфекции от человека к человеку и летальность от 0 до 6% [204]. Эти две

клады географически разделены высокогорьем Камеруна. Клада II была

зарегистрирована в Нигерии, Либерии, Кот-д'Ивуаре и Сьерра-Леоне, а клада

I - в Габоне, Камеруне, Республике Конго и Демократической Республике

Конго. Это распределение подтверждено анализом множества геномных

последовательностей из изолятов ВОО, полученных из указанных

географических ареалов [54, 107, 123, 158]. Последние случаи

распространения оспы обезьян за пределами Африки с мая 2022 г приобрели

массовый характер и были зарегистрированы в Великобритании, Австралии,

17

Бельгии, Канаде, США, Грузии, Южной Корее и других государствах [70]. По данным ВОЗ, с начала 2022 г. и по январь 2024 г., в 118 странах зарегистрировано 97 281 лабораторно подтвержденных случаев этого заболевания, из них 94 112 случаев в местах, в которых исторически не сообщалось о вспышках оспы. В 184 случаях заболевания имели летальный исход [50]. В России пока зарегистрировано всего два случая заражения ВОО, но вероятность более масштабного завоза вируса вполне реальна. В связи с последней вспышкой оспы обезьян выпущено ряд руководств по клинической диагностике, лечению и профилактике заболевания [13, 51, 52, 196].

Вирус оспы коров (ВОК) - эндемичный для Европы, Северной и Центральной Азии патоген, которым заражаются коровы, кошки, грызуны и иногда люди [38, 73]. Несмотря на свое название, коровья оспа не является распространенной инфекцией крупного рогатого скота, а главным резервуаром вируса в природе считаются мелкие грызуны, такие как полевки и мыши [167, 178]. Естественным образом он инфицирует таких домашних животных, как кошки, различные зоопарковые животные, а также людей [40, 73, 118, 128]. Большинство случаев коровьей оспы у человека происходит в результате передачи от кошек [67, 97, 113, 197], однако были сообщения о передаче вируса от крыс [36, 138, 200] и животных зоопарков [95]. Предполагается, что вирус имеет низкую инфекционность для человека [178]. При инфицировании человека заболевание имеет локальный характер и обычно купируется самостоятельно [197], но дети, лица с ослабленным иммунитетом и больные кожными заболеваниями подвержены генерализованным, диссеминированным проявлениям [34, 143, 145]. Известны случаи коровьей оспы у людей с летальным исходом [57, 75, 190].

Вирус верблюжьей оспы (ВВО) по своим биологическим свойствам и

филогенетическому анализу полной последовательности вирусного генома

наиболее близок к ВНО по сравнению с другими ОПВ [86]. Ранее считалось,

что круг хозяев ВВО ограничивался одним видом животных: верблюдами

18

[29]. Однако в Индии и Судане были зарегистрированы и лабораторно подтверждены случаи верблюжьей оспы у людей [39, 112].

Вирус осповакцины (ВОВ) является наиболее изученным поксвирусом. Эдвард Дженнер впервые применил ВОВ в 1796 году в качестве профилактики оспы, и затем она использовалась для этой цели в течение почти 200 лет [134]. Считается, что вирус был выделен от инфицированных коров, а позже и лошадей, но теперь он считается лабораторным вирусом, не имеющим естественного резервуара [33]. Естественное инфицирование ВОВ может происходить при непреднамеренной вакцинации и лабораторном заражении [125, 154]. Описаны случаи заражения ВОВ и ВОВ- подобными (УЛСУ-Нке) вирусами от крупного рогатого скота в Южной Америке и Восточной Азии [25, 88, 116]. Инфицирование человека, как правило, носит профессиональный характер, поражая дояров или другой персонал, контактировавший с больными животными и вызывая везикулярные и узловатые поражения рук и пальцев пациентов [48]. ВОВ широко используется в научных экспериментах и считается относительно безопасным для работы, поскольку он не вызывает серьезных заболеваний у иммунокомпетентных людей или животных [99, 125]. Однако, у пациентов с иммунодефицитными или иммуносупрессивными состояниями инфицирование ВОВ может принимать осложненные формы, в виде генерализованной виремии или экзематозных форм, которые требуют лечения и могут заканчиваться смертью [154, 172]. Поэтому для персонала, обращающегося с невысокоаттенуированными штаммами ВОВ, рекомендованы протоколы вакцинации и проведения работ, при уровне биобезопасности 2 [125, 198].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Ушкаленко Никита Дмитриевич, 2025 год

Список использованных источников

1. Бабкина И.Н., Бабкин И.В., Маренникова С.С., Сандахчиев Л.С., Щелкунов С.Н. Сравнительный рестрикционный анализ геномов штаммов вируса натуральной оспы из российской коллекции // Молекулярная биология. — 2004. — Т. 38. — №. 3. — С. 429-436.

2. Бессмельцев В.П., Горяев Е.П., Ралдугин А.Н., Слуев В.А., Кривенчук Н.А., Полтавченко А.Г., Ерш А.В., Филатов П.В., Снопков В.П. Многопрофильная серодиагностика инфекционных заболеваний. Устройство для автоматического заполнения аналитических ванн // Биотехнология. — 2014. — №. 4. — С. 88-96.

3. Бондарев В.П., Терентьев А.И., Мельников С.А., Бондарева Т.А. Внедрение таблетированной оспенной вакцины «ТЭОВАК» в серийное производство для обеспечения биологической безопасности населения Российской Федерации // Проблемы ООИ. — 2010. — Т. 104. — С. 66-68.

4. Борисевич С.В., Логинова С.Я., Кротков В.Т. Оспа обезьян // Инфекционные болезни: новости, мнения, обучение. — 2015. — №. 1. — С. 59-65.

5. ВОЗ. Оспа обезьян. — URL: https://www.who.int/ru/news-room/fact-sheets/detail/monkeypox (дата обращения: 17.05.2023).

6. Гаврилова Е.В., Бабкин И.В., Щелкунов С.Н. Мультиплексный ПЦРанализ для видоспецифичной экспресс идентификации ортопоксвирусов // Молекулярная генетика, микробиология и вирусология. — 2003. — №. 1. — С. 45-52.

7. Гаврилова Е.В., Максютов Р.А., Щелкунов С.Н. Ортопоксвирусные инфекции: эпидемиология, клиника, диагностика (обзор) // Проблемы особо опасных инфекций. — 2013. — №. 4. — С. 82-88.

8. Дубровская В.В., Тикунова Н.В. Получение одноцепочечных антител человека к основному иммунодоминантному белку ортороксвирусов // Вестник НГУ. Серия: Биология, клиническая медицина. — 2007. — Т. 5. — №. 1. — С. 100-106.

9. Кунгурцев К.С., Гунтер А.К., Филатов П.В Программа для инструментального учета результатов дот-иммуноанализа «DOTREADER 2000». Свидетельство о государственной регистрации программы для ЭВМ № 2020610604. 2020. Бюл. № 2.

10. Максютов Р.А. Комплексный подход к видоспецифичной детекции вируса оспы коров // Проблемы особо опасных инфекций. — 2016. — №. 4. — С. 60-63.

11. Маренникова С.С., Щелкунов С.Н. Патогенные для человека

ортопоксвирусы. - М.: KMK Scientific Press Ltd. - 1998. - C. 386.

101

12. Методические рекомендации. Натуральная оспа (клиника, лечение, иммунопрофилактика). - М.: ФМБА. - 2006. - С. 60

13. МР 3.1.0290-22. Противоэпидемические мероприятия, направленные на предупреждение возникновения и распространения оспы обезьян. - М.: Федеральный центр гигиены и эпидемиологии Роспотребнадзора, 2022. - 27 с.

14. МУ 3.1/3.5.2497-09. Организация и проведение противоэпидемических и дезинфекционных мероприятий при натуральной оспе. — М.: Федеральный центр гигиены и эпидемиологии Роспотребнадзора, 2009.—51 с.

15. МУ 1.3.2970-11. Лабораторная диагностика натуральной оспы. — М.: Федеральный центр гигиены и эпидемиологии Роспотребнадзора, 2012.—38 с.

16. МУ 3.3.1.2044-06. Проведение вакцинопрофилактики натуральной оспы. — М.: Федеральный центр гигиены и эпидемиологии Роспотребнадзора, 2006.— 19 с.

17. Полтавченко А.Г., Зайцев Б.Н., Ерш А.В., Таранов О.С., Корнеев Д.В., Никонов А.М. Выбор материала подложки белковых матриц. Физикохимия поверхности и защита материалов // Физикохимия поверхности и защита материалов. — 2016. — Т. 52. — №. 2. — С. 1-7.

18. Полтавченко А.Г., Нечитайло О.В., Филатов П.В., Ерш А.В. Набор для мультиплексного иммунологического анализа антигенов и антител в препаратах крови. Патент РФ № 2686490. 2019.

19. Полтавченко А.Г., Нечитайло О.В., Филатов П.В., Ерш А.В. Автономный набор для мультиплексного выявления антител к возбудителям инфекционных заболеваний // Биотехнология. — 2018. — Т. 34. — №. 5. — С. 57-66.

20. Полтавченко А.Г., Снопков В.П., Филатов П.В., Нечитайло О.В. Универсальная аналитическая ванна для выполнения мультиплексного иммуноанализа. Патент РФ № 184859. 2018.

21. Полтавченко А.Г., Яковченко А.М., Кривенчук Н.А., Зайцев Б.Н. Многопрофильная серодиагностика инфекционных заболеваний. 1.Выбор формата белковых чипов и материала для изготовления подложки // Биотехнология. — 2006. — №. 5. — С. 77-87.

22. Сергеев А.А., Булычев Л.Е., Пьянков О.В., Сергеев А.А., Боднев С.А., Кабанов А.С., Туманов Ю.В., Юрганова И.А., Шишкина Л.Н., Агафонов А.П., Сергеев А.Н. Чувствительность различных видов животных к вирусу оспы обезьян // Проблемы особо опасных инфекций. — 2012. — Т. 111. — №. 1. — С. 88-91.

23. Супотницкий МВ. Натуральная оспа, оспа обезьян. В кн.: Супотницкий МВ. Биологическая война. Введение в эпидемиологию искусственных эпидемических

102

процессов и биологических поражений. - М.: "Кафедра", "Русская панорама". - 2013. - С. 834-886.

24. Технология лекарственных форм: учеб. лит. для студ. фарм. ин-тов. [под ред. Л. А. Ивановой]. - М.: Медицина, 1991.- Т. 2. - 201 с.

25. Abrahao J.S., Guedes M.I.M., Trindade G.S., Fonseca F.G., Campos R.K., Mota B.F., Lobato Z.I.P., Silva-Fernandes A.T., Rodrigues G.O.L., Lima L.S., Ferreira P.C.P., Bonjardim C.A., Kroon E.G. One more piece in the VACV ecological puzzle: could peridomestic rodents be the link between wildlife and bovine vaccinia outbreaks in Brazil? // PloS one. — 2009. — Vol. 4. — No. 10. — P. e7428.

26. Adler H., Gould S., Hine P., Snell L.B., Wong W., Houlihan C.F., Osborne J.C., Rampling T., Beadsworth M.B., Duncan C.J., Dunning J., Fletcher T.E., Hunter E.R., Jacobs M., Khoo S.H., Newsholme W., Porter D., Porter R.J., Ratcliffe L., Schmid M.L., Semple M.G., Tunbridge A.J., Wingfield T., Price N.M., Network N.E.H.C.I.D. (Airborne) Clinical features and management of human monkeypox: a retrospective observational study in the UK. // The Lancet. Infectious diseases. — 2022. — Vol. 22. — No. 8. — P. 1153-1162.

27. Afonso C.L., Tulman E.R., Lu Z., Zsak L., Sandybaev N.T., Kerembekova U.Z., Zaitsev V.L., Kutish G.F., Rock D.L. The Genome of Camelpox Virus // Virology. — 2002. — Vol. 295. — No. 1. — P. 1-9.

28. Andrei G., Snoeck R. Cidofovir Activity against Poxvirus Infections. // Viruses.

— 2010. — Vol. 2. — No. 12. — P. 2803-30.

29. Azwai S.M., Carter S.D., Woldehiwet Z., Wernery U. Serology of Orthopoxvirus cameli infection in dromedary camels: Analysis by ELISA and Western blotting // Comparative Immunology, Microbiology and Infectious Diseases. — 1996. — Vol. 19. — No. 1. — P. 65-78.

30. Baroudy B.M., Venkatesan S., Moss B. Incompletely base-paired flip-flop terminal loops link the two DNA strands of the vaccinia virus genome into one uninterrupted polynucleotide chain. // Cell. — 1982. — Vol. 28. — No. 2. — P. 315-24.

31. Barquet N., Domingo P. Smallpox: the triumph over the most terrible of the ministers of death. // Annals of internal medicine. — 1997. — Vol. 127. — No. 8 Pt 1. — P. 635-42.

32. Barry M., Wasilenko S.T., Stewart T.L., Taylor J.M. Apoptosis regulator genes encoded by poxviruses. // Progress in molecular and subcellular biology. — 2004. — Vol. 36.

— P. 19-37.

33. Baxby D. The origins of vaccinia virus. // The Journal of infectious diseases. — 1977. — Vol. 136. — No. 3. — P. 453-5.

34. Baxby D., Bennett M., Getty B. Human cowpox 1969-93: a review based on 54 cases. // The British journal of dermatology. — 1994. — Vol. 131. — No. 5. — P. 598-607.

35. Bayer-Garner I.B. Monkeypox virus: histologic, immunohistochemical and electron-microscopic findings. // Journal of cutaneous pathology. — 2005. — Vol. 32. — No. 1. — P. 28-34.

36. Becker C., Kurth A., Hessler F., Kramp H., Gokel M., Hoffmann R., Kuczka A., Nitsche A. Cowpox virus infection in pet rat owners: not always immediately recognized. // Deutsches Arzteblatt international. — 2009. — Vol. 106. — No. 19. — P. 329-34.

37. Benhnia M.R.-E.-I., McCausland M.M., Su H.-P., Singh K., Hoffmann J., Davies D.H., Felgner P.L., Head S., Sette A., Garboczi D.N., Crotty S. Redundancy and plasticity of neutralizing antibody responses are cornerstone attributes of the human immune response to the smallpox vaccine. // Journal of virology. — 2008. — Vol. 82. — No. 7. — P. 3751-68.

38. Bennett M., Baxby D. Cowpox. // Journal of medical microbiology. — 1996. — Vol. 45. — No. 3. — P. 157-8.

39. Bera B.C., Shanmugasundaram K., Barua S., Venkatesan G., Virmani N., Riyesh T., Gulati B.R., Bhanuprakash V., Vaid R.K., Kakker N.K., Malik P., Bansal M., Gadvi S., Singh R.V., Yadav V., Sardarilal, Nagarajan G., Balamurugan V., Hosamani M., Pathak K.M.L., Singh R.K. Zoonotic cases of camelpox infection in India // Veterinary Microbiology. — 2011.

— Vol. 152. — No. 1-2. — P. 29-38.

40. Bomhard W. von, Mauldin E.A., Breuer W., Pfleghaar S., Nitsche A. Localized cowpox infection in a 5-month-old Rottweiler // Veterinary Dermatology. — 2011. — Vol. 22. — No. 1. — P. 111-114.

41. Brekke O.H., L0set G.Á. New technologies in therapeutic antibody development. // Current opinion in pharmacology. — 2003. — Vol. 3. — No. 5. — P. 544-50.

42. Breman J.G., Henderson D.A. Poxvirus dilemmas-monkeypox, smallpox, and biologic terrorism. // The New England journal of medicine. — 1998. — Vol. 339. — No. 8.

— P. 556-9.

43. Brown K., Leggat P.A. Human Monkeypox: Current State of Knowledge and Implications for the Future. // Tropical medicine and infectious disease. — 2016. — Vol. 1. — No. 1.

44. Buchman G.W., Cohen M.E., Xiao Y., Richardson-Harman N., Silvera P., DeTolla L.J., Davis H.L., Eisenberg R.J., Cohen G.H., Isaacs S.N. A protein-based smallpox vaccine protects non-human primates from a lethal monkeypox virus challenge // Vaccine. — 2010. — Vol. 28. — No. 40. — P. 6627-6636.

45. Buller R.M., Palumbo G.J. Poxvirus pathogenesis. // Microbiological reviews. — 1991. — Vol. 55. — No. 1. — P. 80-122.

46. Buller R.M.L. Poxviruses // Infectious Diseases/ eds. J. Cohen, W.G. Powderly, S.M. Opal. — Elsevier, 2017. — Vol. 2. — P. 1452-1457.e1.

47. Cardeti G., Gruber C.E.M., Eleni C., Carletti F., Castilletti C., Manna G., Rosone

F., Giombini E., Selleri M., Lapa D., Puro V., Caro A.D., Lorenzetti R., Scicluna M.T., Grifoni

G., Rizzoli A., Tagliapietra V., Marco L.D., Capobianchi M.R., Autorino G.L. Fatal Outbreak in Tonkean Macaques Caused by Possibly Novel Orthopoxvirus, Italy, January 2015 // Emerging Infectious Diseases. — 2017. — Vol. 23. — No. 12. — P. 1941.

48. Cargnelutti J.F., Weiblen R., Flores E.F. A multiplex PCR for viruses associated with exanthematic and vesicular disease in cattle // Journal of Virological Methods. — 2017. — Vol. 239. — P. 38-41.

49. Carroll D.S., Emerson G.L., Li Y., Sammons S., Olson V., Frace M., Nakazawa Y., Czerny C.P., Tryland M., Kolodziejek J., Nowotny N., Olsen-Rasmussen M., Khristova M., Govil D., Karem K., Damon I.K., Meyer H. Chasing Jenner's Vaccine: Revisiting Cowpox Virus Classification // PLoS ONE. — 2011. — Vol. 6. — No. 8. — P. e23086.

50. CDC (Centers for Disease Control and Prevention). Ongoing 2022 Global Outbreak Cases and Data. — URL: https://www.cdc.gov/poxvirus/mpox/response/2022/index.html (accessed on: 12.04.2024)

51. CDC (Centers for Disease Control and Prevention). Interim Centers for Disease Control and Prevention (CDC) guidance for use of smallpox vaccine, cidofovir, and vaccinia immune globulin (VIG) for prevention and treatment in the setting of an outbreak monkeypox infections. — URL: https://stacks.cdc.gov/view/cdc/25058 (accessed on: 12.04.2024)

52. CDC (Centers for Disease Control and Prevention). Vaccination Considerations.

— URL: https://www.cdc.gov/poxvirus/mpox/interim-considerations/overview.html (accessed on: 12.04.2024)

53. Chantrey J., Meyer H., Baxby D., Begon M., Bown K.J., Hazel S.M., Jones T., Montgomery W.I., Bennett M. Cowpox: reservoir hosts and geographic range. // Epidemiology and infection. — 1999. — Vol. 122. — No. 3. — P. 455-60.

54. Chen N., Li G., Liszewski M.K., Atkinson J.P., Jahrling P.B., Feng Z., Schriewer J., Buck C., Wang C., Lefkowitz E.J., Esposito J.J., Harms T., Damon I.K., Roper R.L., Upton C., Buller R.M.L. Virulence differences between monkeypox virus isolates from West Africa and the Congo basin. // Virology. — 2005. — Vol. 340. — No. 1. — P. 46-63.

55. Cho C.T., Wenner H.A. Monkeypox virus. // Bacteriological reviews. — 1973.

— Vol. 37. — No. 1. — P. 1-18.

56. Cuerel A., Favre G., Vouga M., Pomar L. Monkeypox and Pregnancy: Latest Updates // Viruses. — 2022. — Vol. 14. — No. 11. — P. 2520.

57. Czerny C.P., Eis-Hübinger A.M., Mayr A., Schneweis K.E., Pfeiff B. Animal poxviruses transmitted from cat to man: current event with lethal end. // Zentralblatt fur Veterinärmedizin. Reihe B. Journal of veterinary medicine. Series B. — 1991. — Vol. 38. — No. 6. — P. 421-31.

58. Czerny C.P., Meyer H., Mahnel H. Establishment of an ELISA for the detection of orthopox viruses based on neutralizing monoclonal and polyclonal antibodies. // Zentralblatt fur Veterinarmedizin. Reihe B. Journal of veterinary medicine. Series B. — 1989. — Vol. 36.

— No. 7. — P. 537-46.

59. Damon I.K. Status of human monkeypox: clinical disease, epidemiology and research. // Vaccine. — 2011. — Vol. 29 Suppl 4. — No. Suppl. 4. — P. 54-9.

60. Dashraath P., Nielsen-Saines K., Mattar C., Musso D., Tambyah P., Baud D. Guidelines for pregnant individuals with monkeypox virus exposure. // Lancet (London, England). — 2022. — Vol. 400. — No. 10345. — P. 21-22.

61. Davi S.D., Kissenkötter J., Faye M., Böhlken-Fascher S., Stahl-Hennig C., Faye O., Faye O., Sall A.A., Weidmann M., Ademowo O.G., Hufert F.T., Czerny C.-P., Wahed A.A.E. Recombinase polymerase amplification assay for rapid detection of Monkeypox virus // Diagnostic Microbiology and Infectious Disease. — 2019. — Vol. 95. — No. 1. — P. 4145.

62. Davies D.H., McCausland M.M., Valdez C., Huynh D., Hernandez J.E., Mu Y., Hirst S., Villarreal L., Felgner P.L., Crotty S. Vaccinia virus H3L envelope protein is a major target of neutralizing antibodies in humans and elicits protection against lethal challenge in mice. // Journal of virology. — 2005. — Vol. 79. — No. 18. — P. 11724-33.

63. Davies D.H., Molina D.M., Wrammert J., Miller J., Hirst S., Mu Y., Pablo J., Unal B., Nakajima-Sasaki R., Liang X., Crotty S., Karem K.L., Damon I.K., Ahmed R., Villarreal L., Felgner P.L. Proteome-wide analysis of the serological response to vaccinia and smallpox. // Proteomics. — 2007. — Vol. 7. — No. 10. — P. 1678-86.

64. Diven D.G. An overview of poxviruses // Journal of the American Academy of Dermatology. — 2001. — Vol. 44. — No. 1. — P. 1-16.

65. Doty JB., Maghlakelidze G., Sikharulidze I., Tu S.-L., Morgan C.N., Mauldin M R., Parkadze O., Kartskhia N., Turmanidze M., Matheny A.M., Davidson W., Tang S., Gao J., Li Y., Upton C., Carroll D.S., Emerson G.L., Nakazawa Y. Isolation and Characterization of Akhmeta Virus from Wild-Caught Rodents (Apodemus spp.) in Georgia. // Journal of virology.

— 2019. — Vol. 93. — No. 24. — P. 93-24-10 1128 00966-19.

106

66. Dumbell K.R., Harper L., Buchan A., Douglass N.J., Bedson H.S. A variant of variola virus, characterized by changes in polypeptide and endonuclease profiles. // Epidemiology and infection. — 1999. — Vol. 122. — No. 2. — P. 287-90.

67. Duraffour S., Mertens B., Meyer H., Oord J.J. van den, Mitera T., Matthys P., Snoeck R., Andrei G. Emergence of Cowpox: Study of the Virulence of Clinical Strains and Evaluation of Antivirals // PLoS ONE. — 2013. — Vol. 8. — No. 2. — P. e55808.

68. Eis-Hübinger A.M., Gerritzen A., Schneweis K.E., Pfeiff B., Pullmann H., Mayr A., Czerny C.P. Fatal cowpox-like virus infection transmitted by cat. // Lancet (London, England). — 1990. — Vol. 336. — No. 8719. — P. 880.

69. Ellis C.K., Carroll D.S., Lash R.R., Peterson A.T., Damon I.K., Malekani J., Formenty P. ECOLOGY AND GEOGRAPHY OF HUMAN MONKEYPOX CASE OCCURRENCES ACROSS AFRICA // Journal of Wildlife Diseases. — 2012. — Vol. 48. — No. 2. — P. 335-347.

70. Endo A., Murayama H., Abbott S., Ratnayake R., Pearson C.A.B., Edmunds W.J., Fearon E., Funk S. Heavy-tailed sexual contact networks and monkeypox epidemiology in the global outbreak, 2022. // Science (New York, N.Y.). — 2022. — Vol. 378. — No. 6615. — P. 90-94.

71. Esposito J.J., Knight J.C. Orthopoxvirus DNA: a comparison of restriction profiles and maps. // Virology. — 1985. — Vol. 143. — No. 1. — P. 230-51.

72. Essani K., Dales S. Biogenesis of vaccinia: evidence for more than 100 polypeptides in the virion. // Virology. — 1979. — Vol. 95. — No. 2. — P. 385-94.

73. Essbauer S., Pfeffer M., Meyer H. Zoonotic poxviruses. // Veterinary microbiology. — 2010. — Vol. 140. — No. 3-4. — P. 229-36.

74. Esser P. Principles in adsorption to polystyrene. — 1988.

75. Fassbender P., Zange S., Ibrahim S., Zoeller G., Herbstreit F., Meyer H. Generalized Cowpox Virus Infection in a Patient with HIV, Germany, 2012 // Emerging Infectious Diseases. — 2016. — Vol. 22. — No. 3. — P. 553-555.

76. Fenner F, Henderson DA, Arita I, Jezek Z, Ladnyi ID. Smallpox and its radication. Geneva: World Health Organization; 1988.

77. Fenner F. Adventures with poxviruses of vertebrates. // FEMS microbiology reviews. — 2000. — Vol. 24. — No. 2. — P. 123-33.

78. Fenner F., Wittek R., Dumbell K.R. The Orthopoxviruses. — Elsevier, 1989. —

107 p.

79. Formenty P., Muntasir M.O., Damon I., Chowdhary V., Opoka M.L., Monimart C., Mutasim E.M., Manuguerra J.C., Davidson W.B., Karem K.L., Cabeza J., Wang S., Malik

107

M R., Durand T., Khalid A., Rioton T., Kuong-Ruay A., Babiker A.A., Karsani M.E.M., Abdalla M.S. Human monkeypox outbreak caused by novel virus belonging to Congo Basin clade, Sudan, 2005. // Emerging infectious diseases. — 2010. — Vol. 16. — No. 10. — P. 153945.

80. Gao J., Gigante C., Khmaladze E., Liu P., Tang S., Wilkins K., Zhao K., Davidson W., Nakazawa Y., Maghlakelidze G., Geleishvili M., Kokhreidze M., Carroll D., Emerson G., Li Y. Genome Sequences of Akhmeta Virus, an Early Divergent Old World Orthopoxvirus // Viruses. — 2018. — Vol. 10. — No. 5. — P. 252.

81. Genus: Orthopoxvirus | ICTV. — URL: https://ictv.global/report/chapter/poxviridae/poxviridae/orthopoxvirus (дата обращения: 08.04.2024)

82. Gigante C.M., Gao J., Tang S., McCollum A.M., Wilkins K., Reynolds M.G., Davidson W., McLaughlin J., Olson V.A., Li Y. Genome of Alaskapox Virus, A Novel Orthopoxvirus Isolated from Alaska // Viruses. — 2019. — Vol. 11. — No. 8. — P. 708.

83. Gilchuk I., Gilchuk P., Sapparapu G., Lampley R., Singh V., Kose N., Blum D.L., Hughes L.J., Satheshkumar P.S., Townsend M.B., Kondas A.V., Reed Z., Weiner Z., Olson V.A., Hammarlund E., Raue H.-P., Slifka M.K., Slaughter J.C., Graham B.S., Edwards K.M., Eisenberg R.J., Cohen G.H., Joyce S., Crowe J.E. Cross-Neutralizing and Protective Human Antibody Specificities to Poxvirus Infections // Cell. — 2016. — Vol. 167. — No. 3. — P. 684-694.e9.

84. Grant R., Nguyen L.-B.L., Breban R. Modelling human-to-human transmission of monkeypox. // Bulletin of the World Health Organization. — 2020. — Vol. 98. — No. 9. — P. 638-640.

85. Guagliardo S.A.J., Monroe B., Moundjoa C., Athanase A., Okpu G., Burgado J., Townsend M.B., Satheshkumar P.S., Epperson S., Doty J.B., Reynolds M.G., Dibongue E., Etoundi G.A., Mathieu E., McCollum A.M. Asymptomatic Orthopoxvirus Circulation in Humans in the Wake of a Monkeypox Outbreak among Chimpanzees in Cameroon. // The American journal of tropical medicine and hygiene. — 2020. — Vol. 102. — No. 1. — P. 206-212.

86. Gubser C., Smith G.L. The sequence of camelpox virus shows it is most closely related to variola virus, the cause of smallpox. // The Journal of general virology. — 2002. — Vol. 83. — No. Pt 4. — P. 855-872.

87. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Washington: National Academies Press; 1996. 154 р.

88. Gurav Y.K., Raut C.G., Yadav P.D., Tandale B.V., Sivaram A., Pore M.D., Basu A., Mourya D.T., Mishra A.C. Buffalopox outbreak in humans and animals in Western Maharashtra, India. // Preventive veterinary medicine. — 2011. — Vol. 100. — No. 3-4. — P. 242-7.

89. Haenssle H.A., Kiessling J., Kempf V.A.J., Fuchs T., Neumann C., Emmert S. Orthopoxvirus infection transmitted by a domestic cat // Journal of the American Academy of Dermatology. — 2006. — Vol. 54. — No. 2. — P. 1-4.

90. Hammerschlag Y., MacLeod G., Papadakis G., Sanchez A.A., Druce J., Taiaroa G., Savic I., Mumford J., Roberts J., Caly L., Friedman D., Williamson D.A., Cheng A.C., McMahon J.H. Monkeypox infection presenting as genital rash, Australia, May 2022 // Eurosurveillance. — 2022. — Vol. 27. — No. 22. — P. 2200411.

91. Happi C., Adetifa I., Mbala P., Njouom R., Nakoune E., Happi A., Ndodo N., Ayansola O., Mboowa G., Bedford T., Neher R.A., Roemer C., Hodcroft E., Tegally H., O'Toole A., Rambaut A., Pybus O., Kraemer M.U.G., Wilkinson E., Isidro J., Borges V., Pinto M., Gomes J.P., Freitas L., Resende P.C., Lee R.T.C., Maurer-Stroh S., Baxter C., Lessells R., Ogwell A.E., Kebede Y., Tessema S.K., Oliveira T. de Urgent need for a non-discriminatory and non-stigmatizing nomenclature for monkeypox virus. // PLoS biology. — 2022. — Vol. 20. — No. 8. — P. e3001769.

92. Harapan H., Ophinni Y., Megawati D., Frediansyah A., Mamada S.S., Salampe M., Emran T.B., Winardi W., Fathima R., Sirinam S., Sittikul P., Stoian A.M., Nainu F., Sallam M. Monkeypox: A Comprehensive Review // Viruses 2022, Vol. 14, Page 2155. — 2022. —

Vol. 14. — No. 10. — P. 2155.

93. Hazelton P.R., Gelderblom H.R. Electron microscopy for rapid diagnosis of infectious agents in emergent situations. // Emerging infectious diseases. — 2003. — Vol. 9. — No. 3. — P. 294-303.

94. He Y., Manischewitz J., Meseda C.A., Merchlinsky M., Vassell R.A., Sirota L., Berkower I., Golding H., Weiss C.D. Antibodies to the A27 protein of vaccinia virus neutralize and protect against infection but represent a minor component of Dryvax vaccine-induced immunity. // The Journal of infectious diseases. — 2007. — Vol. 196. — No. 7. — P. 102632.

95. Hemmer C.J., Littmann M., Löbermann M., Meyer H., Petschaelis A., Reisinger E.C. Human cowpox virus infection acquired from a circus elephant in Germany // International Journal of Infectious Diseases. — 2010. — Vol. 14. — No. 3. — P. e338-e340.

96. Henderson D.A. Principles and lessons from the smallpox eradication programme. // Bulletin of the World Health Organization. — 1987. — Vol. 65. — No. 4. — P. 535-546.

109

97. Hobi S., Mueller R.S., Hill M., Nitsche A., Löscher T., Guggemos W., Ständer S., Rjosk-Dendorfer D., Wollenberg A. Neurogenic inflammation and colliquative lymphadenitis with persistent orthopox virus <scp>DNA</scp> detection in a human case of cowpox virus infection transmitted by a domestic cat // British Journal of Dermatology. — 2015. — Vol. 173. — No. 2. — P. 535-539.

98. Hopkins R.J., Lane J.M. Clinical efficacy of intramuscular vaccinia immune globulin: a literature review. // Clinical infectious diseases : an official publication of the Infectious Diseases Society of America. — 2004. — Vol. 39. — No. 6. — P. 819-26.

99. Hruby D.E. Present and future applications of vaccinia virus as a vector. // Veterinary parasitology. — 1988. — Vol. 29. — No. 2-3. — P. 281-292.

100. Hsiao J.C., Chung C.S., Chang W. Vaccinia virus envelope D8L protein binds to cell surface chondroitin sulfate and mediates the adsorption of intracellular mature virions to cells. // Journal of virology. — 1999. — Vol. 73. — No. 10. — P. 8750-8761.

101. Hughes L., Wilkins K., Goldsmith C.S., Smith S., Hudson P., Patel N., Karem K., Damon I., Li Y., Olson V.A., Satheshkumar P.S. A rapid Orthopoxvirus purification protocol suitable for high-containment laboratories // Journal of Virological Methods. — 2017. — Vol. 243. — P. 68-73.

102. Hutson C.L., Carroll D.S., Gallardo-Romero N., Weiss S., Clemmons C., Hughes C.M., Salzer J.S., Olson V.A., Abel J., Karem K.L., Damon IK. Monkeypox Disease Transmission in an Experimental Setting: Prairie Dog Animal Model // PLoS ONE. — 2011. — Vol. 6. — No. 12. — P. e28295.

103. Hutson C.L., Carroll D.S., Gallardo-Romero N., Drew C., Zaki S.R., Nagy T., Hughes C., Olson V.A., Sanders J., Patel N., Smith S.K., Keckler M.S., Karem K., Damon IK. Comparison of Monkeypox Virus Clade Kinetics and Pathology within the Prairie Dog Animal Model Using a Serial Sacrifice Study Design // BioMed Research International. — 2015. — Vol. 2015. — No. 965710. — P. 1-19.

104. Hutson C.L., Carroll D.S., Self J., Weiss S., Hughes C.M., Braden Z., Olson V.A., Smith S.K., Karem K.L., Regnery R.L., Damon I.K. Dosage comparison of Congo Basin and West African strains of monkeypox virus using a prairie dog animal model of systemic orthopoxvirus disease // Virology. — 2010. — Vol. 402. — No. 1. — P. 72-82.

105. Hutson C.L., Gallardo-Romero N., Carroll D.S., Clemmons C., Salzer J.S., Nagy T., Hughes C.M., Olson V.A., Karem K.L., Damon I.K. Transmissibility of the Monkeypox Virus Clades via Respiratory Transmission: Investigation Using the Prairie Dog-Monkeypox Virus Challenge System // PLoS ONE. — 2013. — Vol. 8. — No. 2. — P. e55488.

106. Hutson C.L., Lee K.N., Abel J., Carroll D.S., Montgomery J.M., Olson V.A., Li Y., Davidson W., Hughes C., Dillon M., Spurlock P., Kazmierczak J.J., Austin C., Miser L., Sorhage F.E., Howell J., Davis J.P., Reynolds M.G., Braden Z., Karem K.L., Damon I.K., Regnery R.L. Monkeypox zoonotic associations: insights from laboratory evaluation of animals associated with the multi-state US outbreak. // The American journal of tropical medicine and hygiene. — 2007. — Vol. 76. — No. 4. — P. 757-768.

107. Jezek Z., Szczeniowski M., Paluku K.M., Mutombo M. Human monkeypox: clinical features of 282 patients. // The Journal of infectious diseases. — 1987. — Vol. 156. — No. 2. — P. 293-298.

108. Jezek Z., Khodakevich L.N., Wickett J.F. Smallpox and its post-eradication surveillance // Bulletin of the World Health Organization. — 1987. — Vol. 65. — No. 4. —

P. 425-434.

109. Jungwirth N., Puff C., Köster K., Mischke R., Meyer H., Stark A., Thoma B., Zöller G., Seehusen F., Hewicker-Trautwein M., Beineke A., Baumgärtner W., Wohlsein P. Atypical Cowpox Virus Infection in a Series of Cats. // Journal of comparative pathology. — 2018. — Vol. 158. — P. 71-76.

110. Karem K.L., Reynolds M., Braden Z., Lou G., Bernard N., Patton J., Damon I.K. Characterization of Acute-Phase Humoral Immunity to Monkeypox: Use of Immunoglobulin M Enzyme-Linked Immunosorbent Assay for Detection of Monkeypox Infection during the 2003 North American Outbreak // Clinical and Vaccine Immunology. — 2005. — Vol. 12. — No. 7. — P. 867-872.

111. Kenner J., Cameron F., Empig C., Jobes D.V., Gurwith M. LC16m8: An attenuated smallpox vaccine // Vaccine. — 2006. — Vol. 24. — No. 47-48. — P. 70097022.

112. Khalafalla A.I., Abdelazim F. Human and Dromedary Camel Infection with Camelpox Virus in Eastern Sudan. // Vector borne and zoonotic diseases (Larchmont, N.Y.). — 2017. — Vol. 17. — No. 4. — P. 281-284.

113. Kinnunen P.M., Holopainen J.M., Hemmilä H., Piiparinen H., Sironen T., Kivelä T., Virtanen J., Niemimaa J., Nikkari S., Järvinen A., Vapalahti O. Severe Ocular Cowpox in a Human, Finland // Emerging Infectious Diseases. — 2015. — Vol. 21. — No. 12. — P. 2261-2263.

114. Klainer A.S. Smallpox // Clinics in Dermatology. — 1989. — Vol. 7. — No. 1. — P. 19-22.

115. Kozlov M. Monkeypox vaccination begins - can the global outbreaks be contained? // Nature. — 2022. — Vol. 606. — No. 7914. — P. 444-445.

111

116. Kroon E.G., Mota B.E.F., Abrahao J.S., Fonseca F.G. da, Trindade G. de S. Zoonotic Brazilian Vaccinia virus: from field to therapy. // Antiviral research. — 2011. — Vol. 92. — No. 2. — P. 150-163.

117. Kurth A., Nitsche A. Fast and reliable diagnostic methods for the detection of human poxvirus infections // Future Virology. — 2007. — Vol. 2. — No. 5. — P. 467-479.

118. Kurth A., Wibbelt G., Gerber H.-P., Petschaelis A., Pauli G., Nitsche A. Rat-to-elephant-to-human transmission of cowpox virus. // Emerging infectious diseases. — 2008. — Vol. 14. — No. 4. — P. 670-671.

119. Ladnyj I.D., Ziegler P., Kima E. A human infection caused by monkeypox virus in Basankusu Territory, Democratic Republic of the Congo. // Bulletin of the World Health Organization. — 1972. — Vol. 46. — No. 5. — P. 593-597.

120. Learned L.A., Reynolds M.G., Wassa D.W., Li Y., Olson V.A., Karem K., Stempora L.L., Braden Z.H., Kline R., Likos A., Libama F., Moudzeo H., Bolanda J.D., Tarangonia P., Boumandoki P., Formenty P., Harvey J.M., Damon I.K. Extended interhuman transmission of monkeypox in a hospital community in the Republic of the Congo, 2003. // The American journal of tropical medicine and hygiene. — 2005. — Vol. 73. — No. 2. — P. 428-434.

121. Lewis-Jones S. Zoonotic poxvirus infections in humans. // Current opinion in infectious diseases. — 2004. — Vol. 17. — No. 2. — P. 81-89.

122. Li Y., Ropp S.L., Zhao H., Damon I.K., Esposito J.J. Orthopoxvirus pan-genomic DNA assay // Journal of Virological Methods. — 2007. — Vol. 141. — No. 2. — P. 154165.

123. Likos A.M., Sammons S.A., Olson V.A., Frace A.M., Li Y., Olsen-Rasmussen M., Davidson W., Galloway R., Khristova M.L., Reynolds M.G., Zhao H., Carroll D.S., Curns A., Formenty P., Esposito J.J., Regnery R.L., Damon I.K. A tale of two clades: monkeypox viruses // Journal of General Virology. — 2005. — Vol. 86. — No. 10. — P. 2661-2672.

124. Lustig S., Fogg C., Whitbeck J.C., Eisenberg R.J., Cohen G.H., Moss B. Combinations of polyclonal or monoclonal antibodies to proteins of the outer membranes of the two infectious forms of vaccinia virus protect mice against a lethal respiratory challenge. // Journal of virology. — 2005. — Vol. 79. — No. 21. — P. 13454-13462.

125. MacNeil A., Reynolds M.G., Damon I.K. Risks associated with vaccinia virus in the laboratory // Virology. — 2009. — Vol. 385. — No. 1. — P. 1-4.

126. Magnus P. von, Andersen E.K., Petersen K.B., Birch-Andersen A. A POX-LIKE DISEASE IN CYNOMOLGUS MONKEYS // Acta Pathologica Microbiologica Scandinavica. — 1959. — Vol. 46. — No. 2. — P. 156-176.

112

127. Martínez J.I., Montalbán E.G., Bueno S.J., Martínez F.M., Juliá A.N., Díaz J.S., Marín N.G., Deorador E.C., Forte A.N., García M.A., Navarro A.M.H., Morales L.M., Rodríguez M.J.D., Ariza M.C., García L.M.D., Pariente N.M., Zarzuelo M.R., Rodríguez M.J.V., Peña A.A., Baena E.R., Benito Á.M., Meixeira A.P., Gavín M.O., Pérez M.Á.L., Arnáez A.A. Monkeypox outbreak predominantly affecting men who have sex with men, Madrid, Spain, 26 April to 16 June 2022 // Eurosurveillance. — 2022. — Vol. 27. — No. 27.

128. Mätz-Rensing K., Ellerbrok H., Ehlers B., Pauli G., Floto A., Alex M., Czerny CP., Kaup F.-J. Fatal poxvirus outbreak in a colony of New World monkeys. // Veterinary pathology. — 2006. — Vol. 43. — No. 2. — P. 212-218.

129. Mazurkov O.Y., Kabanov A.S., Shishkina L.N., Sergeev A.A., Skarnovich M.O., Bormotov N.I., Skarnovich M.A., Ovchinnikova A.S., Titova K.A., Galahova D.O., Bulychev L.E., Sergeev A.A., Taranov O.S., Selivanov B.A., Tikhonov A.Y., Zavjalov E.L., Agafonov A.P., Sergeev A.N. New effective chemically synthesized anti-smallpox compound NIOCH-14 // Journal of General Virology. — 2016. — Vol. 97. — No. 5. — P. 1229-1239.

130. Mbala P.K., Huggins J.W., Riu-Rovira T., Ahuka S.M., Mulembakani P., Rimoin A.W., Martin J.W., Muyembe J.-J.T. Maternal and Fetal Outcomes Among Pregnant Women with Human Monkeypox Infection in the Democratic Republic of Congo // The Journal of Infectious Diseases. — 2017. — Vol. 216. — No. 7. — P. 824-828.

131. McCollum A.M., Damon I.K. Human monkeypox. // Clinical infectious diseases: an official publication of the Infectious Diseases Society of America. — 2014. — Vol. 58. — No. 2. — P. 260-267.

132. Meltzer M.I., Damon I., LeDuc J.W., Millar J.D. Modeling potential responses to smallpox as a bioterrorist weapon. // Emerging infectious diseases. — 2001. — Vol. 7. — No. 6. — P. 959-969.

133. Meyer H., Perrichot M., Stemmler M., Emmerich P., Schmitz H., Varaine F., Shungu R., Tshioko F., Formenty P. Outbreaks of disease suspected of being due to human monkeypox virus infection in the Democratic Republic of Congo in 2001. // Journal of clinical microbiology. — 2002. — Vol. 40. — No. 8. — P. 2919-2921.

134. Moss B. Vaccinia virus: a tool for research and vaccine development. // Science (New York, N.Y.). — 1991. — Vol. 252. — No. 5013. — P. 1662-1667.

135. Moss B. Genetically engineered poxviruses for recombinant gene expression, vaccination, and safety. // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. — 1996. — Vol. 93. — No. 21. — P. 11341-11348.

136. Moss B., Damon I. Chapter: Poxviridae // Knipe D.M., Howley P. Fields Virology. — Wolters Kluwer Health, 2013

137. Moss B. Poxvirus entry and membrane fusion. // Virology. — 2006. — Vol. 344. — No. 1. — P. 48-54.

138. Ninove L., Domart Y., Vervel C., Voinot C., Salez N., Raoult D., Meyer H., Capek I., Zandotti C., Charrel R.N. Cowpox Virus Transmission from Pet Rats to Humans, France // Emerging Infectious Diseases. — 2009. — Vol. 15. — No. 5. — P. 781-784.

139. Nitsche A., Stern D., Ellerbrok H., Pauli G. Detection of infectious poxvirus particles. // Emerging infectious diseases. — 2006. — Vol. 12. — No. 7. — P. 1139-1141.

140. Nolen L.D., Osadebe L., Katomba J., Likofata J., Mukadi D., Monroe B., Reynolds M.G. Introduction of monkeypox into a community and household: risk factors and zoonotic reservoirs in the Democratic Republic of the Congo // Am J Trop Med Hyg. —

Vol. 93. — No. 2. — P. 410-415.

141. Nolen L.D., Osadebe L., Katomba J., Likofata J., Mukadi D., Monroe B., Doty J., Hughes C.M., Kabamba J., Malekani J., Bomponda P.L., Lokota J.I., Balilo M.P., Likafi T., Lushima R.S., Ilunga B.K., Nkawa F., Pukuta E., Karhemere S., Tamfum J.-J.M., Nguete B., Wemakoy E.O., McCollum A.M., Reynolds M.G. Extended Human-to-Human Transmission during a Monkeypox Outbreak in the Democratic Republic of the Congo. // Emerging infectious diseases. — 2016. — Vol. 22. — No. 6. — P. 1014-1021.

142. Overton E.T., Lawrence S.J., Wagner E., Nopora K., Rösch S., Young P., Schmidt D., Kreusel C., Carli S.D., Meyer T.P., Weidenthaler H., Samy N., Chaplin P. Immunogenicity and safety of three consecutive production lots of the non replicating smallpox vaccine MVA: A randomised, double blind, placebo controlled phase III trial // PLOS ONE. — 2018. — Vol. 13. — No. 4. — P. e0195897.

143. Pahlitzsch R., Hammarin A.-L., Widell A. A case of facial cellulitis and necrotizing lymphadenitis due to cowpox virus infection. // Clinical infectious diseases: an official publication of the Infectious Diseases Society of America. — 2006. — Vol. 43. — No. 6. — P. 737-742.

144. Pauli G., Blümel J., Burger R., Drosten C., Gröner A., Gürtler L., Heiden M., Hildebrandt M., Jansen B., Montag-Lessing T., Offergeld R., Seitz R., Schlenkrich U., Schottstedt V., Strobel J., Willkommen H., König C.-H.W. von Orthopox Viruses: Infections in Humans. // Transfusion medicine and hemotherapy: offizielles Organ der Deutschen Gesellschaft fur Transfusionsmedizin und Immunhamatologie. — 2010. — Vol. 37. — No. 6. — P. 351364.

145. Pelkonen P.M., Tarvainen K., Hynninen A., Kallio E.R.K., Henttonen K., Palva A., Vaheri A., Vapalahti O. Cowpox with severe generalized eruption, Finland. // Emerging infectious diseases. — 2003. — Vol. 9. — No. 11. — P. 1458-1461.

114

146. Petersen B.W. 202 - Poxviridae // Principles and Practice of Pediatric Infectious Diseases (Fifth Edition)/ eds. S.S. Long, C.G. Prober, M. Fischer. — Elsevier, 2018. — P. 1049-1054.e2.

147. Petersen B.W., Damon I.K. Orthopoxviruses: Vaccinia (Smallpox Vaccine), Variola (Smallpox), Monkeypox, and Cowpox // Mandell, Douglas, and Bennett's Principles and Practice of Infectious Diseases. — Elsevier, 2015. — P. 1694-1702.e3.

148. Petersen B.W., Kabamba J., McCollum A.M., Lushima R.S., Wemakoy E.O., Tamfum J.-J.M., Nguete B., Hughes C.M., Monroe B.P., Reynolds M.G. Vaccinating against monkeypox in the Democratic Republic of the Congo // Antiviral Research. — 2019. — Vol. 162. — P. 171-177.

149. Petersen E., Kantele A., Koopmans M., Asogun D., Yinka-Ogunleye A., Ihekweazu C., Zumla A. Human Monkeypox: Epidemiologic and Clinical Characteristics, Diagnosis, and Prevention // Infectious Disease Clinics of North America. — 2019. — Vol. 33. — Human Monkeypox. — No. 4. — P. 1027-1043.

150. Poltavchenko A.G., Zaitsev B.N., Ersh A.V., Korneev D.V., Taranov O.S., Filatov P.V., Nechitaylo O.V. The selection and optimization of the detection system for self-contained multiplexed dot-immunoassay. // Journal of immunoassay & immunochemistry. — 2016. — Vol. 37. — No. 5. — P. 540-554.

151. Pulford D., Meyer H., Brightwell G., Damon I., Kline R., Ulaeto D. Amplification refractory mutation system PCR assays for the detection of variola and Orthopoxvirus // Journal of Virological Methods. — 2004. — Vol. 117. — No. 1. — P. 81-90.

152. Quenelle D.C., Collins D.J., Kern E.R. Efficacy of multiple- or single-dose cidofovir against vaccinia and cowpox virus infections in mice. // Antimicrobial agents and chemotherapy. — 2003. — Vol. 47. — No. 10. — P. 3275-3280.

153. Resch W., Hixson K.K., Moore R.J., Lipton M.S., Moss B. Protein composition of the vaccinia virus mature virion // Virology. — 2007. — Vol. 358. — No. 1. — P. 233-247.

154. Richter J. 13 - Poxviruses // Tropical Dermatology (Second Edition)/ eds. S.K. Tyring, O. Lupi, U.R. Hengge. — Elsevier, 2017. — P. 152-165.

155. Rimoin A.W., Graham B.S. Whither monkeypox vaccination // Vaccine. — 2011. — Vol. 29. — No. Suppl. 4. — P. D60-D64.

156. Rimoin A.W., Mulembakani P.M., Johnston S.C., Smith J.O.L., Kisalu N.K., Kinkela T.L., Blumberg S., Thomassen H.A., Pike B.L., Fair J.N., Wolfe N.D., Shongo R.L., Graham B.S., Formenty P., Okitolonda E., Hensley L.E., Meyer H., Wright L.L., Muyembe J.-J. Major increase in human monkeypox incidence 30 years after smallpox vaccination campaigns

cease in the Democratic Republic of Congo // Proceedings of the National Academy of Sciences.

— 2010. — Vol. 107. — No. 37. — P. 16262-16267.

157. Ryabinin V.A., Shundrin L.A., Kostina E.B., Laassri M., Chizhikov V., Shchelkunov S.N., Chumakov K., Sinyakov A.N. Microarray assay for detection and discrimination of Orthopoxvirus species // Journal of Medical Virology. — 2006. — Vol. 78.

— No. 10. — P. 1325-1340.

158. Sbrana E., Xiao S.-Y., Newman P.C., Tesh R.B. Comparative pathology of North American and central African strains of monkeypox virus in a ground squirrel model of the disease. // The American journal of tropical medicine and hygiene. — 2007. — Vol. 76. — No. 1. — P. 155-164.

159. Seet B.T., Johnston J.B., Brunetti C.R., Barrett J.W., Everett H., Cameron C., Sypula J., Nazarian S.H., Lucas A., McFadden G. Poxviruses and Immune Evasion // Annual Review of Immunology. — 2003. — Vol. 21. — No. 1. — P. 377-423.

160. Shchelkunov S.N., Gavrilova E.V., Babkin I.V. Multiplex PCR detection and species differentiation of orthopoxviruses pathogenic to humans // Molecular and Cellular Probes. — 2005. — Vol. 19. — No. 1. — P. 1-8.

161. Shchelkunov S.N., Marennikova S.S., Moyer R.W. Orthopoxviruses Pathogenic for Humans. — Springer-Verlag, 2005. — 425 p.

162. Shchelkunov S.N., Safronov P.F., Totmenin A.V., Petrov N.A., Ryazankina O.I., Gutorov V.V., Kotwal G.J. The genomic sequence analysis of the left and right species-specific terminal region of a cowpox virus strain reveals unique sequences and a cluster of intact ORFs for immunomodulatory and host range proteins. // Virology. — 1998. — Vol. 243. — No. 2.

— P. 432-460.

163. Shchelkunov S.N., Totmenin A.V., Loparev V.N., Safronov P.F., Gutorov V.V., Chizhikov V.E., Knight J.C., Parsons J.M., Massung R.F., Esposito J.J. Alastrim smallpox variola minor virus genome DNA sequences. // Virology. — 2000. — Vol. 266. — No. 2. — P. 361-386.

164. Shchelkunov S.N., Totmenin A.V., Safronov P.F., Mikheev M.V., Gutorov V.V., Ryazankina O.I., Petrov N.A., Babkin I.V., Uvarova E.A., Sandakhchiev L.S., Sisler J.R., Esposito J.J., Damon I.K., Jahrling P.B., Moss B. Analysis of the Monkeypox Virus Genome // Virology. — 2002. — Vol. 297. — No. 2. — P. 172-194.

165. Shchelkunov S.N., Yakubitskiy S.N., Bauer T.V., Sergeev A.A., Kabanov A.S., Bulichev L.E., Yurganova I.A., Odnoshevskiy D.A., Kolosova I.V., Pyankov S.A., Taranov O.S. The Influence of an Elevated Production of Extracellular Enveloped Virions of the Vaccinia

Virus on Its Properties in Infected Mice // Acta Naturae. — 2020. — Vol. 12. — No. 4. — P. 120-132.

166. Shchelkunov S.N. How long ago did smallpox virus emerge? // Archives of Virology. — 2009. — Vol. 154. — No. 12. — P. 1865-1871.

167. Shchelkunov S.N. An Increasing Danger of Zoonotic Orthopoxvirus Infections // PLoS Pathogens. — 2013. — Vol. 9. — No. 12. — P. e1003756.

168. Shchelkunov S.N., Shcherbakov D.N., Maksyutov R.A., Gavrilova E.V. Species-specific identification of variola, monkeypox, cowpox, and vaccinia viruses by multiplex realtime PCR assay // Journal of Virological Methods. — 2011. — Vol. 175. — No. 2. — P. 163-169.

169. Shchelkunov S.N., Totmenin A.V., Babkin I.V., Safronov P.F., Ryazankina O.I., Petrov N.A., Gutorov V.V., Uvarova E.A., Mikheev M.V., Sisler J.R., Esposito J.J., Jahrling P.B., Moss B., Sandakhchiev L.S. Human monkeypox and smallpox viruses: genomic comparison // FEBS Letters. — 2001. — Vol. 509. — No. 1. — P. 66-70.

170. Shchelkunova G.A., Shchelkunov S.N. Smallpox, Monkeypox and Other Human Orthopoxvirus Infections // Viruses. — 2022. — Vol. 15. — No. 1. — P. 103.

171. Shishkina L.N., Mazurkov O.Y., Bormotov N.I., Skarnovich M.O., Serova O.A., Mazurkova N.A., Skarnovich M.A., Chernonosov A.A., Selivanov B.A., Tikhonov A.Y., Gamaley S.G., Shimina G.G., Sysoyeva G.M., Taranov O.S., Danilenko E.D., Agafonov A.P., Maksyutov R.A. Safety and Pharmacokinetics of the Substance of the Anti-Smallpox Drug NIOCH-14 after Oral Administration to Laboratory Animals // Viruses. — 2023. — Vol. 15.

— No. 1. — P. 205.

172. Silva-Fernandes A.T., Travassos C.E.P.F., Ferreira J.M.S., Abrahao J.S., Rocha E.S. de O., Viana-Ferreira F., Santos J.R. dos, Bonjardim C.A., Ferreira P.C.P., Kroon E.G. Natural human infections with Vaccinia virus during bovine vaccinia outbreaks // Journal of Clinical Virology. — 2009. — Vol. 44. — No. 4. — P. 308-313.

173. Sinclair J.C. Constructing arrays of proteins // Current Opinion in Chemical Biology. — 2013. — Vol. 17. — No. 6. — P. 946-951.

174. Sklenovska N. Monkeypox Virus // Livestock Diseases and Management/ eds. Y.S. Malik, R.K. Singh, K. Dhama. — Springer, 2020. — P. 39-68.

175. Sliva K., Schnierle B. From actually toxic to highly specific-novel drugs against poxviruses. // Virology journal. — 2007. — Vol. 4. — P. 8.

176. Smith G.L., Vanderplasschen A., Law M. The formation and function of extracellular enveloped vaccinia virus. // The Journal of general virology. — 2002. — Vol. 83.

— No. Pt 12. — P. 2915-2931.

177. Springer Y.P., Hsu C.H., Werle Z.R., Olson L.E., Cooper M.P., Castrodale L.J., Fowler N., McCollum A.M., Goldsmith C.S., Emerson G.L., Wilkins K., Doty J.B., Burgado J., Gao J., Patel N., Mauldin M.R., Reynolds M.G., Satheshkumar P.S., Davidson W., Li Y., McLaughlin J.B. Novel Orthopoxvirus Infection in an Alaska Resident // Clinical Infectious Diseases. — 2017. — Vol. 64. — No. 12. — P. 1737-1741.

178. Steinborn A., Essbauer S., Marsch W.C. [Human cowpox/catpox infection. A potentially unrecognized disease]. // Deutsche medizinische Wochenschrift (1946). — 2003. — Vol. 128. — No. 12. — P. 607-610.

179. Stern D., Pauly D., Zydek M., Miller L., Piesker J., Laue M. Development of a Genus-Specific Antigen Capture ELISA for Orthopoxviruses - Target Selection and Optimized Screening // PLoS ONE. — Vol. 11. — No. 3. — P. 150110.

180. Stern D., Olson V.A., Smith S.K., Pietraszczyk M., Miller L., Miethe P., Dorner B.G., Nitsche A. Rapid and sensitive point-of-care detection of Orthopoxviruses by ABICAP immunofiltration // Virology Journal. — 2016. — Vol. 13. — No. 1. — P. 207.

181. Switaj K., Kajfasz P., Kurth A., Nitsche A. Cowpox after a cat scratch - case report from Poland. // Annals of agricultural and environmental medicine : AAEM. — 2015. — Vol. 22. — No. 3. — P. 456-458.

182. Townsend M.B., MacNeil A., Reynolds M.G., Hughes C.M., Olson V.A., Damon I.K., Karem K.L. Evaluation of the Tetracore Orthopox BioThreat® antigen detection assay using laboratory grown orthopoxviruses and rash illness clinical specimens // Journal of Virological Methods. — 2013. — Vol. 187. — No. 1. — P. 37-42.

183. Trindade G.S., Vilela J.M.C., Ferreira J.M.S., Aguiar P.H.N., Leite J.A., Guedes M.I.M.C., Lobato Z.I.P., Madureira M.C., Silva M.I.N. da, Fonseca F.G. da, Kroon E.G., Andrade M.S. Use of atomic force microscopy as a diagnostic tool to identify orthopoxvirus. // Journal of virological methods. — 2007. — Vol. 141. — No. 2. — P. 198-204.

184. Tulman E.R., Delhon G., Afonso C.L., Lu Z., Zsak L., Sandybaev N.T., Kerembekova U.Z., Zaitsev V.L., Kutish G.F., Rock D.L. Genome of horsepox virus. // Journal of virology. — 2006. — Vol. 80. — No. 18. — P. 9244-9258.

185. Vázquez M.I., Esteban M. Identification of functional domains in the 14-kilodalton envelope protein (A27L) of vaccinia virus. // Journal of virology. — 1999. — Vol. 73. — No. 11. — P. 9098-9109.

186. Vestey J.P., Yirrell D.L., Norval M. What is human catpox/cowpox infection? // International journal of dermatology. — 1991. — Vol. 30. — No. 10. — P. 696-698.

187. Vestey J.P., Yirrell D.L., Aldridge RD. Cowpox/catpox infection. Br J Dermatol. — 1991. — Vol. 124. — No. 1. — P. 74-78.

118

188. Vinner L., Fomsgaard A. Inactivation of orthopoxvirus for diagnostic PCR analysis // Journal of Virological Methods. — 2007. — Vol. 146. — No. 1-2. — P. 401404.

189. Vora N.M., Li Y., Geleishvili M., Emerson G.L., Khmaladze E., Maghlakelidze G., Navdarashvili A., Zakhashvili K., Kokhreidze M., Endeladze M., Mokverashvili G., Satheshkumar P.S., Gallardo-Romero N., Goldsmith C.S., Metcalfe M.G., Damon I., Maes E.F., Reynolds M.G., Morgan J., Carroll D.S. Human Infection with a Zoonotic Orthopoxvirus in the Country of Georgia // New England Journal of Medicine. — 2015. — Vol. 372. — No. 13.

— P. 1223-1230.

190. Vorou R.M., Papavassiliou V.G., Pierroutsakos I.N. Cowpox virus infection: an emerging health threat // Current Opinion in Infectious Diseases. — 2008. — Vol. 21. — No. 2. — P. 153-156.

191. Wallin A., Luksiene Z., Zagminas K., Surkiene G. Public health and bioterrorism: renewed threat of anthrax and smallpox. // Medicina (Kaunas, Lithuania). — 2007. — Vol. 43.

— No. 4. — P. 278-284.

192. Whitley R.J. Smallpox: a potential agent of bioterrorism // Antiviral Research. — 2003. — Vol. 57. — No. 1-2. — P. 7-12.

193. World Health Organization. The current status of human monkeypox: memorandum from a WHO meeting // Bulletin of the World Health Organization. — 1984. — Vol. 62. — No. 5. — P. 703-713.

194. World Health Organization et al. The global eradication of smallpox: final report of the Global Commission for the Certification of Smallpox Eradication, Geneva, December 1979. - World Health Organization, 1980.

195. World Health Organization. Monkeypox: experts give virus variants new names // Neurosciences. — 2022. — Vol. 27. — Monkeypox. — No. 4. — P. 284-286.

196. World Health Organization. Monkeypox. — URL: https: //www.who .int/europe/health-topics/monkeypox (accessed on: 08.04.2024).

197. Wi^cek K., Cwynar J., Bursa D., Horban A., Telega G., Mazur A. A case of cowpox virus infection in a 15-year-old boy and literature overview // Pediatria Polska. — 2017. — Vol. 92. — No. 6. — P. 778-780.

198. Williams N.R., Cooper B.M. Counselling of workers handling vaccinia virus. // Occupational medicine (Oxford, England). — 1993. — Vol. 43. — No. 3. — P. 125-127.

199. Wittek R., Moss B. Tandem repeats within the inverted terminal repetition of vaccinia virus DNA. // Cell. — 1980. — Vol. 21. — No. 1. — P. 277-284.

200. Wolfs T.F.W., Wagenaar J.A., Niesters H.G.M., Osterhaus A.D.M.E. Rat-to-Human Transmission of Cowpox Infection // Emerging Infectious Diseases. — 2002. — Vol. 8. — No. 12. — P. 1495-1496.

201. Xu C., Meng X., Yan B., Crotty S., Deng J., Xiang Y. An epitope conserved in orthopoxvirus A13 envelope protein is the target of neutralizing and protective antibodies // Virology. — 2011. — Vol. 418. — No. 1. — P. 67-73.

202. Yakubitskiy S.N., Kolosova I.V., Maksyutov R.A., Shchelkunov S.N. Attenuation of Vaccinia Virus // Acta Naturae. — 2015. — Vol. 7. — No. 4. — P. 113-121.

203. Yakubitskyi S.N., Kolosova I.V., Maksyutov R.A., Shchelkunov S.N. Highly immunogenic variant of attenuated vaccinia virus // Doklady Biochemistry and Biophysics. — 2016. — Vol. 466. — No. 1. — P. 35-38.

204. Yinka-Ogunleye A., Aruna O., Dalhat M., Ogoina D., McCollum A., Disu Y., Mamadu I., Akinpelu A., Ahmad A., Burga J., Ndoreraho A., Nkunzimana E., Manneh L., Mohammed A., Adeoye O., Tom-Aba D., Silenou B., Ipadeola O., Saleh M., Adeyemo A., Nwadiutor I., Aworabhi N., Uke P., John D., Wakama P., Reynolds M., Mauldin M.R., Doty J., Wilkins K., Musa J., Khalakdina A., Adedeji A., Mba N., Ojo O., Krause G., Ihekweazu C., Mandra A., Davidson W., Olson V., Li Y., Radford K., Zhao H., Townsend M., Burgado J., Satheshkumar P.S. Outbreak of human monkeypox in Nigeria in 2017-18: a clinical and epidemiological report // The Lancet Infectious Diseases. — 2019. — Vol. 19. — No. 8. — P. 872-879.

205. Yoder J.D., Chen T.S., Gagnier C.R., Vemulapalli S., Maier C.S., Hruby D.E. Pox proteomics: mass spectrometry analysis and identification of Vaccinia virion proteins // Virology Journal. — 2006. — Vol. 3. — No. 1. — P. 10.