Регенерация седалищного нерва крысы после кратковременного дозированного вытяжения его центрального отрезка тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.25, кандидат биологических наук Алексеева, Елена Борисовна

• Алексеева, Елена Борисовна
• кандидат биологических наук
• 2003

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Алексеева, Елена Борисовна

1. Введение

2. Обзор литературы

2.1. Морфологическая картина уоллеровской дегенерации и регенерации

2.2. Участие шванновских клеток в регенерации нервных волокон

2.3. Роль макрофагов и цитокинов в регенерации нерва

2.4 Апоптоз нейронов и шванновских клеток при травме нерва

2.5 Ишемия нерва 15 2.6. Способы преодоления диастаза между центральным и периферическим отрезками нерва

2.6.1. Аутонервная пластика

2.6.2. Опыт вытяжения нерва

2.6.2.1. Хроническое вытяжение нерва

2.6.2.2. Кратковременное дозированное вытяжение нерва

3. Материалы и методы

4. Результаты

4.1. Количественные и фенологические характеристики нейронов в спинномозговых узлах L- L

4.2. Нейроны спинномозговых узлов L-L5, экспрессирующие антиапоптозный белок Вс1

4.3. Шванновские клетки в периферическом отрезке нерва

4.4. Взаимоотношения между нейронами и клетками-сателлитами в спинномозговых узлах L — L

4.5. Электрофизиологическое исследование икроножной мышцы при стимуляции седалищного нерва

5. Обсуждение результатов 49 Выводы 54 Литература

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Регенерация седалищного нерва крысы после кратковременного дозированного вытяжения его центрального отрезка»

Травмы периферических нервов в большинстве случаев осложняются травматическими невропатиями и сопровождаются болевым синдромом. Они характеризуются тяжелым течением, нарушением двигательной, чувствительной и вегетативной функций. Несмотря на широкое применение различных подходов и методов лечения, больные становятся инвалидами 2-й и 3-й групп в 60% случаев (Шевелев, 1983). Утраченная функция восстанавливается только у 50% пациентов (Lee, Wolfe, 2000). Наибольшую трудность в лечении создают полные анатомические перерывы нервов с диастазами, препятствующими наложению качественного шва "конец в конец" (Дольницкий, Дольницкий, 1991). Существующие ныне фармакологические препараты, способные стимулировать регенерацию периферического нерва , имеют ряд недостатков и значительные побочные эффекты, что ограничивает их использование в клинической практике (Gold et al., 1994; Edstrom et al., 1995; Azzouz, 1996; Челышев, Черепнев, 2001). Известные хирургические способы замещения дефекта нерва в основном направлены на трансплантацию нервной или какой-либо другой ткани в разрыв между центральным и периферическим отрезками, а также различных искусственных материалов. С этой целью используют нервы (Григорович, 1981; Злотник, 1986; Madison, 1991), мышцы (Meek et al., 2001), сосуды (Kelleher, 2001), эмбриональный спинной мозг (Schwabegger, Hussl, 2001), трубки из полимеров молочной и гликолевой кислот (Henry, 1985), полифосфоэфирных полимеров (Wang, 2001) и др. Несмотря на очевидные положительные результаты, современные методики с применением вышеуказанных структур и материалов имеют ряд недостатков, такие как развитие некроза и отторжение трансплантанта. Прорастание регенерирующих аксонов в данных условиях затруднено и нередко дает осложнения в виде расстройств чувствительности и трофики, возникновения болезненных невром

Mackinnon, Dellon, 1990). В связи с этим возникает необходимость дальнейшего поиска эффективных методов нервной пластики.

Способы удлинения отрезков поврежденного периферического нерва, разработанные и апробированные Н.Н. Бурденко (1942), Т. Hoen, J. Brackett (1956), Г.А. Илизаровым (1982-1992) имели целью восполнить дефект нерва без трансплантации, уменьшив повреждающее действие натяжения по линии шва. Способ компенсации дефекта нерва дозированным встречным хроническим вытяжением его отрезков по результативности сопоставим с нейрорафией и даже не уступает аутонервной пластике — "золотому" стандарту в восстановлении целостности нервных проводников (Skoulis et al., 1995; Щудло и др., 1996). Однако метод вытяжения имеет преимущества только при небольших размерах диастаза (несколько сантиметров). При этом в хирургической практике, где эффективность реконструктивных операций зависит еще и от временного фактора, не всегда для конкретного клинического случая приемлемо применение длительного метода хронического вытяжения периферического нерва.

Учитывая предварительные экспериментальные и немногочисленные клинические наблюдения достаточно перспективным представляется метод кратковременного (интраоперационного) вытяжения периферического нерва за его центральный отрезок с немедленным наложением шва "конец в конец" (Богов и др., 1994; Богов и др., 2000). При этом, несмотря на вызываемую ишемию, не угнетается восстановление функции по крайней мере миелиновых волокон. Регенерация нервного волокна — многокомпонентный процесс, включающий посттравматическое выживание нейронов, переживание и пролиферацию шванновских клеток, восстановление специфичных нервных связей аксонов с иннервируемой тканью-мишенью. При кратковременном вытяжении дегенерирующего нерва остается неясной численность популяции выживающих аксотомированных нейронов, вероятность выживания их конкретных субпопуляций, представленных аксонами в периферическом нерве, взаимоотношения между чувствительными нейронами и окружающими их клетками-сателлитами, также как и поведение главной фигуры в процессе регенерации периферического нерва — шванновских клеток.

Цель и задачи исследования. Целью настоящей работы явилась оценка влияния кратковременного (интраоперационного) вытяжения периферического нерва крысы на эффективность его регенерации. В работе были поставлены следующие конкретные задачи:

1. В условиях кратковременного дозированного вытяжения центрального отрезка седалищного нерва изучить количество выживающих нейронов в спинномозговых узлах L4- L5.

2. Оценить численность популяции и пролиферативную активность шванновских клеток.

3. Проследить наличие корреляции между вероятностью вступления чувствительных нейронов в посттравматический апоптоз и экспрессией белка промежуточных филаментов виментина в клетках-сателлитах спинномозговых узлов L4- L5.

4. Исследовать двигательный ответ икроножной мышцы при электростимуляции седалищного нерва.

Научная новизна. После кратковременного дозированного вытяжения центрального отрезка седалищного нерва впервые на основе комплексного подхода, предусматривающего использование нейроморфологического, морфометрического, иммуногистохимического и электрофизиологического методов, проведена оценка регенераторного потенциала, а также дано описание функционального состояния икроножной мышцы. Показано, что количество шванновских клеток в потенциальном пространстве роста аксонов уменьшается под воздействием дозированного вытяжения нерва. Впервые обнаружено, что при вытяжении нерва увеличивается количество выживающих чувствительных нейронов. Показано, что в условиях отсроченного шва количество чувствительных нейронов, экспрессирующих антиапоптозный белок Вс1-2, при вытяжении нерва значительно больше, чем без вытяжения. В работе впервые показано, что при кратковременном вытяжении центрального отрезка нерва вероятность вступления в посттравматический апоптоз нейронов спинномозговых узлов L4— L5 различна в условиях немедленного и отсроченного шва.

Впервые установлено, что после вытяжения нерва с отсроченным швом количество выживающих малых и средних нейронов меньше, чем в условиях немедленного шва. Установлен ранее не известный факт уменьшения количества нейронов, клетки-сателлиты которых экспрессируют виментин, в условиях вытяжения нерва. Доказано, что при кратковременном дозированном вытяжении центрального отрезка нерва реиннервация икроножной мышцы происходит в более ранние сроки и в большей степени . Научно-практическая значимость. В работе показана эффективность кратковременного дозированного вытяжения нерва с целью замещения его дефекта после травмы. Проведенное исследование позволило определить оптимальную нагрузку для кратковременного дозированного вытяжения центрального отрезка поврежденного нерва. Полученные результаты о количестве переживающих чувствительных нейронов и шванновских клеток при различной силе вытяжения, а также изменение экспрессии клетками спинномозговых узлов белков Вс1-2 и виментина, ускорение реиннервации икроножной мышцы расширяют представления о механизмах регенерации в периферической нервной системе. Проведенное исследование дает основание рассматривать кратковременное дозированное вытяжение нерва как метод выбора, наряду с другими способами нервной пластики.

Положения, выносимые на защиту:

1. Кратковременное вытяжение центрального отрезка нерва до значения, соответствующего его удлинению на 11,2%, не снижает эффективности регенерации нервных волокон.

2. При отсроченном кратковременном вытяжении центрального отрезка нерва выживает большее количество чувствительных нейронов, чем при немедленном кратковременном вытяжении.

Апробация работы. Материалы работы доложены на VI Всероссийской нейробиологической школе (Казань, 1998), научно-практической конференции "Актуальные вопросы клинической и экспериментальной медицины" (Пенза, 2000), III Международном симпозиуме "Современные проблемы нейробиологии. Исследования висцеральных систем и их регуляции в возрастном аспекте" (Саранск, 2001), научно-практической конференции молодых ученых КГМУ (Казань, 2001), научной конференции "Морфологические основы гистогенеза и регенерации тканей" (Санкт-Петербург, 2001), Международной конференции "Функциональная нейроморфология. Фундаментальные и прикладные исследования", посвященной 100-летию академика Д.М. Голуба (Минск, 2001). По теме диссертации опубликовано 7 печатных работ.

Структура и объем диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов, результатов собственных исследований, их обсуждения, выводов и списка литературы, включающего 336 источников. Работа изложена на 92 страницах машинописного текста, иллюстрирована 16 рисунками и 7 таблицами.

Заключение диссертации по теме «Гистология, цитология, клеточная биология», Алексеева, Елена Борисовна

1. При кратковременном дозированном вытяжении центрального отрезка нерва к 30-м суткам увеличивается численность выживающих чувствительных нейронов, по сравнению с группой без вытяжения: • в условиях немедленного шва при нагрузке 100Г и 1 2 0 Г количество выживающих нейронов возрастает на 230% и 301% соответственно; • в условиях отсроченного шва при нагрузке 100 Г и 120 Г количество выживающих нейронов возрастает на 81% и 75% соответственно.2. При сравнении эффектов вытяжения нерва в условиях немедленного и отсроченного шва установлено, что в последнем случае к 30-м суткам после перерезки и вытяжения нерва численность популяций малых и средних нейронов уменьшается: • при нагрузке 100 Г и 120 Г количество средних нейронов — соответственно на 89% и 82%; • при нагрузке 100 Г и 120 Г количество малых нейронов — соответственно на 92%) и 32%.3. В условиях отсроченного шва к 30-м суткам после вытяжении нерва с нагрузкой 100 Г и 120 Г количество чувствительных н е й р о н о в , экспрессируюгцих антиапоптозный белок Вс1-2, увеличивается в 120 и 60 раз соответственно по сравнению с группой без вытяжения нерва.4. При вытяжении нерва с нагрузкой 100 Г и 120 Г на 30 сутки выявлено уменьшение количества виментин-позитивных нейронов при сравнении с группой без вытяжения нерва на 94% и 90% соответственно в условиях немедленного шва и на 93% и 88% (Р<0,05) соответственно в условиях отсроченного шва нерва.5. Количество пролиферирующих S100"^-клеток в условиях немедленного шва в седалищном нерве на 7-е сутки после его вытяжения грузом 120 Г уменьшается на 32% по сравнению с группой с перерезанным нервом, но без его вытяжения.6. После кратковременного дозированного вытяжения центрального отрезка седалищного нерва как в условиях немедленного, так и отсроченного шва к 30 м суткам количество шванновских клеток в потенциальном пространстве роста аксонов уменьшается: • на 27% и 42% при нагрузке 120 Г и 150 Г соответственно в условиях немедленного шва; • на 21% и 42% при нагрузке 120 Г и 150 Г соответственно в условиях отсроченного шва.7. При перерезке и вытяжении нерва по сравнению только с перерезкой в более ранние сроки и в большей степени происходит реиннервация икроножной мышцы. К 30-м суткам при вытяжении нерва с нагрузкой 100 Г и 120 Г: • амплитуда М-ответа по отношению к дооперационным значениям составила

35% и 34,7%) соответственно; • длительность М-ответа возрастала относительно дооперационных значений на 26,4%О и 31,5%) соответственно.8. В условиях вытяжения нерва динамика посттравматической гибели шванновских клеток и чувствительных нейронов различаются. Отсутствие эффекта угнетения регенерации нервных волокон при умеренном вытяжении нерва (нагрузка 100 Г и 120 Г) связано с замедлением гибели чувствительных нейронов и не коррелирует с численностью популяции шванновских клеток, количество которых линейно уменьшается по мере нарастания тракционной нагрузки и ишемии нерва.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Алексеева, Елена Борисовна, 2003 год

1. Алиев М.А., Ахметов К.К., Ченцов В.И., Горгоц О.В. Микрохирургические реконструктивно-восстановительные операции при травматических повреждениях периферических нервов. // Вопр. нейрохир. им. Бурденко.- 1989.-№6.- С. 15-16.

2. Белоусов А.Е., Ткаченко С.С. Микрохирургия в травматологии. // JL-"Медицина".-1988.-224с.

3. Богов А.А., Челышев Ю.А., Кубицкий А.А. Влияние тракционной нагрузки на регенерацию периферического нерва. // Российские морфологические ведомости.- 2000.- №1-2.- С. 120-122.

4. Бурденко Н.Н. Состояние вопроса лечения при ранении периферических нервов. // Вопр. нейрохир.- 1942,. Т. 6.- №6.- С. 6-17.

5. Григорович К.А. Хирургическое лечение повреждений нервов. // JL-"Медицина".- 1981.

6. Гришин А.В. Нейрохирургическая практика при различных повреждениях нервного волокна. // Вопр. нейрохир. им. Бурденко.-1993.-№4.-С. 128-135.

7. Дольницкий О.В., Дольницкий Ю.О. Атлас микрохирургических операций на периферических нервах. // Киев. Выща школа.- 1991.- 182с.

8. Злотник Э.И., Короткевич Е.А. Некоторые вопросы аутотрансплантации при травме периферических нервов конечностей. //Вопр. нейрохир. им. Бурденко,- 1986.-№1.-С. 52-58.

9. Илизаров Г.А., Карымов Н.Р. Сравнительное исследование ультраструктуры нервных волокон в онтогенезе и в условиях дозированной дистракции. //Гений ортопедии.- 1995.-№1.- С. 26-29.

10. Илизаров Г.А., Щудло М.М., Кузнецова А.Б., Щудло Н.А. Нейрогистологическая характеристика регенерации концов поврежденного нерва в условиях дозированного растяжения. // Бюл. экспер. биол. и мед.- 1992.- №4.- С. 439-442.

11. Калмин О.В. Морфологические факторы биомеханической надежности периферических нервов. // Автореф. дис. .д-ра мед. наук.- Саратов 1998.

12. Попович М.И. Изменения периферических нервов при их тракционной травме. //Вопр. нейрохир. им. Бурденко.- 1988.- №1.- С. 39-45.

13. Рагинов И.С., Челышев Ю.А., Хафизьянова Р.Х. Влияние ксимедона на посттравматическое выживание чувствительных нейронов. // Бюл. экспер. биол. и мед.-2000.-Т. 129.-№3.-С. 256-259.

14. Рагинов И.С., Челышев Ю.А., Шагидуллин Т.Ф. Выживание в системе "чувствительный нейрон — шванновская клетка" при стимуляции регенерации нерва ксимедоном. // Бюл. экспер. биол. и мед.- 2001 .Т. 131.-№3.-С. 275-277.

15. Челышев Ю.А. Факторы поддержания регенерации периферических нервов. // Успехи физиологических наук,- 1995.- Т. 26.- №3.- С. 57-77.

16. Челышев Ю.А., Сайткулов К.И. Развитие, фенотипическая характеристика и коммуникации шванновских клеток. // Успехи физиологических наук.- 2000.- Т. 31.- №3.- С. 54-69.

17. Челышев Ю.А., Селякин С.П., Рагинов И.С. Межклеточные взаимодействия в спинальном ганглии при регенерации нерва. // Российские морфологические ведомости.- 2001.- №1-2.- С. 159-166.

18. Челышев Ю.А., Черепнев Г.В. Молекулярные и клеточные аспекты фармакологической стимуляции регенерации нерва. // Экспериментальная и клиническая фармакология.- 2001,- Т. 64.- №3.- С. 67-71.

19. Челышев Ю.А., Черепнев Г.В., Сайткулов К.И. Апоптоз в нервной системе. // Онтогенез.- 2001.- Т. 32.- №2,- С. 118-129.

20. Шевелев И.Н., Вашин Н.Н., Лошаков В.А. и др. Результаты интерфасцикулярной аутотрансплантации в лечении травматических повреждений срединного и локтевого нервов. // Вопр. нейрохир. им. Бурденко.- 1983.- №5.- С. 45-51.

21. Щудло М.М., Щудло Н.А. Тракционный рост нервных стволов. // Гений ортопедии.- 1996.- №3.- С. 152.

22. Щудло Н.А., Щудло М.М. Механизмы удлинения отрезков свежеповрежденного нерва при их встречной дозированной тракции. // Травматология и ортопедия.- 1994.- №2.- С. 148.

23. Щудло Н.А., Щудло М.М. Метод дозированного растяжения тканей в проблеме возмещения дефектов нервных стволов (результаты экспериментальных исследований, нерешенные проблемы и перспективы). // Гений ортопедии.- 1998.- №4,- С. 52-58.

24. Щудло М.М., Щудло Н.А., Сайфутдинов М.С., Сизова Т.В Экспериментально-морфологическое обоснование возможностиудлинения сшитого нервного ствола. // Травматологии и ортопедии России.- 1995.- №5.-С. 56-60.

25. Щудло Н.А., Щудло М.М., Сайфутдинов М.С., Сизова Т.В. Реиннервация при разных способах репарации свежеповрежденного седалищного нерва. // Гений ортопедии.- 1996.- №2-3.- С. 122-123.

26. Acheson A., Conover J., Fandl J. et al. A BDNF autocrine loop in adult sensory neurons prevents cell death. //Nature.- 1995.- V. 374.- №6521.- P. 450-453.

27. Aebischer P., Guenard V., Winn S. Blind-ended semipermeable guidancei.channels support peripheral nerve regeneration in the absence of a distal nerve stump.//Brain. Res.- 1988.-V. 454.-P. 179-187.

28. Aitken J., Sherman M., Young J. Maturation of peripheral nerve fibres with various peripheral connections. //J. Anat.- 1947.- V. 81.- P. 1-22.

29. Akers R., Mosher D., Lilien J. Promotion of retinal neurite outgrowth by substrate bound fibronectin. //Dev.Biol.-1981.-№86.-P. 179-188.

30. Aldskogius H., Arvidsson J., Grant G. Axotomy-induced changes in primary sensory neurons. // in Sensory Neurons: Diversity, Development, and Plasticity (Scott S. A., ed.), Oxford University Press, New York.- 1992.- P. 363-383.

31. Amillo S., Yanez R., Barrios R. Nerve regeneration in different types of grafts: experimental study in rabbits. //Microsurgery.- 1995.- V. 16.- №9.- P. 621-630.

32. Amin V., Cumming D., Latchman D. Over-expression of heat shock protein 70 protects neuronal cells against both thermal and ischaemic stress but with different efficiencies. //Neurosci-Lett.- 1996.-V. 8.- №206(1).-P. 45-48.

33. Anton E., Weskamp G., Reichardt L., Matthew W. Nerve growth factor and its low-affinity receptor promote Schwann cell migration. // Proc. Natl. Acad. Set USA.- 1994.-V. 91.-P. 2795-2799.

34. Arce V., Pollock R., Philippe J. et al. Synergistic effects of Schwann- and muscle-derived factors on motoneuron survival involve GDNF and cardiotrophin-1 (CT-1).//Neurosci.- 1998.-V. 18,-№4.-P.1440-1448.

35. Archibald S., Krarup C., Shefner J. et al. A collagen-based nerve guide conduit for peripheral nerve repair — an electrophysiological study of nerve regeneration in rodents and nonhuman primates. // Сотр. Neurol.- 1991.-V. 306.-P. 685-696.

36. Azzouz M., Kennel P. et al. Enhancement of mouse sciatic nerve regeneration by the long chain fatty alcohol, N-hexacosanol. // Exp. Neurology.-1996.- V. 138.-P. 189-197.

37. Bain J., Mackinnon S., Hudson A. et al. The peripheral nerve allograft: An assessment of regeneration across nerve allograft in rats immunosuppressed with cyclosporin A. // Plast. Reconstr. Surg.- 1988,- V. 88.- №6.- P. 10521066.

38. Bajrovic F., Bresjanac M., Sketelj J. Long-term effects of deprivation of cell support in the distal stump on peripheral nerve regeneration. // Neurosci. Res.- 1994.- V. 39,-P.23-30.

39. Bennett D., Michael G., Ramachandran N. et al. A distinct subgroup of small DRG cells express GDNF receptor components and GDNF is protective for these neurons after nerve injury. // J. Neurosci.- 1998.- V. 15.- №18(8).- P. 3059-3072.

40. Berenberg K., Forman D., Wood D. et al. Recovery of peripheral nerve function alter axotomy: effect triodothyronine. // Exp. Neurol.- 1977.- V. 57.-№2.-P. 349-363.

41. Berger A., Lassner F. Peripheral nerve allografts: survey of present state in an experimental model of the rat. //Microsurgery.-1994.- №15(11).- P. 773777.

42. Bergsteinsdottir K., Kingston A., Mirsky R., lessen K. Rat Schwann cells produce interleukin-1. //J. Neuroimmunol.- 1991.- №34.- P. 15.

43. Beuche W., Friede R. Millipore diffusion chambers allow dissociation of myelin phagocytosis by non-resident cells and of allogenic nerve graft rejection. //Neurol. Sci.- 1985,- V. 69(3).-P. 231-246.

44. Beuche W., Friede R. Myelin phagocytosis in Wallerian degeneration of peripheral nerves depends on silica-sensitive, bg/bg-negative and Fc-positive monocytes.//BrainRes.- 1986.-V. 378.-P. 97-106.

45. Bisby M. Regeneration of peripheral nervous system axons. // In the axon: structure, function and pathophysiology.- Waxman S. G., Kocsis J. D., and Stys P. K., eds.- Oxford University Press, New York, Oxford.- 1995.- P. 553578.

46. Black M., Lasek R. Slowing of the rate of axonal regeneration during growth and regeneration.//Exp. Neurol.- 1979.-V. 63.-P. 108-119.

47. Bolesta M., Garrett W., Ribbeck В., Glisson R. Immediate and delayed neurorhaphy in a rabbit model: A functional, histologic, and biochemical comparison. //Hand Surg.- 1988.- №13A.- V. 3.- P. 352-357.

48. Brown R., Eldmann D., Lyons S., Suchy H. The use of cultured Schwann cells in nerve repair in a rabbit hind-limb model. // Reconstr. Microsurg.-1996.-V. 12.-P. 149-152.

49. Brunelli G., Battiston В., Vigasio A., Brunelli G. Bridging nerve defects with combined skeletal muscle and vein conduits. // Microsurgery. 1993.-№14(4).-P. 247-251.

50. Bunge M., Clark M., Dean A., Eldridge C. Schwann cell function depends upon axonal signals and basal lamina components. // Ann. NY Acad. Sci.-1990.-V. 580.-P. 281-287.

51. Bunge R. Tissue culture observations relevant to the study of axon-Schwann cell interaction during peripheral nerve development and repair. //Exp. Biol.-1987.-V. 132.- P. 21-34.

52. Bunge R., Bunge M. Interrelationship between Schwann cell function and extracellular matrix production. // Trends Neurosci.- 1983.- V. 6.- P. 499505.

53. Bunge R., Bunge M., Eldridge C. Linkage between axonal ensheathment and basal lamina production by Schwann cells. //Ann. Rev. Neurosci.- 1986.- V. 9.-P. 305-328.

54. Bursch W., Oberhammer F., Schulte-Hermann R. Cell death by apoptosis and its protective role against disease. // Trends Pharmacol. Sci.- 1992.- V. 13.-P. 245-251.

55. Carlsson J., Lais A., Dyck P. Axonal atrophy from permanent peripheral axotomy in adult cat. // J. Neuropathol. Exp. Neurol.- 1979.- V. 38.- P. 579588.

56. Causey G., Barton A. An electron microscopic examination of degenerating and regenerating peripheral nerve. // In Cytology of Nervous Tissue, Proceeding of the Anatomical Society of Great Britain and Ireland.- 1961.-P. 75-77.

57. Chen Y., Wang-Bennet L., Coker N. Facial nerve regeneration in the silicone chamber: the influence of nerve growth factor. // Exp. Neurol.- 1989.- V. 103.-P. 52-60.

58. Cheng H., Randolph A., Yee D. et al. Characterization of insulin-like growth factor-I and its receptor and binding proteins in transected nerves and cultured Schwann cells. // Neurochem.- 1996.- V. 66.- P. 525-536.

59. Chiu D., Strauch B. Prospective clinical evaluation of autogenous vein grafts used as a nerve conduit for distal sensory nerve defects of 3 cm or less. // Hand Surg.- 1998.- V.23.- №3.- P.354-359.

60. Clark W., Trumble Т., Swiontkowski M., Tencer A. Nerve tension and blood flow in a rat model of immediate and delayed repairs. // J. Hand Surg.-1992.-Y. 17A.-№4.-P. 677-687.

61. Corsetti G., Rezzani R., Rodella L., Bianchi R. Ultrastructural study of the alterations in spinal ganglion cells of rats chronically fed on ethanol. // Ultrastruct. Pathol.- 1998.- V. 22,- №4.-P. 309-319.

62. Creange A., Lefaucheur J., Authier F., Gherardi R. Cytokines and peripheral neuropathies.//Rev. Neurol.- 1998.-V. 154(3).-P. 208-216.

63. Daniloff J., Levi G., Grumet M., Edelman G. Altered expression of neuronal cell adhesion molecules induced by nerve injury and repair. // J. Cell Biol.-1986.-V. 103.-P. 929-945.

64. Daoutis N., Gerostathopoulos N., Efstathopoulos D. et al. Microsurgical reconstruction of large nerve defects using autologous nerve grafts. // Microsurgery.- 1994.-V. 15.-№7.-P.502-505.

65. Davis J., Stroobant P. Platelet-derived growth factors and fibroblast growth factors are mitogens for the rat Schwann cells.// J. Cell Biol.- 1990.-V. 110.-P. 1353-1360.

66. Dellon A., Mackinnon S. An alternative to the classical nerve graft for the management of the short nerve gap. // Plast. Reconstr. Surgery.- 1988.- V. 82.-№5.-P. 849-856.

67. Delree P., Ribbens C., Martin D. et al. Plasticity of developing and adult dorsal root ganglion neurons as revealed in vitro. //Brain Res. Bull.- 1993.-V. 30(3-4).-P. 231-237.

68. Den-Dunnen W., Van-der Lei В., Robinson P. et al Biological performance of adegradable poly(lactic acid-epsilon-caprolactone) nerve guide: influence of tube dimensions. // J.Biomed.Mater.Res.- 1995,- №29(6).- P. 757-766.

69. Den-Dunnen W., Van-der Lei В., Schakenraad J. et al. Long-term evaluation of nerve regeneration in a biodegradable nerve guide. // Microsurgery.- 1993.-№14(8).-P. 508-515.

70. Derby A., Engleman V., Frierdich G. et al. Nerve growth factor facilitates regeneration across nerve gaps: morphological and behavioral studies in rat sciatic nerve.//Exp. Neurol.- 1993.-V. 119.-P. 176-191.

71. Di Benedetto G., Zura G, Mazzucchelli R. et al. Nerve regeneration through a combined autologous conduit (vein plus acellular muscle grafts). // Biomaterials.- 1998,-V.19.-№1-3.-P.173-181.

72. Ducker Т., Hayes G. Peripheral nerve grafts: experimental studies in the dog and chimpanzee to difine homograft limitations. // J. Neurosurgery.-1970.-№32,-P. 236-243.

73. Dyer J., Philipsen H., Tonnaer J. et al. Melanocortin analogue Org2766 binds to rat Schwann cells, upregulates NGF low-affinity receptor p75, and releases neurotrophic activity. //Peptides.- 1995.-V. 16.- №3.-P. 515-522.

74. Edstrom A., Briggman M., Ekstrom P. Phospholipase A2 activity is required for regeneration of sensory axons in cultured adult sciatic nerves. // J. Neurosci. Res.- 1996.- V. 43(2).- P. 183-189.

75. Edstrom A., Ebdladh M., Ekstrom P. Adenosine inhibition of the regeneration in vitro of adult frog sciatic sensory axons. // Brain Res. 1992. V. 570. P. 35-41.

76. Edstrom A., Ekstrom P., Wiklund P. Moderate elevation of extracellular potassium transiently inhibits regeneration of sensory axons in cultured adult sciatic nerves. // Brain Res.- 1995.-V. 693. №1-2.-P. 148-154.

77. Einheber S., Hannocks M., Metz C. et al. Transforming growth factor-beta 1 regulates axon Schwann cell interactions. // J. Cell Biol.- 1995.- V. 129.-P. 443-458.

78. Ekstrom P. Neurones and glial cells of the mouse sciatic nerve undergo apoptosis after injury in vivo and in vitro. //Neuroreport.- 1995.- Y. 9.- P. 1029-1032.

79. Ekstrom P., Hedlund G., Karlsson J., Andersson G. The immune modulator Linomide prevents neuronal death in injured peripheral nerves of the mouse.Neuroreport.- 1998.-V. 11,-№9(7).-P. 1337-41

80. Evans G., Brandt K., Widmer M. et al. Sciatic nerve regeneration through venous or nervous grafts in the rat. // Exp. Neurol.- 1997.- V. 148.- №1.- P. 236-246.

81. Friedman В., Scherer S., Rudge J. et al. Regulation of ciliary neurotrophic factor expression in myelin-related Schwann cell in vivo. //Neu-ran.- 1992.-V. 9.-P. 295-305.

82. Fu S., Gordon T. The cellular and molecular basis of peripheral nerve regeneration.//MolecularNeurobiology.- 1997.-V. 14.-№1.-P. 67-116.

83. Fujisawa K., Hirata H., Inada H. et al. Elongation of wallerian degenerating nerve with a tissue expander: a functional, morphometrical, and immunohistochemical study. // Microsurgery.-1995.- V. 16.- P. 10684-10691.

84. Funakoshi H., Frisen J., Barbany G. et al. Differential expression of mRNAs for neurotrophins and their receptors after axotomy of the sciatic nerve. // J. Cell Biol.- 1993.-V. 123,-P. 455-465.

85. Gailliot R.V., Core G.B. Serratus anterior intercostal nerve graft: a new vascularized nerve graft. //Ann-Plast-Surg.- 1995.- №35(1).- P. 26-31.

86. Gattuso J., Davies A., Glasby M. et al. Peripheral nerve repair using muscle autografts. Recovery of transmission in primates. // J. Bone Jt Surg.- 1988. -V. 70B.-№4.-P. 524-529.

87. Gerschenson L., Rotello R. Apoptosis: a different type of cell death. // J. FASEB.- 1992.- V. 6.- P. 2450-2455.

88. Gertrud L., Gisela G. Uber die Beeinflussing der Nerven faser regeneration inNerven gewebe kulturen durch Wirkstoffe. // Z. mikrosk. anat. forsch.-1980.-V. 94.-№6.-P. 1105-1113.

89. Giannini C., Lays A., Dyck P. Number, size and class of perifepheral nerve fibers regenerating after cruch, multiple cruch and graft. // Brain Res.-1989.-V.500.-P. 131-138.

90. Gold В., Austin D., Storm-Dickerson T. Multiple signals underlie the axotomy-induced up-regulation of c-JUN in adult sensory neurons. // Neurosci. Lett.- 1994.-V. 18.-№176(1).-P. 123-127.

91. Gold В., Zeleny-Pooley M., Chaturvedi P., Wang M. Oral administration of a nonimmunosuppressant FKBP-12 ligand speeds nerve regeneration. // Neuroreport.- 1998.-V. 16.-№9(3).-P. 553-558.

92. Gordon T. Dependence of peripheral nerves on their target organs, in Somatic and Autonomic Nerve'Muscle Interactions (Burnstock G., Vrbova G., and O'Brien R. A., eds.), Elsevier, New York.- 1983.- P. 289-323.

93. Gordon Т., Gillespie J., Orozco R., Davis L. Axotomy-induced changes in rabbit hindlimb nerves and the effects of chronic electrical stimulation. // J. Neurosci.- 1991.-V. 11,-P. 2157-2169.

94. Grafstein В., McQuarrie J. Role of the nerve cell body in axonal regeneration, in Neuronal Plasticity (Cotman C. W., ed.). Raven, New York.-1978.-P. 155-196.

95. Guegan Y., Sarmiento A., Pinel I.F. Resultats de 40 greffes fascicularies sur les gros trones nerveux peripheriques. // Neurochirurgil.- 1984,- №30.- P. 309-317.

96. Guenard V., Dinarelle C., Weston P., Aebischer P. Peripheral nerve regeneration is impeded by interleukin-I receptor antagonist released from a polymeric guidance channel. //Neurosci. Res.- 1991.- Y. 29.- P. 396-400.

97. Gu-Yu Dong, Wu Min-Ming, Zheng Yi-Lui et al. Arterialized venous free sural nerve grafting. // Ann. Plast. Surg.- 1985,- V. 15,- №4,- P. 332-339.

98. Haas C., Donath C., Kreutzberg G. Differential expression of immediate early genes after transection of the facial nerve. // Neuro-science.- 1993.- V. 53.- P. 91-99.

99. Haase I., Bjerre P., Simesen K. Median and ulnar nerve transsection treated interfascicular cable-grafting with autologis sural nerve. // J. Neurosurg.-1980.-V. 53.-P. 73-84.

100. Hall G., Van-Way C. A comparison of nerve grafting and tissue expansion techniques in the rat. // Microsurgery.- 1994,- №15(6).- P. 439-442.

101. Hasegawa T. An experimental study on elongation injury of peripheral nerve. //Nippon Seikeigeka Gakkai Zasshi, 1992.-V. 66(11).-P. 1184-1193.

102. Heijke G., Klopper P., Dutrieux R. Vein graft conduits versus conventional suturing in peripheral nerve reconstructions. // Microsurgery.- 1993.-№14(9).-P. 584-588.

103. Henken D., Battisti W., Chesselet M. Expression of bb-preprotachykinin mRNA and tachykinins in rat dorsal ganglion cells following peripheral or central axotomy. //Neuroscience.- 1990.- V. 39.-N 3,- P. 733-742.

104. Henry E., Chiu Т., Nyilas E. Nerve regenerationthrough biodegradable polyester tubes.//Exp. Neurol.- 1985.-V. 90,-P. 652-676.

105. Hentz V., Rosen J., Shao-Jun Xiao et al. The nerve gap dilemma: A comparison of nerves repaired end to end under tension with nerve grafts in a primate model. //J. Hand Surgery.- 1993.- V. 18a.-№3.- P. 417-425.

106. Heumann R., Korsching S., Bandtiow C., Thoenen H. Changes of nerve growth factor synthesis in nonneural cells in response to sciatic nerve section. //J. Cell Biol.- 1987.-V. 104.-P. 1623-1631.

107. Heumann R., Korsching S., Bandtiow C. Changes of NGF synthesis in non-neuronal cells in response to sciatic nerve transection. // J. Cell Biol.-1987а,-V. 104.-P. 1623-1631.

108. Himes В., Tessler A. Death of some dorsal root ganglion neurons and plasticity of others following sciatic nerve section in adult and neonatal rats. // J. Сотр. Neurol.- 1989,- V. 284,- №2.- P. 215-230.

109. Hockenbery D., Nunez G., Milliman C. et al. Bcl-2 is an inner mitochondrial membrane protein that blocks programmed cell death. // Nature.- 1990.- V. 22.- №348(6299).- P. 334-336.

110. Hockenbery D., Oltvai Z., Yin X. et al. Bcl-2 functions in an antioxidant pathway to prevent apoptosis. //Cell.- 1993,-V. 75,-P. 241-251.

111. Hodges J., Williams J., Gurlek A. et al. In vivo evaluation of (1-lactic acid) porous conduits for peripheral nerve regeneration. // Biomaterials.- 1999.-V. 20.- P. 1109-1115.

112. Hoen Т., Brackett C. Peripheral nerve lengthening. I. Experimental. // J. Neurosurgery.- 1956,-V. 13.-№1,-P. 43-62.

113. Horie H., Sakai I., Akahori Y., Kadoya T. IL-1 beta enhances neurite regeneration from transected-nerve terminals of adult rat DRG. // Neuroreport.-1997.- V. 27.- №8(8).- P. 1955-1959.

114. Hudson A., Hunter D., Kline D., Bratton B. Histological studies of experimental interfascicular graft repaire.//J. Neurosurgery.- 1979.-V. 51.-P. 339-340.

115. Itoh S., Shinomiya K., Samejima H. et al. Experimental study on nerve regeneration through the basement membrane tubes of the nerve, muscle, and artery. //Microsurgery.- 1996.-V. 17.- №10.- P. 525-534.

116. Jacobson M., Burne J., King M. et al. Bcl-2 blocks apoptosis in cells lacking mitochondrial DNA.//Nature.- 1993.-V. 361.-№6410.-P. 365-369.

117. Jacoby W., Fahluruch R., Mackert В., Fraun В., Bolle I., Sohnell I. Uberbruckung peripherer nervendeferte mit luophiliscirten und desantigenisierten homologen transplantaten. // Munch. Med. Wochensehr.-1970,-№112.-P. 586-589.

118. Jenq C., Coggeshall R. Numbers of regenerating axons in parent and tributary peripheral nerves in the rat. //Brain Res.- 1985.-V. 326.-P. 27-40.

119. Jessen K., Brennan A., Morgan L. The Schwann cell precursor and its fate: a study of cell death and differentiation during gliogenesis in rat embryonic nerves. //Neuron.- 1994,- V. 12,- P. 509-527.

120. Jessen K., Mirsky R., Morgan L. Axonal signals regulate the differentiation of nonmyelin-forming Schwann cells: an immunohistochemical study of galactocerebroside in transected and regenerating nerves. //Neurosci.- 1987.-V. 7,-P. 3362-3369.

121. Johnson S., Hines J., Burt A. Immunolocalization of proliferating perisinusoidal cells in rat liver. //J. Histochem.- 1992.- V. 24.- P. 67-72.

122. Jou I., Lai K., Shen C., Yamano Y. Changes in conduction, blood flow, histology, and neurological status following acute nerve-stretch injuryinduced by femoral lengthening. // J. Orthop. Res.- 2000.- V.18.- №1,- R 149-155.

123. Kalomiri D., Soucacos R, Beris A. Nerve grafting in peripheral nerve microsurgery of the upper extremity. // Microsurgery.- 1994.- V. 15,- №7.- R 506-511.

124. Kanaya F., John F., Tsu-Min Tsai, Breidenbach W. Functional Results of Vascularized versus Nonvascularized Nerve Grafting. // Plast. Reconstr. Surg.-1992.- №5.- V. 89.- P. 924-930.

125. Kelleher M., Al-Abri R., Eleuterio M. et al. The use of conventional and invaginated autologous vein grafts for nerve repair by means of entubulation. // Br. J. Plast. Surg.- 2001.- V. 54.- № 1.- P. 53-57.

126. Kiyotani Т., Teramachi M., Takimoto Y. et al. Nerve regeneration across a 25-mm gap bridged by a polyglycolic acid collagen tube: a histological evaluation of regenerated nerves. //Brain Res.- 1996.- V. 740.- P. 66-74.

127. Komiyama A., Suzuki K. Age-related differences in proliferative responses of Schwann cells during Wallerian degeneration. // Brain Res.- 1992.- V. 573.-P. 267-275.

128. Kopp D., Trachtenberg J., Thompson W. Glial growth factor rescues Schwann cells of mechanoreceptors from denervation-induced apoptosis. / / J. Neurosci.- 1997,- V. 17.- P. 6697-6706.

129. Koshima I., Okumoto K., Umeda N., Moriguchi Т., Ishii R., Nakayama Y. Free vascularized deep peroneal nerve grafts. // J. Reconstr. Microsurg.-1996.-№12(3).-P. 131-141.

130. Kreutzberg G. Reaction of the neuronal cell body to axonal damage. // in The Axon: Structure, Function and Pathophysiology (Waxman S., Kocsis J. and Stys P., eds.), Oxford University Press, New York, Oxford.- 1995.- P. 355374.

131. Kroemer G. The proto-oncogene Bcl-2 and its role in regulating apoptosis. / . /NatureMedicine.- 1997.-V. 3.-P. 614-620.

132. Kroemer G., Zamzami N., Susin S. Mitochondrial control of apoptosis. // Immunol. Today.- 1997.- V. 18.- P. 44-51.

133. Kujawa K., Jacob J., Jones K. Testosterone Regulation of the Regenerative Properties of Injured Rat Sciatic Motor Neurons. //J. Neurosci. Res.- 1993.-V.35.-№3.-P. 268-273.

134. Kushima Y., Hatanaka H. Interleukin-6 and leukemia inhibitory factor promote the survival of acetylcholinesterase-positive neurons in culture from embryonic rat spinal cord. //Neurosci Lett.- 1992.-V. 143.-№1-2.-P. 110141.

135. Langone F., Lora S., Veronese F., Caliceti P., Parnigotto P., Valenti F., Palma G. Peripheral nerve repair using a poly(organo)phosphazene tubular prosthesis. // Biomaterials.- 1995.- № 16(5).- P. 347-353.

136. LeBlanc A., Poduslo J. Axonal modulation of myelin gene expression in the peripheral nerve. //Neurosci. Res.- 1990.- V. 26.-P. 317-326.

137. Lee D., Zurawel R., Windebank A. Ciliary neurotrophic factor expression in Schwann cells is induced by axonal contact. // J. Neurochem.- 1995.- V. 65.-P. 564-568.

138. Lekan H., Chung K., Yoon Y. et al. Loss of dorsal root ganglion cells concomitant with dorsal root axon sprouting following segmental nerve lesions.//Neuroscience.- 1997.-V. 81.-№2.-P. 527-534.

139. Lemke G., Chao M. Axons regulate Schwann cell expression of the major myelin andNGF receptor genes.//Development.- 1988,-V. 102.-P. 499-504.

140. Levi A., Bunge R., Lofgren J. et al. The influence of heregulins on human Schwann cell proliferation.//Neurosci.- 1995.-V. 15.-P. 1329-1340.

141. Levi A., Guenard L., Aebischer P., Bunge R. The functional characteristics of Schwann cells cultured from human peripheral nerve after transplantation into a gap within the rat sciatic nerve. // Neurosci.- 1994.- V. 14.- P. 13091319.

142. Levinthal R., Brown J., Rand R. V. Comparison of fascicular, interfascicular and epineural suture techniques in the repair of simple nerve lacerations. // Neurosurgery.- 1977.- V. 47.- №5.- P. 744-750.

143. Li L., Wu W., Lin L., Lei M. et al. Rescue of adult mouse motoneurons from injury-induced cell death by glial cell line-derived neurotrophic factor. // Proc. Nail. Acad. Sci. USA.- 1995.- V. 92.- P. 9771-9775.

144. Lieberman A. Some factors affecting retrograde neuronal responses to axonal lesions. // in Essays on the Central Nervous System (Bellairs R. and Gray E., eds.). Clarendon, Oxford.- 1974.- P. 71-105.

145. Lind R., Wood M. Comparison of the patterns of early revascularization of conventional versus vascularized nerve grafts in the canine. // J. Reconstr. Microsurg.-1986.- №2.- P. 229-234.

146. Lindholm D., Heumann R., Meyer M., Thoenen H. Interleukin-1 regulates synthesis of nerve growth factor in non-neuronal cells of rat sciatic nerve. / / Nature.- 1987.- V. 330, P. 658-659.

147. Lindsay R., Wiegand S., Altar C., DiStefano P. Neurotrophic factors: from molecule to man.//Trends Neurosci.- 1994.-V. 17.-P. 182-190.

148. Lisak R., Bealmear B. Antibodies to interleukin-1 inhibit cytokine-induced proliferation of neonatal rat Schwann cells in vitro. // Neuroimmunol.- 1991 .-V.31.-P. 123-132.

149. Lisak R., BealmearB., Benjamins J., Skoff A. Inflammatory cytokines inhibit upregulation of glycolipid expression by Schwann cells in vitro. // Neurology. -1998.-V. 51.-№6.-P. 1661-1665.

150. Lo A., Li L., Oppenheim R., Prevette D., Houenou L. Ciliary neurotrophic factor promotes the survival of spinal sensory neurons following axotomy but not during the period of programmed cell death. // Exp. Neurol.- 1995.-V. 134.-№1.-P. 49-55.

151. Lopresti P., Scott S. Target specificity and size of avian sensory neurons supported in vitro by nerve growth factor, brain-derived neurotrophic factor, andneurotrophin-3. //Neurobiol.- 1994.-V. 25.-№12,-P. 1613-1624.

152. Lundborg G. Structure and function of the intraneural microvessels as related to trauma, edema formation and nerve function. // Bone Joint Surg.- 1975.-V. 57a.-№7.-P. 938-948.

153. Lundborg G. Regeneration of peripheral nerves a biological and surgical problem. // Scand. J. ofPlast. Reconstr. Surg.- 1982.- Supplement 19.-P. 3845.

154. Lundborg G. Structure and function of the intraneural microves-sels as related to trauma, edema formation and nerve function. // Bone Joint Surg.- 1975.-V. 57a.-№7. P. 938-948.

155. Lundborg G., Dahlin L., Danielsen N. et al. Nerve regeneration in silicone chambers: Influence of gap length and of distal stump components. // Exp. Neurol.- 1982.-V. 76.-P. 361-375.

156. Ma W., Bisby M. Differential expression of galanin immunoreactivities in the primary sensory neurons following partial and complete sciatic nerve injuries. //Neuroscience.-1997.-V. 79(4).-P. 1183-1195.

157. Ma W., Bisby M. Increase of galanin мРНК in lumbar dorsal root ganglion neurons of adult rats after partial sciatic nerve ligation. // Neurosci. Lett.-1999.-V. 12.-№262(3).-P. 195-198.

158. Mackinnon S., Dellon A. A study of nerve regeneration across synthetic (Maxon) and biologic (collagen) nerve conduits for nerve gaps up to 5 cm in the primate. //Reconstr. Microsurg.- 1990.- V. 6.- P. 117-121.

159. Mackinnon S., Dellon L., Hudson A. Nerve regeneration through apseudosynovial sheath in a primate model. //Plast. Reconstr. Surg.- 1984.-V. 75.-P. 833-839.

160. Mackinnon S., Dellon A. Clinical Nerve Reconstruction with a Bioabsorbable Polyglycolic Acid Tube.//Plast. Reconstr. Surg.- 1990,-V. 85.-№3,-P. 419424.

161. Madison R., Archibald S., Krarup C. Peripheral nerve injury. // Wound Healing: Biochemical and Clinical Aspects. Sounders Co., Philadelphia.- 1991.- P. 450-487.

162. Madison R., Da Silva C., Dikkens R Increased rate ofperipheral nerve regeneration using bioresorbale nerve guides and alaminin containing gel. / / Exp. Neurol.- 1985,- V. 88.- P. 767-772.

163. Martinou J. Key to the mitochondrial gate. //Nature.-1999.- V. 399.- №6735,-P. 411-412.

164. Matheson C., Carnahan J., Urich J. et al. Glial cell line-derived neurotrophic factor (GDNF) is a neurotrophic factor for sensory neurons: comparison with the effects of the neurotrophins. //Neuroscience.- 1998.-V. 82.-№2. -P. 545-558.

165. Matsuoka I., Meyer M., Thoenen H. Cell-type-specific regulation of nerve growth factor (NGF) synthesis in nonneural cells: comparison in Schwann cells and other cell types. //Neurosci.- 1991.-V. 11.-P. 3165-3177.

166. McAllister, Calderl. Paradoxal clinical conequences ofperiferal nerve injuri: a review of anatomical, neurophysiological and psychological mechanisms. //Brit. J. Plastic. Surg.-1991.-V. 48,-P. 384-395.

167. McFarlane R., Mayer J. Digital nerve grafts with the lateral antebrachial cutaneous nerve.//Hand Surg.- 1976.-V. 2a.-№1.-P. 169-173.

168. McQuarrie I., Lasek R. Transport of cytoskeletal elements from parent axons into regenerating daughter axons. // J. Neurosci.- 1989.- V. 9.- P. 436-446.

169. Meiri, К., Bickerstaff L., Schwob J. Monoclonal antibodies show that kinase-C phosphorylation of GAP-43 duringaxonogenesis is both spatially and temporally restricted In vivo.//Cell Biol- 1991.-V. 112.-P. 991-1005.

170. Mews M., Meyer M. Modulation of Schwann cell phenotype by TGF-bl: inhibition of Po mRNA expression and downregulation of the low affinity NGF receptor.//Glia.- 1993,-V. 8.-P. 208-217.

171. Millesi H. Wiederhestellung durchtrennter peripherer nerven und nerven transplantation. //Munch. Med. Wochensehr.- 1969.- №52,- P. 2659-2674.

172. Millesi H. Microsurgery of peripheral nerves. // Hand.- 1973.- V. 5.- №2.- P. 157-160.

173. Millesi H. Redentung der Nerventransplantation in der Chirurgie der peripheren nerven. //Zbl. Chir.- 1975.-Y. 100.-№25.-P. 1537-1546.

174. Millesi H. Interfascicular nerve grafting. // Orthop. Clinics of North America.-1981,-V. 12.-№2.-P. 287-301.

175. Millesi H., Meissl G. Consequences of tension at the suture site. // In A. Gorio, H. Millesi, and S. Mingrino (Eds.). Post-Traumatic Peripheral Nerve Regeneration. New York: Raven Press.- 1981.- P. 227-279.

176. Millesi H., Meissl G., Berger A. The interfascicular nerve grafting of the median and ulnar nerves. // Bone and Joint Surg.- 1972.- V. 54a.- №4.- P. 727-750.

177. Millesi H., Meissl G., Berger A. Further expirience with interfascicular nerve grafting of the median, ulnar and radial nerves. // Bone and Joint Surg.-1976,- V. 58a.- №2,- P. 209-218.

178. Milner R., Wilkins P. The recovery of peripheral nerves following tissue expansion. // Hand Surg. (British Volume).- 1992.- V. 17b.- №1.- P. 78-85.

179. Mitsui Y., Okamoto K., Martin D. et al. The expression of proinflammatory cytokine mRNA in the sciatic-tibial nerve of ischemia-reperfusion injury. / /BrainRes.- 1999.-Y. 844.-№1-2,-P. 192-195.

180. Miyamoto Y. Experimental study of results of nerve suture under tension versus nerve grafting. // Plast. Reconstr. Surg.- 1979.- V. 64.- №2.- P. 540547.

181. Molander H., Engkvist O., Hagglund J. et al. Nerve repair using a polyglactin tube and nerve graft: An experimental study in the rabbit. // Biomaterials.-1983.-V. 4,-P. 276-280.

182. Mukhopadhyay G., Doherty P., Walsh F., Crocker P., Filbin M. A novel role for myelin-associated glycoprotein as an inhibitor of axonal regeneration. / /Neuron.- 1994.-V. 13.-P. 757-767.

183. Murrell G., Davies H., Seaber A., Goldner R., Chen L. The effects of allopurinol on the functional recovery of rats subject to sciatic nerve contusion.//Neuro. Ortopedics.- 1993.-V. 14.-№1.-P. 13-24.

184. Nathaniel E., Pease D. Degenerative changes in rat dorsal roots during Wallerian degeneration. //Ultrastruct. Res.- 1963.- V. 9.- P. 511-532.

185. Navarro X., Verdu E., Buti M. Comparison of regenerative and reinnervating capabilities of different functional types of nerve fibers. // Exp. Neurol.-1994.-V. 129(2).-P. 217-224.

186. Nissl F. Ober die Veranderungen der Ganglienzellen am Facialis-kern des Kaninchens nach Aureissung derNerven. // Allg. Z. Psychiat.- 1992.- V. 48.-P. 197-198.

187. Noback C., Husby J., Giorado J. Neural regenerationacross long gaps in mammalian peripheral nerves: early morphologicalfindings. // Anat. Rec.-1958.-V. 131.-P. 633-647.

188. Norris R., Glasby M., Gattuso J., Bowden R. Peripheral nerve repair in humans using muscle autografts. // J. Bone and Joint Surg.- 1988.- V. 70b.-№4.-P. 530-533.

189. Novak C., Mo L., Kelly L., Mackinnon S. Sensory recovery after median nerve grafting. //Hand Surg.- 1992.-V. 17a.-№1.-P. 59-68.

190. Nukada H. Mild ischemia causes severe pathological changes in experimental diabetic nerve.//Muscle Nerve.- 1992.-V. 15(10).-P. 1116-1122.

191. Nukada H., McMorran P., Shimizu J. Acute inflammatory demyelination in reperfusion nerve injury. // Ann. Neurol.- 2000.- V. 47(1).- P. 71-79.

192. Nukada H., van Rij A., Packer S., McMorran P. Pathology of acute and chronic ischaemic neuropathy in atherosclerotic peripheral vascular disease. // Brain.-1996.-V. 119.-P. 1449-1460.

193. Oguzhanoglu A., Kurt Т., Sahiner T. Nerve conduction parameters during ischemia-reperfusion in the rat sciatic nerve. // Electromyogr. Clin. Neurophysiol.- 2000,- V. 40(8). P. 487-490.

194. Ohara S., Tantuwaya V., DiStefano P., Schmidt R. Exogenous NT-3 mitigates the transganglionic neuropeptide Y response to sciatic nerve injury. // Brain Res.- 1995,-V. 13.-№699(1).-P. 143-148.

195. Ohkaya S., Hirata H., Uchida A. Repair of nerve gap with the elongation of Wallerian degenerated nerve by tissue expansion. //Microsurgery.- 2000,- V. 20.-P. 3126-3130.

196. Oppenheim R. Cell death during development о f the nervous system. // Annu. Rev. Neurosci.- 1991.-V. 14.-P. 453-501.

197. Orbay J., Lin H., Kummer F. Repair of peripheral nerve defects by controlled distraction: a preliminary study. //Bull. hosp. jt. dis.- 1993.- V. 52.- №2.- P. 7-10.

198. Ozcan G., Shenaq S., Mirabi В., SpiraM. Nerve regeneration in a bony bed: vascularized versus nonvascularized nerve grafts. // Plast. Reconstr. Surg.-1993,-№91(7).-P. 1322-1331.

199. Pereira J., Bowden R., Gattuso J., Norris R. Comparison of results of repair of digital nerves by denatured muscle grafts and end-to-end sutures. // J. Hand Surg.-1991.-№16b.-P. 519-523.

200. Peroncito A. Die Regeneration der Nerven. // Zieglers. Beitr. Path. Und. Path. Anat.- 1907.-V. 42,-P. 354.

201. Perry G., Kryanek S., Wilson D. Protein synthesis and fast axonal transport during regeneration of dorsal roots. // J. Neurochem.- 1983.- V. 40.- P. 15901598.

202. Perry V., Brown M., Andersson P. Macrophage responses to central and peripheral nerve injury. // Advances in Neurology, Neural Injury and Regeneration (Seil F. J., ed.). Raven, New York.- 1993.- V. 59.- P. 309-314.

203. Perry V., Brown M., Gordon S. The macrophage response to central and peripheral nerve injury: a possible role for macrophages in regeneration. // Exp. Med.- 1987.-V. 165.-P. 1218-1233.

204. Pestronk A., Drachman D., Griffen J. Effects of aging on nerve sprouting and regeneration. //Exp. Neurol.- 1980.- V. 70.- P. 65-80.

205. Pettmann В., Escurat M., Quirosa-Guillou C., Thai C.et al. Trophic action of pharmacological substances with a guanidine group on mouse neuroblastoma cells and chick ganglionic neurons in culture. //Neurosci. Lett.- 1997.- Y. 25.-№230(3).-P. 167-170.

206. Pho R., Lee Y., Rujiwetpongstorn, Pang M. Histological studies of vascularized nerve graft and conventional nerve graft. // The J. Hand Surg.- 1985.- V. 10b.-№l.-P. 45-48.

207. Pincus D., DiCicco-Bloom E., Black I. Vasoactive intestinal peptide regulates mitosis, differentiation and survival of cultured sympathetic neuroblasts. // Nature.- 1990,-V. 343,-P. 564-567.

208. Plantinga L., Verhaagen J., Edwards P. et al. Pharmacological evidence for the involvement of endogenous alpha-MSH-like peptides in peripheral nerve regeneration. //Peptides.- 1995.- V. 16.- №2,- P.319-324.

209. Plantinga L., Verhaagen J., Edwards P. et al. The expression of B-50/GAP-43 in Schwann cells is upregulated in degenerating peripheral nerve stumps following nerve injury. // Brain Res.- 1993.- V. 29.- №602(1).- P. 69-76.

210. Podhajsky R., Myers R. The vascular response to nerve transection: neovascularization in the silicone nerve regeneration chamber. // Brain. Res.-1994.- V 31.- №662(1-2).- P. 88-94.

211. Pollard J., Fitzpatrick L. A comparison of the effects of irradiation and immunosuppressive agents on regeneration through peripheral nerve allografts: an ultrastructural study. //Actaneuropatol.- 1973.- №23.- P. 166180.

212. Pu L., Syed S., Reid M. et al. Effects of nerve growth factor on nerve regeneration through a vein graft across a gap. // Plast Reconstr Surg.- 1999.-V. 104. -№5.-P. 1379-1385.

213. Puigdellivol-Sanchez A., Prats-Galino A., Ruano-Gil D. Sciatic and femoral nerve sensory neurones occupy different regions of the L4 dorsal root ganglion in the adult rat.//Neurosci. Lett.- 1998.-V. 251.-№3.-P. 169-172.

214. Qi W., Yan Z., Whang P. et al. Gene and protein expressions of nitric oxide synthases in ischemia-reperfused peripheral nerve of the rat // Am. J. Physiol. Cell Physiol.- 2001.- V. 281(3). P. 849-856.

215. Raivich G., Hellweg R., Kreutzberg G. NGF receptor-mediated reduction in axonal NGF uptake and retrograde transport following sciatic nerve injury and during regeneration.//Neuron.-1991.-V. 7.-P. 151-164.

216. Ramon-y-Cajal S. Degeneration and regeneration of the nervous system. // Oxford University Press London Humphrey Milford.- 1928,-V. 1.

217. Reichert R, Saada A., Rotshenker S. Peripheral nerve injury induces Schwann cells to express two macrophage phenotypes: Phagocytosis and the galactose-specific lectinMAC-2.//Neurosci.-1994.-V. 14(5 Part 2).-P. 3231-3245.

218. Reid R., Outright D., Garrison J. Biodegradable cuffan adjunct to peripheral nerve repair: a study in dogs. //Hand Surg.- 1978.- V. 10.- P. 259-266.

219. Reynolds M., Woolf C. Reciprocal Schwann cell-axon interactions. // Curr. OpinionNeurobiol.- 1993.-V. 3.-P. 683-693.

220. Rich K., Alexander Т., Pryor J., Hollowell J. Nerve growth factor enhances regeneration through silicone chambers. // Exp. Neurol.- 1989,- V. 105.- P. 162-170.

221. Rogister В., Delree P., Leprince P. et al. Transforming growth factor beta as a neuroglial signal during peripheral nervous system response to injury. // Neurosci. Res.- 1993.- V. 34.- P. 32-43.

222. Rojers S., Letourneau P., Palm S. Neurite extension by peripheral and central nervous system neurons in response to substratum-bound fibronectin and laminin. //Dev. Biol.- 1983.- №98.-P. 212-220.

223. Rose E., Kowalsky Т., Norris M. The Reversed Venous Arterialized Nerve Graft in Digital Nerve Reconstruction Across Scarred Beds. // Plast. Reconstr. Surg.- 1989.- V. 83.- №4.- P. 593-601.

224. Rossiter J., Riopelle R., Bisby M. Axotomy-induced apoptotic death of neonatal rat facial motoneurons: time course analysis and relation to NADPH-Diaphorase activity. // Exp. Neurol.- 1996.- V. 138.- P.33-44.

225. Rotshenker S., Aamar S., Barak V. Interleukin-I activity in lesioned peripheral nerve. // Neuroimmunol.- 1992,- V. 39.- P. 75-80.

226. Rutkowski J., Tennekoon G., McGillicuddy J. Selective culture mitotically active human Schwann cells from adult sural nerves. // Ann. Neurol.- 1992.-V. 31.-P. 580-586.

227. Rydevik В., Lundborg G., Bagge U. Effect of graded compression on intraneural blood flow. An in vivo study on rabbit tibial nerve. // Hand Surg.-1981.-№6.-P. 3-12.

228. Sakurai M. et al. Induction of glial cell line-derived neurotrophic factor and c-ret porto-oncogene-like immunoreactivity in rabbit spinal cord after transient ischemia. //Neurosci. Lett., 1999.- V. 276.- №2. - P. 123-126.

229. Salonen V., Aho H., Roytta M. et al. Quantitation of Schwann cells and endoneurial fibroblast-like cells after experimental nerve trauma. // Acta Neuropathol. (Berlin).- 1988.-V. 75.- P. 331-336.

230. Santos P., Winterowd J., Alien G., Bothwell M. Nerve growth factor: increased angiogenesis without improved nerve regeneration. II Otolaryngol. Head Neck Surg.- 1991.-V. 105.-P. 12-25.

231. Saray A., Can В., Akbiyik F., Askar I. Ischaemia-reperfusion injury of the peripheral nerve: An experimental study. //Microsurgery.- 1999.- V. 19(8).-P. 374-380.

232. Schafer M., Fruttiger M., Montag D., Schachner M. Disruption of the gene for the myelin-associated glycoprotein improves axonal regrowth along myelin in C57BL/Wldmice.//Neuron.- 1996.-V. 16,-P. 1107-1113.

233. Schmalbruch H. Motoneuron death after sciatic nerve section in newborn rats. //J. Сотр. Neurol.- 1984.-V. 224.-P. 252-258.

234. Schratzberger P., Walter D., Rittig K. et al. Reversal of experimental diabetic neuropathy by VEGF gene transfer. // Clin. Invest.- 2001,- V. 107(9).- P. 1083-1092.

235. Schreiber R., Shadiack A., Bennett T. et al. Changes in the macrophage population of the rat superior cervical ganglion after postganglionic nerve injury.//Neurobiol.- 1995.-V. 27.-P. 141-153.

236. Schreyer D., Skene J. Injury-Associated Induction of GAP-43 Expression Displays Axon Branch Specificity in Rat Dorsal Root Ganglion Neurons. // Neurobiol.- 1993.-V. 24.-№7.-P. 959-970.

237. Schwabegger A., Hussl H. Fetal spinal-cord allograft as a substitute for peripheral-nerve reconstruction: a preliminary experimental and histologic study. // Reconstr. Microsurg.- 2001.- V. 17,- №1.- P. 45-50.

238. Seckel В., Chiu Т., Nyilas E., Sidman R. Nerve regeneration through synthetic biodegradable nerve guides: Regulation by the target organ. //Plast. Reconstr. Surg.- 1984.-V. 74.-P. 173-181.

239. Seckel В., Ryan S., Simons E. Vascularized versus nonvascularized nerve grafts: An experimental structural comparison. //Plast. Reconstr. Surg.- 1986.-V. 78.-№2,-P. 211-220.

240. Seddon H. Nerve Grafting. //J. Bone and Joint Surg.- 1963.- V. 45b. №3. -P. 447-461.

241. Seddon H. Surgical disorders of the peripheral nerves. // Churchill Livingstone, New York.- 1975.

242. Settergren C., Wood M. Comparison of blood flow in free vascularised versus nonvascularised nerve grafts. // Reconstr. Microsurg.- 1984.- V. 1.- №2.- P. 95-101.

243. Shawe G. On the number of branches formed by regenerating nerve fibres. //Br. J. Surg.- 1955.- V. 42.-P. 474-488.

244. Shibata M., Tsu-Min Tsai, Firrell J., Breidenbach W. Experimental comparison of vascularised and nonvascularised nerve grafting. // J. Hand Surg.- 1988.- V. 13a.- №3.- P. 358-365.

245. Siironen J., Vuorinen V., Taskinen H.S., Roytta M. Axonal regeneration into chronically denervated distal stump. 2. Active expression of type I collagen мРНК in epineurium. //ActaNeuropathol.- 1995.- V. 89.- P. 219-226.

246. Sindou M., Gloppe H. Autogreffes nerveuses fasciculaires experimentales comparaison entre greffons predegeneres et frais. // Neurochirurgie.- 1982.-V. 28. №1,-P. 87-90.

247. Sjoberg J., Kanje M. The initial period of peripheral nerve regeneration and the importance of the local enviroment for the conditioning lesion effect. II Brain Res.- 1990.- V. 529,-P. 79-84.

248. Skoulis Т., Lovice D., von Fricken K., Terzis I. Nerve expansion. The optimal answer for the short nerve gap. Behavioral analysis. // Clin. Orthop.- 1995.-V. 314. №84.-P. 94.

249. Smits A., Kato M., Westermark B. et al. Neurotrophic activity of platelet-derived growth factor (PDGF) rat neuronal cells possess functional PDGF P-type receptors and respond to PDGF. //Proc. Natl. Acad. Sci USA.- 1991.-V. 88,-P. 8159-8163.

250. Sobue G., Yamamoto M., Doyu M. et al. Expression of mPHKs for neurotrophins (NGF, BDNF, and NT-3) and their receptors (p75NGFR, trk, trkB, and trkC) in human peripheral neuropathies. //Neurochem. Res.- 1998.-V. 23(6).-P. 821-829.

251. Spreca A., Rambotti M., Rende M. et al. Immunocytochemical localization of S-lOOb protein in degenerating end regenerating rat sciatic nerves. // J. Histochem. Cytochem.- 1989.- V. 37(4).- P. 441-446.

252. Sterne G., Brown R., Green C., Terenghi G. NT-3 modulates NPY expression in primary sensory neurons following peripheral nerve injury. // Anat.- 1998.-V. 193.-P. 273-281.

253. Stevenson Т., Kadhiresan V., Faulkner J. Tubular nerve guide and epineurial repair: comparison of techniques for neurorrhaphy. //Reconstr.Microsurg.-1994.-№10(3).-P. 171-174.

254. Stewart H., Eccleston P., lessen K., Mirsky R. Interaction between с AMP elevation, identified growth factors, and serum components in regulating Schwann cell growth. //Neurosci. Res.- 1991.- №30.- P. 346-352.

255. Strasberg S., Mackinnon S., Genden E. et al. Long-segment nerve allograft regeneration in the sheep model: Experimental study and review of the literature. // Reconstr. Microsurg.- 1996,- V. 12,- P. 529-537.

256. Streit W., Graeber M., Kreutzberg G. Peripheral nerve lesion produces increased levels of major histocompatibility complex antigens in the central nervous system. //NeuroimmunoL- 1989.- V. 21 P. 117-123.

257. Sugita T. Primary repair us secondary repair in peripheral nerve graft-comparative, histological and statistical studies of nerve regeneration in common peroneal nerve of rat. // Hiroshima J. Med. Sci.- 1984.- V. 33.-№3.-P. 475-485.

258. Sunderland S. The connective tissues of peripheral nerve. // Brain.- 1965.-V. 88.-P. 841-854.

259. Sunderland S. Nerves and nerve injuries. // Edinburg; London; New York: Churchill Livingstone.- 1978.

260. Sunderland S., Bradley K. Stress strain phenomens in human peripheral nerve trunks.//Brain.-1961.-V. 84.-№1.- P.102-119.

261. Suzuki Y., Tanihara M., Ohnishi K. et al. Cat peripheral nerve regeneration across 50 mm gap repaired with a novel guide composed of freeze-dried alginate gel. //Neurosci. Lett.- 1999.- V. 259.- P. 75-78.

262. Svenningsen A., Kanje M., Sjoberg J. Insulin-like growth factor II (IGF-II) stimulates regeneration and proliferation in the rat sciatic nerve. // Neurosci. Res. Com.- 1994.-V. 15.-P.111-117.

263. Svensson В., Biessels G., Ekstrom A. Detection of a purine analogue-sensitive kinase in frog sciatic nerves possible involvement in nerve regeneration.//Eur. J. Neurosci.- 1993.-V. 5(8).-P. 1017-1023.

264. Swett J., Hong C., Miller P. Most dorsal root ganglion neurons of the adult rat survive nerve crush injury. // Somatosens. Motor Res.- 1995.- V. 12(3-4).- P. 177-189.

265. Takasaki Y., Noma H., Ling Q. et al. An electron microscopic study of the processes of nerve regeneration after lyophilized nerve homografting. // Bull-Tokyo-Dent-Coll.- 1995,-Aug.-№36(3).-P. 115-120.

266. Tang H., Hammerschlag R. Effects of exogenous triiodothyronine on fast axonal transport during tadpole metamorphosis. // Neurochem. Res.- 1996.-V. 21(4).-P. 489-494.

267. Tang J. Group fascicular vein grafts with interposition of nerve, slices for long ulnar nerve defects: report of three cases. // Microsurgery.- 1993.-№14(6).-P. 404-408.

268. Tang J., Gu Y., Song Y. Repair of digital nerve defect with autogenous vein graft during flexor tendon surgery in zone 2. // Hand. Surg. Br.- 1993.-№18(4).-P. 449-453.

269. Tang J., Shi D., Zhou H. Vein conduits for repair of nerves with a prolonged gap or in unfavourable conditions: an analysis of three failed cases. // Microsurgery.- 1995.- № 16(3).- P. 133-13 7.

270. Tanoue M., Yamaga M., Ide J, Takagi K. Acute stretching of peripheral nerves inhibits retrograde axonal transport. // Hand. Surg.- 1996.- V. 21.-№3.-P. 358-363.

271. Taylor G., Ham P. The free vascularized nerve graft. A further experimental and clinical application of microvascular techniques. // Plast. Reconstr. Surg.-1976.- V. 57.- №4.- P. 413-425.

272. Terzis J., FaibisoffB., Williams B. The nerve gap: Suture under tension versus graft. //Plast. Reconstr. Surg.- 1975,- №56.-P. 166-170.

273. Trumble Т., McCallister W. Repair of peripheral nerve defects in the upper extremit.//Hand Clin.-2000.-V. 16,-P. 137-152.

274. Van den Noven S., Wallace N., Muccio D. et al. Adult spinal motoneurons remain viable despite prolonged absence of functional synaptic contact with muscle.//Exp. Neurol.- 1993.-V. 123.-P. 147-156.

275. Van der Wey L., Polder Т., Merks M. et al. Peripheral nerve elongation by laser Doppler flowmetry controlled expansion: functional and neurophysiological aspects. //J. Neurol. Sci.- 1994 V. 124. - №2. - P. 149155.

276. Walter I. Triiodothyronine exerts a trophic action on rat sensory neuron survival and neurite outgrowth through different pathways. // Eur. J. Neurosci.- 1996.-V. 8(3).-P. 55-66.

277. Walter M., Kurouglu R., Caulfield J. et al. Enhanced peripheral nerve regeneration by acidic fibroblast growth factor. //Lymphokine Cytokine Res.-1993.-№12,- P. 135-141.

278. Walton R., Finseth F. Nerve grafting in the repair of complicated peripheral nerve trauma. // J. Trauma.- 1977.- №17.- P. 793-799.

279. Wang K., Costas P., Bryan D. et al. Inside-out vein graft repair compared with nerve grafting for nerve regeneration in rats. // Microsurgery.- 1995.-№16(2).-P. 65-70.

280. Wang К., Costas P., Jones D. et al. Sleeve insertion and collagen coating in piove nerve regeneration through vein conduits. // Reconstr. Microsurg.-1993,-№9(1).-P. 39-48.

281. Wang S., Wan A., Xu X.,Gao S. et al. A new nerve guide conduit material composed of a biodegradable poly (phosphoester). // Biomaterials.- 2001.-V. 22.-№10,-P. 1157-1169.

282. Wattig В., Schalow G., Heydenreich F. et al. Enhancement of nerve fibre regeneration by nucleotides after peripheral nerve crush damage electrophysiologic and morphometric investigations. // Drug Research.-1992.-V. 42(2).-P. 1075-1078.

283. Weinmaster G., Lemke G. Cell-specific cyclic AMP-mediated induction of the PDGF receptor. //EMBO J.- 1990.-V. 9.-P. 915-920.

284. Weiss P., Davis H. Pressure block in nerves provided witharterial sleeves. // Neurophysiol.- 1943. V. 6 - P. 269-286.

285. Wekerle H., Schwab M., Lingington C., Meyermann R. Antigen presentation in the peripheral nervous system: Schwann cells present endogenous myelin autoantigens to lymphocytes. // Eur. J. Immunol.- 1986.- V. 16.- P. 15511557.

286. White D., Mansfield K. Vasoactive intestinal polypeptide and neuropeptide Y act indirectly to increase neurite outgrowth of dissociated dorsal root ganglion cells.//Neuroscience.- 1996.-V. 73.-P. 881-887.

287. Whitworth I., Dore C., Green C., Terenghi G. Increased axonal regeneration over long nerve gaps using autologous nerve-muscle sandwich grafts. // Microsurgery.- 1995,-№16(12).-P. 772-778.

288. Wilcox В., Applegate M., Porteracailliau C., Koliatsos V. Nerve growth factor prevents apoptotic cell death in injured central cholinergic neurons. // Сотр. Neurol.- 1995.-V. 359(4).- P. 573-585.

289. Wilgis E. , Maxwell G. Distal digital nerve grafts. Clinical and anatomical studies //Hand Surg.- 1979.- V. 2b.- №4.- P. 439-443.

290. Williams K., Coster D. Rethinking immunological privilege: implications for corneal and limbal stem cell transplantation. // Molecular Medicine Today. -1997,- V.3.- P. 495-501.

291. Wong J., Oblinger M. NGF rescues substance P expression but not neurofilament or tubulin gene expression in axotomized sensory neurons. / /Neuroscience.- 1991,-V. 11(2).-P. 543-552.

292. Wood R., Adson M., VanBeek A., Peltier G. et al. Controlled expansion of peripheral nerves: comparison of nerve grafting and nerve expansion/repair for canine sciatic nerve defects. // Trauma.- 1991.- V. 3 1.- №5.- P. 686-690.

293. Wujek J., Lasek R. Correlation of axonal regeneration and slow flow component b in two branches of a single axon. //Neurosci.- 1983.- V. 3.- P. 243-251.

294. Xian C., Zhou X. Neuronal-glial differential expression of TGF-alpha and its receptor in the dorsal root ganglia in response to sciatic nerve lesion. //Exp. Neurol.- 1999.-V. 157.-P. 317-326.

295. Yamano Y. Experimental study of interfascicular grafts in the peroneal nerve of the rabbit. // Arch, of orthopaedic and traumatic Surg.- 1981.- №99.- P. 97-103.

296. Yamano Y., Nambs Y., Hino Y. et al. Digital nerve grafts in replanted digits. //Hand.- 1982.-V. 14.-№3.-P. 255-262.

297. Yassin M., Barros D'Sa A., Parks G. et al. Mortality following lower limb ischemia-reperfusion: a systemic inflammatory response? // World J. Surg.-1996.- V. 20. №8. - P. 961-967.

298. Yoshii S, Oka M. Peripheral nerve regeneration along collagen filaments. // Brain Res.- 2001- V. 888. №1.- P. 158-162.

299. Young В., Begovac P., Stuart D. An effective sleevingtechnique in nerve repair. //Neurosci. Methods.- 1984.-V. 10.-P. 51-58.

300. Young V., Wray C., Weeks P. A randomized prospective comparison of fascicular and epineural digital nerve repairs. //Plast. Reconstr. Surg.- 1981.-V. 68,- №1.- P. 89-92.

301. Young V., Wray C., Weeks P. The results of nerve grafting in the wrist and hand.//Ann. Plast. Surg.- 1980.-№5.-P. 212-216.

302. Zachary R. Results of nerve suture. // Peripheral nerve injuries / Ed. H. Seddon.- London.- 1954.- P. 354-388.

303. Zachery R., Holmes W. Primary suture of nerves. // Surg. Gynecol. Obstet.-1946.-V. 82.- P. 632-651.

304. Zalewski A. Rejection of nerve allografts after cessation of immunosuppression with cyclosporin-A. // Transplantation.- 1981.- V. 31 .-№ 1.- P. 88-89.

305. Zalewski A., Silvers W. An evaluation of nerve repair with nerve allografts in normal and immunologically tolerants. //Neurosurgery.- 1980.- №52.- P. 557-563.

306. Zalewski A., Silvers W., Gulati A. Failure of host axons to regenerate through a once seccestul but later rejected long nerve allograft. // The J. of comparative neurology.- 1982.- №209.- P. 347-351.

307. Zeng J., Lamoureux P., Santiago V. et al. Tensile regulation of axonal elongation and initiation.//Neurosci.- 1991.-V. 11.-P. 1117-1125.

308. Zhang F., Richardson P., Holland D.et al. CNTF or (-)-deprenyl in immature rats: Survival of axotomized facial motoneurons and weight loss. //Neurosci. Res.- 1995.- V. 40(4).- P. 564-570.

309. Zhang J., Pieper A., Snyder S. Poly(ADP-ribose) synthase activation: An early indicator of neurotoxic DNA damage. //Neurochem.- 1995.- V. 65.- P. 1411-1414.

310. Zhang Q., Shi Т., Ji R. et al. Expression of pituitary adenylate cyclase-activating polypeptide in dorsal root ganglia following axotomy: time course and coexistence.//BrainRes.- 1995.-V. 705(1-2).-P. 149-158.

311. Zhang X., Bao L., Xu Z. et al. Peripheral axotomy induces increased expression of neurotensin in large neurons in rat lumbar dorsal root ganglia. // Neurosci. Res.- 1996.- V. 25(4).- P. 359-369.

312. Zhang X., Ji R., Arvidsson J., Lundberg J. et al. Expression of peptides, nitric oxide synthase and NPY receptor in trigeminal and nodose ganglia after nerve lesions. //Exp. Brain Res.- 1996.-V. 111(3).-P. 393-404.

313. Zigmond R., Hyatt-Sachs H., Mohney R. et al. Changes in neuropeptide phenotype after axotomy of adult peripheral neurons and the role of leukaemia inhibitory factor. //Perspectives Dev. Neurobiol.- 1997.- Y. 7.- P. 45-54.