Регуляторные свойства бактериальных и архейных рибосомных белков L1 и L4 тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат наук Михайлина Алиса Олеговна

  • Михайлина Алиса Олеговна
  • кандидат науккандидат наук
  • 2020, ФГБУН «Федеральный исследовательский центр «Пущинский научный центр биологических исследований Российской академии наук»
  • Специальность ВАК РФ03.01.03
  • Количество страниц 149
Михайлина Алиса Олеговна. Регуляторные свойства бактериальных и архейных рибосомных белков L1 и L4: дис. кандидат наук: 03.01.03 - Молекулярная биология. ФГБУН «Федеральный исследовательский центр «Пущинский научный центр биологических исследований Российской академии наук». 2020. 149 с.

Оглавление диссертации кандидат наук Михайлина Алиса Олеговна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

РЕГУЛЯЦИЯ СИНТЕЗА РИБОСОМНЫХ БЕЛКОВ ПРОКАРИОТ

SIÜ-ОПЕРОН

LH-ОПЕРОН

RPSA ОПЕРОН

Расположение белка S1 на рибосоме и регуляция трансляции мРНК

Ввзаимодейсвие р-белка S1 c rpsA мРНК

Взаимодействие белка S1 в составе рибосомы с другими мРНК

RPSB-TSF ОПЕРОН

RPSF ОПЕРОН

S^-ОПЕРОН

А-ОПЕРОН

RPMI-RPLT ОПЕРОН

RPLJL ОПЕРОН

SPC ОПЕРОН

STR ОПЕРОН

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

1. МАТЕРИАЛЫ

1.1. Химические реактивы

1.2. Среды и буферы

1.3. Бактериальные штаммы и плазмиды

1.4. Принадлежности

1.5. Приборы

2. МЕТОДЫ

2.1. Методы генной инженерии и микробиологии

2.1.1. Полимеразная цепная реакция

2.1.2. Обработка фрагментов ДНК сайт-специфическими эндонуклеазами рестрикции

2.1.3. Выделение и очистка фрагментов ДНК

2.1.4. Лигирование фрагментов ДНК

2.1.5. Получение компетентных клеток E. coli

2.1.6. Трансформация клеток E.coli

2.1.7. Анализ клонов методом ПЦР

2.1.8. Выделение и очистка плазмидной ДНК

2.1.9. Проведение реакции секвенирования

2.1.10 Клонирование и секвенирование генов исследуемых РНК и белков

2.1.10.1. Клонирование генов р-белков L1 T. maritima, H. marismortui и их доменов I

2.1.10.2. Клонирование фрагментов LH-оперона T. maritima, T. thermophilus, и L1-оперона H. marismortui

2.1.10.3. Клонирование гена фрагмента 23S рРНК H. marismortui

2.1.10.4. Клонирование генов р-белка L4 M. jannaschii - MjaL4 и его мутантной формы, лишенной длинной петли - MjaL4Aloop

2.1.10.5. Клонирование фрагментов S10-подобного оперона M. jannaschii

2.1.10.6. Клонирование генов фрагментов мРНК M. jannaschii

2.1.11. Рестрикция плазмидной ДНК для транскрипции, и ее последующая очистка

2.1.12. Экспрессия генов белков

2.2. Биохимические методы

2.2.1. Электрофоретические методы анализа белков, нуклеиновых кислот и РНК-белковых комплексов

2.2.1.1 Электрофорез ДНК в агарозном геле

2.2.1.2. Электрофорез белков в ПААГ в присутствии ДСН

2.2.1.3. Электрофорез РНК в ПААГ в денатурирующих условиях

2.2.1.4. Секвенирующий электрофорез РНК в ПААГ в денатурирующих условиях

2.2.1.5. Электрофорез РНК в ПААГ в неденатурирующих условиях

2.2.2.Выделение и очистка белков

2.2.2.1. Выделение р-белка L1 и его домена I из клеток штамма-суперпродуцента Е. coli (TthL1 и TthL1dI, MjaL1 и MjaL1dI)

2.2.2.2. Выделение р-белка L1 и его домена I T. maritima из клеток штамма-суперпродуцента Е. coli (TmaL1 и TmaL1dI)

2.2.2.3. Выделение р-белка L1 и его домена I H. marismortui из клеток штамма-суперпродуцента Е. coli (KmaL1 и НmaL1dI)

2.2.2.4. Выделение р-белка L4 M. jannaschii и T. maritima из клеток штамма-суперпродуцента Е. coli (MjaL4, MjaL4Aloop и TmaL4)

2.2.2.5. Исследование РНКазной активности в полученном препарате белка

2.2.3 Выделение и очистка РНК

2.2.3.1 Транскрипция in vitro с помощью Т7 РНК-полимеразы

2.2.3.2 Фенольная депротеинизация

2.2.3.3 Осаждение РНК этиловым спиртом

2.2.3.4 Очистка РНК

2.2.4.Получение РНК-белковых комплексов

2.2.5. Химический пробинг мРНКM. jannaschii

2.2.5.1. Обработка РНК и комплекса РНК-MjaL4 модифицирующими реагентами

32

2.2.5.2. Мечение олигонуклеотида праймера у- [32P]-ATP

2.2.5.3. Обратная транскрипция

2.2.6. Методы анализа взаимодействия РНК и белков

2.2.6.1 Метод поверхностного плазмонного резонанса

2.2.6.2. Метод микроскопического термофореза

2.2.6.3. Метод сорбции на нитроцеллюлозных мембранах

2.2.7. Сопряженная транскрипция-трансляция in vitro

2.2.7.1. Проверка способности р-белков L1 и их доменов I, регулировать синтез белков LH-оперона T. maritima, T. thermophilus, и L1-оперона H. marismortui и M. vannielii in vitro

2.2.7.2. Проверка способности белка MjaL4 и его мутантной формы, лишенной протяженной петли, регулировать синтез белка Mj aL3 in vitro

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

1. LH-ОПЕРОН БАКТЕРИЙ T. THERMOPHILUS И T. MARITIMA

1.1 Поиск L1-связывающихучастков на мРНК LH-оперона T. thermophilus и T. maritima

1.2. Получение белт TmaL1 и его домена I

1.3. Кинетический анализ взаимодействия белков TthL1, TthL1dI, TmaL1 и TmaL1dI со специфическими фрагментами мРНК

1.4. Создание генетических конструкций, несущих L1-связывающие участки LU-оперона бактерий T. maritima и T. thermophilus для исследований в системе трансляции in vitro

1.5. Анализ регуляторных свойств р-белка L1 T. maritima, T. thermophilus и его домена I 105 2. L1-BbICTyn 50S РИБОСОМНОЙ СУБЧАСТИЦЫ И РЕГУЛЯЦИЯ Ll-ОПЕРОНА АРХЕИ H. MARISMORTUI

2.1. Получение белка HmaLl и его домена I

2.2. Получение специфического фрагмента 23SрРНК H. marismortui и анализ его взаимодействия с белками HmaLl и HmaLldl

2.3. Моделирование структуры HmaLl и L1-выступа 50Sрибосомной субчастицы H.

marismortui

2.4 Поиск L1-связывающего участка мРНК Ll-оперона H. marismortui

2.5. Кинетический анализ взаимодействия белков HmaLl и HmaLldl со специфическим фрагментом мРНК

2.6. Проверка способности HmaLl и его домена Iрегулировать синтез белков своего

оперона

2.7 Регуляторные свойства домена I архейного рибосомного белка Ll M. jannaschii

3. S10-П0Д0БНЫЙ ОПЕРОН АРХЕИ M. JANNASCHII

3.1. Получение белков Mja L4 и MjaL4kloop

3.2. Получение рибосомного белка L4 T. maritima

3.3. Создание генетических конструкций, несущих ген белка MjaL3 и 5'-НТО

3.4. Проверка способности MjaL4регулировать синтез белка MjaL3 и поиск минимального участка связывания MjaL4 на мРНК SW-подобного оперона M. jannaschii

3.5. Получение фрагментов мРНК и рРНК

3.6. Определение сродства MjaL4 и MjaL4kloop к различным фрагментам РНК

3.7. Химический пробинг РНК

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

БЛАГОДАРНОСТИ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

5'-НТО - 5'-нетранслируемая область АА - акриламид

БСА - бычий сывороточный альбумин БФС - бромфеноловый синий ДМСО - диметилсульфоксид ДСН - додецилсульфат натрия ДТТ - 1,4-дитиотрейтол

ИПТГ - изопропил-Р-О-тиогалактопиранозид

Крио-ЭМ - крио-электронная микроскопия

КСЦ - ксиленцианол

МБА - №,№-метиленбисакриламид

МСТ - микроскопический термофорез

мРНК - матричная рибонуклеиновая кислота

н. - нуклеотид

о.е. - оптические единицы

ОРС - открытая рамка считывания

п.о. - пара азотистых оснований

ПААГ - полиакриламидный гель

Т4-ПНК - Т4-полинуклеотидкиназа

ППР - поверхностный плазмонный резонанс

ПСА - персульфат аммония

ПТЦ - пептидил-трансферазный центр

ПЦР - полимеразная цепная реакция

ПЭГ - полиэтиленгликоль

р-белок - рибосомный белок

рРНК - рибосомная рибонуклеиновая кислота

СА - сульфат аммония

ЯМР - ядерный магнитный резонанс

ТЕМЕД - К,К,№,№-тетраметилэтилендиамин

Трис - трис(гидроксиметил)аминометан

тРНК - транспортная рибонуклеиновая кислота

тмРНК - транспортно-матричная рибонуклеиновая кислота

ЭДТА - этилендиаминтетраацетат

ОМБ - диметилсульфид

CMCT - 1-циклогексил-(2-морфолиноэтил)карбодиимид мето-п-толуидин сульфонат йпе^тРНК/ - инициаторная формилметиониновая транспортная рибонуклеиновая кислота

EF-G - фактор элонгации трансляции G EF-Tu - фактор элонгации трансляции Tu IF3 - фактор инициации трансляции

HEPES - К-2-гидроксиэтилпиперазин-К'-2-этансульфоновая кислота

MES - 2-(К-морфолино)этансульфоновая кислота

РКРаза - полинуклеотидфосфорилаза

PIPES - пиперазин-К,№-бис-(2-этансульфоновая кислота)

RBS - рибосомсвязывающий участок

SD - последовательность Шайна-Дальгарно

ß-MЭ - ß-меркаптоэтанол

FA - Формамид

Микроорганизмы

A. aeolicus - Aquifex aeolicus

B. subtilis - Bacillus subtilis

D. radiodurans - Deinococcus radiodurans

E. coli (Eco)- Escherichia coli;

G. kaustophilus (Gka) - Geobacillus kaustophilus

H. influenzae - Haemophilus influenzae

H. marismortui (Hma) - Haloarcula marismortui M. jannaschii (Mja) - Methanocaldococcus jannaschii; M. vannielii (Mva) - Methanocaldococcus vannielii; R radiobacter (Rra) - Rhizobium radiobacter S. acidocaldarius (Sac) - Sulfolobus acidocaldarius; T. maritima (Tma) - Thermotoga maritima T. thermophilus(Tth) - Thermus thermophilus Y. pestis - Yersenia pestis

Рекомендованный список диссертаций по специальности «Молекулярная биология», 03.01.03 шифр ВАК

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Регуляторные свойства бактериальных и архейных рибосомных белков L1 и L4»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы исследования и степень ее разработанности.

Регуляция экспрессии генов - один из важнейших биологических механизмов, обеспечивающих сбалансированное развитие и функционирование живых клеток и многоклеточных организмов. Регуляция синтеза рибосомных белков в Escherichia coli открыта более 40 лет назад и хорошо изучена.

В настоящее время довольно интенсивно исследуется регуляция синтеза рибосомных белков (S15, S6, S18, S1 и других) из бактериальных источников. Основной принцип регуляции синтеза рибосомных белков (р-белков) - принцип обратной связи, когда один из р-белков, кодируемых опероном, при избыточном его синтезе является репрессором трансляции мРНК всего оперона. Интересными примерами таких рибосомных белков-регуляторов являются р-белки L1 и L4, которые в E. coli ингибируют синтез белков своих оперонов, связываясь с участком в 5'-НТО мРНК первого гена. Анализ регуляторных свойств этих белков в других бактериях и археях ранее не проводился. Консервативный двухдоменный р-белок L1 участвует в формировании L1-выступа большой рибосомной субчастицы и является регулятором синтеза белков своего оперона. В клетках E. coli белок L1 регулирует трансляцию бицистронной мРНК, кодирующей р-белки L11 и L1. В нашей лаборатории был проведен структурно-кинетический анализ комплексов, образуемых бактериальным р-белком L1 Thermus thermophilus (TthL1) с мРНК L1-оперона архей. Было показано, что домен I TthL1 обладает регуляторными свойствами целого белка, ингибируя экспрессию белков архейного L1-оперона.

На основе полученных в диссертационной работе данных впервые показана консервативность регуляторных свойств р-белков L1 и L4 в исследуемых бактериях и археях и представлены особенности РНК-белковых взаимодействий. Кроме того, на основе полученной кристаллической структуры специфического L1-связывающего фрагмента 23 S рРНК проведено моделирование L1-выступа 50S рибосомной субчастицы археи Haloarcula marismortui.

Цель данной работы: оценить консервативность регуляторных свойств рибосомных белков L1 и L4 в бактериях и археях. Исследовать L1-FHK взаимодействия в Ll-выступе 50S рибосомной субчастицы археи H. marismortui. Основные задачи работы:

1. Определить сродство р-белка L1 из экстремально термофильных эубактерий Thermus thermophilus и Thermotoga maritima и галофильной археи Haloarcula marismortui к специфическим фрагментам мРНК.

2. Исследовать в системе in vitro регуляторные свойства р-белка L1 из бактерий и археи и р-белка L4 археи Methanocaldococcus jannaschii.

3. Определить участок связывания р-белка L4 M. jannaschii на мРНК своего оперона.

7

4. В рамках исследования РНК-связывающих свойств белка L1 H. marismortui получить

модель комплекса L1-выступа рибосомы H. marismortui.

Научная новизна.

В течение нескольких десятков лет активно исследуются механизмы регуляции синтеза рибосомных белков в различных организмах. Предполагается консервативность регуляторных свойств р-белков, однако, показано, что в разных бактериях могут наблюдаться отличия в регуляторных элементах на мРНК и в механизме ингибирования синтеза белков.

В рамках данной работы впервые доказана консервативность регуляторных свойств р -белка L1 в бактериях T. thermophilus и T. maritima и археях H. marismortui и M. jannaschii. Показана ведущая роль домена I в регуляторных свойствах белка. Обнаружено, что Lll-оперон T. thermophilus и T. maritima, в отличие от E. coli, имеет два регуляторных участка, с которыми взаимодействует р-белок L1. Показаны регуляторные свойства р-белка L4 M. jannaschii и определен участок связывания белка на архейной мРНК.

Впервые на основе определенной нами кристаллической структуры Ll-связывающего фрагмента 23S рРНК археи H. marismortui построена модель Ll-выступа и уточнена структура 50S рибосомной субчастицы H. marismortui.

Теоретическая и практическая значимость работы.

Ранее был проведен детальный структурно-кинетический анализ комплекса р-белка L1 T. thermophilus и его домена I со специфическим фрагментом архейной мРНК, однако, регуляторные свойства TthLl в T. thermophilus не были показаны. В данной работе исследования функциональных свойств р-белка L1 успешно продолжены. Показано, что белки L1 бактерий T. maritima, T. thermophilus и археи H. marismortui также как их домены I, регулируют синтез всех белков, кодируемых Lll-опероном этих организмов. Эти данные позволяют предположить, что ведущую роль в регуляторных свойствах целого рибосомного белка L1 как в бактериях, так и в археях имеет домен I белка.

Регуляторные свойства рибосомного белка L4 как регулятора транскрипции и трансляции SlO-оперона хорошо изучены лишь у E. coli. В археях регуляторная роль р-белка L4 ранее не была показана. В данной работе мы показали, что регуляция SlO-подобного оперона в архее M. jannaschii, так же как и у бактерий, осуществляется р-белком L4 по принципу обратной связи, основанной на конкуренции между L4-связывающими участками на мРНК и рРНК. Причем протяженная петля архейного р-белка L4 M. jannaschii не влияет на регуляторные свойства белка. Нами был определен минимальный L4-связывающий регуляторный участок на мРНК M. jannaschii, необходимый и достаточный для взаимодействия с белком L4.

Полученные данные позволили дополнить знания о регуляции экспрессии генов рибосомных белков в бактериях и археях и явились экспериментальным доказательством консервативности регуляторных свойств р-белков L1 и L4. Поскольку известно, что рибосомный белок L4 и N-концевой фрагмент рибосомного белка L1 обладают важными внерибосомными функциями, исследование особенностей регуляции синтеза этих белков имеет не только фундаментальную, но и практическую значимость.

Определенная нами кристаллическая структура L1-связывающего фрагмента рРНК H. marismortui и моделирование структуры белка L1 H. marismortui позволили дополнить существующую модель 50S субчастицы рибосомы этой археи, на которой отсутствовал L1-выступ. Поскольку рибосома является мишенью для многих антибиотиков и токсинов, исследование ее структуры имеет не только фундаментальное, но и прикладное значение. Методология и методы исследования.

Экспрессионные вектора со вставкой генов исследуемых белков, и вектора со вставкой генов фрагментов РНК были получены с помощью методов генной инженерии. Для получения и очистки препаратов белков и РНК использовались стандартные биохимические методы. Белки нарабатывали в штаммах-продуцентах E. coli BL21(DE3) и Rosetta(DE3). Очистку препаратов проводили с помощью хроматографических методов, чистоту проверяли методом гель-электрофореза. Регуляторные свойства белков тестировали в сопряженной системе транскрипции-трансляции E. coli in vitro. Анализ взаимодействия исследуемых белков с фрагментами РНК проводили с помощью таких методов, как поверхностный плазмонный резонанс, микроскопический термофорез, связывание на нитроцеллюлозных фильтрах и «гель-шифта». Кристаллизацию проводили методом «висячей капли». Положения, выносимые на защиту.

• Регуляторные свойства р-белка L1 консервативны в исследуемых бактериях и археях.

• Регуляция синтеза белков, кодируемых Lll-опероном термофильных бактерий, может осуществляться на двух участках мРНК, один из которых расположен в 5'-НТО, а второй - в межцистронной области.

• Ведущую роль в регуляторных свойствах архейного и бактериального р-белка L1 играет его домен I.

• Архейный р-белок L4 M. jannaschii связывается с нетранслируемым участком мРНК S 10-подобного оперона M. jannaschii и может являться регулятором синтеза всех белков этого оперона.

• В регуляторных свойствах белка Mj aL4 роль протяженной петли незначительна, как и в случае бактериального р-белка L4.

• Ведущую роль во взаимодействии р-белка Ь1 H. marismortui со специфическим фрагментом 23 Б рРНК играет домен I белка. Степень достоверности и апробация результатов.

Достоверность полученных результатов подтверждается достаточным количеством воспроизведений. В работе использовались современные методы исследования, приборы, реактивы и программное обеспечение, которые соответствуют поставленным целям и задачам. Последовательности генов проверялись секвенированием. Это позволило получить актуальные данные, послужившие основой для формулировки убедительных выводов.

По материалам диссертации опубликовано 4 статьи в научных журналах, рекомендованных ВАК. Результаты данной работы неоднократно докладывались на российских и международных конференциях. Структура фрагмента 23S рРНК H. marismortui депонирована в банк данных РББ (ГО 5МЬ7).

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ Регуляция синтеза рибосомных белков прокариот

Регуляция экспрессии генов является необходимым фактором для выживания и функционирования клетки. Этот процесс представляет собой важный этап при модификации хроматина, транскрипции, трансляции, процессинге РНК и пост-трансляционной модификации белков. Многие прокариотические и эукариотические рибосомные белки участвуют на различных уровнях в регуляции как своих собственных генов, так и генов других белков. В представленном литературном обзоре рассмотрены процессы регуляции синтеза р-белков у прокариот.

Гены, кодирующие рибосомные белки в эубактерии E. coli, организованы в несколько транскрипционных единиц - опероны, в состав которых также могут входить гены нерибосомных белков, например компоненты репликационного комплекса (dnaG - праймаза, priB - праймосомный белок N), субъединицы РНК-полимеразы (rpoA, rpoB, rpoC, rpoD), факторы трансляции (tsf, fus, tufA) или гены, продукты которых участвуют созревании рРНК (rimM), в процессинге и модификации тРНК (trmD и rnpA соответственно) и экспорте белков через мембрану (secY). Для биогенеза рибосом требуется приблизительно эквимолярное количество рибосомных белков и рРНК. Сбалансированный синтез р-белков осуществляется, как правило, на уровне трансляции по принципу обратной связи (Nomura et al., 1980). Если замедляется синтез рРНК, происходит нежелательное накопление рибосомных белков и белок -репрессор блокирует синтез белков своего оперона до тех пор, пока количество рРНК не будет восстановлено до необходимого уровня. Сродство белков-репрессоров к специфическим участкам на рРНК выше, чем к соответствующим участкам мРНК, поэтому, как только восстанавливается уровень рРНК белок, диссоциирует от участка мРНК и связывается с рРНК. Альтернативный механизм контроля синтеза р-белков - это преждевременная терминация транскрипции, которая может происходить в терминаторных сайтах, расположенных выше первого гена оперона (Zengel et al., 1994; Lindahl et al., 1982; Stelzl, et al., 2003).

Регуляцию синтеза р-белков и рРНК изучают уже в течение почти пяти десятилетий. Авторы представляют различные механизмы, с помощью которых осуществляется координированный синтез р-белков и рРНК. Наиболее хорошо изучена регуляция оперонов, кодирующих р-белки E. coli. В данном обзоре будут рассмотрены опероны, кодирующие р-белки, механизмы регуляции их синтеза, особенности структур белков-репрессоров и принципы их взаимодействия с РНК.

SlO-оперон

Экспрессия генов SlO-оперона E. coli, содержащего гены 11 р-белков (S10, L3, L4, L23, L2, S19, L22, S3, L16, L29, S17), репрессируется р-белком L4 (Zengel et al., 1994), который, в отличие от большинства других р-белков, регулирует не только трансляцию, но и транскрипцию генов своего оперона (Zengel et al., 1980) (рис. 1). Регуляция зависит от некодирующего лидерного участка мРНК с 5'-конца от первого гена оперона (rpsJ) (рис. 1).

I ...... ®

*S10 L3 L23 L2 S19 L22 S3 L16 L29 S17

^ rps.J^^ rplC rplD ""^IrplW^ rpIB rpsS > rpsC ^ rplP jfrpmCyj rpsQ^^

Рис 1. Организация генов Siö-оперона E. coli. В окружности показан белок-репрессор L4 (продукт гена rplD). Стрелкой указан участок мРНК, с которым взаимодействует р-белок L4.

В бактериальной рибосоме белок L4 связывается, в основном, с доменом I 23S рРНК и располагается в районе пептидилтрансферазного центра большой рибосомной субчастицы. Это однодоменный белок, состоящий из глобулярного домена, расположенного на поверхности 50 S субчастицы, и протяженной петли (около 50 аминокислотных остатков), которая формирует часть туннеля выхода полипептида (Schuwirth et al., 2005). Р-белок L4 связывается с 23S рРНК на первом этапе сборки рибосомы. При взаимодействии с рРНК неупорядоченная петля белка структурируется и взаимодействует с доменами II и V 23S рРНК, что способствует сворачиванию 23S рРНК в процессе формирования рибосомной субчастицы (Tumminia et al., 1994; Ban et al., 1999; Timsit et al., 2009). Однако известно, что мутантная форма р-белка L4, не имеющая петли, продолжает регулировать экспрессию генов S10-оперона и включается в большую рибосомную субъединицу (Stelzl et al., 2003).

Определена кристаллическая структура бактериального р-белка L4 T. maritima (TmaL4) (Worbs et al., 2000). С РНК связывается поверхность белка, содержащая спираль а3, N-конец спирали а4, некоторые аминокислотные остатки спиралей а5 и аб, а также ßS-тяж (рис. 2).

В структурах рибосом из Halobacterium marismortui, Dienococcus radiodurans и T. thermophilus аминокислотные остатки спиралей а4/а5 TmaL4 контактируют с доменом I 23S рРНК (300-350 н.) (Harms et al., 2001, Ban et al., 1999, Selmer et al., 2006). Наряду с этим, известно, что некоторые мутации в области этих спиралей белка значительно улучшают его регуляторные свойства (Worbs et al., 2002). Таким образом, этот участок белка может участвовать как в связывании рРНК, так и мРНК, что подтверждется данными о конкуренции домена I 23S рРНК c транскрипционным комплексом Б10-лидерной области мРНК за связывание с р-белком L4 E. coli (Zengel et al., 1993).

рРНК-связывающая петля

г V

1 Р I /

мРНК-связывающий участок

Рис. 2. Ленточная модель структуры белка L4 T. maritima. а-спирали обозначены красным, ß-листы -голубым. Аминокислотные остатки спиралей а3 и а2 участвуют во взаимодействии с рРНК. Аминокислотные остатки спиралей а4 и а5, по всей видимости, взаимодействуют с мРНК. Указана петля, характерная для TmaL4 (TmaL4-петля). Рисунок взят из работы Worbs et al, 2002.

Тем не менее, известны некоторые мутантные формы р-белка L4, которые не способны регулировать экспрессию генов своего оперона, но могут встраиваться в рибосому и наоборот (Worbs et al., 2002). В результате анализа мутантных форм р-белка L4 с делециями на участках N-концевой, C-концевой области и в середине молекулы белка было показано, что C-концевая часть белка отвечает за регуляцию, но не участвует в сборке рибосомы, тогда как центральный участок молекулы (с 67 по 103 аминокислотный остатки), включающий часть протяженной петли и часть а3 спирали, необходим для встраивания в рибосому (Li et al., 1996). По всей видимости, р-белок L4 взаимодействует с удаленными областями рРНК различными участками на своей поверхности, а связывание с мРНК осуществляется преимущественно на одном участке белка (рис. 2).

На противоположной месту связывания РНК стороне р-белка TmaL4 расположен участок, сформированный консервативными отрицательно заряженными аминокислотными остатками. Предполагается, что этот участок L4 взаимодействует с белковыми компонентами, участвующими в регуляции трансляции и транскрипции SlO-оперона (Worbs et al., 2000).

Участки на 23 S рРНК и мРНК, с которыми взаимодействует р-белок L4, не имеют явного сходства (рис. 3) (Stelzl et al., 2003). Основной участок взаимодействия р-белка L4 с 23 S рРНК -место пересечения четырех спиралей (рис. 3Б), которые пространственно складываются в две изогнутые спирали. Спирали 18 и 20 стыкуются друг с другом, образуя одну спираль, а спираль 19 стыкуется с петлей, содержащей U321, образуя вторую спираль. Методом пробинга подтверждена локализация L4-cвязывающего участка на 23 S рРНК, который включает, петлю содержащую нуклеотиды U321 и G319-C323 (рис. 3Б). При образовании тройственного

комплекса с р-белком L24 защищаются также нуклеотиды G298-G301. В структуре рибосомы области взаимодействия белка L4 с пятью нуклеотидами, образующими петлю на специфическом участке 23 S рРНК, включают консервативный участок петли ß3-a4 (Lys, Thr, Lys) и достаточно консервативные Arg и Asn в петле a5-ß5.

Лидерная последовательность мРНК S10 содержит 6 шпилек, в одной из которых находится старт-кодон мРНК р-белка S10 (рис. 3А). Минимальный фрагмент мРНК SlO-оперона E. coli, обладающий высоким сродством к р-белку L4, содержит шпильку HD и часть шпильки НЕ (64-125 н., рис. 3В) (Stelzl et al., 2003). Несмотря на отсутствие явного сходства по первичной и вторичной структуре с L4-cвязывающим участком рРНК, предполагается, что шпилька HD в какой-то степени аналогична основному сайту связывания белка на рРНК, поскольку аминокислотные остатки р-белка L4, контактирующие с доменом I 23S рРНК, могут участвовать во взаимодействиях с HD шпилькой мРНК (Stelzl et al., 2003).

А

110 "а— и-120

he§eü

и ис

С -Gu и — А

С —G

130

100- С - G А - U U - А U — А

HG

HA

G - U С — G U — А

G — С

ше

А - U

G • Ü-140 90-А — U

С —G

5'- в'

— с-20

u С ® ~~ 9.

4G-C sn С - G 150

А — U-w_, ГЯ1 - U

С А А С A A Ul JU I U U A U

А — U 1-G — С

G — С С — G

G — С U — А

Tin и — А 70- С - G-во

HB и - А С — G TTTv

с - G с - G HD

А и гя гп

60- G — 8-190

G — С U ' G

AAAAUAAU UAUCCC-3

««-U — А 110 A — U —120 С — G

Б

HE

В

jco в

/а 0-С,

Н19

ï-60eU5

we 11111

ï-îtCAC fi

y U MO

Oc-0 -с ■

t e

H20

[ЕЗЭ^-сШ

U — A

70- С — G — 60

С — G -

HD

Рис. 3. А. Вторичная структура лидерной последовательности гена р-белка S10 E. coli. Серым цветом выделены нуклеотиды терминатора транскрипции, последовательности Шайна-Дальгарно и инициаторный кодон гена р-белка S10 (Zengel et al., 2002). Б. Вторичная структура минимального фрагмента 23 S рРНК E. coli, специфически связывающегося с р-белками L4 и L24 (Stelzl et al., 2001). В. Вторичная структура минимального фрагмента лидерной последовательности гена р-белка S10 E. coli, специфически связывающегося с р-белком L4 (Zengel et al., 2002). Рамками выделены участки РНК, с которыми взаимодействует р-белок L4.

Известно, что участки мРНК SlO-оперона E. coli, отвечающие за терминацию транскрипции и за ингибирование трансляции, частично перекрываются, но не идентичны (Freedman et al., 1987; Zengel et al., 1990a). Было показано, что первые три шпильки лидерной

l4

последовательности Б10-оперона (1-66 нуклеотиды) несущественны для его регуляции т угуо (2еп§е1 & а/., 1996). Шпилька НЕ и расположенная за ней уридин-богатая последовательность образуют сайт р-независимого терминатора транскрипции (139-149 н.). Шпилька НО содержит последовательность Шайна-Дальгарно (ББ) (159-162 н.) и старт-кодон мРНК первого гена оперона (173-175 н.), включая при этом значащую последовательность мРНК р-белка Б10. Спирали НО-НО, необходимые для терминации трансляции, очень консервативны. На конце спирали НО находится петля, с которой, как было показано, связывается белок Ь4 (рис. 3А, 3В). Известно, что шпильки НО и НЕ необходимы для контроля транскрипции, а шпильки НЕ и НО - наиболее важны для контроля трансляции т у1уо и т уИто (Бгееёшап & а1., 1987; БЬа & а1, 1995а; 2еп§е1 а а1, 1996).

Регуляция транскрипции осуществляется в результате взаимодействия р-белка Ь4 с лидерным участком мРНК, фактором транскрипции КшА и РНК-полимеразой (2еп§е1 е! а1., 1994). Р-белок Ь4, взаимодействуя с белком КшА, увеличивает время паузы РНК-полимеразы на терминаторном сайте шпильки НЕ, в результате это приводит к преждевременной терминации транскрипции (аттенюации) (2еп§е1 & а1., 1990Ь; 2еп§е1 & а1., 1992; БЬа & а/., 1995Ь). Эффективность регуляции транскрипции зависит от некоторых особенностей в последовательности Б 10-лидера. Показано, что фактор КшА может стимулировать терминацию транскрипции, стабилизируя взаимодействия между шпильками мРНК и РНК-полимеразой, которая останавливается на и-богатой последовательности. КшА, по-видимому, взаимодействует с верхней частью шпильки НЕ, однако, изменения в последовательности или в длине петли НЕ лишь частично снижают уровень регуляции транскрипции оперона р-белком Ь4. Ь4-опосредованная регуляция зависит от детерминант, необходимых для взаимодействия белка с транскрипционным комплексом. Сайтом терминации транскрипции является и-богатая последовательность (И4СОИ3). При замене И на А в этом участке почти полностью отсутствует Ь4-опосредованная регуляция, а при удалении 8 оснований ниже И4СОИ3 мотива - регуляция сохраняется. Неспаренные основания нуклеотидов ААСААИ, фланкирующие шпильку НО с 5'-конца и ИА на З'-конце, высококонсервативны в организмах, в которых р-белок Ь4 регулирует Б10-оперон. Делеции или замены в этих участках снижают регуляцию, что свидетельствует о том, что первичная и вторичная структуры этих фланкирующих участков важны для регуляции р-белком Ь4 Б10-оперона. Таким образом, шпилька НО с 6 парами оснований и петлей 4-7 нуклеотидов (последовательность петли может изменяться, но во втором положении всегда А), а также неспаренные нуклеотиды, фланкирующие шпильку НО -наиболее важные элементы мРНК, которые специфически узнаются белком Ь4 (рис. ЗА, В) (2еп§е1 а а/, 2002).

Анализ вторичных структур лидерных последовательностей S10 мРНК различных представителей у-подгруппы протеобактерий (Salmonella typhimurium, Citrobacter freundii, Yersinia enterocolitica, Serratia marcescens, Morganella morganii, Haemophilus influenzae и Vibrio cholerae) показал наличие высокой структурной гомологии с лидерным участком S10 мРНК E. coli (рис. 4). Предполагается, что в этих видах имеет место механизм регуляции р-белком L4 синтеза белков, кодируемых SlO-опероном, аналогичный таковому в E. coli.

Рис. 4. Предполагаемые вторичные структуры лидерных последовательностей Siö-оперонов у-подгруппы протеобактерий. Обозначены сайты, важные для регуляции терминации и транскрипции Siö-оперона р-белком L4 в E. coli. Черным выделены нуклеотиды, негомологичные соответствующей последовательности в E. coli. Рамкой выделены SD последовательности и инициаторные кодоны AUG. Рисунок взят из работы Allen et al., 1999.

В Pseudomonas aeruginosa отсутствуют необходимые детерминанты в лидерной последовательности S10 мРНК, и отсутствует L4-опосредованная регуляция. Оперон, несущий ген р-белка L4, содержит также ген р-белка L24, причем область в районе 5'-НТО мРНК гена rplC, похожа на участок связывания белков L4 и L24 в рибосоме. Поэтому, предполагается, что

в регуляции Siö-оперона P. aeruginosa участвуют оба р-белка (рис. 5). По-видимому, имеется два независимых механизма регуляции этого оперона - в P. aeruginosa и в других у-протеобактериях (Williams, 2008).

Рис. 5. Схемы S10-, spc- и а-оперонов E. coli и соответствующих групп генов P. aeruginosa. E. coli L4 регулирует синтез белков SlO-оперона, связываясь с участком мРНК, сформированным шпильками HD и HE, выше первого гена оперона - rpsJ. Структура SlO-оперона P. aeruginosa отличается от E. coli - участок связывания р-белка L4 здесь находится в 5'-НТО мРНК гена rplC, он похож на участок связывания L4 и L24 в рибосоме; а также, дополнительно в состав SlO-оперона P. aeruginosa входит ген р-белка L24. Рисунок взят из работы Williams, 2008.

Lll-оперон

Р-белок L1 - консервативный двухдоменный белок, который участвует в формировании Ll-выступа большой рибосомной субчастицы. Он прочно и специфически связывается с 23 S рРНК в районе спиралей 76, 77, 78 и петли, соединяющей спирали 77 и 78. В структуре рибосомы междоменная область р-белка L1 расположена вблизи деацилированной тРНК, расположенной в Е-сайте (Yusupov et al., 2001). Анализ моделей рибосом, полученных методом криоэлектронной микроскопии, и моделей кристаллических структур рибосом и 50 S субчастиц показал, что высвобождение деацилированной тРНК регулируется подвижностью Ll-выступа (Tourigny et al., 2013, Agrawal et al., 2000; Gomez-Lorenzo et al., 2000).

При недостатке рибосомной 23 S РНК р-белок L1 связывается со специфическим участком в последовательности мРНК Lll-оперона и препятствует ее трансляции. Подробно изучена регуляция Lll-оперона E. coli (содерджит гены р-белков L11 и Ll) (Yates et al., 1980; Dean et al., 1980; Brot et al., 1981) и Ll-оперона архей рода Methanococcus (содержит гены рибосомных белков Ll, L10 и L12) (Köhrer et al., 1998; Hanner et al., 1994) (рис. 6).

Участок связывания р-белка L1 на мРНК Lll-оперона E. coli располагается в лидерной последовательности мРНК р-белка L11 (рис. 6). Трансляция второго цистрона Lll-оперона (L1) сопряжена с трансляцией предшествующего L11 цистрона, что в свою очередь, приводит к

сопржению репрессии трансляции (Yates et al., 1981; Baughman et al., 1983).

17

Бактерии

Археи

CZ| rplK^^ rplA

^^ rplA yj rplJ Д rpPl ^ f rplK >=l

L10 P1 L11

L11

E. coli

M. vannielii, М. jannashii

^"rplK^ rplA

Geobacillus kaustophilus

L11

Sulfolobus solfataricus

L11

^^ rplK^^ rplA ^

Firmicutes

Рис. 6. Организация генов Lll-оперона у бактерий и Ll-оперона архей. Выделен р-белок L1 - репрессор соответствующего оперона. Стрелкой указаны участки мРНК, с которыми взаимодействует белок L1.

В археях Methanocaldococcus vannielii и M. jannashii участок связывания р-белка L1 находится на расстоянии 30 нуклеотидов от старт-кодона кодирующей последовательности первого гена Ll-оперона. Поскольку этот участок мРНК находится на расстоянии 8-14 н. от участка мРНК, закрываемого рибосомой, то было высказано предположение (Hartz et al, 1988; Huttenhofer et al., 1994), что L1 M. vannielii (MvaLl) может стерически мешать работе рибосомы только после синтеза 2-10 а.о. Однако позднее было показано, что авторегуляция р-белком MvaLl происходит либо до стадии формирования первой пептидной связи р-белке MvaLl, либо на этой стадии (Mayer et al., 1998). Таким образом, когда MvaLl связан со своим регуляторным сайтом, транслокации рибосомы не происходит, поскольку этот шаг осуществляется после формирования пептидной связи (Mayer et al., 1998).

Первичная и вторичная структуры участка связывания р-белка L1 на 23S и 28S рРНК высококонсервативны во всех доменах жизни (Zimmermann et al., 1980; Gourse et al., 1981). L1-связывающие участки мРНК имеют довольно высокую гомологию с участком связывания этого белка на рРНК - как по первичной, так и по вторичной структуре (Draper, 1989; Hanner et al., 1994) (рис. 7). Однако константы связывания р-белка L1 с рРНК и мРНК отличаются примерно на один порядок, и как только в клетке появляется свободная рРНК, белок покидает мРНК и связывается с рРНК. Таким образом, регуляция осуществляется по классическому принципу обратной связи (Baughman and Nomura, 1983).

Биоинформатический анализ участков связывания р-белка L1 на регуляторной РНК в различных родах бактерий показал, что положение предположительного L1-cвязывающего сайта не строго консервативно (Fu et al., 2013). В одних группах бактерий потенциальные

Похожие диссертационные работы по специальности «Молекулярная биология», 03.01.03 шифр ВАК

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Михайлина Алиса Олеговна, 2020 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Асеев, Л.В. Исследование регуляции оперона rpsB-tsf, кодирующего рибосомный белок S2 и фактор элонгации трансляции Ts // Автореферат на соискание ученой степени кандита биологических наук. - 2010. - Москва.

2. Асеев, Л.В., Колединская, Л.С., Бони, И.В. Анализ активности и регуляции удлиненного «-10» ф&6_промотора Escherichia coli in vivo // Биохимия. 2014. - Т.79(8). - С.974-984.

3. Костарева, О.С. Структурные исследования образования и распада комплексов рибосомного белка L1 с РНК // Диссертация на соискание ученой степени кандита биологических наук. -2010. - Москва.

4. Костарева, О.С., Невская, Н.А., Тищенко, С.В., Габдулхаков, А.Г., Гарбер, М.Б., Никонов, С.В. Влияние неконсервативных участков L1-выступа рибосомы Thermus thermophilus на сродство белка L1 к 23S рРНК // Молекулярная биология. - 2018. - Т.52(1). - С. 106-111

5. Михайлина, А.О., Костарева, О.С., Сарских, А.В., Федоров, Р.В., Пиндл, В., Гарбер, М.Б., Тищенко, С.В. Исследование регуляторных свойств архейного рибосомного белка L4 // Биохимия. - 2014. - Т.79(1). - С.87-95.

6. Михайлина, А.О., Костарева, О.С., Никонова, Е.Ю., Тищенко, С.В. Анализ взаимодействия домена I архейного рибосомного белка L1 со специфическими фрагментами РНК // Актуальные вопросы биологической физики и химии. - 2016. - Т.1-1. - С.239-243.

7. Михайлина, А.О., Костарева, О.С., Никонова, Е.Ю., Гарбер М.Б., Тищенко С.В. Идентификация сайтов связывания рибосомного белка L1 на мРНК Thermus thermophilus и Thermotoga maritima // Молекулярная биология. - 2018. - Т.52(1). - С.98-105.

8. Патон, Е.Б., Крупская, И.В., Живолуп, А.Н. Определение минимального фрагмента рибосомного белка L10 из E. coli, сохраняющего регуляторную функцию // Доклады Академии Наук. - 1989. - Т.309(2). - С.493-6.

9. Agrawal, R.K., Spahn, C.M., Penczek, P., Grassucci, R.A., Nierhaus, K.H., Frank, J. Visualization of tRNA movements on the Escherichia coli 70S ribosome during the elongation cycle // J Cell Biol. - 2000. - V.150(3). - P.447-60.

10. Agalarov, SC, Williamson, JR. A hierarchy of RNA subdomains in assembly of the central domain of the 30 S ribosomal subunit // RNA. - 2000. - V.6 - P.402-408.

11. Agalarov, SC, Sridhar, Prasad, G, Funke, PM, Stout, CD, Williamson, JR. Structure of the S15,S6,S18-rRNA complex: assembly of the 30S ribosome central domain // Science. - 2000. -V.288. - P. 107-113.

12. Alexander, C.G., Wanner, R., Johnson, C.M., Breitsprecher, D., Winter G., Duhr S., Baaske P., Ferguson, N. Novel microscale approaches for easy, rapid determination of protein stability in academic and commercial settings // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Proteins and Proteomics. - 2014. - V.1844. - P.2241-2250.

13. Allemand, F., Haentjens, J., Chiaruttini, C., Royer, C. & Springer, M.. Escherichia coli ribosomal protein L20 binds as a single monomer to its own mRNA bearing two potential binding sites // Nucleic Acids Res. - 2007. - V.35. - P.3016-3031.

14. Allen, T., Shen P., Samsel, L., Liu, R., Lindahl, L. and Zengel, J.M. Phylogenetic analysis of L4-mediated autogenous control of the S10 ribosomal protein operon // J. Bacteriol. - 1999. -V.181. - P.6124-6132.

15. Aliprandi, P., Sizun, C., Perez, J., Mareuil, F., Caputo, S., Leroy, J.-L., Odaert, B., Laalami, S., Uzan, M., Bontems, F. S1 ribosomal protein functions in translation initiation and ribonuclease RegB activation are mediated by similar RNA-protein interactions: an NMR and SAXS analysis // J Biol Chem. - 2008. - V.283. - P.13289-13301.

16. Amils, R., Cammarano, P., and Londei, P., Kates, M., Kushner, D. J., and Matheson, A. T. Translation in Archaea // The biochemistry of Archaea (Archaebacteria). - 1993. - P.393-438.

17. An, G., Bendiak, D.S., Mamelak, L.A., and Friesen, J.D. Organization and nucleotide sequence of a new ribosomal operon in Escherichia coli containing the genes for ribosomal protein S2 and elongation factor Ts // Nucleic Acids Res. - 1981. - V.9. - P.4163-4172.

18. Ardini, E., Pesole, G., Tagliabue, E., Magnifico, A., Castronovo, V., Sobel, M.E., Colnaghi, M.I., Menard, S. The 67-kDa laminin receptor originated from a ribosomal protein that acquired a dual function during evolution // Mol. Biol. Evol. - 1998. - V.15. - P.1017-1025.

19. Aseev, L.V., Levandovskaya, A.A., Tchufistova, L.S., Skaptsova, N.V., and Boni, I.V. A new regulatory circuit in ribosomal protein operons: S2-mediated control of the rpsB'tsf expression in vivo // RNA. - 2008. - V.14. - V.1882-1894.

20. Aseev, L. V., Chugunov, A. O., Efremov, R. G., Boni, I. V. A Single Missense Mutation in a Coiled-Coil Domain of Escherichia coli Ribosomal Protein S2 Confers a Thermosensitive Phenotype That Can Be Suppressed by Ribosomal Protein S1 // Journal of Bacteriology. - 2013.

- V.195(1). - P.95-104.

21. Babina, A.M., Soo, M.W., Fu, Y., Meyer, MM. An S6:S18 complex inhibits translation of E. coli rpsF // RNA. - 2015. V.21(12). - P.2039-46.

22. Babitzke, P., Baker, C.S., and Romeo, T. Regulation of Translation Initiation by RNA Binding Proteins // Annu Rev Microbiol. - 2009. - V.63. - P.27-44.

23. Baier G., Hohenwarter O., Hofbauer C., Hummel H., Stoffler-Mailicke M. & Stoffler G. (1989) Syst. Appl. Microbiol. 12, 119-126.

24. Baker, A. and Draper, D. Messenger RNA recognition by fragments of ribosomal protein S4 // J. Biol. Chem. - 1995. - V.270. - P.22939-22945.

25. Ban, N., Nissen, P., Hansen, J., Capel, M., Moore, P.B. and Steitz, T.A. Placement of protein and RNA structures into a 5 Ä-resolution map of the 50S ribosomal subunit // Nature. - 1999. -V.400. - P.841-847.

26. Baughman, G., and Nomura, M. Localization of the target site for translational regulation of the L11 operon and direct evidence for translational coupling in Escherichia coli // Cell. - 1983. -V.34. - P.979-988.

27. Bendiak, D.S. and Friesen, J.D. Organization of genes in the four minute region of the Escherichia coli chromosome: Evidence that rpsB and tsf are co-transcribed // Mol. Gen. Genet.

- 1981. - V.181. - P.356-362.

28. Bellur, D.L., Woodson, S.A. A minimized rRNA binding site for ribosomal protein S4 and its implications for 30S assembly // Nucl. Acids Res. - 2009. - V.37 - P.1886-1896.

29. Boni, I.V., Zlatkin, I.V., Budowsky, E.I. Ribosomal protein S1 associates with Escherichia coli ribosomal 30-S subunit by means of protein-protein interactions // Eur J Biochem. - 1982. -V.121. - P.371-376.

30. Boni, I.V., Artamonova, V.S. and Dreyfus, M. The last RNAbindingTrepeat of the Escherichia coli ribosomal protein S1 isTspecifically involved in autogenous control // J. Bacteriol. - 2000. -V.182. - P.5872-5879.

31

32

33

34

35

36

37

38

39

40

41

42

43

44

45

46

Boni, I.V., Artamonova, V.S., Tzareva, N.V., Dreyfus, M. Non-canonical mechanism for translational control in bacteria: synthesis of ribosomal protein S1 // The EMBO Journal. // 2001. - V.20(15). - P.4222-4232.

Bralley, P. and Jones, G.H. Organization and Expression of the Polynucleotide Phosphorylase Gene (pnp) of Streptomyces: Processing of pnp Transcripts in Streptomyces antibioticus Journal of bacteriology. - 2004. - V.186(10) - P.3160-3172

Brodersen, D.E., Clemons Jr., W.M., Carter, A.P., Wimberly, B.T., and Ramakrishnan, V. Crystal structure of the 30S ribosomal subunit from Thermus thermophilus: Structure of the proteins and their interactions with 16S RNA // J. Mol. Biol. - 2002. - V.316. - P.725-768.

Brot, N., Caldwell, P., and Weissbach, H. Autogenous control of Escherichia coli ribosomal protein L10 synthesis in vitro // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. - 1980. - V.77. - P.2592-2595. Brot, N., Caldwell, P., and Weissbach, H. Regulation of synthesis of Escherichia coli ribosomal proteins L1 and L11 // Arch. Biochem. Biophys. - 1981. - V.206 - P.51-53.

Byrgazov, K, Manoharadas, S, Kaberdina, AC, Vesper, O, Moll, I. Direct interaction of the N-terminal domain of ribosomal protein S1 with protein S2 in Escherichia coli // PLoS One. -2012. - V.7:e32702. - doi:10.1371 journal.pone.0032702.

Byrgazov, K., Grishkovskaya, I., Arenz, S., Coudevylle, N., Temmel, H., Wilson, D.N., Djinovic-Carugo, K., Moll, I. Structural basis for the interaction of protein S1 with the Escherichia coli ribosome // Nucleic Acids Res. - 2015. - V.43. - P.661-673.

Cerretti, D.P., Mattheakis, L.C., Kearney, K.R., Vu, L., and Nomura, M. Translational regulation of the spc operon in Escherichia coli: Identification and structural analysis of the target site for S8 repressor protein // J. Mol. Biol. - 1988. - V.204. - P.309-329.

Chiaruttini, C, Milet, M, Springer, M. A long-range RNA-RNA interaction forms a pseudoknot required for translational control of the IF3-L35-L20 ribosomal protein operon in Escherichia coli // EMBO J. - 1996. - V.15. - P.4402-4413.

Chiaruttini, C., Milet, M., and Springer, M. Translational coupling by modulation of feedback repression in the IF3 operon of Escherichia coli // Proc Natl Acad Sci USA. - 1997. - V.94. -P.9208-9213.

Choonee, N., Even, S., Zig, L. and Putzer, H. Ribosomal protein L20 controls expression of the Bacillus subtilis infC operon via a transcription attenuation mechanism // Nucleic Acids Res. -2007. - V.35. - P.1578-1588.

Christensen, T., Johnsen, M., Fiil, N.P., Friesen, J.D. RNA secondary structure and translation inhibition: analysis of mutants in the rplJ leader // EMBO J. - 1984. - V.3. - P.1609-1612.

Climie, S. C., and Friesen, J. D. In vivo and in vitro structural analysis of the rplJ mRNA leader of Escherichia coli. Protection by bound L10-L7/L12 // J. Biol. Chem. - 1988. - V.263. -P.15166-15175.

Climie, S.C., and Friesen, J.D. Feedback regulation of the rplJL-rpoBC ribosomal protein operon of Escherichia coli requires a r egion of mRNA secondary structure // J. Mol. Biol. - 1987. -V.198. - P.371-381.

Darfeuille, F., Unoson, C., Vogel, J., Wagner, E.G. An antisense RNA inhibits translation by competing with standby ribosomes // Mol Cell. - 2007. - V.26. - P.381-392.

Davies, C., Ramakrishnan, V., and White, S.W. Structural evidence for specific S8-RNA and S8-protein interactions within the 30S ribosomal subunit: ribosomal protein S8 from Bacillus stearothermophilus at 1.9 Á resolution // Structure. - 1996. - V.4. - P.1093-1104.

47

48

49

50

51

52

53

54

55

56

57

58

59

60

61

62

63

64

Davies, D. and Segal, D. Protein crystallization: microtechniques involving vapor diffusion // Methods Enzymol. - 1971. - V.22. - P.266-269.

De Smit, M.H. and van Duin, J. Control of prokaryotic translation initiation by mRNA secondary structure // Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. - 1990. - V.38. - P.1-35.

Dean, D. and Nomura, M. Feedback regulation of ribosomal protein gene expression in Escherichia coli // Natl Acad. Sci. USA. - 1980. - V.77. - P.3590-3594.

Dean, D., Yates, J.L. and Nomura, M. Identification of ribosomal protein S7 as a repressor of translation within the str operon of E. coli // Cell. - 1981. - V.24. - P.413-419.

Deckman, I.C., Draper, D.E. Specific interaction between ribosomal protein S4 and the a operon messenger RNA // Biochemistry. - 1985. - V.24. - P.7860-7865.

Deckman, I.C., Draper, D.E., and Thomas, M.S. S4-alpha mRNA translation repression complex. I. Thermodynamics of formation // J. Mol. Biol. - 1987. - V.196. - P.313-322.

Dennis, P.P., and Fiil, N.P. Transcriptional and post-transcriptional control of RNA polymerase and ribosomal protein genes cloned on composite ColE1 plasmids in the bacterium Escherichia coli // J. Biol. Chem. - 1979. - V.254. - P.7540-7547.

Demo, G., Rasouly, A., Vasilyev, N., Svetlov, V., Loveland, A.B., Diaz-Avalos, R., Grigorieff, N., Nudler, E., Korostelev, A.A. Structure of RNA polymerase bound to ribosomal 30S subunit // eLife. - 2017. - V.6:e28560. - doi:10.7554/eLife.28560.

Dijk, J., Garrett, R. A., and Muller, R. Studies on the binding of the ribosomal protein complex L7/12-L10 and protein L11 to the 5 0E-one third of 23S RNA: A functional centre of the 50S subunit // Nucleic Acids Res. - 1979. - V.6. - P.2717-2729.

Diaconu, M., Kothe, U., Schlünzen, F., Fischer, N., Harms, J.M., Tonevitsky, Stark, H.,

Rodnina, M.V., Wahl, M.C. Structural basis for the function of the ribosomal L7/L12 stalk in

factor binding and GTPase activation // Cell. - 2005. - V.121. - P.991-1004.

Douthwaite, S., Christensen, A., and Garrett, R.A. Binding site of ribosomal proteins on

prokaryotic 5S ribonucleic acids: a study with ribonucleases // Biochemistry. - 1982. - V.21. -

P.2313-2320.

Dragon, F., Brakier-Gingras, L. Interaction of Escherichia coli ribosomal protein S7 with 16S rRNA // Nucleic Acids Res. - 1993. - V.21. - P.1199-1203.

Draper, D. E. Translational Regulation of Ribosomal Proteins in Escherichia coli. Molecular Mechanisms, in Translational Regulation of Gene Expression // Plenum Press, New York. -1987. - V.1. - P.1-26,

Draper, D.E., Deckman, I.C., Vartikar, J.V. Physical studies of ribosomal protein-RNA interactions // Methods Enzymol. - 1988. - V.164. - P.203-220.

Draper D.E. How do proteins recognize specific RNA sites? New clues from autogenously regulated ribosomal proteins // Trends Biochem. Sci. - 1989. - V.14. - P.335-338. Draper, D.E., Gluick, T.C., Schlax, P.J. The RNA Structure and Function // Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, NY. - 1998. - V.1. - P.415-436.

Dunn, J.J., Buzash-Pollert, E. and Studier, F.W. Mutations of bacteriophage T7 that affect initiation of synthesis of the gene 0.3 protein // Proc. Natl Acad. Sci. USA. - 1978. - V.75. -P.2741-2745.

Duval, M., Korepanov, A., Fuchsbauer, O., Fechter, P., Haller, A., Fabbretti, A., Choulier, L., Micura, R., Klaholz, B.P., Romby, P. Escherichia coli ribosomal protein S1 unfolds structured

mRNAs onto the ribosome for active translation initiation // PLoS Biol. - 2013. -V.11(12):e1001731. - https://doi.org/10.1371/journal.pbio.1001731

65. Ehresmann, C., Ehresmann, B., Ennifar, E., Dumas, P., Garber, M., Mathy, N., Nikulin, A., Portier, C., Patel, D., and Serganov, A. Molecular mimicry in translational regulation: the case of ribosomal protein S15 // RNA Biol. - 2004. - V.1. - P.66-73.

66. Franceschi, F.J. Nierhaus, K.H. Ribosomal protein L20 can replace the assembly-initiator protein L24 at low temperatures // Biochemistry. - 1988. - V.27. - P.7056-7059.

67. Freedman L.P., Zengel J.M., Archer R.H. and Lindahl L. Autogenous control of the S10 ribosomal protein operon of Escherichia coli: genetic dissection of transcriptional and posttranscriptional regulation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1987. - V.84. - P.6516-6520.

68. Friesen, J.I. Tropak. M. & An. C. Mutations in the rplJ Leader of Escherichia coli That Abolish Feedback Regulation // Cell. - 1983. - V.32. - P.361369.

69. Fu, Y., Deiorio-Haggar, K., Anthony, J., Meyer, M.M. Most RNAs regulating ribosomal protein biosynthesis in Escherichia coli are narrowly distributed to Gammaproteobacteria // Nucleic Acids Research. - 2013. - V.41. - P.3491-3503.

70. Fu, Y., Deiorio-Haggar, K., Soo, M.W., Meyer, M.M. Bacterial RNA motif in the 5' UTR of rpsF interacts with an S6:S18 complex // RNA. - 2014. - V.20. - P.168-176.

71. Fukuda, R. Autogenous regulation of the synthesis of ribosomal proteins, L10 and L7/12, in Escherichia coli // Mol. Gen. Genet. - 1980. - V.178. - P.483-486.

72. Gabdulkhakov, A., Nikonov, S., Garber, M. Revisiting the Haloarcula marismortui 50S ribosomal subunit model // Acta Crystallogr. Sect. D Biol. Crystallogr. - 2013. - V.69. - P.997-1004

73. Gabdulkhakov, A., Tishchenko, S., Mikhaylina, A., Garber, M., Nevskaya, N., Nikonov, S. Crystal structure of the 23S rRNA fragment specific to r-protein L1 and designed model of the ribosomal L1 stalk from Haloarcula marismortui // Crystals. - 2017. - V.7(2). - P.37.

74. Giraud, P., Crechet, J.-B., Uzan, M., Bontems, F., Sizun C. Resonance assignment of the ribosome binding domain of E. coli ribosomal protein S1 // Biomol. NMR Assignments. - 2015.

- V.9 - P.107-111.

75. Gold, L. Post-transcriptional regulatory mechanisms in Escherichia coli // Annu. Rev. Biochem.

- 1988. - V.57. - P.199-233.

76. Golovin, A., Spiridonova, V., Kopylov, A. Mapping contacts of the S12-S7 intercistronic region of str-operon mRNA with ribosomal protein S7 of E. coli // FEBS Letters. - 2006. - V.580. -P.5858-5862.

77. Gomez-Lorenzo, M.G., Spahn, C.M., Agrawal, R.K., Grassucci, R.A., Penczek, P., Chakraburtty, K., Ballesta, J.P., Lavandera, J.L., Garcia-Bustos, J.F., Frank, J. Three-dimensional cryo-electron microscopy localization of EF2 in the Saccharomyces cerevisiae 80S ribosome at 17.5 Ä resolution // EMBO J. - 2000. - V.19(11). - P.2710-8.

78. Gordiyenko, Y., Videler, H., Zhou, M., McKay, A.R., Fucini, P., Biegel, E., Müller, V., Robinson, C.V. Mass spectrometry defines the stoichiometry of ribosomal stalk complexes across the phylogenetic tree // Mol. Cell Prot. - 2010. - V.9. - P.1774-1783.

79. Gourse, R.L., Thurlow, D.L., Gerbi, S.A., Zimmermenn, R.A. Specific binding of a procaryot ribosomal protein to an eukaryotic ribosomal RNA: Implications for evolution and autoregulation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1981. - V.78. - P.2722-2726.

80. Gregory, R.J., Zeller, M.L., Thurlow, D.L., Gourse, R.L., Stark, M. J.R., Dahlberg, A.E., and Zimmermann, R.A. Interaction of ribosomal proteins S6, S8, S15 and S18 with the central

138

81

82

83

84

85

86

87

88

89

90

91

92

93

94

95

domain of 16 S ribosomal RNA from Escherichia coli // J. Mol. Biol. - 1984. - V.178. - P.287-302.

Gregory, R.J., Cahill, P.B.F., Thurlow, D.L., and Zimmermann, R.A. Interaction of Escherichia coli ribosomal protein S8 with its binding sites in ribosomal RNA and messenger RNA // J. Mol. Biol. - 1988. - V.204. - P.295-307.

Greuer, B., Thiede, B., and Brimacombe, R. The cross-link from the upstream region of mRNA to ribosomal protein S7 is located in the C-terminal peptide: experimental verification of a prediction from modeling studies // RNA - 1999. - V.5. - P. 1521-1525.

Grundy, F.J., Henkin, T.M. The rpsD gene, encoding ribosomal protein S4 is autogeneously regulated in Bacillus subtilis // J. Bacteriol. - 1991. - V.173. - P.4595-4602.

Gudkov, A.T., Tumanova, L.G., Gongadze, G.M., Bushuev, V.N. Role of different regions of ribosomal proteins L7 and L10 in their complex formation and in the interaction with the ribosomal 50 S subunit // FEBS Letters. - 1980. - V.109(1) - P.34-38.

Guillier, M., Allemand, F., Raibaud, S., Dardel, F., Springer, M. and Chiaruttini, C. Translational feedback regulation of the gene for L35 in Escherichia coli requires binding of ribosomal protein L20 to two sites in its leader mRNA: a possible case of ribosomal RNA-messenger RNA molecular mimicry // RNA. - 2002. - V.8. - P.878-889.

Guillier, M., Allemand, F., Dardel, F., Royer, C.A., Springer, M. and Chiaruttini, C. Double molecular mimicry in Escherichia coli: binding of ribosomal protein L20 to its two sites in mRNA is similar to its binding to 23S rRNA // Mol. Microbiol. - 2005. - V.56. - P.1441-1456.

Haentjens-Sitri, J., Allemand, F., Springer, M., Chiaruttini, C.. A competition mechanism regulates the translation of the Escherichia coli operon encoding ribosomal proteins L35 and L20 // J Mol Biol. - 2008. - V.375(3). - P.612-25.

Hajnsdorf, E., Boni, I.V. Multiple activities of RNA-binding proteins S1 and Hfq // Biochimie. -2012. - V.94. - P.1544-1553.

Hanner, M., Mayer, C., Köhrer, C., Golderer, G., Gröbner, P., Piendl, W. Autogenous translational regulation of the ribosomal MvaL1 operon in the archaebacterium Methanococcus vannielii // J. Bacteriol. - 1994. - V.176. - P.409-418.

Harms, J., Schluenzen, F., Zarivach, R., Bashan, A., Gat, S., Agmon, I., Bartels, H., Franceschi, F., Yonath, A. High resolution structure of the large ribosomal subunit from a mesophilic eubacterium // Cell. - 2001. - V.107. - P.679-688.

Hartz, D., McPheeters, D.S., Traut, R., Gold, L. Extension inhibition analysis of translation initiation complexes // Methods Enzymol. - 1988. - V.164. - P.419-25.

Haugen, S.P., Berkmen, M.B., Ross, W., Gaal, T., Ward, C., Gourse, R.L. rRNA promoter regulation by nonoptimal binding of sigma region 1.2: An additional recognition element for RNA polymerase // Cell. - 2006. - V.125. - P.1069-1082.

Held, W., Ballou, B., Mizushima, S., Nomura, M. Assembly mapping of 30 S ribosomal proteins from Escherichia coli // J. Biol. Chem. - 1974. - V.249. - P.3103-3111.

Holowachuk, E.W., Friesen, J.D., and Fiil, N.P. Bacteriophage lambda vehicle for the direct cloning of Escherichia coli promoter DNA sequences: feedback regulation of the rplJL-rpoBC operon // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. - 1980. - V.77. - P.2124-2128.

Huttenhofer, A. and Noller, H.F. Footprinting mRNA-ribosome complexes with chemical probes // EMBO J. - 1994. - V.13. - P.3892-3901.

96. Jarrige, A.C., N. Mathy, N., C. Portier. PNPase autocontrols its expression by degrading a double-stranded structure in the pnp mRNA leader // EMBO J. - 2001. - V.20. - P.6845-6855.

97. Jinks-Robertson, S., Nomura, M. Ribosomal protein S4 acts in trans as a translational repressor to regulate expression of the alpha operon in Escherichia coli // Bacteriol. - 1982. - V.151(1). -P.193-202.

98. Johnsen, M., Christensen, T., Dennis, P.P., and Fiil, N.P. Autogenous control: ribosomal protein L10-L12 complex binds to the leader sequence of its mRNA // EMBO J. - 1982. - V.1. - P.999-1004.

99. Ilag, L.L., Videler, H., McKay, A.R., Sobott, F., Fucini, P., Nierhaus, K.H., Robinson, C.V. Heptameric (L12)6/L10 rather than canonical pentameric complexes are found by tandem MS of intact ribosomes from thermophilic bacteria // PNAS. - 2005. - V.102. - P.8192-8197.

100. Inoue, H., Nojima, H. and Okayama, H. High efficiency transformation of E.coli with plasmids // Gene. - 1990. - V.96. - P.255-262.

101. Iben, J.R., and Draper, D.E. Specific Interactions of the L10(L12)4 Ribosomal Protein Complex with mRNA, rRNA, and L11 // Biochemistry. - 2008. - V.47. - P.2721-2731.

102. Isono, K., Kitakawa, M. Cluster of ribosomal protein genes in Escherichia coli containing gene for proteins S6, S18, and L9 // ProcNatl Acad Sci. - 1978. - V.75. - P.6163-6167.

103. Katsamba, P.S., Park, S., Laird-Offringa, I.A. Stöffler & Stöffler-Meilicke, Kinetic studies of RNA-protein interactions using surface plasmon resonance // Methods. - 1984. - V.26. - P.95-104.

104. Klein, D.J., Schmeing, T.M., Moore, P.B., and Steitz, T.A. The kink-turn: A new RNA secondary structure motif // EMBO J. - 2001. - V.20. - P.4214-4221.

105. Kohrer, C., Mayer, C., Neumair, O., Grobner, P., Piendl, W. Interaction of ribosomal L1 proteins from mesophilic and thermophilic archaea and bacteria with specific L1-binding sites on 23S rRNA and mRNA // Eur. J. Biochem. - 1998. - V.256. - P.97-105.

106. Korepanov, A.P., Kostareva, O.S., Bazhenova, M. V., Bubunenko, M.G., Garber, M.B., Tishchenko, S.V. Studying the properties of domain I of the ribosomal protein L1: incorporation into ribosome and regulation of the L1 operon expression // Protein J. - 2015. - V.34(2). -P.103-110.

107. Kurkcuoglu, O., Doruker, P., Sen, T.Z, Kloczkowski, A., Jernigan R.L. The ribosome structure controls and directs mRNA entry, translocation and exit dynamics // Phys. Biol. - 2008. - V.5. -P.046005(14).

108. Laemmli, U., Cleveage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 // Nature. - 1970. - V.227. - P.680-685.

109. Latif, H., Lerman, J.A., Portnoy, V.A., Tarasova, Y., Nagarajan, H., Schrimpe-Rutledge, A.C., Smith, R.D., Adkins, J.N., Lee, D.H., Qiu, Y., Zengler, K. The Genome Organization of Thermotoga maritima Reflects Its Lifestyle // PLoS. - 2013. - V.9. - e1003485.

110. Lauber, M.A., Rappsilber, J., Reilly, J.P. Dynamics of ribosomal protein S1 on a bacterial ribosome with cross-linking and mass spectrometry // Mol. Cell. Proteomics MCP. - 2012. -V.11. -P.1965-1976.

111. Lawrence, M.G., Shamsuzzaman, Md., Kondopaka, M., Pascual, C., Zengel, J.M., Lindahl, L. The extended loops of ribosomal proteins uL4 and uL22 of Escherichia coli contribute to ribosome assembly and protein translation // Nucleic Acids Res. - 2016. - V.44(12). - P.5798-5810.

112. Lesage, P., Chiaruttini, C., Graffe, M., Dondon, J., Milet, M., Springer, M. Messenger RNA secondary structure and translational coupling in the Escherichia coli operon encoding translation initiation factor IF3 and the ribosomal proteins, L35 and L20 // J. Mol. Biol. - 1992. -V.228. - P.366-386.

113. Lemke, J.J., Sanchez_Vazquez, P., Burgos, H.L., Hedberg, G., Ross, W., and Gourse, R.L. Direct regulation of Escherichia coli ribosomal protein promoters by the transcription factors ppGpp and DksA // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 2011. - V.108. - P.5712-5717.

114. Li, X., Lindahl, L., Zengel, J.M. Ribosomal protein L4 from Escherichia coli utilizes nonidentical determinants for its structural and regulatory functions // RNA. - 1996. - V.2. -P.24-37.

115. Lindahl, L., Archer, R.H., Zengel, J.M. Regulation of an eleven gene ribosomal protein operon // Interaction of Translational and Transcriptional Controls in the Regulation of Gene Expression. Elsevier Biomedical New York. - 1982. - V.1. - P.105-117

116. Loveland, A.B., Korostelev, A.A. Structural dynamics of protein S1 on the 70S ribosome visualized by ensemble cryo-EM // Methods. - 2017. - V.15(137). - P.55-66.

117. Lu, Y., Lim, L., Song, J. NMR studies reveal that protein dynamics critically mediate aggregation of the well-folded and very soluble E. coli S1 ribosomal protein // bioRXiv. - 2017. - http://dx.doi.org/10.1101/178459

118. Mallik, S., Basu, S., Hait, S., Kundu, S. Translational regulation of ribosomal protein S15 drives characteristic patterns of protein-mRNA epistasis // Proteins. - 2018. - V.86(8). - P.827-832.

119. Marzi, S., Myasnikov, A.G., Serganov, A., Ehresmann, C., Romby, P., Yusupov, M., Klaholz, B.P. Structured mRNAs regulate translation initiation by binding to the platform of the ribosome // Cell. - 2007. - V.130(6). - P.1019-31.

120. Maseda, H., Hoshino, T. Screening and analysis of DNA fragments that show promoter activities in Thermus thermophilus // FEMS Microbiol. Lett. - 1995. - V.128. - P.127-134.

121. Matelska, D., Purta, E., Panek, S., Boniecki, M.J., Bujnicki, J.M., Dunin-Horkawicz, S. S6:S18 ribosomal protein complex interacts with a structural motif present in its own mRNA // RNA. -2013. - V.19. - P.1341-1348.

122. Mathy, N., Pellegrini, O., Serganov, A., Patel, D.J., Ehresmann, C., Portier, C. Specific recognition of rpsO mRNA and 16S rRNA by Escherichia coli ribosomal protein S15 relies on both mimicry and site differentiation // Mol Microbiol. - 2004. - V.52(3). - P.661-75.

123. Mattheakis, L., Nomura, M. Feedback regulation of the spc operon in Escherichia coli: Translational coupling and mRNA processing // J Bacteriol. - 1988. - V.170. - P.4482-4492.

124. Mattheakis, L., Vu, L., Sor, F., and Nomura, M. Retroregulation of the synthesis of ribosomal proteins L14 and L24 by feedback repressor S8 in Escherichia coli // Proc. Natl. Acad. Sci. -1989. - V.86. - P.448-452.

125. Mayer, C., Kohrer, C., Grobner, P., Piendel, W. MvaL1 autoregulates the synthesis of the three ribosomal proteins encoded on the MvaL1 operon of the archaeon Methanococcus vannielii by inhibiting its own translation before or at the formation of the first peptide bond // Molecular Microbiology. - 1998. - V.27(2). - P.455-468.

126. Merianos, H.J., Wang, J., Moore, P.B. The structure of a ribosomal protein S8/spc operon mRNA complex // RNA. - 2004. - V.10(6). - P.954-964.

127. Merino, E., Yanofsky, C. Regulation by termination-antitermination: a genomic approach // Bacillus subtils and its closest relatives: from genes to cells. ASM Press, Washington DC. -2002. - V.1. - P.323-336

128. Merino, E., Yanofsky, C. Transcription attenuation: A highly conserved regulatory strategy used by bacteria // Trends Genet. - 2005. - V.21. - P.260-264.

129. Meyer, M.M., Ames, T.D., Smith, D.P., Weinberg, Z., Schwalbach, M.S., Giovannoni, S.J., Breaker, R.R. Identification of candidate structured RNAs in the marine organism 'Candidatus Pelagibacter ubique' // BMC Genomics. - 2009. - V.10. - P.268.

130. Meyer, M.M. rRNA mimicry in RNA regulation of gene expression // Microbiol Spectrum. -2018. - V.6(2). - doi:10.1128/microbiolspec.RWR-0006-2017.

131. Mitchell, J.E., Zheng, D., Busby, S.J., Munchin, S.D. Identification and analysis of "extended -10" promotersin Escherichia coli // Nucleic Acids Res. - 2003. - V.31. - P.4689-4695.

132. Moazed, D., Stern S., Noller, H.F. Rapid chemical probing of conformation in 16 S ribosomal RNA and 30S ribosomal subunits using primer extension // J. Mol. Biol. - 1986. - V.187. -P.399-416.

133. Moazed, D., Noller, H.F. Interaction of tRNA with 23S rRNA in the ribosomal A, P, and E sites // Cell. - 1989. - V.57. - P.585-597.

134. Mohr, D., Wintermeyer, W., Rodnina, M.V. GTPase activation of elongation factors Tu and G on the ribosome // Biochemistry. - 2002. - V.41. -P.12520-12528.

135. Mougel, M., Allmang, C., Eyermann, F., Cachia, C., Ehresmann, B., Ehresmann, C. Minimal 16S rRNA binding site and role of conserved nucleotides in Escherichia coli ribosomal protein S8 recognition // Eur. J. Biochem. - 1993. - V.215. - P.787-792.

136. Nevskaya, N., Tishchenko, S., Nikulin, A., Al-Karadaghi, S., Liljas, A., Ehresmann, B., Ehresmann, C., Garber, M., and Nikonov, S. Crystal structure of ribosomal protein S8 from Thermus thermophilus reveals a high degree of structural conservation of a specific RNA binding site // J. Mol. Biol. -1998. - V.279. - P.233-244.

137. Nevskaya, N., Tishchenko, S., Fedorov, R., Al- Karadaghi, S., Liljas, A., Kraft, A. Archaeal ribosomal protein L1: the structure provides new insights into RNA binding of the L1 protein family // Structure. - 2000. - V.8. - P.363-371.

138. Nevskaya, N., Tishchenko, S., Paveliev, M., Smolinskaya, Yu., Fedorov, R., Piendl, W. Structure of ribosomal protein L1 from Methanococcus thermolithotrophicus. Functionally important structural invariants on the L1 surface // Acta Crystallog. sect D. - 2002. - V.58. -P.1023-1029.

139. Nevskaya, N., Tishchenko, S., Volchkov, S., Kljastorny, V., Nikonova, E., Nikonov, O., Nikulin, A., Kohrer, C., Piendl, W., Zimmermann, R., Stockley, P., Garber, M., Nikonov S. New insights into the interaction of ribosomal protein L1 with RNA // J. Mol. Biol. - 2006. - V.355(4). -P.747-759.

140. Nikonov, S., Nevskaya,N., Eliseikina, I., Fomenkova,N., Nikulin, A., Ossina, N. Crystal structure of the RNA-binding ribosomal protein L1 from Thermus thermophilus // EMBO J. -1996. - V.15. - P.1350-1359.

141. Nikonova, E., Volchkov, S., Kliashtornyi, V., Tishchenko, S., Kostareva, O., Nevskaia, N., Nikonov, O., Gabdulkhakov, A., Nikulin, A., Davydova, N., Strel'tsov, V., Garber, M., Nikonov, S. Crystal structures of mutant ribosomal proteins L1 // Mol. Biol. (Moscow). - 2007. - V.41. -P.688-696

142. Nikulin, A., Serganov, A., Ennifar, E., Tishchenko, S., Nevskaya, N., Shepard, W. Crystal structure of the S15-rRNA complex // Nature Struct. Biol. - 2000. - V.7. - P.273-277.

143. Nikulin, A., Eliseikina, I., Tishchenko, S., Nevskaya, N., Davydova, N., Platonova, O., Piendl, W., Selmer, M., Liljas, A., Drygin, D., Zimmermann, R., Garber, M., Nikonov, S. Structure of the L1 protuberance in the ribosome // Nature Str. Biol. - 2003. - V.10. - P.104-108.

144. Nomura, M., Held W.A. Ribosomes // Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, NY. - 1974. - V.1. - P.193-224.

145. Nomura, M., Yates, J.L., Dean, D., Post L.E. Feedback regulation of ribosomal protein gene expression in Escherichia coli: structural homology of ribosomal RNA and ribosomal protein mRNA // Proc. Natl Acad. Sci. USA. - 1980. - V.77. - P.7084-7088.

146. Novy, R., Drott, D., Yaeger, K., Mierendorf, R. Overcoming the codon bias of E. coli for enhanced protein expression // inNovations. - 2001. - V.12. - P.1-3.

147. Nowotny, V., Nierhaus K.H. Assembly of the 30S subunit from Escherichia coli ribosomes occurs via two assembly domains which are initiated by S4 and S7 // Biochemistry. - 1988. -V.27. - P.7051-7055.

148. Peattie, D.A., Douthwaite, S., Garrett, R.A., Noller H.F. A "bulged" double helix in a RNA-protein contact site // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. - 1981. - V.7(6). - P.1697-1701.

149. Philippe, C., Eyermann, F., Bénard, L., Portier, C., Ehresmann, B., and Ehresmann, C. Ribosomal protein S15 from Escherichia coli modulates its own translation by trapping the ribosome on the mRNA initiation loading site // Proc Natl Acad Sci USA. - 1993. - V.90. -P.4394-4398.

150. Philippe, C., Bénard, L., Portier, C., Westhof, E., Ehresmann, B., and Ehresmann, C. Molecular dissection of the pseudoknot governing the translational regulation of Escherichia coli ribosomal protein S15 // Nucleic Acids Res. - 1995. - V.23. - P.18-28.

151. Portier, C., Dondon, L., Grunberg-Manago, M. Translational autocontrol of the Escherichia coli ribosomal protein S15 // J Mol Biol. - 1990. - V.211. - P.407-414.

152. Powers, T., Noller, H.F. Hydroxyl radical footprinting of ribosomal proteins on 16S rRNA // RNA. - 1995. - V.1. - P.194-209.

153. Qu, X., Lancaster, L., Noller, H.F., Bustamante, C., Tinoco, I. Ribosomal protein S1 unwinds double-stranded RNA in multiple steps // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 2012. - V.109. -P.14458-14463.

154. Raibaud, S., Lebars, I., Guillier, M., Chiaruttini, C., Bontems, F., Rak, A., Garber, M., Allemand, F., Springer, M., and Dardel, F. NMR structure of bacterial ribosomal protein l20: implications for ribosome assembly and translational control // J. Mol. Biol. - 2002. - V.323. -P.143-151.

155. Raibaud, S, Vachette, P., Guillier, M., Allemand, F., Chiaruttini, C., Dardel, F. How bacterial ribosomal protein L20 assembles with 23 S ribosomal RNA and its own messenger RNA // J Biol. Chem. - 2003. - V.278. - P.36522-36530.

156. Recht, M.I., Williamson, J.R. Central domain assembly: thermodynamics and kinetics of S6 and S18 binding to an S15-RNA complex // J. Mol. Biol. - 2001. - V.313. - P.35-48.

157. Régnier, P., Portier, C. Initiation, attenuation and RNase III processing of transcripts from the Escherichia coli operon encoding ribosomal protein S15 and polynucleotide phosphorylase // J. Mol. Biol. - 1986. - V.187. - P.23-32.

158. Robert, F., Brakier-Gingras, L. Ribosomal protein S7 from Escherichia coli uses the same determinants to bind 16S ribosomal RNA and its messenger RNA // Nucleic. Acids. Res. - 2001. - V.29. - P.677-682.

159. Saito, K., Mattheakis, L.C., Nomura, M. Post-transcriptional regulation of the str operon in Escherichia coli. Ribosomal protein S7 inhibits coupled translation of S7 but not its independent translation // J. Mol. Biol. - 1994. - V.235. - P.111-124.

160. Schlax, P.J., Xavier, K.A., Gluick, T.C., Draper, D.E. Translational repression of the Escherichia coli alpha operon mRNA: importance of an mRNA conformational switch and a ternary entrapment complex // JBC. - 2001. - V.276. - P.38494-38501.

161. Schlax, P. J., Worhunsky, D.J. Translational repression mechanisms in prokaryotes // Mol. Microbiol. - 2003. - V.48. - P.1157-1169.

162. Schluenzen, F., Tocilj, A., Zarivach, R., Harms, J., Gluehmann, M., Janell, D., Bashan, A., Bartels, H., Agmon, I., Franceschi, F., Yonath, A. Structure of functionally activated small ribosomal subunit at 3.3 Ä resolution // Cell. - 2000. - V.102. - P.615-623.

163. Schmidt, J., Bubunenco, M., Subramanian, A. A novel operon organization involving the genes for chorismate synthase (aromatic biosynthesis pathway) and ribosomal GTPase center proteins (L11, L1, L10, L12: rplKAJL) in cyanobacterium Synechocystis PCC 6803 // JBC. - 1993. -V.213(1). - P.275-288.

164. Schuwirth, B S., Borovinskaya, M.A., Hau, C.W., Zhang, W., Vila-Sanjurjo, A., Holton, J.M., Cate, J.H. Structures of the bacterial ribosome at 3.5 A resolution // Science. - 2005. -V.310(5749). - P.827-34.

165. Selmer, M., Dunham, C.M., Murphy, F.V. 4th, Weixlbaumer, A., Petry, S., Kelley, A.C., Weir, J.R. Ramakrishnan, V. Structure of the 70S ribosome complexed with mRNA and tRNA // Science. - 2006. - V.313. - P.1935-1942.

166. Sengupta, J., Agrawal, R.K., Frank, J. Visualization of protein S1 within the 30S ribosomal subunit and its interaction with messenger RNA // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 2001. - V.98. -P.11991-11996.

167. Serganov, A., Rak, A., Garber, M., Reinbolt, J., Ehresmann, B., Ehresmann, C., Grunberg-Manago, M. Portier, C. Ribosomal protein S15 from Thermus thermophilus--cloning, sequencing, overexpression of the gene and RNA-binding properties of the protein // Eur. J. Biochem. - 1997. - V.246. - P.291-300.

168. Serganov, A., Benard, L., Portier, C., Ennifar, E., Garber, M., Ehresmann, B., Ehresmann, C. Role of conserved nucleotides in building the 16 S rRNA binding site for ribosomal protein S15 // J. Mol. Biol. - 2001. - V.305. - P.785-803.

169. Serganov, A., Ennifar, E., Portier, C., Ehresmann, B., Ehresmann, C. Do mRNA and rRNA binding sites of E. coli ribosomal protein S15 share common structural determinants? // J. Mol. Biol. - 2002. - V.320. - P.963-978.

170. Serganov, A., Polonskaia, A., Ehresmann, B., Ehresmann, C., Patel, D.J. Ribosomal protein S15 represses its own translation via adaptation of an rRNA-like fold within its mRNA // EMBO J. -2003. - V.22. - P.1898-1908.

171. Sha, Y., Lindahl, L., Zengel, J.M. RNA determinants required for L4-mediated attenuation control of the S10 r-protein operon of Escherichia coli // J. Mol. Biol. - 1995a. - V.245. - P.486-498.

172. Sha, Y., Lindahl, L., Zengel J.M. Role of NusA in L4-mediated attenuation control of the S10 r-protein operon of Escherichia coli // J. Mol. Biol. - 1995b. - V.245. - P.474-485.

144

173. Shimmin, L.C., Dennis, P.P. Characterization of the L11, L1, L10 and L12 equivalent ribosomal protein gene cluster of the halophilic archaebacterium Halobacterium cutirubrum // EMBO J. -1989. - V.8. - P.1252-1235.

174. Slinger, B.L., Newman, H., Lee, Y., Pei, S., Meyer, M.M. Co-evolution of Bacterial Ribosomal Protein S15 with Diverse mRNA Regulatory Structures // PLoS Genet. - 2015. -V.11(12):e1005720. - https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1005720

175. Sorensen, M.A., Fricke, J., Pedersen, S. Ribosomal protein S1 is required for translation of most, if not all, natural mRNAs in Escherichia coli in vivo // J. Mol. Biol. - 1998. - V.280. - P.561-569.

176. Spedding, G.S., Draper, D.E. Allosteric mechanism for translational repression in the Escherichia coli alpha operon // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. - 1993. - V.90. - P.4399-4403.

177. Spedding, G.S., Gluick, T.C., Draper, D.E. Ribosome initiation complex formation with the pseudoknotted alpha operon messenger RNA // J. Mol. Biol. - 1993. - V.229. - P.609-622.

178. Spillmann, S., Dohme, F., Nierhaus, K.H. Assembly in vitro of the 50S subunit from Escherichia coli ribosomes: proteins essential for the first heatdependent conformational change // J. Mol. Biol. - 1977. - V.115. - P.513-523.

179. Stelzl, U., Nierhaus, K.H. A short fragment of 23S rRNA containing the binding sites for two ribosomal proteins, L24 and L4, is a key element for rRNA folding during early assembly // RNA. - 2001. - V.7. - P.598-609.

180. Stelzl, U., Zengel, J.M., Tovbina, M., Walker, M., Nierhaus, K.H., Lindahl, L., Patel, D.J. RNA-structural mimicry in Escherichia coli ribosomal protein L4-dependent regulation of the S10 operon // J. Biol. Chem. - 2003. - V.278(30). - P. 28237-45.

181. Stern, S., Wilson, R.C., Noller, H.F. Localization of the binding site for protein S4 on 16 S ribosomal RNA by chemical and enzymatic probing and primer extension // J. Mol. Bwl. - 1986. - V.192. -P.101-110.

182. Stern, S., Moazed, D., Noller, H.F. Structural analysis of RNA using chemical and enzymatic probing monitored by primer extension // Methods Enzymol. - 1988. - V.164. - P.481-489.

183. Studer, S.M., Joseph, S. Unfolding of mRNA secondary structure by the bacterial translation initiation complex // Mol Cell. - 2006. - V.22. - P.105-115.

184. Studier, F.W., Moffatt, B.A. Use of bacteriophage T7 RNA polymerase to direct selective highlevel expression of cloned genes // J Mol Biol. - 1986. - V.189(1). - P.113-30

185. Studier, F., Rosenberg, A., Dunn, J., Dubendorff, J. Use of T7 RNA polymerase to direct expression of cloned genes // J. Methods. Enzimol. - 1990. - V.185. - P.60-89.

186. Subramanian ,A.R. Structure and functions of ribosomal protein S1 // Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. - 1983. - V.28 - P.101-142.

187. Sukhodolets, M.V., Garges, S., Adhya, S. Ribosomal protein S1 promotestranscriptional cycling // RNA. - 2006. - V.12. - P.1505-1513.

188. Tang, C.K., Draper, D.E. Unusual mRNA pseudoknot structure is recognized by a protein translational repressor // Cell. - 1989. - V.57. - P.531-536.

189. Tang, C.K., Draper D.E. Evidence for allosteric coupling between the ribosome and repressor binding sites of a translationally regulated Mrna // Biochemistry. - 1990. - V.29. - P.4434-4439.

190. Takayar, S., Hickerson, R.P., Noller, H.F. mRNA helicase activity of the ribosome // Cell. -2005. - V.120. - P.49-58.

191. Thomas, M., Bedwell, D. M., Nomura, M. Regulation of alpha operon gene expression in Escherichia coli. A novel form of translational coupling // J. Mol. Biol. - 19B7. - V.196. -P.333-345.

192. Thurlow, D.L., Ehresmann, C., Ehresmann, B. Nucleotides in 16S rRNA that are required in unmodified form for features recognized by ribosomal protein SB // Nucleic Acids Res. - 19B3. -V.11. - P.67B7-6B02.

193. Timsit, Y., Acosta, Z., Allemand, F., Chiaruttini, C. Springer, M. The role of disordered ribosomal protein extensions in the early steps of eubacterial 50 s ribosomal subunit assembly // Int. J. Mol. Sci. - 2009. - V.10. - P.B17-34.

194. Tishchenko, S.V., Nikulin, A., Fomenkova, N.P., Nevskaya, N., Nikonov, O., Dumas, P., Moine, H., Ehresmann, B., Ehresmann, C., Piendl, W. Detailed analysis of RNA-protein interactions within ribosomal protein SB-rRNA complex from the archaeon Methanococcus jannaschii // J. Mol. Biol. - 2001. - V.311. - P.311-324.

195. Tishchenko, S., Nikonova, E., Nikulin, A., Nevskaya, N., Volchkov, S., Piendl, W., Garber, M., Nikonov, S. Structure of the ribosomal protein L1-mRNA complex at 2.1 Â resolution: common features of crystal packing of L1-RNA complexes // Acta Cryst. - 2006. - V.D62. - P.1545-1554.

196. Tishchenko, S., Nikonova, E., Kljashtorny, V., Kostareva, O., Nevskaya, N., Piendl, W. Domain I of ribosomal protein L1 is sufficient for specific RNA binding // Nucleic Acids Res. - 2007. -V.35. - P.73B9-7395.

197. Tishchenko, S., Kljashtorny, V., Kostareva, O., Nevskaya, N., Nikulin, A., Gulak, P., Piendl, W., Garber, M., Nikonov, S. Domain II of Thermus thermophilus ribosomal protein L1 hinders recognition of its Mrna // J Mol Biol. - 200B. - V.3B3. - P.301-305.

19B. Tishchenko, S., Nikonova, E., Kostareva, O., Gabdulkhakov, A., Piendl, W., Nevskaya, N., Garber, M., Nikonov, S. Structural analysis of interdomain mobility in ribosomal L1 proteins // Acta Cryst. - 2011. - V.D67. - P.1023-1027.

199. Tishchenko, S., Gabdulkhakov, A., Nevskaya, N., Sarskikh, A., Kostareva, O., Nikonova, E., Sycheva, A., Moshkovskii, S., Garber, M., Nikonov, S. High-resolution crystal structure of the isolated ribosomal L1 stalk // Acta Crystallogr., Sect.D. - 2012. - V.6B. - P.1051-1057

200. Tishchenko, S., Kostareva, O., Gabdulkhakov, A., Mikhaylina, A., Nikonova, E., Nevskaya, N., Sarskikh, A., Piendl, W., Garber, M., Nikonov, S. Protein-RNA affinity of ribosomal protein L1 mutants does not correlate with the number of intermolecular interactions // Acta Cryst. - 2015. - V.D71. -P.376-3B6.

201. Tjaden, B., Saxena, R.M., Stolyar, S., Haynor, D.R., Kolker, E., Rosenow, C. Transcriptome analysis of Escherichia coli using high-density oligonucleotide probe arrays // Nucleic Acids Res. - 2002. - V.30. - P.3732.

202. Torres, M., Condon, C., Balada, J.M., Squires, C., Squires, C.L. Ribosomal protein S4 is a transcription factor with properties remarkably similar to NusA, a protein involved in both nonribosomal and ribosomal RNA termination // EMBO J. - 2001. - V.20. - P.3B11-3B20.

203. Tourigny, D.S., Fernández, I.S., Kelley, A.C., Ramakrishnan, V. Elongation factor G bound to the ribosome in an intermediate state of translocation // Science. - 2013. - V.340(6140). -P.1235490.

204. Travers, A.A. Promoter sequence for stringent control of bacterial ribonucleic acid synthesis // J. Bacteriol. - 19B0. - V.141. - P.973-976.

205. Tumminia, S.J., Hellmann, W., Wall, J.S., Boublik, M. Visualization of protein-nucleic acid interactions involved in the in vitro assembly of the Escherichia coli 50 S ribosomal subunit // J. Mol. Biol. - 1994. - V.235(4). - P.1239-50.

206. Vartikar, J.V., Draper D.E. S4-16 S ribosomal RNA complex. Binding constant measurements and specific recognition of a 460-nucleotide region. J. Mol. Biol. - 1989. - V.209. - P.221-234.

207. Weinberg, Z., Barrick, J.E., Yao, Z., Roth, A., Kim, J.N., Gore, J., Xin Wang, J., Lee, E.R., Block, K.F., Sudarsan, N., Neph, S., Tompa, M., Ruzzo, W.L., Breaker, R.R. Identification of 22 candidate structured RNAs in bacteria using the CMfinder comparative genomics pipeline // Nucleic Acids Research. - 2007. - V.35(14). - P.4809-4819

208. Williams, K.P. Strong mimicry of an rRNA binding site for two proteins by the mRNA encoding both proteins // RNA Biol. - 2008. - V.5. - P.145-148.

209. Williamson, J R. Induced fit in RNA-protein recognition // Nat. Struct. Biol., - 2000. - V.7. -P.834-837.

210. Wilson, D.N., Nierhaus, K.H. Ribosomal proteins in the spotlight // Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. -2005. - V.40. - P.243-267.

211. Wimberly, B.T., White, S.W., Ramakrishnan, V. The structure of ribosomal protein S7 at 1.9 A resolution reveals a beta-hairpin motif that binds double-stranded nucleic acids // Structure. -1997. - V.5. - P.1187-1198.

212. Wimberly, B.T., Brodersen, D.E., Clemons Jr., W.M., Morgan-Warren, R.J., Carter, A.P., Vonrhein, C., Hartsch, T., and Ramakrishnan, V. Structure of the 30S ribosomal subunit // Nature. - 2000. - V.407. - P.327-339.

213. Worbs, M., Huber, R., Wahl, M.C. Crystal structure of ribosomal protein L4 shows RNA-binding sites for ribosome incorporation and feedback control of the S10 operon // EMBO J. -2000. - V.19. - P.807-818.

214. Worbs, M., Wahl, M.C., Lindahl, L., Zengel, J.M. Comparative anatomy of a regulatory ribosomal protein // Biochimie. - 2002. - V.84. - P.731-743.

215. Wu, H., Jiang, L., and Zimmermann, R.A. The binding site for ribosomal protein S8 in 16S rRNA and spc mRNA from Escherichia coli: Minimum structural requirements and the effects of single bulged bases on S8-RNA interaction // Nucleic Acid. Res. - 1994. - V.22. - P.1687-1695.

216. Yakhnin, H., Yakhnin, A.V., Babitzke, P. Ribosomal protein L10(L12)4 autoregulates expression of the Bacillus subtilis rplJL operon by a transcription attenuation mechanism // Nucleic Acids Research. - 2015. - V.43(14). - P.7032-7043.

217. Yates, J.L., Arfsten, A.E., Nomura M. In vitro expression of Escherichia coli ribosomal protein genes: autogenous inhibition of translation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1980. - V.77. -P.1837-1841.

218. Yates, J.L., Dean, D., Strycharz, W.A., Nomura, M. E. coli ribosomal protein L10 inhibits translation of L10 and L7/L12 mRNAs by acting at a single site // Nature. - 1981. - V.294. -P.190-192.

219. Yusupov, M.M., Yusupova, G.Z., Baucom, A., Lieberman, K., Earnest, T.N., Cate, J.H., Noller, H.F. Crystal structure of the ribosome at 5.5 A resolution // Science. - 2001. - V.292(5518). -P.883-96.

220. Yusupova, G., Jenner, L., Rees, B., Moras, D., Yusupov, M. Structural basis for messenger RNA movement on the ribosome // Nature. - 2006. - V.444. - P.391-394

221. Yusupova, G.Z., Yusupov, M.M., Cate, J.H.D., and Noller, H.F. The path of messenger RNA through the ribosome // Cell. - 2001. - V.106. - P.233-241.

222. Zimmermann, R.A., Thurlow, D.L., Finn, R.S., Marsch, T.L., Ferret, L.K. Genetics and evolution of RNA polymerase, tRNA and ribosomes // University of Tokyo Press, Tokyo. -1980. - V.1. - P.569-584.

223. Zimmermann, R.A., Alimov, A., Uma, K., Wu, H., Wower, I., Nikonowicz, E.P. In The Ribosome: Structure, Function, Antibiotics, and Cellular Interactions // ASM Press, Washington DC. - 2000. - V.1. - P.93-104.

224. Zengel, J.M., Mueckl, D., Lindahl, L. Protein L4 of the E.coli ribosome regulates an eleven gene r protein operon // Cell. - 1980. - V.21. - P.523-535.

225. Zengel, J.M., Lindahl L. Escherichia coli ribosomal protein L4 stimulates transcription termination at a specific site in the leader of the S10 operon independent of L4-mediated inhibition of translation // J. Mol. Biol. - 1990a. - V.213. - P.67-78.

226. Zengel, J.M., Lindahl L. Ribosomal protein L4 stimulates in vitro termination of transcription at a NusA-dependent terminator in the S10 operon leader // Proc. Natl. Acad. Sci., USA. - 1990b. -V.87. - P.2675-2679.

227. Zengel, J.M., Lindahl, L. Ribosomal protein L4 and transcription factor NusA have separable roles in mediating terminating of transcription within the leader of the S10 operon of Escherichia coli // Genes & Dev. - 1992. - V.6. - P.2655-2662.

228. Zengel, J.M., Lindahl, L. Domain I of 23S rRNA competes with a paused transcription complex for ribosomal protein L4 of Escherichia coli // Nucleic Acids Res. - 1993. - V.21. - P.2429-2435.

229. Zengel, J.M., Lindahl, L. Diverse mechanisms for regulating ribosomal protein synthesis in Escherichia coli // Prog. Nucleic Acids Res. Mol. Biol. - 1994. - V.47. - P.331-370.

230. Zengel, J.M., Lindahl L. A hairpin structure upstream of the terminator hairpin required for ribosomal protein L4-mediated attenuation control of the S10 Operon of Escherichia coli // J. Bacteriol. - 1996. - V.178. - P.2383-2387.

231. Zengel, J.M., Sha, Y., Lindahl, L. Surprising flexibility of leader RNA determinants for r-protein L4-mediated transcription termination in the Escherichia coil S10 operon // RNA. - 2002. - V.8.

- P.572-578.

232. Zillner, K., Jerabek-Willemsen, M., Duhr, S., Braun, D., Längst, Gernot., Baaske, P. Microscale Thermophoresis as a Sensitive Method to Quantify Protein: Nucleic Acid Interactions in Solution // Methods in Molecular Biology (Clifton, N.J.). - 2012. - V.815. - P.241-252.

233. Zimmermann, R.A., Thurlow, D.L., Finn, R.S., Marsch, T.L., Ferret, L.K. Genetics and evolution of RNA polymerase, tRNA and ribosomes // University of Tokyo Press, Tokyo. -1980. - V.1. - P.569-584.

234. Zimmermann, R. A., Alimov, A., Uma, K., Wu, H., Wower, I., Nikonowicz, E.P. In The Ribosome: Structure, Function, Antibiotics, and Cellular // ASM Press, Washington DC. - 2000.

- V.1. - P.93-104.

235. Zuker, M., Stiegler, P. Optimal computer folding of large RNA sequences using thermodynamics and auxiliary information // Nucleic Acids Res. - 1981. - V.9. - P.133-148.

БЛАГОДАРНОСТИ

Хочу поблагодарить моего научного руководителя Светлану Викторовну Тищенко за четкое руководство, помощь в планировании и проведении экспериментов и постоянную поддержку, а также за терпение и помощь в написании и оформлении данной работы.

Благодарю Алексея Донатовича Никулина и Марию Борисовну Гарбер за заботу, интерес к работе, ценные советы и рекомендации, и постоянно оказываемую поддержку.

Хочу сказать спасибо Алене Сарских за бесценную помощь в приобретении навыков работы в лаборатории и советы. Спасибо Ольге Костаревой и Екатерине Никоновой за помощь, поддержку и непосредственное участие в выполненной работе.

Бблагодарна профессору Вольфгангу Пиндлу и Матиасу Эрлахеру (Иннсбрукский медицинский университет, Австрия), а также Роману Федорову (Медицинская Школа Ганновера, Институт Биофизической химии, Германия) за предоставленную возможность проведения исследований, за их гостеприимность и готовность помочь в любой ситуации. Также признательна Сергею Евгеньевичу Пермякову и Алексею Сергеевичу Казакову за возможность проведения кинетических экспериментов на базе ИБП РАН.

Выражаю свою признательность и благодарность сотрудникам Группы структурных исследований рибосомных белков, Станиславу Владимировичу Никонову и Наталье Александровне Невской за их советы, и обсуждение полученных результатов.

Спасибо Азату Габдрахмановичу Габдулхакову за помощь и непосредственное участие в выполнении структурной части работы.

Огромное спасибо всем сотрудникам Лаборатории структурных исследований аппарата трансляции и Группы структурных исследований рибосомных белков Института белка РАН, особенно Ульяне Джус и Илье Коляденко, Анне Коробейниковой, Елене Максимовой и Наталье Леконцевой, Алексею Корепанову, Елене Столбоушкиной, Олегу Никонову, а также Виталию Балобанову за поддержку, доброе отношение, прекрасную компанию и дружескую обстановку.

Большое спасибо всем сотрудникам Института белка, которые оказали мне непосредственную помощь при выполнении данной работы.

Обратите внимание, представленные выше научные тексты размещены для ознакомления и получены посредством распознавания оригинальных текстов диссертаций (OCR). В связи с чем, в них могут содержаться ошибки, связанные с несовершенством алгоритмов распознавания. В PDF файлах диссертаций и авторефератов, которые мы доставляем, подобных ошибок нет.