Роль белка ядрышка SURF6 в биогенезе рибосом и пролиферации клеток млекопитающих тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Моралева Анастасия Андреевна

• Моралева Анастасия Андреевна
• кандидат наук
• 2025

Оглавление диссертации кандидат наук Моралева Анастасия Андреевна

Список сокращений

Введение

Глава 1. Обзор литературы

1.1. Ядрышко и биогенез рибосом

1.1.1. Ядрышко

1.1.2. Биофизические свойства ядрышка поддерживают его структуру и процесс биогенеза рибосом

1.1.3. Рибосомы 80S: структура, биогенез и функциональные центры

1.1.4. Общая характеристика сборки эукариотических рибосом

1.1.5. Транскрипция пре-рРНК

1.1.6. Ковалентные модификации пре-рРНК

1.1.7. Основные стадии процессинга и различия в строении предшественников рРНК дрожжейи человека архитектуры ядрышек

1.1.8. Сборка 90S пре-рРНП

1.1.9. Переход от 90S пре-рРНП к 40S пре-рРНП. Отделение 5'-ETS

1.1.10. Экспорт пре-40S частиц

1.1.11. Сборка большой субъединицы рибосом

1.1.12. Поздние события

1.1.13. Биогенез рибосом человека гораздо сложнее, чем у дрожжей

1.2. Белок ядрышка SURF6

1.2.1. Локус Surfeit

1.2.2. Свойства белка SURF6

1.2.3. Взаимодействие SURF6 с другими белками

1.2.4. Дрожжевой гомолог SURF6 - Rrp14

1.2.5. Участие SURF6 в биогенезе рибосом млекопитающих

1.2.6. Связь SURF6 с пролиферацией и дифференцировкой

1.2.7. Связь SURF6 с пролиферативным статусом клеток

Глава 2. Материалы и методы

2.1. Материалы

2.1.1.Приборы и оборудование

2.1.2 Антитела

2.1.3. Штаммы бактерий

2.1.4. Биологические образцы

2.1.5. Клеточные линии

2.1.6. Плазмидные векторы

2.1.7. Олигонуклеотиды

2.1.8. Буферные растворы

2.1.9. Микробиологические среды

2.1.10. Среды для культивирования эукариотических клеток

2.2. Методы

2.2.1. Методы работы с ДНК

2.2.1.1. Конструирование плазмидных векторов

2.2.1.2. Электрофорез ДНК

2.2.1.3. Выделение фрагментов ДНК из агарозного геля

2.2.1.4. Определение концентрации ДНК в растворе

2.2.1.5. Рестрикция

2.2.1.6. Лигирование ДНК

2.2.1.7. Амплификация фрагментов ДНК методом полимеразной цепной реакции

2.2.1.8. Обратная транскрипция и количественная ПЦР (qRT-PCR)

2.2.2. Методы работы с РНК

2.2.2.1. Выделение суммарной РНК из клеток

2.2.2.2. Обратная транскрипция

2.2.2.3. Гель-электрофорез РНК

2.2.2.4. Нозерн-блотинг

2.2.2.5. Метод последовательной экстракции пре-рибосомных комплексов PSE (pre-ribosome sequential extraction) из клеток HeLa

2.2.2.6. Ультрацентрифугирование в градиенте сахарозы

2.2.3. Методы работы с белками

2.2.3.1. Выделение белков после ультрацентрифугирования

2.2.3.2. Определение концентрации белка по методу Брэдфорда

2.2.3.3. Денатурирующий электрофорез в ПААГ по Лэммли

2.2.3.4. Иммуноблотинг

2.2.4. Методы работы с бактериями

2.2.4.1. Приготовление компетентных клеток

2.2.4.2. Трансформация клеток E. coli

2.2.4.3. Отбор положительных клонов с помощью ПЦР с колоний

2.2.5. Методы работы с эукариотическими клетками

2.2.5.1. Культивирование клеток

2.2.5.2. Трансфекция клеток плазмидной ДНК

2.2.5.3. Трансфекция клеток миРНК

2.2.5.4. Получение стабильно-трансфицированных фибробластов мыши

2.2.5.5. Криоконсервирование экариотических клеток

2.2.5.6. Активация лимфоцитов, выделенных из периферической крови здоровых людей, с помощью ФГА

2.2.5.7. Приготовление клеточных лизатов для иммуноблотов

2.2.5.8. Иммунофлуоресценция

2.2.5.9. Определение индекса 00 клеток с помощью мечения ВМи

2.2.5.10. Проточная цитофлуориметрия

2.2.5.11. МТТ-тест

2.2.5.12. Определение доли мертвых клеток с помощью окрашивания трипановым

синим

2.2.6. Компьютерные и вычислительные методы анализа данных

2.2.6.1. Определение доли клеток в разных фазах клеточного цикла

2.2.6.2. Расчет времени удвоения популяции

2.2.6.3. Анализ длительности фаз клеточного цикла

2.2.6.4. Определение интенсивности полос на иммуноблотах

2.2.6.5. Анализ соотношения предшественников рРНК

2.2.6.6. Статистический анализ

Глава 3. Результаты

3.1. БиКР6 участвует в ранних этапах процессинга пре-рРНК

3.1.1. Ультрацентрифугирование в градиенте сахарозы

3.1.2. Нокдаун и сверхпродукция SURF6 не оказывают существенного влияния на морфологию клеток

3.1.3. Нокдаун и сверхпродукция SURF6 изменяют профиль пре-рРНК, активируя процессинг по пути

3.1.4. Нокдаун SURF6 не замедляет пролиферацию клеток HeLa и увеличивает долю клеток в Б-фазе

3.1.5. Нокдаун SURF6 переключает путь процессинга пре-рРНК с пути 1 на путь 2 в клетках НСТ116 в р53-зависимой манере

3.1.6. Нокдаун SURF6 сокращает продолжительность клеточного цикла линии НСТ116

3.2. Sшf6 участвует в регуляции биогенеза рибосом в фибробластах ЖИ/3Т3 мыши

3.2.1. Фенотип стабильно трансфицированных фибробластов ЖШ/3Т3-174

3.2.2. Влияние сверхпродукции SURF6 на пролиферацию клеток ЖШ/3Т3-174

3.2.3. Гиперпродукция SURF6 изменяет профиль пре-рРНК, активируя процессинг по пути в клетках №Н/3 Т3-174

3.3. Уровень SURF6 связан с пролиферативным статусом лимфоцитов

Глава 4. Обсуждение результатов

Выводы

Список литературы

Благодарности

Список сокращений

а.о. - аминокислотный остаток АТФ - аденозинтрифосфат АТФаза - аденозинтрифосфатаза БСА - бычий сывороточный альбумин ГК - гранулярный компонент ядрышка ГТФ - гуанозинтрифосфат ГТФаза - гуанозинтрифосфатаза ДНК - дезоксирибонуклеиновая кислота днРНК - длинная некодирующая РНК ДТТ - дитиотреитол

ЕДТА - этилендиаминтетрауксусная кислота ЖЖРФ - жидко-жидкостное разделение фаз кДНК - кодирующая ДНК Крио-ЭМ - криоэлектронная микроскопия МДа - мегадальтон

миРНК - малые интерферирующие РНК

мРНК - матричная РНК

мРНК - матричная РНК

мякРНК - малая ядрышковая РНК

п.о. - пара нуклеотидных оснований

ПААГ - полиакриламидный гель

ППФК - периферический ПФК ядрышка

пре-рРНК - предшественник рибосомной РНК

пре-рРНП - незрелый рибонуклеопротеоидный комплекс

ПТЦ - пептидилтрансферазный центр

ПФА - параформальдегид

ПФК - плотный фибриллярный компонент ядрышка

ПЦР - полимеразная цепная реакция

РБ - рибосомные белки

рДНК - рибосомная ДНК

РНК - рибонуклеиновая кислота

РНП - рибонуклеопротеидный комплекс

СОС - стандартная ошибка среднего

ФБР - факторы биогенеза рибосом ФЦ - фибриллярный центр ядрышка ЦД - центр декодирования рибосомы ЦП - центральный протуберанец ЭМ - электронная микроскопия ЯОР - ядрышковый организатор Arg (R) - аргинин Asp (D) - аспарагин BrdU - бромдезоксиуридин

CpG -участки геномной ДНК, обогащенные основаниями цитозина и гуанина DAPI - 4',6-диамидино-2-фенилиндол DEPC - диэтилпирокарбонат

DMEM - Dulbeccos's Modified Eagle Medium, среда Игла в модификации Дюльбекко dNTP - 2,-дезоксинуклеозид-5,-трифосфат

ECL - Enhanced Chemiluminescence reagent, хемилюминесцентный реагент для обнаружения

белков и нуклеиновых кислот

EGFP - зеленый флуоресцирующий белок

ELB - буфер для лизиса эритроцитов

ETS - внешний транскрибируемый спейсер

FB S - Фетальная бычья сыворотка

FGRB - Formaldehyde Gel Running Buffer, буфер для электрофореза РНК в формальдегидном геле

Glu (E) - глутамин

Gly (G) - глицин

GST - глутатион^-трансфераза

HEPES - (4-(2-гидроксиэтил)-1-пиперазинэтансульфоновая кислота HRP - horseradish peroxidase, пероксидаза хрена

IDR - Intrinsically Disordered Region, структурно неупорядоченные области белка

IGS - межгенный спейсер

IPTG - изопропил-1-тио-Р-0-галактопиранозид

ITS - внутренний транскрибируемый спейсер

LB - лизогенная среда

LSU - Large Subunit, большая субъединица рибосом Lys (K) - лизин

MOPS- 3-(№морфолино)пропансульфоновая кислота

MTT - 3-(4,5-диметилтиазол-2-ил)-2,5-дифенил-2Н-тетразолий бромида MTT-тест — колориметрический тест для оценки метаболической активности клеток NCL - нуклеолин, белок ядрышка

NLS - Nuclear Localization Signal, сигнал ядерной локализации

NMP1 - нуклеофозмин, основной белок гранулярного компонента ядрышка

NR - Nucleolar Ring, ядрышковый ободок

p53 — клеточный опухолевый антиген p53 (cellular tumor antigen p53), транскрипционный фактор, регулирующий клеточный цикл PBS - фосфатно-солевой буфер

PDB - Protein Data Bank, база трехмерных структур крупных биомолекул (белков и нуклеиновых кислот)

PET - Polypeptide Exit Tunnel, туннель выхода полипептида PIC- преинициаторный комплекс PMSF - фенилметилсульфонилфторид Pol I -РНК полимераза I

PSE - preribosome sequential extraction, метод последовательной экстракции пре-рибосомных комплексов

RACE - быстрая амплификация концов кДНК

RAMP - Ratio Analysis of Multiple Precursors, анализ соотношения количества предшественников рибосомных РНК SDS - додецилсульфат натрия

SN2 - Sub-Nucleolar fraction2, вторая субядрышковая фракция

SRP - частица распознавания сигнала (Signal Recognition Particle)

SSC - цитратный буфер для Нозерн-блоттинга

SSU - Small Subunit, малая субъединица рибосом

SURF6 - белок, продукт экспрессии гена Surf-6

Surf-6 - ген белка SURF6 (шестой ген локуса Surfeit)

TBE - Трис-боратный-ЭДТА буфер

TBP - TATA-binding protein, ТАТА-связывающий белок

TBST - трис-буферный солевой раствор

TE - Трис-ЭДТА буфер

Tris - Трис-Ы-(гидроксиметил)-аминометан

UAS/UCE - upstream activation sequence/upstream control element

UBF - upstream binding factor

UTR - 3'-нетранслируемые области

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Роль белка ядрышка SURF6 в биогенезе рибосом и пролиферации клеток млекопитающих»

Введение

Ядрышко представляет собой основной домен клеточного ядра, не отделенный мембраной от нуклеоплазмы и сформированный около участков хромосом, кодирующих повторы генов предщественников рибосомных РНК (рДНК). Канонической функцией ядрышка является биосинтез рибосом. В настоящее время к функциям ядрышка также относят регуляцию клеточного цикла, апоптоза, старения клеток и участие в жизненном цикле некоторых вирусов. Новые данные указывают на связь ядрышек с контролем стабильности генома и, как следствие, с развитием некоторых злокачественных новообразований человека. Большинство белков ядрышка - факторы, участвующие в транскрипции рибосомных генов, процессинге транскриптов пре-рРНК и сборке рибосомных субчастиц. Около трети белков, идентифицированных в составе ядрышек, изучены плохо, а их роль во внутри клеточных процессах до сих пор не выяснена. К таким белкам относится, в частности, белок ядрышка SURF6. Имеющиеся на настоящий момент данные позволяют предположить, что SURF6 участвует как в биогенезе рибосом, так и в регуляции клеточного цикла.

Белок SURF6 является фактором биогенеза рибосом у дрожжей и у человека. Дрожжевой белок Rrp14 -гомолог SURF6 человека - участвует в расщеплении пре-рРНК в участке ITS1, которое необходимо для разделения предшественников субъединиц рибосомы на ранних этапах биогенеза рибосом. На сегодняшний день данные об участии SURF6 в разделении предшественников большой и малой субъединицы и связывании этого белка с ранними предшественниками субъединиц рибосом человека отсутствуют.

Получены данные, что в активации экспрессии гена Surf6 человека участвует про-онкогенный фактор транскрипции с-Мус, что косвенно указывает на участие белка SURF 6 в регуляции пролиферации клеток человека. Однако существующая на сегодня информация о функционировании белка SURF6 человека (и грызунов) не позволяет сделать конкретные выводы о роли SURF6 в росте и делении клеток высших эукариот, этот белок до сих пор является одним из малоизученных белков ядрышка млекопитающих.

В связи с важностью поиска связей между процессами биогенеза рибосом и регуляцией клеточного цикла, исследовании роли белка SURF6 в этих процессах является актуальной задачей. Информация о точной роли SURF6 в регуляции биогенеза рибосом может не только расширить механистическое понимание протекания этого ключевого процесса, но, в будущем, возможно станет ключом к разработке новых методов лечения наследственных рибосомопатий или создания таргетных препаратов для лечения онкологических патологий.

Цель исследования: Характеризация роли белка ядрышка SURF6 в биогенезе рибосом и пролиферации в клетках млекопитающих.

Задачи исследования:

1. Показать взаимодействие белка SURF6 с прерибосомными комплексами в клетках человека.

2. Получить клеточные линии опухолевых клеток HeLa человека с пониженным и повышенным уровнем SURF6 и определить изменения фаз клеточного цикла и профилей пре-рРНК.

3. На основе опухолевых клеток человека HCT 116 с нормальным или сильно сниженным вследствие стабильного нокдауна уровнем онкосупрессорного белка p53 (HCT116 P53+, HCT116 P53-) получить клеточные линии с пониженным уровнем SURF6 и определить в них изменения фаз клеточного цикла и профиля пре-рРНК в зависимости от уровня опухолевого супрессора p53.

4. Создать генетически модифицированную линию фибробластов мыши на основе NIH/3T3, способную к индуцируемой оверэкспресии Surf6 и проанализировать влияние оверэксрессии SURF6 на биогенез рибосом, пролиферацию и клеточный цикл фибробластов мыши.

5. Установить связь между количеством SURF6 и пролиферативной активностью лимфоцитов. Проанализировать содержание SURF6 в лимфоцитах периферической крови человека, активированных фитогемагглютинином (ФГА) in vitro и лимфоцитах больных лимфопролиферативными заболеваниями;

Научная новизна исследования:

Около трети белков, выявляемых в составе ядрышек, изучены плохо, а их роль в клеточном метаболизме до сих пор остается невыясненной. К таким белкам относится, в частности, белок ядрышка SURF6, фактор биогенеза рибосом, регулируемый транскрипционным фактором c-Myc. Было обнаружено, что SURF6 может работать, как РНК-шаперон в комплексе с белками SSF1 (PPAN у человека) и RRP15 на ранних этапах созревания пре-60S частиц. Диссоциация этого комплекса сопровождает необратимый переход к более зрелым конформациям. SURF6 взаимодействует с ключевым белком гранулярного компонента NPM1 (нуклеофозмином) и, вероятно, вовлечен в процессы жидко-жидкостного разделения фаз (LLPS) в ядрышке, способствуя компартментализации и направленному транспорту созревающих пре-рибосом. Хотя прямых данных о связи SURF6 с p53 или ARF нет, его взаимодействие с NPM1 предполагает возможное участие в механизмах клеточного стресса.

Белок SURF6 относится к консервативным белкам эукариот и является фактором биогенеза рибосом как у дрожжей, так у человека. Дрожжевой белок Rrp14 -гомолог SURF6

человека - компонент ранних 90S пре-рибосомных комплексов и ассоциирован с предшественниками 60S. Он участвует в расщеплении пре-рРНК в участке Г^1, которое необходимо для разделения предшественников субъединиц рибосомы на ранних этапах биогенеза рибосом, а также действует как молекулярный шаперон на ранних этапах созревания пре-60Б.

В нашей работе впервые с помощью ультрацентрифугирования в градиенте сахарозы было установлено, что 8ЦКР6 связан с пре-90Б и пре-60Б в клетках HeLa. С помощью нозерн-блотов было показано, что изменения в клеточном цикле при нокдауне БЦКРб сопряжено с изменениями профилей пре-рРНК в опухолевых клетках человека НеЬа, НСТ116. Также было обнаружено, что нокдаун БЦКРб ускоряет пролиферацию в опухолевых клетках человека НеЬа и НТС116, независимо от уровня онкосупрессора р53 и не влияет на его уровень. Белок р53 влияет на профиль пре-рРНК и выбор пути биогенеза рибосом при дефиците БЦКРб. С использованием антител, ранее полученных в лаборатории, было показано, что количество БЦКРб связано с пролиферативным статусом лимфоцитов, его уровень повышен в лимфоцитах больных лимфопролиферативными заболеваниями, что позволяет рассматривать его в качестве маркера лимфопролиферации. Таким образом, в настоящей работе показана роль белка SURF6 в клеточной пролиферации и приведен предполагаемый механизм регуляции. В будущем полученные данные могут быть использованы при поиске р53-независимых механизмов модуляции клеточного цикла в ответ на изменения биогенеза рибосом.

Основные положения выносимые на защиту:

1. Белок ядрышка SURF6 человека входит в состав пре-90S и пре-60Б частиц и, соответственно, соосаждается с ними при центрифугировании в градиенте сахарозы.

2. Нокдаун БЦКРб в клетках человека приводит к нарушению процессинга пре-рРНК, который свидетельствует о нарушении порядка расщепления по сайтам 2а/Е и 2 1ТБ1 связанного с уровнем р53 в клетках.

3. Нокдаун SURF6 в клетках человека HeLa и НТС116 приводит увеличению их жизнеспособности и ускорению пролиферации, по сравнению с контрольными клетками независимо от уровня онкосупрессора р53.

4. Сверхэкспрессия 8ЦКР6 в клетках человека и мыши приводит к нарушению расщепления по сайту 4 в Г^2 пре-РНК.

5. Количество БЦКРб связано с пролиферативным статусом лимфоцитов, его уровень сильно повышен в лимфоцитах больных лимфопролиферативными заболеваниями, что позволяет рассматривать его в качестве маркера лимфопролиферации.

Список работ, опубликованных по теме диссертации:

1.Моралева А.А. Малышева М.В. Хайдуков С.В. Зацепина О.В. Повышенное содержание белка ядрышка SURF6 в активированных лимфоцитах доноров и в лимфоцитах больных лимфопролиферативными заболеваниями // Доклады Российской Академии Наук. Науки о жизни. - 2020. - Т.494. - No.1- С. 532-536.

2. Moraleva A, Magoulas C, Polzikov M, Hacot S, Mertani HC, Diaz JJ, Zatsepina O. Involvement of the specific nucleolar protein SURF6 in regulation of proliferation and ribosome biogenesis in mouse NIH/3T3 fibroblasts // Cell Cycle. - 2017. - Vol.16, -No. 20. - p.1979 - 1991

3. Moraleva A.*, Deryabin A.*, Kordyukova M.*, Polzikov M., Shishova K., Dobrochaeva K., Rubtsov Y., Rubtsova M., Dontsova O., Zatsepina O. Human nucleolar protein SURF6/RRP14 participates in early steps of pre-rRNA processing // PLoS One. - 2023. - Vol. 18. - No. 7. - P.1-20.

(* обозначает равный вклад авторов)

4. Моралева А.А., Дерябин А.С., Рубцов Ю.П., Рубцова М.П., Донцова О.А. Биогенез рибосом эукариот: 60S субъединица // Acta Naturae. - 2022. - Т. 14. - No 2. - С. 39-49.

5. Моралева А.А., Дерябин А.С., Рубцов Ю.П., Рубцова М.П., Донцова О.А. Биогенез рибосом эукариот: 40S субъединица // Acta Naturae. - 2022. - Т. 14. - No 1. - С. 14-30.

6. Моралева А.А., Ползиков М.А., Кордюкова М.Ю., Зацепина О.В. Белок ядрышка SURF6 - известные свойства и возможные функции // Успехи современной биологии. - 2021. -T. 141. - No 3, - C. 211-226.

Объем и структура работы:

Диссертационная работа изложена на 139 страницах, содержит 42 рисунка, состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов, результатов и их обсуждения, выводов и списка литературы, включающего 249 источников.

Глава 1. Обзор литературы.

1.1 Ядрышко и биогенез рибосом.

1.1.1. Ядрышко

Ядрышко представляет собой динамичную безмембранную органеллу ядра. Оно сформировано вокруг локусов хромосом, называемых ядрышковыми организаторами (ЯОР), которые содержат тандемно повторяющиеся гены рРНК. В клетках человека ЯОР расположены на коротких плечах пяти акроцентрических хромосом [1,2].Они содержат около 400 генов рибосомных РНК.Каждый повтор содержит последовательность пре-рРНК 47S из которой образуются 18S, 5.8S и 28S рРНК в процессе, требующем удаления транскрибируемых внутренних и внешних спейсеров (ITS - internal transcribed spacer, ETS-external transcribed spacer), а также нетранскрибируемые межгенные спейсеры (рис. 1.1). Основная функция ядрышка - это транскрипция и процессинг рРНК и сборка субъединиц рибосом [3]. Для биогенеза рибосомы необходима координация активности РНК-полимераз I, II и III. РНК-полимераза I транскрибирует рибосомную ДНК для получения 18S, 5,8S и 28S рРНК, РНК-полимераза II транскрибирует гены рибосомных белков и дополнительных факторов, а РНК-полимераза III транскрибирует рДНК, кодирующую 5S рРНК (рис. 1.2а).

Рисунок 1.1 - Схема строения повторов рДНК

А) Локализация массивов рДНК на акроцентрических хромосомах человека. Кластеры рДНК расположены на коротких плечах акроцентрических хромосом. Адаптировано из [4].

Белковый состав ядрышек сначала оценивали с помощью масс-спектрометрии очищенных ядрышек [5, 6], а в последнее время с помощью высокопроизводительной микроскопии, которую часто применяют в сочетании с анализом протеома [6, 7]. Последние данные, полученные с помощью такой «пространственной протеомики», позволили идентифицировать 1425 ядрышковых белков (https://www.proteinatlas.org/humanpro teome/subcellular/nucleoli).

Рисунок 1.2 - Биогенез эукариотических рибосом

А) Общая схема биогенеза рибосом[8]. Б) Ядрышки клеток HeLa, фазовый контраст [3]. В) Электронная микрофотография ядрышка клеток HeLa. Показаны: гранулярный компонент (ГК), фибриллярные центры (ФЦ) и плотный фибриллярный компонент (ПФК)[9]. Г)Тандемные повторы генов рибосомной ДНК и транскрибирующиеся рРНК ооцита тритона визуализированы по методу Миллера (http://www. cellimagelibrary.org). Д) Взаимное расположение подотделов ядрышек человека [1]. Е) Локализация факторов процессинга рибосом UBTF в ПФК и нуклеофозмин/ЫРМ1/Б23 в ГК ядрышек клеток человека А-43, окрашенных специфическими антителами (https://www.proteinatlas.org/)

Анализ протеома ядрышек человека показал, что только примерно 30% белков ядрышка принимают участие в биогенезе рибосом, то есть, функции большинства ядрышковых белков напрямую с биогенезом рибосом не связаны [5, 6]. Это подразумевает, что ядрышки являются полифункциональными органеллами [6, 10]. Считается, что, в зависимости от типа и состояния клеток, ядрышко может координировать и ускорять сложные биохимические процессы, либо

выполняет роль хранилища факторов, обеспечивая их запасание и/или исключение из внеядрышковых клеточных процессов [6, 11, 12]. Ядрышки, помимо биогенеза рибосом, участвуют в процессах репарации ДНК, рекомбинации, регуляции транскрипции и поддержании структуры теломер. Функции многих ядрышковых белков также связаны с процессингом пре-мРНК, регуляцией клеточного цикла, апоптозом, экспортом некоторых мРНК и тРНК в цитоплазму [10]. Белки ядрышка участвуют в созревании и биогенезе рибонуклеопротеиновых частиц, таких как сплайсосомные малые ядерные РНП или частицы распознавания сигнала (SRP) [13, 14].

По данным электронной микроскопии (ЭМ), ядрышки высших многоклеточных животных состоят, как минимум, из трех вложенных друг в друга областей, имеющих разную плотность [6,10]. Эти, так называемые, субфазы обеспечивают пространственную организацию ядрышковых компонентов и соответствуют основным этапам биогенеза рибосом (рис. 1.2). Различают фибриллярный центр (ФЦ), плотный фибриллярный компонент (ПФК) и гранулярный компонент (ГК). Рибосомная ДНК (рДНК) и транскрипционный аппарат расположены в фибриллярном центре (ФЦ). Пре-рРНК транскрибируется РНК-полимеразой I (РНК pol I) на границе между ФЦ и ПФК. Транскрибированная пре-рРНК сворачивается, подвергается процессингу и химическим модификациям в плотном фибриллярном компоненте (ПФК). Пре-рРНК образует комплекс с рибосомными белками по мере продвижения через ПФК и ГК в нуклеоплазму. Обе субъединицы затем экспортируются в цитоплазму с образованием зрелых рибосом. Недавно описаны новые подфазы помимо ФЦ, ПФК и ГК.На периферии ПФК (ППФК), по-видимому, происходит процессинг З'-нетранслируемых областей (UTR) рРНК [15]. Пятая субфаза расположена на границе ГК и нуклеоплазмы - это ядрышковый ободок или NR (nucleolar rim) [6, 16].

Таким образом, ФЦ содержат рДНК, а также субъединицы Pol I, ДНК-топоизомеразы I и фактор UBF (upstream binding factor) (рис. 1.2е) [3]. Фибрилларин, Nopp140 и малые ядрышковые РНК (мякРНК) участвуют в ранних стадиях процессинга рРНК и локализуются в ПФК [3, 17]. Основным компонентом гранулярного компонента является белок нуклеофозминМРМ1/В23 (рис. 1.2е) [18-20].

1.1.2. Биофизические свойства ядрышка поддерживают его структуру и процесс биогенеза рибосом

Структурные и функциональные данные свидетельствуют, что необычные биофизические свойства ядрышек поддерживают биогенез рибосом. И, наоборот, биогенез рибосом влияет на формирование и сохранность структур ядрышка. Недавно предложены новые механизмы, управляющие образованием ядрышек на основании многофазной организации, обусловленной разделением фаз жидкость-жидкость [1]. Предполагается, что разные по составу пре-рРНК

рекрутируют различающиеся по составу и структуре наборы белков, что приводит к разделению фаз (рис. 1.3). Пространственное разделение, физические и композиционные особенности субнуклеолярных фаз, по-видимому, оптимизируют процессинг пре-рРНК, обеспечивая направленный транспорт и иерархию процессов сборки пре-рибосом. Белки со структурно неупорядоченными областями (IDR) играют ключевую роль в конденсации отделов ядрышка. Они участвуют в слабых мультивалентных, кооперативных и динамичных взаимодействиях, регулируя структуру ДНК, РНК и внутриклеточную передачу сигналов [6]. IDR помогают связываться с глобулярными доменами и привлекать другие белки, способствуя разделению жидких фаз. Ядрышко содержит непропорционально высокую долю белков с IDR, многие из которых критически важны для нормального функционирования ядрышка [6, 21, 22]. Выделяют три характерных эволюционно консервативных типа IDR-последовательностей в ядрышковых белках, отличающие их от белков из других РНК-белковых конденсатов: D/E-тракты - длинные непрерывные участки чередующихся остатков аспарагиновой (D) и глутаминовой (E) кислот, K-блоки + E-богатые области - комбинации блоков лизина (K) и участков, богатых глутаминовой кислотой (E), RG/RGG-повторы - последовательности повторов аргинина (R) и глицина (G).

Согласно современным представлениям, D/E-тракты ядрышковых белков выполняют роль переносчиков протонов, создавая градиент их концентрации, которая максимальна в ФЦ/ПФК, и постепенно уменьшается при переходе к ГК [23]. Протонный градиент создает кислое микроокружение внутри ядрышек, что, вероятно, способствует направленному транспорту рРНК из ядрышка и импорту рибосомных белков внутрь него [6].

Для формирования фибриллярного центра (ФЦ) необходимы рДНК, белок UBF и белки с IDR-доменами, содержащими K-блоки и E-богатые области (например, РНК-полимераза I и топоизомераза I). Белки с RG-богатыми IDR и РНК-связывающими доменами (RBD) в ФЦ не входят [23].

Морфология ПФК in vivo зависит от транскрипции рРНК [12, 21]. При ее ингибировании происходит коллапс ПФК, и его компоненты образуют крупные структуры напоминающие колпачки, на поверхности конденсата ГК, что указывает на инверсию фаз ядрышка (рис 1.3) [1].

Рисунок 1.3 - Иерархия подфаз ядрышек

A) Схема сборки рибосом в ядрышке у высших эукариот. Б) В ядрышках дрожжей две подфазы.

B) Ядрышки в клетках с низкой транскрипцией рРНК имеют сферическую форму и меньшие субфазы по сравнению с более активными клетками. Г) Ядрышки в клетках с высоким уровнем транскрипции рРНК имеют более крупные ФЦ, большее количество ПФК, а также более крупные области ГК с более «аморфной» морфологией, чем ГК покоящихся клеток. Д) В ядрышках, обработанных ингибиторами транскрипции, происходят морфологические изменения субфаз, приводящие к экспонированию ФЦ в нуклеоплазму, и к тому, что субфазы ПФК оказываются расположены между участками ФЦ и большой единичной областью ГК; Е-З) ключевые белки, которые, способствующие конденсации субфаз. Е) ключевыми белками ФЦ являются фактор UBF и белки с IDR, связывающиеся с рДНК через белок UBF, и содержащие K-блок + E-богатую область, такие как фактор TCOF1 (Treacle Ribosome Biogenesis Factor 1) участвующий в транскрипции генов рРНК [24], и LYAR (Ly-1 antibody reactive) — онкобелок, играющий важную роль в регуляции роста и пролиферации клеток, за счет стимуляции транскрипции и процессинга предшественника рРНК (пре-рРНК) [24-26]; Ж) ключевые белки ПФК — нуклеолин (NCL) и фибрилларин (FBL) — входят в состав содержащих C/D-бокс РНП;З) ключевые белки ГК — нуклеофозмин (NPM1) и белки, содержащие богатые участки лизина/аргинина (K/R) участки, такие как белок SURF6 [6].

В экспериментах in vitro по моделированию разделения фаз ФЦ и ПФК удаление пре-рРНК из смеси UBF, рДНК, NCL и LYAR приводит к аналогичной «инвертированной» морфологии. Это позволило предположить, что в отсутствие пре-рРНК комплекс UBF-рДНК сольватируется, что обеспечивает термодинамическое объяснение, почему внутриядрышковая организация зависит от количества пре-рРНК [6, 27, 28]. На конденсацию ПФК также влияют

три категории факторов: белки, содержащие RG-богатые IDR и присутствующие в C/D-бокс и H/ACA мякРНП [29, 30], шапероны рРНК нуклеолин (NCL) и DDX21 [23], днРНК SLERT и LoNA (рис. 1.3). Они также участвуют в ключевых функциях ПФК, таких как правильное сворачивание, сплайсинг и внесение химических модификаций в рРНК. ГК (гранулярный компонент) — крупнейшая ядрышковая субфаза, и считается, что за её поддержание отвечает нуклеофозмин (NPM1/B23), причем важно его количество, и белки с IDR, в которых есть блоки остатков Lys и Arg, такие как p14ARF, SURF6 и многие рибосомные белки (рис. 1.3). Гидрофобность конденсатов ГК связана с RG-богатыми участками, а гидрофильность — с IDR, обогащенными D/Е.ПФК более гидрофилен (богат фибрилларином и рРНК), но при этом образует более плотные конденсаты. Менее гидрофобная фаза (ПФК) включается внутрь более гидрофобной (ГК) из-за разницы в поверхностном натяжении [23, 29].

В недавнем исследовании было показано, что движение пре-рРНК, контролируемое процессингом, играет ключевую роль в формировании морфологии ядрышка и модулирует биофизические свойства его жидко-подобных фаз [31]. С использованием 5-этинилуридина (5eU) для мечения вновь синтезированной РНК, fish-гибридизации, секвенирования и конфокальной микроскопии сверхвысокого разрешения была установлена временная и пространственная динамика процессинга пре-рРНК, показывающая, что разные этапы созревания пре-рРНК происходят в разных фазах ядрышка [31]. В этом же исследовании с помощью трансфекции клеток плазмидами, содержащими модифицированные гены рДНК: усечённые конструкции, экспрессирующие только пре-рРНК малой (SSU) или большой (LSU) субъединицы или мутации в сайтах связывания мякРНК U3, было показано, что предшественники большой субъединицы рибосом необходимы для формирования гранулярного компонента, а нарушение процессинга малой субъединицы, например, через мутации в 5'ETS, приводит к инверсии фаз ядрышка. Также с помощью нокдауна ключевых факторов процессинга мякРНК U3 и U8, а также белков фибрилларина и RPL5 показали, что нарушение процессинга рРНК приводит к изменению морфологии ядрышка, инверсии фаз, при которой фазы ФЦ и ПФК перемещаются к периферии ядрышка, что нарушает транспорт рРНК[31]. Таким образом, показано, что большинство шагов сборки малой субъединицы происходят в фазе ПФК, в то время как шаги сборки большой субъединицы происходят как в фазе ПФК, так и в фазе ГК. А последовательности рРНК и процессинг строят и организуют ядрышковые фазы, что способствует правильному потоку пре-ôOS в ГК, в то время как шаги ядрышкового процессинга пре-40S завершаются до ее вхождения в ГК [31]. Авторы предполагают, что ПФК, состоящий из мультивалентных взаимодействий между факторами раннего процессинга и пре-рРНК, может служить контрольной точкой, необходимой для предотвращения оттока непроцессированных промежуточных продуктов пре-40S [31].

Таким образом, ядрышко представляет собой динамичную многофазную систему, формируемую путем разделения фаз жидкость-жидкость, где физические принципы разделения фаз и биохимические процессы синтеза и сборки рибосом тесно переплетены и взаимно обусловливают друг друга.

1.1.3. Рибосомы 80S: структура, биогенез и функциональные центры

Основной функцией ядрышка является биогенез рибосом - фундаментальный процесс, эффективность которого определяет пролиферативный и секреторный статус клетки. Рибосомы эукариот 80S общей массой 4.3 МДа состоят из двух субъединиц неравного размера (S -коэффициент седиментации). Малая субъединица (40S или SSU - small subunit) содержит одну молекулу 18S рРНК и 33 рибосомных белка (RPS, или S, согласно разным номенклатурам). Большая субъединица (60S, или LSU-large subunit) состоит из трех молекул рРНК (25S/28S, 5.8S и 5S) и, как правило, 47 белков (RPL или L)[32-34]. Для перевода генетической информации, закодированной в мРНК, в аминокислотную последовательность полипептида, две субъединицы взаимодействуют, образуя каталитически активную рибосому 80S. Малая субъединица содержит сайты входа и выхода мРНК и декодирует мРНК, помещая подходящие аминоацил-тРНК в центр декодирования. Образование пептидной связи катализирует пептидилтрансферазный центр (ПТЦ), к которому примыкают туннель выхода полипептида (PET - polypeptide exit tunnel) и сайты связывания ГТФаз, которые способствуют трансляции. рРНК (18S) малой субъединицы состоит из четырех доменов (5'-, центральный, 3'-мажорный и 3'-минорный), которые объединены через универсальную консервативную третичную структуру - центральный псевдоузел. Расположение доменов формирует характерную архитектуру малой субъединицы с доменами, которые принято называть «телом» и «головой», между которыми расположен центр декодирования (ЦД), отвечающий за перемещением РНК и РНК-РНКовые взаимодействия между мРНК и аминоацилированной тРНК (рис.1.4). В большой субъединице рРНК (25S/28S у дрожжей/человека, 5,8S и 5S) образуют более сложную структуру, поскольку рРНК 25S/28S содержит сразу шесть доменов (I - VI). Домен I плотно взаимодействует с 5,8S рРНК [35]. Все шесть доменов возникают из корневых спиралей, которые определяют размеры доменов и их структуру. Эти элементы рРНК образуют несколько функциональных центров, включая ПТЦ, ножку L1 и туннель выхода полипептида (PET). 5S рРНК является частью центрального протуберанца (ЦП), ключевого архитектурного элемента большой субъединицы (рис. 1.4). Сворачивание пространственных элементов структуры рРНК определяет формирование активных центров (такие как ЦД для малой субъединицы и ПТЦ для большой субъединицы), и ключевых архитектурных элементов (включая центральный псевдоузел и корневые спирали).

Рисунок 1.4 - Пространственное строение субъединиц рибосомы эукариот

Отмечены основные функциональные области. Вторичные структуры рРНК субъединиц рибосом человека имеют цветовую кодировку по доменам с указанием структурных элементов для малой субъединицы 40S (центральный псевдоузел) и большой субъединицы (ключевые спирали). Функциональные центры каждой субъединицы показаны на соответствующих трехмерных изображениях. Сокращения: ЦП - центральный протуберанец; ДЦ - центр декодирования; ПТЦ - пептидилтрансферазный центр [35].

1.1.4. Общаяя характеристика сборки эукариотических рибосом

Сборка эукариотических рибосом включает в себя сложное складывание пре-рРНК, требующее участия более 200 факторов сборки рибосом, которые кратковременно связывают предшественники субъединиц, а затем диссоциируют. Не менее важно присоединение рибосомных белков [8, 35] (рис. 1.2). На ранних стадиях, протекающих в ядрышке, общий предшественник (47 Б) подвергается ко-транскрипционной укладке в трехмерную структуру, процессингу и химическим модификациям по остаткам гетероциклических оснований и 2'-гидроксильным группам рибозы. Затем следует созревание в ядре, завершающееся экспортом из ядра более поздних предшественников, которые затем проходят стадии контроля качества сборки в цитоплазме (рис 1.2) [8, 35].

Наиболее фундаментальным аспектом эукариотической сборки рибосом является сворачивание пре-рРНК, во время которой конформационная пластичность пре-рРНК последовательно снижается. Это, в первую очередь, достигается за счет временной

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Моралева Анастасия Андреевна, 2025 год

Список литературы

1. Correll C.C., Bartek J., Dundr M. The Nucleolus: A Multiphase Condensate Balancing Ribosome Synthesis and Translational Capacity in Health, Aging and Ribosomopathies // Cells. - 2019. - Vol. 8. - No. 869.- P. 1-19.

2. Wang F., Guangbin C., Shang G., Jiao M., Hongfanget Z. The new evidence of nucleolar ultrastructural dynamic change: Fibrillar centre (FC) fusion in G1 phase and regeneration in S phase // Micron. - 2013. - - Vol. 49. - P. 15-20.

3. Olson M.O.J. The Nucleolus / Olson M.O.J. — New York: Springer New York, 2011. -414 p.

4. Caburet S. Conti C., Schurra C., Lebofsky R., Edelstein S.J., Bensimon A. Human ribosomal RNA gene arrays display a broad range of palindromic structures // Genome research. 2005. -Vol. 15. - No. 8. - P. 1079-1085.

5. Andersen J.S., Lam Y.W., Leung A.K.L., Ong S-E, Lyon C.E., Lamond A.I., Mann M. Nucleolar proteome dynamics // Nature. - 2005. - Vol. 433. - No. 7021. - P. 77-83.

6. King M.R., Ruff K.M., Pappu R. V. Emergent microenvironments of nucleoli // Nucleus. -2024. - Vol. 15. - No. 1.

7. Mahdessian D., Cesnik A.J., Gnann C., Danielsson F., Stenström L., Arif M., Zhang C., Le T., Johansson F., Schütten R., Bäckström A., Axelsson U., Thul P., Cho N.H., Carja O., Uhlen M., Mardinoglu A., Stadler C., Lindskog C., Ayoglu B., Leonetti M.D., Ponten F., Sullivan D.P., Lundberg E. Spatiotemporal dissection of the cell cycle with single-cell proteogenomics // Nature. - 2021. - Vol. 590. - No. 7847. - P. 649-654.

8. Baßler J., Hurt E. Eukaryotic Ribosome Assembly // Annual review of biochemistry. - 2019. -Vol. 88. - No. 1. - P. 281-306.

9. Dragon F., Gallagher J.E.G., Compagnone-Post P.A., Mitchell B.M., Porwancher K.A., Wehner K., Wormsley S., Settlage R.E., Shabanowitz J., Osheim Y., Beyer A.L., Hunt D.F., Basergaet S.J. A large nucleolar U3 ribonucleoprotein required for 18S ribosomal RNA biogenesis // Nature. - 2002. - Vol. 417. - No. 6892. - P. 967-970.

10.Pederson T. The nucleolus // Cold Spring Harb Perspect Biol. - 2011. - Vol. 3. - No. 3. -P. a000638.

11. Tartakoff A., DiMario P., Hurt E., McStay B., Panse V.G., Tollervey D. The dual nature of the nucleolus // Genes and development. - 2022. - Vol. 36. - No. 13-14. - P. 765-769.

12. Iarovaia O.V., Minina E.P., Sheval E.V., Onichtchouk D., Dokudovskaya S., Razin S.V., Vassetzky Y.S. Nucleolus: A Central Hub for Nuclear Functions // Trends in cell biology. -2019. - Vol. 29. - No. 8. - P. 647-659.

13. Hein N., Hannan K.M., George A.J., Sanij E., Hannanet R.D. The nucleolus: an emerging target for cancer therapy // Trends in molecular medicine. - 2013. - Vol. - 19. - No. 11. - P. 643-654.

14. Quin J.E., Devlin J.R., Cameron D., Hannan K.M., Pearson R.B., Hannan R.D. Targeting the

nucleolus for cancer intervention // Biochimica et biophysica acta. - 2014. - Vol. 1842. - No. 6. - P. 802-816.

15. Shan L., Xu G., Yao R-W., Luan P-F., Huang Y., Zhang P-H., Pan Y-H., Zhang L., Gao X., Li Y., Cao S-M., Gao S-X.,Yang Z-H., Li S., YangL-Z., Wang Y., Wong C.C.L., Yu L., Li J., Yang L., Chen L-L. Nucleolar URB1 ensures 3' ETS rRNA removal to prevent exosome surveillance // Nature. - 2023. - Vol. 615. - No. 7952. - P. 526-534.

16. Alshareedah I., Moosa M.M., Pham M., Potoyan D.A., Banerjee P.R. Programmable viscoelasticity in protein-RNA condensates with disordered sticker-spacer polypeptides // Nature communications. - 2021. - Vol. 12. - No. 1.

17. Poll G. et al. rRNA Maturation in Yeast Cells Depleted of Large Ribosomal Subunit Proteins // PLoS One / ed. Aramayo R. Public Library of Science, 2009. Vol. 4, № 12. P. e8249.

18. López D.J., Rodríguez J.A., Bañuelos S. Nucleophosmin, a multifunctional nucleolar organizer with a role in DNA repair // Biochimica et biophysica acta. Proteins and proteomics. 2020. - Vol. 1868. - No. 12. - P. 140532.

19. Issa A., Schlotter F., Flayac J., Chen J., Wacheul L., Philippe M., Sardini L., Mostefa L., Vandermoere F., Bertrand E., Verheggen C., Lafontaine D.L., Massenet S. The nucleolar phase of signal recognition particle assembly // Life Science Alliance. - 2024. - Vol. 7. - No. 8. -P. e202402614.

20. Kodiha M., Stochaj U. Chaperones and Multitasking Proteins in the Nucleolus // Proteins Nucleolus Regul. Translocat. Biomed. Funct. Springer, Dordrecht, 2013. Vol. 9789400758186. P.149-172.

21. Stenstrom L., Mahdessian D., Gnann C., Cesnik A.J., Ouyang W., Leonetti M.D., Uhlén M., Cuylen-Haering S., Thul P.J., Lundberg E. Mapping the nucleolar proteome reveals a spatiotemporal organization related to intrinsic protein disorder // Molecular systems biology. -2020. - Vol. 16. - No. 8. - P. e9469.

22. Calo E., Gu B., Bowen M.E., Aryan F., Zalc A., Liang J., Flynn R.A., Swigut T., Chang H.Y., Attardi L.D., Wysocka J. Tissue-selective effects of nucleolar stress and rDNA damage in developmental disorders // Nature. - 2018. - Vol. 554. - No. 7690. - P. 112-117.

23. King M R., Lin A.Z., Pant A., Farag M., Lalmansingh J.M., Wu T., Fossat M.J., Ouyang W., Lew M.D., Lundberg E., Vahey M.D., Pappu R.V. Macromolecular condensation organizes nucleolar sub-phases to set up a pH gradient // Cell. - 2024. - Vol. 187. - No. 8. - P. 1889-1906.e24.

24. Izumikawa K., Ishikawa H., Yoshikawa H, Fujiyama S, Watanabe A., Aburatani H., Tachikawa H., Hayano T., Miura Y., Isobe T., Simpson R.J., Li L., Min J. Takahashi N. LYAR potentiates rRNA synthesis by recruiting BRD2/4 and the MYST-type acetyltransferase KAT7 to rDNA // Nucleic Acids Research. - 2019. - Vol. 47. - No. 19. - P. 10357-10372.

25. Li H., Wang B., Yang A., Lu R., Wang W., Zhou Y., Shi G., Won Kwon S., Zhao Y., Jin Y.

Ly-1 antibody reactive clone is an important nucleolar protein for control of self-renewal and differentiation in embryonic stem cells // Stem Cells. - 2009. - Vol. 27. - No. 6. - P. 1244-1254.

26. Miyazawa N., Yoshikawa H., Magae S., Ishikawa H., Izumikawa K., Terukina G., Suzuki A.,

Nakamura-Fujiyama S., Miura Y., Hayano T., Komatsu W., Isobe T., Takahashi N.. Human cell growth regulator Ly-1 antibody reactive homologue accelerates processing of preribosomal RNA // Genes to cells : devoted to molecular & cellular mechanisms. - 2014. - Vol. 19. - No. 4. - P. 273286.

27. Batnasan E., Koivukoski S., Kärkkäinen M., Latonen L. Nuclear Organization in Response to Stress: A Special Focus on Nucleoli // Results and problems in cell differentiation. - 2022. -Vol. 70. - P. 469-494.

28. Farag M., Cohen S.R., Borcherds W.M., Bremer A., Mittag T., Pappu R.V. Condensates formed by prion-like low-complexity domains have small-world network structures and interfaces defined by expanded conformations // Nature communications. - 2022. - Vol. 13. -No. 1. - P. 7722.

29. Feric M., Vaidya N., Harmon T.S., Mitrea D.M., Zhu L., Richardson T.M., Kriwacki R.W., Pappu E.W., Brangwynne C.P. Coexisting liquid phases underlie nucleolar subcompartments // Cell. - 2016. - Vol. 165. - No. 7. - P. 1686-1697.

30. Kim E., Kwon I. Phase transition of fibrillarin LC domain regulates localization and protein interaction of fibrillarin // Biochem. J. Biochem J. - 2021. - Vol. 478. - No. 4. - P. 799-810

31. Quinodoz S.A., Jiang L., Abu-Alfa A.A., Comi T.J., Zhao H., Yu Q., Wiesner L.W., Botello J.F., Donlic A., Soehalim E., Bhat P., Zorbas C., Wacheul L., Kosmrlj A., Lafontaine D.LJ., Klinge S., Brangwynne C.P. Mapping and engineering RNA-driven architecture of the multiphase nucleolus // Nature. Nature Research. - 2025. - Vol. 644. - No. 8076. - P. 557-566.

32. Jenner L., Melnikov S., Garreau de Loubresse N., Ben-Shem A., Iskakova M., Urzhumtsev A., Meskauskas A., Dinman J., Yusupova G., Yusupovet M. Crystal structure of the 80S yeast ribosome // Current Opinion in Structural Biology. - 2012. - Vol. - 22. - No. 6. - P. 759-767.

33. Klinge S., Voigts-Hoffmann F., Leibundgut M., Banet N. Atomic structures of the eukaryotic ribosome // Trends in Biochemical Sciences. - 2012. - Vol. 37. - No. 5. - P. 189198.

34. Melnikov S., Ben-Shem A., Garreau de Loubresse N., Jenner L., Yusupova G., Yusupov M. One core, two shells: Bacterial and eukaryotic ribosomes // Nature Structural and Molecular Biology. - 2012. - Vol. 19. - No. 6. - P. 560-567.

35. Vanden Broeck A., Klinge S. Eukaryotic Ribosome Assembly // Annual review of biochemistry. - 2024. - Vol. 93. - No. 1. - P .189-210.

36. Broeck A.V., Klinge S. Principles of human pre-60S biogenesis // Science. - 2023. - Vol. 381. - No. 6653. - P . eadh3892.

37. Frazier M.N., Pillon M.C., Kocaman S., Gordon J., Stanley R.E. Structural overview of macromolecular machines involved in ribosome biogenesis // Current opinion in structural biology. - 2021. - Vol. 67. - P. 51-60.

38. Micic J., Li Y., Wu S., Wilson D., Tutuncuoglu B., Gao N., Woolford Jr J.L. Coupling of 5S RNP rotation with maturation of functional centers during large ribosomal subunit assembly // Nature communications. - 2020. - Vol. 11. - No. 1. - P. 3751.

39. Huang S., Aleksashin N.A., Loveland A.B., Klepacki D., Reier K., Kefi A., Szal T., Remme J., Jaeger L., Vazquez-Laslop N., Korostelev A.A., Mankin A.S. Ribosome engineering reveals the importance of 5S rRNA autonomy for ribosome assembly // Nature communications. -2020. - Vol. 11. - No. 1. - P. 2900.

40. Castillo Duque de Estrada N.M., Thoms M., Flemming D., Hammaren H.M., Buschauer R., Ameismeier M., Baßler J., Beck M., Beckmann R., Hurt E. Structure of nascent 5S RNPs at the crossroad between ribosome assembly and MDM2-p53 pathways // Nature structural & molecular biology. - 2023. - Vol. 30. - No. 8. - P. 1119-1131.

41. Lau B., Huang Z., Kellner N., Niu S., Berninghausen O., Beckmann R., Hurt E., Cheng J. Mechanism of 5S RNP recruitment and helicase-surveilled rRNA maturation during pre-60S biogenesis // European Molecular Biology Organization reports. - 2023. - Vol. - 24. - No. 7. - P. e56910.

42. Wan D., Gong Y., Qin W., Zhang P., Li J., Wei L., Zhou X., Li H., Qiu X., Zhong F., He L., Yu J., Yao G., Jiang H., Qian L., Yu Y., Shu H., Chen X., Xu H., Guo M., Pan Z., Chen Y., Ge C., Yang S., Gu J. Large-scale cDNA transfection screening for genes related to cancer development and progression. // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. - 2004. - Vol. 101. - No. 44. - P. 15724-15729.

43. Woolford J.L., Baserga S.J. Ribosome biogenesis in the yeast Saccharomyces cerevisiae // Genetics. - 2013. - Vol. - 195. - No. 3. - P. 643-681.

44. Tomecki R., Sikorski P.J., Zakrzewska-Placzek M. Comparison of preribosomal RNA processing pathways in yeast, plant and human cells - focus on coordinated action of endo- and exoribonucleases // FEBS Letters. - 2017. - Vol. 591. - No. 13. - P. 1801-1850.

45. Goodfellow S.J., Zomerdijk J.C.B.M. Basic mechanisms in RNA polymerase I transcription of the ribosomal RNA genes // Sub-cellular biochemistry. - 2013. - Vol. 61. - P. 211-236.

46. Knutson B.A., Hahn S. TFIIB-related factors in RNA polymerase I transcription // Biochimica et biophysica acta. - 2013. - Vol. 1829. - No. 3-4. - P. 265-273.

47. Engel C., Neyer S., Cramer P. Distinct Mechanisms of Transcription Initiation by RNA Polymerases I and II // Annual review of biophysics. - 2018. - Vol. 47. - P. 425-446.

48. Sadian Y., Baudin F., Tafur L., Murciano B., Wetzel R., Weis F., Müller C.W. Molecular insight into RNA polymerase I promoter recognition and promoter melting // Nature communications. - 2019. - Vol. 10. - No. 1. - P. 5543.

49. Pilsl M., Engel C. Structural basis of RNA polymerase I pre-initiation complex formation and promoter melting // Nature communications. - 2020. - Vol. 11. - No. 1. - P. 1206-1216.

50. Baudin F., Murciano B., Fung H.K.H., Fromm S.A., Mattei S., Mahamid J., Müller C.W. Mechanism of RNA polymerase I selection by transcription factor UAF // Science advances. -2022. - Vol. 8. - No. 16. - P. eabn5725.

51. Dörner K. et al. Ribosome biogenesis factors—from names to functions // EMBO J. 2023. Vol. 42,

№ 7. P. 1-43.

52. Girbig M., Misiaszek A.D., Müller C.W. Structural insights into nuclear transcription by eukaryotic DNA-dependent RNA polymerases // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. Nat Rev Mol Cell

Biol, 2022. Vol. 23, № 9. P. 603-622.

53. Natchiar S.K., Myasnikov A.G., Kratzat H., Hazemann I., Klaholz B.P. Affiliations Expandet al. Visualization of chemical modifications in the human 80S ribosome structure // Nature. - 2017. - Vol. 551. - No. 7681. - P. 472-477.

54. Sharma S., Yang J., Watzinger P., Kötter P., Entian K-D. et al. Yeast Nop2 and Rcm1 methylate C2870 and C2278 of the 25S rRNA, respectively // Nucleic acids research.- 2013. -Vol. 41. - No. 19. - P. 9062-9076.

55. Sloan K.E., Warda A.S., Sharma S., Entian K-D. , Lafontaine D.L.J., Bohnsack M.T.. Tuning the ribosome: The influence of rRNA modification on eukaryotic ribosome biogenesis and function // RNA biology. - 2017. - Vol. 14. - No. 9. - P. 1138-1152.

56. Khoshnevis S., Dreggors-Walker R.E., Marchand V., Motorin Y., Ghalei H. Ribosomal RNA 2'-O-methylations regulate translation by impacting ribosome dynamics // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. - 2022. - Vol. 119. - No. 12. - P. e2117334119.

57. Ojha S., Malla S., Lyons S.M. snoRNPs: Functions in Ribosome Biogenesis // Biomolecules. Biomolecules. - 2020. - Vol. 10. - No. 5. - P. 783.

58. Sharma S., Lafontaine D.L.J. "View From A Bridge": A New Perspective on Eukaryotic rRNA Base Modification // Trends in Biochemical Sciences. - 2015. - Vol. 40. - No. 10. -P. 560-575.

59. Kornprobst M., Turk M., Kellner N., Cheng J., Flemming D., Kos-Braun I., Kos M., Thoms M., Berninghausen O., Beckmann R., Hurt E. Architecture of the 90S Pre-ribosome: A Structural View on the Birth of the Eukaryotic Ribosome // Cell. - 2016. - Vol. 166. - No. 2.

- P.380-393.

60. Polikanov Y.S., Melnikov S.V., Söll D., Steitz T.A. Structural insights into the role of rRNA modifications in protein synthesis and ribosome assembly // Nature structural and molecular biology.

- 2015. - Vol. - 22. - No. 4. - P. 342-344.

61. Bailey A.D., Talkish J., Ding H., Igel H., Duran A., Mantripragada , Paten B., Ares M. Concerted modification of nucleotides at functional centers of the ribosome revealed by single-molecule RNA modification profiling // Elife. - 2022. - Vol. 11. - P. e76562.

62. Helm M. Post-transcriptional nucleotide modification and alternative folding of RNA // Nucleic Acids Research. - 2006. - Vol. 34. - No. 2. - P. 721-733.

63. Assi H.A., Rangadurai A.K., Shi H., Liu B., Clay M., Erharter K., Kreutz C., Holley C.L., Al-Hashimi H.M. - 2'-O-Methylation can increase the abundance and lifetime of alternative RNA conformational states // Nucleic Acids Research. - 2020. - Vol. 48. - No. 21. - P. 12365-12379.

64. Taoka M., Nobe Y., Yamaki Y., Sato K., Ishikawa H., Izumikawa K., Yamauchi Y., Hirota K., Nakayama H., Takahashi N., Isobe T. Landscape of the complete RNA chemical modifications in the human 80S ribosome // Nucleic Acids Research. - 2018. - Vol. 46. - No. 18. - P. 9289-9298.

65. Metge B.J., Kammerud S.C., Pruitt H.C., Shevde S.L., Samant R.S. Hypoxia re-programs 2'-O-Me modifications on ribosomal RNA // iScience. - 2020. - Vol. - 24. - No. 1. - P. 102010.

66. Singh S. et al. Nucleolar maturation of the human small subunit processome // Science (80-. ). 2021. Vol. 373, № 6560.

67. Yao R-W., Xu G., Wang Y., Shan L., Luan P-F., Wang Y., Wu M., Yang L-Z., Xing Y-H., Yang L., Chen L-L. Nascent Pre-rRNA Sorting via Phase Separation Drives the Assembly of Dense Fibrillar Components in the Human Nucleolus // Molecular cell. - 2019. - Vol. 76. -No. 5. - P. 767-783.e11.

68. Coleman A.W. Analysis of Mammalian rDNA Internal Transcribed Spacers // PLoS One. -2013. - Vol. 8. - No. 11. - P. e79122.

69. Wang M., Anikin L., Pestov D.G. Two orthogonal cleavages separate subunit RNAs in mouse ribosome biogenesis // Nucleic Acids Research. - 2014. - Vol. 42. - No. 17. - P. 11180-11191.

70. Grisendi S., Mecucci C., Falini B. Pandolfi P.P. Nucleophosmin and cancer. // Nature reviews. Cancer. - 2006. - Vol. 6. - No. 7. - P. 493-505.

71. Mullineux S.-T., Lafontaine D.L.J. Mapping the cleavage sites on mammalian pre-rRNAs: where do we stand? // Biochimie. - 2012. - Vol. 94. - No. 7. - P. 1521-1532.

72. Zakrzewska-Placzek M., Souret F.F., Sobczyk G.J., Green P.J., Kufelet J. Arabidopsis thaliana XRN2 is required for primary cleavage in the pre-ribosomal RNA // Nucleic Acids Research. - 2010.

- Vol. 38. - No. 13. - P. 4487-4502.

73. Preti M., O'Donohue M-F., Montel-Lehry N., Bortolin-Cavaille M-L., Choesmel V., Gleizes P-E.. Gradual processing of the ITS1 from the nucleolus to the cytoplasm during synthesis of the human 18S rRNA // Nucleic Acids Research. - 2013. - Vol. 41. - No. 8. - P. 4709-4723.

74. Sloan K.E., Mattijssen S., Lebaron S., Tollervey D., Pruijn G. J.M.,Watkinset N.J. Both endonucleolytic and exonucleolytic cleavage mediate ITS1 removal during human ribosomal RNA processing // The Journal of cell biology. - 2013. - Vol. 200. - No. 5. - P. 577-588.

75. Aubert M., O'Donohue M-F., Lebaron S., Gleizes P-E. Pre-Ribosomal RNA Processing in Human Cells: From Mechanisms to Congenital Diseases // Biomolecules. - 2018. - Vol. 8. - No. 4. - P. 123.

76. Castle C.D., Cassimere E.K., Lee J., Denicourt C.. Las1L is a nucleolar protein required for cell proliferation and ribosome biogenesis. // Molecular and cellular biology. - 2010. - Vol. 30. - No. 18.

- P.4404-4414.

77. Schillewaert S., Wacheul L., Lhomme F.,Lafontaine D.L.J. The Evolutionarily Conserved Protein LAS1 Is Required for Pre-rRNA Processing at Both Ends of ITS2 // Molecular and cellular biology. - 2012. - Vol. 32. - No. 2. - P. 430-444.

78. Castle C.D., Sardana R., Dandekar V., Borgianini V., Johnson A.W. Catherine Denicourtet al. Las1 interacts with Grc3 polynucleotide kinase and is required for ribosome synthesis in Saccharomyces cerevisiae // Nucleic Acids Research. - 2013. - Vol. 41. - No. 2. - P. 1135-1150.

79. Gasse L., Flemming D., Hurt E. Coordinated Ribosomal ITS2 RNA Processing by the Lasl Complex Integrating Endonuclease, Polynucleotide Kinase, and Exonuclease Activities // Molecular Cell. - 2015. - Vol. 60. - No. 5. - P. 808-815.

80. Schneider C., Bohnsack K.E. Caught in the act—Visualizing ribonucleases during eukaryotic ribosome assembly // Wiley interdisciplinary reviews. RNA. - 2023. - Vol. 14. - No. 4. - P. e1766.

81. Zhang L., Wu C., Cai G., Chen S., Ye K. Stepwise and dynamic assembly of the earliest precursors of small ribosomal subunits in yeast // Genes and development. - 2016. - Vol. 30. - No. 6. - P. 718-732.

82. Barandun J., Chaker-Margot M., Hunziker M., Molloy K.R., Chait B.T., Klinge S. The complete structure of the small-subunit processome // Nature structural and molecular biology. - 2017. - Vol. -24. - No. 11. - P. 944-953.

83. Lau B., Cheng J., Flemming D., La Venuta G., Berninghausen O., Beckmann R., Hurt E. Structure of the Maturing 90S Pre-ribosome in Association with the RNA Exosome // Molecular cell. - 2021. -Vol. 81. - No. 2. - P. 293-303.e4.

84. Cheng J., Lau B., La Venuta G., Ameismeier M., Berninghausen O., Hurt E., Beckmann R. 90S pre-ribosome transformation into the primordial 40S subunit // Science.- 2020. - Vol. 369. - No. 6509. - P.1470-1476.

85. Vanden B. A., Klinge S. An emerging mechanism for the maturation of the Small Subunit Processome // Current opinion in structural biology. - 2022. - Vol. 73. - P. 102331.

86. . Gallagher J.E.G., Dunbar D.A., Granneman S., Mitchell B.M., Osheim Y., Beyer A.L., Basergaet S.J. RNA polymerase I transcription and pre-rRNA processing are linked by specific SSU processome components. // Genes and development. - 2004. - Vol. 18. - No. 20. - P. 2506-2517..

87. Chaker-Margot M., Barandun J., Hunziker M., Klinge S. Architecture of the yeast small subunit processome // Science. - 2017. - Vol. 355. - No. 6321. - P. eaal1880.

88. Sun Q., Zhu X., Qi J., An W., Lan P., Tan D., Chen R., Wang B., Zheng S., Zhang C., Chen X., Zhang W., Chen J., Dong M-Q., Ye K. Molecular architecture of the 90S small subunit pre-ribosome // Elife. - 2017. - Vol. 6. - P. e22086.

89. Cheng J., Kellner N., Berninghausen O., Hurt E., Beckmann R. 3.2-Á-resolution structure of the 90S preribosome before A1 pre-rRNA cleavage // Nature structural and molecular biology. - 2017. -Vol. - 24. - No. 11. - P. 954-964.

90. Du Y., An W., Zhu X., Sun Q., Qi J., Ye K. Cryo-EM structure of 90S small ribosomal subunit precursors in transition states // Science. - 2020. - Vol. 369. - No. 6509. - P. 1477-1481.

91. Pérez-Fernández J., Román A., De Las Rivas J., Bustelo X.R., Dosilet M. The 90S Preribosome Is a Multimodular Structure That Is Assembled through a Hierarchical Mechanism // Molecular and cellular biology. - 2007. - Vol. - 27. - No. 15. - P. 5414-5429.

92. Wu S., Tutuncuoglu B., Yan K., Brown H., Zhang Y., Tan D., Gamalinda M., Yuan Y., Li Z., Jakovljevic J., Ma C., Lei J., Dong M-Q., Woolford Jr J.L., Gao N. Diverse roles of assembly factors

revealed by structures of late nuclear pre-60S ribosomes // Nature. - 2016. - Vol. 534. - No. 7605. -P. 133-137.

93. Hunziker M., Barandun J., Buzovetsky O., Steckler C., Molina H., Klinge S. Conformational switches control early maturation of the eukaryotic small ribosomal subunit // Elife. - 2019. - Vol. 8.

- P. 1 -16.

94. Chaker-Margot M., Hunziker M., Barandun J., Dill B.D., Klinge S. Stage-specific assembly events of the 6-MDa small-subunit processome initiate eukaryotic ribosome biogenesis // Nature structural and molecular biology. - 2015. - Vol. - 22. - No. 11. - P. 920-923.

95. Cheng J., Baßler J., Fischer P., Lau B., Kellner N., Kunze R., Griesel S., Kallas M., Berninghausen O., Strauss D., Beckmann R., Hurt E. Thermophile 90S Pre-ribosome Structures Reveal the Reverse Order of Co-transcriptional 18S rRNA Subdomain Integration // Molecular Cell. -2019. - Vol. 75. - No. 6. - P. 1256-1269.e7.

96. Ma C., Wu S., Li N., Chen Y., Yan K., Li ., Zheng L., Lei J., Woolford Jr J.L., Gao N. Structural snapshot of cytoplasmic pre-60S ribosomal particles bound by Nmd3, Lsg1, Tif6 and Reh1 // Nature structural and molecular biology. - 2017. - Vol. - 24. - No. 3. - P. 214-220.

97. Bammert L., Jonas S., Ungricht R., Kutay U. Human AATF/Che-1 forms a nucleolar protein complex with NGDN and NOL10 required for 40S ribosomal subunit synthesis // Nucleic Acids Research. - 2016. - Vol. 44. - No. 20. - P. 9803-9820.

98. Barandun J., Hunziker M., Klinge S. Assembly and structure of the SSU processome-a nucleolar precursor of the small ribosomal subunit // Current opinion in structural biology. - 2018. - Vol. 49.

- P. 85-93.

99. Hutten S., Kehlenbach R.H. CRM1-mediated nuclear export: to the pore and beyond // Trends in Cell Biology. - 2007. - Vol. 17. - No. 4. - P. 193-201.

100. Kos M., Tollervey D. Yeast Pre-rRNA Processing and Modification Occur Cotranscriptionally // Molecular cell. - 2010. - Vol. 37. - No. 6. - P. 809-820.

101. Sardana R., Liu X., Granneman S., Zhu J., Gill M., Papoulas O., Marcotte E.M., Tollervey D., Correll C.C., Johnson A.W. The DEAH-box Helicase Dhr1 Dissociates U3 from the Pre-rRNA to Promote Formation of the Central Pseudoknot // PLoS biology. - 2015. - Vol. 13. - No. 2. - P. e1002083.

102. Choudhury P., Hackert P., Memet I., Sloan K.E., Bohnsack M.T. The human RNA helicase DHX37 is required for release of the U3 snoRNP from pre-ribosomal particles // RNA Biology. -2019. - Vol. 16. - No. 1. - P. 54-68.

103. Boneberg F.M., Brandmann T., Kobel L., Van den Heuvel J., Bargsten K., Bammert L., Kutay U., Jinek M. Molecular mechanism of the RNA helicase DHX37 and its activation by UTP14A in ribosome biogenesis // RNA. - 2019. - Vol. 25. - No. 6. - P. 685-701.

104. Hierlmeier T., Merl J., Sauert M., Perez-Fernandez J., Schultz P., Bruckmann A., Hamperl S., Ohmayer U., Rachel R., Jacob A., Hergert K., Deutzmann R., Griesenbeck J., Hurt E., Milkereit P., Baßler J., Tschochner H. Rrp5p, Noclp and Noc2p form a protein module which is part of early large ribosomal subunit precursors in S. cerevisiae // Nucleic Acids Research. - 2013. - Vol. 41. - No. 2.

- P.1191-1210

105. Tomecki R., Labno A., Drazkowska K., Cysewski D., Dziembowski A. hUTP24 is essential for processing of the human rRNA precursor at site A1but not at site A0 // RNA Biology. - 2015. - Vol. 12. - No. 9. - P. 1010-1029.

106. Wells GR., Weichmann F., Colvin D., Sloan K.E., Kudla G., Tollervey D., Watkins N.J., Schneider C. The PIN domain endonuclease Utp24 cleaves pre-ribosomal RNA at two coupled sites in yeast and humans // Nucleic Acids Research. - 2016. - Vol. 44. - No. 11. - P. 5399-5409.

107. Cheng J., La Venuta G., Lau B., Berlinghausen O., Beckmann R., Hurt E. In vitro structural maturation of an early stage pre-40S particle coupled with U3 snoRNA release and central pseudoknot formation // Nucleic Acids Research. - 2022. - Vol. 50. - No. 20. - P. 11916-11923.

108. Moriggi G., Nieto B., Dosil M. Rrp12 and the Exportin Crm1 Participate in Late Assembly Events in the Nucleolus during 40S Ribosomal Subunit Biogenesis // PLoS genetics. - 2014. - Vol. 10. - No. 12. - P. e1004836.

109. Plassart L., Shayan R., Montellese C., Rinaldi D., Larburu N., Pichereaux C., Froment C., Lebaron S., O'Donohue M-F., Kutay U., Marcoux J., Gleizes P-E., Plisson-Chastang C. The final step of 40s ribosomal subunit maturation is controlled by a dual key lock // Elife. - 2021. - Vol. 10. - P. e61254.

110. Ameismeier M., Zemp I., Van den Heuvel J., Thoms M., Berninghausen O., Kutay U., Beckmann R. Structural basis for the final steps of human 40S ribosome maturation // Nature. - 2020.

- Vol. 587. - No. 7835. - P. 683-687.

111. Ameismeier M., Cheng J., Berninghausen O., Beckmann R. Visualizing late states of human 40S ribosomal subunit maturation // Nature. - 2018. - Vol. 558. - No. 7709. - P. 249-253.

112. Mitterer V., Shayan R., Ferreira-Cerca S., Murat G., Enne T., Rinaldi D., Weigl S., Omanic H., Gleizes P-E., Kressler D., Plisson-Chastang C., Pertschy B. Conformational proofreading of distant 40S ribosomal subunit maturation events by a long-range communication mechanism // Nature communications. - 2019. - Vol. 10. - No. 1. - P. 1-15.

113. Cheng J., Lau B., Thoms M., Ameismeier M., Berninghausen O., Hurt E., Beckmann R. The nucleoplasmic phase of pre-40S formation prior to nuclear export // Nucleic Acids Research. - 2022.

- Vol. 50. - No. 20. - P. 11924-11937.

114. Kater L., Thoms M., Barrio-Garcia C., Cheng J., Ismail S., Ahmed Y.L., Bange G., Kressler D., Berninghausen O., Sinning I., Hurt E., Beckmann R. Visualizing the Assembly Pathway of Nucleolar Pre-60S Ribosomes // Cell. - 2017. - Vol. 171. - No. 7. - P. 1599-1610.e14.

115. Nerurkar P., Altvater M., Gerhardy S., Schütz S., Fischer U., Weirich C., Panse V.G. Eukaryotic Ribosome Assembly and Nuclear Export // International review of cell and molecular biology. -2015. - Vol. 319. - P. 107-140.

116 . Hiraishi N., Ishida Y-I., Sudo H., Nagahama M. WDR74 participates in an early cleavage of the pre-rRNA processing pathway in cooperation with the nucleolar AAA-ATPase NVL2 // Biochemical and biophysical research communications. - 2018. - Vol. 495. - No. 1. - P. 116-123.

117. Klinge S., Woolford J.L. Ribosome assembly coming into focus. // Nature reviews. Molecular

cell biology. - 2019. - Vol. - 20. - No. 2. - P. 116-131.

118. De La Cruz J., Karbstein K., Woolford J.L. Functions of ribosomal proteins in assembly of eukaryotic ribosomes in vivo // Annual Review of Biochemistry. - 2015. - Vol. 84. - P. 93-129.

119. Pöll G., Pilsl M., Griesenbeck J., Tschochner H., Milkereit P. Analysis of subunit folding contribution of three yeast large ribosomal subunit proteins required for stabilisation and processing of intermediate nuclear rRNA precursors // PLoS One. - 2021. - Vol. 16. - No. 11. - P. e0252497.

120. Ben-Shem A., Garreau de Loubresse N., Melnikov S., Jenner L., Yusupova G., Yusupov M. The structure of the eukaryotic ribosome at 3.0 Ä resolution // Science. - 2011. - Vol. 334. - No. 6062.

- P.1524-1529.

121. Gamalinda M., Ohmayer U., Jakovljevic J., Kumcuoglu B., Woolford J.,Mbom B., Lin L., Woolford Jr J.L. A hierarchical model for assembly of eukaryotic 60S ribosomal subunit domains // Genes and development. - 2014. - Vol. - 28. - No. 2. - P. 198-210.

122. Sanghai Z.A., Miller L., Molloy K.R., Barandun J., Hunziker M., Chaker-Margot M., Wang J., Chait B.T., Klinge S. Modular assembly of the nucleolar pre-60S ribosomal subunit // Nature. - 2018.

- Vol. 556. - No. 7699. - P. 126-129.

123. Zhou D., Zhu X., Zheng S., Tan D., Dong M-Q., Ye K. Cryo-EM structure of an early precursor of large ribosomal subunit reveals a half-assembled intermediate. // Protein Cell. - 2019. - Vol. 10. -No. 2. - P. 120-130.

124. Sekulski K. Cruz V.E., Weirich C.S., Erzberger J.P. rRNA methylation by Spb1 regulates the GTPase activity of Nog2 during 60S ribosomal subunit assembly // Nature communications. - 2023. -Vol. 14. - No. 1. - P. 1207.

125. Yelland J.N., Bravo J.P.K., Black J.J., Taylor D.W., Johnson A.W. A single 2'-O-methylation of ribosomal RNA gates assembly of a functional ribosome // Nature structural and molecular biology. -2023. - Vol. 30. - No. 1. - P. 91-98.

126. Li Z., Chen S., Zhao L., Huang G., Xu H., Yang X., Wang P., Gao N., Sui S-F. Nuclear export of pre-60S particles through the nuclear pore complex // Nature. - 2023. - Vol. 618. - No. 7964. - P. 411-418.

127. Kater L., Mitterer V., Thoms M., Cheng J., Berlinghausen O., Beckmann R., Hurt E. Construction of the Central Protuberance and L1 Stalk during 60S Subunit Biogenesis // Molecular Cell. - 2020. - Vol. 79. - No. 4. - P. 615-628.e5.

128. Mitterer V., Thoms M., Buschauer R., Berlinghausen O., Hurt E., Beckmann R. Concurrent remodelling of nucleolar 60S subunit precursors by the Rea1 ATPase and Spb4 RNA helicase // Elife.

- 2023. - Vol. 12. - P. e84877.

129 . Cruz V.E., Sekulski K., Peddada N., Sailer C., Balasubramanian S., Weirich C.S., Stengel F., Erzberger J.P. Sequence-specific remodeling of a topologically complex RNP substrate by Spb4 // Nature structural and molecular biology. - 2022. - Vol. - 29. - No. 12. - P. 1228-1238.

130. Sanghai Z.A., Piwowarczyk R., Broeck A.V., Klinge S. A co-transcriptional ribosome assembly checkpoint controls nascent large ribosomal subunit maturation // Nature structural and molecular biology. - 2023. - Vol. 30. - No. 5. - P. 594-599.

131. Zhou Y., Musalgaonkar S., Johnson A.W., Taylor D.W. Tightly-orchestrated rearrangements govern catalytic center assembly of the ribosome // Nature communications. - 2019. - Vol. 10. -No. 1. - P. 958.

132. Lan P., Zhou B., Tan M., Li S., Cao M., Wu J., Lei M. Structural insight into precursor ribosomal RNA processing by ribonuclease MRP // Science. - 2020. - Vol. 369. - No.6504. - P.656-664.

133. Fromm L., Falk S., Flemming D., Schuller J.M., Thoms M., Conti E., Hurt E. Reconstitution of the complete pathway of ITS2 processing at the pre-ribosome // Nature communications. - 2017. -Vol. 8 - No. 1. - P. 1787.

134. Biedka S., Micic J., Wilson D., Brown H., Diorio-Toth L., Woolford Jr J.L. Hierarchical recruitment of ribosomal proteins and assembly factors remodels nucleolar pre-60s ribosomes // The Journal of cell biology. - 2018 - Vol. 217 - No. 7. - P. 2503-2518.

135. Kressler D., Hurt E., Bergler H., Bassleret J. The power of AAA-ATPases on the road of pre-60S ribosome maturation - Molecular machines that strip pre-ribosomal particles // BBA international journal of biochemistry and biophysics. - 2012. - Vol. 1823.- No. 1. - P. 92-100.

136. Kharde S., Calvino F.R., Gumiero A., Wild K., Sinning I. The structure of Rpf2-Rrs1 explains its role in ribosome biogenesis // Nucleic Acids Research. - 2015. - Vol. 43.- No. 14.- P. 70837095.

137. Leidig C. , Thoms M., Holdermann I., Bradatsch B., Berninghausen O., Bange G., Sinning I., Hurt E., Beckmann R. 60S ribosome biogenesis requires rotation of the 5S ribonucleoprotein particle // Nature communications. - 2014. - Vol. 5. - P. 3491.

138. Baßler J., Paternoga H., Holdermann I., Thoms M., Granneman S., Barrio-Garcia C., Nyarko A., Lee W., Stier G., Clark S.A., Schraivogel D., Kallas M., Beckmann R., Tollervey D., Barbar E., Sinning I., Hurt E. A network of assembly factors is involved in remodeling rRNA elements during preribosome maturation // The Journal of cell biology. - 2014. - Vol. 207. - No. 4. - P. 481-498.

139. Matsuo Y., Granneman S., Thoms M., Manikas R-G., Tollervey D., Hurt E.. Coupled GTPase and remodelling ATPase activities form a checkpoint for ribosome export // Nature. - 2014. - Vol. 505. - No. 7481. - P. 112-116.

140. Castle C.D., Cassimere E.K., Denicourt C. LAS1L interacts with the mammalian Rix1 complex to regulate ribosome biogenesis // Molecular biology of the cell. - 201. - Vol. 23. - No.4. - P. 716-728.

141. Pillon M.C., Lo Y.-H., Stanley RE. IT'S 2 for the price of 1: Multifaceted ITS2 processing machines in RNA and DNA maintenance // DNA Repair. - 2019. - Vol. 81. - P. 102653.

142. Pillon M.C. , Sobhany M., Borgnia M.J., Williams J.G., Stanley R.E. Grc3 programs the essential endoribonuclease Las1 for specific RNA cleavage // Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA. - 2017. - Vol. 114. - No. 28. - P. E5530-E5538.

143. Anantharaman V., Makarova K.S., Burroughs A.M., Koonin E.V., Aravindal L. Comprehensive analysis of the HEPN superfamily: Identification of novel roles in intra-genomic conflicts, defense, pathogenesis and RNA processing // Biology Direct. - 2013. - Vol. 8. -P. 15.

144. Ji H., Wu G., Zhan X., Nolan A. Koh C., De Marzo A., Doan H.M., Fan J., Cheadle C., Fallahi

M., Cleveland J.L., Dang C.V., Zeller K.I. Cell-type independent MYC target genes reveal a primordial signature involved in biomass accumulation. // PLoS One. - 2011. - Vol. 6. - No. 10. -P.e26057.

145. Xiang S., Cooper-Morgan A., Jiao X., Kiledjian M., Manley J.L., Tonget L. Structure and function of the 5'3' exoribonuclease Rati and its activating partner Rail // Nature. - 2009. - Vol. -458. - No. 7239. - P. 784-788.

146. Wang M., Pestov D.G. 5'-end surveillance by Xrn2 acts as a shared mechanism for mammalian pre-rRNA maturation and decay // Nucleic Acids Research. - 2011. - Vol. 39. - No. 5. - P. 18111822.

147. Barrio-Garcia C., Thoms M., Flemming D., Kater L., Berlinghausen O., Baßler J., Beckmann R., Hurt E. Architecture of the Rix1-Rea1 checkpoint machinery during pre-60S-ribosome remodeling // Nature structural and molecular biology . - 2016. - Vol. 23. - No.1. - P. 37-44.

148. Thoms M., Mitterer V., Kater L., Falquet L., Beckmann R., Kressler D., Hurt E. Suppressor mutations in Rpf2-Rrs1 or Rpl5 bypass the Cgr1 function for pre-ribosomal 5S RNP-rotation // Nature communications. - 2018. - Vol. 9. - No. 1. - P. 4094.

149. Sosnowski P., Urnavicius L., Boland A., Fagiewicz R., Busselez J., Papai G., Schmidt H. The CryoEM structure of the Saccharomyces cerevisiae ribosome maturation factor Rea1 // Elife. - 2018.

- Vol. 7. - P. e39163.

150. Prattes M., Lo Y-H., Bergler H., Stanley RE. Shaping the Nascent Ribosome: AAA-ATPases in Eukaryotic Ribosome Biogenesis // Biomolecules. - 2019. - Vol. 9. - No. 11. - P.715.

151. Kressler D., Hurt E., Baßler J. A Puzzle of Life: Crafting Ribosomal Subunits // Trends in biochemical sciences. - 2017. - Vol. 42. - No. 8. - P. 640-654.

152. Chaker-Margot M., Klinge S. Assembly and early maturation of large subunit precursors // RNA.

- 2019. - Vol. - 25. - No. 4. - P. 465-471.

153. Sleeman J.E. Dynamics of the mammalian nucleus: can microscopic movements help us to understand our genes? // Philosophical transactions. Series A, Mathematical, physical, and engineering sciences. - 2004. - Vol. 362. - No. 1825. - P. 2775-2793.

154. Mongelard F., Bouvet P. Nucleolin: a multiFACeTed protein // Trends in cell biology. - 2007. -Vol. 17. - No. 2. - P. 80-86.

155. Sarkar A., Thoms M., Barrio-Garcia C., Thomson E., Flemming D., Beckmann R., Hurt E. Preribosomes escaping from the nucleus are caught during translation by cytoplasmic quality control // Nature structural and molecular biology. - 2017. - Vol. - 24. - No. 12. - P. 1107-1115.

156. Rodríguez-Galán O., García-Gómez J.J., Kressler D., De la Cruz J. Immature large ribosomal subunits containing the 7S pre-rRNA can engage in translation in Saccharomyces cerevisiae // RNA Biology. - 2015. - Vol. 12. - No. 8. - P. 838-846.

157. Ghalei H., Trepreau J., Collins J.C., Bhaskaran H., Strunk B.S., Karbstein K. The ATPase Fap7 Tests the Ability to Carry Out Translocation-like Conformational Changes and Releases Dim1 during 40S Ribosome Maturation // Molecular cell. - 2017. - Vol. 67. - No. 6. - P. 990-1000.e3.

158. Lebaron S., Schneider C., Van Nues R.W., Swiatkowska A., Walsh D., Böttcher B., Granneman S., Watkins N.J., Tollerveyet D. Proofreading of pre-40S ribosome maturation by a translation initiation factor and 60S subunits // Nature structural and molecular biology. - 2012. - Vol. - 19. -No. 8. - P. 744-753.

159. Strunk B.S., Novak M.N., Young C.L., Karbstein K. A translation-like cycle is a quality control checkpoint for maturing 40S ribosome subunits // Cell. - 2012. - Vol. 150. - No. 1. - P. 111-121.

160. Boisvert F.-M., Van Koningsbruggen S., Navascues J., Lamondet A.The multifunctional nucleolus. // Nature reviews. Molecular cell biology. - 2007. - Vol. 8. - No. 7. - P. 574-585.

161. Hernandez-Verdun D., Roussel P., Thiry M., Sirri V., Lafontaineet D.L.J. The nucleolus: structure/function relationship in RNA metabolism // Wiley interdisciplinary reviews. RNA. - 2010. - Vol. 1. - No. 3. - P. 415-431.

162. Fernandez-pevida A., Kressler D., Cruz J. De. Processing of preribosomal RNA in Saccharomyces cerevisiae // Wiley interdisciplinary reviews. RNA. - 2015. - Vol. 6. - No. 2. - P. 191-209.

163. St^pinski D. The nucleolus, an ally, and an enemy of cancer cells // Histochemistry and cell biology. - 2018. - Vol. 150. - No. 6. - P. 607-629.

164. Carron C., O'Donohue M-F., Choesmel V., Faubladier M., Gleizes P-E. Analysis of two human pre-ribosomal factors, bystin and hTsr1, highlights differences in evolution of ribosome biogenesis between yeast and mammals // Nucleic Acids Research. - 2011. - Vol. 39. - No. 1. - P. 280-291.

165. Hölzel M., Rohrmoser M., Schlee M., Grimm T., Harasim T., Malamoussi A., Gruber-Eber A., Kremmer E., Hiddemann W., Bornkamm G.W., Eicket D. Mammalian WDR12 is a novel member of the Pes1-Bop1 complex and is required for ribosome biogenesis and cell proliferation. // The Journal of cell biology. - 2005. - Vol. 170. - No. 3. - P. 367-378.

166. Finkbeiner E., Haindl M., Muller S. The SUMO system controls nucleolar partitioning of a novel mammalian ribosome biogenesis complex // The EMBO journal. - 2011. - Vol. 30. - No. 6. - P. 1067-1078.

167. Kellner M., Rohrmoser M., Forne I., Voss K., Burger K., Mühl B., Gruber-Eber A., Kremmer E., Imhof A., Eick D. DEAD-box helicase DDX27 regulates 3' end formation of ribosomal 47S RNA and stably associates with the PeBoW-complex // Experimental cell research. - 2015. - Vol. 334. - No. 1. - P. 146-159.

168. Sloan K.E., Leisegang M.S., Doebele S., Ramirez A.S., Simm S., Safferthal C., Kretschmer J., Schorge T., Markoutsa S., Haag S., Karas M., Ebersberger, Schleiff E., Watkins N.J., Bohnsack M.T. The association of late-acting snoRNPs with human pre-ribosomal complexes requires the RNA helicase DDX21 // Nucleic Acids Research. - 2015. - Vol. 43. - No. 1. - P. 553-564.

169. Lapik Y.R., Fernandes C.J., Lau L.F., Pestovet D.G. Physical and functional interaction between Pes1 and Bop1 in mammalian ribosome biogenesis // Molecular cell. - 2004. - Vol. 15. - No. 1. -P. 17-29.

170. Strezoska Z., Pestov D.G., Lau L.F. Bopl Is a Mouse WD40 Repeat Nucleolar Protein Involved in 28S and 5.8S rRNA Processing and 60S Ribosome Biogenesis // Molecular and cellular biology. -2000. - Vol. - 20. - No. 15. - P. 5516-5528.

171. Strezoska Z., Pestov D.G., Lau L.F. Functional inactivation of the mouse nucleolar protein Bopl inhibits multiple steps in pre-rRNA processing and blocks cell cycle progression // The Journal of biological chemistry. - 2002. - Vol. - 277. - No. 33. - P. 29617-29625.

172. Robledo S., Idol R.A., Crimmins D.L., Ladenson J.H., Mason P.J., Bessler M.. The role of human ribosomal proteins in the maturation of rRNA and ribosome production. // RNA. - 2008. -Vol. 14. - No. 9. - P. 1918-1929.

173. Talkish J., Campbell I.W., Sahasranaman A., Jakovljevic J., Woolford Jr J.L. Ribosome Assembly Factors Pwp1 and Nop12 Are Important for Folding of 5.8S rRNA during Ribosome Biogenesis in Saccharomyces cerevisiae // Molecular and cellular biology. - 2014. - Vol. 34. - No. 10. - P. 1863-1877.

174. Tafforeau L., Zorbas C., Langhendries J-L., Mullineux S-T., Stamatopoulou V., Mullier R., Wacheul L., Lafontaine D.L.J. The complexity of human ribosome biogenesis revealed by systematic nucleolar screening of pre-rRNA processing factors // Molecular cell. - 2013. - Vol. 51. - No. 4. -P. 539-551.

175. Badertscher L., Wild T., Montellese C., Alexander L.T., Bammert L., Sarazova M., Stebler M., Csucs G., Mayer T.U., Zamboni N., Zemp I., Horvath P., Kutay U.. Genome-wide RNAi Screening Identifies Protein Modules Required for 40S Subunit Synthesis in Resource Genome-wide RNAi Screening Identifies Protein Modules Required for 40S Subunit Synthesis in Human Cells // Cell reports. - 2015. - Vol. 13. - No. 12. - P. 2879-2891.

176. Nieto B., Gaspar S.G., Moriggi G., Pestov D.G., Bustelo X.R., Dosil M. Identification of distinct maturation steps involved in human 40S ribosomal subunit biosynthesis // Nature communications. -2020. - Vol. 11. - No. 1. - P. 156.

177. Farley-Barnes K.I., McCann K.L., Ogawa L.M., Merkel J., Surovtseva Y.V., Baserga S.J. Diverse Regulators of Human Ribosome Biogenesis Discovered by Changes in Nucleolar Number. // Cell reports. - 2018. - Vol. - 22. - No. 7. - P. 1923-1934.

178. Duhig T., Ruhrberg C., Mor O., Friedet M. The human surfeit locus // Genomics. - 1998. -Vol. 52. - No. 1. - P. 72-78.

179. Wolff C.-M., Nguyen V.K., Remy P. Cloning and expression of the surfeit locus member Surf-6 during embryogenesis in Xenopus laevis. // DNA sequence: the journal of DNA sequencing and mapping. - 2002. - Vol. 13. - No. 3. - P. 149-152.

180. Armes N., Gilley J., Fried M. The comparative genomic structure and sequence of the surfeit gene homologs in the puffer fish Fugu rubripes and their association with CpG-rich islands. // Genome Research. - 1997. - Vol. 7. - No. 12. - P. 1138-1152.

181. Magoulas C., Fried M. The Surf-6 gene of the mouse surfeit locus encodes a novel nucleolar protein. // DNA Cell Biology. - 1996. - Vol. 15. - No. 4. - P. 305-316.

182. Huxley C., Fried M. The mouse surfeit locus contains a cluster of six genes associated with four CpG-rich islands in 32 kilobases of genomic DNA. // Molecular and cellular biology. - 1990. - Vol. 10. - No. 2. - P. 605-614.

183. Garson K., Duhig T., Fried M. Tissue-Specific Processing of the Surf-5 and Surf-4 mRNAs //

Gene expression. - 1996. - Vol. 6. - No. 4. - P. 209.

184. Cole E.G., Gaston K. A functional YY1 binding site is necessary and sufficient to activate Surf-1 promoter activity in response to serum growth factors // Nucleic Acids Research. - 1997. - Vol. - 25.

- No. 18. - P. 3705-3711.

185. Seto E., Lewis B., Shenk T. Interaction between transcription factors Sp1 and YY1 // Nature. -1993. - Vol. 365. - No. 6445. - P. 462-464.

186. Orian A., Van Steensel B., Delrow J., Bussemaker H.J., Li L., Sawado T., Williams E., Loo L.W.M., Cowley S.M., Yost C., Pierce S., Edgar B.A., Parkhurst S.M., Eisenman R.N. Genomic binding by the Drosophila Myc, Max, Mad/Mnt transcription factor network // Genes and development. - 2003. - Vol. 17. - No. 9. - P. 1101-1114.

187. Sano R., Takahashi Y., Fukuda H., Harada M., Hayakawa A., Okawa T., Kubo R., Takeshita H., Tsukada J., Kominato Y. A cell-specific regulatory region of the human ABO blood group gene regulates the neighborhood gene encoding odorant binding protein 2B // Scientific reports. - 2021. -Vol. 11. - No.1. - P. 7325.

188. Magoulas C., Fried M. Isolation and genomic analysis of the human surf-6 gene: a member of the Surfeit locus. // Gene. - 2000. - Vol. - 243. - No. 1-2. - P. 115-123.

189. Schlosser I., Holzel M., Murnseer M., Burtscher H., Weidle U.H., Eicket D. A role for c-Myc in the regulation of ribosomal RNA processing // Nucleic Acids Research. - 2003. - Vol. 31. - No. 21.

- P. 6148-6156.

190. Magoulas C., Zatsepina O.V., Jordan P.W., Jordan E.G., Friedet M. The SURF-6 protein is a component of the nucleolar matrix and has a high binding capacity for nucleic acids in vitro // European journal of cell biology. - 1998. - Vol. 75. - No. 2. - P. 174-183

191. Trott R.L., Kalive M., Karandikar U., Rummer R., Bishop C.P., Bidwaiet A.P. Identification and characterization of proteins that interact with Drosophila melanogaster protein kinase CK2. // Molecular and cellular biochemistry. - 2001. - Vol. - 227. - No. 1-2. - P. 91-98.

192. Коваленко Т.Ф., Патрушев Л.И. Псевдогены как функционально значимые элементы генома // Биохимия. - 2018. - Vol. 83. - No. 11. - Стр. 1643-1662.

193. Polzikov M.A., Kordyukova M.Y., Zavalishina L.E., Magoulas C., Zatsepina O.V. Development of novel mouse hybridomas producing monoclonal antibodies specific to human and mouse nucleolar protein SURF-6 // Hybridoma. - 2012. - Vol. 31. - No. 1. - P. 48-53.

194. Polzikov M., Zatsepina O., Magoulas C. Identification of an evolutionary conserved SURF-6 domain in a family of nucleolar proteins extending from human to yeast // Biochemical and biophysical research communications. - 2005. - Vol. 327. - No. 1. - P. 143-149.

195. Гурченков В.В., Ползиков М.А., Магоулас К., Романова Л.Г. Зацепина О.В. Свойства и функции нового белка ядрышка SURF-6 в клетках мыши 3T3 // Биоорганическая химия. -2005. - Т. 31. - №6. - С. 521-528

196. Кордюкова М.Ю., Ползиков М.А., Шишова К.В., Зацепина О.В. Анализ белковых партнеров белка ядрышка человека SURF6 в клетках HeLa методом аффинной адсорбции // Биоорганическая химия. - 2014. - Т. 40. - № 4. - С. 421-432.

197. Кордюкова М.Ю., Ползиков М.А., Шишова К.В., Зацепина О.В. Функциональное значение белка ядрышка SURF6 человека - ключевого белка одноименного семейства эукариот // Доклады РАН. - 2014. - Т. 455. - № 4. С. 65-67.

198. Ferrolino M.C., Mitrea D.M., Michael J.R., Kriwacki R.W. Compositional adaptability in NPM1-SURF6 scaffolding networks enabled by dynamic switching of phase separation mechanisms // Nature communications. - 2018. - Vol. 9. - No. 1. - P. 5064.

199. Mitrea D.M., Cika J.A., Stanley C.B., Nourse A., Onuchic P.L, Banerjee PR., Phillips A.H., Park C-G., Deniz A.A., Kriwacki R.W. Self-interaction of NPM1 modulates multiple mechanisms of liquid-liquid phase separation // Nature communications. - 2018. - Vol. 9. -No. 1. - P. 1-13.

200. Riback J.A., Zhu L., Ferrolino M.C., Tolbert M., Mitrea D.M., Sanders D.W., Wei M-T., Kriwacki R.W., Brangwynne C.P. Composition-dependent thermodynamics of intracellular phase separation // Nature. - 2020. - Vol. 581. - No. 7807. - P. 209-214.

201. Laperuta A.J., Micic J., Woolford J.L. Additional principles that govern the release of pre-ribosomes from the nucleolus into the nucleoplasm in yeast // Nucleic Acids Research. - 2023. - Vol. 51. - No. 20. - P. 10867-10883.

202. DograP., Kriwacki R. W. Phase separation via protein-protein and protein-RNA networks coordinates ribosome assembly in the nucleolus // Biochimica et biophysica acta. General subjects. -2025. - Vol. 1869. - No. 10. - P. 130835.

203. Planta R.J. Regulation of ribosome synthesis in yeast. // Yeast. - 1997. - Vol. 13. - No. 16. -P.1505-1518.

204. Oeffinger M., Fatica A., Rout M.P., Tollervey D. Yeast Rrp14p is required for ribosomal subunit synthesis and for correct positioning of the mitotic spindle during mitosis. // Nucleic Acids Research. -2007. - Vol. 35. - No. 4. - P. 1354-1366.

205. Yamada H., Horigome C., Okada T., Shirai C., Mizuta K. Yeast Rrp14p is a nucleolar protein involved in both ribosome biogenesis and cell polarity // RNA. - 2007. - Vol. 13. - No. 11. - P. 1977-1987.

206. Oeffinger M., Wei K.E., Rogers R., DeGrasse J.A., Chait B.T., Aitchison J.D., Routet MP. Comprehensive analysis of diverse ribonucleoprotein complexes // Nature methods. - 2007. - Vol. 4. - No. 11. - P. 951-956.

207. Polzikov M., Magoulas C., Zatsepina O. The nucleolar protein SURF-6 is essential for viability in mouse NIH/3T3 cells. // Molecular biology reports. - 2007. - Vol. 34. - No. 3. - P. 155-160.

208. Xia Z.B., Dai M.S., Magoulas C., Broxmeyer H.E., Luet L. Differentially expressed genes during in vitro differentiation of murine embryonic stem cells transduced with a human erythropoietin receptor cDNA // Journal of hematotherapy and stem cell research. - 2000. - Vol. 9. - No. 5. - P. 651-658.

209. Ringwald M., Wu C., Su A.I. BioGPS and GXD: mouse gene expression data-the benefits and challenges of data integration. // Mammalian genome : official journal of the International Mammalian Genome Society. - 2012. - Vol. - 23. - No. 9-10. - P. 550-558.

210. Моралева А.А., Малышева М.В., Магоулас Х., Ползиков М.А., Зацепина О.В. Ранняя экспрессия белка ядрышка SURF-6 в лимфоцитах селезенки мыши, активированных к пролиферации in vitro // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. - 2009. - Т. 147.

- № 5. - С. 507-511.

211. Малышева М.В., Моралева А.А., Дейнеко Н.Л., Булычева Т.И., Зацепина О.В. Сравнительный анализ экспрессии ключевых белков ядрышка в лимфоцитах периферической крови здоровых доноров, активированных к пролиферации in vitro // Иммунология. - 2010. -Т. 31. - № 1. - С. 13-17.

212. Дейнеко Н.Л., Самойлова Р.С., Зацепина О.В., Булычева Т.И., Малышева М.В., Капланская И.Б., Магоулас Х. Содержание ключевых белков ядрышка в лимфоидных клетках здоровых лиц и больных с лимфопролиферативными заболеваниями // Клиническая лабораторная диагностика. - 2010. - Т. 12. - С .23-27.

213. Bunz F., Dutriaux A., Lengauer C., Waldman T., Zhou S., Brown J.P., Sedivy J.M., Kinzler K.W., Vogelstein B. Requirement for p53 and p21 to sustain G2 arrest after DNA damage // Science. -1998. - Vol. - 282. - No. 5393. - P. 1497-1501.

214. Urlinger S., Baron U., Thellmann M., Hasan M.T., Bujard H., Hillenet W. Exploring the sequence space for tetracycline-dependent transcriptional activators: Novel mutations yield expanded range and sensitivity // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. - 2000. - Vol. 97. - No. 14. - P. 7963.

215. Ползиков М.А., Вейко Н.Н., Жарская О.О., Магоулас Х., Зацепина О.В. Сверхпродукция белка ядрышка SURF-6 в фибробластах мыши NIH/3T3 приводит к стабилизации внутренних транскрибируемых спейсеров прерРНК // Биоорганическая химия. - 2010. - Т. 36. - № 5. -С. 661-671.

216. Arakawa H., Lodygin D., Buerstedde J.M. Mutants IoxP vectors for selectable marker recycle and conditional knock-outs // BioMed Central biotechnology. - 2001. - Vol. 1. - No. 1. - P. 1-8.

217. Schmittgen T.D., Livak K.J. Analyzing real-time PCR data by the comparative CT method // Nature protocols. - 2008. - Vol. 3. - No. 6. - P. 1101-1108.

218. Hacot S. et al. Isolation of Nucleoli // Curr. Protoc. Cell Biol. John Wiley & Sons, Ltd. - 2010.

- Vol. 47. - No. 1. - P. 3.36.1-3.36.10.

219. Nieto B., Gaspar S.G., Sapio R.T., Clavain L., Bustelo X.R., Pestov D.G., Dosil M. Efficient fractionation and analysis of ribosome assembly intermediates in human cells // RNA Biology. -2021. - Vol. 18. - No. S1. - P. 182-197.

220. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 // Nature. - 1970. - Vol. - 227. - No. 5259. - P. 680-685.

221. Узбеков Р.Э. Анализ клеточного цикла и методика исследования динамики уровня экспрессии белка на его различных фазах с использованием синхронизованных клеток // Биохимия. - 2004. - Т. 69. - No. 5. - С. 485-496.

222. Watanabe I., Okada S. Effects of temperature on growth rate of cultured mammalian cells (L5178Y) // The Journal of cell biology. - 1967. - Vol. 32. - No. 2. - P. 309-323.

223. Han H. RNA Interference to Knock Down Gene Expression // Methods in molecular biology. -2018. - Vol. 1706. - P. 293-302.

224. Lebreton A., Rousselle J-C., Lenormand P., Namane A., Jacquier A., Fromont-Racine M., Saveanu C. 60S ribosomal subunit assembly dynamics defined by semi-quantitative mass spectrometry of purified complexes // Nucleic Acids Research. - 2008. - Vol. 36. - No. 15. - P. 4988-4999.

225. Haupt Y., Rowan S., Shaulian E., Vousden K.H., Oren M. Induction of apoptosis in HeLa cells by trans-activation-deficient p53 // Genes and development. - 1995. - Vol. 9. - No. 17. - P. 21702183.

226. Das A.T., Tenenbaum L., Berkhout B. Tet-On Systems For Doxycycline-inducible Gene Expression // Current gene therapy. - 2016. - Vol. 16. - No. 3. - P. 156.

227. Boonen G.J., Van Oirschot B.A., Van Diepen A., Mackus W.J., Verdonck L.F., Rijksen G., Medemaet R.H. Cyclin D3 Regulates Proliferation and Apoptosis of Leukemic T Cell Lines // The Journal of biological chemistry. - 1999. - Vol. - 274. - No. 49. - P. 34676-34682.

228. Jiang J., Liu L., Li X., Tao D., Hu J., Qin J. Defining the restriction point in normal asynchronous human peripheral blood lymphocytes. // Cytometry. Part A: the journal of the International Society for Analytical Cytology. - 2013. - Vol. 83. - No. 10. - P. 944-951.

229. Dergunova N.N., Bulycheva T.I., Artemenko E.G., Shpakova A.P., Pegova A.N., Gemjian E.G., Dudnik O.A., Zatsepina O.V., Malashenkoet O.S. A major nucleolar protein B23 as a marker of proliferation activity of human peripheral lymphocytes // Immunology letters. - 2002. - Vol. 83. -No. 1. - P. 67-72.

230. Huttlin E.L., Bruckner R.J., Navarrete-Perea J., Cannon J.R., Baltier K., Gebreab F., Gygi M.P., Thornock A., Zarraga G., Tam S., Szpyt J., Gassaway B.M., Panov A., Parzen H., Fu S., Golbazi A., Maenpaa E., Stricker K., Thakurta S.G., Zhang T., Rad R., Pan J., Nusinow D.P., Paulo J.A., Schweppe D.K., Vaites L.P., Harper J.W., Gygi S.P. Dual proteome-scale networks reveal cell-specific remodeling of the human interactome // Cell. - 2021. - Vol. 184. - No. 11. - P. 3022-3040.e28.

231. Ma Y., Wang J., He X., Liu Y., Zhen S., An L., Yang Q., Niu F., Wang H., An B., Tai X., Yan Z., Wu C., Yang X., LiuX. Molecular mechanism of human ISG20L2 for the ITS1 cleavage in the processing of 18S precursor ribosomal RNA // Nucleic Acids Research. - 2024. - Vol. 52. - No. 4. - P.1878-1895.

232. Cruz V.E., Weirich C.S., Peddada N., Erzberger J.P. The DEAD-box ATPase Dbp10/DDX54 initiates peptidyl transferase center formation during 60S ribosome biogenesis // Nature communications. - 2024. - Vol. 15. - No. 1. - P. 1-14.

233. Mitterer V., Hamze H., Kunowska N., Stelzl U., Henras A.K., Hurt E. The RNA helicase Dbp10 coordinates assembly factor association with PTC maturation during ribosome biogenesis // Nucleic Acids Research. - 2024. - Vol. 52. - No. 4. - P. 1975-1987

234. Yoshikawa H., Ishikawa H., Izumikawa K., Miura Y., Hayano T., Isobe T., Simpson R.J., Takahashi N. Human nucleolar protein Nop52 (RRP1/NNP-1) is involved in site 2 cleavage in internal transcribed spacer 1 of pre-rRNAs at early stages of ribosome biogenesis // Nucleic Acids Reearchs. -2015. - Vol. 43. - No. 11. - P. 5524-5536.

235. Horsey E.W., Jakovljevic J., Miles T.D., Harnpicharnchai P., Woolford Jr J.L. Role of the yeast Rrpl protein in the dynamics of pre-ribosome maturation // RNA. - 2004. - Vol. 10. - No. 5. - P. 813-827.

236. Gibbs E., Perrone B., Hassan A., Kümmerle R., Kriwacki R. NPM1 exhibits structural and dynamic heterogeneity upon phase separation with the p14ARF tumor suppressor // Journal of magnetic resonance. - 2020. - Vol. 310. - P. 1-8.

237. Ayrault O., Andrique L., Fauvin D., Eymin B., Gazzeri S., Seiteet P. Human tumor suppressor p14ARF negatively regulates rRNA transcription and inhibits UBF1 transcription factor phosphorylation // Oncogene. - 2006. - Vol. - 25. - No. 58. - P. 7577-7586.

238. James A., Wang Y., Raje H., Rosby R., DiMario P. Nucleolar stress with and without p53 // Nucleus. - 2014. - Vol. 5. - No. 5. - P. 402-426.

239. Hoeferlin L.A., Oleinik N.V., Krupenko N.I., Krupenkoet S.A. Activation of p21-Dependent G1/G2 Arrest in the Absence of DNA Damage as an Antiapoptotic Response to Metabolic Stress // Genes and cancer. - 2011. - Vol. - 2. - No. 9. - P. 889.

240. Waldman T., Lengauer C., Kinzler K.W., Vogelsteinet B. Uncoupling of S phase and mitosis induced by anticancer agents in cells lacking p21 // Nature. - 1996. - Vol. 381. - No. 6584. - P. 713-716.

241. Kastan M.B., Kuerbitz S.J. Control of G1 arrest after DNA damage // Environmental health perspectives. - 1993. - Vol. 101 - No. Suppl 5. - P. 55-58.

242. Linke S.P., Clarkin K.C., Di Leonardo A., Tsou A., Wahl GM. A reversible, p53-dependent G0/G1 cell cycle arrest induced by ribonucleotide depletion in the absence of detectable DNA damage // Genes and developmen. - 1996. - Vol. 10. - No. 8. - P. 934-947.

243. Pellegata N.S., Antoniono R.J., Redpath J.L., Stanbridgeet E.J. DNA damage and p53-mediated cell cycle arrest: a reevaluation // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. - 1996. - Vol. 93. - No. 26. - P. 15209-15214.

244. Brown L., Boswell S., Raj L., Leeet S.W. Transcriptional targets of p53 that regulate cellular proliferation // Critical reviews in eukaryotic gene expression. - 2007. - Vol. 17. - No. 1. - P. 7385.

245. Dong Z., Zhu C., Zhan Q., Jiang W. The roles of RRP15 in nucleolar formation , ribosome biogenesis and checkpoint control in human cells // Oncotarget. - 2017. - Vol. 8. - No. 8. - P. 13240-13252.

246. Zhang Y., Lu H. Signaling to p53: ribosomal proteins find their way // Cancer Cell. - 2009. -Vol. 16. - No. 5. - P. 369-377.

247. Zhao D., Qian L., Zhuang D., Wang L., Cao Y., Zhou F., Zhang S., Liu Y., Liang Y., Zhang W., Kang W., Zhang M., Wang Y., Zhang F., Zhang W., Xiao J., Xu G., Lv Y., Zou X., Zhuge Y., Zhang B. Inhibition of ribosomal RNA processing 15 Homolog (RRP15), which is overexpressed in hepatocellular carcinoma, suppresses tumour growth via induction of senescence and apoptosis // Cancer letters. - 2021. - Vol. 519. - P. 315-327.

248. Pfister A.S., Keil M., Kühl M. The Wnt Target Protein Peter Pan Defines a Novel p53-

independent Nucleolar Stress-Response Pathway // The Journal of biological chemistry. - 2015. -Vol. 290. - No.17. - P. 10905-10918.

249. Hanahan D., Weinberg R.A. Hallmarks of Cancer: The Next Generation // Cell. - 2011. - Vol. 144. - No. 5. - P. 646-674.

Благодарности

Автор выражает искреннюю благодарность и признательность памяти первого научного руководителя, д.б.н. О.В. Зацепиной, за неоценимую помощь в работе, постоянную поддержку, внимание и плодотворные дискуссии, а также настоящему научному руководителю, д.б.н. Ю.П. Рубцову, за руководство и содействие в исследовании. Также автор выражает благодарность к.б.н. М.Ю. Кордюковой и к.х.н. М.А. Ползикову за помощь в освоении основных молекулярно-биологических и биохимических методов, а также за получение моноклональных антител к SURF6, д.б.н. М.П. Рубцовой за содействие в освоении метода ультрацентрифугирования, к.б.н. М.В. Малышевой и к.б.н. М.А. Стрельцовой за помощь в освоении методик работы с лимфоцитами, д.б.н. Т.И. Булычевой за помощь в получении образцов крови пациентов, д.б.н. С.В. Хайдукову за помощь в проведении экспериментов с использованием проточной цитофлуориметрии, к.б.н. А.С. Дерябину, К.Л. Доброчаевой и к.б.н. Н.В. Антиповой за ценный вклад в работу и плодотворные дискуссии, а также всем сотрудникам отдела функционирования живых систем ИБХ РАН за помощь, советы и благоприятную рабочую атмосферу.

Отдельная благодарность моей семье - мужу Ивану Александровичу Моралеву и родителям Андрею Владимировичу и Валерии Олеговне Прудкоглядам - за неизменную веру в меня и всестороннюю поддержку на всем протяжении научного пути.

Работа выполнена при поддержке Министерства науки и высшего образования Российской Федерации (соглашение №075-015-2024-536 "Онкотераностика и проблемы резистентности к противоопухолевым и антибактериальным препаратам")