Роль элементов 23S pРНК в формировании сайтов связывания тРНК на рибосоме Escherichia coli и в процессе транслокации тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.10, кандидат химических наук Лесняк, Дмитрий Витальевич
- Специальность ВАК РФ02.00.10
- Количество страниц 117
Оглавление диссертации кандидат химических наук Лесняк, Дмитрий Витальевич
СОДЕРЖАНИЕ.
СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.
ВВЕДЕНИЕ.
1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.
1.1. Структура 70S частиц Escherichia сои.
1.2. Связывание тРНК с рибосомой.
1.3. Расположение молекул тРНК в различных функциональных состояниях рибосомы.
1.3.1. А/Т положение тРНК.
1.3.2. А/А положение тРНК.
1.3.3. Р/Р положение тРНК па рибосоме.
1.3.4. Е/Е-положение тРНК на рибосоме.
1.4. Изменение конформации тРНК во время элонгационного цикла.
1.5. Гибридные сайты связывания тРНК.
1.6. Исследования динамики тРНК на рибосомах методом флуоресцентного резонансного переноса энергии.
1.7. Структура рибосомы при гибридном положении тРНК.
1.8. Эволюция представлений о структуре и функции Е-сайта.
1.9. Обратная транслокация тРНК.
Рекомендованный список диссертаций по специальности «Биоорганическая химия», 02.00.10 шифр ВАК
Влияние мутаций в элементах 23S pPHK на функционирование факторов элонгации Escherichia coli2007 год, кандидат химических наук Бураковский, Дмитрий Евгеньевич
Изучение структурной и функциональной роли элементов центрального протуберанца большой субчастицы рибосомы2005 год, кандидат химических наук Кипарисов, Сергей Владиславович
Взаимодействие транспортной РНК с рибосомами Escherichia coli1984 год, доктор биологических наук Кириллов, Станислав Викторович
Структурно-функциональный анализ среднего (М) домена фактора терминации трансляции eRF1 человека2008 год, кандидат биологических наук Иванова, Елена Викторовна
Молекулярные аспекты функционирования рибосомных РНК2008 год, доктор химических наук Сергиев, Петр Владимирович
Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Роль элементов 23S pРНК в формировании сайтов связывания тРНК на рибосоме Escherichia coli и в процессе транслокации»
Рибосома - сложная молекулярная машина рибонуклеопротеидной природы. В клетках всех живых существ она отвечает за синтез белка. Процесс биосинтеза белка занимает центральное место в молекулярной биологии, и история его изучения насчитывает уже более половины столетия. За это время значительно возросли возможности исследователей, умножились знания во всех областях науки, ускорились средства получения и обработки экспериментальных данных, но количество работ, посвященных изучению работы рибосомы, только возрастает. В рибосомологии осталось много загадок.
Одной из наиболее интригующих тайн является транслокация мРНК и тРНК на рибосоме. Это активный, динамичный процесс, для понимания которого мало знать атомарную структуру рибосомы и ее комплексов с мРНК и тРНК. Необходимы глубокие структурно-функциональные исследования, воспроизведение промежуточных стадий процесса in vitro и их изучение, выяснение роли отдельных элементов всего молекулярного ансамбля в транслокации.
В настоящей работе мы изучали свойства Е-сайта рибосомы с помощью сайт-направленного мутагенеза, а также выясняли роль малоизученного участка пептидилтрансферазного центра в цикле трансляции. Нами были сделаны две точечные замены в 23 S рибосомной РНК, которые оказали серьезное влияние на жизнеспособность мутантных штаммов Escherichia coli. Мутации были нацелены на заранее определенные этапы процесса транслокации. Одна из введенных мутаций привела к сильному снижению жизнеспособности клеток, вторая оказалась летальной. Работа посвящена изучению отдельных стадий функционирования рибосомы, которые оказались нарушены в результате данного мутагенеза. Основные эксперименты сделаны in vitro на очищенных компонентах аппарата трансляции. Обзор литературы посвящен положениям тРНК на рибосоме на различных этапах элонгационного цикла и рассмотрению современных моделей транслокации мРНК и тРНК на рибосоме.
1. Обзор литературы
Похожие диссертационные работы по специальности «Биоорганическая химия», 02.00.10 шифр ВАК
Ферментативные свойства pPHK метилтрансферазы RSMD Escherichia coli2012 год, кандидат химических наук Сергеева, Ольга Владимировна
Количественное изучение взаимодействия полиуридиловой кислоты с рибосомами Escherichia coli и роль Y-основания в кодон-антикодоновом взаимодействии1984 год, кандидат биологических наук Катунин, Владимир Иванович
Термодинамические и кинетические параметры взаимодействия транспортной РНК с А сайтом 70S рибосомы Escherichia coli: роль 37 нуклеотида2004 год, кандидат физико-математических наук Коневега, Андрей Леонидович
Рибосомная супрессия и функционирование аппарата белкового синтеза у эукариот1984 год, доктор биологических наук Сургучев, Андрей Павлович
Структурно-функциональная топография рибосом человека по данным аффинной модификации реакционноспособными производными олигорибонуклеотидов2008 год, доктор химических наук Грайфер, Дмитрий Маратович
Заключение диссертации по теме «Биоорганическая химия», Лесняк, Дмитрий Витальевич
4. Выводы
1. Мутация С2394в 23Б рРНК нарушает связывание деацилированной тРНК с Е- и Р/Е-сайтами рибосомы.
2. Отсутствие стабильного связывания тРНК с Е- и Р/Е-сайтами рибосомы приводит к увеличению частоты сдвига рамки считывания и прочтения стоп-кодонов как смысловых.
3. Связывание тРНК с гибридным Р/Е-сайтом рибосомы необходимо для стимуляции СТРазной активности ЕР-в.
4. Мутация в2061С 23Б рРНК летальна. Она приводит к изменению константы связывания РЬе-тРНКРЬс с рибосомой, ингибирует пептидилтрансферазную реакцию с пуромицином и приводит к изменению конформации пептидилтрансферазного центра.
5. Нуклеотид в2061 23Б рРНК необходим для функциональной активности белка ЯМЕ.
Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Лесняк, Дмитрий Витальевич, 2007 год
1. Cech, T.R., A.J. Zaug, and P.J. Grabowski, In vitro splicing of the ribosomal RNA precursor of Tetrahymena: involvement of a guanosine nucleotide in the excision of the intervening sequence. Cell, 1981. 27: p. 487-496.
2. Noller, H.F., Ribosomal RNA and translation. 1991.60: p. 191-227.
3. Doty, P., et al., Secondary structure of ribonucleic acids. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1959. 51: p. 1134.
4. Hansen, J.L., et al., Progress toward an understanding of the structure and enzymatic mechanism of the large ribosomal subunit. Cold Spring Harb Symp Quant Biol, 2001. 66: p. 33-42.
5. Ban, N., et al., A 9 A resolution X-ray crystallographic map of the large ribosomal subunit. Cell, 1998. 93: p. 1105-1115.
6. Ban, N., et al., Placement of protein and RNA structures into a 5 A-resolution map of the 50S ribosomal submit. Nature, 1999. 400(6747): p. 841-847.
7. Ban, N., et al., The complete atomic structure of the large ribosomal submit at 2.4 A resolution. Science, 2000.289(5481): p. 905-920.
8. Klein, D.J., et al., The kink-turn: a new RNA secondary structure motif. Embo J, 2001. 20(15): p. 4214-21.
9. Tamura, M. and S.R. Holbrook, Sequence and structural conservation in RNA ribose zippers. J Mol Biol, 2002. 320(3): p. 455-74.
10. Ban, N., et al., The complete atomic structure of the large ribosomal submit at 2.4 A resolution. Science, 2000.289(5481): p. 905-20.
11. Mueller, F., et al., The 3D arrangement of the 23 S and 5 S rRNA in the Escherichia coli 50 S ribosomal submit based on a cryo-electron microscopic reconstruction at 7.5 A resolution. J Mol Biol, 2000. 298(1): p. 35-59.
12. Frank, J., et al., A model of the translational apparatus based on a three-dimensional reconstruction of the Escherichia coli ribosome. Biochem. Cell Biol., 1995. 73(11-12): p. 757-765.
13. Baram, D. and A. Yonath, From peptide-bond formation to cotranslational folding: dynamic, regulatory and evolutionary aspects. FEBS Lett, 2005. 579(4): p. 948-54.
14. Gilbert, R.J., et al., Three-dimensional structures of translating ribosomes by Cryo-EM. Mol Cell, 2004.14(1): p. 57-66.
15. Lu, J. and C. Deutsch, Folding zones inside the ribosomal exit tunnel. Nat Struct Mol Biol, 2005.12(12): p. 1123-9.
16. Voss, N.R., et al., The geometry of the ribosomal polypeptide exit tunnel. J Mol Biol, 2006. 360(4): p. 893-906.
17. Cate, J.H., et al., X-ray crystal structures of 70S ribosome functional complexes. Science, 1999.285(5436): p. 2095-104.
18. Sergiev, P.V., et al., The conserved A-site finger of the 23S rRNA: just one of the intersubunit bridges or a part of the allosteric communication pathway? J Mol Biol, 2005. 353(1): p. 116-23.
19. Selmer, M., et al., Structure of the 70S Ribosome Complexed with mRNA and tRNA. Science, 2006(313): p. 1935-1942.
20. Kaminishi, T., et al., A snapshot of the 30S ribosomal subunit capturing mRNA via the Shine-Dalgarno interaction. Structure, 2007.15(3): p. 289-97.
21. Zavialov, A.V. and M. Ehrenberg, Peptidyl-tRNA regulates the GTPase activity of translation factors. Cell, 2003.114(1): p. 113-122.
22. Selmer, M., et al., Structure of the 70S ribosome complexed with mRNA and tRNA. Science, 2006.313(5795): p. 1935-42.
23. Schillingbartetzko, S., et al., Apparent Association Constants of Transfer-Rnas for the Ribosomal A-Site, P-Site, and E-Site. Journal of Biological Chemistry, 1992. 267(7): p. 4693-4702.
24. Wurmbach, P. and K.H. Nierhaus, Codon-anticodon interaction at the ribosomal P (peptidyl-tRNA)site. Proc Natl Acad Sci USA, 1979. 76(5): p. 2143-7.
25. Samaha, R.R., R. Green, and H.F. Noller, A base pair between tRNA and 23S rRNA in the peptidyl transferase centre of the ribosome. Nature, 1995.377(6547): p. 309-14.
26. Kim, D.F. and R. Green, Base-pairing between 23S rRNA and tRNA in the ribosomal A site. Mol Cell, 1999.4(5): p. 859-64.
27. Virumae, K., et al., Functional importance of the 3'-terminal adenosine of tRNA in ribosomal translation. J Biol Chem, 2002.277(27): p. 24128-34.
28. Valle, M., et al., Incorporation of aminoacyl-tRNA into the ribosome as seen by cryo-electron microscopy Nat. Struct. Biol., 2003.10(11): p. 899-906.
29. Valle, M., et al., Cryo-EM reveals an active role for aminoacyl-tRNA in the accommodation process. EMBO J., 2002.21(13): p. 3557-3567.
30. Swart, G.M.W. and A. Parmeggiani, Effects of the mutation glycin-222 -> aspartic acid on the functions of elongation factor Tu. Biochemistry, 1987. 26: p. 2047-2054.
31. Vorstenbosch, E., et al., The G222 mutation in elongation factor Tu inhibits the codon-induced conformational changes leading to GTPase activation on the ribosome. EMBO J., 1996.15: p. 6166-611 A.
32. Pape, T., W. Wintermeyer, and M.V. Rodnina, Complete kinetic mechanism of elongation factor Tu-dependent binding of aminoacyl-tRNA to the A site of the E. coli ribosome. EMBO J., 1998.17(24): p. 7490-7497.
33. Rodnina, M.V., et al., Initial binding of the elongation factor Tu.GTP.aminoacyl-tRNA complex preceding codon recognition on the ribosome. J.Biol.Chem., 1996. 271(2): p. 646652.
34. Yusupov, M.M., et al., Crystal structure of the ribosome at 5.5 A resolution. Science, 2001. 292(5518): p. 883-96.
35. Lodmell, J.S. and A.E. Dahlberg, A conformational switch in Escherichia coli 16S ribosomal RNA during decoding of messenger RNA. Science, 1997. 277(5330): p. 12621267.
36. Ogle, J.M., et al., Recognition of cognate transfer RNA by the 30S ribosomal submit. Science, 2001. 292(5518): p. 897-902.
37. Abdi, N.M. and K. Fredrick, Contribution of 16S rRNA nucleotides forming the 30S submit A andP sites to translation in Escherichia coli. Rna,2005.11(11): p. 1624-32.
38. Ashraf, S.S., R. Guenther, and P.F. Agris, Orientation of the tRNA anticodon in the ribosomal P-site: quantitative footprinting with U33-modified, anticodon stem and loop domains. RNA, 1999. 5(9): p. 1191-9.
39. Lancaster, L. and H.F. Noller, Involvement of 16S rRNA nucleotides G1338 and A1339 in discrimination of initiator tRNA. Mol Cell, 2005.20(4): p. 623-32.
40. Bashan, A., et al., Structural basis of the ribosomal machinery for peptide bond formation, translocation, and nascent chain progression. 2003.11(1): p. 91-102.
41. Moazed, D. and H.F. Noller, Interaction of tRNA with 23S rRNA in the ribosomal A, P, and E sites. Cell, 1989. 57(4): p. 585-97.
42. Semenkov, Y.P., M.V. Rodnina, and W. Wintermeyer, The "allosteric three-site model" of elongation cannot be confirmed in a well-defined ribosome system from Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 1996. 93(22): p. 12183-12188.
43. Döring, T., et al., The decoding region of 16S RNA; a cross-linking study of the ribosomal A, P and E sites using tRNA derivatized at position 32 in the anticodon loop. Embo J, 1994. 13(11): p. 2677-85.
44. Feinberg, J.S. and S. Joseph, Identification of molecular interactions between P-site tRNA and the ribosome essential for translocation. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 2001. 98: p. 11120-11125.
45. Lill, R., J.M. Robertson, and W. Wintermeyer, Binding of the 3'-terminus of tRNA to 23S rRNA in the ribosomal exit site actively promotes translocation. EMBO J., 1989. 8: p. 39333938.
46. Schmeing, T.M., P.B. Moore, and T.A. Steitz, Structures of deacylated tRNA mimics bound to the E site of the large ribosomal subunit. RNA, 2003.9(11): p. 1345-1352.
47. Pan, D., et al., Rapid ribosomal translocation depends on the conserved 18-55 base pair in P-site transfer RNA. Nat Struct Mol Biol, 2006.13(4): p. 354-9.
48. Cochella, L. and R. Green, An active role for tRNA in decoding beyond codon:anticodon pairing Science, 2005.308: p. 1123-1124.
49. Vacher, J. and R.H. Buckingham, Effect of photochemical crosslink S4U(8)-C(13) on suppressor activity of su+ tRNATrpfrom Escherichia coli. J Mol Biol, 1979.129(2): p. 28794.
50. Bretscher, M.S., Translocation in protein synthesis: a hybrid structure model. Nature, 1968. 218(5142): p. 675-7.
51. Moazed, D. and H.F. Noller, Intermediate states in the movement of transfer RNA in the ribosome. Nature, 1989.342(6246): p. 142-8.
52. Agrawal, R.K., et al., Effect of buffer conditions on the position of tRNA on the 70 S ribosome as visualized by cryoelectron microscopy. J. Biol. Chem., 1999. 274: p. 87238729.
53. Taylor, D.J., et al., Structures of modified eEF2 80S ribosome complexes reveal the role of GTP hydrolysis in translocation. Embo J, 2007. 26(9): p. 2421-31.
54. Valle, M., et al., Locking and unlocking of ribosomal motions. Cell, 2003. 114(1): p. 123134.
55. Allen, G.S. and J. Frank, Structural insights on the translation initiation complex: ghosts of a universal initiation complex. Molecular Microbiology, 2007.4(63): p. 941-950.
56. Sharma, D., D.R. Southworth, and R. Green, EF-G-independent reactivity of a pre-translocation-state ribosome complex with the aminoacyl tRNA substrate puromycin supports an intermediate (hybrid) state of tRNA binding. RNA, 2004.10(1): p. 102-113.
57. Ermolenko, D.N., et al., The antibiotic viomycin traps the ribosome in an intermediate state of translocation. Nat Struct Mol Biol, 2007.14(6): p. 493-7.
58. Dorner, S., et al., The hybrid state of tRNA binding is an authentic translation elongation intermediate. Nat Struct Mol Biol, 2006.13(3): p. 234-41.
59. Spiegel, P.C., D.N. Ermolenko, and H. Noller, Elongation factor G stabilizes the hybridstate conformation of the 70S ribosome. RNA, 2007(13): p. 1-10.
60. Blanchard, S.C., et al., tRNA dynamics on the ribosome during translation. 2004. 101(35): p. 12893-12898.
61. Munro, J.B., et al., Identification of two distinct hybrid state intermediates on the ribosome. Mol Cell, 2007.25(4): p. 505-17.
62. Pan, D., S.V. Kirillov, and B.S. Cooperman, Kinetically competent intermediates in the translocation step of protein synthesis. Mol Cell, 2007. 25(4): p. 519-29.
63. Borowski, C., M.V. Rodnina, and W. Wintermeyer, Truncated elongation factor G lacking the G domain promotes translocation of the 3' end but not of the anticodon domain of peptidyl-tRNA. Proc Natl Acad Sci USA, 1996.93(9): p. 4202-6.
64. Frank, J. and R.K. Agrawal, A ratchet-like inter-subunit reorganization of the ribosome during translocation. Nature, 2000.406(6793): p. 318-322.
65. Gao, H., et al., Study of the Structural Dynamics of the E. coli 70S Ribosome Using RealSpace Refinement. Cell, 2003.113(6): p. 789-801.
66. Allen, G.S., et al., The cryo-EM structure of a translation initiation complex from Escherichia coli. Cell, 2005.121(5): p. 703-12.
67. Klaholz, B.P., A.G. Myasnikov, and M. Van Heel, Visualization of release factor 3 on the ribosome during termination of protein synthesis. Nature, 2004. 427(6977): p. 862-865.
68. Gao, N., et al., Mechanism for the disassembly of the posttermination complex inferred from cryo-EM studies. Mol Cell, 2005.18(6): p. 663-74.
69. Ermolenko, D.N., et al., Observation of Inter subunit Movement of the Ribosome in Solution Using FRET. J Mol Biol, 2007.370(3): p. 530-40.
70. Korostelev, A., et al., Crystal structure of a 70S ribosome-tRNA complex reveals functional interactions and rearrangements. Cell, 2006.126(6): p. 1065-77.
71. Davydova, E.K. and L.P. Ovchinnikov, ADP-ribosylated elongation factor 2 (ADP-ribosyl-EF-2) is unable to promote translocation within the ribosome. FEBS Lett, 1990. 261(2): p. 350-2.
72. Schuwirth, B.S., et al., Structures of the bacterial ribosome at 3.5 A resolution. Science, 2005.310(5749): p. 827-34.
73. Rheinberger, H.J., H. Sternbach, and K.H. Nierhaus, Three tRNA binding sites on Escherichia coli ribosomes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1981. 78: p. 5310-5314.
74. Robertson, J.M. and W. Wintermeyer, Mechanism of ribosomal translocation. tRNA binds transiently to an exit site before leaving the ribosome during translocation. J. Mol. Biol., 1987.196: p. 525-540.
75. Chinali, G. and A. Parmeggiani, Differential modulation of the elongation-factor-G GTPase activity by tRNA bound to the ribosomal A-site or P-site. Eur. J. Biochem., 1982. 125: p. 415-421.
76. Nagel, K. and J. Voigt, Regulation of the uncoupled GTPase activity of elongation factor G (EF-G) by the conformations of the ribosomal subunits. Biochim. Biophys. Acta., 1993. 1174: p. 153-161.
77. Sergiev, P.V., et al., Function of the ribosomal E-site: a mutagenesis study. Nucleic Acids Res, 2005.33(18): p. 6048-56.
78. Voigt, J. and K. Nagel, Regulation of elongation factor G GTPase activity by the ribosomal state. The effects of initiation factors and differentially bound tRNA, aminoacyl-tRNA, and peptidyl-tRNA. J. Biol. Chem., 1993.268: p. 100-106.
79. Joseph, S. and H.F. Noller, EF-G-catalyzed translocation of anticodon stem-loop analogs of transfer RNA in the ribosome. Embo J, 1998.17(12): p. 3478-83.
80. Konevega, A.L., et al., Spontaneous reverse movement of mRNA-bound tRNA through the ribosome. Nat Struct Mol Biol, 2007.14(4): p. 318-24.
81. Qin, Y., et al., The highly conserved LepA is a ribosomal elongation factor that back-translocates the ribosome. Cell, 2006.127(4): p. 721-33.
82. Shoji, S., S.E. Walker, and K. Fredrick, Reverse translocation of tRNA in the ribosome. Mol Cell, 2006.24(6): p. 931-42.
83. Spirin, A.S., Energetics of the ribosome. Prog Nucleic Acid Res Mol Biol, 1978. 21: p. 3962.
84. Bergemann, K. and K.H. Nierhaus, Spontaneous, elongation factor G independent translocation of Escherichia coli ribosomes. J. Bio. Chem., 1983. 258: p. 15105-15113.
85. Wintermeyer, W., et al., Mechanisms of elongation on the ribosome: dynamics of a macromolecular machine. Biochem Soc Trans, 2004.32(Pt 5): p. 733-7.
86. Agrawal, R.K., et al., Visualization of elongation factor G on the Escherichia coli 70S ribosome: the mechanism of translocation. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 1998. 95(11): p. 6134-6138.
87. Stark, H., et al., Large-scale movement of elongation factor G and extensive conformational change of the ribosome during translocation. Cell, 2000.100(3): p. 301-309.
88. March, P.E. and M. Inouye, GTP-binding membrane protein of Escherichia coli with sequence homology to initiation factor 2 and elongation factors Tu and G. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 1985.82: p. 7500-7504.
89. McGarry, K., et al., Destabilization of the P Site Codon-Anticodon Helix Results from Movement of tRNA into the PIE Hybrid State within the Ribosome. Molecular Cell, 2005. 20: p. 613-622.
90. Youngman, E.M., et al., The active site of the ribosome is composed of two layers of conserved nucleotides with distinct roles in peptide bond formation and peptide release. Cell, 2004.117(5): p. 589-599.
91. Kunkel, T., Rapid and efficient site-specific mutagenesis without phenotype selection. Proc.Natl.Acad.Sci.USA, 1985.82: p. 488-492.
92. Kunkel, T., K. Bebenek, and J. McClary, Efficient site-directed mutagenesis using uracil-containing DNA. Methods Enzymol., 1991.204: p. 125-139.
93. Asai, T., et al., An Escherichia coli strain with all chromosomal rRNA operons inactivated: complete exchange of rRNA genes between bacteria. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 1999. 96(5): p. 1971-1976.
94. Sergiev, P.V., et al., Mutations at position A960 of E. coli 23 S ribosomal RNA influence the structure of5S ribosomal RNA and the peptidyltransferase region of 23 S ribosomal RNA. 2000.299(2): p. 379-389.
95. Blaha, G., et al., Preparation of functional ribosomal complexes and effect of buffer conditions on tRNA positions observed by cryoelectron microscopy. Methods Enzymol., 2000.317: p. 292-309.
96. Leonov, A.A., et al., Affinity purification of ribosomes with a lethal G2655C mutation in 23S rRNA that affects the translocation. J.Biol.Chem., 2003.278: p. 25664-25670.
97. Bartetzko, A. and K.H. Nierhaus, Mg2+/NH4+/polyamine system for polyuridine-dependent polyphenylalanine synthesis with near in vivo characteristics. Methods Enzymol., 1988. 164: p. 650-658.
98. Noller, H.F., et al., Secondary structure model for 23S ribosomal RNA. Nucleic Acids Res, 1981.9(22): p. 6167-89.
99. Harms, J.M., et al., Alterations at the peptidyl transferase centre of the ribosome induced by the synergistic action of the streptogramins dalfopristin and quinupristin. BMC Biol, 2004. 2: p. 4.
100. Douthwaite, S., Interaction of the antibiotics clindamycin and lincomycin with Escherichia coli 23S ribosomal RNA. Nucleic Acids Res, 1992.20(18): p. 4717-20.
101. Hansen, J.L., et al., Structural insights into peptide bond formation. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A, 2002.99(18): p. 11670-11675.
102. Schmeing, T.M., et al., A pre-translocational intermediate in protein synthesis observed in crystals of enzymatically active 50Ssubmits. Nat.Struct.Biol., 2002.9(3): p. 225-230.
103. Camps, M., G. Arrizabalaga, and J. Boothroyd, An rRNA mutation identifies the apicoplast as the target for clindamycin in Toxoplasma gondii. Molecular Microbiology, 2002. 43(5): p.1309-1318.
104. Grajevskaja, R.A., Y.V. Ivanov, and E.M. Saminsky, 70-S ribosomes of Escherichia coli have an additional site for deacylated tRNA binding. Eur. J. Biochem., 1982.128: p. 47-52.
105. Lill, R., et al., Specific recognition of the 3'-terminal adenosine of tRNAPhe in the exit site of Escherichia coli ribosomes. J. Mol. Biol., 1988.203: p. 699-705.
106. Kirillov, S.V. and P. Semenkov Iu, Non-exclusive principle of AcPhe-tRNA interaction with the donor and acceptor sites of Escherichia coli ribosomes. FEBS Lett, 1982.148: p. 235— 238.
107. O'Connor, M. and A.E. Dahlberg, Mutations at U2555, a tRNA-protected base in 23S rRNA, affect translational fidelity. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 1993.90(19): p. 9214-9218.
108. Moine, H. and A.E. Dahlberg, Mutations in helix 34 of Escherichia coli 16 S ribosomal RNA have multiple effects on ribosome function and synthesis. J. Mol. Biol., 1994. 243(3): p. 402412.
109. Steege, D.A. and J.I. Horabin, Temperature-inducible amber suppressor: construction of plasmids containing the Escherichia coli serU- (supD-) gene under control of the bacteriophage lambdapLpromoter. J Bacteriol, 1983.155(3): p. 1417-25.
110. Bachler, M., R. Schroeder, and U. von Ahsen, StreptoTag: a novel method for the isolation of RNA-bindingproteins. RNA, 1999. 5: p. 1509-1516.
111. Bogdanov, A.A., Some structural aspects of the peptidyltransferase reaction., Mol Biol (Mosk), 2003.37(3): p. 511-4.
112. Scatchard, G.N., The attractions of proteins for small molecules. Ann. N.Y. Acad. Sci., 1949.51:p.660-672.
113. Hesslein, A.E., et al., Exploration of the conserved A+C wobble pair within the ribosomal peptidyl transferase center using affinity purified mutant ribosomes. Nucleic Acids Res, 2004.32(12): p. 3760-70.
114. La Teana, A., C.O. Gualerzi, and A.E. Dahlberg, Initiation factor IF 2 binds to the alpha-sarcin loop and helix 89 of Escherichia coli 23S ribosomal RNA. RNA, 2001. 7(8): p. 11731179.
115. Moazed, D. and H.F. Noller, Binding of tRNA to the ribosomal A and P sites protects two distinct sets of nucleotides in 16 SrRNA. J Mol Biol, 1990.211(1): p. 135-45.
116. Moazed, D. and H.F. Noller, Sites of interaction of the CCA end ofpeptidyl-tRNA with 23S rRNA. Proc Natl Acad Sci U S A, 1991.88(9): p. 3725-8.
117. Polacek, N., et al., The critical role of the universally conserved A2602 of 23S ribosomal RNA in the release of the nascent peptide during translation termination. Molecular Cell, 2003.11(1): p. 103-112.
118. Hausner, T.P., U. Geigenmuller, and K.H. Nierhaus, The allosteric three-site model for the ribosomal elongation cycle. New insights into the inhibition mechanisms of aminoglycosides, thiostrepton, andviomycin. J Biol Chem, 1988.263(26): p. 13103-11.
119. Borovinskaya, M.A., et al., Structural basis for aminoglycoside inhibition of bacterial ribosome recycling. Nat Struct Mol Biol, 2007.14(8): p. 727-32.
120. Ali, I.K., et al., Deletion of a conserved, central ribosomal intersubunit RNA bridge. Mol Cell, 2006.23(6): p. 865-74.
121. Lovmar, M., T. Tenson, and M. Ehrenberg, Kinetics of Macrolide Action. J. Bio. Chem., 2004.279(51): p. 53506-53515.
122. Herr, A.J., et al., Drop-off During Ribosome Hopping. J. Mol. Biol., 2001.311: p. 445-452.
123. Wada, A., et al., Structure and probable genetic location of a ribosome modulation factor associated with 100S ribosomes in stationary phase Escherichia coli cells. Proc Natl Acad Sei USA, 1990.87: p. 2657-2661.
124. Wada, A., et al., Ribosome modulation factor: stationary growth phase-specific inhibitor of ribosome functions from Escherichia coli. Biochem Biophys Res Commun, 1995. 214(2): p. 410-417.
125. Hinnebusch, A.G., Translational control of GCN4: an in vivo barometer of initiation-factor activity. Trends Biochem. Sei., 1994.19: p. 409-414.
126. Niven, G., Ribosome modulation factor protects Escherichia coli during heat stress, but this may not be dependent on ribosome dimerisation. Arch Microbiol, 2004.182: p. 60-66.
127. Kitagawa, M., et al. Complete set of ORF clones of Escherichia coli ASKA library
128. A Complete Set of E. coli K-12 ORF Archive): Unique Resources for Biological Research. DNA Research, 2005.12, p. 291-299
129. Baba, T., et al. Construction of Escherichia coli K-12 in-frame, single-gene knockout mutants: the Keio collection. Molecular Systems Biology, 2006. 2:2006.0008.
130. Youngman, E.M. and R. Green, Affinity purification of in vivo-assembled ribosomes for in vitro biochemical analysis. Methods, 2005.36(3): p. 305-12.
131. Smeulders, M.J., et al., Adaptation of Mycobacterium smegmatis to stationary phase. J Bacteriol, 1999.181(1): p. 270-83.
Обратите внимание, представленные выше научные тексты размещены для ознакомления и получены посредством распознавания оригинальных текстов диссертаций (OCR). В связи с чем, в них могут содержаться ошибки, связанные с несовершенством алгоритмов распознавания. В PDF файлах диссертаций и авторефератов, которые мы доставляем, подобных ошибок нет.