Роль катехоламинов мозга в развитии гиперпролактинемии тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.01, кандидат биологических наук Дильмухаметова, Лилия Кадыровна

• Дильмухаметова, Лилия Кадыровна
• кандидат биологических наук
• 2012

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Дильмухаметова, Лилия Кадыровна

ОГЛАВЛЕНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Пролактин в гипофизе

1.1.1. Ген и структура пролактина

1.1.2. Секреция пролактина в гипофизе

1.1.3. Функциональное значение пролактина

1.1.4. Регуляция секреции пролактина

1.2. Катехоламинергическая система мозга

1.2.1. Метаболизм катехоламинов

1.2.1.1. Синтез катехоламинов

1.2.1.2. Обратный захват катехоламинов

1.2.1.3. Деградация катехоламинов

1.2.2. Рецепторы дофамина

1.3. Нигростриатная дофаминергическая система

1.4. Тубероинфундибулярная катехоламинергическая система

1.4.1. Дофамин-синтезирующие нейроны аркуатного ядра

1.4.1.1. Топография и морфология дофамин-синтезирующих нейронов аркуатного ядра

1.4.1.2. Функционирование и нейрогуморальная регуляция дофаминергических нейронов аркуатного ядра

1.4.2. Катехоламинергические аксоны в аркуатном ядре

1.4.2.1. Топография и морфология катехоламинергических аксонов

1.4.3. Роль дофамина и норадреналина в регуляции секреции пролактина

1.5. Патология тубероинфундибулярной дофамин-продуцирующей и норадренергической систем

1.5.1. Синдром гиперпролактинемии

1.5.2. Экспериментальные модели гиперпролактинемии

1.5.2.1. Генетические модели

1.5.2.2. Фармакологические модели

ГЛАВА II. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

П.1. Животные

П.2. Эксперименты и подготовка материала

П.2.1. Инъекции 6-гидроксидофамина (6-ГДА) и десметилимипрамина (ДМИ)

П.2.2. Подготовка крови и гипофиза к исследованиям

П.2.3. Выделение стриатума, черной субстанции, аркуатного ядра и срединного возвышения

П.2.4. Проточная инкубация слайсов медиобазального гипоталамуса

П.З. Методы

11.3.1. Биохимическое определение содержания катехоламинов методом высокоэффективной жидкостной хроматографии с электрохимической детекцией

П.3.2. Иммуноферментное определение пролактина в крови и гипофизе

П.3.3. Оценка синтеза мРНК Д2-рецепторов в гипофизе методом полимеразной цепной реакции

П.3.4. Иммуноцитохимическое исследование срезов аркуатного ядра

П.3.4.1. Пероксидазное моно-иммуномечение тирозингидроксилазы в аркуатном ядре

П.3.4.2. Пероксидазное моно-иммумечение дофамин-Р-гидроксилазы в аркуатном ядре

I.3.5. Световая микроскопия и анализ изображений

II.4. Статистика

ГЛАВА III. РЕЗУЛЬТАТЫ

III. 1. Уровень пролактина у крыс после введения 6-ГДА или ДМИ и 6-ГДА

Ш.1.1. Концентрация пролактина в плазме крови

III. 1.2. Содержание пролактина в передней доле гипофиза

Ш.2. Катехоламины в нигростриатной системе после введения ДМИ и 6-ГДА

Ш.2.1. Содержание катехоламинов в черной субстанции

Ш.2.2. Концентрация катехоламинов в стриатуме

Ш.З. Катехоламины в тубероинфундибулярной системе после введения ДМИ и 6-ГДА

Ш.3.1. Содержание катехоламинов в аркуатном ядре

Ш.3.2. Содержание катехоламинов в срединном возвышении

Ш.4. Катехоламины в инкубационной среде, в ткани медиобазального гипоталамуса после инкубации и их общее содержание после введения 6-ГДА или ДМИ и 6-ГДА

Н.4.1. Содержание катехоламинов в инкубационной среде

Ш.4.1.1. На 14-й день после введений

Ш.4.1.2. На 45-й день после введений

Ш.4.2. Содержание катехоламинов в медиобазальном гипоталамусе после проточной инкубации

Ш.4.2.1. На 14-й день после введений

Ш.4.2.2. На 45-й день после введений

Ш.4.3. Общее содержание катехоламинов в инкубационной среде и в ткани медиобазального гипоталамуса после инкубации

Ш.4.3.1. На 14-й день после введений

Ш.4.3.2. На 45-й день после введений

Ш.5. Уровень экспрессии мРНК Д2-рецепторов в передней доле гипофиза после введения 6-ГДА или ДМИ и 6-ГДА

Ш.6. Вес передней доли гипофиза после введения 6-ГДА или ДМИ и 6-ГДА

Ш.7. Морфо-функциональные изменения в аркуатном ядре после введения 6-ГДА или ДМИ и 6-ГДА

III.7.1. Количество тирозингидроксилаза-содержащих нейронов в аркуатном ядре

Ш.7.2. Оптическая плотность тирозингидроксилазы в нейронах аркуатного ядра

Ш.7.3. Количество дофамин-р-гидроксилаза-содержащих терминалей в аркуатном ядре

ГЛАВА IV. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

IV. 1. Эффективность токсического действия 6-ГДА и протекторного действия ДМИ

1У.2. Моделирование гиперпролактинемии с помошью ДМИ и 6-ГДА

П^.З. Секреция норадреналина, дофамина и Ь-ДОФА в аркуатном ядре после дегенерации норадренергических и дофаминергических или только дофаминергических нейронов

Влияние норадреналина на экспрессию тирозингидроксилазы в нейронах аркуатного ядра

1У.5. Влияние дофамина и норадреналина экспрессию мРНК Д2-рецепторов в передней доле гипофиза

ГУ.6. Динамика развития гиперпролактинемии в условиях дефицита дофамина и норадреналина или только дофамина

^.7. Проявление пластичности мозга

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

Ь-ДОФА - Ь-диоксифенилаланин

6-ГДА - 6-гидроксидофамин

АЯ - аркуатное ядро

ГАМК - гамма-аминомасляная кислота

ВЭЖХ-ЭД - высокоэффективная жидкостная хроматография с электрохимической

детекцией

ДА - дофамин

ДАА - декарбоксилаза ароматических Ь-аминокислот

ДА-ергический - дофаминергический

ДМИ - десметилимипрамин

ДОФУК - 3,4-дигдроксифенилуксусная кислота

НА - норадреналин

НА-ергический - норадренергический

ПРЛ - пролактин

СВ- срединное возвышение

ТГ - тирозингидроксилаза

ЧС - черная субстанция

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Роль катехоламинов мозга в развитии гиперпролактинемии»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность исследования

Пролактин (ПРЛ) - полипептидный гормон, который синтезируется лактотрофами передней доли гипофиза, является одним из трех гормонов, играющих важную роль в регуляции репродуктивной функции организма (Freeman et al., 2000).

Секреция (синтез + выделение) ПРЛ находится под ингибиторным контролем дофамина (ДА), синтезирующегося дофаминергическими (ДА-ергическими) нейронами аркуатного ядра (АЯ) гипоталамуса (Moore, 1987). ДА выделяется из аксонов в срединном возвышении (СВ) гипоталамуса в гипофизарную портальную систему циркуляции, достигает с портальным кровотоком передней доли гипофиза, оказывая ингибирующее влияние на секрецию ПРЛ через Д2-рецепторы на лактотрофах (Colthorpe et al., 2000; Freeman et al., 2000; Ben-Jonathan and Hnasko, 2001).

Нашей лабораторией было показано, что ДА синтезируется не только в ДА-ергических нейронах, содержащих оба фермента синтеза ДА -тирозингидроксилазу (ТГ) и декарбоксилазу ароматических аминокислот (ДАА), но и в так называемых в моноферментных неДА-ергических нейронах, экспрессирующих только один из ферментов (Ershov et al., 2005; Ugrumov, 2008). При этом L-диоксифенилаланин (L-ДОФА) диффундирует из ТГ-содержащих нейронов, не содержащих ДАА, в межклеточное постранство, а затем захватывается нейронами, экспрессирующими ДАА, где и превращается в ДА (Ugrumov et al., 2002, 2004; Ugrumov, 2009).

Помимо ДА в регуляции секреции ПРЛ принимает участие и норадреналин (НА), синтезирующийся норадренергическими (НА-ергическими) нейронами ствола мозга (Moore and Bloom, 1979; Koshiyama et al., 1987; Thomas et al., 1989; Colthorpe et al., 2000). НА из аксонов этих нейронов так же выделяется в СВ и попадает в портальную систему циркуляции, где его концентрация выше, чем в общей системе циркуляции и выше, чем концентрация ДА (Thomas et al., 1989а). Механизмы влияния НА на секрецию ПРЛ лактотрофами до конца не изучены. Так, по данным in vitro НА ингибирует секрецию ПРЛ через аь а2, и ß-адренорецепторы на лактотрофах, а по данным in vivo - только через а2-адренорецепторы (Colthorpe et al., 2000). В отличие от ДА, НА помимо прямого ингибирующего влияния на лактотрофы, оказывает непрямое стимулирующее влияние на выделение ПРЛ опосредованно через нейроны АЯ (Johnston et al., 1985; Koshiyama et al., 1987; Kang et al., 2000).

При патологии гипоталамо-гипофизарной системы развивается синдром гиперпролактинемии, характеризующийся повышенной секрецией ПРЛ.

Гиперпролактинемия относится к хроническим нейродегенеративным заболеваниям, но при этом существенно отличается от хорошо известных болезней Паркинсона и Альцгеймера (Угрюмов, 2010). Так, в отличие от этих заболеваний, гиперпролактинемия приводит к бесплодию и ею страдают люди в репродуктивном периоде жизни (Serri, 2003). Гиперпролактинемия встречается у женщин чаще, чем у мужчин (7:1) и является причиной женского бесплодия в 25-40% всех случаев (Molitch, 1995).

Ключевым звеном патогенеза синдрома гиперпролактинемии является спонтанная прогрессирующая дегенерация ДА-ергических нейронов АЯ гипоталамуса (Serri et al., 2003). Снятие ингибиторного влияния ДА на секрецию ПРЛ при дегенерации ДА-ергических нейронов приводит к гиперсекреции этого гормона и к усилению пролиферативной активности лактрофов, а в конечном итоге к развитию опухоли гипофиза - пролактиномы (Fagila, 1988; Velkeniers, 1998). Как и другие нейродегенеративные заболевания, гиперпролактинемия диагностируется на поздней уже необратимой стадии развития - нередко после возникновении пролактиномы. При этом распространенность пролактином составляет от 10 до 75 случаев на 100 тыс. населения (Вагапова, 2010). После постановки диагноза лечение начинается с малоэффективной коррекции секреции ПРЛ с помощью лекарственных веществ -агонистов ДА, а кончается хирургическим удалением части гипофиза и/или целого гипофиза (Nomikos, 2001). Учитывая то, что через гипофиз осуществляется нейроэндокринная регуляция водно-солевого обмена и практически всех эндокринных функций, даже частичное его удаление требует проведения обширной гормонотерапии с целью коррекции эндокринных функций пациента в течение всей его последующей жизни. Эти обстоятельства указывают на необходимость разработки ранней диагностики и превентивного лечения гиперпролактинемии. Глубокое понимание причин и механизмов развития гиперпролактинемии, разработка ранней диагностики и лечения этого заболевания возможны только при создании адекватных экспериментальных моделей и их тщательного анализа.

Гиперпролактинемию в эксперименте обычно моделируют с помощью 6-гидроксидофамина (6-ГДА) - нейротоксина, вызывающего дегенерацию ДА-ергических нейронов АЯ, который захватыватывается в нейроны с помощью мембранного переносчика ДА. 6-ГДА чаще всего вводят стереотаксически в боковые желудочки мозга (Fenske and Wuttke, 1976; Ershov et al., 2005; Зиязетдинова et al., 2008). При этом уже через 7 дней в АЯ наблюдается значительное снижение числа ДА-ергических (биферментных) нейронов (Ershov et al., 2005).

В модели гиперпролактинемии, разработанной нашей лабораторией с помощью 6-ГДА, через две недели наблюдалось: дегенерация половины ДА-ергических нейронов в АЯ, значительное снижение содержания ДА, повышение уровня ПРЛ в крови вдвое при неизменном уровне ПРЛ в гипофизе (Угрюмов, 2007; Зиязетдинова и др., 2008).

Однако, через полтора месяца после введения нейротоксина уровень ПРЛ в крови снизился до нормы (Fenske and Wuttke, 1976, Зиязетдинова и др., 2008) как следствие восстановления ингибиторного контроля со стороны ДА за счет его компенсаторного синтеза (Зиязетдинова и др., 2008). При этом иммуногистохимически отмечено увеличение числа моноферментных неДА-ергических нейронов в АЯ, экспрессирующих ТГ или ДАА и синтезирующих ДА в кооперации (Ershov et al., 2005; Ugrumov, 2008). В совокупности эти факты рассматриваются как доказательство того, что функциональная недостаточность тубероинфундибулярной ДА-ергической системы и развившаяся при этом гиперпролактинемия компенсируются за счет увеличения числа неДА-ергических моноферментных нейронов в АЯ и соответствующего увеличения уровня кооперативного синтеза ДА.

При анализе экспериментальных моделей гиперпролактинемии никто не учитывал тот факт, что 6-ГДА помимо ДА-ергических нейронов, вызывает дегенерацию и НА-ергических нейронов (Ungersted, 1968; Uretsky and Iversen, 1969; Breese and Taylor, 1970). Авторы исходят из представления о дегенерации ДА-ергических нейронов АЯ и возникающего при этом дефицита ДА, в то время как остается открытым вопрос о возможной дегенерации НА-ергических аксонов в АЯ и СВ и ее вкладе в развитие гиперпролактинемии (Ershov et al., 2005; Зиязетдинова et al., 2008). Но в последнее время накапливаются данные в пользу того, что сопутствующая дегенерация НА-ергических нейронов также вносит серьезный вклад в патогенез синдрома гиперпролактинемии (Srinivasan and Schmidt, 2003). Однако, до сих пор при моделировании гиперпролактинемии не предпринимались попытки предотвратить дегенерацию НА-ергических аксонов для того, чтобы оценить их роль в развитии указанной патологии.

Поэтому в данной работе нам предстояло помимо модели дегенерации ДА-ергических и НА-ергических нейронов и/или их аксонов в АЯ разработать модель избирательной дегенерации только ДА-ергических нейронов, что делало бы возможным оценить вклад в развитие гиперпролактинемии каждой из катехоламинергических компонент - ДА-ергической и НА-ергической. Работа посвящена сравнительному анализу компенсаторных процессов, включающихся при

функциональной недостаточности ДА-продуцирующих нейронов АЯ в условиях а) дефицита или б) сохраннности НА-ергического влияния на них.

Цель и задачи исследования Цель: изучить роль ДА и НА в развитии гиперпролактинемии при функциональной недостаточности ДА-ергических нейронов АЯ.

Для достижения данной цели были поставлены следующие задачи:

1. Экспериментально смоделировать функциональную недостаточность ДА-ергических нейронов АЯ в условиях дефицита или сохранности НА-ергического влияния:

а) оценить эффективность действия 6-ГДА - нейротоксина, и десметилимипрамина (ДМИ) - ингибитора обратного захвата НА и токсина НА-ергическими нейронами, по изменению уровня ДА и НА в нигростриатной системе;

б) определить содержание НА, ДА и его метаболитов в тубероинфундибулярной системе при введении 6-ГДА в сочетании с ДМИ.

2. На моделях дефицита НА и ДА или только ДА оценить:

а) секреторную активность НА-ергических аксонов и ДА-ергических нейронов в АЯ;

б) количественные и качественные изменения дофамин-Р-гидроксилаза-содержащих терминалей и ТГ-содержащих нейронов АЯ;

в) чувствительность лактотрофов к ДА путем измерения уровня мРНК Д2-рецепторов в передней доле гипофиза;

г) динамику развития гиперпролактинемии по изменению уровня ПРЛ в крови и в передней доле гипофиза.

Научная новизна работы

Впервые:

• разработана фармакологическая модель гипоталамически-обусловленной некомпенсируемой гиперпролактинемии;

• показано, что гиперпролактинемия, вызванная дегенерацией ДА-ергических нейронов АЯ и дефицитом ДА, не компенсируется при сохранении НА-ергических аксонов в АЯ, что можно объяснить ингибирующим влиянием НА на компенсаторный синтез ДА;

• проведена оценка компенсаторных изменений на гипоталамическом и гипофизарном уровнях контроля секреции ПРЛ при дефиците или сохранности НА-ергического влияния;

• проведена оценка количественных и качественных изменений дофамин-Р-гидроксилаза-содержащих терминалей и ТГ-содержащих нейронов АЯ на моделях компенсируемой и некомпенсируемой гиперпролактинемии, и было показано, что при сохранении НА-ергических аксонов ингибируется экспрессия ТГ в нейронах АЯ.

Практическая значимость работы

Полученные данные:

• расширяют представления о роли гипоталамо-гипофизарного звена в нейроэндокринной регуляции репродуктивной функции;

• позволяют по новому оценить патогенез той формы синдрома гиперпролактинемии, в основе которой лежит дегенерация ДА-ергических нейронов АЯ;

• могут быть использованы при разработке доклинической диагностики и превентивного лечения гиперпролактинемии, направленного на остановку и замедление дегенерации ДА-ергических и НА-ергических нейронов, а также на повышение эффективности эндогенных компенсаторных процессов.

Работа выполнена по плану научно-исследовательских работ лаборатории гормональных регуляций ФГБУН Института биологии развития им. Н.К. Кольцова РАН, лаборатории нейрогистологии им. Б.И. Лаврентьева ФГБУ «НИИ нормальной физиологии им. П.К. Анохина» и в рамках проектов: «Фундаментальные науки -медицине», Научные школы НШ-2110.2008.4, РФФИ 07-04-92173-НЦНИа, РФФИ 08-04-01084_а, РФФИ 07-04-12211 офи, РГНФ 09-06-00543А.

Заключение диссертации по теме «Физиология», Дильмухаметова, Лилия Кадыровна

выводы

1. Экспериментально смоделирована функциональная недостаточность ДА-ергических нейронов АЯ в условиях (а) дефицита или (б) сохранности НА-ергического влияния.

2. В исследованных моделях токсическое действие 6-ГДА и протекторное действие ДМИ более выражены в нигростриатной системе, чем в тубероинфундибулярной.

3. НА подавляет компенсаторный синтез ДА, ингибируя экспрессию ТГ, вероятно, в моноферментных неДА-ергических нейронах АЯ.

4. Ингибирование синтеза мРНК Д2-рецепторов начинается при определенном пороговом уровне дефицита ДА, который зависит и от уровня НА.

5. Гиперпролактинемия, развивающаяся в условиях дефицита НА и ДА, со временем компенсируется, а в условиях дефицита только ДА - не компенсируется.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Дильмухаметова, Лилия Кадыровна, 2012 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Абрамова М.А., Угрюмов М.В., Калас А. Экспрессия тирозингидроксилазы в вазопрессииергических нейронах супраоптического ядра у крыс в онтогенезе и ее модулирование норадренергическими афферентами. Журнал эволюц. биохимии и физиологии. 2006. Т. 42. № 2. С. 140-145. Бабичев В.Н. Половые гормоны и центральная нервная система. Рос. Хим. ж. 2005. №1. С. 94-103.

Бабичев В.Н. Нейроэндокринная регуляция репродуктивной системы // Пущино. 1995. -226с.

Вагапова Г.Р. Основные клинические проявления и принципы диагностики синдрома

гиперпролактинемии. Практическая медицина. 2010. № 41. С. 110-114. Дедов И.И., Мельниченко Г.А., Романцова Т.И. Синдром гиперпролактинемии // М.- Тверь:

ООО Издательство «Триада», 2004. - 304с. Зиязетдинова Г.З., Сапронова А.Я., Киясова В.Я., Нанаев А.К., Кудрин B.C., Мартина Н., Тийе И., Угрюмов М.В. Компенсаторная реакция при дегенерации дофаминергических нейронов аркуатного ядра. Журнал эволюционной биохимии и физиологии. 2008. Т. 44. № 1. С. 72-77.

Нейродегенеративные заболевания: фундаментальные и прикладные аспекты / под ред. М.В.

Угрюмова,- М.: Наука, 2010. - 447с. Угрюмов М.В. Механизмы нейроэндокринной регуляции // М.-Наука, 1999. - 301 с. Угрюмов М.В. Нейроэндокринная регуляция в онтогенезе (структурно-функциональные

основы) / М.: Наука, 1989. - 247 с. Угрюмов М.В. Экспрессия ферментов синтеза дофамина в недофаминергических нейронах: функциональное значение и регуляция. Успехи физиол. наук. 2007. Т. 38. № 4. С. 3-20. Abdel-Meguid, S. S. Shieh, Н. S. Smith, W. W. Dayringer, H. E. Violand, B. N. Bentie, L. A. Three-dimensional structure of a genetically engineered variant of porcine growth hormone. Proc Natl Acad Sei USA. 1987. V. 84 (18). P. 6434-6437.

Abramova, M. A. Calas, A. Ugrumov, M. Vasopressinergic neurons of the supraoptic nucleus in perinatal rats: reaction to osmotic stimulation and its regulation. Brain Struct Funct. 2011. M. 215 (3-4). P. 195-207.

Alam, S. M. Ain, R. Konno, T. Ho-Chen, J. K. Soares, M. J. The rat prolactin gene family locus: species-specific gene family expansion. Mamm Genome. 2006. V. 17 (8). P. 858-877.

Amara, S. G. Kuhar, M. J. Neurotransmitter transporters: recent progress. Annu Rev Neurosci. 1993. V. 16. P. 73-93.

Annunziato, L. Leblanc, P. Kordon, C. Weiner, R. I. Differences in the kinetics of dopamine uptake in synaptosome preparations of the median eminence relative to other dopaminergically inervated brain regions. Neuroendocrinology. 1980. V. 31 (5). P. 316-320.

Anthony, P. K. Stoltz, R. A. Pucci, M. L. Powers, C. A. The 22K variant of rat prolactin: evidence for identity to prolactin-(l-173), storage in secretory granules, and regulated release. Endocrinology. 1993. V. 132 (2). P. 806-814.

Aprison, M. H. Takahashi, R. Folkerth, T. L. Biochemistry of the Avian Central Nervous System-I. the 5-Hydroxytryptophan Decarboxylase-Monoamine Oxidase and Cholineacetylase-Acetycholinesterase Systems in Several Discrete Areas of the Pigeon Brain. J Neurochem. 1964. V. 11.341-350.

Arai, R. Horiike, K. Hasegawa, Y. Dopamine-degrading activity of monoamine oxidase is not detected by histochemistry in neurons of the substantia nigra pars compacta of the rat. Brain Res. 1998. V. 812 (1-2). P. 275-278.

Arbogast L.A., Voogt J.L. Hyperprolactinemia increases and hypoprolactinemia decreases tyrosine hydroxylase messenger ribonucleic acid levels in the arcuate nuclei, but not the substantia nigra or zona incerta. Endocrinology. 1991. V. 128. P. 997-1005.

Arbogast L.A., Voogt, J.L. Prolactin (PRL) receptors are colocalized in dopaminergic neurons in fetal hypothalamic cell cultures: effect of PRL on tyrosine hydroxylase activity. Endocrinology. 1997. V. 138 (7). P. 3016-3023.

Arbogast, L. A. Voogt, J. L. Sex-related alterations in hypothalamic tyrosine hydroxylase after neonatal monosodium glutamate treatment. Neuroendocrinology. 1990. V. 52 (5). P. 460467.

Arendash, G. W. Leung, P. C. Alleviation of estrogen-induced hyperprolactinemia through intracerebral transplantation of hypothalamic tissue containing dopaminergic neurons. Neuroendocrinology. 1986. V. 43 (3). P. 359-367.

Arita, J. Kojima, Y. Kimura, F. Identification by the sequential cell immunoblot assay of a subpopulation of rat dopamine-unresponsive lactotrophs. Endocrinology. 1991. V. 128 (4). P. 1887-1894.

Asa S.L., Kelly M.A., Grandy D.K., Low M.J. Pituitary lactotroph adenomas develop after prolonged lactotroph hyperplasia in dopamine D2 receptor-deficient mice. Endocrinology. 1999. V. 140(11). P. 5348-5355.

Autelitano D.J., Snyder L., Sealfon S.C., Roberts J.L. Dopamine D2-receptor messenger RNA is differentially regulated by dopaminergic agents in rat anterior and neurointermediate pituitary. Mol. and Cell. Endocrinol. 1989. V. 67 (1). P. 101-105.

Axelrod, J. Weinshilboum, R. Catecholamines. N Engl J Med. 1972. V. 287 (5). P. 237-242.

Bagdy, G. Role of the hypothalamic paraventricular nucleus in 5-HT1A, 5-HT2A and 5-HT2C receptor-mediated oxytocin, prolactin and ACTH/corticosterone responses. Behav Brain Res. 1996. V. 73 (1-2). P. 277-280.

Baker, B. L. Gross, D. S. Cytology and distribution of secretory cell types in the mouse hypophysis as demonstrated with immunocytochemistry. Am J Anat. 1978. V. 153 (2). P. 193-215.

Baker, B. L. Midgley, A. R., Jr. Gersten, B. E. Yu, Y. Y. Differentiation of growth hormone- and prolactin-containing acidophils with peroxidase-labeled antibody. Anat Rec. 1969. V. 164 (2). P. 163- 171.

Baker, B. L. Yu, Y. Y. An immunocytochemical study of human pituitary mammotropes from fetal life to old age. Am J Anat. 1977. V. 148 (2). P. 217-239.

Bartholini G., Richards J.G., Pletscher A. Dissociation between biochemical and ultrastructural effects of 6-hydroxydopamine in rat brain. Experientia. 1970. V. 26 (2). P. 142-144.

Bartholini G., Zivkovic B., Scatton B. Dopaminergic neurons: basic aspects. In: Catecholamines II (Handbook of experimental pharmacology)(Trendelenburg U. and Weiner N., eds), 1989. P. 277-318. Berlin-Heidelberg: Springer-Yerlag.

Ben-Jonathan N., Hnasko R. Dopamine as a prolactin (PRL) inhibitor. Endocrinol. Rev. 2001. V. 22 (6). P. 724-763.

Ben-Jonathan, N. Neill, M. A. Arbogast, L. A. Peters, L. L. Hoefer, M. T. Dopamine in hypophysial portal blood: relationship to circulating prolactin in pregnant and lactating rats. Endocrinology. 1980. V. 106 (3). P. 690-696.

Bewley, T. A. Li, C. H. Circular dichroism studies on human pituitary growth hormone and ovine pituitary lactogenic hormone. Biochemistry. 1972. V. 11 (5). P. 884-888.

Beyer, C. Kolbinger, W. Reisert, I. Pilgrim, C. Activation of cultured rat hypothalamic dopaminergic neurons by long-term but not short-term treatment with prolactin. Neurosci Lett. 1994. V. 180 (2). P. 231-234.

Biegon A., Rainbow T.C. Localization and characterization of [3H]desmethylimipramine binding sites in rat brain by quantitative autoradiography. J. Neurosci. 1983. V. 3 (5). P. 1069-1076.

Bjorklund A., Lindvall, O. Dopamine-containing system in the CNS. (In Handbook of Chemical Neuroanatomy: Classical Neurotransmitters in the CNS). 1984. V. 2 (eds Bjorklund, A. and Hokfelt, T.). P. 55-122.

Bjorklund, A. Moore, R. Y. Nobin, A. Stenevi, U. The organization of tubero-hypophyseal and reticulo-infundibular catecholamine neuron systems in the rat brain. Brain Res. V. 51. P. 171191.

Bjorklund, A. Nobin, A. Fluorescence histochemical and microspectrofluorometric mapping of dopamine and noradrenaline cell groups in the rat diencephalon. Brain Res. 1973. V. 51. P. 193-205.

Blandini F., Armentero M.T., Martignoni E. The 6-hydroxydopamine model: news from the past. Parkinsonism related disorders. 2008. V. 14. Suppl 2. P. S124-S129.

Bliss, D. J. Lote, C. J. Prolactin release in response to infusion of isotonic or hypertonic saline. J Endocrinol. 1982. V. 92 (2). P. 273-278.

Bole-Feysot, C. Goffin, V. Edery, M. Binart, N. Kelly, P. A. Prolactin (PRL) and its receptor: actions, signal transduction pathways and phenotypes observed in PRL receptor knockout mice. Endocr Rev. 1998. V. 19 (3). P. 225-268.

Boockfor, F. R. Frawley, L. S. Functional variations among prolactin cells from different pituitary regions. Neuroendocrinology. 1987. V. 120 (3). P. 874-879.

Boockfor, F. R. Hoeffler, J. P. Frawley, L. S. Analysis by plaque assays of GH and prolactin release from individual cells in cultures of male pituitaries. Evidence for functional

heterogeneity within rat mammotrope and somatotrope populations. Neuroendocrinology. 1986. V. 42 (1). P. 64-70. Boockfor, F. R. Hoeffler, J. P. Frawley, L. S. Cultures of GH3 cells are functionally heterogeneous: thyrotropin-releasing hormone, estradiol and Cortisol cause reciprocal shifts in the proportions of growth hormone and prolactin secretors. Endocrinology. 1985. V. 117 (1). P. 418-420.

Borisova, N. A. Sapronova, A. Y. Proshlyakova, E. V. Ugrumov, M. V. Ontogenesis of the hypothalamic catecholaminergic system in rats: synthesis, uptake and release of catecholamines. Neuroscience. 1991. V. 43 (1). P. 223-229. Bosler O., Calas A. Radioautographic investigation of monoaminergic neurons: an evaluation.

Brain Res Bull. 1982. V. 9. (1-6). P. 151-169. Breese G.R., Traylor T.D. Effect of 6-hydroxydopamine on brain norepinephrine and dopamine evidence for selective degeneration of catecholamine neurons. J Pharmacol Exp Ther. 1970. V. 174 (3). P. 413-420. Chahal J., Schlechte J. Hyperprolactinemia. Pituitary. 2008. V. 11. P. 141-146. Chan-Palay, V. Zaborszky, L. Kohler, C. Goldstein, M. Palay, S. L. Distribution of tyrosine-hydroxylase-immunoreactive neurons in the hypothalamus of rats. J Comp Neurol. 1984. V. 227 (4). V. 467-496.

Childs GV. Multipotential pituitary cells that contain adrenocorticotropin (ACTH) and other

pituitary hormones. Trends Endocrinol Metab. 1991. V. 2. P. 112-117. Clapp, C. Torner, L. Gutierrez-Ospina, G. Alcantara, E. Lopez-Gomez, F. J. Nagano, M. Kelly, P. A. et al. The prolactin gene is expressed in the hypothalamic-neurohypophyseal system and the protein is processed into a 14-kDa fragment with activity like 16-kDa prolactin. Proc Natl Acad Sci USA. 1994. V. 91 (22). P. 10384-10388. Colthorpe K.L., Nalliah J., Anderson S.T., Curlewis J.D. Adrenoceptor subtype involvement in suppression of prolactin secretion by noradrenaline. J Neuroendocrinol. 2000. V. 12 (4). P. 297-302.

Cooke, N. E. Coit, D. Weiner, R. I. Baxter, J. D. Martial, J. A. Structure of cloned DNA complementary to rat prolactin messenger RNA. J Biol Chem. 1980. V. 255 (13). P. 65026510.

Cornil C.A., Balthazart J., Motte P. et al. Dopamine activates noradrenergic receptors in the preoptic area. J Neurosci. 2002. V. 22 (21). P. 9320-9330.

Coyle, J. T. Axelrod, J. Development of the uptake and storage of L-( 3H) norepinephrine in the rat brain. J Neurochem. 1971. V. 18 (11). P. 2061-2075.

Craine, J. E. Daniels, G. H. Kaufman, S. Dopamine-beta-hydroxylase. The subunit structure and anion activation of the bovine adrenal enzyme. J Biol Chem. 1973. V. 248 (22). P. 78387844.

Cristina C., Garcia-Tornadu I., Diaz-Torga G. et al. Dopaminergic D2 receptor knockout mouse: an animal model of prolactinoma. Front. Horm. Res. 2006. V. 35. P. 50-63.

Crompton M.R. Hypothalamic lesions following closed head injury. Brain. 1971. V. 94. P. 165172.

Cuello A.C., Shoemaker W.J., Ganong W.F. Effect of 6-hydroxydopamine on hypothalamic norepinephrine and dopamine content, ultrastructure of the median eminence, and plasma corticosterone. Brain Res. 1974. V. 78 (1). P. 57-69.

Dahlstrom, A. Fuxe, K. Localization of monoamines in the lower brain stem. Experientia. 1964. V. 20 (7).

Daikoku S., Kawano H., Okamura Y., Tokuzen M., Nagatsu I. Ontogenesis of immunoreactive tyrosine hydroxylase-containing neurons in rat hypothalamus. Dev. Brain Res. 1986. V. 393 (1). P. 85-98.

Daikoku S., Kawano H., Okamura Y., Tokuzen M., Nagatsu I. Ontogenesis of immunoreactive tyrosine hydroxylase-containing neurons in rat hypothalamus. Dev. Brain Res. 1986. V. 393 (1). P. 85-98.

De Vos, A. M. Ultsch, M. Kossiakoff, A. A. Human growth hormone and extracellular domain of its receptor: crystal structure of the complex. Science. 1992. V. 255 (5042). P. 306-312.

Demarest K.T., Moore K. E. Lack of a high affinity transport system for dopamine in the median eminence and posterior pituitary. Brain Res. 1979. V. 171 (3). P. 545-551.

Demarest, K. T. Moore, K. E. Riegle, G. D. Dopaminergic neuronal function, anterior pituitary dopamine content, and serum concentrations of prolactin, luteinizing hormone and progesterone in the aged female rat. Brain Res. 1982. V. 247 (2). P. 347-354.

Demarest, K. T. Riegle, G. D. Moore, K. E. Long-term treatment with estradiol induces reversible alterations in tuberoinfundibular dopaminergic neurons: a decreased responsiveness to prolactin. Neuroendocrinology. 1984. V. 39 (3). P. 193-200.

Demaria, J. E. Nagy, G. M. Freeman, M. E. Immunoneutralization of prolactin prevents stimulatory feedback of prolactin on hypothalamic neuroendocrine dopaminergic neurons. Endocrine. 2000. V. 12 (3). P. 333-337.

Dohanics, J. Smith, M. S. Blackburn, R. E. Verbalis, J. G. Osmotic inhibition of prolactin secretion in rats. J Neuroendocrinol. 1994. V. 6 (3). P. 291-298.

Elsworth JD, Roth RH. Dopamine synthesis, uptake, metabolism, and receptors: relevance to gene therapy of Parkinson's disease. Exp Neurol. 1997. V. 144. P. 4-9.

Emanuele N. V., Jurgens J. K., Halloran M. M., Tentler J. J., Lawrence A. M., Kelley M.R. The rat prolactin gene is expressed in brain tissue: detection of normal and alternatively spliced prolactin messenger RNA. Mol Endocrinol. 1992. V. 6 (1). P. 35-42.

Ershov P.V., Ugrumov M.V., Calas A., Krieger M., Thibault J. Degeneration of dopaminergic neurons triggers an expression of individual enzymes of dopamine synthesis in non-dopaminergic neurons of the arcuate nucleus in adult rats// Journal of chemical neuroanatomy. 2005. V. 30 (1). P. 27-33.

Ershov P.V., Ugrumov M.V., Calas A., Makarenko, I.G., Krieger, M., Thibault, J. Neurons possessing enzymes of dopamine synthesis in the mediobasal hypothalamus of rats. Topographic relations and axonal projections to the median eminence in ontogenesis. J. Chem. Neuroanat. 2002(b). V. 24 (2). P. 95-107.

Ershov, P.V., Ugrumov, M.V., Calas, A., Krieger, M., Thibault, J. Differentiation of tyrosine hydroxylase-synthesizing and/or aromatic L-amino acid decarboxylase-synthesizing neurons in the rat mediobasal hypothalamus: quantitative double-immunofluorescence study. J. Comp. Neurol. (2002a). V. 446 (2). P. 114-122.

Everitt, B. J. Meister, B. Hokfelt, T. Melander, T. Terenius, L. Rokaeus, A. Theodorsson-Norheim, E. Dockray, G. Edwardson, J. Cuello, C. et al. The hypothalamic arcuate nucleus-median eminence complex: immunohistochemistry of transmitters, peptides and DARPP-32 with special reference to coexistence in dopamine neurons. Brain Res. 1986. V. 396 (2). P. 97-155.

Everitt, B. J. Meister, B. Hokfelt, T. The organization of monoaminergie neurons in the hypothalamus in relation to neuroendocrine integration. Neuroendocrinology. 1992. P. 87128.

Fagervall, I. Ross, S. B. A and B forms of monoamine oxidase within the monoaminergie neurons of the rat brain. J Neurochem. 1986. V. 47 (2). P. 569-576.

Fahie-Wilson, M. N. John, R. Ellis, A. R. Macroprolactin; high molecular mass forms of circulating prolactin. Ann Clin Biochem. 2005. V. 42. Pt. 3. P. 175-192.

Falck, B. Hillarp, N. A. Thieme, G. Torp, A. Fluorescence of catechol amines and related compounds condensed with formaldehyde. Brain Res Bull. 1982. V. 9 (1-6). P. 348-354.

Fekete M.I., Herman J.P., Kanyicska B., Palkovits M. Dopamine, noradrenaline and 3,4-dihydroxyphenylacetic acid (DOPAC) levels of individual brain nuclei, effects of haloperidol and pargyline. J. Neural. Transm. 1979. V. 45. P. 207-218.

Fenske M., Wuttke W. Effects of intraventricular 6-hydroxydopamine injections on serum prolactin and LH levels: absence of stress-induced pituitary prolactin release. Brain Res. 1976. V. 104 (1). P. 63-70.

Ferrari C., Rampini P., Benco R. et al. Functional characterization of hypothalamic hyperprolactinemia. J. Clin. Endocrinol. Metab. 1982. V. 55 (5). P. 897-901.

Flores, C. M. Hulihan-Giblin, B. A. Hornby, P. J. Lumpkin, M. D. Kellar, K. J. Partial characterization of a neurotransmitter pathway regulating the in vivo release of prolactin. Neuroendocrinology. 1992. V. 55 (5). P. 519-528.

Fon, E. A. Pothos, E. N. Sun, B. C. Killeen, N. Sulzer, D. Edwards, R. H. Vesicular transport regulates monoamine storage and release but is not essential for amphetamine action. Neuron. 1997. V. 19 (6). P. 1271-1283.

Freed C., Revay R., Vaughan R.A., Kriek E., Grant S., Uhl G.R., Kuhar M.J. Dopamine transporter immunoreactivity in rat brain. Journal of comparative neurology. 1995. V. 359 (2). P. 340349.

Freeman M.E., Kanyicska B., Lerant A., Nagy G. Prolactin: structure, function, and regulation of secretion. Physiol, reviews. 2000. V. 80 (4). P. 1523-1631.

Fumagalli G, Zanini A. In cow anterior pituitary, growth hormone and prolactin can be packed in separate granules of the same cell. J Cell Biol. 1985. V. 100. P. 2019-2024.

Gainetdinov, R. R. Jones, S. R. Fumagalli, F. Wightman, R. M. Caron, M. G. Re-evaluation of the role of the dopamine transporter in dopamine system homeostasis. Brain Res Rev. 1998. V. 26 (2-3). P. 148-153.

Gerfen, C. R. Herkenham, M. Thibault, J. The neostriatal mosaic: II. Patch- and matrix-directed mesostriatal dopaminergic and non-dopaminergic systems. J Neurosci. 1987. V. 7 (12). P. 3915-3934.

Gibbs, D. M. Neill, J. D. Dopamine levels in hypophysial stalk blood in the rat are sufficient to inhibit prolactin secretion in vivo. Endocrinology. 1978. V. 102 (6). P. 1895-1900.

Gibbs, D. M. Plotsky, P. M. de Greef, W. J. Neill, J. D. Effect of histamine and acetylcholine on hypophysial stalk plasma dopamine and peripheral plasma prolactin levels. Life Sci. 1979. V. 24 (22). P. 2063-2070.

Giros, B. Caron, M. G. Molecular characterization of the dopamine transporter. Trends Pharmacol Sci. 1993. V. 14(2). P. 43-49.

Glinka, Y. Gassen, M. Youdim, M. B. Mechanism of 6-hydroxydopamine neurotoxicity. J Neural Transm Suppl. 1997. V. 50. P. 55-56.

Goffin, V. Binart, N. Touraine, P. Kelly, P. A. Prolactin: the new biology of an old hormone. Annu Rev Physiol. 2002. Y. 64. P. 47-67.

Goldstein M, Fuxe K, Hokfelt T, Joh TH. Immunohistochemical studies on phenylethanolamine-N-methyltransferase, dopa-decarboxylase and dopamine- -hydroxylase. Experientia. 1971. V. 27. P. 951-952.

Gonzalez, H. A. Porter, J. C. Mass and in situ activity of tyrosine hydroxylase in the median eminence: effect of hyperprolactinemia. Endocrinology. 1988. V. 122 (5). P. 2272-2277.

Gonzalez-Parra, S. Chowen, J. A. Garcia Segura, L. M. Argente, J. Ontogeny of pituitary transcription factor-1 (Pit-1), growth hormone (GH) and prolactin (PRL) mRNA levels in male and female rats and the differential expression of Pit-1 in lactotrophs and somatotrophs. J Neuroendocrinol. 1996. V. 8 (3). P. 211- 225.

Goshima, Y. Kubo, T. Misu, Y. Transmitter-like release of endogenous 3,4-dihydroxyphenylalanine from rat striatal slices. JNeurochem. 1988. V. 50 (6). P. 1725- 1730.

Goshima, Y. Nakamura, S. Misu, Y. L-dihydroxyphenylalanine methyl ester is a potent competitive antagonist of the L-dihydroxyphenylalanine-induced facilitation of the evoked

release of endogenous norepinephrine from rat hypothalamic slices. J Pharmacol Exp Ther. 1991. V. 258 (2). P. 466-471. Grandison L., Meites J. Evidence for adrenergic mediation of cholinergic inhibition of prolactin

release. Endocrinology. 1976. V. 99. P. 775-779. Greenan, J. R. Balden, E. Ho, T. W. Walker, A. M. Biosynthesis of the secreted 24 K isoforms of

prolactin. Endocrinology. 1989. V. 125 (4). P. 2041-2048. Gregerson K.A. Mechanism of dopamine action on the lactotrophs In: Prolactin (Horseman N.D.

ed). Boston: Kluwer. 2001. P. 945-954. Gudelsky, G. A. Porter, J. C. Release of dopamine from tuberoinfundibular neurons into pituitary stalk blood after prolactin or haloperidol administration. Endocrinology. 1980. V. 106 (2). P. 526-529.

Guiard B.P., El Mansari M., Blier P. Cross-talk between dopaminergic and noradrenergic systems in the rat ventral tegmental area, locus ceruleus, and dorsal hippocampus. Molecular Pharmacol. 2008. V. 74 (5). P. 1463-1475. Haro, L. S. Lee, D. W. Singh, R. N. Bee, G. Markoff, E. Lewis, U. J. Glycosylated human prolactin: alterations in glycosylation pattern modify affinity for lactogen receptor and values in prolactin radioimmunoassay. J Clin Endocrinol Metab. 1990. V. 71(2). P. 379-383. Hartman, B. K. Udenfriend, S. The application of immunological techniques to the study of enzymes regulating catecholamine synthesis and degradation. Pharmacol Rev. 1972. V. 24

(2). P. 311-330.

Hatip-Al-Khatib I., Mishima K., Iwasaki K., Fujiwara M. Microdialysates of amines and metabolites from core nucleus accumbens of freely moving rats are altered by dizocilpine. Brain Res. 2001. V. 902 (1). P. 108-118. Hattori, N. Macroprolactinemia: a new cause of hyperprolactinemia. J Pharmacol Sci. 2003. V. 92

(3). P. 171-177.

Hentges S.T., Low M.J. Ovarian dependence for pituitary tumorigenesis in D2 dopamine receptor-

deficient mice // Endocrinology. 2002. Vol. 143. P. 4536-4543. Hoffman G.E. Phelps C.J., Khachaturian H., Sladek J.R. Neuroendocrine projections to the median eminence. Neuroendocrinol. 1986. V. 7. P. 161-317.

Hoffman, B. J. Hansson, S. R. Mezey, E. Palkovits, M. Localization and dynamic regulation of biogenic amine transporters in the mammalian central nervous system. Front Neuroendocrinol. 1998. V 19 (3). V. 187-231.

Hökfelt T., Martensson R., Björklund A. Distribution maps of tyrosine-hydroxylase-immunoreactive neurons in the rat brain. In: Handbook of Chemical Neuroanatomy: Classical Neurotransmitters in the CNS. 1984. V. 2, Part 1A. (Björklund A., Hökfelt T. and Tohyama M. eds). P. 277-379.

Hökfelt, T. Johansson, O. Fuxe, K. Goldstein, M. Park, D. Immunohistochemical studies on the localization and distribution of monoamine neuron systems in the rat brain. I. Tyrosine hydroxylase in the mes- and diencephalon. Med Biol. 1976. V. 54 (6). P. 427-453.

Hökfelt, T. Johansson, O. Goldstein, M. Chemical anatomy of the brain. Science. 1984a. V. 225 (4668). P. 1326-1334.

Hrabovszky, E. Liposits, Z. Galanin-containing axons synapse on tyrosine hydroxylase-immunoreactive neurons in the hypothalamic arcuate nucleus of the rat. Brain Res. V. 652 (1). P. 49-55.

Huh, M. M. Friedhoff, A. J. Multiple molecular forms of catechol-O-methyltransferase. Evidence for two distinct forms, and their purification and physical characterization. J Biol Chem. 1979. V. 254(2). 299-308.

Ibata, Y. Fukui, K. Obata, H. L. Tanaka, M. Hisa, Y. Sano, Y. Ishigami, T. Imagawa, K. Sin, S. Postnatal ontogeny of catecholamine and somatostatin neuron systems in the median eminence of the rat as revealed by a colocalization technique. Brain Res Bull. V. 9 (1-6). P. 407-415.

Iversen, L. L. The catecholamines. Nature. 1967. V. 214 (5083). P. 8-14.

Johnston C.A., Spinedi E.J., Negro-Vilar A. Effect of acute ether stress on monoamine metabolism in median eminence and discrete hypothalamic nuclei of the rat brain and on anterior pituitary hormone secretion. Neuroendocrinology. 1985. V. 41 (1). P. 83-88.

Jonsson G. Chemical lesioning techniques: monoamine neurotoxins. In: Handbook of chemical neuroanatomy. Methods in chemical neuroanatomy (Björklund A, Hökfelt T. eds), - Ed 1. Amsterdam: Elsevier Science Publishers B.V. 1983. V. 1. P. 463-507.

Jonsson, G. Fuxe, K. Hokfelt, T. On the catecholamine innervation of the hypothalamus, with special reference to the median eminence. Brain Res. 1972. V. 40 (2). P. 271-281.

Kang, Y. M. Ouyang, W. Chen, J. Y. Qiao, J. T. Dafny, N. Norepinephrine modulates single hypothalamic arcuate neurons via alpha(l)and beta adrenergic receptors. Brain Res. 2000. V. 869 (1-2). P. 146-157.

Kang, Y. M. Ouyang, W. Chen, J. Y. Qiao, J. T. Dafny, N. Norepinephrine modulates single hypothalamic arcuate neurons via alpha(l)and beta adrenergic receptors. Brain Res. 2000. V. 869 (1-2). P. 146-157.

Karhunen, T. Tilgmann, C. Ulmanen, I. Julkunen, I. Panula, P. Distribution of catechol-O-methyltransferase enzyme in rat tissues. J Histochem Cytochem. 1994. V. 42 (8). P. 10791090.

Keeler, C. Dannies, P. S. Hodsdon, M. E. The tertiary structure and backbone dynamics of human prolactin. J Mol Biol. 2003. V. 328 (5). P. 1105-21.

Kelly M.A., Rubinstein M., Asa S.L. et al. Pituitary lactotroph hyperplasia and chronic hyperprolactinemia in dopamine D2 receptor-deficient mice. Neuron. 1997. V. 19. P. 1 OS-ID.

Kettler, R. Bartholini, G. Pletscher, A. In vivo enhancement of tyrosine hydroxylation in rat striatum by tetrahydrobiopterin. Nature. 1974. V. 249 (456). P. 476-478.

Kitahama, K. Geffard, M. Okamura, H. Nagatsu, I. Mons, N. Jouvet, M. Dopamine- and dopa-immunoreactive neurons in the cat forebrain with reference to tyrosine hydroxylase-immunohistochemistry. Brain Res. 1990. V. 518 (1-2). P. 83 -94.

Kobayashi H., Matsui T., Ishii S. Functional electron microscopy of the hypothalamic median eminence. Intern. Rev. Cytol. 1970. V. 29. P. 281-381.

Kohmoto, K. Tsunasawa, S. Sakiyama, F. Complete amino acid sequence of mouse prolactin. Eur J Biochem. 1984. V. 138 (2). P. 227-237.

Kolbinger, W. Beyer, C. Fohr, K. Reisert, I. Pilgrim, C. Diencephalic GABAergic neurons in vitro respond to prolactin with a rapid increase in intracellular free calcium. Neuroendocrinology. 1992. V. 56(2). P. 148-152.

Komori, K. Fujii, T. Nagatsu, I. Do some tyrosine hydroxylase-immunoreactive neurons in the human ventrolateral arcuate nucleus and globus pallidus produce only L-dopa? Neurosci Lett. 1991. V. 133 (2). P. 203-206.

Koshiyama H., Kato Y., Ishikawa Y. et al. Stimulation of prolactin secretion by L-3,4-dihydroxyphenyl-serine (L-DOPS) via central norepinephrine in the rat. Life sciences. 1987. V. 41 (8). P. 983-988.

Lenard L., Karadi Z., Jando G. et al. Feeding and body weight regulation after 6-OHDA application into the preoptic area Brain Res. Bull. 1991. V. 27 (3-4). P. 359-365.

Leshin L.S., Kraeling R.R., Kineman R.D. et al. Immunocytochemical distribution of catecholamine-synthesizing neurons in the hypothalamus and pituitary gland of pigs: tyrosine hydroxylase and dopamine-beta-hydroxylase. J. Compar. Neurol. 1996. V. 364 (1). P. 151168.

Leshin L.S., Kraeling R.R., Kiser T.E. Immunocytochemical localization of the catecholamine-synthesizing enzymes, tyrosine hydroxylase and dopamine-beta-hydroxylase, in the hypothalamus of cattle. J. Chem. Neuroanat. 1995. V. 9 (3). P. 175-194.

Lewinski A., Konopacki J., Pawlikowski M. et al. Effects of intraventricular injections of 6-hydroxydopamine on anterior pituitary cell proliferation. Anat. Rec. 1984. V. 208 (3). P. 421^126.

Lidbrink, P. Jonsson, G. Fuxe, K. Selective reserpine-resistant accumulation of catecholamines in central dopamine neurones after DOPA administration. Brain Res. 1974. V. 67 (3). P. 439456.

Lookingland, K. J. Chapin, D. S. McKay, D. W. Moore, K. E. Comparative effects of the neurotoxins N-chloroethyl-N-ethyl-2-bromobenzylamine hydrochloride (DSP4) and 6-hydroxy dopamine on hypothalamic noradrenergic, dopaminergic and 5-hydroxytryptaminergic neurons in the male rat. Brain Res. 1986. V. 365 (2). P. 228-234.

Lovenberg, W. Weissbach, H. Udenfriend, S. Aromatic L-amino acid decarboxylase. J Biol Chem. 1962. V. 237. P. 89-93.

Lumpkin, M. D. Samson, W. K. McCann, S. M. Hypothalamic and pituitary sites of action of oxytocin to alter prolactin secretion in the rat. Endocrinology. 1983. V. 112 (5). P. 17111717.

Machiavelli G.A., Jahn G.A., Kalbermann L.E. et al. Effect of haloperidol on the synthesis of DNA in the pituitary gland of the rat. Horm. Metab. Res. 1982. V. 14. P. 150-153.

Macleod, J. Further observations on the role of varicocele in human male infertility. Fertil Steril. 1969. V. 20(4). P. 545-563.

Mansour, A. Meador-Woodruff, J. H. Zhou, Q. Civelli, O. Akil, H. Watson, S. J. A comparison of D1 receptor binding and mRNA in rat brain using receptor autoradiographic and in situ hybridization techniques. Neuroscience. 1992. V. 46 (4). P. 959-971.

Marchetti, B. Labrie, F. Prolactin inhibits pituitary luteinizing hormone-releasing hormone receptors in the rat. Endocrinology. 1982. V. Ill (4). P. 1209-1216.

Martinovic, J. V. McCann, S. M. Effect of lesions in the ventral noradrenergic tract produced by microinjection of 6-hydroxydopamine on gonadotropin release in the rat. Endocrinology. V. 100 (4). P. 1206-1213.

McCann S.M., Lumpkin M.D., Mizunuma H., Khorram O., Ottlecz A., Samson W.K. Peptidergic and dopaminergic control of prolactin release. Trends Neurosci. 1984. V. 7. P. 127-131.

Meister B., Hokfelt T., Steinbusch H.W., Skagerberg G., Lindvall O., Geffard M., Joh T.H., Cuello A.C., Goldstein M. Do tyrosine hydroxylase-immunoreactive neurons in the ventrolateral arcuate nucleus produce dopamine or only L-dopa? J. Chem. Neuroanat. 1988. V. 1 (1). P. 59-64.

Meister, B. Elde, R. Dopamine transporter mRNA in neurons of the rat hypothalamus. Neuroendocrinology. 1993. V. 58 (4). P. 388-395.

Meister, B. Hokfelt, T. Peptide- and transmitter-containing neurons in the mediobasal hypothalamus and their relation to GABAergic systems: possible roles in control of prolactin and growth hormone secretion. Synapse. 1988. V. 2 (6). P. 585-605.

Meister, B. Hokfelt, T. Vale, W. W. Sawchenko, P. E. Swanson, L. Goldstein, M. Coexistence of tyrosine hydroxylase and growth hormone-releasing factor in a subpopulation of tubero-infundibular neurons of the rat. Neuroendocrinology. 1986. V. 42 (3). P. 237-247.

Melander, T. Hokfelt, T. Rokaeus, A. Cuello, A. C. Oertel, W. H. Verhofstad, A. Goldstein, M. Coexistence of galanin-like immunoreactivity with catecholamines, 5-hydroxytryptamine, GABA and neuropeptides in the rat CNS. J Neurosci. 1986. V. 6 (12). P. 3640-3654.

Melnikova V., Orosco M., Calas A., Sapronova A., Gainetdinov R., Delhaye-Bouchaud N., Nicolaidi's S., Raevsky K., Ugrumov M. Dopamine turnover in the mediobasal hypothalamus in rat fetuses. Neuroscience. 1999. V. 88 (1). P. 235-241.

Missale C., Nash S.R., Robinson S.W., Jaber M., Caron M.G. Dopamine receptors: from structure to function. Physiol Rev. 1998. V. 78. P. 189-225.

Misu, Y. Goshima, Y. Ueda, H. Okamura, H. Neurobiology of L-DOPAergic systems. Prog Neurobiol. 1996. V. 49 (5). P. 415-454.

Mohankumar P.S., Mohankumar S.M., Quadri S.K., Voogt J.L. Chronic hyperprolactinemia and changes in dopamine neurons. Brain Res. Bull. 1997. V. 42. P. 435-441.

MohanKumar, S. M. Kasturi, B. S. Shin, A. C. Balasubramanian, P. Gilbreath, E. T. Subramanian, M. Mohankumar, P. S. Chronic estradiol exposure induces oxidative stress in the hypothalamus to decrease hypothalamic dopamine and cause hyperprolactinemia. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 2010. V. 300 (3). P. 693-699.

Molitch M.E. Prolactinomas. The Pituitary. (Melmed S., ed.). 1995. P. 443-477.

Molitch M.E. Prolactinomas. The Pituitary. (Melmed S., ed.). 1995. P. 443-477.

Moore K.E. Interactions between prolactin and dopaminergic neurons. Biol, of reproduction. 1987. V. 36(1). P. 47-58.

Moore K.E., Riegle G.D., Demarest K.T. Regulation of tuberoinfundibular dopaminergic neurons: prolactin and inhibitory neuronal influences. In: Catecholamines as Hormone Regulators (Ben-Jonathan N., Bahr J.M. and Weiner R.I. eds). 1985. P. 31-48.

Moore R.Y., Bloom F.E. Central catecholamine neuron systems: anatomy and physiology of the norepinephrine and epinephrine systems. Annual review of neuroscience. 1979. V. 2. P. 113168.

Moore, K. E. Demarest, K. T. Lookingland, K. J. Stress, prolactin and hypothalamic dopaminergic neurons. Neuropharmacology. 1987. V. 26 (7B). P. 801-808.

Morel G, Gourdji D, Grouselle D, Brunet N, Tixier-Vidal A, Dubois PM. Immunocytochemical evidence for in vivo internalization of thyroliberin into rat pituitary target cells. Neuroendocrinology. 1985. V. 41. P. 312-320.

Morel, G. R. Caron, R. W. Console, G. M. Soaje, M. Sosa, Y. E. Rodriguez, S. S. Jahn, G. A. Goya, R. G. Estrogen inhibits tuberoinfundibular dopaminergic neurons but does not cause irreversible damage. Brain Res Bull. 2009. V. 80 (6). P. 347-352.

Morishige, W. K. Rothchild, I. A paradoxical inhibiting effect of ether on prolactin release in the rat: comparison with effect of ether on LH and FSH. Neuroendocrinology. 1974. V. 16 (2). P. 95-107.

Mukherjee, A. Snyder, G. McCann, S. M. Characterization of muscarinic cholinergic receptors on intact rat anterior pituitary cells. Life science. 1980. V. 27 (6). P. 475-482.

Nagatsu, I. Karasawa, N. Kondo, Y. Inagaki, S. Immunocytochemical localization of tyrosine hydroxylase, dopamine-beta-hydroxylase and phenylethanolamine-N-methyltransferase in the adrenal glands of the frog and rat by a peroxidase-antiperoxidase method. Histochemistry. 1979. V. 64(2). P. 131-144.

Nagatsu, T. Levitt, M. Udenfriend, S. Tyrosine Hydroxylase. The Initial Step in Norepinephrine Biosynthesis. J Biol Chem. 1964. V. 239. P. 2910-2917.

Neill, W. A. Lactate production and ischemia. Circulation. 1980. V. 62 (4). P. 914.

Newman GR, Jasani B, Williams ED. Multiple hormone storage by cells of the human pituitary. J Histochem Cytochem. 1989. V. 37. P. 1183-1192.

Newman-Tancredi A., Audinot-Bouchez V., Gobert A., Millan M.J. Noradrenaline and adrenaline are high affinity agonists at dopamine D4 receptors. Europ. J. Pharmacol. 1997. V. 319 (2-3). P. 379-383.

Nirenberg, M. J. Chan, J. Pohorille, A. Vaughan, R. A. Uhl, G. R. Kuhar, M. J. Pickel, V. M. The dopamine transporter: comparative ultrastructure of dopaminergic axons in limbic and motor compartments of the nucleus accumbens. J Neurosci. 1997. V. 17(18). P. 6899-6907.

Nogami H., Yoshimura F. Fine structural criteria of prolactin cells identified immunohistochemically in the male rat. Anat Rec. 1982. V. 202. P. 261-274.

Nomikos P., Buchfelder M., Fahlbusch R. Current management of prolactinomas. J Neuro-Oncology. 2001. V. 54. P. 139-150.

Obal, F., Jr. Kacsoh, B. Bredow, S. Guha-Thakurta, N. Krueger, J. M. Sleep in rats rendered chronically hyperprolactinemic with anterior pituitary grafts. Brain Res. 1997. V. 755 (1). P. 130-136.

Odagaki Y., Dasgupta S., Fuxe K. Additivity and non-additivity between dopamine-, norepinephrine-, carbachol- and GABA-stimulated GTPase activity. Europ. J. Pharmacol. 1995. V. 291 (3). P. 245-253.

Okamura H., Kitahama K., Nagatsu I. Comparative topography of dopamine- and tyrosine-hydroxylase-immunoreactive neurons in the rat arcuate nucleus. Neurosci. Lett. 1988. V. 95 (1-3). P. 347-353.

Okamura H., Kitahama K., Raynaud B., Nagatsu I., Borri-Volatorni C., Weber M. Aromatic Lamino acid decarboxylase (AADC)-immunoreactive cells in the tuberal region of the rat hypothalamus. Biomed. Res. 1988b. V. 9. P. 261-267.

Okamura, H. Kitahama, K. Mons, N. Ibata, Y. Jouvet, M. Geffard, M. L-dopa-immunoreactive neurons in the rat hypothalamic tuberal region. Neurosci Lett. 1988a. V.95 (1-3). P. 42-46.

Okamura, H. Murakami, S. Chihara, K. Nagatsu, I. Ibata, Y. Coexistence of growth hormone releasing factor-like and tyrosine hydroxylase-like immunoreactivities in neurons of the rat arcuate nucleus. Neuroendocrinology. 1985. V. 41 (2). P. 177 -179.

Oota Y., Kobayashi H., Nishoka R.S., Bern H.A. Relationship between neurosecretory axon and ependymal terminals on capillary walls in the median eminence of several vertebrates. Neuroendocrinology. 1974. V.16 (2). P. E427-E442.

Owerbach D., Rutter W. J., Cooke N. E. Martial, J. A. Shows, T. B. The prolactin gene is located on chromosome 6 in humans. Science. 1981. V. 212 (4496). P. 815-816.

Page R.B., Dovey-Hartman B.J. Neurochemal contact in the internal zone of the rabbit median eminence. J. Comp. Neurol. 1984. V. 226 (2). P. 274-288.

Palkovits, M. Mezey, E. Eskay, R. L. Brownstein, M. J. Innervation of the nucleus of the solitary tract and the dorsal vagal nucleus by thyrotropin-releasing hormone-containing raphe neurons. Brain Res. 1986. V. 373 (1-2). P. 246-251.

Palkovits, M. Zaborszky, L. Feminger, A. Mezey, E. Fekete, M. I. Herman, J. P. Kanyicska, B. Szabo, D. Noradrenergic innervation of the rat hypothalamus: experimental biochemical and electron microscopic studies. Brain Res. 1980. V. 191 (1). P. 161-171.

Papka RE, Yu SM, Nikitovitch-Winer MB. Use of immunoperoxidase and immunogold methods in studying prolactin secretion and application of immunogold labelling for pituitary hormones and neuropeptides. Am J Anat. 1986. V. 175. P. 289-306.

Pasqualini, C. Guibert, B. Frain, O. Leviel, V. Evidence for protein kinase C involvement in the short-term activation by prolactin of tyrosine hydroxylase in tuberoinfundibular dopaminergic neurons. JNeurochem. 1994. V. 62 (3). P. 967-977.

Paxinos G., Watson C. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. 3rd ed., Academic Press, London, 1997.

Paxinos G., Watson C. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. 3rd ed., Academic Press, London, 1997.

Peter, D. Liu, Y. Sternini, C. de Giorgio, R. Brecha, N. Edwards, R. H. Differential expression of two vesicular monoamine transporters. J Neurosci. V. 15 (9). P. 6179-6188.

Phelps C.J., Carlson S.W. Catecholamine reinnervation of supraoptic nucleus after deafferenting mechanical lesions and superior cervical ganglionectomy: histofluorescence and functional assessments in young adult and aged rats. Brain research. 1990. V. 521 (1-2). P. 153-160.

Piotte, M. Beaudet, A. Brawer, J. R. Light and electron microscopic study of tyrosine hydroxylase-immunoreactive neurons within the developing rat arcuate nucleus. Brain Res. 1988. V. 439 (1-2). P. 127 -137.

Powers, C. A. Anterior pituitary glandular kallikrein: a putative prolactin processing protease. Mol Cell Endocrinol. 1993. V. 90 (2). P. 15-20.

Rao, Y. P. Buckley, D. J. Olson, M. D. Buckley, A. R. Nuclear translocation of prolactin: collaboration of tyrosine kinase and protein kinase C activation in rat Nb2 node lymphoma cells. J Cell Physiol. 1995. V. 163 (2). P. 266-276.

Ravitz, A. J. Moore, K. E. Effects of amphetamine, methylphenidate and cocaine on serum prolactin concentrations in the male rat. Life Sci. 1977. V. 21 (2). P. 267-272.

Reader, T. A. Gauthier, P. Catecholamines and serotonin in the rat central nervous system after 6-OHDA, 5-7-DHT and p-CPA. J Neural Transm. 1984. V. 59 (3). P. 207-227.

Revay, R. Vaughan, R. Grant, S. Kuhar, M. J. Dopamine transporter immunohistochemistry in median eminence, amygdala, and other areas of the rat brain. Synapse. 1996. V. 22 (2). P. 9399.

Riederer, P. Konradi, C. Schay, V. Kienzl, E. Birkmayer, G. Danielczyk, W. Sofic, E. Youdim, M. B. Localization of MAO-A and MAO-B in human brain: a step in understanding the therapeutic action of L-deprenyl. Adv Neurol. 1987. V. 45. P. 111-118.

Rosa P, Fumagalli G, Zanini A and Huttner WB. The major tyrosine-sulfated protein of the bovine anterior pituitary is a secretory protein present in gonadotrophs, thyrotrophs, mammotrophs, and corticotrophs. J Cell Biol. 1985. V. 100. P. 928-937.

Saiardi A., Bozzi Y., Baik J.H., Borrelli E. Antiproliferative role of dopamine: loss of D2 receptors causes hormonal dysfunction and pituitary hyperplasia. Neuron. 1997. V. 19. P. 115-126.

Samson, W. K. Lumpkin, M. D. McDonald, J. K. McCann, S. M. Prolactin-releasing activity of porcine intestinal peptide (PHI-27). Peptides. 1983. V. 4 (6). P. 817-819.

Samson, W. K. Said, S. I. Snyder, G. McCann, S. M. In vitro stimulation of prolactin release by vasoactive intestinal peptide. Peptides. 1980. V. 1 (4). P. 325-332.

Sarkar, D. K. Yen, S. S. Hyperprolactinemia decreases the luteinizing hormone-releasing hormone concentration in pituitary portal plasma: a possible role for beta-endorphin as a mediator. Endocrinology. 1985. V. 166 (5). P. 2080-2084.

Sassin, J. F. Frantz, A. G. Weitzman, E. D. Kapen, S. Human prolactin: 24-hour pattern with increased release during sleep. Science. 1972. V. 177 (55). P.1205-1207.

Serri O., Chik C.L., Ur E., Ezzat S. Diagnosis and management of hyperprolactinemia. CMAJ. 2003. V. 169 (6). P. 575-581.

Serri O., Chik C.L., Ur E., Ezzat S. Diagnosis and management of hyperprolactinemia. CMAJ. 2003. V. 169 (6). P. 575-581.

Sheward W.J., Watts A.G., Fink G., Smith G.C. Effects of intravenously administered 6-hydroxydopamine on the content of monoamines in the median eminence and neurointermediate lobe of the rat. Neurosci. Lett. 1985. V. 55 (2). P. 141-144.

Simpkins, J. W., Gabriel, S. M. Chronic hyperprolactinemia causes progressive changes in hypothalamic dopaminergic and noradrenergic neurons. Brain Res. 1984. V. 309 (2). P. (277 -288)

Sinha, Y. N. DePaolo, L. V. Haro, L. S. Singh, R. N. Jacobsen, B. P. Scott, K. E. Lewis, U. J. Isolation and biochemical properties of four forms of glycosylated porcine prolactin. Mol Cell Endocrinol. 1991. V. 80 (1-3). P. 203-213.

Sinha, Y. N. Structural variants of prolactin: occurrence and physiological significance. Endocr Rev. 1995. V. 16 (3). P. 354-369.

Slominski, A. Paus, R. Are L-tyrosine and L-dopa hormone-like bioregulators? J Theor Biol. 1990. V. 143 (1). P. 123-138.

Smith, G. C. Courtney, P. G. Wreford, N. G. Walker, M. M. Further studies on the effects of intravenously administered 6-hydroxydopamine on the median eminence of the rat. Brain Res. 1982. V. 234 (1). P. 101-110. Smith, G. C. Courtney, P. G. Wreford, N. G. Walker, M. M. Further studies on the effects of intravenously administered 6-hydroxydopamine on the median eminence of the rat. Brain Res. 1982. V. 234 (1). P. 101-110. Spector, S. Gordon, R. Sjoerdsma, A. Udenfriend, S. End-product inhibition of tyrosine hydroxylase as a possible mechanism for regulation of norepinephrine synthesis. Mol Pharmacol. 1967. V. 3 (6). P. 549-555. Srinivasan J., Schmidt W.J. Potentiation of parkinsonian symptoms by depletion of locus coeruleus noradrenaline in 6-hydroxydopamine-induced partial degeneration of substantia nigra in rats. European J Neurosci. 2003. V. 17 (12). P. 2586-2592. Steele, M. K. Negro-Vilar, A. McCann, S. M. Effect of angiotensin II on in vivo and in vitro release of anterior pituitary hormones in the female rat. Endocrinology. 1981. V. 109 (3). P. 893-899.

Storch, A. Ludolph, A. C. Schwarz, J. Dopamine transporter: involvement in selective dopaminergic neurotoxicity and degeneration. J Neural Transm. 2004. V. Ill (10-110. P. 1267-1286.

Subramanian M.G., Gala R.R. The influence of cholinergic, adrenergic,and serotonergic drugs on the afternoon surge of plasma prolactin in ovariectomized, estrogen-treated rats. Endocrinology. 1976. V. 98. P. 842-848. Takahashi, N. Miner, L. L. Sora, I. Ujike, H. Revay, R. S. et al. VMAT2 knockout mice: heterozygotes display reduced amphetamine-conditioned reward, enhanced amphetamine locomotion, and enhanced MPTP toxicity. Proc Natl Acad Sci USA. 1997. V. 94 (18). P. 9938-9943.

Tesar, J. T. Koenig, H. Hughes, C. Hormone storage granules in the beef anterior pituitary. I. Isolation, ultrastructure, and some biochemical properties. J Cell Biol. 1969. V. 40 (1). P. 225-235.

Thomas G. B., Cummins J. T., Doughton B. W., Griffin N., Smythe G. A., Gleeson R. M., Clarke I. J. Direct pituitary inhibition of prolactin secretion by dopamine and noradrenaline in sheep. J. Endocrinol. 1989. V. 123 (3). P. 393^102.

Thomas G.B., Cummins J.T., Smythe G.A., Gleeson R. M., Dow R. C., Fink G., Clarke I. J. Concentrations of dopamine and noradrenaline in hypophysial portal blood in the sheep and the rat. J. Endocrinol. 1989a. V. 121 (1). P. 141-147.

Tillet, Y. Thibault, J. Catecholamine-containing neurons in the sheep brainstem and diencephalon: immunohistochemical study with tyrosine hydroxylase (TH) and dopamine-beta-hydroxylase (DBH) antibodies. J Comp Neurol. 1989. V. 290 (1). P. 69-104.

Tison, F. Mons, N. Geffard, M. Henry, P. The metabolism of exogenous L-dopa in the brain: an immunohistochemical study of its conversion to dopamine in non-catecholaminergic cells of the rat brain. J Neural Transm Park Dis Dement Sect. 1991. V. 3 (1). P. 27-39.

Torner, L. Mejia, S. Lopez-Gomez, F. J. Quintanar, A. Martinez de la Escalera, G. Clapp C. A 14-kilodalton prolactin-like fragment is secreted by the hypothalamo-neurohypophyseal system of the rat. Endocrinology. 1995. V. 136 (12). 5454-5460.

Tougard C, Tixier-Vidal A. Lactotropes and gonadotropes The Physiology of Repreoduction / Ed. E. Knobil, J. Neill, et al. Raven Press, New York/ 1988. P. 1305-1333.

Ugrumov M., Melnikova V., Ershov P., Balan I., Calas A. Tyrosine hydroxylase- and/or aromatic L-amino acid decarboxylase-expressing neurons in the rat arcuate nucleus: Ontogenesis and functional significance. Psychoneuroendocrinology. 2002. V. 27 (5). P. 533-548.

Ugrumov M.V. Brain neurons partly expressing monoaminergic phenotype: distribution, development, and functional significance in norm and pathology // v 3rd ed. Handbook of Neurochemistry and Molecular Neurobiology (A. Lajtha, ed.), Neurotransmitter Systems (S. Vizi, ed.). Heidelberg. Springer. 2008. P. 21-73.

Ugrumov M.V. Non-dopaminergic neurons partly expressing dopaminergic phenotype: Distribution in the brain, development and functional significance. Journal of Chemical Neuroanatomy. 2009. V. 38. P. 241 - 256.

Ugrumov M.V. Postnatal development of the suprachiasmatic nucleus in the rat. Morpho-functional characteristics and time course of tyrosine hydroxylase immunopositive fibers. Neuroscience. 1994. V. 63 (2). P. 603-610.

Ugrumov M.V. Synthesis of monoamines by non-monoaminergic neurons: illusion or reality? Journal de la Societe de biologie. 2009. V. 203 (1). P. 75-85.

Ugrumov M.V. Synthesis of monoamines by non-monoaminergic neurons: illusion or reality? Journal de la Societe de biologie. 2009. V. 203 (1). P. 75-85.

Ugrumov M.V., Melnikova V.I., Lavrentyeva A.V., Kudrin V.S., Rayevsky K.S. Dopamine synthesis by non-dopaminergic neurons expressing individual complementary enzymes of the dopamine synthetic pathway in the arcuate nucleus of fetal rats. Neuroscience. 2004. V. 124 (3). P.629-635.

Ugrumov MV, Taxi J, Tixier-Vidal A, Thibault J, Mitskevich MS. Ontogenesis of tyrosine hydroxylase-immunopositive structures in the rat hypothalamus. An atlas of neuronal cell bodies. 1989a. Neuroscience. V. 29. P. 135-156.

Ugrumov MV, Tixier-Vidal A, Taxi J, Thibault J and Mitskevich MS. Ontogenesis of tyrosine hydroxylase-immunopositive structures in the rat hypothalamus. Fiber pathways and terminal fields. 1989b. Neuroscience V. 29. P. 157-166.

Ugrumov, M. Hisano, S. Daikoku, S. Topographic relations between tyrosine hydroxylase- and luteinizing hormone-releasing hormone-immunoreactive fibers in the median eminence of adult rats. Neurosci Lett. 1989. V. 102 (2-3). P. 159-164.

Ulmanen, I. Peranen, J. Tenhunen, J. Tilgmann, C. Karhunen, T. Panula, P. Bernasconi, L. Aubry, J. P. Lundstrom, K. Expression and intracellular localization of catechol O-methyltransferase in transfected mammalian cells. Eur J Biochem. 1997. V. 243 (1-2). P. 452 -459.

Ungerstedt, U. 6-Hydroxy-dopamine induced degeneration of central monoamine neurons. Eur J Pharmacol. 1968. V. 5 (1). P. 107 -110.

Uretsky, N. J. Iversen, L. L. Effects of 6-hydroxydopamine on noradrenaline-containing neurones in the rat brain. Nature. 1969. V. 221 (5180). P. 557-559.

Van den Pol A.N., Herbst P.S., Powell J.F. Tyrosine hydroxylase-immunoreactive neurons of the hypothalamus: a light and electron microscopic study. Neuroscience. 1984. V. 13 (4). P. 1117-1156.

Velkeniers B., Hooghe-Peters EL. From prolactin cell to prolactinoma: implications of ontogenic mechanisms in diagnosis and management. Endocrine-Related Cancer. 1998. V. 5. P. 27-36.

Vila-Porcile E, Picart R, Tixier-Vidal A, Tougard C. Cellular and subcellular distribution of laminin in adult rat anterior pituitary. J Histochem Cytochem. 1987. V. 35. P. 287-299.

Waldstreicher, J. Duffy, J. F. Brown, E. N. Rogacz, S. Allan, J. S. Czeisler, C. A. Gender differences in the temporal organization of proclactin (PRL) secretion: evidence for a sleep-independent circadian rhythm of circulating PRL levels- a clinical research center study. J Clin Endocrinol Metab. 1996. V. 81 (4). P. 1483-1487.

Wang, Y. M. Gainetdinov, R. R. Fumagalli, F. Xu, F. Jones, S. R. et al. Knockout of the vesicular monoamine transporter 2 gene results in neonatal death and supersensitivity to cocaine and amphetamine. Neuron. 1997. V. 19 (6). P. 1285-1296.

Wiemers, D. O. Shao, L. J. Ain, R. Dai, G. Soares, M. J. The mouse prolactin gene family locus. Endocrinology. 2003. V. 144 (1). P. 313-325.

Wynick, D. Small, C. J. Bacon, A. Holmes, F. E. Norman, M. Galanin regulates prolactin release and lactotroph proliferation. Proc Natl Acad Sci USA. 1998. Y. 95 (21). P. 12671-12676.

Yen, S. H. Pan, J. T. Nitric oxide plays an important role in the diurnal change of tuberoinfundibular dopaminergic neuronal activity and prolactin secretion in ovariectomized, estrogen/progesterone-treated rats. Endocrinology. 1999. V. 140 (1). P. 286-291.

Yuan X.Q., Wade C.E. Neuroendocrine abnormalities in patients with traumatic brain injury. Front Neuroendocrinol. 1991. V. 12 (3). P. 209-30.

Zaborszky, L. Afferent connections of the medial basal hypothalamus. Adv Anat Embryol Cell Biol. 1982. V. 69. P. 1-107.

Zoli, M. Agnati, L. F. Tinner, B. Steinbusch, H. W. Fuxe, K. Distribution of dopamine-immunoreactive neurons and their relationships to transmitter and hypothalamic hormone-immunoreactive neuronal systems in the rat mediobasal hypothalamus. A morphometric and microdensitometric analysis. J Chem Neuroanat. 1993. V. 6 (5). P. 293-310.