Роль кортикального актина в регуляции натриевых каналов в клетках К562 тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.25, кандидат биологических наук Шумилина, Екатерина Вадимовна

• Шумилина, Екатерина Вадимовна
• кандидат биологических наук
• 2003

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Шумилина, Екатерина Вадимовна

Список сокращений Введение

Обзор литературы

1. Влияние цитоплазматического натрия на активность сигнальных систем в клетке

2. Механизмы пассивного транспорта натрия в невозбудимых клетках

2.1. Натриевые каналы реабсорбирующих эпителиев

2.2. Потенциал-независимые натриевые каналы в клетках неэпителиального происхождения

3. Акгиновые филаменты и клеточный кортекс

3.1. Структура и полимеризация актина

3.2. Семейство кэпирующих белков

3.3. ADF/кофилин

3.4. Гельзолин

3.5. Белки, связывающие глобулярный актин

3.6. Комплекс Агр2/

3.7. Белки семейства WASP

3.8. G-белки и актиновый цитоскелет

3.8.1. Структурно-функциональная организация G-белков

3.8.2. G-белки семейства Rho: регуляция и роль в реорганизации актинового цитоскелета

3.8.3. Передача сигнала от Rho-белков на актиновый цитоскелет

3.9. Модель регулируемой полимеризации актина ЗЛО. Связь примембранного актинового цитоскелета с клеточной поверхностью

4. Роль цитоскелета в регуляции ион-транспортирующих белков плазматической мембраны

4.1. Пространственная локализация ион-транспортирующих белков ^

4.2. Модуляция активности ионных каналов ^

Материалы и методы

1. Клеточная культура

2. Электрофизиология

3. Растворы

4. Белки

5. Полимеризация актина

6. Обработка результатов 46 Результаты

1. Влияние цитохалазинов Д и Б на активность натриевых каналов в 47 экспериментах на изолированном мембранном фрагменте

2. Влияние G-актина на активность натриевых каналов

2.1. Влияние различных видов актина на активность натриевых 51 каналов

3. Регуляция активности натриевых каналов при участии 55 кэпирующего белка CapZ

4. Влияние активаторов G-белков на активность натриевых каналов

4.1. Влияние G-актина на активность натриевых каналов, 65 вызванную действием GTPyS

4.2. Блокирующее действие фаллоидина

4.3. Эксперименты с GTPyS и Са-актином

Обсуждение

1. Регуляция натриевых каналов клеток К562: роль микрофиламентов

2. Кэпирование актиновых филаментов вовлечено в регуляцию 75 активности натриевых каналов

3. G-белки модулируют активность натриевых каналов посредством 77 перестроек в системе микрофиламентов

Выводы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Роль кортикального актина в регуляции натриевых каналов в клетках К562»

Актуальность проблемы

Действие широкого спектра гормонов, медиаторов, биологически-активных соединений и вторичных мессенджеров сопряжено с входом ионов натрия (Na+) в цитозоль из наружной среды, что влечет за собой изменение потенциала покоя клетки (Hille, 1992), кальциевого баланса (Lipp, Niggli, 1994; Fukushi et al., 1997), активности некоторых ферментов (Balke, Wier, 1992; Basudev et al., 1995; Ruiz-Opazo et al., 1997), ионных обменников и каналов (Harvey et al., 1991; Balke, Wier, 1992; Zhang, Melvin, 1996). Среди известных на данный момент систем транспорта Na+ важную роль играют ионные каналы. В настоящее время детально исследованы потенциал-зависимые натриевые каналы, отвечающие за генерацию и проведение нервного импульса (Hille, 1992), и потенциал-независимые амилорид-чувствительные натриевые каналы абсорбирующих эпителиев (Benos et al., 1995). Потенциал-независимые натриевые каналы были также описаны в клетках неэпителиального происхождения, таких как гладкомышечные клетки (Van Renterghem, Lazdunski, 1991) и макрофаги крысы (Negulyaev, Vedernikova, 1994), лимфоциты (Bubien, Warnock, 1993; Kerschbaum, Cahalan, 1999) и клетки миелоидной лейкемии человека (Negulyaev et al., 1996; Negulyaev et al, 1997; Ведерникова и др., 1997), нейроны нематоды (Huang, Chalfie, 1994) и улитки (Lingueglia et al., 1995).

В настоящее время формируются общие представления о суперсемействе натрий-проводящих каналов, биофизические характеристики которых, варьируют в достаточно широких пределах. Эти представления развиваются также на основе молекулярно-биологических исследований, в которых обнаружена генетическая общность интегральных белков, обладающих свойствами катионных каналов в клетках и организмах далеких в филогенетическом отношении: от дегенеринов и механочувствительных каналов круглых червей до эпителиальных натриевых каналов почек млекопитающих (North, 1996).

Механизмы регуляции потенциал-независимых натрий проводящих каналов, идентифицированных в плазматической мембране различных клеток, мало изучены. Согласно современным представлениям, одной из важнейших клеточных систем, структурно и функционально связанных с работой ионных каналов плазматической мембраны эукариотических клеток, является кортикальный цитоскелет. Ряд работ свидетельствует, что белки цитоскелета могут не только определять пространственную локализацию каналов в плазматической мембране, но и непосредственно модулировать их кинетические характеристики (Cantiello et al., 1991; Levina et al., 1994; Negulyaev et al., 1996). Другим не менее важным фактором регуляции ионных каналов плазматической мембраны являются ГТФ-связывающие белки (G-белки). С 1987 года, когда впервые было обнаружено, что G-белки могут непосредственно взаимодействовать с ионными каналами (Codina et al., 1987), интерес к этой теме' чрезвычайно возрос. Тем не менее, для широкого круга невозбудимых тканей (в том числе клеток крови) механизмы пассивного транспорта натрия остаются малоизученными. Поэтому представляет интерес исследование роли цитоскелета и G-белков в регуляции натриевых каналов в клетках хронической миелоидной лейкемии человека К562, по своим свойствам являющихся аналогами стволовых клеток - мультипотентных предшественников миелоидного ряда клеток крови.

Цель и задачи исследования

Цель настоящей работы заключалась в изучении роли актинового цитоскелета и G-белков в регуляции активности натриевых каналов плазматической мембраны клеток хронической миелоидной лейкемии человека К562.

Были поставлены следующие задачи:

1. Изучить влияние агентов, модифицирующих структуру сети микрофиламентов, на активность натриевых каналов в экспериментах на изолированном фрагменте плазматической мембраны;

2. Выяснить механизмы инактивации каналов актином и сопоставить данные электрофизиологических экспериментов с данными по полимеризации актина в растворах in vitro;

3. Выяснить возможное влияние актин-связывающих кэпирующих белков на уровень активности и функциональные свойства каналов;

4. Определить возможность участия G-белков в регуляции натриевых каналов.

Основные положения, выносимые на защиту

1. В клетках миелоидной лейкемии человека К562 фрагментация актиновых филаментов, ассоциированных с плазматической мембраной, вызванная действием цитохалазинов, приводит к активации натриевых каналов;

2. Инактивация натриевых каналов происходит, по-видимому, в результате полимеризации актина на цитоплазматической поверхности мембраны;

3. Актин-связывающий кэпирующий белок (CapZ) может быть вовлечен в регуляцию активности натриевых каналов посредством модификации примембранного актинового цитоскелета;

4. G-белки регулируют активность натриевых каналов в клетках К562. Их роль, по-видимому, заключается в запуске определенных реакций на мембране, приводящих к диссоциации кэпирующих белков от плюс-концов актиновых филаментов;

Научная новизна полученных результатов

Впервые в опытах на изолированном фрагменте мембраны показано, что активность потенциал-независимых натриевых каналов в клетках К562 зависит от состояния кортикального актинового цитоскелета. Вероятность нахождения каналов в открытом состоянии увеличивается при фрагментации актиновых филаментов, ассоциированных с мембраной. Глобулярный актин в условиях, способствующих его быстрой полимеризации, приводит к инактивации натриевых токов. Впервые показано, что предварительно полимеризованные филаменты актина, независимо от их длины, не приводят к подавлению активности каналов. Впервые продемонстрировано, что именно полимеризация актина является решающим фактором, определяющим инактивацию каналов. Приоритетными являются данные по влиянию актин-связывающего кэпирующего белка CapZ на активность каналов. Впервые получены результаты, демонстрирующие участие G-белков в регуляции активности натриевых каналов и позволяющие объяснить механизм их действия.

Теоретическое и практическое значение работы

Полученные данные расширяют представление о семействе потенциал-независимых натрий-проводящих каналов. Клетки К562 имеют свойства клеток-предшественников миелоидного ряда клеток крови, поэтому результаты, полученные в работе, могут быть полезными для выяснения общих механизмов регуляции натриевых каналов в клетках крови. Результаты, выявляющие функциональную связь между активностью натриевых каналов и состоянием кортикальных микрофиламентов, безусловно, способствуют пониманию механизмов активации и инактивации ионных каналов. Экспериментальные подходы, разработанные для изучения роли актин-связывающих белков и G-белков в регуляции работы натриевых каналов, могут быть полезны для изучения различных типов ионных каналов. Данные по действию различных агентов на функциональные характеристики натриевых каналов могут применяться при разработке и тестировании фармакологических препаратов.

Апробация работы По теме диссертации опубликовано 7 работ в отечественных и зарубежных изданиях. Материалы работы доложены и обсуждены на Всероссийских симпозиумах "Биология клетки в культуре" (Санкт-Петербург, 1998, 2001), 5-ой Пущинской конференции молодых ученых "Биология - наука 21-го века", (Пущино, 2001), 41-ом Ежегодном съезде Американского общества клеточной биологии (Washington DC, 2001), семинаре в Институте физиологии г. Тюбингена (Tubingen, 2001), а также на научных семинарах Лаборатории физиологии клетки и Лаборатории ионных каналов клеточных мембран Института цитологии РАН.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Гистология, цитология, клеточная биология», Шумилина, Екатерина Вадимовна

ВЫВОДЫ

1. В опытах на изолированном фрагменте мембраны клеток К562 фрагментация актиновых филаментов под действием цитохалазинов Б и Д приводит к активации натриевых каналов, характеризующихся проводимостью около 12 пСм и отношением проницаемости PNa/Рк ~ 3. Последующая подача актина вызывает снижение активности исследуемых каналов до фонового уровня.

2. Ингибирующее действие глобулярного актина в присутствии Са2+ или Mg коррелирует с эффективностью образования филаментов в растворе. Результаты опытов с инактивированным, протеолитически модифицированным и фибриллярным актином свидетельствуют о том, что инактивация натриевых каналов происходит в результате полимеризации актина на цитоплазматической поверхности мембраны.

3. Актин-связывающий кэпирующий белок CapZ повышает вероятность открытого состояния каналов за счет ограничения роста актиновых филаментов, ассоциированных с цитоплазматической стороной участка мембраны. Эти данные указывают на то, что посредством модификации примембранного актинового цитоскелета кэпирующий белок может быть вовлечен в регуляцию активности натриевых каналов.

4. Добавление негидролизуемого аналога GTP (GTPyS) к цитоплазматической стороне мембраны приводит к активации натриевых каналов, а последующая подача актина вызывает их инактивацию. Действие фаллоидина и различных видов актина свидетельствуют о том, что эффект G-белков непрямой и включает промежуточные стадии, приводящие к реорганизации кортикального актина, что непосредственно обуславливает модуляцию активности каналов в клетке.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Шумилина, Екатерина Вадимовна, 2003 год

1. Ведерникова ЕА, Максимов АВ, Негуляев ЮА. 1997. Функциональные свойства и цитоскелет-зависимая регуляция натриевых каналов в плазматической мембране лейкозных клеток. Цитология. 39:1142-1151.

2. Ведерникова ЕА, Максимов АВ, Негуляев ЮА. 1999. Функциональная характеристика и молекулярная топология потенциалнезависимых натриевых каналов. Цитология. 41:658-666.

3. Катанаев ВЛ. 2001. Внутриклеточная передача сигнала при хемотаксисе нейтрофилов. Биохимия. 66:437-456.

4. Савинова СГ, Шумилина ЕВ, Ведерникова ЕА, Негуляев ЮА. 1999. Участие G-белков в регуляции катионных каналов в клетках миелоидной лейкемии человека К562. Цитология. 41:307-308.

5. Шумилина ЕВ, Савинова СГ, Хайтлина СЮ, Негуляев ЮА. 1999. Полимеризация актина вызывает подавление активности натрий-проводящих каналов в клетках крови линии К562. Цитология. 41:326-327.

6. Шумилина ЕВ, Старущенко АВ, Хайтлина СЮ, Негуляев ЮА, Ведерникова ЕА. 2001а. Исследование функциональной связи различных типов катион-проводящих каналов с микрофиламентами в клетках крови. Цитология. 43:905.

7. Шумилина ЕВ, Хайтлина СЮ, Ведерникова ЕА, Негуляев ЮА. 20016. Исследование цитоскелет-зависимой регуляции натриевых каналов в клетках крови К562. "Биология наука 21го века" Пущино. 189.

8. Akaike N, Krishtal OA, Maruyama Т. 1990. Proton-induced sodium current in frog isolated dorsal root ganglion cells. J. Neurophysiol. 63:805-813.

9. Amatruda JF, Cooper JA. 1992. Purification, characterization, and immunofluorescence localization of Saccharomyces cerevisiae capping protein. J. Cell Biol. 117:1067-1076.

10. Ausiello DA, Stow JL, Cantiello HF, de Almeida JB, Benos DJ. 1992. Purified epithelial Na+ channel complex contains the pertussis toxin-sensitive G alpha i-3 protein. J. Biol. Chem. 267(7):4759-4765.

11. Avenet P, Lindemann B. 1988. Amiloride-blockable sodium currents in isolated taste receptor cells. J. Membr. Biol. 105:245-255.

12. Azuma T, Withe W, Stossel TP, HartwigJH, Kwiatkowski DJ. 1998. Gelsolin is a downstream effector of rac for fibroblast motility. EMBO J. 17:1362-1370.

13. Balke CW, Wier W. 1992. Modulation of L-type calcium channels by sodium ions. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 89:4417-4421.

14. Barkalow K, Witke W, Kwiatkowski DJ, Hartwig JH. 1996. Coordinated regulation of platelet actin filament barbed ends by gelsolin and capping protein. J. Cell Biol. 134:389-399.

15. Barritt GJ, Gregory RB. 1997. An evaluation of strategies available for the identification of GTP-binding proteins required in intracellular signalling pathways. Cell Signal. 9:207-218.

16. Basudev Д Romano-Silva MA, Brammar MJ, Campbell LC. 1995. Effects of sodium on PKC translocation; relationship to neurotransmitter release. NeuroReport. 6:809-812.

17. Batlle DC, Godinich M, LaPointe MS, Munoz E, Carone F, Mehring N. 1991. Extracellular Na dependency of free cytosolic Ca regulation in aortic vascular smooth muscle cells. Am. J. Physiol. 261:C845-856.

18. Benos DJ, Awayda MS, Ismailov II, Johnson JP. 1995. Structure and function of amiloride-sensitive Na+ channels. J. Membr. Biol. 143:1-18.

19. Berdiev BK, Prat AG, Cantiello HF, Ausiello DA, Fuller CM, Jovov B, Benos DJ, Ismailov II. 1996. Regulation of epithelial sodium channels by short actin filaments. J. Biol. Chem. 271:17704-17710.

20. Bokoch GM. 1994. Regulation of the human neutrophil NADPH oxidase by the Rac GTP-binding proteins. Curr. Opin. Cell Biol. 6:212-218.

21. Borisy GG, Svitkina TM. 2000. Actin machinery: pushing the envelope. Cur. Opin. Cell Biol. 12:104-112.

22. Bubien JK, Jope RS, Warnock DG. 1994. G-proteins modulate amiloride-sensitive sodium channels. J. Biol. Chem. 269:17780-17783.

23. Bubien JK, Warnock DG. 1993. Amiloride-sensitive sodium conductance in human В lymphoid cells. Am. J. Physiol. 265 :С1175-C1183.

24. Caldwell JE, Heiss SG, Mermall V, Cooper JA. 1989. Effects of CapZ, an actin capping protein of muscle, on the polymerization of actin. Biochemistry. 28:85068514.

25. Canessa CM, Horisberger JD, Rossier ВС. 1993. Epithelial sodium channel related to proteins involved in neurodegeneration. Nature. 361:467-470.

26. Canessa CM, Schild L, Buell G, Thorens B, Gautschi I, Horisberger JD, Rossier ВС. 1994. Amiloride-sensitive epithelial Na+ channel is made of three homologous subunits. Nature. 367:463-467.

27. Cantiello HF, Prat AG, Bonventre JV, Cunningham CC, Hartwig JH, Ausiello DA. 1993. Actin-binding protein contributes to cell volume regulatory ion channel activation in melanoma cells. J. Biol. Chem. 268:4596-4599.

28. Cantiello HF, Stow JL, Prat AG, Ausiello DA. 1991. Actin filaments regulate epithelial Na+ channel activity. Am. J. Physiol. 261:C882-C888.

29. Carpenter CL, Tolias KF, Van Vugt A, Hartwig J. 1999. Lipid kinases are novel effectors of the GTPase Racl. Adv. Enzyme Regul. 39:299-312.

30. Chalfie M, Driscoll M, Huang M. 1993. Degenerin similarities. Nature. 361:504.

31. Chauhan VS, Tuvia S, Buhusi M, Bennett V, Grant AO. 2000. Abnormal cardiac Na+ channel properties and QT heart rate adaptation in neonatal ankyrinB knockout mice. Circ. Res. 86:441-447.

32. Chong LD, Traynor-Kaplan A, Bokoch GM, Schwartz MA. 1994. The small GTP-binding protein Rho regulates a phosphatidylinositol 4-phosphate 5-kinase in mammalian cells. Cell. 79:507-513.

33. Clapham DE. 1996. The G-protein nanomachine. Nature. 379:297-299.

34. Codina J, Yatani A, Grenet D, Brown AM, Birnbaumer L. 1987. The alpha subunit of the GTP binding protein Gk opens atrial potassium channels. Science. 236:442-445.

35. Cooper JA, Schafer DA. 2000. Control of actin assembly and disassembly at filament ends. Curr. Opin. Cell Biol. 12:97-103.

36. Cooper JA. 1987. Effects of cytochalasin and phalloidin on actin. J. Cell Biol. 105:1473-1478.

37. Denker SP, Barber DL. 2002. Ion transport proteins anchor and regulate the cytoskeleton. Curr. Opin. Cell Biol. 14:214-220.

38. Denker SP, Huang DC, Orlowski J, Furthmayr H, Barber DL. 2000. Direct binding of the Na~H exchanger NHE1 to ERM proteins regulates the cortical cytoskeleton and cell shape independently of H+ translocation. Mol. Cell. 6:14251436.

39. Dubreuil RR, Wang P, Dahl S, Lee J, Goldstein LS. 2000. Drosophila beta spectrin functions independently of alpha spectrin to polarize the Na,K ATPase in epithelial cells. J. Cell Biol. 149:647-656.

40. Eaton DC, Hamilton KL. 1988. The amiloride-blockable sodium channel of epithelial tissues. In: Ion Channels, ed. T. Narahashi, pp. 251-282. Plenum, New York-London.

41. Estes JE, Selden LA, Kinosian HJ, Gershman LC. 1992. Tightly-bound divalent cation of actin. J. Muscle Res. Cell Motil. 13:272-284.

42. Faulstich H, Schafer AJ, Weckauf M. 1977. The dissociation of the phalloidin-actin complex. Hoppe. Seylers. Z. Physiol. Chem. 358:181-184.

43. Firsov D, Gautschi I, Merillat AM, Rossier ВС, Schild L. 1998. The heterotetrameric architecture of the epithelial sodium channel (ENaC). EMBO J. 17:344-352.

44. Frings S, Lindemann B. 1988. Odorant response of isolated olfactory receptor cells is blocked by amiloride. J. Membr. Biol. 105:233-243.

45. Fukushi Y, Ozawa T, Kanno T, Wakui M. 1997. Na+-dependent release of intracellular Ca induced by purinoceptors in parotid acinar cells of the rat. Eur. J. Pharmacol. 336:89-97.

46. Garty H. 1994. Molecular properties of epithelial, amiloride-blockable Na+ channels. FASEB J. 8(8):522-528.

47. Gilman AG. 1987. G proteins: transducers of receptor-generated signals. Annu. Rev. Biochem. 56:615-649.

48. Glomset JA, Farnsworth CC. 1994. Role of protein modification reactions in programming interactions between ras-related GTPases and cell membranes. Annu. Rev. Cell Biol. 10:181-205.

49. Goddette DW, Frieden C. 1986. The kinetics of cytochalasin D binding to monomeric actin. J. Biol. Chem. 261:15970-15973.

50. Greenberg MJ, Price DA. 1992. Relationships among the FMRFamide-like peptides. Progr. Brain Res. 92:25-37.

51. Hamill OP, Marty A, Neher E, Sabnann B, Sigworth FL. 1981. Improved patch-clamp technique for high-resolution current recording from cells and cell-free membrane patches. Pfliigers Arch. 391:85-100.

52. Hart MJ, Jiang X, Kozasa T, Roscoe W, Singer WD, Gilman AG, Sternweis PC, Bollag G. 1998. Direct stimulation of the guanine nucleotide exchange activity of pi 15 RhoGEF by Galphal3. Science. 280:2112-2114.

53. Hartwig JH, Bokoch GM, Carpenter CL, Janmey PA, Taylor LA, Toker A, Stossel TP. 1995. Thrombin receptor ligation and activated Rac uncap actin filament barbed ends through phosphoinositide synthesis in permeabilized human platelets. Cell. 82:643-653.

54. Harvey RD, Jurevicius JA, Hume JR. 1991. Intracellular Na+ modulates the cAMP-dependent regulation of ion channels in the heart. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 88:6946-6950.

55. Hille B. 1992. Ionic channels of excitable membranes. Sinauer Associates, Sunderland, MA, USA. 607p.

56. Hong K, Driscoll M. 1994. A transmembrane domain of the putative channel subunit MEC-4 influences mechanotransduction and neurodegeneration in C. elegans. Nature. 367:470-473.

57. Huang M, Chalfie M. 1994. Gene interactions affecting mechanosensory transduction in Caenorhabditis elegans. Nature. 367:467-470.

58. Hug C, Jay PY, Reddy I, McNally JG, Bridgman PC, Elson EL, Cooper J A. 1995a. Capping protein levels influence actin assembly and cell motility in dictyostelium. Cell. 81:591-600.

59. Hug T, Koslowsky T, Ecke D, Greger R, Kunzelmann K. 1995b. Actin-dependent activation of ion conductances in bronchial epithelial cells. Pflugers Arch. 429:682-690.

60. Isenberg G, Aebi U, Pollard TD. 1980. An actin-binding protein from Acanthamoeba regulates actin filament polymerization and interactions. Nature. 288:455-459.

61. Jackson SL, Heath IB. 1993. Roles of calcium ions in hyphal tip growth. Microbiol. Rev. 57:367-382.

62. Jahn R, Sudhof TC. 1993. Synaptic vesicle traffic: rush hour in the nerve terminal. J. Neurochem. 61:12-21.

63. Janmey PA. 1994. Phosphoinositides and calcium as regulators of cellular actin assembly and disassembly. Annu. Rev. Physiol. 56:169-191.

64. Janmey PA. 1998. The cytoskeleton and cell signaling: component localization and mechanical coupling. Physiol. Rev. 78:763-781.

65. Jockusch BM, Hinssen H. 1996. Nonmuscle motility and the actin-based cytoskeleton. In: Greger R., Windhorst U. (Eds.). Comprehensive Human Physiology, Vol.1. Springer-Verlag Berlin Heidelberg, pp. 225-243.

66. Johnson BD, Byerly L. 1993. A cytoskeletal mechanisn for Ca2+ channel0.4metabolic depenence and inactivation by intracellular Ca . Neuron. 10:797-804.

67. Jorgensen F, Ohmori H. 1988. Amiloride blocks the mechano-electrical transduction channel of hair cells of the chick. J. Physiol. 403:577-588.

68. Jovov B, Tousson A, Ji HL, Keeton D, Shlyonsky V, Ripoll PJ, Fuller CM, Benos DJ. 1999. Regulation of epithelial Na+ channels by actin in planar lipid bilayers and in the Xenopus oocyte expression system. J. Biol. Chem. 274:3784537854.

69. Kang F, Purich DL, Southwick FS. 1999. Profilin promotes barbed-end actin filament assembly without lowering the critical concentration. J. Biol. Chem. 274:36963-36972.

70. Katanaev VL, Wymann MP. 1998. GTPgammaS-induced actin polymerisation in vitro: ATP- and phosphoinositide-independent signalling via Rho-family proteins and a plasma membrane-associated guanine nucleotide exchange factor. J. Cell Sci. 111:1583-1594.

71. Kerschbaum HH, Cahalan MD. 1999. Single-channel recording of a store-operated Ca channel in Jurkat T lymphocytes. Science. 283: 836-839.

72. Khaitlina SY. 2001. Functional specificity of actin isoforms. Int. Rev. Cytol. 202:35-98.

73. Khaitlina SYu, Collins JH, Kuznetsova IM, Pershina VP, Synakevich IG, Turoverov KK, Usmanova AM. 1991. Physico-chemical properties of actin cleaved with bacterial protease from E. coli A2 strain. FEBS Lett. 279:49-51.

74. Kilimann MW, Isenberg G. 1982. Actin filament capping protein from bovine brain. EMBO J. 1:889-894.

75. Klein M, Seeger P, Schuricht B, Alper SL, Schwab A. 2000. Polarization of Na+/H+ and C1"/HC03" exchangers in migrating renal epithelial cells. J. Gen. Physiol. 115:599-608.

76. Korn ED, Carlier MF, Pantaloni D. 1987. Actin polymerization and ATP hydrolysis. Science. 238:638-644.

77. Kozma R, Ahmed S, Best A, Lim L. 1996. The GTPase-activating protein n-chimaerin cooperates with Racl and Cdc42Hs to induce the formation of lamellipodia and filopodia. Mol. Cell Biol. 16:5069-5080.

78. Krishtal OA, Pidoplichko VI. 1981. A receptor for protons in the membrane of sensory neurons may participate in nociception. Neuroscience. 6:2599-2601.

79. Lai CC, Hong K, Kinnell M, Chalfie M, Driscoll M. 1996. Sequence and transmembrane topology of MEC-4, an ion channel subunit required for mechanotransduction in Caenorhabditis elegans. J. Cell Biol. 133:1071-1081.

80. Lambert S, Davis JQ, Bennett V. 1997. Morphogenesis of the node of Ranvier: co-clusters of ankyrin and ankyrin-binding integral proteins define early developmental intermediates. J. Neurosci. 17:7025-7036.

81. Levina NN, Lew RR, Heath IB. 1994. Cytoskeletal regulation of ion channel distribution in the tip-growing organism Saprolegnia ferax. J. Cell Sci. 107:127134.86. binder ME, Gilman AG. 1992. G Proteins. Scientific American. July:56-65.

82. Lingueglia E, Champigny G, Lazdunski M, Barbry P. 1995. Cloning of the amiloride-sensitive FMRFamide peptide-gated sodium channel. Nature. 378:730733.

83. Lipp P, Niggli E. 1994. Sodium current-induced calcium signals in isolated guinea-pig ventricular myocytes. J. Physiol. 474:439-446.

84. Liu P-S, Kao L-S. 1990. Na+-Dependent Ca2+ influx in bovine adrenal chromaffin cells. Cell Calcium. 11:573-579.

85. Ma L, Cantley LC, Janmey PA, Kirschner MW. 1998. Corequirement of specific phosphoinositides and small GTP-binding protein Cdc42 in inducing actin assembly in Xenopus egg extracts. J. Cell Biol. 140:1125-1136.

86. Maciver SK. 1998. How ADF/cofilin depolymerizes actin filaments. Curr. Opin. Cell Biol. 10:140-144.

87. Malhotra JD, Kazen-Gillespie K, Hortsch M, Isom LL. 2000. Sodium channel beta subunits mediate homophilic cell adhesion and recruit ankyrin to points of cell-cell contact. J. Biol. Chem. 275:11383-11388.

88. Matveyev W, Usmanova AM, Morozova AV, Collins JH, Khaitlina SY. 1996. Purification and characterization of the proteinase ECP 32 from Escherichia coli A2 strain. Biochim. Biophys. Acta. 1296:55-62.

89. Maun NA, Speicher DW, DiNubile MJ, Southwick FS. 1996. Purification and properties of a Ca2+-independent barbed-end actin filament capping protein, CapZ, from human polymorphonuclear leukocytes. Biochem. 35:3518-3524.

90. MaximovAV, Vedernikova EA, Hinssen H, Khaitlina SY, Negulyaev YuA. 1997. Ca-dependent regulation of Na+-selective channels via actin cytoskeleton modification in leukemia cells. FEBS Lett. 412:94-96.

91. McDonald FJ, Price MP, Snyder PM, Welsh MJ. 1995. Cloning and expression of the beta- and gamma-subunits of the human epithelial sodium channel. Am. J. Physiol. 268-.C1157-C1163.

92. McDonald FJ, Snyder PM, McCray PB, Welsh MJ. 1994. Cloning, expression, and tissue distribution of a human amiloride-sensitive Na+ channel. Amer. J. Physiol. 266:L728-L734.

93. Mistry DK, Tripathi O, Chapman RA. 1997. Kinetic properties of unitary Na+-dependent K+ channels in inside-out patches from isolated guinea-pig ventricular myocytes. J. Physiol. 500:39-50.

94. Mogilner A, Oster G. 1996. Cell motility driven by actin polymerization. Biophys. J. 71:3030-3045.

95. Moreau V, Way M. 1998. Cdc42 is required for membrane dependent actin polymerization in vitro. FEBS Lett. 427:353-356.

96. Mullins RD, Heuser J A, Pollard TD. 1998. The interaction of Arp2/3 complex with actin: nucleation, high affinity pointed end capping, and formation of branching networks of filaments. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 95:6181-6186.

97. Mullins RD. 2000. How WASP-family proteins and the Arp2/3 complex convert intracellular signals into cytoskeletal structures. Curr. Opin. Cell Biol. 12:91-96.

98. Neer EJ. 1995. Heterotrimeric G proteins: organizers of transmembrane signals. Cell. 80:249-257.

99. Negulyaev YuA, Khaitlina SYu, Hinssen H, Shumilina EV, Vedernikova EA. 2000. Sodium channel activity in leukemia cells is directly controlled by actin polymerization. J. Biol. Chem. 275:40933-40937.

100. Negulyaev YuA, Maximov AV, Vedernikova EA, Katina IE. 1997. Voltage-insensitive Na channels of different selectivity in human leukemic cells. Gen. Physiol. Biophys. 16:163-173.

101. Negulyaev YuA, Vedernikova EA. 1994. Sodium-selective channels in membranes of rat macrophages. J. Membrane Biol. 138:37-45.

102. Negulyaev YuA, Vedernikova EA, Maximov AV. 1996. Disruption of actin filaments increases the activity of sodium-conducting channels in human myeloid leukemia cells. Mol. Biol. Cell. 7:1857-1864.

103. Negulyaev YuA, Vedernikova EA, Mozhayeva GN. 1994. Several types of sodium-conducting channels in human carcinoma A-431 cells. Biochim. Biophys. Acta. 1194:171-175.

104. North RA. 1996. Families of ion channels with two hydrophobic segments. Curr. Opinion Cell Biol. 8:474-483.

105. Ochs HD, Slichter SJ, Harker LA, Von Behrens WE, Clark RA, Wedgwood RJ. 1980. The Wiskott-Aldrich syndrome: studies of lymphocytes, granulocytes, and platelets. Blood. 55:243-252.

106. Ohara A, Matsunaga H, Eaton DC. 1993. G protein activation inhibits amiloride-blockable highly selective sodium channels in A6 cells. Am. J. Physiol. 264:C352-360.

107. О ike M, Schwarz G, Sehrer J, Jost M, Gerke V, Weber K, Droogmans G, Nilius B. 1994. Cytoskeletal modulation of the response to mechanical stimulation in human vascular endothelial cells. Pfliigers Arch. 428:569-576.

108. Oude Weernink PA, Schulte P, Guo Y, Wetzel J, Amano M, Kaibuchi K, Haverland S, Voss M, Schmidt M, Mayr GW, Jakobs KH. 2000. Stimulation of phosphatidylinositol-4-phosphate 5-kinase by Rho-kinase. J. Biol. Chem. 275:10168-10174.

109. Palmer LG. 1992. Epithelial Na channels: function and diversity. Annu. Rev. Physiol. 54:51-66.

110. Pantaloni D, Carlier MF. 1993. How profilin promotes actin filament assembly in the presence of thymosin beta 4. Cell. 75:1007-1014.

111. Parekh AB. 1996. Nonhydrolyzable analogues of GTP activate a new Na+ current in a rat mast cell line. J. Biol. Chem. 271:23161-23168.

112. Piepenhagen PA, Nelson WJ. 1998. Biogenesis of polarized epithelial cells during kidney development in situ: roles of E-cadherin-mediated cell-cell adhesion and membrane cytoskeleton organization. Mol. Biol. Cell. 9:3161-3177.

113. Pollard TD, Blanchoin L, Mullins RD. 2000. Molecular mechanisms controlling actin filament dynamics in nonmuscle cells. Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 29:545-576.

114. Pollard TD, Cooper JA. 1986. Actin and actin-binding proteins. A critical evaluation of mechanisms and functions. Annu. Rev. Biochem. 55:987-1035.

115. Polo-Parada L, Korn SJ. 1997. Block of N-type calcium channels in chick sensory neurons by external sodium. J. Gen. Physiol. 109:693-702.

116. Prat AG, Bertorello AM, Ausiello DA, Cantiello HF. 1993. Activation of epithelial Na+ channels by protein kinase A requires actin filaments. Am. J. Physiol. 265:C224-C233.

117. Remmert K, Vullhorst D, Hinssen H. 2000. In vitro refolding of heterodimeric CapZ expressed in E. coli as inclusion body protein. Protein Expr. Purif. 18:11-19.

118. Ren XD, Bokoch GM, Traynor-Kaplan A, Jenkins GH, Anderson RA, Schwartz MA. 1996. Physical association of the small GTPase Rho with a 68-kDa phosphatidylinositol 4-phosphate 5-kinase in Swiss 3T3 cells. Mol. Biol. Cell. 7:435-442.

119. Renard S, Lingueglia E, Voilley N, Lazdunski M, Barbry P. 1994. Biochemical analisis of the membrane topology of the amiloride-sensitive Na+ channel. J Biol. Chem. 269:12981-12986.

120. Ribeiro CM, Reece J, Putney JW. 1997. Role of the cytoskeleton in calcium signaling in NIH 3T3 cells. An intact cytoskeleton is required for agonist-induced Ca2+., signaling, but not for capacitative calcium entry. J. Biol. Chem. 272:2655526561.

121. Ridley AJ, Hall A. 1992. The small GTP-binding protein rho regulates the assembly of focal adhesions and actin stress fibers in response to growth factors. Cell. 70:389-399.

122. Ridley AJ, Paterson HF, Johnston CL, Diekmann D, Hall A. J992. The small GTP-binding protein rac regulates growth factor-induced membrane ruffling. Cell. 70:401-410.

123. Rohatgi R, Ma L, Miki H, Lopez M, Kirchhausen T, Takenawa T, Kirschner MW. 1999. The interaction between N-WASP and the Arp2/3 complex links Cdc42-dependent signals to actin assembly. Cell. 97:221-231.

124. Romani AM, Scarpa A. 2000. Regulation of cellular magnesium. Front. Biosci. 5:D720-D734.

125. Romano-Silva MA, Gomez MV, Brammer MJ. 1994. Modulation of Ca -stimulated glutamate release from synaptosomes by Na+ entry through tetrodotoxin-sensitive channels. Biochem. J. 304:353-357.

126. Rotin D, Bar-Sagi D, O'Brodovich H, Merilainen J, Lehto VP, Canessa CM, Rossier ВС, Downey GP. 1994. An SH3 binding region in the epithelial Na+ channel (alpha rENaC) mediates its localization at the apical membrane. EMBO J. 13:4440-4450.

127. Ruiz-Opazo N, Cloix JF, Melis MG, Xiang XH, Herrera VL. 1997. Characterization of a sodium-response transcriptional mechanism. Hypertension. 30:191-198.

128. Ruknudin A, Song MJ, Sachs F. 1991. The ultrastructure of patch-clamped membranes: a study using high voltage electron microscopy. J. Cell Biol. 112:125134.

129. Safer D, Sosnick TR, Elzinga M. 1997. Thymosin beta 4 binds actin in an extended conformation and contacts both the barbed and pointed ends. Biochemistry. 36:5806-5816.

130. Schafer A, De Vries JX, Faulstich H, Wieland T. 1975. Phalloidin counteracts the inhibitory effect of actin on deoxyribonuclease I. FEBS Lett. 57:51-54.

131. Schafer DA, Jennings PB, Cooper J A. 1996. Dynamics of capping protein and actin assembly in vitro: uncapping barbed ends by polyphosphoinositides. J. Cell Biol. 135:169-179.

132. Schafer DA, Korshunova TO, Schroer ТА, Cooper J A. 1994. Differential localization and sequence analysis of capping protein beta-subunit isoforms of vertebrates. J. Cell Biol. 127:453-465.

133. Schafer DA, Waddle JA, Cooper JA. 1993. Localization of CapZ during myofibrillogenesis in cultured chicken muscle. Cell Motil. Cytoskeleton. 25:317335.

134. Schafer DA, Welch MD, Machesky LM, Bridgman PC, Meyer SM, Cooper J A. 1998. Visualization and molecular analysis of actin assembly in living cells. J. Cell Biol. 143:1919-1930.

135. Schwiebert EM, Mills JW, Stanton BA. 1994. Actin-based cytoskeleton regulates a chloride channel and cell volume in renal cortical collecting duct cell line. J. Biol. Chem. 269:7081-7089.

136. Shibasaki Y, Ishihara H, Kizuki N, Asano T, Oka Y, Yazaki Y. 1997. Massive actin polymerization induced by phosphatidylinositol-4-phosphate 5-kinase in vivo. J. Biol. Chem. 272:7578-7581.

137. Shumilina EV, Khaitlina SYu, Morachevskaya EA, Negulyaev YuA. 2001. Role of actin cytoskeleton dynamics in the regulation of non-voltage-gated sodium channels. 41st Annual Meeting of American Society for Cell Biology. Mol. Biol. Cell. 12:467a.

138. Shumilina EV, Negulyaev YuA, Morachevskaya EA, Hinssen H, Khaitlina SYu. 2003. Regulation of sodium channel activity by capping of actin filaments. Mol. Biol. Cell. 14:1709-1716.

139. Smith PR, Saccomani G, Joe EH, Angelides KJ, Benos DJ. 1991. Amiloride-sensitive sodium channel is linked to the cytoskeleton in renal epithelial cells. Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 88:6971-6975.

140. Snyder PM, McDonald FJ, Stokes JB, Welsh MJ. 1994. Membrane topology of the amiloride-sensitive epithelial sodium channel. J. Biol. Chem. 269:2437924383.

141. Spudich JA, Watt S. 1971. The regulation of rabbit skeletal muscle contraction. 1. Biochemical studies of the interactions of the tropomyosin-troponin complex with actin and the proteolytic fragments of myosin. J. Biol. Chem. 246:4866-4871.

142. Stossel TP, Chaponnier C, Ezzell RM, Hartwig JH, Janmey PA, Kwiatkowski DJ, bind SE, Smith DB, Southwick FS, Yin HL, et al. 1985. Nonmuscle actin-binding proteins. Annu. Rev. Cell Biol. 1:353-402.

143. Suzuki N, Mihashi K. 1991a. Binding mode of cytochalasin В to F-aetin is altered by lateral binding of regulatory proteins. J. Biochem. (Tokyo). 109:19-23.

144. Suzuki N, Mihashi K. 19916. High-affinity binding of cytochalasin В to the fiend of F-actin loses its inhibitory effect on subunit exchange when the bound nucleotide is ADP. J. Biochem. (Tokyo). 110:514-519.

145. Takahashi K, Sasaki T, Mammoto A, Hotta I, Takaishi K, Imamura H, Nakano K, Kodama A, Takai Y. 1998. Interaction of radixin with Rho small G protein GDP/GTP exchange protein Dbl. Oncogene. 16:3279-3284.

146. Takai Y, Sasaki T, Matozaki T. 2001. Small GTP-binding proteins. Physiol. Rev. 81:153-208.

147. Tapon N, Hall A. 1997. Rho, Rac and Cdc42 GTPases regulate the organization of the actin cytoskeleton. Curr. Opin. Cell Biol. 9:86-92.

148. Tardif M, Huang S, Redmond T, Safer D, Pring M, Zigmond SH. 1995. Actin polymerization induced by GTP gamma S in permeabilized neutrophils is induced and maintained by free barbed ends. J. Biol. Chem. 270:28075-28083.

149. Terzic A, Kurachi Y. 1996. Actin microfilament disrupters enhance KATP channel opening in patches from guinea-pig cardiomyocytes. J. Physiol. 492:395404.

150. Tolias KF, Cantley LC, Carpenter CL. 1995. Rho family GTPases bind to phosphoinositide kinases. J. Biol. Chem. 270:17656-17659.

151. Turoverov KK, Haitlina SY, Pinaev GP. 1976. Ultra-violet fluorescence of actin. Determination of native actin content in actin preparations. FEBS Lett. 62:46.

152. XJrbanik E, Ware BR. 1989. Actin filament capping and cleaving activity of cytochalasins B, D, E, and H. Arch. Biochem. Biophys. 269:181-187.

153. Van Aelst L, D'Souza-Schorey C. 1997. Rho GTPases and signaling networks. Genes Dev. 11:2295-2322.

154. Van Renterghem C, Lazdunski M. 1991. A new non-voltage-dependent, epithelial-like Na+ channel in vascular smooth muscle cells. Pfliigers Arch. 419:401-408.

155. Vinson VK, De La Cruz EM, Higgs HN, Pollard TD. 1998. Interactions of Acanthamoeba profilin with actin and nucleotides bound to actin. Biochemistry. 37:10871-10880.

156. Waldmann R, Champigny G, Bassilana F, Heurteaux C, Lazdunski M. 1997. A proton-gated cation channel involved in acid-sensing. Nature. 386:173-177.

157. Waldmann R, Champigny G, Bassilana F, Voilley N, Lazdunski M. 1995. Molecular cloning and functional expression of a novel amiloride-sensitive Na+ channel. J. Biol. Chem. 270:27411-27414.

158. Zhang GH, Melvin JE. 1996. Na+-dependent release of Mg2+ from an intracellular pool in rat sublingual mucous acini. J. Biol. Chem. 271:29067-29072.

159. Zhou D, Lambert S, Malen PL, Carpenter S, Boland LM, Bennett V. 1998. AnkyrinG is required for clustering of voltage-gated Na channels at axon initial segments and for normal action potential firing. J. Cell Biol. 143:1295-1304.

160. РОССИЙСКАЯ ГОСУДАРСТВ?.!!*/ vi1. Ъо'9>Ъ \