Содержание энергетических субстратов в быстрых и медленных волокнах скелетных мышц млекопитающих в условиях гравитационной разгрузки тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.01, кандидат биологических наук Тавитова, Мадина Георгиевна

• Тавитова, Мадина Георгиевна
• кандидат биологических наук
• 2011

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Тавитова, Мадина Георгиевна

03.03.01 - физиология

Диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Научный руководитель: доктор биологических наук Шенкман Б.С.

Москва

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ППС - площадь поперечного сечения

МВ - мышечное волокно

ЭМГ - электромиография

АТФ - аденозинтрифосфат

АМФ - аденозинмонофосфат

АМПК - аденозин 5-монофосфат-активируемая протеинкиназа МНС I - волокна, экспрессирующие тяжелые цепи миозина I типа МНС II - волокна, экспрессирующие тяжелые цепи миозина II типа

ОГЛАВЛЕНИЕ

Введение.

Глава 1. Обзор литературы.

1.1. Типы мышечных волокон и окислительный потенциал.

1.2.Содержание гликогена в быстрых и медленных мышечных волокнах при повышенной сократительной активности.

1.3. Содержание триглицеридов в быстрых и медленных мышечных волокнах при повышенной сократительной активности.

1.4 Методы определения триглицеридов.

1.4.1.Химический (ферментативный) способ определения триглицеридов.

1.4.2.ЯМР-спектроскопи я.

1.4.3 .Гистохимическое определение триглицеридов с помощью флуоресцентного микроскопа.

1.5. Содержание гликогена и триглицеридов в скелетных мышцах млекопитающих в условиях космического полета.

1.6. Содержание гликогена и триглицеридов в скелетных мышцах млекопитающих в условиях наземного моделирования действия невесомости.

1.7. Влияние гормонального фона на содержание энергетических субстратов при-функциональной разгрузке:.

1.7.1. Влияние инсулина на содержание гликогена ш транспорт глюкозы в мышцу при гравитационной разгрузке.

1.7.2. Влияние соматотропина на содержание триглицеридов в мышцах при гравитационной разгрузке.

1.8. Изменение активности мышц-антагонистов при гравитационной разгрузке. Возможное влияние на содержание энергетических субстратов.

Глава 2. Материалы и методы исследования.

2.1. Организация, экспериментов.

2.2.1. Антиортостатическое вывешивание крыс продолжительностью 3 и 14 суток.

2.1.2.14-суточное вывешивание крысы в сочетание с введением AICAR.

2.1.3. 7-суточное антиортостатическое вывешивание крыс в сочетании с тенотомией мышц передней группы голени.

2.1.4. Космический эксперимент «ФОТОН-МЗ».

2.2. Методы обработки биоматериала и анализ данных.

2.2.1 Взятие и хранение экспериментального материала.

2.2.2 Гистохимическое окрашивание на триглицериды с одновременным типированием мышечных волокон.

2.2.3 Гистохимическое окрашивание на гликоген с одновременным типированием мышечных волокон.

2.2.4 Анализ полученных препаратов.

Глава 3. Результаты исследования.

3.1. Антиортостатическое вывешивание крыс продолжительностью 3 и 14 суток.

3.2. Влияние стимулирования АМПК с помощью А1САК. на содержание гликогена и площадь поперечного сечения быстрых и медленных волокон камбаловидной мышцы крысы.

3.3. 7-суточное антиортостатическое вывешивание крыс в сочетании с тенотомией мышц передней группы голени.

3.4. 12-суточный космический полет.

Глава 4. Обсуждение результатов.

4.1. Содержание гликогена в разных типах волокон в условиях гравитационной разгрузки.

4.2. Влияние стимулирования АМПК на содержание гликогена и площадь поперечного сечения^ быстрых и медленных волокон камбаловидной мышцы крысы.

4.3. Содержание триглицеридов в разных типах волокон в условиях гравитационной разгрузки.

4.4. Изменение активности мышц-антагонистов при 7-суточной гравитационной разгрузке. Возможное влияние на содержание энергетических субстратов в камбаловидной мышце.

4.5. Содержание гликогена в быстрых и медленных волокнах камбаловидной мышцы песчанок после 12-суточного космического полета.

Выводы.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Содержание энергетических субстратов в быстрых и медленных волокнах скелетных мышц млекопитающих в условиях гравитационной разгрузки»

Скелетные мышцы образованы быстрыми и медленными волокнами, которые имеют различную скорость возбуждения, сокращения и утомления

Pette et al., 1990]. Волокна разного типа также отличаются механизмами образования энергии. В медленных волокнах преобладает аэробный путь образования энергии, который обеспечивает выполнение длительной работы на выносливость. В быстрых мышечных волокнах ресинтез АТФ осуществляется за счет анаэробного пути. Быстрые волокна приспособлены к скоростной интенсивной работе относительно небольшой продолжительности. Хорошо известно, что при сократительной активности содержание гликогена и триглицеридов в мышечных волокнах уменьшается, причем гликоген расходуется более интенсивно в быстрых мышечных волокнах [Koopman et al., 2005], а содержание триглицеридов уменьшается только в волокнах медленного типа [Van Luc et al., 2003]. В то же время, влияние гравитационной разгрузки на содержание гликогена и триглицеридов изучено недостаточно, опубликованы лишь единичные работы, направленные на исследование содержания энергетических субстратов в мышечных волокнах быстрого и медленного типов в условиях гравитационной разгрузки. Так, показано увеличение содержания гликогена в камбаловидной мышце крысы после 12 часов антиортостатического вывешивания, несмотря на снижение скорости поступления глюкозы в мышцу [Henriksen et al., 1988]. При изучение влияния 14 суток вывешивания на камбаловидную мышцу крыс, выявлено 2-х кратное увеличение уровня гликогена как в быстрых, так и в медленных одиночных скинированных волоках [Grichko et al., 2000]. Однако по данным Langfort J. [Langfort et al., 1997] после 24 часов и 5 недель антиортостатического вывешивания уровень гликогена в камбаловидной мышце крыс не отличался от контрольных значений. Согласно данным Ильиной-Какуевой Е.И. [Ильина-Какуева и д.р., 1985] содержание гликогена на 21 сутки вывешивания снижается в камбаловидной мышце крыс. Кроме того, показано накопление внутриклеточных триглицеридов в m. vastus medialis крыс после 14-дневного космического полета [Musacchia et al., 1992].

Обобщая имеющиеся данные, полученные в условиях гравитационной разгрузки, следует отметить, что они достаточно разнородны. Содержание гликогена увеличивается, снижается или не меняется. Однако в литературе нет данных о содержании гликогена и. триглицеридов в камбаловидной, а тем более в передней болынеберцовой мышце при 3-х и 7-ми суточном антиортостатическом вывешивании.

Противоречивость литературных данных наталкивает на мысль, что изменение содержания гликогена и триглицеридов в волокнах мышцантагонистов крысы могут быть обусловлены разными механизмами. Одним из таких механизмов, возможно, является изменение сократительной активности при антиортостатическом вывешивании. Известно, что в условиях гравитационной разгрузки ЭМГ активность постуральной камбаловидной мышцы резко снижается [Kawano et al., 2004], тогда как

ЭМГ активность мышц передней группы голени увеличивается и остается повышенной в течение нескольких дней, а затем постепенно снижается [Ка\уапо & а1., 2004]. Так, А1Гогё Е.К. [АКогс! е1 а1., 1987] показано, что динамика ЭМГ активности флексоров и экстензоров голени крысы в условиях гравитационной разгрузки существенно отличается. По данным этих авторов ЭМГ активность камбаловидной мышцы крысы резко снижается по сравнению с контролем уже в первые сутки антиортостатического вывешивания, начинает восстанавливаться к третьим суткам и к двухнедельному сроку достигает уровня контроля. При этом ЭМГ активность передней болыдеберцовой мышцы в условиях разгрузки существенно1 выше, нежели в контроле, причем уже в первые сутки вывешивания превышает его в несколько раз и остается повышенной вплоть до тридцатых суток вывешивания.

Усиление проприоцептивной импульсации с мышц передней группы голени в условиях гравитационной разгрузки может служить одним из механизмов, участвующих в развитии гипогравитационной атрофии камбаловидной мышцы. Тенотомия мышц передней группы голени позволяет исключить активность мышцы, и как следствие, афферентную импульсацию, и таким образом оценить ее влияние на состояние камбаловидной мышцы, в том числе на содержание энергетических субстратов в волокнах разного типа.

Цель исследования

Изучить содержание гликогена и триглицеридов и возможные механизмы регуляции энергетического обмена в быстрых и медленных волокнах камбаловидной и передней болыпеберцовой мышц в условиях гравитационной разгрузки.

Задачи

1. Исследовать содержание гликогена и триглицеридов в быстрых и медленных волокнах камбаловидной и передней болыпеберцовой мышц крысы на разных сроках антиортостатического вывешивания (3, 7,14 суток).

2. Оценить влияние стимулирования АМПК в ходе 14-суточного антиортостатического вывешивания на содержание гликогена и площадь поперечного сечения быстрых и медленных волокон камбаловидной мышцы крысы.

3. Изучить влияние тенотомии мышц передней группы голени на изменение содержания энергетических субстратов и морфологических характеристик быстрых и медленных волокон камбаловидной мышцы крысы в ходе 7-суточного антиортостатического вывешивания.

4. Изучить влияние 12-суточного космического полета на содержание гликогена в быстрых и медленных волокнах камбаловидной мышцы песчанки.

Научная новизна работы

• Показано, что в результате 3 и 7-суточного антиортостатического вывешивания содержание гликогена уменьшается в медленных волокнах камбаловидной мышцы крысы и восстанавливается до уровня контроля к 14-м суткам вывешивания.

• Выявлено накопление триглицеридов в быстрых волокнах передней болыпеберцовой мышцы крысы через 14 суток антиортостатического вывешивания.

• Впервые показано, что стимулирование АМПК в ходе 14-суточного вывешивания позволяет замедлить развитие атрофии и увеличивает содержание гликогена в быстрых волокнах камбаловидной мышцы крысы.

• Показано, что тенотомия мышц передней группы голени позволяет предотвратить потерю гликогена в медленных волокнах камбаловидной мышцы крысы в ходе 7-суточного антиортостатического вывешивания.

• Впервые показано, что содержание гликогена в разных типах волокон камбаловидной мышцы монгольской песчанки после 12-суточного космического полета не меняется.

Научная и практическая значимость

Полученные результаты расширяют представления о характере изменений энергообеспечения камбаловидной и передней болыпеберцовой мышцы млекопитающих в условиях гравитационной разгрузки и углубляют имеющиеся данные об особенностях обменных процессов в скелетных мышцах. Эти результаты имеют большое практическое значение, поскольку могут служить теоретической основой для разработки новых подходов, направленных на уменьшение негативного влияния невесомости на скелетные мышцы.

Положения, выносимые на защиту

1. Гравитационная разгрузка сопровождается разнонаправленными изменениями содержания энергетических субстратов в мышцах-антагонистах голени крысы.

2. Изменение содержания энергетических субстратов в мышцах-антагонистах голени крысы может быть обусловлено типом и окислительным потенциалом мышечных волокон, изменением характера сократительной активности мышц и особенностями регуляции энергообмена в ходе гравитационной разгрузки.

Заключение диссертации по теме «Физиология», Тавитова, Мадина Георгиевна

выводы

1. Содержание гликогена снижается в медленных волокнах камбаловидной мышцы на 3 и 7 сутки вывешивания и возвращается к уровню интактного контроля на 14 сутки.

2. Содержание гликогена уменьшается в быстрых волокнах передней болыпеберцовой мышцы крысы на 3 сутки антиортостатического вывешивания.

3. В быстрых волокнах передней болыпеберцовой мышцы крысы после 14 суток гравитационной разгрузки происходит накопление триглицеридов.

4. Стимулирование АМПК в ходе 14-суточного вывешивания позволяет замедлить развитие атрофии и увеличивает содержание гликогена в быстрых волокнах камбаловидной мышцы крысы.

5. Тенотомия мышц передней группы голени предотвращает потерю гликогена в медленных волокнах камбаловидной мышцы крысы на фоне 7-суточной гравитационной разгрузки.

6. Динамика изменения содержания энергетических субстратов в быстрых и медленных волокнах мышц-антагонистов голени крысы наряду с сократительной активностью определяется гормональным фоном и внутриклеточной регуляцией, что предполагает разнонаправленность и неоднородность этих изменений на разных сроках гравитационной разгрузки.

7. Содержание гликогена в быстрых и медленных волокнах камбаловидной мышцы монгольских песчанок после 12-суточного космического полета не изменяется.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Тавитова, Мадина Георгиевна, 2011 год

1. Виноградова O.JL, Кузнецов С.Л., Озолина Е.В., Шенкман Б.С., Жуковская Т.Я. Расход мышечного гликогена при кратковременной работе высокой интенсивности в зависимости от его исходного содержания. // Физиология человека. -1991.Т. 17, №3. С.74-78.

2. Гаевская М.С., Белицкая P.A., Колганова Н.С., Колчина Е.В., Куркина Л.М. Метаболизм ткани смешанных по типу волокон "скелетных мышц у крыс после полета на биоспутнике «КОСМОС-690». Космическая биология и авиакосмическая медицина. 1979. № 3. С.28-31.

3. Григорьев А.И., Козловская И.Б., Шенкман Б.С. Роль опорной афферентации в организации тонической нервной системы // Росс. Физиол. Ж. 2004. Т. 90, №5. С.508-521

4. Ильин Е.А., Новиков В.Е. Стенд для моделирования физиологических эффектов невесомости в лабораторных экспериментах с крысами. // Космическая биол. и авиакосмическая медицина. -1980. №3. С.79-80

5. Коц Я.М., Виноградова O.JI. Даничева Е.Д. Метаболический эффект кофеина во время мышечной работы в зависимости от углеводных ресурсов организма. // Физиология человека. 1984. Т. 10. №2. С.310

6. Alford Е.К., Roy R.R., Hodgson J.A., and Edgerton V.R. Electromyography of rat soleus, medial gastrocnemius, and tibialis anterior during hindlimb suspension. // Exp Neurol. 1987. V. 96 P.635-649.

7. Andruchov O., Andruchova O., Wang Y., Galler S. Functional differences in type-I fibres from two slow skeletal muscles of rabbit. // Pflugers Arch. -2003. V.446(6). P.752-759.

8. Asmussen E. Muscle metabolism during exercise in man: a historical survey. In: Advances in Experimental Medicine and Biology, edited by Pernow B- and Saltin B. // New York: Plenum. -1971. P.l-12.

9. Bâr A., Pette D. Three fast myosin heavy chains in adult rat skeletal muscle.// FEBS Lett.- 1988. V.235. P.153-155.

10. Baldwin K.M., Herrick R.E. and McCue. S.A. Substrate oxidation capacity in rodent skeletal muscle: effects of exposure to zero gravity. // J. Appl. Physiol. -1993. V. 75. P.2466-2470.

11. Baranski S., Baranska W., Marciniak M., Ilyina-Kakueva E.I. Ultrasonic investigations of the soleus muscle after space flight on the Biosputnik 936. //Aviat Space Environ Med. 1979. V. 50(9). P.930-934.

12. Bergman B.C., Butterfield G.E., Wolfel E.E., Casazza G.A. Lopaschuk G.D., and Brooks G.A. Evaluation of exercise and training on muscle lipidmetabolism. // Am J Physiol Endocrinol Metab. 1999. V.276. P.E106-E117.

13. Bergstrom J., Hultman E., and Saltin B. Muscle glycogen consumption during cross-country skiing (the Vasa ski race). // Int Z Angew PhysiolEinschl Arbeitsphysiol 1973. V.31. P.71-75.

14. Bigbee A.J., Grindeland R.E., Roy R.R., et al. Basal and evoked levels of bioassayable growth hormone are altered by hindlimb unloading.// J Appl Physiol. 2006. V. 100(3). P.1038.

15. Boesch C., Decombaz J., Slotboom J., and Kreis R. Observation of intramyocellular lipids by means of 1H magnetic resonance spectroscopy. // Proc Nutr Soc. 1999. V.58. P.841-850.

16. Boesch C., Slotboom J., Hoppeler H., and Kreis R. In vivo determination of intra-myocellular lipids in human muscle by means of localized 1H-MR-spectroscopy. // Magn Reson Med. 1997. V.37. P.484-493.

17. Booth F.W., Thomason D.B. Molecular and cellular adaptation of muscle in response to exercise: Perspectives of various models. // Physiol Rev. 1991 V.71. P.541-585.

18. Brooke M.H., Kaiser K.K. Three "myosin adenosine triphosphatase systems: the nature of their pH lability and sulfhydryl dependence. // J Histochem Cytochem. 1970. V.18. P.670-672.

19. Capetanaki Y., Bloch R.J., Kouloumenta A., et al., Muscle intermediate filaments and their links to membranes and membranous organelles. // Exp. Cell Res. 2007. V.313 (10). P.2063.

20. Casse A.H., Desplanches D., Mayet-Sornay M.H., Raccurt M., Jegou S., Morel G. Growth hormone receptor expression in atrophying muscle fibers of rats. //Endocrinology. 2003. V.144(8). P.3692-3697.

21. Chi M.M., Choksi . R., Nemeth P., Krasnov I., Ilyina-Kakueva E., Manchester J.K,. Lowry O.H. Effects of microgravity and tail suspension on enzymes of individual soleus and tibialis anterior fibers. // J Appl Physiol. 1992. V.73(2 Suppl). P.66S-73S.

22. Childs T.E., Spangenburg E.E., Vyas D.R., Booth F.W. Temporal alterations in protein signaling cascades during recovery from muscle atrophy. // Am J Physiol Cell Physiol. 2003. V.285(2). P.C391-C398.

23. Costill D.L., Gollnick P.D., Jansson E.D., Saltin B., Stein E.M. Glycogen depletion pattern in human muscle fibres during distance running. // Acta Physiol Scand. 1973. V.89(3). P.374-383

24. Da Silva C.A., Guirro R.R., Polacow M.L., Cancelliero K.M., Durigan J.L. Rat hindlimb joint immobilization with acrylic resin orthoses. // Braz J Med Biol Res. 2006. V.39(7). P.979-985.

25. Desplanches D., Mayet-Sornay M.H., Sempore B., Favier R. Muscle glycogenolysis and exercise following rodent hindlimb suspension.// BAM -1995. V. 5(2). P. 1777-1780.

26. Dubowitz V., Pearse A. A comparative histochemical study of oxidative enzyme and phosphorylase activity in skeletal muscle. // Zellforch Microsk Anat Histochem. 1960. V.2. P.105-117.

27. Engel W.K. The essentiality of histo- and cytochemical studies of skeletal muscle in the investigation of neuromuscular disease. // Neurology. 1962. V.12. P.778-794.

28. Enns D.L., Raastad T., Ugelstad I. et al. Calpain/calpastatin activities and substrate depletion patterns during hindlimb unweighting and reweighting in skeletal muscle. // Eur J Appl Physiol. 2007. V.100(4). P.445-455.

29. Essen B., Jansson E., Henriksson J., Taylor A.W., and Saltin B. Metabolic characteristics of fibre types in human skeletal muscle. // Acta Physiol. Scand. 1975 V.95. P.153-165.

30. Essen B., Hagenfeldt L., and Kaijser L. Utilization of blood-borne and intramuscular substrates during continuous and intermittent exercise in man. // J Physiol. 1977. V.265. P.489-506.

31. Fischbach G.D., Robbins N. Changes in contractile properties of disused soleus muscles. // J Physiol. 1969. V.201(2). P.305-320.

32. Froberg S.O. and Mossfeldt F. Effect of prolonged strenuous exercise on the concentration of triglycerides, phospholipids and glycogen in muscle of man. // Acta Physiol Scand. 1971. V.82. P. 167-171.

33. Fryer L.G., Foufelle F., Barnes K., Baldwin S.A., Woods A., Carling D. Characterization of the role of the AMP-activated protein kinase in the stimulation of glucose transport in skeletal muscle cells. // Biochem J. 2002 V.1363(Pt 1). P.167-174.

34. Giorgino F., Almahfouz A., Goodyear L.J., Smith R.J. Glucocorticoid regulation of insulin receptor and substrate IRS-1 tyrosine phosphorylation in rat skeletal muscle in vivo. // J Clin Invest. 1993. V.91(5). P.2020-2030.

35. Gollnick P.D., Armstrong R.B., Saubert C.W., Piehl K., Saltin B. Enzyme activity and fiber composition in skeletal muscle of untrained and trained men. // J Appl Physiol. 1972. V.3(3). P.312-319.

36. Gollnick P.D., Karlsson J., Piehl K., Saltin B. Selective glycogen depletion in skeletal muscle fibres of man following sustained contractions. // J Physiol. -1974. V.241(l). P.59-67

37. Gollnick P.D., Piehl K., Saltin B. Selective glycogen depletion pattern in human muscle fibres after exercise of varying intensity and at varying pedalling rates. // J Physiol. 1974. V.241(l). P.45-57.

38. Green H.J., Ball-Burnett M.E., Morrissey M.A., Spalding M.J., Hughson R.L., Fraser I.G. Fiber type specific glycogen utilization in rat diaphragm during treadmill exercise. // J Appl Physiol. 1987. V.63(l). P.75-83

39. Grichko V.P., Gettelman G.J., Widrick J.J., Fitts R.H. Substrate and enzyme profile of fast and slow skeletal muscle fibers in rhesus monkeys. // J Appl Physiol. -1999. V.86(l). P.335-340.

40. Grichko V.P., Heywood-Cooksey A., Kidd K.R., Fitts R.H. Substrate profile in rat soleus muscle fibers after hindlimb unloading and fatigue. // J Appl Physiol. 2000. V.88(2). P.473-478.

41. Gunning P., Hardeman E. Multiple mechanisms regulate muscle fiber diversity. // FASEB J. 1991. V.5(15). P3064-3070.

42. Guo Z. Triglyceride content in skeletal muscle: variability and the source. // Anal Biochem. 2001. V.296. P.l-8.

43. Guo Z., Burguera B., and Jensen M.D. Kinetics of intramuscular triglyceride fatty acids in exercising humans. // J Appl Physiol 2000. V.89. P.2057-2064.

44. Handberg A., Megeney L.A., McCullagh K.J., Kayser L., Han X.X., Bonen A. Reciprocal GLUT-1 and GLUT-4 expression and glucose transport in denervated muscles. // Am J Physiol. 1996. V.271(l Pt 1). P.E50-57.

45. Hardie D.G. & Hawley S.A. AMP-activated protein kinase: the energy charge hypothesis revisited. // Bioessays 2001. V.23. P.1112-1119.

46. Hardie D.G., Carling D. & Carlson M. The AMPactivated/SNFl protein kinase subfamily: metabolic sensors of the eukaryotic cell? // Annu Rev Biochem 1998 V.67. P.821-855.

47. Hayashi, T., Hirshman, M.F., Fujii, N., Habinowski, S.A., Witters, L.A. & Goodyear, LJ. Metabolic stress and altered glucose transport: activation of AMP-activated protein kinase as a unifying coupling mechanism. // Diabetes -2000. V.49.P.527-531.

48. Henriksen E.J., Rodnick K.J., Mondon C.E., et al. Effect of denervation or unweighting on Glut-4 protein in rat soleus muscle. // Appl Physio.-1991.V.70. P.2322-2327.

49. Henriksen E.J., Stump C.S., Trinh T.H., Beaty S.D. Role of glucose transport in glycogen supercompensation in re weighted rat skeletal muscle. // J Appl Physiol. 1996. V.80(5). P.1540-1546.

50. Henriksen E.J., Tischler M.E. Time course of the response of carbohydrate metabolism to unloading of the soleus. // Metabolism.- 1988. V.37(3). P.201-208.

51. Henriksen E.J., Tischler M.E. Glucose uptake in rat soleus: effect of acute unloading and subsequent reloading. // J Appl Physiol. 1988 V.64(4). P.1428-1432.

52. Henriksen E.J., Tischler M.E., Johnson D.G. Increased response to insulin of glucose metabolism in the six-day unloaded rat soleus muscle. // Biol Chem. -1986. V.261. P.10707-10712.

53. Hilder T.L., Baer L.A., Fuller P.M., Fuller C.A., Grindeland R.E., Wade C.E., Graves L.M. Insulin-independent pathways mediating glucose uptakein hindlimb-suspended skeletal muscle. // J Appl Physiol. 2005 V.99(6). P.2181-2188.

54. Hirose M., Kaneki M., Sugita H., Yasuhara S., and Martyn J.A. Immobilization depresses insulin signaling in skeletal muscle. // Am J Physiol Endocrinol Metab 2000 V.279. P.E1235-E1241.

55. H0 R.C., Alcazar O., Fujii N., Hirshman M.F., Goodyear L.J. p38gamma МАРК regulation of glucose transporter expression and glucose uptake in L6 myotubes and mouse skeletal muscle. Am J Physiol Regul Integr // Comp Physiol. 2004. V.286(2). P.R342-R349.

56. Holm C., Osterlund T., Laurell H., and Contreras J.A. Molecular mechanisms regulating hormone-sensitive lipase and lipolysis. // Annu Rev Nutr- 2000. V.20. P.365-393.

57. Holmes B. and Dohm G.L. Regulation of Glut-4 gene exspression during exercise. // Med Sci Sports Exerc. 2004.V.36. P.1202-1206.

58. Horowitz J.F., Mora-Rodriguez R., Byerley L.O., Coyle E.F. Lipolytic suppression following carbohydrate ingestion limits fat oxidation during exercise. // Am J Physiol Endocrinol Metab 1997. V.273. P.E768-E775.

59. Jaspers S.R., Henriksen E., Jacob S., Tischler M.E. Metabolism of branched-chain amino acids in leg muscles from tail-cast suspended intact and adrenalectomized rats // Metabolism. 1989. V.38(2). P.109-114.

60. Jerusalem F., Engel A.G., Peterson H.A. Human muscle fiber fine structure morphometric data an controls // Neurology. 1975. V.25(l). P.127-136.

61. Kawano F., Nomura A., Nonaka I. et al. Afferent input-associated reduction of muscle activity in microgravity environment. // Neuroscience. 2002. V.4. P.1133-1138.

62. Koyama K., Chen G., Lee Y., and Unger R.H. Tissue triglycerides, insulin resistance, and insulin production: implications for hyperinsulinemia of obesity. // Am J Physiol Endocrinol Metab.- 1997 V.273. P.E708-E713.

63. Kemp B.E., Mitchelhill K.I., Stapleton D., Michell B.J., Chen, Z.P. & Witters, L.A. Dealing with energydemand: the AMP-activated protein kinase. // Trends Biochem Sei 1999. V.24. P.22-25.

64. Kiens B. and E.A. Richter E.A. Utilization of skeletal muscle triacylglycerol during postexercise recovery in humans. // Am. J. Physiol. 1998. V.275. P.E332-E337.

65. Koistinen H.A., Chibalin A.V., Zierath J.R. Aberrant p38 mitogen-activated protein kinase signalling in skeletal muscle from Type 2 diabetic patients. // Diabetologia. 2003. V.46(10). P.1324-1328.

66. Koopman R., Schaart G., Hesselink M.K.C. Optimisation of oil red O staining permits combination with immunofluorescence and automated quantification of lipids. // Histochem Cell Biol. 2001. V.116. P.63-68.

67. Krieger D.A., Tate C.A., McMillin-Wood J., Booth F.W. Populations of rat skeletal muscle mitochondria after exercise and immobilization. // J. Appl. Physiol. 1980. V.48(l). P.23.

68. Krustrup P., Soderlund K., Mohr M., Bangsbo J. The slow component of oxygen uptake during intense sub-maximal exercise in man is associated with additional fibre recruitment. // Pflugers Arch 2004. V.447. P.855-866

69. Langfort J., Ernicka E., Mayet-Sornay M.H., Dubaniewicz and Desplanches D. Efects of acute and chronic hindlimb suspension on sensitivity abd responsiveness to insulin in rat soleus muscle. // Biochem. Cell Biol. 1997 V.75. P.41-44.

70. Langfort J., Donsmark M., Ploug T., Holm C., and Galbo H. Hormonesensitive lipase in skeletal muscle: regulatory mechanisms. // Acta Physiol Scand. 2003. V.178. P.397-403.

71. Langfort J., Ploug T., Ihlemann J., Enevoldsen L.H., Stallknecht B., Saldo M., Kjaer M., Holm C., and Galbo H. Hormone sensitive lipase (HSL) expression and regulation in skeletal muscle. // Adv Exp Med Biol. 1998. V.441. P.219-228.

72. Langfort J., Ploug T., Ihlemann J., Holm C., and Galbo H. Stimulation of hormone-sensitive lipase activity by contractions in rat skeletal muscle. // Biochem J. 2000. V.351. P.207-214.

73. Langfort J., Ploug T., Ihlemann J., Saldo M., Holm C., and Galbo H. Expression of hormone-sensitive lipase and its regulation by adrenaline in skeletal muscle. // Biochem J. 1999.V.340. P.459-465.

74. Malenfant P., Joanisse D.R., Theriault R., Goodpaster B.H., Kelley D.E., and Simoneau J.A. Fat content in individual muscle fibers of lean andobese subjects. // Int J Obes Relat Metab Disord. 2001. V.25. P.1316-1321.

75. Marsh D.R., Campbell C.B., Spriet L.L. Effect of hindlimb unweighting on anaerobic metabolism in rat skeletal muscle. // J Appl Physiol. 1992 V.72(4). P.1304-1310

76. Marette A., Richardson J.M.,' Ramlal T., Balon T.W., Vranic M., Pessin J.E., Klip A. Abundance, localization, and insulin-induced translocation of glucose transporters in red and white muscle. // Am J Physiol 1992. V.263. P.C443-452.

77. McDonald, K.S., Delp M.D, and R. H. Fitts R. H. Fatigability and blood flow in the rat gastrocnemius-plantaris-soleus after hindlimb suspension. // J. Appl. Physiol. -1992. V.73. P.l135-1140.

78. Merrill, G.F., Kurth, E.J., Hardie, D.G. & Winder, W.W. AICA riboside increases AMP-activated protein kinase, fatty acid oxidation, and glucose uptake in rat muscle. // Am J Physiol 1997. V.273. P.E1107-E1112.

79. Mondon C.E., Rodnick K.J., Dolkas C.B., Azhar S., Reaven G.M. Alterations in glucose and protein metabolism in animals subjected to simulated microgravity. // Adv Space Res. 1992. V.12(2-3). P.169-177

80. Musacchia X.J., Steffen J.M., Fell R.D., et al. Skeletal muscle atrophy in response to 14 days of weightlessness: vastus medialis. // J Appl Physiol. -1992. V.73 (2). P.44S-50S

81. Musi N., Hayashi T., Fujii N., Hirshman M.F., Witters L.A. & Goodyear L.J. AMP-activated protein kinase activity and glucose uptake in rat skeletal muscle. // Am J Physiol 2001a. V.280. P.E677-E684.

82. Musi N., Goodyear L.J; AMP-activated protein kinase and muscle glucose uptake. // Acta Physiol Scand. 2003. V.178(4). P.337-345.

83. Nakatani T., Nakashima T., Kita T., Hirofuji C., Itoh K., Itoh M., Ishihara A. Succinate dehydrogenase activities of fibers in the rat extensor digitorum longus, soleus, and cardiac muscles. // Arch Histol Cytol. 1999. V.62(4): P.393-399.

84. O'keefe M.P., Perez F.R., Kinnick T.R., Tischler M.E., Henriksen E.J. Development of whole-body and skeletal muscle insulin resistance after one day of hindlimb suspension // Metabolism. 2004. V.53(9). P.l 215-1222

85. O'Keefe M.P., Perez F.R., Sloniger J.A,. Tischler M.E., Henriksen E.J. Enhanced insulin action on glucose transport and insulin signaling in 7-day unweighted rat soleus muscle // J; Appl Physiol 2004. V.97. P.63-71

86. Ostrowski K., Hermann C., Bangash A., Schjerling P., Nielsen J.N., P edersen B.K. A trauma-like elevation of plasma cytokines in humans inresponse to treadmill running.// Journal of Physiology- 1998a. V.513. P.889-894.

87. Pedersen B.K., Hoffman-Goetz L. Exercise and the immune system: regulation, integration, and adaptation. // Physiological Reviews 2000. V.80. P.1055-1081.

88. Pette D., Staron R.S. Cellular and molecular diversities of mammalian skeletal muscle fibers. //Rev Physiol Biochem Pharmacol. 1990. V.116. P.l-76.

89. Rasmussen, B.B. & Winder, W.W. Effect of exercise intensity on skeletal muscle malonyl-CoA and acetyl-CoA carboxylase. // J Appl Physiol 1997. V.83. P.1104—1109.

90. Romijn J.A., Coyle E.F., Sidossis L.S., Gastaldelli A., Horowitz J.F., Endert E., Wolfe R.R. Regulation of endogenous fat and carbohydratemetabolism in relation to exercise intensity and duration. I I Am. J. Physiol. -1993. V.265. P.E380 -E391.

91. Saad M.J., Folli F., Kahn J.A., Kahn C.R. Modulation of insulin receptor, insulin receptor substrate-1, and phosphatidylinositol 3-kinase in liver and muscle of dexamethasone-treated rats. // J Clin Invest. 1993 V92(4). P.2065-2072.

92. Schiaffino S., Saggin L., Viel A., Gorza L. Differentiation of fibre types in rat skeletal muscle visualized with monoclonal antimyosin antibodies. //J. Muscle Res. Cell Motil. 1985. V.6. P. 60-61.

93. Schiaffino S., Reggiani C. Molecular diversity of myofibrillar proteins: gene regulation xand functional significance. // Physiol Rev -1996. V.76. P.371-423

94. Schick F., Eismann B., Jung W.I., Bongers H., Bunse M., and Lutz O. Comparison of localized proton NMR signals of skeletal muscle and fat tissue in vivo: two lipid compartments in muscle tissue. // Magn Reson Med 1993. V.29. P.158-167.

95. Schaart G., Hesselink R.P., Keizer H.A., van Kranenburg G., Drost M.R., Hesselink M.K., A modified PAS stain combined with immunofluorescence for quantitative analyses of glycogen in muscle sections. // Histochem Cell Biol. 2004. V.122 (2). P.161-169.

96. Simard C., Lacaille M., Vallieres J. Enzymatic adaptations to suspension hypokinesia in skeletal muscle of young and old rats. // Mech Ageing Dev. 1985. V.33(l). P.l-9.

97. Simoneau J.A., Colberg S.R., Thaete F.L., and Kelley D.E. Skeletal muscle glycolytic and oxidative enzyme capacities are determinants of insulin sensitivity and muscle composition in obese women. // FASEB J -1995. V.9. P.273-278.

98. Späte U., Schulze P.C. Proinflammatory cytokines and skeletal muscle. // Curr Opin Clin Nutr Metab Care. 2004. V.7(3). P.265-269.

99. Starling R.D., Trappe T.A., Parcell A.C., Kerr C.G., Fink W.J., and Costill D.L. Effects of diet on muscle triglyceride and endurance performance. // J Appl Physiol. 1997. V.82. P.1185-1189.

100. Turinsky J. Dynamics of insulin resistance in denervated slow and fastmuscles in vivo. // Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 1987. V.252.1. P.R531-R537.

101. Van Loon L.J. Use of intramuscular triacylglycerol as a substrate source during exercise in humans.// J Appl Physiol. 2004. V.97. P.1170-1187.

102. Watt M.J., Heigenhauser G.J., Dyck D.J., and Spriet L.L. Intramuscular triacylglycerol, glycogen and acetyl group metabolism during 4 h of moderate exercise in man. // J Physiol. 2002. V.541. P.969-978, 2002.

103. Watt M.J., Heigenhauser G.J., and Spriet L.L. Effects of dynamic exercise intensity on the activation of hormone-sensitive lipase in human skeletal muscle. // J Physiol. 2003. V.547. P.301-308.

104. Watt M.J., Stellingwerff T., Heigenhauser G.J., and Spriet L.L. Effects of plasma adrenaline on hormone-sensitive lipase at rest and during moderate exercise in human skeletal muscle. // J Physiol. 2003. V.550. P.325-332I

105. White L.J., Robergs R.A., Sibbitt W.L., Ferguson M.A., McCoy S., and Brooks W.M. Effects of intermittent cycle exercise on intramyocellular lipid use and recovery. // Lipids 2003. V.38. P.9-13.

106. Winder W. W., Hardie D. G. (1999) AMP-activated protein kinase, a metabolic master switch: possible roles in type 2 diabetes. Am. J. Physiol.277(Endocrinol. Metab. 40):E1-E10.

107. Wronski T.J., Morey-Holton E.R., Skeletal response to simulated weightlessness: a comparison of suspension techniques. // Aviat Space Environ Med. 1987. V.58(l). P.63-68

108. Yoshimura A., Toyoda Y., Murakami T., Yoshizato H., Ando Y., Fujitsuka N. Glycogen depletion in intrafusal fibres in rats during short-duration high-intensity treadmill running. // Acta Physiol Scand. 2005 V.185(l). V.41-50.

109. Zajac F.E., Faden J.S. Relationship among recruitment order, axonal conduction velocity, and muscle-unit properties of type-identified motor units in cat plantaris muscle. // J Neurophysiol. 1985. V.53(5). P.1303-1322.