Структурное исследование НАД+-зависимых формиатдегидрогеназ из различных организмов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.04, кандидат химических наук Шабалин, Иван Григорьевич

• Шабалин, Иван Григорьевич
• кандидат химических наук
• 2010

Оглавление диссертации кандидат химических наук Шабалин, Иван Григорьевич

1. ИСПОЛЬЗУЕМЫЕ СОКРАЩЕНИЯ.

2. ВВЕДЕНИЕ.

3. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

3.1. Физиологическая роль ФДГ в различных организмах.

3.1.1. Микроорганизмы.

3.1.2. Высшие растения.

3.2. Пространственная структура ФДГ.

3.2.1. Структуры ano- и холо-форм РзеФДГ.

Пространственная организация РэеФДГ.

Структурные изменения РэеФДГ при переходе к закрытой конформации.

Связывание кофермента и структура каталитического центра РэеФДГ.

Субстратный канал.

3.2.2. Структура комплекса РзеФДГ с АДФР.

3.2.3. Тетрагональная кристаллическая модификация апо-формы РэеФДГ.

3.2.4. Структуры комплексов РэеФДГ с ионом формиата.

3.2.5. Структуры мутантных форм РвеФДГ.

3.2.6. Структура апо-формы СЬоФДГ.

3.3. Сравнительный анализ аминокислотных последовательностей ФДГ.

3.4. Молекулярные и кинетические свойства ФДГ в растворе.

3.4.1. Стабильность.

3.4.2. Формально-кинетический механизм.

3.4.3. Кинетические параметры.

3.4.4. Субстратная специфичность.

3.4.5. Коферментная специфичность.

3.5. Механизм ферментативного катализа ФДГ

3.5.1. Переход ФДГ в закрытую конформацию.

3.5.2. Исследования изотопных эффектов формиатдегидрогеназной реакции.

Дрожжевые ФДГ.

Бактериальные ФДГ.

3.5.3. Сайт-направленный мутагенез остатков активного центра ФДГ.

3.5.4. Изучение механизма действия ФДГ методами in silico.

Квантово-механические расчеты в газовой фазе и симуляции молекулярной динамики. 54 Расчеты гибридными методами квантовой механики и молекулярной динамики (QM/MM).

3.6. Практическое применение ФДГ.

4. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

Поиск и выравнивание аминокислотных последовательностей.

Объекты исследования.

Кристаллизация.

Рентгеноструктурный эксперимент, решение и уточнение пространственных структур.

5. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

5.1. Структуры холо- и апо-форм МояФДГ.

5.1.1. Холо-форма МогФДГ.

Общий анализ структуры.

Дополнительные С-концевые остатки 392-399.

Димерный контакт.

Каталитический центр и связывание кофермента.

5.1.2. Апо-форма МогФДГ.

Общий анализ структуры.

Каталитический центр и сайт связывания кофермента.

Конформационный переход МогФДГ из открытой конформации в закрытую.

5.2. Структура апо-формы МоиФДГ в закрытой конформации.

Общий анализ структуры.

Каталитический центр.

Сайт связывания адениновой части кофермента.

Возможные причины кристаллизации апо-МогФДГ в закрытой конформации.

Роль С-концевого фрагмента 375-399, кофермента и субстрата/ингибитора в переходе бактериальных ФДГ к закрытой конформации.

5.3. Структуры холо- и апо-форм АиаФДГ.

5.3.1. Холо-форма АгаФДГ.

Общий анализ структуры.

Димерный контакт.

Каталитический центр и связывание кофермента.

Коферментная специфичность.

5.3.2. Апо-форма АгаФДГ.

Общий анализ структуры.

Каталитический центр и сайт связывания кофермента.

Конформационный переход АгаФДГ из открытой конформации в закрытую.

5.4. Структура холо-формы МоиФДГ с атомным разрешением.

Преимущества атомного разрешения.

Сравнение структур холо-МогФДГ при разрешениях 1.1 и 1.95 Á.

Структура активного центра.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Шабалин, Иван Григорьевич

6. ОСНОВНЫЕ РЕЗУЛЬТАТЫ И ВЫВОДЫ

1. Решены пространственные структуры ФДГ из бактерии Moraxella sp. C-l (МогФДГ) в апо- и холо-формах с разрешением 2.3 и 1.95 Ä, соответственно. Показано, что МогФДГ имеет одинаковые с ранее исследованной ФДГ из бактерии Pseudomonas sp. 101 (РБеФДГ) пространственную укладку полипептидной цепи, каталитический центр и сайт связывания кофермента. При этом МогФДГ отличается организацией димерного контакта в молекуле и наличием восьми дополнительных С-концевых остатков в структуре холо-формы.

2. Решена пространственная структура апо-формы МогФДГ в закрытой конформации с разрешением 1.96 Ä. Переход фермента к закрытой конформации сопровождается фиксацией остатков каталитического центра в каталитически-активной конформации и упорядочиванием С-концевого фрагмента 375-399 даже без связывания кофермента. С другой стороны, изменение конформации петли 221-226 в аденин-связывающем сайте происходит только при связывании кофермента. Показана роль С-концевого фрагмента 375-399, кофермента и субстрата/ингибитора в стабилизации закрытой конформации бактериальных ФДГ.

3. Решены пространственные структуры ФДГ из высшего растения Arabidopsis thaliana (АгаФДГ) в апо- и холо-формах с разрешением 1.7 и 2.0 Ä, соответственно. Показано, что АгаФДГ и бактериальные ФДГ имеют похожие ход полипептидной цепи, вторичную структуру и устройство каталитического центра. АгаФДГ отличается заменой длинной N-концевой петли 10-48 (нумерация по РБеФДГ) на короткий участок 3948, укороченным на 22 остатка С-концом, более открытой конформацией апо-формы и меньшим количеством водородных связей между НАД4^ и ферментом.

4. Впервые для ФДГ решена с атомным разрешением пространственная структура тройного комплекса МогФДГ-НАД^-азид, имитирующего переходное состояние ферментативной реакции. Подтверждено, что карбоксамидная группа кофермента имеет транс-конформацию, а остаток каталитического центра His332 может образовывать водородную связь с субстратом в переходном состоянии реакции. В структуре обнаружена тенденция к изменению длин ковалентных связей никотинамидной группы кофермента в сторону образования биполярной формы, существование которой в переходном состоянии ферментативной реакции было постулировано ранее.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Шабалин, Иван Григорьевич, 2010 год

1. Тишков, В. И.; Попов, В. О., Механизм действия формиатдегидрогеназы и ее практическое применение. Биохимия 2004, 69, (11), 1537-1554.

2. Vinals, С.; Depiereux, Е.; Feytmans, Е., Prediction of structurally conserved regions of D-specific hydroxy acid dehydrogenases by multiple alignment with formate dehydrogenase. Biochem. Biophys. Res. Commun. 1993, 192, (1), 182-8.

3. Popov, V. O.; Lamzin, V. S., NAD+-dependent formate dehydrogenase. Biochem. J. 1994,301,(3), 625-643.

4. Colas des Francs-Small, C.; Ambard-Bretteville, F.; Small, I. D.; Remy, R., Identification of a major soluble protein in mitochondria from nonphotosynthetic tissues as NAD-dependent formate dehydrogenase. Plant Physiol. 1993, 102, (4), 1171-7.

5. Bandaria, J. N.; Dutta, S.; Hill, S. E.; Kohen, A.; Cheatum, С. M., Fast enzyme dynamics at the active site of formate dehydrogenase. J. Am. Chem. Soc. 2008, 130, (1), 22-3.

6. Castillo, R.; Oliva, M.; Marti, S.; Moliner, V., A theoretical study of the catalytic mechanism of formate dehydrogenase. J. Phys. Chem. В 2008, 112, (32), 10012-22.

7. Torres, R. A.; Schitt, В.; Bruice, Т. C., Molecular dynamics simulations of ground and transition states for the hydride transfer from formate to NAD+ in the active site of formate dehydrogenase./. Am. Chem. Soc. 1999, 121, (36), 8164 -8173.

8. Bommarius, A. S.; Schwarm, M.; Stingl, K.; Kottenhahn, M.; Huthmacher, K.; Drauz, K., Synthesis and use of enantiomerically pure tert-leucine. Tetrahedron: Asymmetry 1995, 6, 28512888.

9. Anthony, C., The biochemistry of methylotrophs. Acad. Press.: New York, 1982.

10. Laukel, M.; Chistoserdova, L.; Lidstrom, M. E.; Vorholt, J. A., The tungsten-containing formate dehydrogenase from Methylobacterium extorquens AM 1: purification and properties. Eur. J. Biochem. 2003, 270, (2), 325-33.

11. Leopoldini, M.; Chiodo, S. G.; Toscano, M.; Russo, N., Reaction mechanism of molybdoenzyme formate dehydrogenase. Chemistry 2008, 14, (28), 8674-81.

12. Raaijmakers, H. C.; Romao, M. J., Formate-reduced E. coli formate dehydrogenase H: The reinterpretation of the crystal structure suggests a new reaction mechanism. J Biol Inorg Chem 2006, 11,(7), 849-54.

13. Jormakka, M.; Tornroth, S.; Byrne, В.; Iwata, S., Molecular basis of proton motive force generation: structure of formate dehydrogenase-N. Science 2002, 295, (5561), 1863-8.

14. Jansch, L.; Kruft, V.; Schmitz, U. K.; Braun, H. P., New insights into the composition, molecular mass and stoichiometry of the protein complexes of plant mitochondria. Plant J. 1996, 9, (3), 357-68.

15. Emanuelsson, O.; Nielsen, H.; von Heijne, G., ChloroP, a neural network-based method for predicting chloroplast transit peptides and their cleavage sites. Protein Sci 1999, 8, (5), 97884.

16. Hourton-Cabassa, C.; mbard-Bretteville, F.; Moreau, F.; Davy, d. V.; Remy, R.; Francs-Small, С. C., Stress Induction of Mitochondrial Formate Dehydrogenase in Potato Leaves. Plant Physiol. 1998, 116,(2), 627-635.

17. Suzuki, K.; Itai, R.; Suzuki, K.; Nakanishi, H.; Nishizawa, N. K.; Yoshimura, E.; Mori, S., Formate dehydrogenase, an enzyme of anaerobic metabolism, is induced by iron deficiency in barley roots. Plant Physiol. 1998, 116, (2), 725-32.

18. Thompson, P.; Bowsher, C. G.; Tobin, A. K., Heterogeneity of mitochondrial protein biogenesis during primary leaf development in barley. Plant Physiol. 1998, 118, (3), 1089-99.

19. Hanson, A. D.; Gage, D. A.; Shachar-Hill, Y., Plant one-carbon metabolism and its engineering. Trends. Plant Sci. 2000, 5, (5), 206-13.

20. Bykova, N. V.; Stensballe, A.; Egsgaard, H.; Jensen, O. N.; Moller, I. M., Phosphorylation of formate dehydrogenase in potato tuber mitochondria. J Biol Chem 2003, 278, (28), 26021-30.

21. Lamzin, V. S.; Dauter, Z.; Popov, V. O.; Harutyunyan, E. H.; Wilson, K. S., High resolution structures of holo and apo formate dehydrogenase. J. Mol. Biol. 1994, 236, (3), 759785.

22. Lamzin, V. S.; Aleshin, A. E.; Strokopytov, В. V.; Yukhnevich, M. G.; Popov, V. O.; Harutyunyan, E. H.; Wilson, K. S., Crystal structure of NAD-dependent formate dehydrogenase. Eur. J. Biochem. 1992,206, (2), 441-452.

23. Филлипова, Е. В.; Поляков, К. М.; Тихонова, Т. В.; Стеханова, Т. П.; Бойко, К. М.; Попов, В. О., Структура новой кристаллической модификации бактериальной NAD-зависимой формиатдегидрогеназы при разрешении 2. iA . Кристаллография 2005, 50, (5), 823-827.

24. Филлипова, Е. В., Рентгеноструктурное исследование комплексов бактериальных формиатдегидрогеназ с коферментом и субстратом. Канд. дисс. 2006.

25. Schirwilz, К.; Schmidt, A.; Lamzin, V. S., High-resolution structures of formate dehydrogenase from Candida boidinii. Protein Sci. 2007, 16, (6), 1146-56.

26. Устинникова, Т. Б.; Попов, В. О.; Егоров, А. М., Структурные исследования NAD+-зависимой формиатдегидрогеназы метилотрофных бактерий. Локализация существенного остатка цистеина. Биоорган, химия 1988,14, (2), 905-909.

27. Одинцева, E. P.; Попова, А. С.; Рожкова, A. M.; Тишков, В. П., Роль остатков цистеина в стабильности бактериальной формиатдегидрогеназы. Вести. Моск. Ун-та. Сер. 2. Химия 2002, 43, (6), 356-359.

28. Egorov, А. М.; Tishkov, V. I.; Dainichenko, V. V.; Popov, V. О., Chemical modification of lysine residues in bacterial formate dehydrogenase. Biochim Biophys Acta 1982, 709, (1), 812.

29. Тишков, В. П.; Галкин, А. Г.; Егорова, О. А.; Марченко, Г. Н.; Цыганков, Ю. Д.; Егоров, А. М., Направленный мутагенез бактериальной формиатдегидрогеназы: роль остатка Cys-255 в катализе и стабильности фермента. Докл. Акад. Наук 1993, 328, ( 3), 407410.

30. Derewenda, Z. S.; Vekilov, P. G., Entropy and surface engineering in protein crystallization. Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr. 2006, 62, (Pt 1), 116-24.

31. Tishkov, V. L; Popov, V. O., Catalytic mechanism and application of formate dehydrogenase. Biochemistry Mosc. 2004, 69, (11), 1252-67.

32. Egorov, A. M.; Avilova, Т. V.; Dikov, M. M.; Popov, V. O.; Rodionov, Y. V.; Berezin, I. V., NAD-dependent formate dehydrogenase from methylotrophic bacterium, strain 1. Purification and characterization. Eur J Biochem 1979, 99, (3), 569-76.

33. Avilova, Т. V.; Egorova, O. A.; Ioanesyan, L. S.; Egorov, A. M., Biosynthesis, isolation and properties of NAD-dependent formate dehydrogenase from the yeast Candida methylica. Eur. J. Biochem. 1985, 152, (3), 657-62.

34. Slusarczyk, H.; Felber, S.; Kula, M. R.; Pohl, M., Stabilization of NAD-dependent formate dehydrogenase from Candida boidinii by site-directed mutagenesis of cysteine residues. Eur. J. Biochem. 2000, 267, (5), 1280-9.

35. Tishkov, V. I.; Popov, V. O., Protein engineering of formate dehydrogenase. Biomol. Eng. 2006,23,(2-3), 89-110.

36. Yamamoto, H.; Mitsuhashi, K.; Kimoto, N.; Kobayashi, Y.; Esaki, N., Robust NADH-regenerator: improved alpha-haloketone-resistant formate dehydrogenase. Appl Microbiol Biotechnol 2005, 67, (1), 33-9.

37. Ordu, E. В.; Cameron, G.; Clarke, A. R.; Karaguler, N. G., Kinetic and thermodynamic properties of the folding and assembly of formate dehydrogenase. FEBS Lett 2009.

38. Karaguler, N. G.; Sessions, R. В.; Clarke, A. R., Effects of disulphide bridges on the activity and stability of the formate dehydrogenase from Candida methylica. Biotechnol Lett 2007.

39. Karaguler, N. G.; Sessions, R. В.; Binay, В.; Ordu, E. В.; Clarke, A. R., Protein engineering applications of industrially exploitable enzymes: Geobacillus stearothermophilus LDH and Candida methylica FDH. Biochem. Soc. Trans. 2007, 35, (Pt 6), 1610-5.

40. Serov, A. E.; Odintzeva, E. R.; Uporov, I. V.; Tishkov, V. I., Use of Ramachandran plot for increasing thermal stability of bacterial formate dehydrogenase. Biochemistry (Mosc.) 2005, 70, (7), 804-808.

41. Ansorge-Schumacher, M. В.; Slusarczyk, H.; Schumers, J.; Hirtz, D., Directed evolution of formate dehydrogenase from Candida boidinii for improved stability during entrapment in polyacrylamide. FebsJ2006, 273, (17), 3938-45.

42. Slusarczyk, H.; Felber, S.; Kula, M. R.; Pohl, M., Novel mutants of formate dehydrogenase from Candida boidinii. US Patent Application Publication US2003/0157664, 21.09.2003.

43. Тишков, В. И.; Галкин, А. Г.; Егоров, А. М., NAD- зависимая формиатдегидрогеназа метилотрофных бактерий Pseudomonas sp. 101: клонирование, экспрессия и изучение структуры тепа. Докл. Акад. Наук 1991, 317, (3), 345-348.

44. Serov, А. Е.; Popova, A. S.; Fedorchuk, V. V.; Tishkov, V. I., Engineering of coenzyme specificity of formate dehydrogenase from Saccharomyces cerevisiae. Biochem J. 2002, 367, (3), 841-7.

45. Садыхов, Э. Г., Получение, термостабильность и структурные исследования формиатдегидрогеназ из различных источников. Канд. дасс. 2007.

46. Nanba, Н.; Takaoka, Y.; Hasegawa, J., Purification and characterization of an alpha-haloketone-resistant formate dehydrogenase from Thiobacillus sp. strain KNK65MA, and cloning of the gene. Biosci. Biotechnol. Biochem. 2003, 67, (10), 2145-2153.

47. Galkin, A.; Kulakova, L.; Tishkov, V.; Esaki, N.; Soda, K., Cloning of formate dehydrogenase gene from a methanol-utilizing bacterium Mycobacterium vaccae N10. Appl.Microbiol.Biotechnol 1995, 44, (3-4), 479-483.

48. Nanba, H.; Takaoka, Y.; Hasegawa, J., Purification and characterization of formate dehydrogenase from Ancylobacter aquaticus strain KNK607M, and cloning of the gene. Biosci.Biotechnol.Biochem. 2003, 67, (4), 720-728.

49. Allen, S. J.; Holbrook, J. J., Isolation, sequence and overexpression of the gene encoding NAD-dependent formate dehydrogenase from the methylotrophic yeast Candida methylica. Gene 1995, 162,(1), 99-104.

50. Karaguler, G. N.; Sessions, R. В.; Clarke, A. R.; Holbrook, J. J., A single mutation in the NAD-specific formate dehydrogenase from Candida methylica allows the enzyme to use NADP. Biotechnol. Lett. 2001,23, (4), 283-287.

51. Andreadeli, A.; Platis, D.; Tishkov, V.; Popov, V.; Labrou, N. E., Structure-guided alteration of coenzyme specificity of formate dehydrogenase by saturation mutagenesis to enable efficient utilization of NADP+. FEBSJ. 2008, 275, (15), 3859-69.

52. Мезенцев, А. В.; Устинникова, Т. Б.; Тихонова, Т. В.; Попов, В. О., Выделение и кинетический механизм действия НАД -зависимой формиатдегидрогеназы метилотрофных дрожжей Hansenula polymorpha. Прикл. биохим. и микробгюл. 1996, 32, (6), 589-595.

53. Baack, R. D.; Markwell, J.; Herman, P. L.; Osterman, J. C., Kinetic behavior of the Arabidopsis thaliana leaf formate dehydrogenase is thermally sensitive. J.Plant Physiol 2003, 160, (5), 445-450.

54. Kato, N.; Sahm, H.; Wagner, F., Steady-state kinetics of formaldehyde dehydrogenase and formate dehydrogenase from a methanol-utilizing yeast, Candida boidinii. Biochim Biophys Acta 1979, 566, (1), 12-20.

55. Peacock, D.; Boulter, D., Kinetic studies of formate dehydrogenase. BiochemJ 1970, 120, (4), 763-9.

56. Попов, В. О.; Родионов, Ю. В.; Егоров, А. М.; Березин, И. В., NAD-зависимая формиатдегидрогеназа из метилотрофных бактерий. Изучение кинетической схемы действия. Биоорган, химия 1978, 4, 117-129.

57. Asano, Y.; Sekigawa, Т.; Inukai, П.; Nakazawa, A., Purification and properties of formate dehydrogenase from Moraxella sp. strain C-l. J.Bacteriol. 1988, 170, (7), 3189-3193.

58. Ohyama, Т.; Yamazaki, I., Formate dehydrogenase. Subunit and mechanism of inhibition by cyanide and azide. J. Biochem. (Tokyo) 1975, 77, (4), 845-52.

59. Попов, В. О.; Шумилин, И. А.; Устинникова, Т. Б.; Ламзин, В. С.; Егоров, Ц. А., NAD-зависимая формиатдегидрогеназа из метилотрофных бактерий Pseudomonas sp.101. Аминокислотная последовательность. Биоорган, химия 1990, 16, (3), 324-335.

60. Тишков, В. И.; Галкин, А. Г.; Гладышев, В. Н.; Карзанов, В. В.; Егоров, А. М., Анализ структуры гена, оптимизация экспрессии в Е. Coli и свойства рекомбинантной формиатдегидрогеназы бактерий Pseudomonas sp. 101. Биотехнология 1992, 5, 52-59.

61. Slusarczyk, Н.; Felber, S.; Kula, M. R.; Pohl, M., Eur. Patent. EP1295937-A2N of 26.03.2003.

62. Тишков, В. И., Регенерация кофакторов в биосинтезе хиральных соединений с помощью дегидрогеназ. Вестн. Моск. Ун-та. Сер. 2. Химия. 2002, 43, (6), 381-388.

63. Mesentsev, А. V.; Lamzin, V. S.; Tishkov, V. I.; Ustinnikova, Т. В.; Popov, V. О., Effect of pH on kinetic parameters of NAD+-dependent formate dehydrogenase. Biochem.J. 1997, 321, (2), 475-480.

64. Blanchard, J. S.; Cleland, W. W., Kinetic and chemical mechanisms of yeast formate dehydrogenase. Biochemistry 1980, 19, (15), 3543-50.

65. Serov, A. E.; Popova, A. S.; Tishkov, V. I., The kinetic mechanism of formate dehydrogenase from bakery yeast. Dokl Biochem Biophys 2002, 382, 26-30.

66. Tishkov, V. I.; Galkin, A. G.; Egorov, A. M., Kinetic isotope effect and the presteady-state kinetics of the reaction catalyzed by the bacterial formate dehydrogenase. Biochimie 1989, 71, (4), 551-7.

67. Rozzell, J. D.; Hua, L.; Mayhew, M.; Novick, S. Mutants of enzymes and methods for their use. US Patent Application Publication US2004/0115691. 17.06.2004.

68. Lamzin, V. S.; Asadchikov, V. E.; Popov, V. O.; Egorov, A. M.; Berezin, I. V., Conformation changes in bacterial formate dehydrogenase during complex-formation with cofactor and its analogs. Dokl. Akad. NaukSSSR 1986, 291, (4), 1011-4.

69. Razeto, A.; Kochhar, S.; Hottinger, H.; Dauter, M.; Wilson, K. S.; Lamzin, V. S., Domain closure, substrate specificity and catalysis of D-lactate dehydrogenase from Lactobacillus bulgaricus. J. Mol. Biol. 2002, 318, (1), 109-19.

70. Dengler, U.; Niefind, K.; Kiess, M.; Schomburg, D., Crystal structure of a ternary complex of D-2-hydroxyisocaproate dehydrogenase from Lactobacillus casei, NAD+ and 2-oxoisocaproate at 1.9 A resolution. J Mol Biol 1997,267, (3), 640-60.

71. Kumar, S.; Ma, В.; Tsai, C. J.; Wolfson, H.; Nussinov, R., Folding funnels and conformational transitions via hinge-bending motions. Cell Biochem. Biophys. 1999, 31, (2), 141-64.

72. Kovari, Z.; Vas, M., Protein conformer selection by sequence-dependent packing contacts in crystals of 3-phosphoglycerate kinase. In 2004; Vol. 55, pp 198-209.

73. Qiu, L.; Gulotta, M.; Callender, R., Lactate dehydrogenase undergoes a substantial structural change to bind its substrate. Biophys .72007, 93, (5), 1677-86.

74. Cleland, W. W., The use of isotope effects to determine enzyme mechanisms. Arch. Biochem. Biophys. 2005, 433, (1), 2-12.

75. Xue, H.; Wu, X.; Huskey, W. P., Carbon Isotope Effects on kcat for Formate Dehydrogenase Determined Using a Continuous-Flow Stirred-Tank Reactor. Journal of the American Chemical Society 1996, 118, (24), 5804-5805.

76. Hermes, J. D.; Morrical, S. W.; O'Leary, M. H.; Cleland, W. W., Variation of transitionstate structure as a function of the nucleotide in reactions catalyzed by dehydrogenases. 2. Formate dehydrogenase. Biochemistry 1984, 23, (23), 5479-88.

77. Rotberg, N. S.; Cleland, W. W., Secondary 15N isotope effects on the reactions catalyzed by alcohol and formate dehydrogenases. Biochemistry 1991, 30, (16), 4068-71.

78. LaReau, R. D.; Wan, W.; Anderson, V. E., Isotope effects on binding of NAD+ to lactate dehydrogenase. Biochemistry 1989, 28, (8), 3619-24.

79. Тишков, В. И.; Галкин, А. Г.; Егоров, А. М., NAD-зависимая формиатдегидрогеназа метилотрофных дрожжей: выделение и физико-химические свойства. Биохимия 1989, 54, (2).

80. Labrou, N. E.; Rigden, D. J., Active-site characterization of Candida boidinii formate dehydrogenase. Biochem J. 2001, 354, (Pt 2), 455-63.

81. Shinoda, Т.; Arai, K.; Taguchi, H., A highly specific glyoxylate reductase derived from a formate dehydrogenase. Biochem Biophys Res Commun 2007, 355, (3), 782-7.

82. Birgit Schitt, Y.-J. Z., Thomas C. Bruice, Theoretical Investigation of the Hydride Transfer from Formate to NAD+ and the Implications for the Catalytic Mechanism of Formate Dehydrogenase. J. Am. Chem. Soc. 1998, 120, (29), 7192 -7200.

83. Bruice, T. C.; Lightstone, F. C., Ground State and Transition State Contributions to the Rates of Intramolecular and Enzymatic Reactions. Acc. Chem. Res. 1999, 32, (2), 127-136.

84. Li, H.; Goldstein, B. M., Carboxamide group conformation in the nicotinamide and thiazole-4-carboxamide rings: implications for enzyme binding. J Med Chem 1992, 35, (19), 3560-7.

85. Miwa, Y.; Mizuno, T.; Tsuchida, K.; Taga, T.; Iwata, Y., Experimental charge density and electrostatic potential in nicotinamide. Acta Crysl. 1999, B55, (Pt 1), 78-84.

86. Kahn, K.; Bruice, T. C., Diphtheria toxin catalyzed hydrolysis of NAD+: molecular dynamics study of enzyme-bound substrate, transition state, and inhibitor. J. Am. Chem. Soc. 2001, 123,(48), 11960-9.

87. Schmidt, T.; Michalik, C.; Zavrel, M.; Spiess, A.; Marquardt, W.; Ansorge-Schumacher, M. B., Mechanistic model for prediction of formate dehydrogenase kinetics under industrially relevant conditions. Biotechnol Prog 2009.

88. Sun, Y.; Zhang, R.; Xu, Y., Co-expression of formate dehydrogenase from Candida boidinii and (R)-specific carbonyl reductase from Candida parapsilosis CCTCC M203011 in Escherichia coli. Wei Sheng WuXue Bao 2008, 48, (12), 1629-33.

89. Kratzer, R.; Pukl, M.; Egger, S.; Nidetzky, B., Whole-cell bioreduction of aromatic alpha-keto esters using Candida tenuis xylose reductase and Candida boidinii formate dehydrogenase co-expressed in Escherichia coli. Microb Cell Fact 2008, 7, 37.

90. Huang, Z. FI.; Zhang, Y. P.; Liu, M.; Wang, B. G.; Cao, Z. A., Expression and characterization of formate dehydrogenase gene in Klebisella pneumoniae. Wei Sheng Wu Xne Bao 2007,47,(1), 64-8.

91. Parmentier, S.; Arnaut, F.; Soetaert, W.; Vandamme, E. J., Application ofNAD-dependent polyol dehydrogenases for enzymatic mannitol/sorbitol production with coenzyme regeneration. Commim.Agric.Appl.Biol.Sci. 2003, 68, (2 Pt A), 255-262.

92. Takeshita, K.; Ishida, Y.; Takada, G.; Izumori, K., Direct production of allitol from D-fructose by a coupling reaction using D-tagatose 3-epimerase, ribitol dehydrogenase and formate dehydrogenase. JBiosci Bioeng 2000, 90, (5), 545-8.

93. Hummel, W., New alcohol dehydrogenases for the synthesis of chiral compounds. Adv. Biochem. Eng. Biotechnol. 1997, 58, 145-84.

94. Kula, M. R.; Wandrey, C., Continuous enzymatic transformation in an enzymemembrane reactor with simultaneous NADH regeneration. Methods Enzymol 1987, 136, 9-21.

95. Egorov, A. M.; Osipov, A. P.; Pozharskii, S. B.; Iavarkovskaia, L. L., Kinetics of the NADH regenerating system using bacterial formate dehydrogenase. Biokhimiia 1981,46, (2), 361-7.

96. Geertman, J. M.; van Dijken, J. P.; Pronk, J. T., Engineering NADH metabolism in Saccharomyces cerevisiae: formate as an electron donor for glycerol production by anaerobic, glucose-limited chemostat cultures. FEMS Yeast Res 2006, 6, (8), 1193-203.

97. Bai, Y.; Yang, S. T., Biotransformation of R-2-hydroxy-4-phenylbutyric acid by D-lactatc dehydrogenase and Candida boidinii cells containing formate dehydrogenase coimmobilized in a fibrous bed bioreactor. Biotechnol Bioeng 2005, 92, (2), 137-46.

98. Tishkov, V. I.; Galkin, A. G.; Fedorchuk, V. V.; Savitsky, P. A.; Rojkova, A. M.; Gieren, H.; Kula, M. R., Pilot scale production and isolation of recombinant NAD+- and NADP+-specific formate dehydrogenases. Biotechnol.Bioeng. 1999, 64, (2), 187-193.

99. Zhang, L.; Jiang, Y.; Jiang, Z.; Sun, X.; Shi, J.; Li, L.; Li, J., Biomimetic fabrication of hydroxyapatite-polysaccharide-formate dehydrogenase composite capsules for efficient CO(2) conversion. JBiomater Sci Polym £¿/2009, 20, (12), 1661-74.

100. Bolivar, J. M.; Wilson, L.; Ferrarotti, S. A.; Fernandez-Lafuente, R.; Guisan, J. M.; Mateo, C., Stabilization of a formate dehydrogenase by covalent immobilization on highly activated glyoxyl-agarose supports. Biomacromolecules 2006, 7, (3), 669-73.

101. Lu, Y.; Zhao, H.; Zhang, C.; Lai, Q.; Wu, X.; Xing, X. FI., Expression of NAD(+)-dependent formate dehydrogenase in Enterobacter aerogenes and its involvement in anaerobic metabolism and H(2) production. Biotechnol Lett 2009.

102. Lupa, B.; Hendrickson, E. L.; Leigh, J. A.; Whitman, W. B., Formate-dependent H2 production by the mesophilic methanogen Methanococcus maripaludis. Appl Environ Microbiol 2008, 74, (21), 6584-90.

103. Schaller, K. H.; Triebig, G., Determination with formate dehydrogenase. In Methods of enzymatic analysis, 3rd ed.; Bergmeyer, H. U., Ed. Verlag Chemie: Weinheim, 1984; Vol. 6, pp 668-672.

104. Hatch, M.; Bourke, E.; Costello, J., New enzymic method for serum oxalate determination. 1977, 23, (1), 76-78.

105. Waterhouse, A. M.; Procter, J. B.; Martin, D. M. A.; Clamp, M.; Barton, G. J., Jalview Version 2~a multiple sequence alignment editor and analysis workbench. In 2009; Vol. 25, pp 1189-1191.

106. Edgar, R. C., MUSCLE: multiple sequence alignment with high accuracy and high throughput. In 2004; Vol. 32, pp 1792-1797.

107. Otwinowski, Z.; Minor, W., Processing of X-ray diffraction data collected in oscillation mode. In Methods in enzymology, Carter, C. W. J.; Sweet, R. M., Eds. Academic Press: New York, 1997; Vol. 276, pp 307-326.

108. Klein, C.; Bartels, K., Automar, marFLM, marHKL and marXDS: Data reduction software for mar detectors. Acta Cryst. 2000, A56, 295.

109. Kabsch, W., Automatic processing of rotation diffraction data from crystals of initially unknown symmetry and cell constants. In J. Appl. Cryst., 1993; Vol. 26, pp 795-800.

110. Vagin, A.; Teplyakov, A., MOLREP: an Automated Program for Molecular Replacement. J. Appl. Cryst. 1997, 30, (6), 1022-1025.

111. Murshudov, G. N.; Vagin, A. A.; Dodson, E. J., Refinement of macromolecular structures by the maximum-likelihood method. Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr. 1997, 53, (3), 24055.

112. Painter, J.; Merritt, E. A., Optimal description of a protein structure in terms of multiple groups undergoing TLS motion. In Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr., 2006; Vol. 62, pp 439-450.

113. Emsley, P.; Cowtan, K., Coot: model-building tools for molecular graphics. Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr. 2004, 60, (12), 2126-32.

114. Potterton, L.; McNicholas, S.; Krissinel, E.; Gruber, J.; Cowtan, K.; Emsley, P.; Murshudov, G. N.; Cohen, S.; Perrakis, A.; Noble, M., Developments in the CCP4 molecular-graphics project. Acta Cryst. 2004, D60, (12), 2288-2294.

115. Collaborative Computational Project Number 4, The CCP4 suite: programs for protein crystallography. In Acta Cryst., 1994; Vol. D50, pp 760-763.

116. Krissinel, E.; Henrick, K., Inference of macromolecular assemblies from crystalline state. J. Mol. Biol. 2007, 372, (3), 774-97.

117. Kabsch, W.; Sander, C., Dictionary of protein secondary structure: pattern recognition of hydrogen-bonded and geometrical features. Biopolymers 1983, 22, (12), 2577-637.

118. Poornam, G. P.; Matsumoto, A.; Ishida, H.; Hayward, S., A method for the analysis of domain movements in large biomolecular complexes. In 2009; Vol. 76, pp 201-212.

119. Li, W. F.; Zhou, X. X.; Lu, P., Structural features of thermozymes. Biotechnol. Adv. 2005, 23,(4), 271-81.

120. Folch, B.; Rooman, M.; Dehouck, Y., Thermostability of Salt Bridges versus Hydrophobic Interactions in Proteins Probed by Statistical Potentials. J. Chem. Inf. Model. 2007, 48,(1), 119-127.

121. Dauter, Z.; Lamzin, V. S.; Wilson, K. S., The benefits of atomic resolution. Curr. Opin. Struct. Biol. 1997, 7, (5), 681-8.

122. Rubach, J. K.; Plapp, B. V., Amino acid residues in the nicotinamide binding site contribute to catalysis by horse liver alcohol dehydrogenase. Biochemistry 2003, 42, (10), 29072915.

123. Meijers, R.; Morris, R. J.; Adolph, H. W.; Merli, A.; Lamzin, V. S.; Cedergren-Zeppezauer, E. S., On the enzymatic activation of NADH. J. Biol. Chem. 2001, 276, (12), 93169321.

124. Meijers, R.; Adolph, H. W.; Dauter, Z.; Wilson, K. S.; Lamzin, V. S.; Cedergren-Zeppezauer, E. S., Structural evidence for a ligand coordination switch in liver alcohol dehydrogenase. Biochemistry 2007,46, (18), 5446-54.

125. Engh, R. A.; Huber, R., Accurate bond and angle parameters for X-ray protein structure refinement. Acta Crystallogr. A Found. Crystallogr. 1991, 47, (4), 392-400.1. Благодарности

126. Работа была выполнена при финансовой поддержке гранта Федерального агентства по науке и инновациям № 02.512.12.2002 игранта РФФИ № 08-04-00830-а