Участие оксида азота в механизмах физиологического и нейротоксического действия кислорода под давлением тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.13, кандидат биологических наук Москвин, Александр Николаевич

• Москвин, Александр Николаевич
• кандидат биологических наук
• 2002

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Москвин, Александр Николаевич

СПИСОК УСЛОВНЫХ СОКРАЩЕНИЙ И ОБОЗНАЧЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. Физиологические и нейротоксические эффекты гипероксии обзор литературы).

1.1. Признаки нейротоксического отравления кислородом.

1.2. Нейрофизиологические исследования кислородной нейротоксичностью.

1.3. Влияние эндокринной системы на развитие кислородных судорог.

1.4. Кровоток и оксигенация мозга в условиях экстремальной гипероксии.

1.5. Механизмы нейротоксического действия гипербарического кислорода.

1.5.1. Теория свободных радикалов.

1.5.2. Теория ферментативного ингибирования.

1.5.3. Роль медиаторных систем в кислородном отравлении.

1.6. Оксид азота и радикалы оксида азота.

1.7. Роль оксида азота и АФК в сосудистой системе мозга при гипероксии.

1.8. Роль N0 в центральной нервной системе.

1.9. Итоги обзора литературы.

ГЛАВА 2. Материалы и методы исследований.

2.1. Подготовка животных к опытам.

2.2. Измерения кровотока и напряжения кислорода в головном мозге.

2.3. Гипербарическая экспозиция.

2.4. Процедура проведения опытов и общая организация исследований.

2.5. Статистическая обработка и анализ результатов исследований.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ.

3.1. Физиологические корреляты нейротоксического действия кислорода.

3.1.1. Поведенческие реакции и ЭЭГ паттерны у крыс при ГБО.

3.1.2. Динамика мозгового кровотока при экстремальной гипероксии.

3.1.3. Динамика Рог в мозге при ГБО.

3.2. Нейротоксическое действие кислорода при подавлении синтеза оксида азота.

3.2.1. Участие NO в поддержании базального тонуса мозговых сосудов.

3.2.2. Кислородные судороги и кровоток у крыс при подавлении синтеза N0.

3.2.3. Влияние N0 на уровень оксигенации в мозге.

3.3. Влияние повышенного кровотока на нейротоксическое действие кислорода.

3.4. Влияние супероксиданионов на развитие кислородной нейротоксичности.

3.5. Влияние моноаминоксидазы на нейротоксическое действие кислорода.

3.5.1. Модуляция моноаминоксидазой тонуса мозговых сосудов.

3.5.2. Влияние моноаминоксидазы на уровень оксигенации мозга.

3.6. Нейротокиическое действие кислорода у крысят в постнатальном периоде.

ГЛАВА 4. ОКСИД АЗОТА В МЕХАНИЗМАХ НЕЙРОТОКИСИЧЕСКОГО ДЕЙСТВИЯ ЭКСТРИМАЛЬНОЙ ГИПЕРОКСИИ. (Обсуждение результатов исследований).

4.1. Кровоснабжение и оксигенация мозга при развитии кислородных судорог.

4.2. Участие N0 в ГБО-вызванных изменениях мозгового кровотока.

4.3. Пути и механизмы вовлечения N0 в развитие кислородной нейротоксичности.

4.4. NO-опосредованное участие катехоламинов в развитии кислородных судорог.

4.5. NO-опосредованная толерантность к кислородным судорогам у крыс в период постнатального развития.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Участие оксида азота в механизмах физиологического и нейротоксического действия кислорода под давлением»

Кислород, являющийся необходимым источником энергетического метаболизма клеток, при повышенной концентрации оказывает токсическое действие на центральную нервную систему. Даже при дыхании атмосферным кислородом в организме генерируются его активные формы (АФК), которые как регулируют, так и нарушают различные биологические процессы. Антиоксидантные системы в организме постоянно «убирают» или инактивируют АФК, предотвращая нарастающее повреждение. Однако при повышенном содержании кислорода во вдыхаемой среде, что имеет место, например, во время подводных погружений или при проведении гипербарической оксигенации (ГБО) в клинике, скорость генерации свободных радикалов значительно возрастает и эффективность природной антиоксидантной системы может оказаться недостаточной для нейтрализации окислительного стресса. В таких условиях кислород оказывает токсическое действие на центральную нервную систему млекопитающих, проявляющееся в виде прогрессивно нарастающей гиперактивности, тремора, тонических и клонических судорог, которые приводят к летальному исходу (Зальцман и др., 1961; Жиронкин, 1972). Клинические симптомы кислородного отравления (тошнота, рвота, расстройства зрения, тремор и конвульсии) наблюдались у людей при подводных погружениях на кислород-обогащенных дыхательных смесях, а также в клинике, во время проведения гипербарической оксигенации (Ефуни и др., 1989; Clark, 1991). Токсический эффект кислорода лимитирует время и глубину подводных погружений, а также ограничивает широкое и эффективное использование ГБО в клинике.

Для объяснения механизмов кислородного отравления выдвинуто несколько гипотез. Лидирующим является представление о том, что повышенный уровень напряжения кислорода в мозгу (Ро2) в период ГБО усиливает продукцию АФК, таких как супероксиданион (О2'), перекись водорода (Н2О2) и гидроксильный радикал (-ОН). АФК окисляют химические компоненты клетки и вызывают нейрохимические изменения, приводящие к нейротоксичности (Clark, 1991). Так, Ог" акселерирует перекисное окисление липидов и инактивирует ферменты типа аконитаз, содержащие в активной части молекулы металлы переменной валентности. Перекись водорода, как продукт дисмутации О2", окисляет сульфгидрильные группы белков и реагирует с восстановленными металлами (реакция Фентона), образуя высокореактивный-ОН, который способен окислять нуклеиновые кислоты и внутриклеточные белки.

В последнее время появились данные о возможном участии оксида азота в нейротоксическом действии экстремальной гипероксии. Оксид азота (N0) синтезируется в головном мозге путем окисления L-аргинина с участием синтазы оксида азота (NOS), которая представлена в организме в 3-х изоформах: нейрональная (NOS I), эндотелиальная (NOS III) и NOS И, локализованная преимущественно в макрофагах Доказательства участия N0 в нейротоксическом действии кислорода основаны на том, что подавление его синтеза путем ингибирования совместно NOS I и NOS III предотвращало развитие судорог у крыс и мышей, а введение L-аргинина восстанавливало нейротоксический эффект кислорода (Oury et al., 1992; Demchenko et al. 2000, 2001). Следовательно, можно предположить, что экстремальная гипероксия стимулирует продукцию NO-, концентрация которого постепенно повышается в мозге, что приводит к развитию кислородных судорог. Однако пути и механизмы вовлечения оксида азота в физиологические и токсические эффекты экстремальной гипероксии остаются неизученными.

Оксид азота, как известно, является мощным вазодилататором и его гиперпродукция в мозге во время ГБО может привести к увеличению кровотока и соответственно к доставке токсической дозы кислорода к нейронам мозга. Вовлечение N0 в развитие нейротоксического эффекта экстремальной гипероксии может реализовываться и другим путем. Известно, что N0 оказывает токсическое действие только при концентрациях более высоких, чем физиологические значения. Поэтому прямой токсический эффект N0 во время ГБО едва ли возможен. Однако, в малых дозах N0, соединяясь с О2", формирует высокотоксичный пероксинитрит (0N00") и последующие интермедианты. Скорость реакции N0 с О2", в 4 раза выше скорости дисмутации супероксиданионов с помощью супероксиддисмутазы (СОД). Поэтому участие ONOO" в нейротоксическом действии кислорода весьма вероятно, хотя пока нет экспериментальных данных в пользу данного предположения.

Другой возможный механизм вовлечения N0 в нейротоксический эффект кислорода непосредственно связан с синтезом и выделением глутамата с последующей активацией НМДА рецепторов. Схожесть синтеза N0 в сосудистой и нейрональной системах предполагает параллелизм активации гипербарическим кислородом N0-образующих систем в нейронах. Имеются данные о том, что активность нейрональной NOS в условиях гипероксии возрастает. Так как глутаматергическая система связана по принципу обратной положительной связи с генерацией N0, можно предположить, что ГБО-вызванная гиперпродукция N0 в нейронах стимулирует выброс глутамата и, соответственно, приводит к гиперактивации НМДА рецепторов и развитию нейротоксичности.

Таким образом, анализ современного состояния проблемы позволяет сформулировать гипотезу о возможных механизмах вовлечения оксида азота в развитие кислородных судорог, экспериментальной проверке которой посвящена настоящая работа.

Цель и задачи исследований.

Целью работы явилось изучение роли мозгового кровотока в N0-опосредованном развитии кислородных судорог. При достижении поставленной цели решались следующие задачи:

1. Исследовать динамику кровотока и Рог в мозге бодрствующих крыс при действии кислорода под давлением 3-7 AT А.

2. Определить критический уровень мозгового Рог, при котором развиваются кислородные судороги, и оценить роль кровотока в изменениях оксигенации головного мозга при ГБО.

3. Оценить роль оксида азота в формировании базального тонуса мозговых сосудов.

4. Определить влияние ингибирования синтеза NO на развитие кислородных судорог и динамику мозгового кровотока при экстремальной гипероксии.

5. Оценить роль супероксидных анионов в развитии кислородных судорог и в NO-опосредованных изменениях мозгового кровотока при гипербарической гипероксии.

6. Исследовать роль N0 в развитии нейротоксического действия кислорода у крыс в постнатальном онтогенезе.

Основные положения, выносимые на защиту.

Результы исследований позволяют сформулировать следующие положения:

1. Развитие нейротоксического эффекта экстремальной гипероксии проявляется при достижении критического уровня тканевого Р02 в мозге, который зависит от концентрации кислорода в дыхательной среде и интенсивности мозгового кровотока.

2. Мозговой кровоток модулирует развитие нейротоксического действия экстремальной гипероксии путем NO-опосредованной вазоконстрикции, предохраняющей мозг от избыточного поступления кислорода, или вазодилатации, ускоряющей развитие кислородных судорог.

3. Величина и направленность NO-опосредованных церебро-васкулярных реакций при гипероксии определяются балансом между оксидом азота и супероксиданионами.

4. Устойчивость крыс в раннем постнатальном онтогенезе обусловлена постепенным созреванием NO-образующих систем мозга.

Научная новизна исследований.

Выявлен ранее неизвестный механизм развития гипероксической вазоконстрикции в головном мозге, который реализуется путем инактивации N0 супероксидными радикалами, ослабляющей его базальное вазорелаксирующее действие. Впервые установлено, что кислород под давлением свыше 5 АТА вызывает NO-опосредованную церебральную гиперемию, которая устраняет вазоконстрикцию и ускоряет развитие кислородных судорог. Получены новые данные о том, что токсический эффект гипербарического кислорода развивается при условии, когда тканевое Р02 в мозге превышает критический уровень в 900 мм рт.ст. Подтверждена гипотеза о том, что вазомоторная и нейротоксическая активность N0 при гипероксии зависит от скорости продукции супероксиданионов. Получены новые данные о том, что высокая устойчивость крыс в раннем постнатальном онтогенезе связана с дефицитом N0 в головном мозгу, который опосредует нейротоксический эффект кислорода.

Теоретическая и практическая значимость работы.

Получены новые знания о путях и механизмах вовлечения N0 и О2" в регуляцию мозгового кровообращения при гипероксии, а также в патогенез нейротоксического

10 действия кислорода под повышенным давлением. Результаты исследований имеют важное значение при разработке безопасных режимов гипербарической оксигенации в клинике, а также при создании новых высокоэффективных технологий подводных погружений, исключающих развитие кислородного отравления.

Аппробация работы.

Основные результаты работы были представлены на международной конференции, посвященной 150-летию И.П. Павлова. (Санкт.-Петербург, 1999), на XVIII съезде физиологического общества им. И.П. Павлова (Казань, 2001), на международном симпозиуме по гипербарической и подводной медицине (Италия, Болония, 1996), на 5-м международном симпозиуме по гипербарической и подводной медицине (Санкт-Петербург, 1997), на 24-м симпозиуме европейского общества по подводной и биологической медицине (Швеция, Стокгольм), на 1-й конференции по свободным радикалам и антиоксидантам в развитии и функционировании центральной нервной системы: от эмбриона до старения (Санкт-Петербург, 2001), на 6-м съезде физиологов Сибири (Новосибирск, 2002), а так же на 35-м ежегодном научном симпозиуме общества по подводной и гипербарической медицине (США, Сан-Диего, 2002).

ГЛАВА 2

МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

Проведение физиологических исследований в условиях повышенного давления кислорода всегда было связано с большими методическими трудностями. Гипербарическая кислородная среда не позволяет размещать в камере необходимые приборы и устройства. Прямой доступ к объекту исследований крайне ограничен. Существуют также много других ограничений по линии пожаро- и взрывобезопасности при работе с газами и их смесями под давлением. В связи с этим подготовка животных к опытам, выбор методов и технология проведения опытов в настоящей работе проводились в соответствии со спецификой гипербарических исследований.

2.1. Подготовка животных к опытам

Опыты проводились на бодрствующих крысах-самцах породы Вистар массой 210310 г и на наркотизированных крысах Spraque-Daweley массой 300-400 г. Подготовка к опытам на бодрствующих животных состояла в следующем. За 7-10 дней до опытов наркотизированным нембуталом (50 мг/кг) животным вживляли двойные платиновые электроды в теменную кору, стриатум, гиппокамп и черную субстанцию головного мозга. Выбор указанных структур мозга был продиктован их высокой чувствительностью к гипероксии, выявленной ранее в исследованиях лаборатории гипербарической физиологии ИЭФБ им. И. М. Сеченова РАН (Зальцман и др., 1987; Селивра, 1986). Вживление электродов в мозговые структуры осуществлялось стереотаксически в соответствии с координатами атласа (Pelligrino, Pelligrino, Cushman, 1979) (табл.1).

Таблица 1

АР (мм) LM (мм) V (мм)

Теменная кора -2.5 ±4.5 1.0

Гиппокамп -3.5 ±2.2 3.2

Стриатум +1.0 ±2.5 5.2

Черная субстанция -5.5 ±2.5 8.2

Примечание: AP-anterior/posterior, LM-lateral/medial, V-ventral., +(A), - (P). Координаты рассчитаны относительно брегмы.

Хлор-серебряные электроды устанавливали между твердой мозговой оболочкой и костью черепа. Все электроды укреплялись на черепе при помощи протакрила и Т-образного стального винта, заведенного под черепную кость. После операции животных приучали к барокамере, где они размещались в мягко фиксированном положении. Каждый день до начала опытов электроды "состаривались" путем их электрической поляризации, что значительно снижало величину остаточного полярографического тока (Коваленко, Берозовский, Эпштейн, 1978).

В острых опытах животные были наркотизированы пентобарбиталом натрия (50 мг/кг), обездвижены тубокурарином (0.5 мг/кг) и механически вентилировались газовой смесью, содержащей 30 % кислорода и 70 % азота. В обе бедренные артерии и вены вводили катетеры для мониторинга артериального давления и отбора проб артериальной крови для измерений в ней Р02, Рсог и рН. Среднее артериальное давление измеряли непрерывно, артериальное Р02 и Рсог измеряли периодически с помощью газоанализатора (1L-1314 Blood Gas/pH Analyser, Lexington, MA) и поддерживали в физиологических пределах путем подбора параметров вентиляции. Катетеры в двух бедренных артериях соединялись с двухканальным инъектором (Sage Instruments, М351, Cambrige, MA) для введения поддерживающего анестезию пентобарбитала натрия (15 мг/кг/час) и тубокурарина (0.1 мг/кг/час) в период гипербарической оксигенации. Температуру тела измеряли ректально и поддерживали близко к 37° С с помощью электрической грелки. Фиксированным в стереотаксисе животным вводили платиновые электрода в черную субстанцию, стриатум, гиппокамп и теменную область коры головного мозга, используя указанные в табл. 1 стереотаксические координаты. Электроды удерживали в мозге во время опытов с помощью манипуляторов стереотаксиса.

2.2. Измерения кровотока и напряжения кислорода в головном мозге

Локальный мозговой кровоток (лМК) в исследуемых структурах измерялся методом водородного клиренса в 2-х модификациях. Базовый вариант метода клиренса водорода предусматривает ингаляцию водорода и его полярографическую регистрацию в мозге (Aukland et al., 1964; Демченко, 1978). В модифицированном варианте этого метода используется электрохимическая генерация водорода в ткани мозга и последующая регистрация его клиренса в области расположения измерительного электрода (Stossek et al., 1976; Демченко, 1975; Москаленко и др., 1979). В острых опытах на наркотизированных животных реализация метода водородного клиренса (базовый вариант) осуществлялась путем дыхания водородсодержащей смеси (2.5 % Нг в воздухе), которую подавали через дыхательный аппарат в течение 1 мин. Полярографическая регистрация напряжения водорода производилась непрерывно с помощью вживленных в исследуемые структуры головного мозга платиновых электродов диаметром 0.1 мм. Кривые клиренса водорода, зарегистрированные после прекращения ингаляции водородсодержащей смеси, использовались для вычислений мозгового кровотока методом начального наклона (Демченко, 1981).

В опытах на бодрствующих животных мозговой кровоток измерялся с использованием электрохимической генерации водорода в мозге. Для данной модификации применялись вживленные в мозг парные платиновые электроды каждый диаметром 0.1 мм, изолированные по всей поверхности за исключением кончиков в 1 мм. Расстояние между электродами составляло 0.5 мм. Один электрод использовался дня эндогенной электрохимической генерации водорода в паре с вживленным под кость стальным винтом.

Ток в цепи генерации не превышал 3 мкА и не оказывал раздражающего действия на нервную ткань, сдвигов артериального давления или двигательных реакций у животных во время генерации водорода не наблюдалось. Второй платиновый электрод использовался для регистрации напряжения водорода в ткани и его клиренса после отключения генерирующей цепи. Измерительный электрод поляризовали потенциалом + 0.4 V, при котором чувствительность к водороду максимальна.

Абсолютные величины мозгового кровотока вычислялись на основе кривых клиренса, зарегистрированных после генерации водорода в мозге. Так как скорость клиренса водорода зависит от интенсивности кровотока и от диффузии водорода из места локальной генерации в окружающую ткань, диффузионная компонента определялась для каждого электрода перед опытом на основе расчета кривых клиренса, последовательно зарегистрированных с генерацией, а затем с ингаляцией водорода. Кривые клиренса водорода использовались для вычислений мозгового кровотока методом начального наклона. Полученные величины кровотока корректировались с учетом результатов измерений, выполненных перед ГБО экспозицией методом клиренса с ингаляцией водорода. Эти значения использовались для корректировки величин кровотока, которые измерялись во время ГБО экспозиции только с генерацией водорода (Загваздан и др., 1986; Demchenkoetal., 1998).

Напряжение кислорода в исследуемых структурах головного мозга измеряли полярографически с помощью таких же платиновых электродов, как и для измерений кровотока методом водородного клиренса. В острых опытах на наркотизированных животных Р02 измерялось количественно на основе калибровки кислородных электродов. Для этого измерительный электрод перед вживлением в мозг покрывался газопроницаемой мебраной из синтетического полимера Nafion (5% раствор), который предохраняет рабочую поверхность электрода от загрязнения (отравления). Калибровка электродов осуществлялась в физиологических растворах, насыщенных атмосферным воздухом (21% О2), чистым кислородом (100% О2) или чистым азотом (отсутствие О2). Такая калибровка производилась для каждого электрода до и после эксперимента и только те электроды, у которых калибровочные кривые отличались менее, чем на 10% использовались для статистического анализа результатов измерений.

В опытах на бодрствующих животных, когда электроды вживлялись в мозг на длительное время, их предварительная или пост-экспериментальная калибровка не позволяла оценивать Р02 в абсолютных величинах. Поэтому оценка уровня оксигенации мозга у животных в период гипербарической экспозиции производилась по величине полярографического тока. В отдельных опытах нами проводилась оценка зависимости полярографического тока от парциального давления кислорода в барокамере дня оценки линейной характеристики электродов.

В зависимости от задачи эксперимента парные или одиночные электроды, вживленные в исследуемые структуры правого или левого полушарий, использовались для измерений кровотока или Р02 в паре с Ag (AgCl) электродами. Эти же платиновые электроды в паре с крепежным винтом в черепе применялись для регистрации ЭЭГ. Электроды через гермоввод в стенке барокамеры соединялись с ЭЭГ усилителем и приборами для измерений кровотока и Р02 (Физиоблок -01, ИЭФБ РАН, Россия), которые располагались вне барокамеры. Запись изучаемых процессов, их накопление, хранение и анализ проводились на компьютере с использованием аналог-цифрового преобразователя и программы WINDAQ (D-1200 AC, DATAQ Inst., США).

2.3. Гипербарическая экспозиция

Фиксированных в стереотаксисе наркотизированных животных располагали в барокамере вместе с аппаратом искусственного дыхания, аппаратурой для измерения давления, ЭЭГ усилителем и микроинъектором. Электроды и датчики через гермоввод соединялись с усилителем и регистрирующими приборами, находящимися вне камеры. К входу дыхательного аппарата через пневматический трехходовой управляемый вентиль присоединяли 2 резиновых мешка. Один из них содержал чистый кислород, а другой воздух с 2.5 % водорода. Компрессию осуществляли воздухом со скоростью 0.6 ATA/мин, но вентиляция животных из мешка с кислородом позволяла реализовывать гипербарическую оксигенацию (ГБО) при заданном давлении в барокамере. Для измерения кровотока на вход дыхательного аппарата на 1 мин подключался воздух с водородом. Наполнение мешков газами и их последовательное переключение под давлением осуществляли с помощью управляемой вне барокамеры пневматической системы под контролем телевизионной камеры.

Бодрствующие животные находились в барокамере объемом 100 л. Для исключения артефактов при регистрации физиологических процессов крысы фиксировались в созданном нами специальном станке, который состоит из жилетки из мягкой ткани, присоединенной к двум металлическим направляющим. Животные находились в жилетке, как в гамаке, не касаясь конечностями стенок барокамеры, что исключало их круговые движения и позволяло без артефактов регистрировать изучаемые физиологические процессы. Компрессию со скоростью 1 ATA/мин проводили чистым кислородом после 5 мин продувки барокамеры.

2.4. Процедура проведения опытов и общая организация исследований

У наркотизированных животных через 1.5 часа после завершения операции и стабилизации физиологических параметров выполнялись контрольные измерения мозгового кровотока, после которых начинали компрессию. Продолжительность гипербарической оксигенации составляла 60-75 мин. Кровоток измеряли через каждые 10 или 15 мин в зависимости от задач исследований. Артериальное давление, температуру тела и ЭЭГ регистрировали непрерывно. Декомпрессию проводили со скоростью 0.6 АТА/мин, по завершении которой измеряли респираторные газы и рН артериальной крови при продолжающемся дыхании кислородом.

Порядок проведения исследований на бодрствующих животных был следующим. Перед опытом на крыс надевали жилетку из ткани на металлических растяжках, позволяющую мягко фиксировать животное и исключить его круговое вращение. К подобной фиксации животных приучали за несколько дней до опытов. Животных в жилетке помещали в кислородную барокамеру объемом 100 литров, оборудованную для работы с мелкими лабораторными животными и оснащенную системами регулирования температуры, влажности и содержания СОг. После 30-40 минутной адаптации 3 раза последовательно записывались кривые клиренса с ингаляцией, а затем с генерацией водорода. Средние величины по первым и вторым измерениям использовались для последующей корректировки значений кровотока, вычисляемых по кривым клиренса с генерацией водорода, зарегистрированных во время ГБО. Период генерации водорода в мозге и регистрации его клиренса составлял 2-4 минуты.

После регистрации контрольных показателей барокамера вентилировалась чистым кислородом в течение 5 мин, а затем проводилась компрессия также кислородом со скоростью 1 АТА/мин. Начало ГБО экспозиции считалось с момента достижения задаваемой в эксперименте величины давления, измеряемой в АТА (атмосфера абсолютная). В течение всего периода ГБО экспозиции за животными осуществлялось визуальное наблюдение через иллюминатор в барокамере. Продолжительность ГБО экспозиции определялась задачами эксперимента и ограничивалась в основном появлением у животных кислородных судорог. Декомпрессия осуществлялась со скоростью 0.5 АТА/ мин.

РОССИ*г"' -1 . ГОСУДАР-'. . ЛАЯ

41 БИБЛИОТЕКА

В работе использовали следующие фармакологические препараты: неселективный ингибитор NOS - Nw-HHTpo-L-apraHHH метилэфир (L-NAME), селективный ингибитор нейрональной NOS - 7-нитроиндазол (7-NI), блокатор моноаминооксидазы - паргилин, субстрат для синтеза N0 - L-аргинин (L-arg), донор N0 - нитроглицерин (NTG). Все препараты приобретались в фирме Сигма (Sigma, США). Эритроцитарная человеческая супероксиддисмутаза (СОД) приобретена в Государственном НИИ особо чистых биопрепаратов (Санкт Петербург, Россия). Препараты растворялись в физиологическом растворе, 7-NI растворялся в арахисовом масле с ультразвуковым дроблением.

Общая организация работы отвечала цели и задачам исследований и состояла в следующем. В первой серии опытов ставилась задача изучить нейротоксическое проявление экстремальной гипероксии. Для этого использовалось 5 групп животных (по 914 животных в каждой группе), у которых измерялись мозговой кровоток, Рог и ЭЭГ при дыхании кислородом под давлением 3, 4 и 5 АТА в отдельных опытах или в одном опыте при ступенчатой компрессии кислорода от 1 до 5 АТА. У контрольной группы животных данной серии кровоток и Р02 в мозге измерялись в течение 60 мин при дыхании атмосферным воздухом с целью оценки физиологической вариации изучаемых показателей.

Во второй серии опытов, включающей 9 групп животных по 8-10 крыс в каждой, изучалось влияние ингибирования синтеза N0 на нейротоксическое действие гипербарического кислорода. Для этого у 2-х групп бодрствующих крыс при дыхании воздухом измерялся мозговой кровоток в исследуемых структурах в течение 60 мин в покое после введения неселективного ингибитора L-NAME (30 мг/кг, внутрибрюшинно) или 7-NI (50 мг/кг, внутрибрюшинно). Задачей этих опытов являлось выявление вазоактивных свойств ингибиторов NOS. Затем крысам 4-х групп (по 11-13 животных в каждой группе) вводили L-NAME (30 мг/кг, внутрибрюшинно) или 7-NI (50 мг/кг, внутрибрюшинно) и во время последующей ГБО при 4 или 5 АТА осуществляли измерения кровотока и Р02 в стриатуме и гиппокампе, а также регистрировали ЭЭГ. Изменения мозгового кровотока в ответ на экстремальную гипероксию оценивались как по отношению к его уровню до ГБО и до введения NOS ингибиторов, так и по отношению к величинам кровотока, измеренным после подавления синтеза оксида азота, но непосредственно перед гипербарической экспозицией.

В третьей серии опытов (3 группы животных по 8-9 крыс в каждой) оценивали влияние мозгового кровотока на развитие нейротоксического эффекта гипербарического кислорода. Для этого у бодрствующих крыс повышали мозговой кровоток перед ГБО 4 или 5 АТА путем введения ацетазоламида (35 мг/кг), который блокирует карбоангидразу и повышает в мозге содержание СО2 - мощного вазодилататора церебральных сосудов. Вазоактивные свойства ацетазоламида оценивались также у группы бодрствующих животных при дыхании воздухом.

В соответствии с основной гипотезой работы, в 4-ой серии опытов (5 групп животных по 7-12 крыс в каждой группе) изучалось участие супероксиданионов (Ог~) в N0-опосредованном развитии кислородных судорог. Для этого усиливали дисмутацию О2" с помощью СОД, а затем оценивали вазомоторное действие экстремальной гипероксии и развитие нейротоксического эффекта ГБО. Супероксиддисмутаза СОД-CuZn вводилась животным в хвостовую вену в дозе (3200 Ед/кг) непосредственно перед ГБО. Кроме того, в 3-х группах крыс проверялось действие дезактивированной СОД (нагретой до +70° С) и сочетанное действие L-NAME + СОД при дыхании воздухом и под давлением кислорода 5 АТА.

В следующей 5-ой серии опытов (3 группы животных по 8-12 крыс в каждой группе) изучался вопрос о том, влияет ли синтез субстрата оксида азота, L-аргинина, на развитие кислородного отравления. Для решения этой задачи блокировалось расщепление катехоламинов, являющихся прекурсором синтеза L-аргинина, путем ингибирования моноаминоксидазы с помощью паргилина (45 мг/кг, внутрибрюшинно). Цереброваскулярный эффект паргилина также оценивался у 2-х групп бодрствующих животных при дыхании воздухом и кислородом под давлением 5 АТА.

В последней 6-ой серии опытов (5 групп животных) изучалось нейротоксическое действие экстремальной гипероксии на крыс разных возрастных групп. На первом этапе работы интактных новорожденных крысят в возрасте 1-22 дней (п=47) и взрослых животных 3-4-х месяцев (п=7) подвергали ГБО при 7 АТА со скоростью 1 AT А/мин, время экспозиции составляло 2 часа. Параметры среды (температура, влажность, содержание СОг) тщательно контролировались и поддерживались в пределах нормальных значений. В период ГБО экспозиции наблюдали за поведением животных и оценивали время наступления судорог (в мин) от начала изопрессии. У других групп новорожденных крысят оценивали поведенческие реакции во время ГБО 7 АТА после подавления или повышения продукции N0 в мозге. Для этого крысятам одной группы вводили донор N0-нитроглицерин в дозе 70 мг/кг, другой группе вводили субстрат синтеза N0 - L-аргинин (165 мг/кг) и третей группе животных за 30 мин до начала эксперимента вводили L-NAME (30 мг/кг).

2.5. Статистическая обработка и анализ результатов исследований

Статистическая обработка проводилась при помощи программы DIASTAT. Величины измеряемых показателей представлены как М ± т. Для оценки достоверности различий использовался критерий Стьюдента, при этом значения Р<0.05 принимались как статистически значимые.

Заключение диссертации по теме «Физиология», Москвин, Александр Николаевич

ВЫВОДЫ

Анализ результатов изучения роли N0 в вазомоторном и нейротоксическом действии гипербарического кислорода, позволяет сделать следующие выводы:

1. Кислород под давлением до 4 АТА и продолжительностью экспозиции до 60 мин вызывает церебральную вазоконстрикцию и снижение мозгового кровотока, которое ограничивает гипероксигенацию мозга и предотвращает развитие кислородных судорог.

2. Гипероксическая вазоконстрикция в головном мозге реализуется путем инактивации оксида азота супероксиданионами, в результате которой ослабляется NO-опосредованная базальная вазорелаксация.

3. Кислород под давлением 5 АТА устраняет гипероксическую вазоконстрикцию и увеличивает мозговой кровоток, в результате которого Рог в мозге возрастает до критических величин (около 900 мм рт.ст.), определяющих развитие кислородных судорог.

4. В развитии гипероксической гиперемии принимает участие оксид азота, синтезируемый как в эндотелии мозговых сосудов, так и в нейронах с помощью соответствующих NO-синтаз.

5. Подавление продукции NO путем ингибирования NO-синтаз или снижения синтеза L-аргинина предотвращает или ослабляет развитие кислородных судорог за счет уменьшения кровотока и низкой оксигенации головного мозга

6. У новорожденных крысят в возрасте до 16 дней наблюдается высокая толерантность к кислородным судорогам, которая связана с недостаточным формированием NO-образующих, систем в ЦНС.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Москвин, Александр Николаевич, 2002 год

1. Алексанян А.М., Жиронкин А.Г. Некоторые данные о роли мозжечка в происхождении кислородных судорог. В кн.: Функции организма в условиях измененной газовой среды, М.; Л.: Наука, вып. I:. 46 52.1955.

2. Арсенъева В.И. Динамика мозгового кровотока при различных формах кислородной эпилепсии у кроликов. В кн.: Гипербарические эпилепсия и наркоз. Нейрофизиологические исследования. Л., Наука: с. 102 -109.1968.

3. Важштейн Г.Б., Журавин И.А, Ровайнен К, Вулсей ТА., Семерня В.Н., Заяц Н.Д., Москаленко Ю.Е. Мозговой кровоток и церебральная реактивность в раннем постнатальном онтогенезе крыс. Ж. эвол. биохим. и физиол. 32 :160-168.1996.

4. Воино-Ясенецкий А. В. Отражение эволюционных закономерностей в эпилептиформной реакции животных на действие высокого парциального давления кислорода. М.; Л.: Изд-во АН СССР. 1974.

5. Волин М.С., Дэвидсон К А., Камински П.М., Фейнгерш Р.П. Мохаззаб-Х КМ. Механизмы передачи сигнала оксидант оксид азота в сосудистой ткани. Биохимия. 63 (7): 958-965.1998.

6. ВороновИ.Б. Электроэнцефалографические данные о роли коры головного мозга в происхождении кислородных судорог. Физиол. журн. СССР. 51(7): 778-783.1964

7. Граменщтй П.М., Сорокин П.А. К механизму изменений дыхания и кровообращения у собак при действии высоких давлений кислорода. В кн.: Функции организма в условиях измененной газовой среды, М.; Л.: Наука, вып. 3: 95-105.1964.

8. Гершенович З.С., Кричевская А.А. Аммиак и глутамин мозга при повышенном давлении кислорода. ДАН СССР. 95 (9): 837-841.1954

9. Демченко И. Т. Кровоснабжение бодрствующего мозга. Л. наука. 1981.10 .Демченко И.Т. Методы изучения мозгового кровообращения. В кн: Методы исследования кровообращения. JI. Наука: 104-125. 1975.

10. Дьяконова Т.Л. Окись азота (N0) повышает чувствительность и снижает десентизацию нейрона к возбуждающему действию глутамата. ДАН. 352 (4): 552556. 1997.

11. Ефуни С. Н. Руководство по гипербарической оксигенации. М. Медицина. 1986.

12. Жиронкин А.Г. Кислород. Физиологическое и токсическое действие. JI. Наука. 1972.

13. Жиронкин А.Г., Панин А.Ф., Сорокин П.А. Влияние повышенного парциального давления кислорода на организм человека и животных. JI. Медицина. 1965.

14. Загваздин Ю.С., Жиляев С.Ю., Моргалёв Ю.Н., Аточин ДН. Количественная оценка локального мозгового кровотока методом клиренса с ингаляцией и электрохимической генерацией водорода. Физиол. журн. СССР. 72 (12): 1693-1696.1986.

15. Залырлан Г.Л. Физиологические основы пребывания человека в условиях повышенного давления газовой среды. JI. Медгиз. 1961.

16. Зальцман Г.Л. Начальные проявления кислородной эпилепсии у человека. В кн.: Гипербарические эпилепсия и наркоз. JI. Наука: 15-25.1968.

17. Зальцман Г.Л., Понамерев В.П., Селивра А.И. Биоэлектрическая активность различных центров головного мозга в процессе формирования кислородной эпилепсии у собак. В кн.: Гипербарическая эпилепсия и наркоз. JI. Наука: 206-220.1968.

18. Коваленко EX., Березовский В.А., Эпштейн КМ. Полярографическое определение кислорода в организме. М. Медицина. 1975.

19. Кричевская А.А., ЛукашА.К, Бронивицкая З.Г. Биохимические механизмы кислородной интоксикации. Ростов н/Д. Изд-во Рост, ун-та. 1980.

20. Меныцикова Е.Б., Зенков Н.К.,. Реутов В.П. Оксид азота и NO-синтазы в организме млекопитающих при различных функциональных состояниях. Биохимия. 64(4): 485503.2000.

21. Москаленко Ю.Е., Демченко И.Т., Бурое С.В., Митрофанов В.Ф. Количественная регистрация локального мозгового кровотока с помощью электрохимической генерации водорода. Физиол. ж. СССР. 65 (5): 641-643.1974.

22. Новоселова Н.Ю., Москвин А.Н., Торкунов П.А., Сапронов Н.С., Демченко И.Т. Влияние гипербарического кислорода на перекисное окисление и содержание фосфолипидов в головном мозге крыс. Бюл. экспер. биол. и мед. 128 (9): 261 263.1999.

23. Раевский В.В. Онтогенез медиаторных систем мозга. М. Наука. 1991.

24. Раевский КС., Башкатова В.Г., Наркевич В.Б., Вицкова Г.Ю., Микоян В.Д., Ванин А.Ф. Оксид азота в коре мозга крыс при модельных судорожных сосотяниях: возможные пути фармакологической модуляции. Рос. физиол. ж. 84 (10): 1093-1099.1998.

25. Савич АА. Моторные проявления и биоэлектрическая активность мозга при формирования кислородной эпилепсии у кроликов. В кн.: Гипербарическая эпилепсия и наркоз. JL Наука: 36-45.1968.

26. Сапов И.А. Роль нервной системы в механизме токсического действия кислорода на организм. Тр. ВММА. Л. 39: 310-312. 1952.

27. Сапов И А. К механизму кислородных судорог. Бюл. эксперим. биол. и мед. 35 (4): 1823.1953.

28. Селивра А.И. Гипребарическая оксигенация. Л. Наука. 1983.

29. Прикладовицкий С.И. Токсическое действие высоких давлений кислорода на животный организм . Физиол. журн. СССР. 20. (3): 507-517.1936.

30. ТрошихинГ.В. О воздействии гипероксической среды на некоторые физиологические функции животного организма. Ф1зюл. журн. Укр. 12 (3): 313-318.1966.

31. Щербакова Г.В Активность глютаминдекарбоксилазы и содержание гамма-аминомасляной кислоты в мозге крыс при разных функциональных состояниях, вызванных повышенным давлением кислорода. ДАН. 146 (5): 1213-1215.1962.

32. Adams J.D., Lauterburg B.H., Mitchel J.R. Plasma gluthatione and glutathatione disulfide in the rat irregulation and response to oxidative stress. Neuron. 9:441-448.1984.

33. Aukland K., Bower B.F., Berliner R.W. Measerment of local blood flow with hydrogen gas. Circ. Res. 14:164-187.1964.

34. Baas A.C., Berk B.C. Differential activation of nitrogen-activated protein kinases by H2O2 and O2 in vascular smooth muscle cells. Circul. Res. 77:29-35.1995.

35. Balentine J.D. Pathology of oxygen toxicity. New York: Academic press, Inc 1982.

36. Batini C., Parma M„ Ricci C.F., Zanchetti A. Mechanismi piramidali et extrapiramidali della convulsioni iperossiche. Arch. Fiziol. 53 (3): 362-369.1954.

37. Bean J. W. The hipophysis as a determinant in the reaction of the mama! to oxygen in high pressure. Am. J. Physiol. 201: 737-745, 1952.

38. Bean J. W., Johnson P.C. Influences of hypophysic on pulmonary injuiy induce by exposure to oxygen at high pressure and by pneumococcus. Amer. J. Physiol. 171 (2): 179 -185.1952.

39. Bean J. W., Johnson P.C. Adrenortical responce to single and repeated exposure to oxygen at high pressure. Amer. J. Physiol. 179 (3): 410-416,1954.

40. Bean J. W., Rottschafer G. The mode and site of action of oxygen at increased barometric pressures on the mammalian organism. Amer. J. Physiol. 119:268- 272.1937.

41. Bean J. W., Rottschafer G. Reflexegenic and central structures in oxygen poisoning. J. Physiol. 119:268-277.1938.

42. Bean J. W., Smith Ch. W. Hypophyseal adrenortical factors in pulmonary damage induced by oxygen at atmospheric pressure. Amer. J. Physiol. 172 (1): 169-174 .1953.

43. Bean, J.W. General effects of oxygen at high oxygen tensions. In: Symposium on oxygen in the animal organism. London: Pergamon Press: 455-474:1964.

44. Bean J. W., Lignell J and Coulson J. Regional cerebral blood flow, O2 and EEG in exposure to 02 at high pressure. J. Appl. Physiol. 31:235-242.1971.

45. Becker, Galvin. Effect of oxygen-rich atmospheres on cerebral lipid peroxides. Aerospace med. 33 (3): 985-992.1962.

46. Beckman J.S., Koppenol W.H. Nitric oxide, superoxide and peroxintrite: the good, the bad and the ugly. Amer. J. Physiol. 271:1424 1437.1996.

47. Bergo G. W., Tyssebotn I. Cerebral blood flow distribution during exposure to 5 bar oxygen in awake rats. Undersea Biomed. Res. 19 (5): 339 354.1992.

48. Bergo G. W., Risberg J., Tyssebotn I. Efect of 5 bar oxygen on cardiac output and organ blood flow in conscious rats. Undersea Biomed. Res. 15 (6): 457 -470.1988.

49. Bertharion J. Le lactate de magnesium utilise comme protecteur des convaisions hyperoxiques ches le mt blank. J. physiol. (Paris). 60 (suppl.2): 348.1968.

50. Bertharion J., Barthelemy L. Effet augi de l'oxygene hyperbare. Etude Neurophysiologique. Agressologie. 5(6): 583-584.1964.

51. Bitterman N„ Bitterman H. L-arginine-NO pathway and CNS oxygen toxicity. J. Appl. Physiol. 84(5): 1633-1638.1988.

52. Bredt D.S., Snyder S.H. Nitric oxide: a physiological messenger molecule. Anne. Rev. Biochem. 63:175-195.1996.

53. Brue F., Joanny P., Bertharion G., Morcellet J.L., Carriol S. Glucose metabolism in nerve tissue isolated under hyperbaric oxygen: stimulation of the phosphate pentose cycle and glycolysis. J. Physiol. (Paris). 65 (Suppl): 366A. 1972.

54. Cempebell J.A. Oxygen poisoning and thyroid glands. J.Physiol. (London). 90:91-102.1937.

55. Cempebell J.A. Effects of oxygen pressure as influenced by external temperature, hormons and drugs. J.Physiol. (London). 92:29-34.1938.

56. Chance В., Jamieson D., Coles H. Enery-linked pyridine nucleotide reduction: inhibitory effects hyperbaric oxygen in vivo and in vitro. Nature. 206 (4981): 257- 263.1965.

57. Clark J.M. Oxygen toxicity. In: The physiology and medicine of diving. Ed. By Bennett P.B. and Elliot E.H. London, Saunders: 324-325.1991.

58. Cohn R, Gersh I. Changes in brain potentials during convulsions induced by oxygen under pressure. J. Neurophysiol. 8:155 -166.1945

59. Czapski G„ Goldstein S. The role on the reaction of NO with superoxide and in biological systems: a kinetic approach. Free Radic. Biol. Med. 119:785 794.1995.

60. Dawson T.M., Snyder S.H. Gases as biological messengers: nitric oxide and carbon monoxide in the brain. J.Neurosci. 14: 5147-5159.1994.

61. De Sarro G.B., E. Donato di Paola, A De Sarro, M.G. Vidal. Role of nitric oxide in genesis excitoiy amino acid-induced seizures from the deep prepiriform cortex. Fundam. Clin. Farmacol. 5: 503. 1991.

62. Demchenko I.T., Boso A.E., Bennett P. В., Whorton A.R., Piantadosi С A. Hyperbaric oxygen reduces cerebral blood flow by inactivating nitric oxide. Nitric Oxide: Biology and Chemistry, 4(6):597-608.2000.

63. DemchenkoI.T., BosoAE, NatoliMJ., DoarP.O., O'NeillT.J., BennettP.B., PiantadosiCA. Measurement of cerebral blood flow in rats and mice by hydrogen clearance during hyperbaric oxygen exposure. Undersea Hyperbaric Med. 25:147-153.1998.

64. Demchenko I.T., Boso A.E., O'Neill T.J., Bennett P.B., Piantadosi CA. Nitric oxide and cerebral blood flow responses to hyperbaric oxygen. J. Appl. Physiol. 88:1381-1389.2000.

65. Demchenko I.T., Boso A.E., Whorton A.R., Piantadosi C.A. Nitric oxide production is enhanced in rat brain before oxygen-induced convulsions. Brain Res. 917: 253-261.2001.

66. Dickens F. The toxic effects of oxygen on brain metabolism and on tissue enzymes. 1. Brain Metabolism. Biochem. J. 40:145-156.1946.

67. Dickens F. The toxic effects of oxygen on brain metabolism and on tissue enzymes. 2. Tissue Enzymes. Biochem. J. 40:171-183.1946.

68. Dumke P.R, Schmidt C.F. Quantitive measerment of CBF. Am. J. Physiol. 138: 421431.1943.

69. Duprat F., Guillemare E., Romey G., Fink M., Lesage F. Lasdunski. M. Proc. Natl. Acad. Scie. USA. 92:11796-11800.1995.

70. Faiman M.D., Nolan R.J., Baxter C.F., Dodd D.E. Brain GABA, glutaminic acid decarboxilase. Glutamate and ammonia in mice during hyperbaric oxygenation. J. Neurochem. 28:861-865.1977.

71. Furfine E.S., Harmon M.F., Paith J.E. Garvey E.P. Selective inhibition of constitutive nitric oxide synthase by L-NG-nitroarginine. Biochemestry. 32: 8512-8517.1993.

72. Forstermann U., Gorsky L.D., Pollak J.S., Schmdt H.H.H.W., Heller M., Murad. Regional distribution of EDRF/NO- synthasing enzeme in rat brain. Biomed. Biophys res. com. 168(2): 727 732.1990.

73. Furchgott R.F., Zavadzki J. V. The obligatory role of endothelial cells in the relaxation of arterial smooth muscle acetylholine. Nature. 288 (5789): 373-376.1980.

74. Garthwaite J. Glutamate, nitric oxide and cell-cell signalling in the nervous system. Trends in neurosciences. 14 (2): 60 73.1991.

75. Gershman R, Fenn W. O. Ascorbic acid content of adrenal glands of rats in oxygen poisoning. Amer. J. Physiol. 176 (1): 6-15.1954.

76. Gershman R. Biological effects of oxygen. In: Oxygen in the animal organism. N.-Y.: 475486.1964.

77. Gibson A., Elliot L. Superoxide anions, free radicals scavengers, and nitrergic neutransmission. Gen. Pharmac. 28:489-493.1997.

78. Gottlieb F.S. Hyperbaric oxygenation. Adv. Clin. Chem. 8: 69-139.1965.

79. Gryglewski R.J., Palmer R.M., Moncada S. Superoxide anion is involved in the breakdown of endothelium-derived vascular relaxing factor. Nature. 320:454-456.1986.

80. Harel D., Kerem D., Lavy S. The influence of high oxygen pressure on the electrical activity of the brain. EEG Clin. Neurophysiol. 26 (3): 310-317.1969.

81. Hori S. Study on hyperbaric oxygen-induced convulsions with particular reference to GAB A in in synaptosomes. J. biochem. 91:443-448.1982.

82. Huggins A.K., Nelson D.R. The effect of hypeerbaric oxygenation on the levels 5-hydroxitryptomine, noradrenoline, dopamine and free aminoacides in whole mouse brain. J. Neurochem. 25:117-121.1975.

83. Huie RE., Padmaja S. The reaction of NO with superoxide. Free Rad. Res. Commun. 18 (4): 195-199.1993.

84. Iadecola C., Pelligrino D.D., Moskowitz MA., Lassen N. Nitric oxide synthase inhibition and cerebrovascular regulation. J. Cereb. Blood Flow and Metab. 14:175-192.1994.

85. Ischiropoulos H„ Zhu L., Chen J., Tsai M., Martin J.C., Smith C.D., Beckman J.S. Peroxinitrite-mediated tyrosine nitration catalyzed by superoxide dismutase. Arch. Biochem. Biophys. 298 (2): 431-437.1992

86. Ito Т., Yufu K, Mori A., Packer L. Oxidative stress alters arginine metabolism in rat brain: effect of sub-convulsive hypebaric oxygen exposure. Neurochem. Int. 29 (2): 187-195.1996.

87. Jacohson I., Harper AM., McDowall D.G. The effects of oxygen under pressure on cerebral blood-flow and cerebral venous oxygen tension. Lancet. 2:549 552.1963.

88. Jamieson D., Van den Brank HAS. Measurements of oxygen tensions in cerebral tissues of rats exposed to high pressure of oxygen. J. Appl. Physiol. 18: 869-876.1963.

89. JiaL., Bonaventura C., Bonaventura J., StamlerJ.S. S-nitrosogemoglobin. A dynamic activity of blood involved in vascular control. Nature. 380:221- 226.1996.

90. Kaplan S.A., Stein S.N. Effects of oxygen at high pressure on the transport of potassium, sodium and glutamate in guinea pig brain cortex. Amer. J. Physiol. 190 (1): 157-162.1957.

91. Katusik Z.S. Superoxide anion and endothelial regulation of arterial tone. Free Rad. Biol. Med. 20:443 448.1996.

92. Keilhoff G„ Seidel В., Noack K, Tischmeyer W., Stanek D., Wolf G. Patterns of nitric oxide synthase at the messenger RNA and protein levels during early rat brain development. Neuroscience. 75 (4): 1193-201.1996.

93. Kontos H.A., Wei E.P. Hydroxyl radical-dependent inactivation of guanilated cyclase in cerebral arterioles by methylene blue and LY-83583. Stroke. 24:427 434.1993.

94. Kovachich G.B., Mishra O.P. Lipid peroxidation in rat brain cortical slices as measureed by the thiobarbitaric acid test. J. Neurochem. 35:1449-1452.1980.

95. Kovachich G.B., Mishra O.P., Clark J.M. Depression of cortical Na-K-ATPase activity in rats exposed to oxygen at 4 ata 02. Brain Res. 206:229-231.1981.

96. Lambertsen C.J., Krough R.E., Cooper D.Y. Oxygen toxicity. Effects in man of oxygen inhalation at 1 and 3.5 atmospheres upon blood gas transport, cerebral circulation and cerebral metabolism. J. Appl. Physiol. 5:471-486.1953.

97. Landcaster J.R. Simulation of the diffusion and reaction of endogenously produced nitric oxide. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 91(17): 8137-8141.1994.

98. Liu S., Beckman J.S., Ku D.D. Peroxynitrite, a product of superoxide and nitric oxide, produces coronary vasorelaxation in dogs. J. Pharmocol. Exper. Therap. 268 (3): 1114 1121. 1993.

99. Lizasoain I., Weiner C., Knowles R„ Moncada S. The ontogeny of cerebral and cerebellar nitric oxide synthase in the guinea pig and rat. Pediatr. Res. 39 (5): 779-83.1996.

100. Mayer В., Hemmens B. Biosynthesis action of nitric oxide in mammalian cells. TIBS. 22: 447-481.1997.

101. Mayevsky A., Jamieson D., Chanca C. Oxygen poisoning in the unanesthetized brain: correlation oxidation reduction state of pyridine nucleotide with electrical activity. Brain res. 76:481-491.1974.

102. Noda Y., McGreer P. and McGreer E. Lipid peroxide distribution in brain and effect of hyperbaric oxygen. J. Neurochem. 40:1329-1322.1983.

103. Nolan R.J., Faiman M.D. Brain energetics in oxygen induced convulsions. J. Neurochem. 22 (5): 645-650.1974.

104. Omae Т., Ibayashi S., Kusuda K. Effects of high atmospheric pressure and oxygen on middle cerebral blood flow velocity in humans measured by transcranial doppler. Stroke. 29: 94-97.1997.

105. Omar H.A., Cherry P.D., Mortelliti M.P. Inhibition of coronajy artery superoxide dismutase attenuates endothelium-dependent and independent nitrovasodilator relaxation. Circ. Res. 69: 601-608.1991.

106. Oury T.D., Day B.J., Crapo J.D. Extracellular superoxide dismutase in vessels of humans and baboons. Free Radical Biol. Med. 20:957-965.1966.

107. Oury T.D., Day B.J., Crapo J.D. Extracellular superoxide dismutase: a regulator of nitric oxide bioavailability. Lab. Invest. 75:617-636.1966.

108. Oury T.D., Ho Y.S., Piantadosi С.A., Crapo J.D. Extracellular superoxide dismutase, nitric oxide and centeral nervous system O2 toxicity. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 98: 9715 9719. 1992.

109. Pape H. C., Mager R. Nitric oxide controls oscillatory activity in the thalamortical neurons. Neuron. 9 (3): 441-448.1992.

110. Pelligrino L.J., Pelligrino A. C., Cushman A. J. A stereotaxic atlas of the rat brain. Plennum press. 1979.

111. Pollock J.S., Klinghofer V.; Forstermarm U., MuradF. Endothelial nitric oxide synthase is myristilated. FEBS Lett. 309 (3): 402-404.1992.

112. Rigaut-Monnet A.-N., Pinard E., Borredon J., Seylaz J. Blockade of nitric oxide synthesis inhibits hippocampal hyperemia in kainic acid-induced seizuers. J Cereb. Blood Flow Metab. 14:581-590.1994.

113. Rivier C., Shen G.H.J. In the rat endogenous nitric oxide modulates the response of the hypothalamic-pituitaiy-adrenal axis to interleukin-1 beta, vasopessin and oxytocin. Neurosci. 14(4): 1985-1993.1994.

114. Roberts E., Simonsen D.G. Some properties of L-glutamic decarboxiylase in mouse brain. Biochem. Pharmacol. 12; 113-134.1963.

115. Rucci F.C., Giretti M.L., La Rocca M. Changes in electrical activity of the cerebral cortex and some subcortical centers in hyperbaric oxygen. EEG Clin. Neurophysiol. 22 (3): 231-238. 1967.

116. Rubanyi G.M., Vanhoutte P.M. Superoxide anions and hyperoxia inactivate endothelium-derived relaxing factor. Am. J. Physiol. 250: H822-H827.1986.

117. Sakoda Т., Hirata К., Kuroda R, Mild N. Suematsu M., Kawashima S., Yokoyama M. Myristoylation of endothelial cell nitric oxide synthase is important extracellular release of nitric oxide. Mol. Cell. Biochem. 152:143-48.1995.

118. Sanders A.P., Hall H.I., Cavanough P.J., Woodhl B. Effect of HBO on metabolism. I. ATP concentration in rat brain, liver, and kidney. Proc. Soc. Exp. Biol. Med. 121: 32-34. 1966.

119. Sanders A.P., Hall H.I.,. Effect of HBO on metabolism. П. Oxidative phosphoiylation in rat brain, liver, and kidney. Proc. Soc. Exp. Biol. Med. 121: 32 34.1966.

120. Schats R, Harbans L. Protection against hyperbaric oxygen toxicity by pargiline, succinic acid and ascorbic acid: role of brain GABA and brain ammonia. Brain Res. bull. 5 (suppl)2: 781-788.1980.

121. Sonneschein R.R, Stein S.N. Electrical activity of the brain in acute oxygen poisoning. EEG Clin. Neurophysiol. 5 (4): 521-524.1953.

122. Stamler J.S., Jia L., Eu J.P., McMahon T.J., Demchenko I.T., Bonaventura, J., Gerent J.K., Piantadosi C.A. Blood flow regulation by S-nitrosohemoglobin in the physiological oxygen gradient. Science. 276:2034-2037.1996.

123. Stein S.N., Sonnenschien R.R. Electrical activity and oxygen tension during hyperoxic convulsions. J. Aviat. Med. 21:104-111.1950.

124. Stosseek K, Lubers D.W., Cottin N. Determination of local blood flow (microflow) by electrochemically generation hydrogen. Pflugers arch. 318:235-238.1974.

125. Stuer D.J., Kwon N.S., Nathan C.F., Griffith O. W„ Feldman P.L., Wiseman J. Nw-hydroxy-L-arginine is an intermediate in biosynthesis of NO from L-arginine. J. Biol. Chem. 266:6259 -6263.1991.

126. Taylor D. W. Effects of tocepherols methelene blue and glutathione on the manifestation of oxygen poisoning in vitamin E-deficient rats. J. Physiol. (London), 140:37-. 1958.

127. Taylor D. W. Adrenaioctomy on oxygen poisoning in the rat. J. Physiol. (London), 140 (1): 23-. 1958.

128. Toda N., Okamura T. Role of nitric oxide in neurally induced cerebroarterial relaxation. J. Pharmacol. Exp. Ther. 258:1027 -1032.1991.

129. Topel I., Stanarius A., Wolf G. Distribution of the endothelial constitutive nitric oxide synthase in the developing rat brain: an immunohistochemical study // Brain Res. 788: 43-48. 1988.

130. Torbati D. Oxygen and brain physiologic functions: a review. In: 9th International symposium on underwater and hyperbaric physiology undersea and hyperbaric medical society, Bethesta. 1987.

131. Torbati D., Parolla D., Lavy S. Blood flow in rat brain during exposure to high oxygen pressure. Aviat Space Environ. Med. 49:963-967.1978.

132. Torbati D., Harel D., Lavy S. Influence of adrenaioctomy on electrical activity of the brain under high oxygen pressure. Aerospace. Med. 42 (6): 658-660.1971.

133. Torbati D., Harel D., Lavy S. The time of appearance paroxismal electrical discharges in normal and hypophysectomized under hyperbaric conditions. Isr. J. Med. Sci. 8 (1): 39-42. 1972.

134. Torbati D., Greenberg J.H., Lambertsen C.J. Corerelation of brain glucose utilization and cortical electrical activity during development of brain oxygen toxicity. Brain Res. 262: 267263.1983.

135. Torbati D., Lambertsen C.J. Regional cerebral metobolic rate for glucose during hyperbaric oxygen-induced convulsions. Brain res. 279:382-386.1983.

136. Torbati D., Lambertsen C.J. The relationship between cortical electrical activity and regional cerebral glucose metabolic rate in rats exposed to 3 atmospheres absolute oxygen. Brain res. 344:186-190.1985.

137. Torbati D., Watapoor H., Peyman G.A. Hyperbaric oxygen tolerance in newborn mammals hypothesis on mechanisms and outcome. Free rad. boil. med. 14:695 - 703.1993.

138. Voronov I.B. Brain structures and origin of convulsions caused by high oxygen pressure. Intern. J. Neuropharmacol. 3 (2): 279-286.1964.

139. Wolff H.G., Lenox W.G. Cerebral circulation. ХШ: The effect on pial vessels of variations in the oxygen and carbon dioxide content of the blood. Arch. Neurol. Psychiatry. 23 (10): 1097-1115.1930.

140. Wang W. J., Но X. P., Yan Y. L., Yan Т. H, Li C.L. Intrasynaptosomai free calcium and nitric oxide metabolism in central nervous system oxygen toxicity. Aviat. Space Environ. Med. 5:551-555.1998.

141. Wei E.P., Kontos НА. H2O2 and endothelium-dependent cerebral arteriolar dilatation: implication for the identity of endothelium-derived relaxing factor generated by acetylcholine. Hypertension Dallas. 16; 162-169.1990.

142. Wei E.P., Kontos HA., Beckman J.S. Mechanisms of cerebral vasodilatation by superoxide, hydrogen and peroxintrite. Am. J. Physiol. 271:1262-1266.1996.

143. Wood J.D., Watson W.J., Murray G.W. Correlation between decreases in brain GABA levels and susceptibility to convulsions induced by hyperbaric oxygen. J. Neurochem. 16: 281287.1984.

144. Yu B.P. Cellular defenses against damage from reactive oxygen species. Physiol. Rev. 74: 121-169.1994.

145. Yodium M.B.H., Finberg J.P.M. Commentary: new directions in monoamine oxidase A and В selective inhibitors and subsrates. Biochem. Pharmac. 41:152-162.1991.

146. Yusa Т., Crapo J.D., Freeman B.A. Liposome-mediated augmentation of brain SOD and catalase inhibits CNS 02 toxicity. J. Appl. Physiol. 57 (6): 1674 -1681.1984.118

147. Yusa Т., Freeman В.A., Crapo J.D. Hyperoxia increases hydrogen peroxide generation in rat brain in vivo. J. Appl. Physiol. 63 (1): 353 358.1987.

148. Zhang J., Piantadosi С A. Prevention of H2O2 generation by monoamine oxidase protects against CNS 02 toxicity. J. Appl. Physiol. 71:1057-1061.1991.

149. Zhang J., Sam A.D., Klitzman В., Piantadosi С A. Inhibition of nitric oxide synthase on brain oxygenation in anesthetized rats exposed to hyperbaric oxygen. Undersea Hyperbar. Med. 22 (4): 377-382.1995.

150. Zhang J. S., Su Y., Oury T.D., Piantadosi С A. Cerebral amino acid, norepinephrine and niric oxide metabolizm in CNS oxygen toxicity. Brain Res. 606: 56 -62.1993.

151. Автор считает своим приятным долгом выразить глубокую признательность научному руководителю заведующему лабораторией гипербарической физиологии, доктору биологических наук, профессору Ивану Тимофеевичу Демченко за неоценимую помощь в работе.

152. Моя благодарность всему коллективу лаборатории гипербарической физиологии за ценные предложения и моральную поддержку.