Влияние моделирования эффектов микрогравитации на цитоскелет и экспрессию генов у мезенхимальных стромальных клеток-предшественников костного мозга человека in vitro тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 14.03.08, кандидат биологических наук Гершович, Павел Михайлович

  • Гершович, Павел Михайлович
  • кандидат биологических науккандидат биологических наук
  • 2010, МоскваМосква
  • Специальность ВАК РФ14.03.08
  • Количество страниц 150
Гершович, Павел Михайлович. Влияние моделирования эффектов микрогравитации на цитоскелет и экспрессию генов у мезенхимальных стромальных клеток-предшественников костного мозга человека in vitro: дис. кандидат биологических наук: 14.03.08 - Авиационная, космическая и морская медицина. Москва. 2010. 150 с.

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Гершович, Павел Михайлович

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Понятие стволовой клетки и клетки-предшественника. Мультипотентные мезенхимальные стромальные клетки костного мозга человека (ММСК).

1.1.1. Биология и остеогенный дифференцировочный потенциал ММСК.

1.1.2. Морфофункциональные особенности и иммунофенотип ММСК.

1.1.3. Молекулярно-генетическая характеристика ММСК.

1.1.4. Роль механических факторов в выборе пути коммитирования ММСК.

1.2. Цитоскелет клетки: структура и функции. Участие цитоскелета в механической рецепции.

1.2.1. Рецепторы адгезии клеток: связь со структурами цитоскелета клеток, участие во внутриклеточной сигнализации, механохимические аспекты сигналлинга.

1.2.2. Участие элементов цитоскелета и рецепторов адгезии в механизмах гравитационной чувствительности адгезивных клеток.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.1. Химические реактивы, культуральные среды, посуда.

2.2. Культивирование мезенхимальных стромальных клеток, выделенных из костного мозга человека.

2.3. Исследование иммунофенотипа ММСК с помощью проточной цитофлюориметрии.

2.4. Индукция и детекция остеогенной дифференцировки ММСК костного мозга человека.

2.5. Индукция и детекция адипогенной дифференцировки ММСК костного мозга человека.

2.6. Исследование свойств культур ММСК человека в условиях моделирования эффектов микрогравитации.

2.6.1. Описание прибора Desktop Random Positioning Machine.

2.6.2. Параметры экспериментальной установки. Схема эксперимента по моделированию эффектов микрогравитации.

2.7. Исследование динамики изменений цитоскелета и экспрессии рецепторов адгезии у ММСК при моделировании эффектов микрогравитации.

2.8. Анализ уровня экспрессии генов.

2.8.1. Выделение тотальной РНК, обратная транскрипция.

2.8.2. ПЦР с детекцией продуктов в режиме реального времени.

2.8.3. Профилирование экспрессии генов - «маркеров стволовых клеток человека» с помощью наборов Stem Cell RT2 Profiler™ PCR Array.

2.9. Статистическая обработка данных.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1. Общая характеристика мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток костного мозга человека.

3.2. Влияние моделирования эффектов микрогравитации на структуры цитоскелета ММСК и их способность к адгезии.

3.3. Влияние моделирования эффектов микрогравитации на мембранную экспрессию некоторых рецепторов адгезии ММСК.

3.4. Изучение влияния моделирования эффектов микрогравитации на экспрессию избранных генов цитоскелета ММСК (с помощью полимеразной цепной реакции с детекцией продуктов в режиме реального времени).

3.5. Изучение влияния моделирования эффектов микрогравитации на экспрессию генов - «стволовых маркеров» в ММСК (с помощью полимеразной цепной реакции с детекцией продуктов в режиме реального времени).

3.6. Изучение влияния моделирования эффектов микрогравитации на экспрессию основных маркеров остеогенной дифференцировки ММСК (с помощью полимеразной цепной реакции с детекцией продуктов в режиме реального времени).

Рекомендованный список диссертаций по специальности «Авиационная, космическая и морская медицина», 14.03.08 шифр ВАК

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние моделирования эффектов микрогравитации на цитоскелет и экспрессию генов у мезенхимальных стромальных клеток-предшественников костного мозга человека in vitro»

Гравитация является фундаментальным механическим фактором, определяющим особенности эволюции и структурно-функциональной организации живых организмов на Земле. Известно, что в условиях микрогравитации происходят атрофические перестройки костной ткани, выраженность которых во многом зависит от расположения кости по отношению к вектору гравитации [Ступаков, Воложин, 1989; Газенко, Григорьев, Егоров, 1997; Оганов, 2003; Оганов, Богомолов, 2009; Vico et al., 2001]. Локальная потеря массы костной ткани в условиях дефицита механической нагрузки или микрогравитации позволяет предположить, что рецепция механического сигнала (или его отсутствия) может осуществляться, в том числе и на клеточном уровне. Обусловленное микрогравитацией изменение способности костной ткани к самовозобновлению указывает на то, что в этот процесс могут быть вовлечены стволовые клетки и остеогенные клетки-предшественники. Не исключено, что пусковым механизмом могут быть различные изменения, перестройки или нарушения в структурах цитоскелета клеток остеогенной природы [Lewis М., 2002; Huges-Fulford, 2002]. В ряде недавних работ было показано участие актиновых компонентов структур цитоскелета стволовых клеток в выборе пути их дифференцировки [Sordella, Jiang, Chen et al., 2003; McBeath, Pirone, Nelson et al., 2004].

Цитоскелет живой клетки наряду с мембранными компонентами является одной из ведущих базовых структур клетки, обеспечивающих ее морфологическую целостность и функциональную активность. Цитоскелет можно назвать и «цитомускулатурой» - ведь именно он ответствен за такие виды движения, как клеточная подвижность, сокращение мышечных волокон и многообразные формообразовательные процессы у развивающихся зародышей позвоночных. Кроме того, он обеспечивает активное перемещение клеточных органелл в цитоплазме. Разнообразные функции цитоскелета зависят от трех главных типов белковых нитей - актиновых филаментов, микротрубочек и промежуточных филаментов. Нити этих трех типов построены из разных структур и ассоциированы с различными дополнительными белками [Фултон, 1989; Албертс, Брей, Льюис и др., 1994]. Ремоделирование актинового цитоскелета происходит под влиянием факторов различной природы: факторов роста, межклеточного взаимодействия и адгезии клеток к субстрату, осуществляемой, главным образом, интегриновыми рецепторами, а также при действии механических сигналов [Юдинцева, Блинова, Пинаев, 2008; Clark, King, Brugge et al., 1998; Pavalko, Chen, Turner et al., 1998; Sotiropoulos, Gineitis, Copeland et al., 1999; Buravkova, Romanov et al., 2001; Bershadsky, Balaban, Geiger, 2003; Crawford-Young, 2006; Matthews, Overby, Mannix et al., 2006; Dalous, Burghardt, Muller-Taubenberger et al., 2008]. Существуют исследования, свидетельствующие об участии цитоскелета и ассоциированных с ним внеклеточных и внутриклеточных белков в процессах проведения сигнала и регуляции экспрессии генов [Пинаев 2009; Traub, 1995; Symons, 1996; Renshaw, Toksoz, Schwartz, 1996; Aplin, Howe, Alahari et al., 1998; Janmey, 1998; Chen, Ryder, Pavalko et al., 2000]. Кроме того, показано, что в ходе остеогенной дифференцировки мезенхимальных клеток-предшественников происходит реорганизация актинового цитоскелета [Rodriguez, Gonzalez, Rios, Cambiazo, 2004]. Однако, по-прежнему, остается неясной роль цитоскелета, как потенциально гравитационно-чувствительной структуры любых клеток, в том числе и стволовых, в механизмах их адаптации к микрогравитации. Остается открытым вопрос о том, какое значение могут иметь перестройки цитоскелета и/или изменения в экспрессии генов компонентов цитоскелета, для нормальной функциональной активности клеток-предшественников.

Мультипотентные мезенхимальные стромальные или стволовые клетки (ММСК) являются популяцией клеток-предшественников стромы костного мозга, интерес к которым постоянно возрастает в связи с потенциальными возможностями их применения в регенеративной медицине [Pittenger, Mackay, Beck et al., 1999; Conget, Minguell, 1999; Caplan, Bruder, 2001; Bianco, Riminucci, Grontos, 2001; Dominici, Blanc, Mueller, et al., 2006]. Дифференцировочный потенциал, а также другие особенности функционирования этих клеток могут быть сравнительно легко изучены в культуре, в том числе и при оценке влияния физических факторов [Altman, Horan, Martin et al., 2002; Huang, Hagar, Frost et al., 2004; McBeath, Pirone, Nelson et al., 2004; David, Martin, Lafage-Proust et al., 2007; Pan, Yang, Guo et al. 2008]. ММСК, представляют собой удобный объект для изучения всех этапов и механизмов остеогенной дифференцировки, начиная со стадии самого раннего, наименее коммитированного предшественника. Перспективность всестороннего изучения биологии ММСК in vivo и in vitro, а также клинического использования ММСК и коммутированных клеток-предшественников определяется, прежде всего, их способностью восстанавливать дефекты соединительных тканей (костной, хрящевой и мышечной). Остеогенные потенции ММСК позволяют широко использовать эти клетки в качестве экспериментальной модели, способствующей расширению теоретических представлений о механизмах ремоделирования костной ткани в постнатальном периоде жизни человека и развития способов коррекции различных системных заболеваний костной ткани, в том числе и остеопороза [Кругляков, Соколова, Зинькова и др., 2005; Деев, Цупкина, Сергеев и др., 2006; Manolagas, Jilka, 1995; Bruder, Kurth, Shea et al., 1998; Jaiswal, Haynesworth, Caplan et al., 1997; Caplan, Bruder, 2001; Dennis, Esterly, Awadallah et al., 2007].

Представления о механизмах гравитационной чувствительности ММСК получили свое развитие сравнительно недавно. Ранее было показано, что моделирование эффектов микрогравитации приводит к ингибированию остеогенной дифференцировки ММСК и преостеобластов и активации программы адипогенной дифференцировки ММСК [Zayzafoon, Gathings, McDonald, 2004; Meyers, Zayzafoon, Gonda et al., 2004; Meyers, Zayzafoon, Douglas et al., 2005; Pardo, Patel, Sykes et al., 2005; Dai, Wang, Ling et al., 2007; Patel, Liu, Sykes et al., 2007; Pan, Yang, Guo et al., 2008; Capulli, Rufo, Teti, Rucci et al., 2009; Huang, Dai, Ling et al., 2009], что выражается в подавлении уровня экспрессии определенных генов - маркеров остеогенной дифференцировки, и связывается с перестройками актинового цитоскелета клеток и изменением в уровне экспрессии ассоциированных с цитоскелетом механочувствительных адгезивных рецепторов клетки (интегринов). Несмотря на определенные успехи, достигнутые в последние годы в области гравитационной биологии клетки, молекулярные механизмы гравитационной чувствительности ММСК и более коммитированных остеогенных клеток-предшественников остаются не до конца ясными, что обусловлено сложностью объекта исследования, многоуровневой системой регуляции их дифференцировочного потенциала и функциональной активности. В целом, работы, посвященные изучению функционирования ММСК in vitro в условиях измененной гравитации, по-прежнему единичны, а результаты, полученные при использовании различных наземных моделей, зачастую противоречивы [Buravkova, Merzlikina, Romanov, 2005; Zayzafoon Gathings, McDonald, 2004; Meyers et al., 2004; 2005; Yuge, Kajiume, Tahara et al., 2006; Dai, Wang, Ling et al., 2007; Huang, Dai, Ling et al., 2009]. Таким образом, изучение особенностей организации цитоскелета и молекулярно-генетических свойств ММСК в условиях моделирования эффектов микрогравитации является актуальной вопросом, решение которого позволит приблизиться к более глубокому пониманию процессов, происходящих с клетками-предшественниками в условиях реальной микрогравитации.

ЦЕЛЬ РАБОТЫ: изучение особенностей организации цитоскелета, ассоциированных с ним элементов и молекулярно-генетическая характеристика мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток (ММСК) костного мозга человека в условиях моделирования эффектов микрогравитации.

ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ:

1) изучить динамику реорганизации актинового и тубулинового цитоскелета культивируемых ММСК на различных этапах наземного моделирования эффектов микрогравитации с помощью Random Positioning Machine (RPM);

2) исследовать адгезивные свойства ММСК и экспрессию некоторых рецепторов адгезии при моделировании эффектов микрогравитации;

3) оценить уровень экспрессии генов основных белков цитоскелета и ассоциированных с ним элементов на различных этапах наземного моделирования эффектов микрогравитации с помощью RPM;

4) провести профилирование экспрессии 84 генов - «маркеров стволовых клеток человека» с помощью наборов Stem Cell RT2 Profiler™ PCR Array на различных этапах наземного моделирования эффектов микрогравитации с помощью RPM;

5) провести анализ уровня экспрессии ключевых маркеров остеогенной дифференцировки ММСК при длительном моделировании эффектов микрогравитации.

НАУЧНАЯ НОВИЗНА.

• Впервые показано, что моделирование эффектов микрогравитации с помощью RPM приводит к реорганизации актинового цитоскелета ММСК костного мозга человека уже после нескольких минут воздействия, которая является обратимой при более продолжительной экспозиции (120 часов) и при статической ре-адаптации в течение 24 часов, и потере ими периферических винкулиновых сайтов фокальной адгезии, не влияя на организацию тубулинового цитоскелета клеток.

• Впервые выявлена динамика изменения уровня экспрессии генов цитоскелета в ММСК. В частности, показано, что экспозиция на RPM вызывает транзиторное изменение уровня экспрессии структурных и регуляторных генов, связанных с актиновым цитоскелетом, наиболее выраженное на этапе 48 часов, которое частично компенсируется на конечных сроках экспозиции (120 часов) и полностью при ре-адаптации клеток в статических условиях в течение 24 часов, что может отражать процесс адаптации цитоскелета к моделированию эффектов микрогравитации.

• Впервые установлено, что моделирование эффектов микрогравитации (120 ч) приводит к достоверному изменению паттерна экспрессии генов - «маркеров стволовых клеток» (Stem Cell RT2 Profiler™ PCR Array, SABiosciences) в ММСК костного мозга человека. При этом, моделирование эффектов микрогравитации вызывает как активацию, так и угнетение экспрессии 54 различных генов, кодирующих белки, принимающие участие во внутриклеточной сигнализации, клеточной адгезии, регуляции пролиферации и дифференцировки стволовых клеток.

• Показано, что коммитирование ММСК к остеогенезу в условиях длительного моделирования эффектов микрогравитации (10-20 сут) сопровождается снижением уровня экспрессии генов, кодирующих основные маркеры остеогенной дифференцировки клеток, в том числе и ключевого мастер-транскрипционного фактора, контролирующего программу остеогенной дифференцировки ММСК - RUNX2.

ТЕОРЕТИЧЕСКАЯ И ПРАКТИЧЕСКАЯ ЗНАЧИМОСТЬ РАБОТЫ.

Обнаруженные структурные и молекулярно-генетические изменения в культурах ММСК свидетельствуют о наличии гравитационно-зависимых внутриклеточных механизмов, которые обуславливают как ранние, так и поздние ответные реакции клеток-предшественников на моделирование эффектов микрогравитации.

Полученные приоритетные данные существенно дополняют имеющиеся теоретические представления о механизмах восприимчивости клеток-предшественников взрослого организма к изменению параметров гравитационной среды, по крайней мере, в условиях in vitro и о роли актинового цитоскелета, как базовой структуры клеток, в том числе и стволовых, в качестве гравитационно-сенсорной клеточной структуры.

Результаты работы подтверждают возможность использования мезенхимальных стромальных клеток костного мозга человека в качестве удобной экспериментальной модели для изучения роли гравитации и микрогравитации в процессах функционирования и дифференцировки клеток-предшественников взрослого организма, а также для исследования механизмов клеточной гравитационной чувствительности.

Полученные в работе результаты являются основой для разработки проекта технического задания для проведения космического эксперимента с целью дальнейшего изучения морфофункциональных и молекулярно-генетических свойств ММСК в условиях микрогравитации:

ПОЛОЖЕНИЯ, ВЫНОСИМЫЕ НА ЗАЩИТУ:

1. Актиновый цитоскелет и ассоциированные с ним элементы представляют собой гравитационно-чувствительные структуры клетки, которые наиболее быстро реагируют на постоянное изменение положения ММСК в пространстве, что подтверждается наблюдаемой транзиторной реорганизацией актинового цитоскелета, и изменением в уровне экспрессии связанных ним структурных и регуляторных генов, начиная с самых ранних сроков экспозиции на RPM (30 мин - 48 ч). Восстановление структуры актинового цитоскелета ММСК на более поздних этапах (120 ч) сопровождается активацией адгезии клеток и частичным восстановлением уровня экспрессии цитоскелетных генов, что может быть важным звеном в механизме адаптации цитоскелета клеток-предшественников к условиям моделирования эффектов микрогравитации.

2. Под влиянием моделирования эффектов микрогравитации в ММСК человека происходит как угнетение, так и активация экспрессии ряда генов, отвечающих за поддержание свойств мультипотентности и дифференцировки стволовых клеток различных типов. В отличие от генов, связанных с актиновым цитоскелетом, паттерн экспрессии генов, кодирующих «маркеры стволовых клеток» в ММСК человека, наиболее значительно изменяется после 120 часов экспозиции в условиях моделирования эффектов микрогравитации с помощью RPM, что отражает временные различия между механизмами изменения экспрессии структурных и регуляторных генов, ответственных за различные типы внутриклеточных процессов в стволовых клетках.

3. Подавление процесса индуцированной остеогенной дифференцировки ММСК в условиях моделирования эффектов микрогравитации с помощью RPM может быть обусловлено как угнетением экспрессии генов, кодирующих ключевые маркеры остеогенной дифференцировки клеток, а именно, RUNX2, ALPL и OMD, так и активацией экспрессии анти-остеогенных и про-адипогенных факторов, таких как PPARy.

Похожие диссертационные работы по специальности «Авиационная, космическая и морская медицина», 14.03.08 шифр ВАК

Заключение диссертации по теме «Авиационная, космическая и морская медицина», Гершович, Павел Михайлович

выводы

1) Моделирование эффектов микрогравитации с помощью RPM приводит к реорганизации актинового цитоскелета ММСК костного мозга человека (30 мин - 48 часов), которая является обратимой при более продолжительной экспозиции (120 часов) и при статической ре-адаптации в течение 24 часов, не оказывая влияния на организацию тубулинового цитоскелета.

2) На начальных этапах моделирования эффектов микрогравитации (24 - 48 часов) ухудшается способность ММСК к адгезии. При длительной экспозиции ММСК на RPM (120 часов) адгезия клеток восстанавливается, этот процесс сопровождается перинуклеарным перераспределением винкулиновых сайтов фокальной адгезии на фоне увеличения доли клеток, несущих рецептор адгезии - а2-интегрин, и возрастания уровня экспрессии генов, вовлеченных в клеточную адгезию (CD44, NCAM-1, CDH1, CDH2).

3) Моделирование эффектов микрогравитации (24, 48, 120 часов) вызывает в ММСК транзиторное изменение уровня экспрессии генов, кодирующих белки актинового цитоскелета и ассоциированных с ним элементов (ACTA J, ACTG, RHOA, CFLl, VCL), которое частично компенсируется на конечных этапах (120 часов) и полностью при ре-адаптации клеток в статических условиях в течение 24 часов.

4) При моделировании эффектов микрогравитации происходит достоверное изменение паттерна экспрессии «маркеров стволовых клеток» в ММСК человека: после 120 часов экспозиции экспрессия 54 генов из 84 исследуемых достоверно изменяется не менее чем в 5 раз, при этом уровень экспрессии 30 генов, включающих регуляторы клеточной пролиферации, адгезии и внутриклеточной сигнализации повышается, а 24 генов, большинство из которых контролирует клеточную дифференцировку -снижается.

5) В условиях длительного моделирования эффектов микрогравитации в культурах индуцированных к остеогенной дифференцировке ММСК достоверно подавляется экспрессия генов-маркеров остеогенеза - RUNX2, OMD (10, 20 сут), ALPL (10 сут), и активируется экспрессия анти-остеогенного гена - PPARy (20 сут).

6) Обнаруженные структурные и молекулярно-генетические изменения свидетельствуют о наличии гравитационно-зависимых регуляторных механизмов, опосредующих как ранние, так и поздние ответные реакции клеток-предшественников на моделирование эффектов микрогравитации.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Быстро развивающееся направление регенеративной медицины, связанное с использованием, так называемых, «стволовых» клеток взрослого организма, привлекло внимание исследователей к мультипотентным мезенхимальным стромальным клеткам (ММСК) костного мозга, которые рассматриваются как удобная модель для изучения влияния различных химических и физических факторов на клетки-предшественники, обладающие уникальным свойством пластичности. В настоящее время достаточно подробно исследованы морфология и иммунофенотип ММСК, а также их молекулярно-генетический профиль и особенности дифференцировки in vitro в нескольких направлениях: адипогенном, хондрогенном и остегенном. Локализация ММСК в костном мозге in situ и способность к остеогенной дифференцировке in vitro указывает на их весьма вероятное участие в процессах постоянно протекающего ремоделирования костной ткани в постнатальном периоде жизни человека. Активно ведутся исследования по изучению роли механических факторов в выборе пути коммитирования и реализации программ дифференцировки клеток-предшественников. Однако до сих пор не определены механизмы механической и гравитационной чувствительности ММСК, особенно в сравнении с более зрелыми клетками костной ткани.

В ходе эволюции костная система наземных позвоночных формировалась в среде, где одним из главных и неизменно действующих факторов является гравитация, определившая морфогенез и строение населяющих сушу существ. Определенные отделы скелета участвуют в поддержании позы и совершении активных локомоций, постоянно испытывая статические и динамические нагрузки «под знаком преодоления влияния силы тяжести». Известно, что умеренные физические нагрузки необходимы для нормального гомеостаза костной ткани, поддержания тонкого баланса между двумя постоянно протекающими, тесно сопряженными физиологическими процессами - костеобразованием и резорбцией, реализующими функциональную адаптацию костной ткани в целом и ее клеточных элементов в частности в зависимости от требований «внешнего механического поля». В свою очередь, костные клетки не могли приспособиться к микрогравитации, которая для них является совершенно новым, с точки зрения эволюции, физическим фактором. Поэтому очевидно, что гравитация является важным и консервативным параметром, определяющим жизнедеятельность культивируемых остеогенных клеток, в том. числе и, наименее коммитированных клеток-предшественников. Ранее в нашей лаборатории было показано, что культивирование ММСК, в условиях моделирования эффектов микрогравитации с помощью различных экспериментальных установок приводит на начальных этапах - к снижению пролиферативной активности ММСК и клеток, коммитированных к остеогенной дифференцировке, а на поздних этапах -способствует активации выработки провоспалительного цитокина и подавляет остеогенную дифференцировку ММСК и более коммитированных остеогенных клеток-предшественников. Кроме того, было продемонстрировано, что ММСК сохраняют основной иммунофенотип, характерный для стромальных клеток, и их жизнеспособность не отличается от ММСК, культивируемых в статических условиях и на шейкере. Однако внутриклеточные и молекулярно-генетические механизмы, опосредующие феноменологические реакции ММСК на условия ' моделирования эффектов микрогравитации, остаются изученными лишь в малой степени. Данная работа была посвящена изучению влияния моделирования эффектов микрогравитации с помощью одной из наиболее современных наземных моделей - RPM, на состояние цитоскелета и молекулярно-генетический профиль ММСК на наиболее ранних и поздних этапах экспозиции в измененных гравитационных условиях.

Проведенные нами исследования позволили установить, что мультипотентные мезенхимальные стромальные клетки костного мозга человека, принадлежащие к компартменту клеток-предшественников взрослого организма, представляют собой клеточную популяцию, которая достаточно восприимчива к изменению гравитации, по крайней мере, в условиях in vitro. При моделировании эффектов микрогравитации в культурах ММСК имеют место обратимые перестройки актинового цитоскелета, и происходит изменение адгезивных свойств клеток, которое сопровождается прогрессивной потерей фокальных контактов, образованных винкулином, и активацией экспрессии некоторых поверхностных рецепторов адгезии, в частности а2-интегрина, на более поздних этапах экспозиции. На фоне выявленных морфофункциональных и физиологических ответных реакций на моделирование эффектов микрогравитации, в культурах ММСК наблюдается изменение уровня экспрессии генов структурных и регуляторных белков актинового цитоскелета (ACTG, АСТА1, RHOA, CFL) клеток, уже на самых ранних этапах экспозиции. Тем не менее, эти изменения являются транзиторными и частично нивелируются на более поздних этапах воздействия (120 часов), а также быстро возвращаются на исходный уровень контроля при ре-адаптации клеток в статических условиях. На более поздних этапах моделирования эффектов микрогравитации (120 часов), ответные реакции ММСК уже выражаются в изменении паттерна экспрессии генов «маркеров стволовых клеток человека». В данном случае меняется экспрессия 54 генов, кодирующих целый спектр белков, вовлеченных в идентификацию, рост, самоподдержание и дифференцировку различных типов стволовых клеток человека. При этом моделирование эффектов микрогравитации влияет на разные гены, кодирующие белки, принимающие участие во внутриклеточной сигнализации, клеточной адгезии и регуляции пролиферации и дифференцировки клеток. И, наконец, коммитирование ММСК к остеогенезу в условиях длительного моделирования эффектов микрогравитации сопровождается подавлением экпрессии основных маркеров остеогенной дифференцировки клеток, в том числе и ключевого мастер-транскрипционного фактора, контролирующего программу остеогенной дифференцировки ММСК - Riirvc2.

Несмотря на растущее число публикаций о влиянии микрогравитациии или ее моделировании на морфофункциональиые характеристики и дифференцировочный потенциал различных типов культивируемых остеогенных клеток, а также ММСК, точные молекулярные и внутриклеточные механизмы наблюдаемых физиологических эффектов до сих пор остаются до конца не известными. Вместе с тем, феноменология ответных реакций остеогенных клеток различного уровня коммитированности позволяет предположить существование единых механизмов восприятия и ответной реакции клеток данного типа на изменение гравитации. В последнее время прояснению механизмов гравитационной чувствительности клеток-предшественников помогает активное изучение процессов ремоделирования их цитоскелета и состояния связанных с ним поверхностных структур клетки (интегринов, молекул адгезии), а также исследование уровня экспрессии и белковой активности различных эффекторных белков, регулирующих процессы реорганизации структур цитоскелета, и принимающих участие во внутриклеточной сигнализации, таких как семейство Rho-киназ. Высказываются предположения, что актиновый цитоскелет клетки и ассоциированные с ним поверхностные структуры представляют собой своеобразные «гравитационные сенсоры» клеток или, по крайней мере, гравитационно-зависимые клеточные структуры. Уже в ряде работ установлено, что остеогенная дифференцировка остеогенных клеток-предшественников в условиях моделирования эффектов микрогравитации замедляется или подавляется [Zayzafoon, Gathings, McDonald, 2004; Meyers, Zayzafoon, Gonda et al., 2004; Meyers, Zayzafoon, Douglas et al., 2005; Pardo, Patel, Sykes et al., 2005; Dai, Wang, Ling et al., 2007; Patel, Liu, Sykes et al., 2007; Pan, Yang, Guo et al., 2008; Capulli, Rufo, Teti, Rucci et al., 2009; Huang, Dai, Ling et al., 2009], тогда как адипогенная может активироваться, и даже удалось показать взаимосвязь этих процессов с развитием цитоскелетных нарушений клеток и активностью Rho-киназ цитоскелета [Zayzafoon, Gathings, McDonald, 2004; Meyers, Zayzafoon, Gonda et al., 2004; Meyers, Zayzafoon, Douglas et al., 2005]. Подобные исследования помогают выявить те универсальные внутриклеточные и молекулярно-генетические механизмы, за счет которых микрогравитация может модулировать морфофункциональный статус стволовых клеток и оказывать подавляющее влияние на остеогенную дифференцировку клеток-предшественников.

Исследованию морфофункционального статуса самих ММСК по сравнению с более дифференцированными клетками костной ткани уделяется значительно меньше внимание, хотя наряду с коммитированными остеогенными предшественниками эти клетки также могут быть прямой мишенью микрогравитации на остеогенный дифферон, что подтверждается результатами, полученными ранее в нашей лаборатории, а также в других исследованиях. Доказательством тому, что ММСК вполне могут претендовать на роль клеток, чувствительных к механическим и физическим воздействиям как in vivo, так и in vitro, могут служить данные, продемонстрированные в ряде работ [Zayzafoon, Gathings, McDonald, 2004; David, Martin, Lafage-Proust et al., 2007; Pan, Yang, Guo et al. 2008; Sen, Xie, Case et al., 2008], и лишь небольшая доля из проводимых в последнее время исследований посвящена изучению молекулярно-генетического профиля ММСК в условиях наземного моделирования эффектов микрогравитации, не говоря уже о реальной микрогравитации. При этом, чаще всего подобные работы посвящены изучению экспрессии маркеров дифференцировки ММСК по различным направлениям, и прежде всего остеогенному, тогда как работ по изучению молекулярно-генетических особенностей интактных ММСК практически нет. В данной работе было показано, что моделирование эффектов микрогравитации может влиять на экспрессию генов как в самих ММСК, так и в индуцированных к остеогенной дифференцировке клеток. В ходе комплексного исследования было установлено, что паттерн экспрессии целого набора генов на определенных этапах моделирования эффектов микрогравитации может меняться. При этом интересным является тот факт, что некоторые из этих исследуемых генов, входя в состав важных сигнальных путей, принимают участие во взаимодействии с актиновым цитоскелетом клеток или его регуляторными компонентами (сигнальный путь wnt и RhoA). Однако очевидно, что интерпретация данного факта весьма затруднительна, поскольку исследования общих механизмов гравитационно-зависимых процессов в стволовых клетках находится только в начальной фазе своего развития.

Таким образом, в условиях моделирования эффектов микрогравитации в ММСК происходит угнетение экспрессии генов, отвечающих за свойства плюрипотентности и дифференцировки стволовых клеток различных типов. Некоторые из исследуемых генов представляют компоненты сигнальных путей, которые являются антагонистическими (notch и wnt), и в условиях моделирования эффектов микрогравитации наблюдается преимущественная активация экспрессии первых и преимущественное подавление экспрессии вторых, что, по-видимому, обуславливает поддержание менее дифференцированного состояния клеток-предшественников. И, наконец, некоторые из генов, экспрессия которых меняется, являются белками цитоскелета или вовлечены во взаимодействие с ним, что позволяет сформировать более четкую картину участия цитоскелета и ассоциированных с ним элементов в регуляции процессов функционирования и адаптации ММСК к условиям измененной гравитации.

В заключении следует отметить, что активные попытки изучения процессов реорганизации цитоскелета, экспрессии генов цитоскелета и молекулярно-генетических свойств ММСК помогают воспроизвести и выявить все характерные особенности влияния микрогравитации или гипокинезии на ММСК и остеогенные клетки-предшественники костного мозга животных и человека. Всестороннее исследование биологии ММСК тем более важно, что возрастной и медикаментозный остеопороз является большой медицинской и социальной проблемой современного общества, тогда как культивируемые ММСК, представляют удобную модель для изучения всех этапов остеогенной дифференцировки, начиная со стадии самого раннего, наименее коммитированного остеогенного предшественника. Необходимость дальнейшего изучения влияния реальной микрогравитации на клетки-предшественники очевидна в связи с выполняемой ими функцией тканевой репарации, особенно учитывая данные об ингибирующем эффекте моделирования эффектов микрогравитации на остеогенный потенциал культивируемых ММСК, что представляет интерес не только в фундаментальном, но также в практическом плане. Работы в этом направлении позволят расширить фундаментальные представления о механизмах гравитационной и механической чувствительности клеток-предшественников взрослого организма и их возможной вовлеченности в развитие локальных клеточных реакций, развивающихся в костной системе в условиях микрогравитации, что, в свою очередь, будет способствовать разработке новых подходов к лечению и средствам профилактики состояний, вызванных уменьшением гравитационной нагрузки на костную ткань.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Гершович, Павел Михайлович, 2010 год

1. Альберте Б., Брей Д., Льюис Дж. и др. Молекулярная биология клетки. 2-е изд. перераб. М75 и доп. Том. 2.: Пер. с англ.- М.: Мир, 1993 (1994). 539 е., ил. ISBN 5-03001987-1.

2. Анохина Е.Б., Буравкова Л.Б. Гетерогенность стромальных клеток-предшественников, выделенных из костного мозга крыс. // Цитология. 2007.- Том. 49 -№1. - С. 40-47.

3. Буравкова Л.Б. Проблемы гравитационной биологии клетки. // Авиокосмическая и экологическая медицина. 2008. - Т. 42. - № 6. - С. 10 - 18.

4. Вермель А.Е. Стволовые клетки: общая характеристика и перспективы применения в клинической практике. // Клиническая медицина. — 2004. — №1. — С. 5 -11.

5. Газенко О.Г., Григорьев А.И., Егоров А.Д. Физиологические эффекты действия невесомости на человека в условиях космического полета. // Физиология человека. -1997.- Том. 23. №2. - С. 138 - 146.

6. Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Жданов В.В. Роль гемопоэзиндуцирцющего окружения в регуляции кроветворения при цитостатических миелосупрессиях. // Томск: STT, 1999- 128 с.

7. Деев Р.В., Цупкина Н.В., Сергеев B.C. и др. Особенности физиологического и репаративного остеогенеза после трансфузии ядросодержащих клеток костного мозга. // Клеточная трансплантология и тканевая инженерия. 2006.- №3(5). - С. 54 - 58.

8. Денисов-Никольский Ю.И., Миронов С.П., Омельяненко Н.П., Матвейчук И.В. Актуальные проблемы теоретической и клинической остеоартрологии. /- М., ОАО «Типография «Новости». 2005 - 336 с.

9. Кожевникова М.Н., Микаелян А.С., Старостин В.И. Молекулярно-генетические основы регуляции остеогенной дифференцировки мезенхимных стромальных клеток. // Известия РАН. Серия биологическая. 2008. - №3. - С.261 - 271.

10. Комалетдинова Ф.М., Пинаев Г.П. Роль филамина в проведении внутриклеточного сигнала. // Цитология. 2006. - Том. 48. - № 11. - С. 924 - 934.

11. Кругляков П.В., Соколова И.Б., Зинькова Н.Н. и др. Влияние сингенных мезенхимных стволовых клеток на восстановление костной ткани у крыс при имплантации деминерализованного костного матрикса. // Цитология. 2005. - Том. 47. -№6. С. 466 - 477.

12. Кругляков П.В., Соколова И.Б., Полынцев Д.Г. Клеточная терапия инфаркта миокарда. // Цитология. 2008. - Том. 50. - №6. - С. 521 - 527.

13. Луговская С.А., Почтарь М.Е., Тупицин Н.Н. Иммунофенотипирование в диагностике гемобластозов. // М.: -Тверь, Триада, 2005. 168 с.

14. Оганов B.C. Костная система, невесомость и остеопороз. // М.: Фирма «Слово», 2003.-260 с.

15. Чертков И.Л. Родоначальная клетка кроветворной системы. // Нормальное кроветворение и его регуляция / Под ред. акад. Н.А. Федорова М.: Медицина, 1976. — С 40 - 97.

16. Пальцев М.А., Иванов А.А. Межклеточные взаимодействия. // М.: Медицина, 1995 224 с.

17. Пальцев М.А., Смирнов В.Н., Романов Ю.А. и др. Перспективы использования стволовых клеток в медицине. // Вестник российской академии наук. 2006. - Том. 76. -№2.-С. 99-111.

18. Паюшина О.В., Буеверова Э.И., Сатдыкова Г.П. и др. Сравнительное исследование мезенхимных стволовых клеток, выделенных из костного мозга и эмбриональной печени мыши и крысы. // Известия РАН. Серия биологическая. 2004. - №6. - С. 659 - 664.

19. Паюшина О.В., Домарацкая Е.И., Старостин В.И. Мезенхимные стволовые клетки: источники, фенотип, потенции к дифференцировке. // Известия РАН. Серия биологическая. 2006. - №1. — С. 6 - 25.

20. Парфенов Г.П. Невесомость и элементарные биологические процессы.// Проблемы космической биологии Под ред. акад. A.M. Уголева. Ленинград: Наука, 1988. - Том. 57. - С. 66 - 77.

21. Пинаев Г.П. Сократительные системы клетки: от мышечного сокращения к регуляции клеточных функций. // Цитология. 2009. - Том. 51. - №3. - С. 172 - 181.

22. Пирс Э. Гистохимия. // М., Изд-во иностранной литературы. 1962. - 964 с.

23. Смурова К.М., Алиева И.Б., Воробьев И.А. Свободные и связанные с центросомой микротрубочки: количественный анализ и моделирование двухкомпонентоной системы. // Цитология. 2007. - Том. 49. - №4. - С. 270 - 279.

24. Ступаков Г.П., Воложин А.И. Костная система и невесомость. // Проблемы космической биологии. Под ред. акад. A.M. Уголева. М.: Наука, 1989. - Т. 63 - 185 с.

25. Суздальцева Ю.Г., Бурунова В.В., Петракова Н.В. и др. Сравнительный анализ цитофенотипов клеток мезенхимального ряда, изолированных из тканей человека. // Клеточные технологии в биологии и медицине.- 2007. №1.- С. 38 - 45.

26. Сухих Г.Т., Малайцев В.В., Богданова И.М. и др. Мезенхимальные стволовые клетки. // Бюлл. эксп. биол. и мед. 2002. - Том. 133. - №2.- С. 124 — 131.

27. Таирбеков М.Г. Гравитационная биология клетки (теория и эксперимент). // М., 1997.- 128 с.

28. Таирбеков М.Г. Вероятные механизмы гравитационной чувствительности клеток. // Доклады академии наук. 2000. - Том. 375. - №1. - С. 121 - 124.

29. Тепляшин А.С., Коржикова С.В., Шарифулина С.З. и др. Характеристика мезенхимальных стволовых клеток человека, выделенных из костного мозга и жировой ткани // Цитология. 2005. - Том. 47. - №2. - С. 130 - 135.

30. Фултон А. Цитоскелет: Архитектура и хореография клетки. // М.: Мир. 1987. -120 с.

31. Хайтлина С.Ю. Механизмы сегрегации изоформ актина в клетке. // Цитология. -2007. Том. 49. - №5. - С. 345 - 354.

32. Юдинцева Н.М., Блинова М.И., Пинаев Г.П. Особенности организации цитоскелета у фибробластов нормальной, рубцовой и эмбриональной кожи человека, распластанных на белках внеклеточного матрикса. // Цитология. 2008. - Том. 50. - №10. - С. 861 - 867.

33. Adolphe С., Narang М., Ellis Т. et al. An in vivo comparative study of sonic, desert and Indian hedgehog reveals that hedgehog pathway activity regulates epidermal stem cell homeostasis. //Development. 2004. - Vol. 131. - №20. - P. 5009 - 5019.

34. Albrecht-Buehler G. Possible mechanisms of indirect gravity sensing by cells. // ASGSB Bull. 1991. - Vol. 4. - № 2. - P. 25 - 34.

35. Altman G.H., Horan R.L., Martin I. et al. Cell differentiation by mechanical stress. // FASEB J. 2002. - Vol. 16. - №2. - P. 270 - 272.

36. Andersson O., Korach-Andre M., Reissmann E. et al. Growth/differentiation factor 3 signals through ALK7 and regulates accumulation of adipose tissue and diet-induced obesity. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 2008. Vol. 105. - №20. - P. 7252 - 7256.

37. Annabi В., Lee Y.T., Turcotte S. et al. Hypoxia promotes murine bone-marrow-derived stromal cell migration and tube formation. // Stem Cells. 2003. - Vol. 21. - №3. - P. 337 - 347.

38. Aoyama K., Oritani K., Yokota T. et al. Stromal cell CD9 regulates differentiation of hematopoietic stem/progenitor cells. // Blood. 1999. - Vol. 93. - №8. - P. 2586 - 2594.

39. Armstrong V.J., Muzylak M., Sunters A. et al. Wnt/beta-catenin signaling is a component of osteoblastic bone cell early responses to load-bearing and requires estrogen receptor alpha. // J. Biol. Chem. 2007. - Vol. 282. - №28. - P. 20715 - 20727.

40. Arnsdorf E.J., Tummala P., Jacobs C.R Non-canonical wnt signaling and n-cadherin related b-catenin signaling play a role in mechanically induced osteogenic cell fate. // PLoSONE. 2009. - Vol. 4. - №4. - e5388.

41. Azizi S.A., Stokes D., Augelli B.J. et al. Engraftment and migration of human bone marrow stromal cells implanted in the brains of albino rats—similarities to astrocyte grafts. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1998. Vol. 95. - №7. - P. 3908 - 3913.

42. Bab I., Ashton B.A., Gazit D. et al. Kinetics and differentiation of marrow stromal cells in diffusion chambers in vivo. // J. Cell Sci. 1986. - №84. - P. 139 - 151.

43. Banas A., Teratani Т., Yamamoto Y. et al. Adipose tissue-derived mesenchymal stem cells as a source of human hepatocytes. // Hepatology. 2007. - Vol. 46. - №1. - P. 219 - 228.

44. Benavente C.A., Sierralta W.D., Conget P.A., Minguell J.J. Subcellular distribution and mitogenic effect of basic fibroblast growth factor in mesenchymal uncommitted stem cells. // Growth Factors. 2003. - Vol. 21. - №2. - P. 87 - 94.

45. Beresford J.N., Bennett J.H., Devlin C. et al. Evidence for an inverse relationship between the differentiation of adipocytic and osteogenic cells in rat marrow stromal cell cultures. // J. Cell Sci. 1992. - Vol. 102. - Pt 2. - P. 341 - 351.

46. Bershadsky A.D., Balaban N.Q., Geiger B. Adhesion-dependent cell mechanosensitivity. // Annu. Rev. Cell. Dev. Biol. 2003. - Vol. 19. - P. 677 - 695.

47. Bianco P., Riminucci M., Gronthos S., Robey P.G. Bone marrow stromal stem cells: nature, biology, and potential applications. // Stem Cells. -2001. Vol. 19. - №3. - P. 180 - 192.

48. Boonstra J. Growth factor-induced signal transduction in adherent mammalian cells is sensitive to gravity // FASEB J. 1999. - Vol. 13. (Suppl.). - P. S35 - 42.

49. Braun Т., Arnold H.H. Myf-5 and myoD genes are activated in distinct mesenchymal stem cells and determine different skeletal muscle cell lineages. // EMBO J. 1996. - Vol. 15. -№2.-P. 310-318.

50. Bruder S.P., Horowitz M.C., Mosca J.D., Haynesworth S.E. Monoclonal antibodies reactive with human osteogenic cell surface antigens. // Bone. 1997. - Vol. 21. - №3. - P. 225 -235.

51. Bruder S.P., Kurth A.A., Shea M. et al. Bone regeneration by implantation of purified, culture-expanded human mesenchymal stem cells. // J. Orthop. Res. 1998. - Vol. 16. - №2. -P. 155 - 162.

52. Burridge K., Molony L., Kelly T. Adhesion plaques: sites of transmembrane interaction between the extracellular matrix and the actin cytoskeleton. // Cell. Sci. Suppl. 1987. - №8. -P. 211 -229.

53. Burridge K., Nuckolls G., Otey C. et al. Actin-membrane interaction in focal adhesions. // Cell. Differ. Dev. 1990. - Vol. 32. - №3. - P.337 - 342.

54. Bucaro M.A., Zahm A.M., Risbud M.V. et al. The effect of simulated microgravity on osteoblasts is independent of the induction of apoptosis. // J. Cell Biochem. — 2007. -Vol. 102. -№2.-P. 483 -495.

55. Buravkova L.B., Merzlikina N.V., Romanov Y.A. Buravkov S.V. Influence of long-term gravity vector changes on human mesenchymal stem cells in vitro. // J. Grav. Phisiol. 2005. -Vol. 12. -№1.-P. 241-242.

56. Buravkova L.B., Romanov Y.A. The role of cytoskeleton in cell changes under condition of simulated microgravity. // Acta Astronaut. 2001. - Vol. 48. - № (5-12). - P. 647 - 650.

57. Cai J., Weiss M.L., Rao M.S. In search of "sternness". // Exp Hematol.- 2004. Vol. 32. -№7.-P. 585 -98.

58. Campagnoli С., Roberts I.A., Kumar S. et al. Identification of mesenchymal stem/progenitor cells in human first-trimester fetal blood, liver, and bone marrow. // Blood. -2001. Vol. 98. - №8. - P. 2396 - 2402.

59. Caplan A.I., Bruder S.P. Mesenchymal stem cells: building blocks for molecular medicine in the 21st century. // Trends Mol. Med. 2001. - Vol. 7 - №6. - P. 259 - 64.

60. Celil A.B., Campbell P.G. BMP-2 and insulin-like growth factor-I mediate Osterix (Osx) expression in human mesenchymal stem cells via the МАРК and protein kinase D signaling pathways. // J. Biol. Chem. 2005. - Vol. 280. - №36. - P. 31353 - 31359.

61. Chapman G., Liu L., Sahlgren C. et al. High levels of Notch signaling down-regulate Numb and Numblike. // The Journal of Cell Biology. 2006. - Vol. 175. - № 4. - P. 535-540.

62. Cheng S.L., Shao J.S., Charlton-Kachigian N. et al. MSX2 promotes osteogenesis and suppresses adipogenic differentiation of multipotent mesenchymal progenitors. // J. Biol. Chem.- 2003. Vol. 278. - №46. - P.45969 - 45977.

63. Chen N.X., Ryder K.D., Pavalko F.M. Ca(2+) regulates fluid shear-induced cytoskeletal reorganization and gene expression in osteoblasts. // Am. J. Physiol. Cell Physiol. 2000. - Vol. 278. - №5.-P. C989-97.

64. Chen D., Zhao M., Mundy G.R. Bone morphogenetic proteins. // Growth Factors. 2004.- Vol. 22. -№4. -P. 233 -241.

65. Clark E.A., King W.G., Brugge J.S. et al. Integrin-mediated signals regulated by members of the Rho family of GTPases. // J. Cell Biol. 1998. - Vol.142. - №2. - P.573 - 586.

66. Cogoli A., Cogoli-Greuter M. Cells of immune system in space (lymphocytes). // Biology in Space and life on Earth. Effects of spaceflight on biological systems. Ed. by E. Brinckmann. Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. 2007. - P. 193 - 222.

67. Collins C.A. Satellite cell self-renewal. // Curr. Opin. Pharmacol. 2006. - Vol. 6. - № 3.-P. 301 -306.

68. Colter D.C., Class R., DiGirolamo C.M., Prockop D.J. Rapid expansion of recycling stem cells in cultures of plastic-adherent cells from human bone marrow. // Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 2000. - Vol. 97. - №7. -P. 3213 - 3218.

69. Colter D.C., Sekiya I., Prockop D.J. Identification of a subpopulation of rapidly self-renewing and multipotential adult stem cells in colonies of human marrow stromal cells. // Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 2001. - Vol. 98. - №14. - P. 7841 - 7845.

70. Conconi M.T., Burra P., Di Liddo R. et al. CD105(+) cells from Wharton's jelly show in vitro and in vivo myogenic differentiative potential.// Int. J. Mol. Med. 2006. - Vol. 18. - №6. -P. 1089- 1096.

71. Conget P. A., Minguell J.J. Phenotypical and functional properties of human bone marrow mesenchymal progenitor cells. // J. Cell. Physiol. 1999. - Vol. 181. - №1. - P. 67 - 73.

72. Corcoran J.P., Ferretti P. Keratin 8 and 18 expression in mesenchymal progenitor cells of regenerating limbs is associated with cell proliferation and differentiation. // Dev. Dyn. 1997. -Vol.210. - №4.-P. 355 - 370.

73. Crisan M., Yap S., Casteilla L. et al. A perivascular origin for mesenchymal stem cells in multiple human organs. // Cell Stem Cell. 2008. - Vol. 3. - №3. - P. 301 - 313.

74. Crawford-Young S.J: Effects of microgravity on cell cytoskeleton and embryogenesis. // Int. J. Dev. Biol. 2006. - Vol. 50. - №(2-3). - P. 183 - 191.

75. Dai Z.Q., Wang R., Ling S.K. et al. Simulated microgravity inhibits the proliferation and osteogenesis of rat bone marrow mesenchymal stem cells. // Cell Prolif. 2007. - Vol. 40. - №5. -P. 671 -684.

76. Dalous J., Burghardt E., Miiller-Taubenberger A. et al. Reversal of cell polarity and actin-myosin cytoskeleton reorganization under mechanical and chemical stimulation. // Biophys. J. -2008.-Vol. 94.-№3.-P. 1063-1074.

77. Deans R.J., Moseley A.B. Mesenchymal stem cells: biology and potential clinical uses. // Exp. Hematol. 2000. - Vol. 28. - №8. - P. 875 - 884.

78. Dennis J.E., Charbord P. Origin and differentiation of human and murine stroma. // Stem Cells. 2002. - Vol. 20. - №3. - P. 205 - 214.

79. Dennis J.E., Esterly K., Awadallah A. et al. Clinical-scale expansion of a mixed population of bone-marrow-derived stem and progenitor cells for potential use in bone-tissue regeneration. // Stem Cells. 2007. - Vol. 25. - №10. - P. 2575 - 2582.

80. Devgan V., Mammucari C., Millar S.E. et al. p21WAFl/Cipl is a negative transcriptional regulator of Wnt4 expression downstream of Notchl activation. // Genes Dev. 2005. - Vol. 19. -№12.-P. 1485 - 1495.

81. Dike L.E., Ingber D.E. Integrin-dependent induction of early growth response genes in capillary endothelial cells. // J. Cell Sci. 1996. - Vol. 109. - Pt 12. - P. 2855 - 2863.

82. Djouad F., Bony C., Haupl T. et al. Transcriptional profiles discriminate bone marrow-derived and synovium-derived mesenchymal stem cells. // Arthritis Res. Ther. 2005. - Vol. 7. -№6.-P. -R1304- 1315.

83. Dominici M., Le Blanc K., Mueller I. et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. // Cytotherapy. 2006. - Vol. 8. - №4. P. 315 - 317.

84. D'souza В., Miyamoto A., Weinmaster G. The many facets of Notch ligands. // Oncogene. 2008. - Vol. 27. - №38. - P. 5148 - 5167.

85. Ducy P., Schinke Т., Karsenty G. The osteoblast: a sophisticated fibroblast under central surveillance.//Science. 2000. - Vol. 289. - №5484.-P. 1501 - 1504.

86. Eckes В., Dogic D., Colucci-Guyon E. et al. Impaired mechanical stability, migration and contractile capacity in vimentin-deficient fibroblasts. // J. Cell. Sci. 1998. - Vol. 111. - Pt 13. -P. 1897 - 1907.

87. Estes B.T., Gimble J.M., Guilak F. Mechanical signals as regulators of stem cell fate. // Curr. Top. Dev. Biol. 2004. - №60. - P. 91 - 126.

88. Etheridge S.L., Spencer G.J., Heath D.J. et al. Expression profiling and functional analysis of wnt signaling mechanisms in mesenchymal stem cells. // Stem Cells. 2004. - Vol. 22.-P. 849-860.

89. Fitzgerald J., Hughes-Fulford M. Mechanically induced c-fos expression is mediated by cAMP in MC3T3-E1 osteoblasts . // FASEB J. 1999. - Vol. 13. - №31 - P. 553 - 557.

90. Fernando R.I., Litzinger M., Trono P. et al. The T-box transcription factor Brachyury promotes epithelial-mesenchymal transition in human tumor cells. // J. Clin Invest. -2010. -Vol. 120. -№2. -P. 533 544.

91. Friedenstein A.J., Gorskaja J.F., Kulagina N.N. Fibroblast precursors in normal and irradiated mouse hematopoietic organs. // Exp. Hematol. 1976. - Vol. 4. - №5. - P. 267 - 274.

92. Forbes S.J., Vig P., Poulsom R. et al. Adult stem cell plasticity: new pathways of tissue regeneration become visible. // Clin. Sci. (Lond). 2002. - Vol. 103. - №4. - P. 355 - 369.

93. Gaur Т., Lengner C.J., Hovhannisyan H. et al. Canonical WNT signaling promotes osteogenesis by directly stimulating Runx2 gene expression. // J. Biol. Chem. 2005. - Vol. 280.-№39.-P. 33132 -40.

94. Go M.J., Takenaka C., Ohgushi H. Forced expression of Sox2 or Nanog in human bone marrow derived mesenchymal stem cells maintains their expansion and differentiation capabilities. // Exp. Cell. Res. 2008. - Vol. 314. - №5. - P. 1147 - 1154.

95. Gonzalez R., Maki C.B., Pacchiarotti J. et al. Pluripotent marker expression and differentiation of human second trimester mesenchymal stem cells. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2007. - Vol. 362. - №2. - P. 491 - 497.

96. Gronthos S., Graves S.E., Ohta S., Simmons P.J. The STRO-1+ fraction of adult human bone marrow contains the osteogenic precursors. // Blood. 1994. - Vol. 84. - №12. P. 4164 -4173.

97. Guignandon A., Lafage-Proust M.H., Usson Y. Cell cycling determines integrin-mediated adhesion in osteoblastic ROS 17/2.8 cells exposed to space-related conditions. // FASEB J. -2001.-Vol. 15. -№11.-P. 2036-2038.

98. Gumbiner B.M. Cell adhesion: the molecular basis of tissue architecture and morphogenesis. // Cell. 1996. - Vol. 84. - №3. - P. 345 - 357.

99. Guo F., Debidda M., Yang L. et al. Genetic deletion of Racl GTPase reveals its critical role in actin stress fiber formation and focal adhesion complex assembly. // J. Biol. Chem. — 2006. Vol. 281.- №27. - P. 18652-9.

100. Gupta A., Guerin-Peyrou T.G., Sharma G.G. et al. The mammalian ortholog of Drosophila MOF that acetylates histone H4 lysine 16 is essential for embryogenesis and oncogenesis. // Mol. Cell. Biol. 2008. - Vol. 28. - №1. - P. 397 - 409.

101. Hall A. Rho GTPases and the actin Cytoskeleton. // Science. 1998. - Vol. 279. -№5350.-P. 509 -514.

102. Hammond T.G., Benes E., O'Reilly K.C. et al. Mechanical culture conditions effect gene expression: gravity-induced changes on the space shuttle. // Physiol. Genomics. 2000. - Vol. 3.- №3. P. 163 - 173.

103. Hajdu M., Luttun A., Pelacho B. et al. Transcriptional characterization of the Notch signaling pathway in rodent multipotent adult progenitor cells. // Pathology Oncology Research.- 2007.-Vol. 13,-№4.-P. 302-310.

104. Hay E., Laplantine E., Geoffroy V. et al. N-cadherin interacts with axin and LRP5 to negatively regulate Wnt/beta-catenin signaling, osteoblast function, and bone formation. // Mol. Cell. Biol. 2009. - Vol. 29. - №4. - P. 953 - 964.

105. Herrmann PI., Strelkov S.V., Burkhard P., Aebi U. Intermediate filaments: primary determinants of cell architecture and plasticity. // J. Clin. Invest. 2009. - Vol. 119. - № 7. - P. 1772-83.

106. Hrzenjak A., Moinfar F., Kremser M.L. et al. Valproate inhibition of histone deacetylase 2 affects differentiation and decreases proliferation of endometrial stromal sarcoma cells. // Mol. Cancer. Ther. 2006. - Vol. 5. - №9. - P. 2203 - 2210.

107. Huang Y., Dai Z.Q., Ling S.K. Gravity, a regulation factor in the differentiation of rat bone marrow mesenchymal stem cells. // J. Biomed. Sci. 2009. — Vol. 16. - №87 - (electronic pub.).

108. Hughes-Fulford M., Lewis M.L. Effects of microgravity on osteoblast growth activation. // Exp. Cell Res. 1996. - Vol. 224. - №1. - P. 103 - 109.

109. Hughes-Fulford M. Physiological effects of microgravity on osteoblast morphology and cell biology. // Cell biology and biotechnology in space edited by A. Cogoli. Advances in space biology and medicine, 2002. Vol. 8. - P. 129 - 57.

110. Infanger M., Ulbrich C., Baatout S. et al. Modeled gravitational unloading induced downregulation of endothelin-1 in human endothelial cells. // J. Cell. Biochem. 2007. - Vol. 101.-№6.-P. 1439- 1455.

111. Ingber D.E. How cells (might) sense microgravity. // FASEB J. 1999. - Vol. 13 (Suppl). - P. S3 - 15.

112. Ingber D.E. Mechanosensation through integrins: cells act locally but think globally. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 2003a. Vol. 100. - №4. - P. 1472-1474.

113. Ingber D.E. Tensegrity I. Cell structure and hierarchical systems biology. // J. Cell Sci. -20036. Vol. 116. - Pt 7. - P. 1157-1173.

114. Ishijima M., Tsuji K., Rittling S.R. et al. Osteopontin is required for mechanical stress-dependent signals to bone marrow cells. // J. Endocrinol. 2007. - Vol. 193. - №2. - P. 235 -243.

115. Izumi N., Era Т., Akimaru H. Dissecting the molecular hierarchy for mesendoderm differentiation through a combination of embryonic stem cell culture and RNA interference. // Stem Cells. 2007. - Vol. 25. - №7. - P. 1664 - 1674.

116. Iwaniec U.T., Wronski T.J., Amblard D. et al. Effects of disrupted betal-integrin function on the skeletal response to short-term hindlimb unloading in mice. // J. Appl. Physiol. 2005. -Vol. 98. - №2. - P. 690 - 696.

117. Izadpanah R., Trygg C., Patel B. et al. Biologic properties of mesenchymal stem cells derived from bone marrow and adipose tissue. // J. Cell. Biochem. 2006. - Vol. 99. -№5. - P. 1285 - 1297.

118. Jaiswal N., Haynesworth S.E., Caplan A.I., Bruder S.P. Osteogenic differentiation of purified, culture-expanded human mesenchymal stem cells in vitro. // J. Cell. Biochem. 1997. -Vol. 64. -№2.-P. 295 - 312.

119. Jaiswal R.K., Jaiswal N., Bruder S.P. et al. Adult human mesenchymal stem cell differentiation to the osteogenic or adipogenic lineage is regulated by mitogen-activated protein kinase. // J. Biol. Chem. 2000. - Vol. 275. - №13. - P. 9645 - 9652.

120. Janderova L., McNeil M., Murrell A.N. et al. Human mesenchymal stem cells as an in vitro model for human adipogenesis. // Obes. Res. 2003. - Vol. 11.- №1. - P. 65 - 74.

121. Janmey P.A. The cytoskeleton and cell signaling: component localization and mechanical coupling. // Physiol Rev. 1998. - Vol. 78. - №3. - P. 763 - 781.

122. Jeong J.A., Hong S.H., Gang E.J. et al. Differential gene expression profiling of human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells by DNA microarray. // Stem Cells. -2005. Vol. 23. - №4. - P. 584 - 593.

123. Jiang Y., Jahagirdar B.N., Reinhardt R.L. et al. Pluripotency of mesenchymal stem cells derived from adult marrow. // Nature. 2002. - Vol. 418. - №6893. - P. 41 - 49.

124. Johnson K.A. Pathway of the microtubule-dynein ATPase and the structure of dynein: a comparison with actomyosin. // Annu. Rev. Biophys. Biophys. Chem. 1985. - Vol. 14. - P. 161 - 188.

125. Johnstone В., Hering T.M., Caplan A.I. et al. In vitro chondrogenesis of bone marrow-derived mesenchymal progenitor cells. // Exp. Cell Res. 1998. - Vol. 238. - №1. - P. 265 -272.

126. Kalajzic I., Staal A., Yang W.P. Expression profile of osteoblast lineage at defined stages of differentiation. // J. Biol Chem. 2005. - Vol. 280. - №26. - P. 24618 - 26.

127. Karahuseyinoglu S., Cinar O., Kilic E. et al. Biology of stem cells in human umbilical cord stroma: in situ and in vitro surveys. // Stem Cells. -2007. Vol. 25. - №2. - P. 319 - 331.

128. Kasper G., Glaeser J.D., Geissler S. et al. Matrix metalloprotease activity is an essential link between mechanical stimulus and mesenchymal stem cell behavior. // Stem Cells. 2007. -Vol. 25. - №8.-P. 1985 - 1994.

129. Katoh M., Katoh M. Notch ligand, JAG1, is evolutionarily conserved target of canonical WNT signaling pathway in progenitor cells. // Int. J. Mol. Med. 2006. - Vol. 17. - №4. - P. 681 -685.

130. Katoh M., Katoh M. Cross-talk of WNT and FGF Signaling Pathways at GSK3p to Regulate p-Catenin and SNAIL Signaling Cascades. // Cancer Biology &Therapy. 2006. - Vol. 5. - №9. -P. 1059- 1064.

131. Katz A.J., Tholpady A., Tholpady S.S. et al. Cell surface and transcriptional characterization of human adipose-derived adherent stromal (hADAS) cells. // Stem Cells. -2005. Vol. 23. - №3. - P. 412 - 423.

132. Kim C.H., Neiswender H., Baik E.J. et al. Beta-catenin interacts with MyoD and regulates its transcription activity. // Mol. Cell. Biol. 2008. - Vol. 28. - №9. - P. 2941 - 2951.

133. Kolf C.M., Cho E., Tuan R.S. Mesenchymal stromal cells. Biology of adult mesenchymal stem cells: regulation of niche, self-renewal and differentiation. // Arthritis Res. Ther. 2007. -Vol. 9. - №1. - P. 204.

134. Kopan R., Ilagan Ma. X.G. The Canonical Notch Signaling Pathway: Unfolding the Activation Mechanism. // Cell. 2009. - Vol. 137. - №2. - P. 216 - 233.

135. Korn E.D., Carlier M.F., Pantaloni D. Actin polymerization and ATP hydrolysis. // Science. 1987. - Vol. 238. - №4827. - P. 638 - 644.

136. Kumei Y., Morita S., Katano H. et al. Microgravity signal ensnarls cell adhesion, cytoskeleton, and matrix proteins of rat osteoblasts: osteopontin, CD44, osteonectin, and alpha-tubulin.//Ann. N. Y.Acad. Sci.-2006.-Vol. 1090.-P. 311 317.

137. Kumei Y., Shimokawa H., Ohya K. et al. Small GTPase Ras and Rho expression in rat osteoblasts during spaceflight. // Ann. N. Y. Acad. Sci. 2007. - Vol. 1095. - P. 292 - 299.

138. Kuroda K., Tani S., Tamura K. et al. Delta-induced Notch signaling mediated by RBP-J inhibits MyoD expression and myogenesis. // J. Biol. Chem. 1999. - Vol. 274. - №11. - P. 7238 - 7244.

139. Kuznetsov S.A., Mankani M.H., Gronthos S. et al. Circulating skeletal stem cells. // J. Cell. Biol.-2001.-Vol. 153.-№5.-P. 1133 1140.

140. Lamagna C., Bergers G. The bone marrow constitutes a reservoir of pericyte progenitors. // J. Leukoc. Biol. -2006. Vol. 80. - №4. - P. 677 - 681.

141. Lambert C.A., Lapiere C.M., Nusgens B.V. Biology of adherent cells in microgravity. // Biology in Space and life on Earth. Effects of spaceflight on biological systems. Ed. by E. Brinckmann. Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. 2007. - P. 123 - 155.

142. Lecka-Czernik В., Moerman E.J., Grant D.F. et al. Divergent effects of selective peroxisome proliferator-activated receptor-gamma 2 ligands on adipocyte versus osteoblast differentiation. // Endocrinology. 2002. - Vol. 143. - №6. - P. 2376 - 2384.

143. Lee M-H., Kim Y-H., Kim H-J. et al. ВМР-2-induced Runx2 expression is mediated by Dlx5, and TGF-1 opposes the ВМР-2-induced osteoblast differentiation by suppression of Dlx5 expression. // J. Biol. Chem. 2003. - Vol. 278. - №36. - P. 34387 - 34394.

144. Louboutin J.P., Liu В., Reyes B.A. et al. Rat bone marrow progenitor cells transduced in situ by rSV40 vectors differentiate into multiple central nervous system cell lineages. // Stem Cells. 2006. -Vol. 24. - №12. - P. 2801 - 2809.

145. Lewis M.L., Reynolds J.L., Cubano L.A. et al. Spaceflight alters microtubules and increases apoptosis in human lymphocytes (Jurkat). // FASEB J. 1998. - Vol. 12. - № 11. - P. 1007- 1018.

146. Lewis M.L., Cubano L.A., Zhao B. et al. cDNA microarray reveals altered cytoskeletal gene expression in space-flown leukemic lymphocytes (Jurkat). // FASEB J. 2001. - Vol. 12. -№ 11.-P. 1007- 1018.

147. Levine A.J., Brivanlou A.H. GDF3, a BMP inhibitor, regulates cell fate in stem cells and early embryos. // Development. 2006. - Vol. 133. - №2. - P. 209 - 216.

148. Liu G., Vijayakumar S., Grumolato L. et al. Canonical Wnts function as potent regulators of osteogenesis by human mesenchymal stem cells. // J. Cell. Biol. 2009. - Vol. 185. - №1. -P. 67 - 75.

149. Luduena R.F. Are tubulin isotypes functionally significant. // Mol. Biol. Cell. 1993. -Vol. 4.-№5.-P. 445-457.

150. Luo Q., Kang Q., Si W. et al. Connective tissue growth factor (CTGF) is regulated by Wnt and bone morphogenetic proteins signaling in osteoblast differentiation of mesenchymal stem cells. // J. Biol Chem. 2004. - Vol. 279. - №53. - P. 55958 - 68.

151. Luu H.H., Song W.X., Luo X. et al. Distinct roles of bone morphogenetic proteins in osteogenic differentiation of mesenchymal stem cells. // J. Orthop Res. 2007. - Vol. 25. - №5. -P. 665 - 677.

152. Machesky L., Hall A. Role of Actin Polymerization and Adhesion to Extracellular Matrix in Rac- and Rho-induced Cytoskeletal Reorganization. // J. Cell. Biol. 1997. - Vol. 138. - №4. -P. 913 -926.

153. MacLachlan Т.К., Sang N., Giordano A. Cyclins, cyclin-dependent kinases and cdk inhibitors: implications in cell cycle control and cancer. // Crit. Rev. Eukaryot. Gene Expr. — 1995. Vol. 5. - №2. - P. 127 - 156.

154. Maekawa M., Ishizaki Т., Boku S. et al. Signaling from Rho to the actin cytoskeleton through protein kinases ROCK and LIM-kinase. // Science. 1999. - Vol. 285. - P. 895 - 898.

155. Majumdar M.K., Banks V., Peluso D.P., Morris E.A. Isolation, characterization, and chondrogenic potential of human bone marrow-derived multipotential stromal cells. // J. Cell Physiol.-2000.-Vol. 185.-№1.-P. 98 106.

156. Majumdar M.K., Wang E., Morris E.A. BMP-2 and BMP-9 promotes chondrogenic differentiation of human multipotential mesenchymal cells and overcomes the inhibitory effect ofIL-1.//J. Cell Physiol.-2001. Vol. 189. - №3. - P. 275 - 284.

157. Majumdar M.K., Keane-Moore M., Buyaner D. et al. Characterization and functionality of cell surface molecules on human mesenchymal stem cells. // J. Biomed. Sci. 2003. - Vol. 10.-№2.-P. 228-241.

158. Makino S., Fukuda K., Miyoshi S. et al. Cardiomyocytes can be generated from marrow stromal cells in vitro. // J. Clin. Invest. 1999. - Vol. 103. - №5. - P. 697 - 705.

159. Maniotis A.J., Chen C.S., Ingber D.E. Demonstration of mechanical connections between integrins, cytoskeletal filaments, and nucleoplasm that stabilize nuclear structure. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1997. Vol. 94. - № 3. - P. 849 - 854.

160. Manolagas S.C., Jilka R.L. Bone marrow, cytokines, and bone remodeling. Emerging insights into the pathophysiology of osteoporosis. // N. Engl. J. Med. 1995. - Vol. 332. -№5. -P. 305 -311.

161. Masini M.A., Strollo F., Ricci F. et al. Low gravity and integrins in cultured glial cells. // Acta Astronautica. -2008. Vol. 63,- P. 899 - 905.

162. Matthews B.D., Overby D.R., Mannix R., Ingber D.E. Cellular adaptation to mechanical stress: role of integrins, Rho, cytoskeletal tension and mechanosensitive ion channels. // J. Cell. Sci. 2006. - Vol.119. - Pt 3. - P. 508 - 518.

163. McBeath R., Pirone D.M., Nelson C.M. et al. Cell shape, cytoskeletal tension, and RhoA regulate stem cell lineage commitment. // Dev. Cell. 2004. - Vol. 6. - №4. - P. 483 -495.

164. Merlo G.R., Zerega В., Paleari L. et al. Multiple functions of Dlx genes. // Int. J. Dev. Biol. 2000. - Vol. 44. - P. 619 - 626.

165. Meyers V.E., Zayzafoon M., Gonda S.R. et al. Modeled microgravity disrupts collagen I/integrin signaling during osteoblastic differentiation of human mesenchymal stem cells. // J. Cell Biochem. 2004. - Vol. 93. - №4. - P. 697 - 707.

166. Miyamoto S., Teramoto H., Coso O.A. et al. Integrin function: molecular hierarchies of cytoskeletal and signaling molecules. // J. Cell Biol. 1995. - Vol. 131. - №3. - P. 791 - 805.

167. Moes M.J.A., Bijvelt J.J., Boonstra J. Actin dynamics in mouse fibroblasts in microgravity. // Microgravity Sci. Technol. 2007. - XIX-5/6. - P. 180 - 183.

168. Moriguchi Т., Kawasaki H., Matsuda S. et al. Evidence for multiple activators for stress-activated protein kinase/c-Jun amino-terminal kinases. Existence of novel activators. // J. Biol. Chem. 1995. - Vol. 270. - №22. - P. 12969 - 72.

169. Muraglia A., Cancedda R., Quarto R. Clonal mesenchymal progenitors from human bone marrow differentiate in vitro according to a hierarchical model. // J. Cell Sci. 2000. - Vol. 113. - №7. - P. 1161 - 1166.

170. Nakashima K., Zhou X., Kunkel G. et al. The novel zinc finger-containing transcription factor osterix is required for osteoblast differentiation and bone formation. // Cell. 2002. - Vol. 108.-№1.-P. 17-29.

171. Narayanan R., Smith C.L., Weigel N.L. Vector-averaged gravity-induced changes in cell signaling and vitamin D receptor activity in MG-63 cells are reversed by a 1,25-(OH)2D3 analog, EB1089. //Bone. 2002. - Vol. 31. - №3. - P. 381 - 388.

172. Niswander L., Martin G.R. Fgf-4 expression during gastrulation, myogenesis, limb and tooth development in the mouse. // Development. 1992. - Vol. 114. - №3. - P. 755 - 768.

173. Numaguchi K., Eguchi S., Yamakawa T. et al. Mechanotransduction of rat aortic vascular smooth muscle cells requires RhoA and intact actin filaments. // Circ. Res. 1999. - Vol. 85. -№1.-P. 5-11.

174. Narumiya S., Ishizaki Т., Watanabe N. Rho effectors and reorganization of actin cytoskeleton. // FEBS Lett. 1997. - Vol. 410. - №1. P. 68 - 72.

175. Nobes C.D., Hall A. Rho, rac, and cdc42 GTPases regulate the assembly of multimolecular focal complexes associated with actin stress fibers, lamellipodia, and filopodia. // Cell. 1995. Vol.81. - №1. P. 53 -62.

176. Nofziger D., Miyamoto A., Lyons K.M., Weinmaster G. Notch signaling imposes two distinct blocks in the differentiation of C2C12 myoblasts. // Development. 1999. - Vol. 126. -№8.-P. 1689- 1702.

177. Oswald J, Boxberger S, J0rgensen B.et al. Mesenchymal stem cells can be differentiated into endothelial cells in vitro. // Stem Cells. 2004. - Vol. 22. - №3. - P. 377 - 384.

178. Otey C.A., Kalnoski M.H., Bulinski J.C. Identification and quantification of actin isoforms in vertebrate cells and tissues. // J. Cell. Biochem. 1987. - Vol. 34. - №2. - P. 113-24.

179. Otto W.R., Rao J. Tomorrow's skeleton staff: mesenchymal stem cells and the repair of bone and cartilage. // Cell Prolif. 2004. - Vol. 37. - №1. - P. 97 - 110.

180. Pan Z., Yang J., Guo C. et al. Effects of hindlimb unloading on ex vivo growth and osteogenic/adipogenic potentials of bone marrow-derived mesenchymal stem cells in rats. // Stem Cells Dev. 2008 - Vol. 17. - №4. - P. 795 - 804.

181. Papaseit С., Pochon N., Tabony J. Microtubule self-organization is gravity-dependent. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 2000. Vol. 97. - №15. - P. 8364 - 8368.

182. Patel M.J., Chang K.H., Sykes M.C. et al. Low magnitude and high frequency mechanical loading prevents decreased bone formation responses of 2T3 preosteoblasts. // J. Cell Biochem. 2009. - Vol. 106. - №2. - P. 306 - 316.

183. Pavalko F.M., Chen N.X., Turner C.H. et al. Fluid shear-induced mechanical signaling in MC3T3-E1 osteoblasts requires cytoskeleton-integrin interactions. // Am. J. Physiol. Cell. Physiol. 2000. - Vol. 278. - № 5. - P. C989 - 97.

184. Pedemonte E., Benvenuto .F, Casazza S. et al. The molecular signature of therapeutic mesenchymal stem cells exposes the architecture of the hematopoietic stem cell niche synapse. // BMC Genomics. 2007. - Vol. 8. - P.65. (electronic pub).

185. Peled A., Zipori D., Abramsky O. et al. Expression of alpha-smooth muscle actin in murine bone marrow stromal cells. // Blood. 1991. - Vol. 78. - №2. - P. 304 - 309.

186. Petersen B.E., Bowen W.C., Patrene K.D. et al. Bone marrow as a potential source of hepatic oval cells. // Science. 1999. - Vol. 284. - №5417. - P. 1168- 1170.

187. Piepmeier E.H., Kalns J.E., Mclntyre K.M., Lewis M.L. Prolonged weightlessness affects promyelocytic multidrug resistance. // Exp. Cell Res. 1997. - Vol. 237. - №2. - P. 410 - 8.

188. Pittenger M.F., Mackay A.M., Beck S.C. et al. Multilineage potential of adult human mesenchymal stem cells. // Science. 1999. - Vol. 284. - №5411. - P. 143 - 147.

189. Pittenger M.F., Marshak D.R. Mesenchymal stem cells of human adult bone marrow // Stem Cell Biology Edited by D.R. Marshak, D. Gottlieb, and R.L. Gardner Cold Spring Harbor Laboratory Press, 2001. - P. 349 - 373.

190. Plaisant M., Fontaine C., Cousin W. et al. Activation of hedgehog signaling inhibits osteoblast differentiation of human mesenchymal stem cells. // Stem Cells. 2009. - Vol. -27. -№3. - P. 703 -713.

191. Pfaffl M., Horgan G., and Dempfle L. Relative expression software tool (REST©) for group-wise comparison and statistical analysis of relative expression results in real-time PCR. // Nucleic Acids Res. 2002. - Vol. 30. - №9. - e36 (electronic pub.).

192. Plett P.A., Abonour R., Frankovitz S.M., Orschell C.M. Impact of modeled microgravity on migration, differentiation, and cell cycle control of primitive human hematopoietic progenitor cells. // Exp. Hematol. 2004. - Vol. 32. - №8. - P. 773 - 781.

193. Plopper G.E., McNamee H.P., Dike L.E. et al. Convergence of integrin and growth factor receptor signaling pathways within the focal adhesion complex. // Mol. Biol. Cell. 1995. - Vol. 6.-№10.-P. 1349- 1365.

194. Pollard T.D., Cooper J.A. Actin and actin-binding proteins. A critical evaluation of mechanisms and functions. // Annu. Rev. Biochem. 1986. - №55. - P.987-1035.

195. Ponta H., Sherman L., Herrlich P.A. CD44: from adhesion molecules to signalling regulators. //Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 2003. - Vol. 4. - №1. - P. 33 - 45.

196. Ponte A.L., Marais E., Gallay N. et al. The in vitro migration capacity of human bone marrow mesenchymal stem cells: comparison of chemokine and growth factor chemotactic activities. // Stem Cells. 2007. - Vol. 25. - №7. - P. 1737 - 1745.

197. Qian A., Di S., Gao X. et al. cDNA microarray reveals the alterations of cytoskeleton-related genes in osteoblast under high magneto-gravitational environment. // Acta Biochim. Biophys. Sin. 2009. - Vol. 41. - P. 561 - 577.

198. Rath В., Nam J., Knobloch T.J. et al. Compressive forces induce osteogenic gene expression in calvarial osteoblasts. // J. Biomech. 2008. - Vol. 41. - №5. - P. 1095 - 1103.

199. Renshaw M.W., Toksoz D., Schwartz M.A. Involvement of the small GTPase Rho in integrin-mediated activation of mitogen-activated protein kinase. // J. Biol. Chem. 1996. - Vol. 271. - №36. - P. 21691 - 21694.

200. Riddle R.C., Taylor A.F., Genetos D.C., Donahue H.J. MAP kinase and calcium signaling mediate fluid flow-induced human mesenchymal stem cell proliferation. // Am. J. Physiol. Cell. Physiol. 2006. - Vol. 290. - №3. - P. C776 - 784.

201. Rider D.A., Dombrowski C., Sawyer A.A., et al. Autocrine fibroblast growth factor 2 increases the multipotentiality of human adipose-derived mesenchymal stem cells. // Stem Cells. 2008.- Vol. 26. - №6. - P. 1598-608.

202. Rodda S.J., McMahon A.P. Distinct roles for Hedgehog and canonical Wnt signaling in specification, differentiation and maintenance of osteoblast progenitors. // Development. 2006. -Vol. 133.-№16.-P. 3231 -3244.

203. Rodriguez J.P., Gonzalez M., Rios S., Cambiazo V. Cytoskeletal organization of human mesenchymal stem cells (MSC) changes during their osteogenic differentiation. // J. Cell. Biochem. 2004. - Vol.93. - №4. P.721-31.

204. Ross J.J., Hong Z., Willenbring B. et al. Cytokine-induced differentiation of multipotent adult progenitor cells into functional smooth muscle cells. // J. Clin. Invest. 2006. - Vol. 116.-№12.-P. 3139-3149.

205. Rosner H., Wassermann Т., Moller W., Hanke W. Effects of altered gravity on the actin and microtubule cytoskeleton of human SH-SY5Y neuroblastoma cells. // Protoplasma. 2006. - Vol. 229. - №(2-4). - P. 225 - 234.

206. Rucci N., Rufo A., Alamanou M., Teti A. Modeled microgravity stimulates osteoclastogenesis and bone resorption by increasing osteoblast RANKL/OPG ratio. // J. Cell Biochem. 2007. - Vol. 100. - №2. - P. 464 - 473.

207. Sabatini F., Petecchia L., Tavian M. et al. Human bronchial fibroblasts exhibit a mesenchymal stem cell phenotype and multilineage differentiating potentialities. // Lab. Invest. -2005. Vol. 85. - №8. P. 962 - 971.

208. Salasznyk R.M., Wees R.F., Williams W.A. et al. Focal adhesion kinase signaling pathways regulate the osteogenic differentiation of human mesenchymal stem cells. // Exp. Cell Res.-2007.-Vol. 313. -№1.-P. 22-37.

209. Salingcarnboriboon R., Tsuji K., Komori T. et al. Runx2 is a target of mechanical unloading to alter osteoblastic activity and bone formation in vivo. // Endocrinology. 2006. -Vol. 147. - №5. - P. 2296 - 2305.

210. Sarkar D., Nagaya Т., Koga K. et al. Culture in vector-averaged gravity under clinostat rotation results in apoptosis of osteoblastic ROS 17/2.8 cells. // J. Bone Miner. Res. 2000. -Vol. 15.-№3.-P. 489-498.

211. Sainio K., Gilbert S.F., Lehtonen E. Differential expression of gap junction mRNAs and proteins in the developing murine kidney and in experimentally induced nephric mesenchymes. // Development. 1992. - Vol. 115. - №3. - P. 827 - 837.

212. Schatten H., Lewis M.L., Chakrabarti A. Spaceflight and clinorotation cause cytoskeleton and mitochondria changes and increases in apoptosis in cultured cells. // Acta Astronaut. 2001. - Vol. 49. - №(3-10). - P. 399 - 418.

213. Schwartz M.A., Lechene C., Ingber D.E. Insoluble fibronectin activates the Na/H antiporter by clustering and immobilizing integrin alpha 5 beta 1, independent of cell shape. // Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 1991. - Vol. 88. - №17. - P. 7849 - 7853.

214. Sekiya I., Larson B.L., Smith J.R. et al. Expansion of human adult stem cells from bone marrow stroma: conditions that maximize the yields of early progenitors and evaluate their quality. // Stem Cells. 2002. - Vol. 20. - №6. - P. 530 - 541.

215. Sekiya I., Larson B.L., Vuoristo J.T. et al. Adipogenic differentiation of human adult stem cells from bone marrow stroma (MSCs). // J. Bone Miner. Res. 2004. - Vol. 19. - №2. -P. 256 - 264.

216. Sen В., Xie Z., Case N. et al. Mechanical strain inhibits adipogenesis in mesenchymal stem cells by stimulating a durable beta-catenin signal .// Endocrinology. 2008. - Vol. 149. -№12.-P. 6065 -6075.

217. Sharff K.A., Song W.X., Luo X. et al. Heyl basic helix-loop-helix protein plays an important role in mediating BMP9-induced osteogenic differentiation of mesenchymal progenitor cells. // J. Biol. Chem. 2009. - Vol. 284. - №1. - P. 649 - 659.

218. Shen В., Wei A., Whittaker S. et al. The role of BMP-7 in chondrogenic and osteogenic differentiation of human bone marrow multipotent mesenchymal stromal cells in vitro. // J. Cell Biochem.-2010.-Vol. 109. №2. - 406 - 416.

219. Sgodda M., Aurich H., Kleist S. et al. Hepatocyte differentiation of mesenchymal stem cells from rat peritoneal adipose tissue in vitro and in vivo. // Exp. Cell Res. — 2007. Vol. 313. -№13.-P. 2875 -2886.

220. Shockley K.R., Rosen C.J., Churchill G.A., Lecka-Czernik B. PPARgamma2 regulates a molecular signature of marrow mesenchymal stem cells. // PPAR Res. 2007. - Vol. 2007. - P. 81219.

221. Silva W.A. Jr., Covas D.T., Panepucci R.A. et al. The profile of gene expression of human marrow mesenchymal stem cells. // Stem Cells. 2003. - Vol. 21. - №6. - P. 661 - 669.

222. Shimoyama A., Wada M., Ikeda F. et al. Ihh/Gli2 signaling promotes osteoblast differentiation by regulating Runx2 expression and function. // Mol. Biol. Cell. 2007. - Vol. 18.-№7.-P. 2411 -2418.

223. Shindo К., Kawashima N., Sakamoto K. et al. Osteogenic differentiation of the mesenchymal progenitor cells, Kusa is suppressed by Notch signaling. // Exp. Cell Res. 2003. -Vol. 290. -№2.-P. 370-380.

224. Small J.V., Kaverina I., Krylyshkina O. et al. Cytoskeleton cross-talk during cell motility. // FEBS Letters. 1999. - Vol. 452. - P. 96 - 99.

225. Sotiropoulos A., Gineitis D., Copeland J., Treisman R. Signal-regulated activation of serum response factor is mediated by changes in actin dynamics. // Cell. — 1999. Vol. 98. - №2. -P. 159 - 169.

226. Symons M. Rho family GTPases: the cytoskeleton and beyond. // Trends Biochem. Sci. -1996.-Vol. 21. №5.-P. 178 - 181.

227. Song L., Webb N.E., Song Y. et al. Identification and functional analysis of candidate genes regulating mesenchymal stem cell self-renewal and multipotency. // Stem Cells. 2006. -№24.-P. 1707-1718.

228. Sordella R., Jiang W., Chen G.C. et al. Modulation of Rho GTPase signaling regulates a switch between adipogenesis and myogenesis. // Cell. 2003. - Vol. 113. - №2. - P. 147 - 158.

229. Sullivan K.F. Structure and utilization of tubulin isotypes. // Annu. Rev. Cell. Biol. -1988.-Vol. 4.-P. 687 -716.

230. Takano H., Komuro I., Oka T. et al. The Rho family G proteins play a critical role in muscle differentiation. // Mol. Cell Biol. 1998. - Vol. 18. - №3. - P. 1580 - 1589.

231. Talens-Visconti R., Bonora A., Jover R. et al. Hepatogenic differentiation of human mesenchymal stem cells from adipose tissue in comparison with bone marrow mesenchymal stem cells. // World J. Gastroenterol. 2006. - Vol. 12. - №36. - P. 5834 - 5845.

232. Tilney L.G., Bonder E.M., DeRosier D.J. Actin filaments elongate from their membrane-associated ends. // J. Cell. Biol. 1981. - Vol. 90. - №2. - P. 485 - 494.

233. Tomlinson J.J., Boudreau A., Wu D. et al. Modulation of early human preadipocyte differentiation by glucocorticoids. // Endocrinology. 2006. - Vol. 147. - №11. - P. 5284 -5293.

234. Toma C., Pittenger M. F., Cahill K.S. et al. Human mesenchymal stem cells differentiate to a cardiomyocyte phenotype in the adult murine heart. // Circulation. 2002. - №105. - P. 93

235. Tomita S, Mickle D.A., Weisel R.D. et al. Improved heart function with myogenesis and angiogenesis after autologous porcine bone marrow stromal cell transplantation. // J Thorac. Cardiovasc. Surg. Vol. 123. - №6. - P. 1132 - 1140.

236. Traub P. Intermediate filaments and gene regulation. // Physiol. Chem. Phys. Med. NMR. 1995. - Vol. 27. - № 4. - P. 377 - 400.

237. Tibbies L.A., Woodgett J.R. The stress-activated protein kinase pathways. // Cell. Mol. Life Sci.- 1999.-Vol. 55. №10. - P.1230 - 1254.

238. Ulloa-Montoya F., Kidder B.L., Pauwelyn K.A. et al. Comparative transcriptome analysis of embryonic and adult stem cells with extended and limited differentiation capacity. // Genome Biol. 2007. - Vol.8. - №8. - R163. (electronic pub.).

239. Uva B.M., Masini M.A., Sturla M. et al. Clinorotation-induced weightlessness influences the cytoskeleton of glial cells in culture. // Brain Res. 2002. - Vol. 934. - №2. - P. 132 - 139.

240. Uva B.M., Strollo F., Ricci F. et al. Effect of conditions of three dimensional clinostating on testicular cell machinery. // Acta Astronautica. 2007. - Vol. 60. - P. 391 -396.

241. Vandesompele J., De Preter K., Pattyn F. et al. Accurate normalization of real-time quantitative RT-PCR data by geometric averaging of multiple internal control genes. // Genome Biol. 2002. - Vol. 3. - №7. - RESEARCH 0034. - (electronic pub.).

242. Valiunas V., Doronin S., Valiuniene L. et al. Human mesenchymal stem cells make cardiac connexins and form functional gap junctions. // J. Physiol. 2004. - Vol. 555. - Pt 3. — P. 617-626.

243. Vallee R.B., Bloom G.S., Theurkauf W.E. Microtubule-associated proteins: subunits of the cytomatrix. // J. Cell. Biol. 1984. - Vol. 99. - 1 Pt 2. - P. 38s - 44s.

244. Van Kampen C., Mallard B.A. Regulation of bovine intercellular adhesion molecule 1 (ICAM-1) and vascular cell adhesion molecule 1 (VCAM-1) on cultured aortic endothelial cells. // Vet. Immunol. Immunopathol. 2001. - Vol. 79. - №(1-2). - P. 129 - 138.

245. Van Loon J.J.W.A. Some history and use of the random positioning machine, RPM, in gravity relatediresearch. // Advances in Space Research. 2007. - Vol. 39. - P. 1161 - 1165.

246. Van Loon J.J.W.A. The gravity environment in space experiments. // Biology in Space and life on Earth. Effects of spaceflight on biological systems. Ed. by E. Brinckmann. Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. 2007. - P. 17-32.

247. Vassy J., Portet S., Beil M. et al. Weightlessness acts on human breast cancer cell line MCF-7. // Adv. Space Res. 2003. - Vol. 32. - № 8. - P. 1595 -1603.

248. Vico L., Hinsenkamp M., Jones D. et al. Osteobiology, strain, and microgravity. Part II: studies at the tissue level. // Calcif .Tissue Int. 2001. - Vol. 68. - №1. - P. 1 - 10.

249. Vujovic S., Henderson S.R., Flanagan A.M. et al. Inhibition of gamma-secretases alters both proliferation and differentiation of mesenchymal stem cells. // Cell Prolif. 2007. - Vol. 40.-№2.-P. 185 - 195.

250. Wadhwa R., Taira K., and Kaul S.C. An Hsp70 family chaperone, mortalin /mthsp70/PBP74/Grp75: what, when, and where? // Cell Stress & Chaperones. 2002. - Vol. 7. -№3.-P. 309-316.

251. Wagner W., Wein F., Seckinger A. et al. Comparative characteristics of mesenchymal stem cells from human bone marrow, adipose tissue, and umbilical cord blood. // Exp. Hematol. -2005.-Vol. 33.-№11.-P. 1402- 1416.

252. Wagner W., Roderburg C., Wein F. et al. Molecular and secretory profiles of human mesenchymal stromal cells and their abilities to maintain primitive hematopoietic progenitors. // Stem Cells. 2007. - Vol. 25. - №10. - P. 2638 - 2647.

253. Wang Y., Tu W., Lou Y. et al. Mesenchymal stem cells regulate the proliferation and differentiation of neural stem cells through Notch signaling. // Cell Biol. Int. — 2009.- Vol. 33. -№11.-P. 1173 1179.

254. Wang J.S., Shum-Tim D., Galipeau J. et al. Marrow stromal cells for cellular cardiomyoplasty: feasibility and potential clinical advantages. // J. Thorac. Cardiovasc. Surg. -2000. Vol. 120. - №5. - P. 999 - 1005.

255. Wislet-Gendebien S., Leprince P., Moonen G., Rogister B. Regulation of neural markers nestin and GFAP expression by cultivated bone marrow stromal cells. // J. Cell Sci. 2003. -Vol. 116. - Pt 16. - P. 3295 - 3302.

256. Woodbury D., Schwarz E.J., Prockop D.J., Black I.B. Adult rat and human bone marrow stromal cells differentiate into neurons. // J. Neurosci. Res. 2000. - Vol. 61. - №4. - P. 364 -370.

257. Wulf G.G., Jackson K.A., Goodell M.A. Somatic stem cell plasticity: current evidence and emerging concepts. // Exp. Hematol. 2001. - Vol. 29. - №12. - P.1361 - 1370.

258. Wulf G.G., Viereck V., Hemmerlein B. et al. Mesengenic progenitor cells derived from human placenta. // Tissue Eng. 2004. - Vol. 10. - №7-8. - P. 1136 - 1147.

259. Xiao G., Jiang D., Thomas P. et al. МАРК pathways activate and phosphorylate the osteoblast-specific transcription factor, Cbfal. // J. Biol. Chem. 2000. - Vol. 275. - №6. - P. 4453 - 4459.

260. Xu J., Liao W., Gu D. et al. Neural ganglioside GD2 identifies a subpopulation of mesenchymal stem cells in umbilical cord. // Cell. Physiol. Biochem. 2009. - Vol. 23. - №(4-6).-P. 415-424.

261. Yablonka-Reuveni Z., Day K. Vine A. et al. Defining the transcriptional signature of skeletal muscle stem cells. // J. Anim Sci. 2008. - Vol. 86. - №(14 Suppl). - P. E207 - 16.

262. Yamaguchi A., Komori Т., Suda T. Regulation of osteoblast differentiation mediated by bone morphogenetic proteins, hedgehogs, and Cbfal. // Endocr. Rev. 2000. - Vol. 21. - №4. -P. 393 -411.

263. Yavropoulou M.P., Yovos J.G. The role of the Wnt signaling pathway in osteoblast commitment and differentiation. // Hormones. 2007. - Vol. 6. - №4. P. 279 - 294.

264. Yanada S., Ochi M., Adachi N. Effects of CD44 antibody or RGDS peptide-immobilized magnetic beads on cell proliferation and chondrogenesis of mesenchymal stem cells. // J. Biomed. Mater. Res. A. - 2006. - Vol. 77. - №4. P. 773 - 784.

265. Yang C., Wei D., Zhuang F.Y. The force induced by organelles weight in the microfilament is in the range of 0,1-1 pN. // Acta Astronautica. 2008. - Vol. 63. - P. 923-928.

266. Ye M., Berry-Wynne K.M., Asai-Coakwell M. et al. Mutation of the bone morphogenetic protein GDF3 causes ocular and skeletal anomalies. // Hum. Mol. Genet. 2010. - Vol. 19. -№2.-P. 287-298.

267. Yoon J., Min B.G., Kim Y.H. et al. Differentiation, engraftment and functional effects of pre-treated mesenchymal stem cells in a rat myocardial infarct model. // Acta Cardiol. 2005. -Vol. 60.-№3.-P. 277-284.

268. Yuge L., Hide I., Kumagai T. et al. Cell differentiation and p38(MAPK) cascade are inhibited in human osteoblasts cultured in a three-dimensional clinostat. // In Vitro Cell. Dev. Biol. Anim. 2003. - Vol. 39. - №1-2. - P. 89 - 97.

269. Yuge L., Kajiume Т., Tahara H. et al. Microgravity potentiates stem cell proliferation while sustaining the capability of differentiation. // Stem Cells Dev. 2006. - Vol. 15. - №6. - P. 921 -929.

270. Zhao D., Wu H., Li F. et al. Electromagnetic field change the expression of osteogenesis genes in murine bone marrow mesenchymal stem cells. // J. Huazhong. Univ. Sci. Technolog. Med. Sci. 2008. - Vol. 28. - №2. - P. 152 - 155.

271. Zayzafoon M., Gathings W.E., McDonald J.M. Modeled microgravity inhibits osteogenic differentiation of human mesenchymal stem cells and increases adipogenesis. // Endocrinology. 2004. - Vol. 145. - №5. - P. 2421 - 2432.

272. Zhao Z., Zhao M., Xiao G., Franceschi R.T. Gene transfer of the Runx2 transcription factor enhances osteogenic activity of bone marrow stromal cells in vitro and in vivo. // Mol Ther. 2005. - Vol. 12. - №2. - P. 247 - 253.

273. Zuk P.A., Zhu M., Ashjian P. et al. Human adipose tissue is a source of multipotent stem cells. // Mol. Biol. Cell. 2002. - Vol. 13. - №12. - P. 4279 - 4295.J

Обратите внимание, представленные выше научные тексты размещены для ознакомления и получены посредством распознавания оригинальных текстов диссертаций (OCR). В связи с чем, в них могут содержаться ошибки, связанные с несовершенством алгоритмов распознавания. В PDF файлах диссертаций и авторефератов, которые мы доставляем, подобных ошибок нет.