Влияние пренатального стресса на процессы окислительной модификации белков и активность Zn-Cu-супероксиддисмутазы в головном мозге крыс тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.13, кандидат биологических наук Вьюшина, Анна Вадимовна

• Вьюшина, Анна Вадимовна
• кандидат биологических наук
• 2006

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Вьюшина, Анна Вадимовна

ВВЕДЕНИЕ.

1.ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Свободнорадикальное окисление и органическая жизнь.

1.1.1. Физические основы реакционной способности кислорода и основные виды активных форм кислорода в живой клетке.

1.1.2. Основные источники и механизмы образования АФК в клетке.

1.2. Свободнорадикальное окисление белков.

1.2.1. Механизмы физико-химических реакций свободнорадикального окисления белков в живых организмах.

1.2.2. Окислительная модификация белка и протеолиз.

1.2.3. Окислительная модификация белка и старение.

1.2.4. Окислительная модификация белка при патологии.

1.3. Многообразие антиоксидантных систем в аэробных организмах.

1.4. Свободнорадикальное окисление в мозге.

1.4.1. Особенности кислородного метаболизма мозга.

1.4.2. Роль СРО и белков в головном мозге.

1.4.3. Антиоксидантные системы мозга.

1.4.4. Онтогенетические и структурные особенности белкового метаболизма в головном мозге.

1.5. Пренатальный стресс.

1.5.1. Изменения в поведении, вызванные пренатальным стрессом.

1.5.2. Изменения гормонального статуса и медиаторных систем, вызванные пренатальным стрессом.

2. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

2.1. Материалы и методы.

2.1.1. Определение продуктов окислительной модификации белков.

2.1.2. Определение активности цитозолыюй Zn-Cu-супероксиддисмутазы.

2.1.3. Выделение обогащенных фракций нейронов и нейроглии.

2.1.4. Постановка опыта.

2.1.5. Статистические методы.

2.2. Результаты исследования.

2.2.1. Окислительная модификация белков в некоторых отделах головного мозга контрольных и пренатально стрессированных крыс в разные сроки постнатального онтогенеза.

2.2.1.1. Спонтанная окислительная модификация белков.

2.2.1.1.1. Стриатум.

2.2.1.1.2. Гиппокамп.

2.2.1.1.3. Гипоталамус.

2.2.1.2. Стимулированная реактивом Феитона окислительная модификация белков.

2.2.1.2.1. Стриатум.

2.2.1.2.2. Гиппокамп.

2.2.1.2.3. Гипоталамус.

2.2.2. Окислительная модификация белков в нейронах и нейроглии коры больших полушарий головного мозга контрольных и пренатально стрессированных крыс в разные сроки постнатального онтогенеза.

2.2.2.1. Спонтанная окислительная модификация белков.

2.2.2.1.1.Нейрон ы.

2.2.2.1.2. Нейроглия.

2.2.2.2.Стимулированная реактивом Фентона окислительная модификация белков.

2.2.2.2.1. Нейроны.

2.2.2.2.2.Нейрогли я.

2.2.3. Окислительная модификация белков в сыворотке крови контрольных и пренатально стрессированных крыс в разные сроки постнатального онтогенеза.

2.2.3.1 Спонтанная окислительная модификация белков в сыворотке крови.

2.2.3.2. Стимулированная реактивом Фентона окислительная модификация белков в сыворотке крови.

2.2.4.Активность цитозолыюй супероксиддисмутазы в некоторых отделах головного мозга, клеточных фракциях коры больших полушарий и в крови контрольных и пренатально стрессированных крыс в разные сроки постнатального онтогенеза.

2.2.4.1. Стриатум.

2.2.4.2. Гиппокамп.

2.2.4.3. Гипоталамус.

2.2.4.4. Нейроны и нейроглия коры больших полушарий.

2.2.4.5. Сыворотка крови.

3. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Влияние пренатального стресса на процессы окислительной модификации белков и активность Zn-Cu-супероксиддисмутазы в головном мозге крыс»

Актуальность темы

Психоэмоциональный стресс является одним из негативных последствий технического прогресса. Особую важность представляет изучение влияния стресса на организм, находящийся в состоянии беременности, в связи с тем, что негативные последствия выявляются у последующих поколений. Обнаружено, что пренатальное стрессирование животных изменяет гормональную индукцию у развивающегося эмбриона в период формирования структур головного мозга, отвечающих за регуляцию адаптивного поведения (Ордян, Пивина, Ракицкая и др., 2000; Шаляпина, Зайченко, Ордян и др., 2001). К таким структурам относят стриатум, гиппокамп и гипоталамус. В результате изменяется приспособительное поведение и снижаются адаптивные способности у взрослых потомков, что свидетельствует о фундаментальной перестройке функций ЦНС.

Как известно, формирование нервной системы у пезрелорождающихся животных и человека завершается спустя длительное время после рождения (Дмитриева, 1981). Наиболее ответственный период в постнатальном онтогенезе - это период миелинизации, который завершается совершенствованием ЦНС. Любое изменение этого процесса неблагоприятно скажется на формировании миелиновых оболочек, что отразится на электрофизиологических процессах в мозге, и соответственно, повлечет за собой изменения функциональной активности ЦНС.

Известно, что все процессы, протекающие в ЦНС, связаны с модификацией клеточных мембран (Меньшов, Шишкина, Бурлакова и др., 1996). Окислительная модификация биомолекул мембран является одним из наиболее быстрых путей изменения их физико-химических параметров, что способствует приспособлению их молекулярной организации к изменившимся условиям среды и повышает жизнеспособность клеток (Burdon, 1996).

Исследования клеточных и молекулярных механизмов регуляции функциональной активности головного мозга показали, что в их основе лежат процессы свободнорадикалыюго окисления (Гуляева, Левшина, Обидин, 1989). Реакции свободнорадикалыюго окисления - это реакции взаимодействия органических молекул с продуктами аэробного дыхания - активными формами кислорода, которые очень реакциоиноспособны. Сведения, относящиеся к процессу свободнорадикалыюго окисления белков крайне малочисленны. В последнее десятилетие установлено, что посттрансляционная модификация белка является начальной реакцией клетки на изменение условий ее функционирования (Дубинина, Шугалей, 1993; Stadtman, 1992). В связи с участием белков нервной ткани в таких специфических процессах, как передача нервного импульса, образование синапсов, участие в процессах обучения и памяти становится очевидным влияние посттрансляционных модификаций белков, связанных с быстрым изменением конформации. Одновременно с этим, модификации белка, облегчающие его протеолитический распад, служат сигналами для изменения метаболизма клетки, что также участвует в срочной адаптации клетки к изменившимся условиям. Таким образом, изучение процессов свободнорадикалыюго окисления белков становится в настоящее время актуальной областью исследований в биологии и практической медицине. Процессы свободнорадикалыюго окисления в организме находятся под строгим контролем антиоксидантной системы (Владимиров, 1998). Особенностью метаболизма мозга являются интенсивные аэробные окислительные процессы и в ЦНС существует точно сбалансированная система «свободнорадикальное окисление - антиоксиданты». Патологическим для ЦНС является не само свободнорадикальное окисление, а нарушение его регуляции антиоксидантной системой.

Нервная ткань является наиболее чувствительной к такому дисбалансу в силу своих биохимических и функциональных особенностей. Несмотря на очевидную значимость посттрансляционной окислительной модификации белков в ЦНС, нами не найдено работ, исследующих роль окислительной модификации белка (ОМБ) в нормальном функционировании ЦНС и влияния пренатального стресса на этот процесс.

Цель и задачи исследования

Целью нашей работы было исследование в онтогенезе ОМБ и активности первичного звена антиоксидантной системы - цитозолыюй супероксиддисмутазы (СОД) в норме и после пренатального стресса в структурах мозга крыс, связанных с регуляцией адаптивного поведения.

Для достижения этой цели поставлены следующие задачи:

1. Установить возрастную динамику показателей спонтанной и индуцированной

ОМБ у крыс в период постнатальной дифференцировки мозга и во взрослом состоянии в стриатуме, гиппокампе и гипоталамусе.

2. Определить эти же показатели в двух функционально различных клеточных популяциях коры больших полушарий (нейронах и нейроглие) в онтогенезе.

3. Изучить возрастную динамику активности цитозолыюй СОД в стриатуме, гиппокампе, гипоталамусе, нейронах и нейроглие коры больших полушарий.

4. Выявить действие пренатального стресса на изменение возрастной динамики спонтанной и индуцированной ОМБ в указанных структурах.

5. Изучить влияние пренатального стресса на активность цитозольной СОД в указанных структурах в течение постнаталыюго онтогенеза.

6. Для понимания общеорганизменных закономерностей становления равновесия системы «оксиданты-антиоксиданты» и влияния на нее пренатального стресса исследовать процессы ОМБ и активность СОД в сыворотке крови в норме и после пренатального стресса

Основные положения, выносимые на защиту

1. В стриатуме гиппокампе и гипоталамусе интенсивно протекают процессы свободнорадикального окисления белков. Максимальная скорость свободнорадикального окисления белков отмечается на тридцатый день постнатального онтогенеза. Пренатальный стресс изменяет свободнорадикальное окисление белков. Наиболее выражены эти изменения в период интенсивной миелинизации, которые сохраняются во взрослом состоянии.

2. Максимальный уровень свободнорадикального окисления белков в нейронах и нейроглие коры головного мозга достигается к 30 дням постнатального онтогенеза и снижается во взрослом состоянии. В нейронах и нейроглие пренаталыю стрессированных животных уровень свободнорадикального окисления белков значительно снижен по сравнению с нормой. Свободнорадикальное окисление белков является важной составляющей системы становления метаболизма и созревания нервной системы.

3. Активность СОД в стриатуме, гиппокампе и гипоталамусе, а также в нейронах и нейроглие коры головного мозга возрастает к тридцатому дню постнаталыюго развития и снижается во взрослом состоянии в стриатуме, гиппокампе и гипоталамусе. После пренатального стресса происходит увеличение активности СОД во всех исследованных отделах и снижение ее в нейронах коры головного мозга. В клетках нейроглии активность СОД не отличается от нормы.

4. Изменение уровня свободнорадикального окисления белков и активности СОД в сыворотке крови пренатально стрессированных животных по сравнению с нормой свидетельствует о том, что пренатальный стресс оказывает влияние на развитие всего организма. Данные, полученные в сыворотке крови, могут быть отражением процессов, происходящих в ЦНС после экстремальных воздействий.

Научная новизна

Впервые установлено, что в отделах головного мозга, связанных с нейроэндокринной регуляцией адаптивного поведения, интенсивно протекают процессы свободнорадикалыюго окисления белков. При этом динамика накопления продуктов спонтанной ОМБ в стриатуме, гиппокампе и гипоталамусе сходна. Активность цитозольной СОД в процессе постнатального онтогенеза во всех исследованных отделах возрастает к 30 дню и снижается во взрослом состоянии.

Впервые исследовано влияние пренатального стресса на ОМБ в постнатальном онтогенезе. Обнаружено, что после пренатального стресса наблюдаются сходные изменения динамики накопления продуктов спонтанной ОМБ в исследованных отделах. Наиболее выражены эти изменения в период постнатальной дифференцировки нервной системы - в возрасте 10 и 20 дней. В этот период происходит интенсивная миелинизация головного мозга и завершается формирование связей гипоталамо-гипофизарно-адреналовой системы.

Впервые изучены процессы свободнорадикалыюго окисления белков и изменения активности СОД в системе нейрон-нейроглия в процессе постнатального онтогенеза в норме и после пренатального стресса. Динамика процессов свободнорадикального окисления белков в нейронах коры больших полушарий коррелирует с возрастными изменениями свободнорадикалыюго окисления белков в исследованных отделах. Для глиальных клеток характерна более низкая интенсивность свободнорадикального окисления белков по сравнению с нейронами. Пренатальный стресс значительно снижает процессы свободнорадикалыюго окисления белков в нейронах и нейроглие.

Впервые установлено, что система свободнорадикалыюго окисления белков является компонентом метаболической системы ЦНС. Изменение ее активности коррелирует с процессами становления ЦНС и реагирует на такое внешнее воздействие, как пренатальный стресс.

Теоретическая и практическая значимость

Результаты, представленные в диссертации, являются приоритетными и имеют большое научно-практическое значение, так как дают целостную картину роли процессов ОМБ и компонентов антиоксидантной системы в обеспечение гомеостаза организма. Данные о процессах ОМБ в головном мозге в онтогенезе свидетельствует об участии этой посттрансляционной модификации белков в становлении ЦНС4

Полученные данные вносят вклад в понимание патогенетических механизмов пренатального стресса, связанных с дискоординацией в сроках становления функций ЦНС, которые обуславливаются процессами свободнорадикалыюго окисления.

Результаты сопоставления ОМБ в головном мозге и сыворотке крови, продемонстрировавшие корреляцию процессов свободнорадикального окисления в головном мозге и сыворотке крови после пренатального стресса, могут быть использованы при разработке профилактических мероприятий, направленных на нормализацию биохимических процессов в головном мозге после пренатального стресса.

Апробация работы

Материалы диссертации доложены на конференции «Нейроэндокринология» 2003, 2005 (СПб, 2003, 2005), IV Молодежной научной конференции «Физиология человека и животных: от эксперимента к клинической практике» (Сыктывкар, 2005), Всероссийской конференции молодых исследователей «Физиология и медицина» (СПб, 2005), I Съезде физиологов СНГ(Дагомыс, 2005).

Публикации

По теме диссертации опубликовано 9 печатных работ: 4 статьи и 5 тезисов. Работа поддержана грантами Правительства Санкт-Петербурга для молодых ученых за 2002,2003 гг.

Структура диссертации

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания методов исследования, изложения результатов, их обсуждения, выводов и списка литературы. Работа изложена на 122 страницах машинописного текста, включающих 8 рисунков и 17 таблиц. Список литературы включает 245 работ.

Заключение диссертации по теме «Физиология», Вьюшина, Анна Вадимовна

выводы

1. В стриатуме, гиппокампе и гипоталамусе наибольший уровень спонтанной ОМБ ♦ достигается к 30 дням постнатального развития и значительно снижается во взрослом состоянии. Наибольший уровень индуцированной ОМБ достигается к 20 дням постнатального онтогенеза во всех изученных отделах головного мозга.

2. Уровень спонтанного ОМБ в нейронах и нейроглие коры головного мозга в постнатальном онтогенезе достигает максимального на 30-й день и резко снижается во взрослом состоянии. Возрастная динамика индуцированной ОМБ в нейронах и нейроглие не различается и достигает максимума в обеих клеточных популяциях к 20 дням постнатального онтогенеза. В дальнейшем показатели индуцированной ОМБ изменяются незначительно

3. Пренатальный стресс однонаправлено изменяет возрастную динамику спонтанной ОМБ во всех исследованных подкорковых отделах мозга, максимальные изменения этого показателя наблюдаются в период интенсивной миелинизации. Повышение уровня индуцированной ОМБ у пренатально стрессированных животных смещается к 30-дневному возрасту, к 100 дням уровень индуцированной ОМБ снижается во всех отделах мозга.

4. Пренатальный стресс изменяет возрастную динамику как спонтанной ОМБ, так и индуцированной ОМБ в нейронах и нейроглие. При этом возрастные изменения в этих клеточных популяциях одинаковы. Пренатальный стресс сдвигает максимальный для постнатального развития нейронов уровень индуцированной ОМБ к 30 дню.

5. Активность СОД во всех исследованных отделах мозга возрастает к 30-му дню постнаталыюго развития. Во взрослом состоянии наблюдается резкое снижение активности СОД. Пренатальный стресс вызывает значительное увеличение активности СОД в исследованных отделах мозга на всех изученных этапах постнатального онтогенеза, за исключением тридцатидневного возраста.

6. Активность СОД в нейронах и нейроглие возрастает в процессе постнатального онтогенеза. Пренатальный стресс изменяет возрастную динамику активности СОД, при этом в нейронах во взрослом состоянии активность этого фермента снижена, а в нейроглие - не изменяется.

7. В сыворотке крови пренатальный стресс изменяет возрастную динамику процессов ОМБ и активности СОД, при этом наблюдается снижение резервных возможностей организма во взрослом состоянии по показателям индуцированной ОМБ. Таким образом, пренатальный стресс изменяет процессы ОМБ во всем организме, а трансформация этих показателей в ЦНС находит свое отражение в таком клинически важном объекте, как сыворотка крови.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Вьюшина, Анна Вадимовна, 2006 год

1. Арутюнян А.В., Дубинина Е.Е., Зыбина Н.Н. Методы оценки свободнорадикального окисления и антиоксидантной системы организма // Методические рекомендации. СПб.: ИКФ "Фолиант", 2000.104с.

2. Арчаков А.И., Згода В.Г., Карузина И.И. Окислительная модификация цитохрома Р450 и других макромолекул в процессе их обновления // Вопросы мед. химии. 1998. №1 С.3-27.

3. АрчаковА.И., Карузина И.И. Цитохром Р-450. В кн. «Белки и пептиды», под ред. Иванова В.Т., Липкина В.М. 1995. С448.

4. Арчаков А.И., Мохосоев И.М. Модификация белков активным кислородом и их распад // Биохимия. 1989. Т.54, вып.2. С.179-186.

5. Барабой В.А., Брехман И.И., Голотин В.Г., Кудряшов Ю.Б. Перекисное окисление и стресс // СПб.: Наука, 1992. 148с.

6. Болдырев А.А. Двойственная роль свободнорадикальных форм кислорода в ишемическом мозге // Нейрохимия. 1995. Т.12, вып.З. С.3-13.

7. Болдырев А.А. Карнозин. Биологическое значение и возможности применения в медицине // М.:Изд-во МГУ, 1998.320с.

8. Владимиров Ю.А. Свободнорадикальное окисление липидов и физические свойства липидного слоя биологических мембран // Биофизика. 1987. Т.32, вып.5. С.830-844.

9. Владимиров Ю.А. Свободные радикалы и антиоксиданты // Вестник РАМН. 1998. №7. С.43-51.

10. Вьюшина А.В., Герасимова И.А., Флеров М.А. Перекисное окислениебелков в сыворотке крови у пренатально стрессированных крыс // Бюл. Эксперим. Биологии и медицины. 2004. Т.138, №7. С.41-44.

11. Вьюшина А.В., Притворова А.В., Герасимова И. А. Влияние пренатального стресса на окислительную модификацию белка в структурах мозга крыс // Научные труды I Съезда физиологов СНГ. 2005. T.l, С.37.

12. Горкин В.З., Медведев А.Е. Моноаминооксидаза // в кн. «Белки и пептиды», под ред. Иванова В.Т., Липкина В.М. 1995. С.448.

13. Гринстейн Б., Гринстейн А. Наглядная биохимия // М.: ГЭОТАР МЕДИЦИНА. 2000. 119с.

14. Гуляева Н.В. Перекисное окисление липидов в мозге при адаптации к стрессу: Автореф. Дис. .д-рабиол. наук. Москва. 1989.

15. Дмитриева Н.И. О периодах развития структур головного мозга в онтогенезе крысы (обзор) // Журнал эволюционной биохимии и физиологии. 1981. Т. 17, №3, С.287-292.

16. Дубинина Е.Е., Ковругина С.В., Коновалов П.В., Солитериова И.Б., Морозова М.Г. Окислительная модификация белков плазме крови у больных с сосудистой деменцией \\ Укр. Биохим. Журнал, т.53, №1, с. 125-132.2001.

17. Дубинина Е.Е., Шугалей И.В. Окислительная модификация белков // Успехи современной биологии. 1993. Т.113, вып.1. С.71-81.

18. Ещенко Н.Д. Энергетический обмен в головном мозге.// Биохимия мозга:

19. Учеб. пособие под ред. Ашмарина И.П., Стукалова П.В., Ещенко Н.Д. СПб.: Издательство С.-Петербургского университета. 1999. 328с.

20. Зайцев В.Г., Закревский В.И. Методологические аспекты исследований свободнорадикального окисления и антиоксидантной системы организма // Вестник Волгоградской медицинской академии. 1998. Вып.4. С.49-53.

21. Зайченко И.Н. Пренатальный стресс в формировании гормональных функций и приспособительного поведения у крыс: Автореф. дис. . канд. биол. наук. СПб. 2000.

22. Зборовская И.А., Банникова М.В. Антиоксидантная система организма, ее значение в метаболизме. Клинические аспекты // Вестник РАМН. 1995. №6. С.53-60.

23. Кольтовер В.К. Свободнорадикальная теория старения: современное состояние и перспективы // Успехи геронтологии. 1998. Вып.2. С.37-42.

24. Корочкин Л.И., Михайлов А.Т. Введение в нейрогенетику // М.: Наука. 2000.274с., ил.

25. Кузин А.М. Структурно-метаболическая теория в радиобиологии // М.: Наука. 1986.285с.

26. Кулинский В.И., Колесниченко JI.C. Структура, свойства, биологическая роль и регуляция глутатионредуктазы // Успехи современной биологии. 1993. Т.113, вып.1. С.107-122.

27. Ленинджер А. Основы биохимии: В 3-х т. // М.: Мир, 1985. Т.1.,т.2.,т.З. 367с.,368с.,320с., ил.

28. Леонтович Т.А., Михальченко Н.А. Структура и связи базальных ганглиев. Стриатум // Успехи физиологических наук. 1997. Т.28, №1. С.3-26.

29. Лузиков В.Н. Контроль качества: белки и органеллы // Биохимия. 2002. Т.67., вып.2. С.205-219.

30. Мац В.Н. Нейроно-глиальные соотношения в неокортексе при обучении //М.: Наука. 1994. 95с.

31. Назаров И.Н., Казицина Л.А., Зарецкая И.И. Исследование спектров поглощения 2,4- динитрофенилгидразонов карбонильных соединений// Журн. Общ. Химии, 1956, т.27 (89), вып. 3, с. 606-623

32. Никушкин Е.В., Перекисное окисление липидов в ЦНС в норме и при патологии // Нейрохимия. 1989. Т.8, №1. С.124-145.

33. Окада Ш. Радиационная биохимия клетки // М.: Мир. 1974.408с.

34. Оленев С.Н. Развивающийся мозг. (Клеточные, молекулярные и генетические аспекты нейроэмбриологии) // Ленинград: Наука, Ленинградское отделение. 1978.222с.

35. Онуфриев М.В., Степаничев М.Ю., Лазарева Н.А., Гуляева Н.В. Активность NO-синтазы и генерация активных форм кислорода в отделах мозга старых крыс: соотношение с индивидуальным поведением // Бюл. Эксперим. Биологии и медицины. №8. С.145-149.

36. Ордян Н.Э., Пивина С.Г. Характеристика поведения и стрессореактивности гипофизарно-адренокортикальной системы пренатально стрессированных крыс // Рос. физиол. журн. им. И.М. Сеченова. 2003. Т.84, №1. С.52-59.

37. Осипов А.Н., Азизова О.А., Владимиров Ю.А. Активные формы кислорода и их роль в организме // Успехи биол. химии. 1990. Т.31. С. 180-208.

38. Пескин А.В. Роль кислородных радикалов, образующихся при функционировании мембранных редокс-цепей, в повреждении ядерной ДНК // Биохимия. 1996. Т.61,вып.1.

39. Пескин А.В. О регуляторной роли активных форм кислорода. (Реплика на комментарий А.В. Калуева "К вопросу о регуляторной роли активных форм кислорода в клетке") // Биохимия. 1998. Т.63, вып.9. С.1307-1308.

40. Пескин А.В. Взаимодействие активного кислорода с ДНК // Биохимия. 1997. Т.62, вып. 12. С.1571-1678.

41. Пигарева З.Д. Биохимия развивающегося мозга // АМН СССР, Москва: Медицина, 1972. 312с.

42. Пионтковский И.А. Функция и структура мозга животного, облученного ионизирующей радиацией в антенатальном периоде // М.: Наука, 1964. 264с.

43. Самойлов М.О. Мозг и адаптация: молекулярно-клеточные механизмы // СПб.: Ип-т физиологии им. И.П. Павлова РАН, 1999.272с.

44. Семагин В.Н., Антипов В.В. Компенсаторпые возможности при облучении эмбрионов // М.: Наука, 1978.125с.

45. Скулачев В.П. Снижение внутриклеточной концентрации 02 как особая функция дыхательных систем клетки // Биохимия. 1994. Т29. С.1311-1316.

46. Скулачев В.П. О биохимических механизмах эволюции и роли кислорода // Биохимия. 1998. Т.68, вып.11. С.1570-1579.

47. Скулачев В.П. Старение организма особая биологическая функция, а нерезультат поломки сложной живой системы: биохимическое обоснование гипотезы Вейсмана // Биохимия. 1997. Т.62, вып.11. С.1394-1399.

48. Скулачев В.П. Феноптоз: запрограммированная смерть организма // Биохимия. 1999. Т.64, вып. 12. С. 1679-1688.

49. Степаничев М.А. Нейрохимические корреляты индивидуально-типологических особенностей поведения крыс: Автореф. дис. капд. биол. наук М., 1996.

50. Судаков К.В. Пластичность системных механизмов мозга // Успехи физиологических наук. 1996. Т.27, №2. С.3-23.

51. Флеров М.А., Толстухина Т.И. Метаболизм фосфолипидов нейронов и нейроглии при судорогах // Вопр. мед. химии. 1992. Т.32, №2. С.40-43.

52. Флеров М.А. Выделение нейронов и нейроглии коры головного мозга крыс различного возраста // Вестник ЛГУ. №9. С. 174-180.

53. Флеров М.А., Герасимова И.А., Вьюшина А.В. Влияние пренатального стресса на свободнорадикальное окисление липидов головного мозга в постнатальном онтогенезе // Нейрохимия. Т22, №2.2005. С.102-107.

54. Фридович И. Радикалы кислорода, пероксид водорода и токсичность кислорода // Свободные радикалы в биологии, под ред. У. Прайора. М.: Мир, 1979. Т.2.328с.

55. Хавинсон В.Х., Баринов В.А., Арутюнян А.В., Малинин В.В. Свободнорадикальное окисление и старение. СПб: Наука, 2003. 327с.

56. Хансон К.П. Программированная клеточная гибель (апоптоз): молекулярные механизмы и роль в биологии и медицине // Вопросы мед. химии. 1997. С.402-411.

57. Хенриксен Т. и др. Образование свободных радикалов в белках и защита от радиационного поражения. В книге: Свободные радикалы в биологии // М.: Мир, 1979. Т.2.328с.

58. Хиден X., Ланге П.В. Синтез кислых белков в нервных клетках при формировании нового поведения // Журн. эволюц. биохим. и физиол. 1969. Т.5, №2. С. 145-157.

59. Чернов Н.Н. Глутатионредуктаза. В книге: «Белки и пептиды», под ред. Иванова В.Т., Липкина В.М. 1995. С.448.

60. Чернышева М.П. Пространственно-временная структура организма // В книге: «Основы нейроэндокринологии», под ред. Шаляпиной В.Г., Шабанова

61. П.Д., СПб.: Элби-СПб., 2005. С.472.

62. Шатаева J1.K., Хавинсон В.Х., Ряднова И.Ю. Пептидная саморегуляция * живых систем (факты и гипотезы) // Наука, СПб. 2003. С.222.

63. Шаляпина В.Г., Зайченко И.Н., Батуев А.С., Ордян Н.Э. Изменение нейроэндокринной регуляции приспособительного поведения после стресса в позднем пренатальном онтогенезе // Рос. физиол. журн. им. И.М. Сеченова. 2001. Т.87. С.1193-1201.

64. Acquaah-Mensah G.K., Kehrer J.P., Leslie S.W. In utero ethanol suppresses cerebellar activator protein-1 and nuclear factor-kappa В transcriptional activation in a rat fetal alcohol syndrome model // J. Pharmacol. Exp. Ther. 2002. V.301, №1. P.277-283.

65. Adachi Y., Satomoto M., Higuchi H., Watanabe K., Satoh T. The effect ofnormobaric oxygen inhalation and halothane anesthesia on the level of interstitial striatal dopamine of rats using in vivo microdialysis study // Masui. 2002. V.51, №3. Р.240-246/

66. Agarwal S., Sohal R.S. Relationship between susceptibility to protein oxidation, aging, and maximum life span potential of different species // Experimental Gerontology. 1996. V.31, №3. P.365-372.

67. Biol. Radioecol. 2002. V.42, №3. P.322-330.

68. Aksenova M/V., Aksenov M.Y., Carney J.M., Butterfield D.A. Protein oxidation and ensym activity decline in old brown Norway rats are reduced by dietary restriction // Mechanisms of ageing and development. 1998. V.100, №2. P.l 57-168.

69. Allen R.G., Pintar J.E., Stack J., Kendall J.W. Biosynthesis and processing of pro-opiomelanocortin-derived peptides during fetal pituitary development // Develop. Biol. 1984. V.102. P.43-50.

70. Allen Т.О., Haggertn B.N. Group housing of pregnant mice reduced copulatory receptivity of female progeny //Physiol. Behav. 1977. V.19. P.61-68.

71. Almli L.M., Hamrick S.E., Koshy A.A., Tauber M.G., Ferriero D.M. Multiple pathways of neuroprotection against oxidative stress and excitotoxic injury in immature primary hippocampal neurons // Brain Res. Dev. Brain Res. 2001. V.132,2. Р.121-129.

72. Archakov A.I., Mokhosoev I.M. Modification of proteins by active oxygen * and their degradation // Biokhimiia. 1989. V.54, №2. P. 179-186.

73. Arivazhagan P., Thilakavathy Т., Ramanathan K., Kumaran S., Panneerselvam C. Effect of DL-alpha-lipoic acid on the status of lipid peroxidation and protein oxidation in various brain regions of aged rats // J. Nutr. Biochem. 2002. V.13, №10. P.619-624.

74. Ben-Shachar D., Zuk R., Glinka Y. Dopamin neurotoxicity: inhibition of mitochondrial respiration // J. Neurochem. 1995. V.64, №2. P.718-723.

75. Berger M.A., Barros V.G., Sarchi M.I., Tarazi F.I., Antonelli M.C. Long-term effects of prenatal stress on dopamine and glutamate receptors in adult rat brain //

76. Neurochem. Res. 2002. V.27, №11. P. 1525-1533.

77. Blanchetot C., Tertoolen L.G., Den H. Regulation of receptor protein-tyrosin phosphatase alpha by oxidative stress // EMBO J. 2002. feb.15, V 21, №4, P.493-503.

78. Boog G. Obstetrical complications and further schizophrenia of the infant: a new medicolegal threat to the obstetrician2 // J. Gynecol. Obstet. Biol. Reprod. 2003. V.32, №8, Pt.l. P.720-727.

79. Boveris A. Mitochondrial production of superoxide radical and hydroxigen peroxide // Adv. Exp. Med. Biol. 1977. V.78. P.67-82.

80. Brown R.K., Kelly F.G. Evidence for increased oxidative damage in patients with cystic fibrosis 111994. Pediatric Research. V36, №4. P.487 493.

81. Burdon R.H. Control of cell proliferation by reactive oxygen species // Biochem. Soc. Trans. 1996. V24, №4, P.1028-1035.

82. Cambonie G., Hirbec H., Michaud M., Kamenka J.M., Barbanel G. Prenatalinfection obliterates glutamate-related protection against free hydroxyl radicals in neonatal rat brain // J. Neurosci. Res. 2004. V.75, №1. P.125-132.

83. Cardozo-Pelaez F., Stedeford T.J., Brooks P.J., Song S., Sanchez-Ramos J.R. Effects of diethylmaleate on DNA damage and repair in the mouse brain // Free Radic. Biol. Med. 2002. V.33, №2. P.292-298.

84. Chapillon P., Partia V., Roy V., Vincent A., Caston J. Effects of pre- and postnatal stimulation on developmental, emotional and cognitive aspects in rodents: a review// Dev. Psychobiol. 2002. V.41, №4. P.373-387.

85. Charmandari E., Kino Т., Souvatzoglou E., Chrousos G.P. Pediatric stress: hormonal mediators and human development // Horm. Res. 2003. V.59, №4. P.161-179.

86. Chevion M., Berenshtein E., Stadman E.R. Human studies related to proteinoxidation: protein carbonyl content as a marker of damage // Free Radical research. 2000. №33. P.99-108.

87. Ciolino H.P., Levine R.L. Modification of proteins in endothelial cell death during oxidative stress // Free Radical Biology and Medicine // 1997. V.22, №7. P.1277-1282.

88. Сое C.L., Lulbach G.R., Schneider M.L. Prenatal disturbance alters the corpus callosum in young monkeys // Dev. Psychobiol. 2002. V.41, №2. P. 178-185.

89. Сое C.L., Kramer M., Czeh В., Gould E., Reeves A.J., Kirschbaum C., Fuchs E. Prenatal stress diminishes neurogenesis in the dentate gyrus of juvenile rhesust monkeys // Biol. Psychiatry. 2003. V.54, №10. p. 1025-1034.

90. Cohn J.A., Tsai L., Friguet В., Szweda L.I. Chemical characterization of a protein-4-hydroxy-2-nonenal cross-link: immunochemical detection in mitochondria exposed to oxidative stress // Arch, of Biochem. Biophys. 1996. V.328, №1. P.158-164.

91. Davies K.J. Intracellular proteolytic systems may function as secondary antioxidant defenses: an hypothesis // J. Free Radic. Biol. Med. 1986. V.2, №3 P.155-173.

92. Davies K.J. Protein damage and degradation by oxygen radicals // J.Biol. Chem. 1987. V.262,№20. P.9895-9901.

93. Dedov V.N., Gabai V.L., Cherniak B.V. Effect of protein inhibitors of * mitohondrial ATPase in intact rat thymocytes and Ehrlich ascites carcinoma cells //

94. Biokhimiia. 1995. V.60, №7. P.l 138-1145.

95. Dubey A., Forster M.J., Sohal R.S. Effect of the spin-trepping compound N-ter-butyl-alpha-phenylnitrone on protein oxidation and life span // Arch, of Biochem. Biophys. 1995. V.324, №2. P.249-254.

96. Edwards H.E., Dortok D., Tarn J., Won D., Bumhum W.M. Prenatal stress alters seizure Thresholds and the development of kindled seizures in infant and adult rats // Horm. Behav. 2002. V.42, №4. P.437-447.

97. Franzon R., Lamers M.L., Wonnmacher C.M., Wajner M., Wyse A.T. ^ Evidence that oxidativ stress is involved in the inhibitory effect of proline on

98. Na(+),K(+)-ATFase activity in synaptic plasma membrane of rat hippocampus // Int. J. Dev. Neurosci. 2003. V.21, №6. P.303-307.

99. Fiye C.A., Orecki Z.A. Prenatal stress alters reproductive responses of rats in behavioral estrus and paced mating of hormone-primed rats // Horm. Behav. 2002. V.42, №4. P.472-483.

100. Fu S., Gebicki S., Jessup W., Gebicki J.M., Dean R.T. Biological fate of amino acid, peptide and protein hydroperoxides // Biochem. J. 1995. V.311, pt. 3. P.821-827.

101. Gebicki S., Gebicki J.M. Crosslinking of DNA and proteins induced by protein hydroperoxides // Biochem. J. 1999. V.338, pt. 3. P.629-636.

102. Goldberg W.J., Watson B.D., Busto R., Kurchner H., Sanitso M., Ginsberg M.D. Concurrent measurement of (Na+,K+)-ATPase activity and lipid peroxides in rat brain following reversible global ischemia // Neurochem. Res. 1984. V.9, №12. P. 1737-1747.

103. Grune Т., Reinheckel Т., Davies K.J.A. Degradation of oxidized proteins in K562 human hematopoietic cells by proteasome // J. Biol. Chem. 1996. V.271, №26. P. 15504-15509.

104. T. Sex differences in learning deficits induced by prenatal stress in juvenile rats // Behav. Brain. Res. 2004. V.150, №1-2. P.149-157.

105. Habig W.H., Pabst M.J., Jacoby Glutathion-S-Transferses // J. Biol. Chem. 1974. V. 249, № 22. P.7130-7139.

106. Halliwell B. Free radicals, proteins and DNA oxidative damage versus redox regulation // Biochem. Soc. Trans. 1996. V.24, №4, P.1023-1027.

107. Halliwell B. Role of free radicals in the neurodegenerative diseases: therapeutic implication for antioxidant treatment // Drugs Aging. 2001. V.18, №9.1. P.685-716.

108. Halliwell В., Whiteman M. Meashuring reactive species and oxidative damage in vivo and cell culture: how should you do it and what do the results mean? // Brit. J. Pharmacol. 2004. N142. P.231-255.

109. Hartley D.P., Kroll D.J., Petersen D.R. Prooxidant-initiated lipid peroxidation in isolated rat hepatocytes: detection of 4-hydroxynonenal- and malondialdehyde-protein adducts // Chemical Research in Toxicology. 1997. V.10, №8. P.895-905.

110. Herrenkohl L.R. Prenatal stress reduced fertility and fecundity in female offspring//Science. 1979. V.206. P. 1097-1099.

111. Huizink A.C., Mulder E.J., Buitelaar J.K. Prenatal stress and risk for psychopathology: specific effects or induction of general susceptibility? // Psychol. Bull. 2004. V.130,№l.P.l 15-142.

112. Inagi R., Miyata T. Oxidative protein damage with carbohydrates and lipids in uremia: «carbonyl stress» //1999. Blood Purification. V.17, №2-3. P.95-98.

113. Juares I., Silva-Gomez A.B., Peralta F., Flores G. Anoxia at birth induced hyperresponsiveness to amphetamine and stress in postpubertal rats // Brain Res, 2003. V.992, №2. P.281-287.

114. Jung O., Marclund S.L., Geiger H., Pedrazzini Т., Busse R., Brandes R.P.

115. Extracellular Superoxide Dismutase is a major determinant of nitric oxide bioavailability : in vivo and ex vivo evidence from ecSOD-deficient Mice // Circulation Research. 2003. N93, P.622-629.

116. Kaiser S., Kruijver F.T., Swaab D.F., Sachser N. Early social stress in female guinea pigs induces a masculinization of adult behavior and corresponding changes in brain and neuroendocrine function // Behav. Brain Res. 2003. V.144, №1-2. P.199-210.

117. Kaufmann J.A., Bickford P.C., Taglialatela G. Free radical-dependent changes in constitutive Nuclear factor kappa В in the aged hippocampus // Neuroreport. 2002. V.13, №9. P.1917-1920.

118. Kelley B.B., Mc Cord J.M., Fridovich I. Superoxide dismutase from Escherichia coli В III. Biol. Chem. 1970. V.245, №22. P.6176-6181.

119. Kelley B. Age and nitrogen content of rabbit brain parts // Amer. J. Physiol. 1956. V.185. P.299.

120. Kennaway D.J. Programming of the fetal suprachiasmatic nucleus and subsequent adult rhythmicity // Trends Endocrinol. Metab. 2002. V.13, №9. P.398-402.0

121. Khar M.F., Wu X., Boor P.J., Ansari G.A. Oxidative modification of lipids and proteins in aniline-induced splenic toxicity // Toxicol. Sci. 1999. V.48, №1. P.134-140.

122. Kinnunen A.K., Koenig J.I., Bilbe G. Repeated variable prenatal stress alters pre- and postsynaptic gene expression in the rat frontal pole // J. Neurochem. 2003. V.86, №3. P.736-748.

123. Koenig J.I., Kirkpatrick В., Lee P. Glucocorticoid hormones and early brain development in schizophrenia // Neuropsychopharmacology. 2002. V.27, №2. P.309-318.

124. Kolman O. The role of prenatal stress in the etiology of developmental behavioral disorders // Neurosci. Biobehav. Rev. 2002. V.26, №4. P.457-470.

125. Koo J.W., Park C.H., Choi S.H., Kim N.J., Kim H.S., Choe J.C., Suh Y.H. The postnatal environment can counteract prenatal effects on cognitive ability, cellproliferation, and synaptic protein expression // FASEB J. 2003. V.17, №11. P.1556-1558.

126. Koutsilieri E., Scheller C., Tribl F., Kiederer P. Degeneration of neuronal cells due to oxidative stress microglial contribution // Parkinsonism Relat. Disord. 2002. V.8, №6. P.401-406.

127. Kroncke K.D., Fehser K., Kolb-Bachofen V. Nitric Oxide: Cytotoxity versus Cytoprotection How, Why, When, and Where? // Nitric Oxid: biology and Chemistry. 1997. V.l, №2. P.107-120.

128. Lehotsky J., Kaplan P., Matejovicova M., Murin R., Racay P., Raemaekers L. Ion transport systems as targets of free radicals during ishemia reperfusion injury // Gen. Physiol. Biophys. 2002. V.21, №1. p.31-37.

129. Lemon J.A., Boreham D.R., Rollo C.D. A dietary supplement abolishes age-related cognitive decline in transgenic mice expressing elevated free radical processes

130. Exp. Biol. Med. 2003. V.228, №7. P.800-810.

131. Lenz A.G., Costabel U., Maier K.L. Oxidized BAL fluid proteins in patients with interstitial lung diseases. // Europ. Resp. J. 1996. V.9, №2. P.307-312.

132. Lesusse C., Martin L.J. Long-term culture of mouse cortical neurons as a model for neuronal development, aging, and death // J. Neurobiol. 2002. V.51, №1.1. Р.9-23.

133. Levine R.L. Proteolysis induced by metal-catalyzed oxidation I I Rev. Sobre Biologia Celular. 1989. V.21. P.347-360.

134. Lyras L., Evans P.J., Shaw P.J., Ince P.G., Halliwell B. Oxidative damage and motor neuron disease difficulties in the measurement of protein carbonyls in human brain tissue // Free Rad. Research. 1996. V.24, № 5. P.397-406.

135. Mahmoodi H., Hadley M., Chang Y.X., Draper H.H. Increased formation and degradation of malondialdehyd-modifled proteins under conditions of peroxidative stress // Lipids. 1995. V.30, №10. P.963-966.

136. Marcillat O., Zhang Y., Lin S.W., Davies K.J. Mitochondria contain a proteolytic system which can recognize and degrade oxidatively-denatured proteins // Biochem. J. 1988. V.254, №3. P.677-683.

137. Marklund S.L. Extracellular superoxide dismutase and other superoxide dismutase isoenzymes in tissues from nine mammalian species // Biochem. J. 1984. V.222. P.649-655.

138. Matthews S.G. Early programming of the hypothalamo-pituitary-adrenal axis // Trends Endocrinol. Metab. 2002. V.13, №9. P.373-380.

139. McClure W.O., Ishtoyan A., Lyon M. Very mild stress of pregnant rats reduces volume and cell number in nucleus accumbens of adult offspring: some parallels to schizophrenia // Brain. Res. Dev. Brain Res. 2004. V.149, №1. P.21-28.

140. McGrath L.T., Mallon P., Dowey L., Silke В., McClean E., McDonnel M., Devine A., Copeland S., Elborn S. Oxidative stress during acute respiratory exacerbations in cystic fibrosis // Thorax. 1999. V54, №6. P. 518-523.

141. Meissner C., Mohamed S.A., Von W., Oehmichen M. The mitochondrial genome and aging // Z. Gerontol. Geriatr. 2001. Dec.V34. N6. P.447-451.

142. Meki A.R., Hussein A.A. Melatonin reduced oxidative stress induced by ochratoxin A in rat liver and kidney // Сотр. Biochem. Physiol. Toxico. Pharmacol. 2001. V.130, №3. P.305-313.

143. Miura Т., Muraoka S., Ogiso T. Inhibition of hydroxyl radical-induced protein damages by trolox // Biochem. Mol. Biol. International. 1993. V.31, №1. P.125-133.

144. Miyake H., Kadoya A., Ohyashiki T. Increase in molecular rigidity of the protein conformation of brain Na+-K+ ATPase by modification with 4-hydroxy-2-nonenal // Biol. Pharm. Bull. 2003. V.26, №12. P.1652-1656.

145. Moosmann В., Skutella Т., Beyer K., Behl C. Protective activity of aromatic amines and imines against oxidativ nerve cell death // Biologycal Chemistry 2001. V.382, №11. P.1601-1612.

146. Morford L.L., Inman-Wood S.L., Gudelsky G.A., Williams M.T., Vorhees C.V. Impared spatial and sequential learning in rats treated neonatally with D-fenfluramine // Eur. J. Neurosci. 2002. V.16, №3. P.491-500.

147. Morin C., Zini R., Simon N., Tillement J.P. Dehydroepiandrosteron and alpha-estradiol limit the functional alteration of rat brain mitochondria submitted to different experimental stresses // Neuroscience. 2002.VI15. N2. P.415-424.

148. Morley-Fletcher S., Rea M., Maccari S., Laviola G. Environmental enrichment during adolescence reverses the effects of prenatal stress on play behavior and HPA axis reactivity in rats // Eur. J. Neurosci. 2003. V.18, №12. P.3367-3374.

149. Murphy T.C., Amaranath V., Picklo M.J. Mitochondrial oxidation of 4-hydroxy-2-nonenal in rat cerebral cortex // J. Neurochem. 2003. V.84, №6. P.1313-1321.

150. Nakanishi H., Tominaga К., Amano Т., Hirotsu I., Inoue Т., Yamamoto K. Age-related changes in activities and localizations of cathepsins D, E, B, and L in the rat brain tissues. // Exp. Neurol. 1994. V.126, №1. P. 119-128.

151. Niemela O. Aldegid-protein adducts in the liver as a result of ethanol-induced oxidative stress // Frontiers in Bioscience. 1994. V.4. P.506-513.

152. Ogawa N., Asanuma M., Kondo Y., Kawada Y., Yamamoto M., Mori A. Differential effects of chronic L-dofa treatment on lipid peroxidation in the mouse brain with or without pretreatment with 6-hydroxydopamine // Neurosci Lett -1994. V.171 №1-2 p.55-58

153. Okatani Y., Wakatsuki A., Shinohara K., Taniguchi K., Fukaya T. Melatonin protects against oxidative mitochondrial damage induced in rat placenta by ishemia and reperfusion // J. Pineal Res. 2001. V.31, №2. P.173-178.

154. Olszewski A.J., McCully K.S. Homocysteine metabolism and the oxidative modification of proteins and lipids // Free Rad. Biol. Med. 1993. V.14, №6. P.683-693.

155. Pacifici R.E., Davies K.J. Protein, lipid and DNA repair systems in oxidative stress: the free-radical theory of aging revisited // Gerontology. 1991. V.37, №1-3. P.166-180.

156. Palacino J.J., Sagi D., Goldberg M.S., Krauss S., Motz C., Klose J., Shen J. Mitochondrial dysfunction and oxidative damage in Parkin-deficient mice // J. Biol. Chem. 2004.

157. Pansarasa O., Castagna L., Colombi В., Vecchiet J., Felzani G., Marzatico F. Age and sex differences in human skeletal muscle: role of reactive oxygen species // Free Rad. Res. 2000. V.33, №3. P.287-293.

158. Pansarasa O., Castagna L., Colombi В., Vecchiet J., Felzani G., Marzatico F.

159. Age and sex differences in human skeletal muscle: role of reactive oxygen species // Free Rad. Res. 2000. V.33, №3. P.287-293.

160. Pazdernik T.L., Emerson M.R., Crose R., Nelson S.R., Samaon F.E. Soman-induced seizures: Limbic activity, oxidative stress and neuroprotective proteins // J. Appl. Toxicol. 2001. №1. P.87-94.

161. Pechinot D., Cohen A. Plasma corticosterone in relation to adrenocorticotrophic hormone in the fetal rat // J. Physiol. (France). 1980. V.76.ш P.605-609.

162. Perlman J.M. Cognitive and behavioral deficits in premature graduates of intensive care // Clin. Perinatol. 2002. V.29, №4. P.779-797.

163. Radak Z., Nakamura A., Nacamoto H., Asano K., Ohno H., Goto S. A period of anaerobic exercise increases the accumulation of reactive carbonyl derivatives in the lung of rats. // Pflugers Archiv. Europ. J. Of Phisiol. 1998. V.435, №56. P.439-441.

164. Raj D.S., Choudbury D., Welbourne T.C., Levi M. Advanced glication end products: Nephrologist,s perspective // American J. of Kidney Diseases. 2000. V.35, №3. P.365-380.

165. Reinheckel Т., Noack H., Lorenz S., Wiswedel I., Augustin W. Comparison ofprotein oxidative stress in isolated mitochondria // Free Rad. Res. 1998. V.29, №4. P.297-305.

166. Requena J.R., Fu M.X., Ahmed M.U., Jenkins A.J., Lyons T.J., Thorpe S.R.1.poxidation products as biomarkers of oxidative damage to proteins during lipid peroxidation reactions//Nephrology, dialysis, transplantation. 1996. №.5. P.48-53.

167. Rivett A.J., Roseman J.E., Oliver C.N., Levine R.L., Stadtman E.R. Covalent modification of proteins by mixed-function oxidation: recognition by intracellular proteases // Progr. in Clin. & Biol. Res. 1985. V.180. P.317-328.

168. Rosenstiel P., Sievers J., Lucius R. Deprenyl fails to promote axonal regeneration of retinal ganglion cells in vitro and in vivo // Cells Tissue Res. 2002. V.308, №2. P. 167-175.

169. Sah R., Galeffi F., Ahrens R., Jordan G., Schwartz-Bloom R.D. Modulation of the GABA (A)-gated chloride channel by reactive oxygen species // J. Neurochem. 2002. V.80, №3. P.383-391.

170. Sakaida I., Kyle M.E., Farber J.L. Autophagic degradation of protein generates a pool of ferric iron required for the killing of cultured hepatocytes by an oxidativ stress // Mol. Pharmac. 1990. V.37, №3. P.435-442.

171. Salchner P., Engidawork E., Hoeger H., Lubec В., Singewald N. Perinatalasphyxia exerts lifelong effects on neuronal responsiveness to stress in specific brain regions in the rat // J. Investig. Med. 2003. V.51, №5. P.288-294.

172. Salm A.K., Pavelko M., Krouse E.M., Webster W., Kraszpulski M., Birkle D.L. Lateral amygdaloid nucleus expansion in adult rats is associated with exposure to prenatal stress // Brain Res. Dev. Brain Res. 2004. V. 148, №2. P. 159-167.

173. Sato E., Oda N., Ozaki N., Hashimoto S., Kurokawa Т., Ishibashi S. Early and transient increase in oxidative stress in the cerebral cortex of senescence-accelerated mouse // Mech. of Ageing Dev. 1996. V.86, №2. P.105-114.

174. Schneider M.L., Moore C.F., Kraemer G.W. Moderate level alcohol during pregnancy, prenatal stress or both and limbic-hypothalamic-pituitary-adrenocorticalaxis response to stress in rhesus monkeys // Child Dev. 2004. V.75, №1. P.96-109.

175. Seckl J.R. Glucocorticoid programming of the fetus; adult phenotypes and molecular mechanisms // Mol. Cell Endocrinol. 2001. V.l85, №1-2. p.61-71.

176. Sellinger O.L., Azcura I.M., Jonson D.E., Ohlsson W., Lodin Z. Independence of protein synthesis and drug uptake in nerve cell bodies and glial cells isolated by a new technique//1971. Nature new boil. V.230. p.253-256.

177. Shemyakov S.E., Mikhailova E.V. The dynamics of morphological measures and lipid peroxidation during aging of the cerebral cortex in humans // Neurosci. Behav. Physiol. // 2003. V.33, №3. P.195-197.

178. A 202. Shemyakov S.E., Mikhailova E.V. The dynamics of morphological measuresand lipid peroxidation during aging of the cerebral cortex in humans // Neurosci. Behav. Physiol. //2003. V.33, №3. P.195-197.

179. Shivakumar B.R., Ravindranath V. Oxidativ stress and thiol modification induced by chronic administration of haloperidol H J. Pharmacol. Exp. Ther. 1993. V.265,№3.P.l 137-1141.

180. Sitte N., Merker K., Grune T. Proteasome-dependent degradation of oxidized proteins in MRC-5 fibroblasts // FEBS Letters. 1998. V.440, №3. P.399-402.

181. Sledzinski Z., Antosiewicz J., Wozniak M., Ostrowski M.M., Stanek A., Wajda Z. Modification of proteins in the course of oxidative stress in acutet experimental pancreatitis // Wiadomosci Lekarskie. 1997. Pt.2, №1. P.l 15-118.

182. Sohal R.S., Sohal B.H., Orr W.C. Mitochondrial superoxide and hydrogen peroxide generation, protein oxidative damage, and longevity in different species of flies // Free Rad. Biol. & Med. 1995. V.l9, №4. P.499-504.

183. Sokolova N.A., Maslova M.V., Maklakova A.S., Ashmarin I.P. Prenatal hypoxic stress: physiological and biochemical consequences, correction by regulator peptides // Usp. Fiziol. Nauk. 2002. V.33, №2. P.56-67.

184. Sotomatsu A., Nakano M., Hirai S. Phospholipid peroxidation induced by the catechol-Fe3+(Cu2+) complex: a possible mechanism of nigrostriatal cell damage // Arch, of Biochem. & Biophys. 1990. V.283, №2. P.334-341.

185. Sriram K., Pai K.S., Boyd M.R., Ravindranath V. Evidence for generation of oxidative stress in brain by MPTP: in vitro and vivo studies in mice // Brain Res. 1997. V.749, №1. P.44-52.

186. Stadtman E.R. Protein oxidation and aging // Science. 1992. V.257, №5074. P. 1220-1224.

187. Stadtman E.R. Metal ion-catalyzed oxidation of proteins: biochemicalmechanism and biological consequences // Free Rad. Biol. & Med. 1991. V. 10.

188. Starke-Reed P.E., Oliver C.N. Protein oxidation and proteolysis during aging and oxidative stress // Arch, of Biochem. & Biophys. 1989. V.275, №2. P.559-567.

189. Sternberg W.F., Ridgway C.G. Effects of gestational stress and neonatal handing on pain, analgesia and stress behavior of adult mice // Physiol. Behav. 2003. V.78, №3. P.375-383.

190. Stone D.J., Walsh J.P., Sebro R., Stevens R., Pantazopolous H., Benes F.M. Effects of pre- and postnatal corticosterone exposure on the rat hippocampal GAB Asystem // Hippocampus. 2001. V.l 1, №5. P.492-507.

191. Stralin P., Marclund S.L. Effects of oxidative stress on expression of extrace411ular superoxide dismutase and Mn-superoxid dismutase in human dermal fibroblasts // Biochem. J. 1994. N298. P.347-352.

192. Sulkowski G., Bubko I., Struzynska L., Januszewski S., Walski M., Rafalowaka U. Astrocytic response in the rodent model of global cerebral ishemia and during reperfusion // Exp. Toxicol. Pathol. 2002. V.54, №1. P.31-38.

193. Takahashi L.K., Turner J.G., Kalin N.H. Prenatal stress alters brain catecholaminergic activity and potentiates stress-induced behavior in adult rats // Brain. Res. 1992. V.574, №1-2. P.131-137.

194. Metabolic Research 2000. V32, №1. P. 40-43.

195. Tian L., Cai Q., Bowen R., Wei H. Effect of caloric restriction on age-related oxidative modifications of macromolecules and limfocyte proliferation in rats // Free Rad. Biol, and Med. 1995. VI9, №6. P.859-865.

196. Thornalley P.J. Pharmacology of methylglyoxal: formation, modification of proteins and nucleic acids, and enzymatic detoxification-a role in pathogenesis and antiproliferative chemotherapy // General Pharmacology. 1996. V.27, №4. P.565-573.

197. Thomson S.L., Gerland J., Swallow J.G., Carter P.A. Response of Sod-2 enzyme activity to selection for high voluntary wheel running // Heredity. 2002. V.88, №1. P.52-61.

198. Ursini F., Maiorino M., Gregolin C. Phospholipid hydroperoxid glutathion peroxidase // Int. J. Tissue React. 1986. V.8, N2, P.99-103.

199. Varsila E., Pesonen E., Andersson S. Early protein oxidation in the neonatal lung is related to development of chronic lung disease // Acta pediatrica. 1995. V84, №11. P. 1296-1299.

200. Vilar-Rojas C., Guzman-Grenfell A.M., Hicks J.J. Participation of oxygen-free radicals in the oxido-reduction of proteins // Arch, of Med. Res. 1996. V.27, №1. P.l-6.

201. Visser J.E., Smith D.W., Moy S.S., Breese G.R., Friedmann Т., Rothstein J.D., Jinnah H.A. Oxidative stress and dopamine deficiency in a genetic mouse model of Lesch-Nyhan disease // Brain Res. Dev. Brain Res. 2002. V.133, №2. P.127-139.

202. Voitenko N.N. Brain monoamine oxidase in prematuraly aging OXYS rats // Vopr. Med. Khim. 2001. V.47, №6. P.582-587.

203. Ward I.L., Prenatal stress feminizes and demasculinizes the behavior of mailcs // Science. 1972. V.175. P.82-84.

204. Watanabe Y.G., Daikoku S. Immunohistochemical study on the cytogenesis of adenohypophyseal cell in fetal rats // Develop.Biol. 1979. V.68. P.557-567.

205. Weinstock M. Does prenatal stress impair coping and regulation of hypothalamic-pituitary-adrenal axis? // Neurosci. Biohav. Rav. 1997. V.21, №. P.l-10.

206. Weinstock M. Can the behavior abnormalities induced by gestational stress in rats be prevented or reversed? // Stress. 2002. V.5, №3. P.167-176.

207. Weinstock M. Alterations induced by gestational stress in brain morphology and behavior of the offspring // Prog. Neurobiol. 2001. V.65, №5. P.427-451.

208. Weisinger R.A., Fridovich I. Superoxid Dismutase // J. of Biol. Chem. 1973. V.218, №10. P.3582-3592.

209. Winterbourn C.C., Buss I.H., Chan T.P., Plank L.D., Clare M.A., Winsdor J.A. Protein carbonyl measurement show evidence of early oxidative stress in critically ill patients // Critical Care Medicine 2000. V.28, №1. P.143-149.

210. Wolff S.P., Jang Z.Y., Hunt J.V. Protein glication and oxidative stress in diabetes mellitus and ageing // Free Rad. Biol, and Med. 1991. V.10, №5. P.339-352.

211. Wratten M.L., Sereni L., Tetta C. Hemolipodialisis attenuates oxidative stress and removes hydrophobic toxins // Artificial Organs 2000. V24, №9. P.686-690.

212. Yamamoto M., Arishima K., Eguchi J. The sensitivity of the fetal rat adrenal gland to adrenocorticotropic hormone in vivo and in vitro // Biol. Neonate. 1986. V.50. P .48-54.

213. Yamamoto H.A., Mohanan P.V. Ganglioside GT1B and melatonin inhibit brain mitochondrial DNA damage and seizures induced by kainic acid in mice // Brain Res. 2003. V.964, №1. P.100-106.

214. Youngman L.D., Park J.Y., Ames B.N. Protein oxidation associated with agent is reduced by dietary restriction of protein or calories // Proc. Nat. Acad. Sci. (PNAS) 1992. V89, №22. P.9112-9116.

215. Zusterzeel P.L., Rutten H., Roelofs H.M., Peters W.H., Steegers E.A. Protein carbonyls in deciduas and placenta of pre-eclamptic women as markers for oxidative stress // Placenta. 2001. V22, №2-3. P.213-219.