Внутривидовой генетический полиморфизм русского осетра (Acipenser gueldenstaedtii) тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.15, кандидат биологических наук Тимошкина, Наталья Николаевна

  • Тимошкина, Наталья Николаевна
  • кандидат биологических науккандидат биологических наук
  • 2009, МоскваМосква
  • Специальность ВАК РФ03.00.15
  • Количество страниц 125
Тимошкина, Наталья Николаевна. Внутривидовой генетический полиморфизм русского осетра (Acipenser gueldenstaedtii): дис. кандидат биологических наук: 03.00.15 - Генетика. Москва. 2009. 125 с.

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Тимошкина, Наталья Николаевна

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Особенности биологии и среды обитания русского осетра

1.1.1 Морфологические и анатомические признаки вида

1.1.2 Характеристика ареала обитания популяций

1.1.3 Происхождение вида

1.2 Внутривидовая изменчивость и её анализ

1.2.1 Морфометрические маркеры

1.2.2 Биохимические маркеры

1.2.3 Молекулярно-генетические маркеры

1.2.3.1 Случайная амплификация полиморфной ДНК (RAPD)

1.2.3.2 Анализ полиморфизма длины амплифицированных 29 фрагментов (AFLP)

1.2.3.3 Анализ микросателлитной ДНК (STR)

1.2.3.4 Анализ однонуклеотидного полиморфизма (SNP)

1.2.3.5 Анализ полиморфизма митохондриальной ДНК

1.3 Принципы формирования ДНК-коллекций

1.4 Особенности генетического анализа осетровых рыб

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1 Объект исследования

2.2 Отбор проб

2.3 Морфометрические измерения

2.4 Определение возраста рыб

2.5 Постановка экспериментальных скрещиваний

2.6 Молекулярно-генетические методы

2.6.1 Экстракция тотальной ДНК

2.6.2 RAPD-анализ

2.6.3 Микросателлитный анализ (STR) ядерной ДНК

2.6.4 Определение «baerii-like» (BL) и «gueldenstaedtii» (GUE) 65 митотипов

2.7 Статистический анализ данных

3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

3.1 Исследование внутри- и межпопуляционного морфологического 69 полиморфизма русского осетра.

3.2 Генетический полиморфизм русского осетра по ДНК-маркерам

3.2.1 Внутри- и межпопуляционная изменчивость русского осетра 79 по RAPD-маркерам

3.2.2 Наследование микросателлитных маркеров в F

3.2.3 Внутри- и межпопуляционная изменчивость вида по STR- 92 маркерам

3.2.4 Определение «baerii-like» (BL) и «gueldenstaedtii» (GUE) 102 митотипов в природных популяциях русского осетра

3.3 Индивидуальная идентификация популяционной 105 принадлежности

Рекомендованный список диссертаций по специальности «Генетика», 03.00.15 шифр ВАК

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Внутривидовой генетический полиморфизм русского осетра (Acipenser gueldenstaedtii)»

Русский осетр (Acipenser gaeldenstaedtii Brandt, 1833) относится к реликтовой группе хрящевых ганоидов, первые находки которых датируются верхнеюрским периодом (более 200 млн. лет). До недавнего времени вид был многочисленным в фауне внутренних водоемов Евразии (бассейнов Каспийского и Черного морей) и имел большое промысловое значение. На сегодняшний день русский осетр, как и другие 24 представителя отряда Acipenseriformes, отнесен к группе редких видов и включен в Приложение II CITES (Convention on International Trade in Endangered Species of Wild Fauna and Flora) (Raymakers, 2006). Катастрофическое снижение численности русского осетра в основном обусловлено интенсивным строительством гидротехнических сооружений, препятствующих проходу половозрелых особей к местам нереста, расположенным в верховьях рек. Кроме того, высокий спрос и цена на черную икру и товарную осетрину привели к чрезмерному вылову (Vaisman, Raymakers, 2001).

Восполнение численности русского осетра в значительной мере осуществляется за счет искусственного воспроизводства на рыбоводных заводах. Так, например, в азовской популяции доля искусственно воспроизведенных рыб достигает 95% (Реков, 2000).

В связи с этим мероприятия по поддержанию численности вида должны учитывать сохранение его устойчивости, в значительной мере обусловливаемой его генетической гетерогенностью, и, соответственно, требуют знаний об эволюционно сформировавшейся популяционной структуре вида. Тем не менее, внутривидовая систематика русского осетра остается до сих пор предметом дискуссий. Являясь анадромным видом, русский осетр для размножения входит в определенные реки, а основную часть своей жизни проводит в малосоленых водах бассейнов трёх морей (Каспийского, Азовского, Чёрного), которые различаются по пространственным, температурным и продуктивным возможностям. Основываясь на поведенческих, экологических и меристических признаках, одни авторы подразделяют А. gueldenstaedtii на 3-4 географически изолированные формы с несколькими нерестовыми популяциями в каждой (Берг, 1948; Чугунов и др., 1964; Подушка, 2003), другие выделяют только популяции (Соколов, 2002; Vecsei et al., 2004).

В современной систематике наряду с морфологическим анализом широко используются методы оценки генетического полиморфизма с помощью молекулярных маркеров. Ранее проведенные исследования русского осетра выявили высокий уровень полиморфизма белков крови (Субботкин, 1987) и митохондриальной ДНК (Birstein, 2000; Корниенко и др. 2003; Doukakis et al., 2005; Rastorguev et al., 2008). Высокая плоидность генома (Birstein et al., 1997; Fontana et al., 2001), затрудняет анализ полиморфизма по ядерным маркерам. В литературе имеются данные по оценке полиморфизма некоторых видов осетровых рыб с помощью AFLP и микросателлитного (STR) анализа (Jenneckens et al., 2001; King et al., 2001; Congiu et al., 2002; Zane et al., 2002; Welsh et al., 2003). Популяционная структура и полиморфизм русского осетра по этим параметрам изучены в меньшей степени.

В связи с высокой экологической пластичностью, изменчивостью морфологических и биохимических признаков, сложной внутрипопуляционной организацией вида, ставшего редким, изучение популяциопной структуры русского осетра имеет большое практическое и научное значение.

Целью настоящей работы является исследование внутри- и межпопуляционного генетического полиморфизма русского осетра с помощью морфологического, а также молекулярно-генетического анализов с использованием методов RAPD, STR и ПЦР-идентификации митохондриальных гаплотипов.

Для достижения поставленной цели необходимо было решить следующие задачи.

1. Исследовать уровень морфологической изменчивости азовской популяции русского осетра и сравнить с ранее опубликованными данными по изменчивости популяций Каспийского моря и северо-западной части Черного моря.

2. Изучить с помощью RAPD- и STR-маркеров внутри- и межпопуляционную генетическую изменчивость вида.

3. Определить тип наследования ряда известных микросателлитных (STR) маркеров в экспериментальных скрещиваниях русского осетра.

4. Оценить эффективность использования микросателлитных маркеров для определения популяционной принадлежности особей русского осетра.

5. С целью определения частоты встречаемости "baerii-like" митотипа провести широкомасштабный скрининг трех (каспийской, азовской и черноморской) популяций русского осетра.

В ходе выполнения работы впервые с помощью морфологических и молекулярно-генетических маркеров был проведен сравнительный анализ изменчивости трех популяций русского осетра (азовской, каспийской и западно-черноморской). Исследована частота встречаемости митохондриального маркера («baerii-like» гаплотип) в азовской и черноморской популяциях. Для этих популяций определена также временная динамика частот встречаемости изученных митохондриальных гаплотипов. Предложена экспериментально обоснованная методика популяционной идентификации особей русского осетра с использованием базы аллельных частот STR-локусов. Получены молекулярно-генетические доказательства микроэволюционных процессов дивергенции черноморской и каспийской популяции с последующим отделением азовской популяции.

Полученные результаты имеют важное значение для изучения эволюционной систематики и филогении рода Acipenser и вида Acipenser gueldenstaedtii. Предложен набор генетических маркеров, который используется для индивидуальной паспортизации половозрелых особей русского осетра на осетровых рыбоводных заводах Каспийского бассейна. Выявленная временная динамика частот «сибиреподобного» («baerii-like») гаплотипа мтДНК и популяционных частот STR-аллелей может быть использована для более корректной оценки промыслового возврата особей русского осетра при искусственном воспроизводстве осетровых в Азовском бассейне.

В ходе выполнения экспериментальной части работы для постановки индивидуальных скрещиваний был создан лабораторный стенд для инкубации икры рыб, который зарегистрирован 27.05.2007 в Госреестре полезных моделей РФ (патент № 63172). Был предложен способ иммобилизации образцов очищенной ДНК, предусматривающий ее выделение, очистку и заключение в защитную оболочку для длительного хранения, что позволяет оптимизировать работу с тканевыми ДНК-со держащим и пробами (дата приоритета 14.11.2007).

Материалы диссертации включены в состав учебных материалов для занятий студентов биолого-почвенного факультета ЮФУ по курсам «Генетика» и «Теория эволюции», а также специальным курсам кафедры генетики.

Похожие диссертационные работы по специальности «Генетика», 03.00.15 шифр ВАК

Заключение диссертации по теме «Генетика», Тимошкина, Наталья Николаевна

ВЫВОДЫ

1. Сравнительный анализ трех популяций русского осетра свидетельствует о высокой внутривидовой изменчивости основных морфометрических характеристик русского осетра, на фоне которых азовскую популяцию отличают пропорции головы (C/AL) и более интенсивная скорость роста, каспийскую - больший полиморфизм по всем изученным признакам.

2. Результаты анализа геномной ДНК по RAPD- и STR-маркерам подтверждают высокий внутрипопуляционный полиморфизм русского осетра. По результатам STR-анализа генетическое расстояние, определенное для азовской и каспийской популяций несколько выше (FST=0,070), чем генетические дистанции, отделяющие черноморскую от каспийской и азовской (FST=0,058 и 0,043 соответственно).

3. С помощью микросателлитиого анализа родительских пар и поколения F|, полученного в результате экспериментальных скрещиваний, определен тетрасомный тип наследования использованных в работе STR-маркеров.

4. Исследованные маркеры микросателлитной и митохондриальной ДНК позволяют с высокой точностью определять принадлежность особей русского осетра к каспийской и черноморской популяциям (точность определения по данным STR анализа - 86 и 96% соответственно).

5. Распределение частот встречаемости "baerii-like" маркера митохондриальной ДНК дифференцирует популяции русского осетра. Обнаружение BL-маркера мтДНК в Азовском море и данные микросателлитиого анализа свидетельствует об изменениях в сложившейся популяционной структуре и генном разнообразии русского осетра уже в исторический период в результате искусственного воспроизводства и интенсивного рыболовства.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Сравнительно-морфологические, отологические и генетико-биохимические исследования русского осетра, проведенные в последние десятилетия, значительно расширили представления о путях миграции, формировании ареалов и популяционной структуре этого вида. Тем не менее, единой общепризнанной точки зрения на его внутривидовую систематику до сих пор не существует. Важными препятствиями на пути решения этого вопроса являются высокий уровень полиморфизма по многим изучаемым признакам и легкость образования не только межпопуляционных, но и межвидовых гибридов в отряде Acipenseriformes. В последнее десятилетие стремительное падение численности осетровых рыб Понто-Каспийского бассейна определяют сложность и ограничения в подборе материала для исследований, в результате чего осетровые не только потеряли промысловое значение, но и поставлены на грань исчезновения (Кнапп, 2007). Особая ситуация сложилась в Азовском море, где до 95 % популяции восполняется через систему искусственного воспроизводства и частично путем вселения рыб из каспийской популяции (Реков, Корнеев, 1987; Реков, 2000). Тем не менее, полученные нами результаты морфологических исследований современной азовской популяции согласуются с её характеристикой, приведенной в более ранних работах (Марти, 1940; Берг, 1947; Чугунов и Чугунова, 1964; Мовчан, 1967; Подушка, 2003). Наблюдаемые при межпопуляционном сравнении различия по морфометрическим признакам (количество жучек в продольных рядах, количество лучей в плавниках) не эффективны для индивидуальной идентификации, так как характеризуют группы перекрывающимися диапазонами значений (табл. 3.2). Более информативные для этих целей пластические признаки подвержены сильной индивидуальной и возрастной изменчивости. Таким образом, на сегодняшний день популяционную принадлежность русского осетра нельзя достоверно идентифицировать по морфологическим признакам.

Данные RAPD-анализа выявили высокий уровень внутрипопуляционной генетической изменчивости русского осетра (табл. 3.5). Однако этот тип молекулярно-генетических маркеров оказался также неэффективным при дифференциации популяций. Генетические дистанции между особями были больше, чем расстояния между формируемыми этими особями кластерами (рис. 3.7).

Микросателлитный анализ позволил надежно дифференцировать азовскую, каспийскую и черноморские популяции русского осетра (табл. 3.14). При этом была выявлена субпопуляционная структура выборки из Северо-западной части Чёрного моря, соответствующая локальным нерестовым группам.

Показанное на примере STR-анализа азовской популяции отсутствие изоляции меду смежными поколениями согласуется с возрастной структурой половозрелой части A. gueldenstaedtii (табл. 3.12, рис. 3.1). Разные сроки полового созревания самцов и самок обеспечивают участие в размножении производителей разных поколений, то есть существование потока генов между смежными генерациями. Приток в азовскую популяцию каспийских вселенцев должен был сопровождаться процессом «дедифференциации», то есть смешения и размывания диагностических признаков. Тем не менее, согласно тестам ;на дифференциацию азовскую популяцию от каспийской отделяет большее генетическое расстояние, чем расстояния, разделяющие их от черноморской популяции (табл. 3.14). Эффект интродукции удалось выявить с помощью STR-маркеров только в поколениях 2003-2004 гг.

Результаты определения "baerii-like" митотипа (BL) в трёх исследованных популяциях подтвердили специфичность данного маркера для каспийской популяции (табл. 3.15), в которой он и был впервые описан (Birstein et al., 1998; Jenneckens et al., 2000; Мюге и др. 2008).

В настоящее время русский осетр обитает в бассейнах морей, весьма различающихся по экологическим особенностям, а его внутривидовая дифференциация связана с эволюцией этих морей. Известно существование в конце плейстоцена распресненного водоема, располагавшегося в Азово-Черноморском бассейне, связь которого со Средиземным морем прекратилась вследствие падения уровня Мирового океана 15-40 тыс. лет назад (Федоров, 1978; Свиточ и др., 1999). Азовское море в этот период исчезало и превращалось в низменную долину, пересекаемую рекой Дон. Отсутствие BL-митотипа в черноморской популяции свидетельствует о незначительности или отсутствии миграции русского осетра из Каспийского моря в бассейн Черного моря по существовавшему непродолжительное время в конце ледникового периода Кумо-Манычскому водосбросу. Последовавшая затем трансгрессия Черного моря, вызванная прорывом средиземноморских соленых вод через Босфор, и появление вследствие подъема уровня вод Азовского моря позволили сформироваться азовской популяции русского осетра из части черноморской популяции и закрепили изоляцию популяций русского осетра в северо-западной части Черного моря и в Азове.

На основании анализа результатов исследований можно высказать предположение, что дивергенция каспийской и черноморской популяций русского осетра предшествовала отделению азовской популяции, что объясняет промежуточное положение черноморских особей, как по морфометрическим показателям (табл. 3.2), так и по данным микросателлитного анализа (табл. 3.14).

Данные о распространении митохондриального BL-маркера (табл. 3.15) в современных популяциях и отсутствие его в Черном море позволяют сделать предположение о том, что появление осетров с BL-митотипом в Азовском море вероятнее всего произошло в 20 веке, когда проводили интродукцию каспийских осетровых в Азовское море (Реков, 2000), что подтверждается отсутствием маркера в выборке азовского осетра до 1960-х годов (до начала планомерного вселения осетра из Каспия).

Таким образом, генетическая структура русского осетра отражает историю формирования современного ареала вида, процессы расселения и изоляции его локальных популяций, вследствие геологических преобразований внутриевразийских водоемов. В то же время, появление осетров с BL-митотипом в азовской популяции связано с началом интродукции каспийских осетровых в Азовское море. Данные микросателлитного анализа свидетельствуют о наименьшем уровне генетической изменчивости азовской популяции, испытывающей на протяжении последнего столетия наибольшее антропогенное давление.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Тимошкина, Наталья Николаевна, 2009 год

1. Алтухов ЮЛ. Динамика генофондов при антропогенных воздействиях // Вестник ВОГиС. - 2004. - Т. 8. № 2. - С. 40-60.

2. Алтухов ЮЛ. Генетические процессы в популяциях. — М.: ИКЦ «Академкнига». 2003. -431с.

3. Алтухов Ю.П., Салменкова Е.А. Полиморфизм ДНК в популяционной генетике // Генетика. 2002. - Т. 38, № 9. - С. 1173-1195.

4. Алтухов Ю.П., Салменкова Е.А., Омельченко В.Т. Популяционная генетика лососевых рыб. -М.: Наука, 1997. 288 с.

5. Артюхин Е.Н. Осетровые (экология, географическое распространение и филогения) СПб.: Изд-во С.-Петерб. ун-та, 2008. - 137 с.

6. Артюхин Е.Н., Заркуа З.Г. К вопросу о таксономическом ранге осетра реки Риони (бассейн Черного моря) // Вопросы ихтиологии. — Т. 96. № 1. — С 6167.

7. Бабурина Е.А. Развитие глаз и их функции у осетра и севрюги // Труды института морфологии животных. 1957. - Вып. 20. - С. 148-186.

8. Беляев В.Н. Осетр {Acipenser gueldenstaedti Br.) // Бюллетень Всекаспийской науч. рыбохоз. экспедиции. № 5-6. Баку. - С. 66-77.

9. Беляева В.Н., Ходоревская Р.П. Поведение осетровых на ранних этапах онтогенеза // Труды ЦНИОРХ. 1972. - Т. 4. - С. 40-51.

10. Ю.Берг JT.C. Яровые и озимые расы у проходных рыб // Изв. АН СССР, отд. мат. и ест. наук. 1934. - С. 711-732.

11. Берг JT.C. Рыбы пресных вод СССР и сопредельных стран. М.-Л.: Изд-во АН СССР. 1948.-Ч. 1.-467 с.

12. Бойко Е.Г. Избранные труды — Ростов-на-Дону: Эверест. 2005. — 514 с.

13. Водолаэ/сский Д.И., Конриенко И.В., Войнова Н.В. Гипервариабельность региона D-петли митохондриальной ДНК русского осетра Acipenser gueldenstaedtii (Acipenseriformes, Acipenseridae) // Вопросы ихтиологии -2008. Т. 48, № 2. - С. 266-275.

14. Добровольский А.Д., Зологин Б.С. Моря СССР. М.: изд-во МГУ. - 1982. -192 с.18 .Дюжиков А.Т., Серебрякова Е.В. Некоторые черты экологии и продолжительность полового цикла осетровых рыб Волги // Тр. ВНИРО. -1964. Т. LYI, сб.З. - С.105-115.

15. Журавлева О.Л. Динамика биологических показателей нерестовой части волжской популяции русского осетра Acipenser gueldenstaedtii Brandt в условиях зарегулированного стока реки. Автореф. дисс.канд.биол.наук. -М.: ВНИРО. 2000.-28с.

16. Коблицкая А.Ф. Определитель молоди пресноводных рыб. М.: «Легкая и пищевая промышленность». 1981. -208 с.

17. Корниенко КВ., Воинова Н.В., Чистяков В.А. и др. Полиморфизм первичной последовательности сегмента гена цитохрома b митохондриальной ДНК азовской популяции Acipenser gueldenstaedtii II Вопросы ихтиологии. 2003. -Т. 43, № 1.-С. 73-77.

18. Кузьмин Ю.В. Сравнительное исследование аллозимов мышечной малат дегидрогеназы в популяциях сибирского осетра Acipenser baeri р. Обь и стерляди A. ruthenus р. Дон и Камы // Вопросы ихтиологии. — 1991. — Т.31 -С. 139-144.

19. Левин А.В. Расселение и особенности поведения молоди русского осетра Acipenser gueldenstaedti Brandt (Acipenseridae) в Каспийском море // Вопросы ихтиологии, 1981.-Т. 21.-Вып. 3. - С 344-349.

20. Левонтин Р.С. Генетические основы эволюции. -М.: Мир,'1978. 351 с.2&.Легеза М.И. Роль абиотических факторов среды при распределении осетровых (сем. Acipenseridae, Pisces) в Каспийском море // Вопросы ихтиологии. 1972. - Т.121. -Вып.1. - С.13-24.

21. Ли Ч. Введение в популяционную генетику. -М.: «Мир». 1978. 555 с.

22. Лудаииый Р.И., Хрисанфова Г.Г., Васильев В.А. и др. Генетическое разнообразие и дифференциация отечественных пород карпа (Cyprinus carpio L.), выявляемая с помощью RAPD-маркеров // Генетика. 2006. - Т. 42, № 8. — С 1121-1129ю

23. ЪХ.Лукьяненко В.И., Гераскин 77.77., Баль Н.В. Гетерогенность и полиморфизм гемоглобина у двух видов рода Huso II Докл. АН СССР. 1977. - Т. 237. - № 4.-С. 994-997.

24. Ъ2.Лукъяненко В.И., Дубинин В.И., Сухопарова А.Д. Влияние экстремальных условий приплотинной зоны реки на осетровых рыб. Рыбинск. — 1990. — 272 с.

25. ЪЪ.Малецкий С.И. Введение в популяционную биологию и генетику растений -Новосибирск: ИЦИГ СО РАН НГАУ 1995. - 154с.

26. ЪЪ.Малецкий С.И. Биномиальные распределения в генетических исследованиях на растениях Новосибирск: ИЦИГ СО РАН - 2000. - 126с.

27. Марти В.Ю. Систематика и биология русского осетра кавказского побережья Черного моря // Зоологический журнал. 1940. -Т. 19. № 6. - С. 865-872.

28. Микулин А.Е. Зоогеография рыб: Учебное пособие М.: изд-во ВНИРО, 2003. 210 с.

29. Миллер Р. Четвертичные пресноводные рыбы Северной Америки. Четвертичный период в США. М.: МИР 1969. - 384 с

30. Митрофанов В.П., Дукравец Г.М., Песериди Н.Е. и др. Рыбы Казахстана. Миноговые, Осетровые, Сельдевые, Лососевые, Щуковые.— Алма-Ата: Наука. 1986. -Т.1.-272 с.

31. Мовчан Ю.В. Осетр русский северо-западной части Черного моря и р. Кубани // Вестник зоологии. 1967. - № 6. - С. 26-32.

32. Мусатова Г.Н. Осетровые рыбы реки Кубани и их воспроизводство — Краснодар: Краснодарское книжное изд-во. 1973. 111 с.

33. Мюге Н.С., Барминцева А.Е., Расторгуев С.М. и др. Полиморфизм контрольного региона митохондриальной ДНК восьми видов осетровых и разработка системы ДНК-идентификации видов // Генетика. 2008. - Т.44. -№7.-С. 1-7.

34. Паавер Т. Биохимическая генетика карпа Cyprinus carpio L. — Таллин: «Валгус». 1983. 122 с.

35. Подушка С.Б. Вариабельность числа жучек у русского осетра (Acipenser gueldenstaedti Brandt) реки Дона // Биологические науки. 1988. - № 4. - С. 52-57.

36. Подушка С. Б. О систематическом положении азовского осетра // Научно-технический бюллетень лаборатории ихтиологии ИНЭНКО. С-Пб., 2003. -Вып.7. - С. 19-44.

37. Реков Ю.И. Динамика численности и структура популяции азовского осетра в условиях изменяющегося режима моря: Дис. .канд.биол.наук. М.: АзНИИРХ, 2000.- 112с.

38. Реков Ю.И., Корнеев А.А. Эффективность воспроизводства и пополнение промысловых стад азовских осетровых / Воспроизводство запасов осетровых рыб в Каспийском и Азово-Черноморском бассейнах. Сб. научн. тр. — М.: ВНИРО. 1987. - С. 94-101.

39. Решетников Ю.С., Богуцкая Н.Г., Васильева Е.Д. и др. Список рыбообрзных и рыб пресных вод России // Вопросы ихтиологии. 1997. — Т. 37. № 6. — С. 723-771.

40. Рябова Г.Д., Офицеров М.В., Шишанова Е.И. Исследование связи между аллозимной изменчивостью и некоторыми компонентами приспособленности у севрюги Acipenser stellatus (Pallas) // Генетика. — 1995. -Т.31, № 13.-С. 1679-1692.

41. Свиточ А.А., Селиванова А.О., Янина Т.А. Новейшая история трёх морей // Природа, 1999. №12. - С. 17-25.

42. Субботкин М.Ф. Сравнительный иммунохимический анализ межвидовых и внутривидовых особенностей сывороточных белков трех видов осетровых рода Acipenser // Вопросы ихтиологии, 1987. Т.27. - №5. - С. 794-800.

43. Чихачев A.C., Цветненко Ю.Б. Оценка влияния искусственного воспроизводства и интродукции на генетическую структуру популяции азовских осетровых / Воспроизводство рыбных запасов Каспийского и Азовского морей. М.: ВНИРО. - 1984. - С. 114-125.

44. Чугунов Н.Л., Чугунова НИ. Сравнительная промыслово-биологическая характеристика осетровых Азовского моря // Труды ВНИРО. Т.52. - Вып. 1.-С. 87-182.

45. Цветненко Ю.Б. Оценка влияния искусственного воспроизводства и интродукции на генетическую структуру популяцию азовских осетровых // Тр. ВНИРО-1984.-С. 114-125.

46. Цветненко Ю.Б. Эффективность и генетические последствия интродукции севрюги Acipenser stellatus из Каспийского в Азовский бассейн // Вопросы ихтиологии. 1993. - Т.ЗЗ, № 3. - С. 382-387.

47. Федоров П.В. Плейстоцен Понто-Каспия // Тр. ГИН АН СССР. 1978. - Вып. 310. - 164 с.

48. Шляхов В.А. Оценка численности днепровского стада осетра в северозападной части Чёрного моря // Труды ЮгНИРО. 1994. - Керчь. - Т.40. -С. 50-55.61 .Яблонская Е.А. Кормовая база осетровых южных морей // Тр. ВНИРО. -1964.-Т.54.-С. 81-112.

49. Aljanabi S.M., Martinez I. Universal and rapid salt-extraction of high quality genomic DNA for PCR-based techniques // Nucleic Acids Res. 1999. - V.25. -N22.-P. 4692-4693.

50. Allendorf F. W., Danzmann R.G. Secondary tetrasomic segregation of MDH-B and preferential pairing of homeologs in Rainbow trout // Genetics. 1997. - V. 145. -P. 1083-1092.

51. Allendorf F. W., Thorgaard G.H. Tetraploidy and the evolution of Salmonid fishes / Evolutionaty genetics of fishes // Ed. В J. Turner. N.Y.: Plenum press, 1984. -P. 1-53.

52. Barmintsev V. A.; Chudinov O. S.; Abramova A. B. Molecular and biological methods of identification and certification of sturgeons and their products. // Fish Farm. Fish.-2001.- V. l.-P. 70-71.

53. Birstein V.J., Poletav A.I., Goncharov B.F. The DNA content in Eurasian sturgeon species determined by flow cytometry // Cytometry. 1993. - V. 14. - P. 377383.

54. Comincini S., Lanfredi M, Rossi R., Fontana F. Use of RAPD markers to determine the genetic relationships among sturgeons (Acipenseridae, Pisces) // Fish. Sci. 1998.-V. 64.-P. 35-38.

55. Cornuet J.M. and Lidkart G. Description and power analysis of two tests for detecting recent population bottlenecks from allele frequency data // Genetics. -1996. V. 144. - P. 2001-2014.

56. Diaz-Jaimes P. and Uribe-Alcocer M. Allozyme and RAPD variation in the eastern Pacific yellowfin tuna (Thunnus albacares) // Fish. Bull. 2003. — V. 101, N4.-P. 769-777.

57. M.Excoffier L., Laval G. and Schneider S. Arlequin ver. 3.0: An integrated software package for population genetics data analysis // Evolutionary Bioinformatics Online. 2005. - V. 1. P. 47-50.

58. Fontana F., Lanfredi M., Rossi R., Bronzi P., Arlati G. Established cell lines from three sturgeon species // Sturg. Quart. 1995. - V. 3, N4. - P. 6-7.

59. Fontana F., Tagliavini J., Congiu L. Sturgeon genetics and cytogenetics: recent advancements and perspectives // Genetica. 2001. - V. 111. - P. 359-373.

60. Ford E. Polymorphism and taxonomy // The new systematics. Oxford: Clarendon press. 1940.-P. 493-513.

61. Gharaei A., Pourkazemi M., Rezvani S., Mojazi Amiri B. Genetic differences; and resemblance between Acipenser persicus and Acipenser gueldenstaedtii by means of RAPD technique. // Iran. Sci. Fish. J. 2005. -V. 14. -P. 91-102.

62. Gordon M. Speciation in fishes // Adv. Genet. 1947. - Vol. 1 - P. 95-132.

63. Hansen M., Kenchington E., Nielsen E.E. Assigning individual fish to populations using microsatellite DNA markers // Fish and Fisheries/ 2001. - №2. - P. 93-112.

64. Henderson-Arzapalo A., King T.L. Novel microsatellite markers for Atlantic sturgeon (Acipenser oxyrinchus) population delineation and broodstock management // Mol.Ecol.Notes 2002. - V.2. - P. 437-439.

65. Johnson K.R., Wright J.E., May B. Linkage relationships reflecting ancestral tetraploidy in salmonid fish // Genetics. 1987. -V. 116. - P. 579-591.

66. Kasamatsu H. et al. A novel closed-circular mitochondrial DNA with properties of a replicating intermediate // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1971. - V. 68, N 9. - P. 2252-2257.

67. Keyvanshokooh S., Pourkazemi M., Katbassi M.R. The RAPD technique failed to identify sex-specific sequences in beluga {Huso huso) // J. Appl. Ichthyol. -2007. -V. 23. -P. 1-2.

68. King J.P., Kimmel M., Chakraborty R. A power analysis of microsatellite-based statistics for inferring past population growth // Mol. Biol, and Evol. 2000. -V. 17.-P. 1859-1868.

69. King T.L., Lubinski B.A., Spidle A.P. Microsatellite DNA variation in Atlantic sturgeon (Acipenser oxyrinchus oxyrinchus) and cross-species amplification in the Acipenseridae // Cons. Gen. 2001. - V. 2. - P. 103-119.

70. Krutovskii K.V., Vollmer S.S., Sorensen F.C. et al. RAPD genome map of Douglas-fir//F. Heredity. 1998. -V. 89, N 3. - P. 197-205.

71. Landsteiner К, Wiener A.S. An agglutinable factor in human blood recognized by immune sera for rhesus blood // Proc.Soc. Exp. Biol. Med. 1940. -V. 43.-P. 223-224.

72. Lansman R.A., Shade R.O., Shapiro J.F., Avise J.C. The use of restriction endonucleases to measure mitochondrial DNA sequence relatedness in natural populations III. Techniques and potential applications // J. Mol. Evol. 1981. - V. 17.-P. 214-226.

73. Lewontin R.C. The apportionment of human diversity // Evol.Biol. 1972. -№6.-P. 381-398.

74. Ludwig A., Belfiore N.M. et al. Genome duplication events and functionfl reduction of ploidy levels in sturgeon {Acipenser, Huso and Scaphirhynchus) II Genetics 2001. - V. 158. - N 3. - P. 1203-1215.

75. Ludwig A., Debus L., Jenneckens I. A molecular approach for trading control of black caviar // Int. Rev. Hydrobiol. 2002. - V. 87. - P. 661-674.

76. Ludwig A., Congiu L., Pitra C. et al. Nonconcordant evolutionary history of maternal and paternal lineages in Adriatic sturgeon // Mol. Ecol. 2003. - V. 12. P. 3253-3264.

77. Luikart G., Allendorf F.W., Cornuet J.-M., Sherwin W.B. Distortion of allele frequency distributions provides a test for recent population bottlenecks // J. Heredity. 1998. -V. 89. № 3. - P. 238-247.

78. May В., Krueger C.C., Kincaid H.L. Genetic variation at microsatellite loci in sturgeon: primer sequence homology in Acipenser and Scaphirhynchus // Can. J. Fish. Aquat. Sci. 1997. - V. 54. - P. 1542-1547.

79. McQuown E.,Krueger C.C., Kincaid H.L. et al. Genetic comparison of lake sturgeon populations: Differentiation based on allelic frequencies at seven microsatellite loce // F. Great. Lakis Res. 2003. - V. 29, N 1. - P. 3-13.

80. McQuown E., Gall G.A.E., May B. Characterization and inheritance of six microsatellite loci in lake sturgeon (Acipenser fulvescens) II Trans. Am. Fish. Soc. 2002. - V. 131.-299-307.

81. Modica-Napolitano J.S., Kulawiec M., Singh K.K. Mitochondria and human cancer // Cur. Mol. Med. -2007. -V. 7. P. 121-131.

82. Moody M.E., Mueller L.D., Soltis D.E. Genetic variation and random drift in autotetraploid populations // Genetics 1995. - V. 134. - P. 649-657.

83. Mueller U.G., Wolfenbarger L.L. AFLP genotyping and fingerprinting // Trends Ecol. Evol. 1999. - V. 14. - P. 389-394.

84. Mullis KB. The unusual origin of the polymerase chain reaction // Sci. Am. 1990. -V. 262.-P. 64-65.

85. Muyzer G., Smalla К Application of denaturing gradient gel electrophoresis (DGGE) and temperature gradient gel electrophoresis (TGGE) in microbial ecology // Antonie Van Leeweenhoek. 1998. - V.73. - P. 127-141.

86. Navodaru I., Stara§ M, Banks R. Management of sturgeon stocks of the lower Danube River system // Conference Proceedings "The Delta's: State-of-art protection and management" Tulcea, Romania, 26-31 July 1999. - P. 229-237.

87. Nei M. Genetic distance between populations // Am.Naturalist. 1972. - № 106.-P. 283-292.

88. Nei M, Tadjima F. DNA polymorphism detectable by restriction endonucleases // Genetics. 1981. - V. 105. - P. 207-217.

89. Ocho S., Stenius C., Faisst E., Zenzes M.T. Post-zygotic chromosomal rearrangements in rainbow trout (Salmo irideus Gibbons) // Cytogenetics. 1965. -V. 4.-P. 117-129.

90. O'Connell M. and Wright J. M. Microsatellite DNA in Fishes // Reviews in Fish Biology and Fisheries. 1997. - V. 7. - P. 331-363.

91. O'Reilly P. and Wright J.M. The evolving technology of DNA fingerprinting and its application to Fisheries and aquaculture // J. Fish Biol. -1995. V. 47, Suppl. A - P. 29-55.

92. Pogson G.H., Mesa K.A., Boutilier R. G. Genetic population structure and gene flow in Atlantic cod, Gadus morhua: a comparison of allozyme and RFLP loci // Genetics. 1995. - V. 139. - P. 375-3 85.

93. Pyatskowit J.D., Krueger C.C., Kincaid H.L., May B. Inheritance of microsatellite loci in the polyploid derivative lake sturgeon (Acipenser fulvescens) И Genome. 2001. -V. 44. - P. 185-191.

94. Rastorguev S., Mugue N., Volkov A., Barmintsev V. Complete mitochondrial DNA sequence analysis of Ponto-Caspian sturgeon species // J. Appl. Ichthyol. 2008. -V. 24, Suppl. 1. -P.46-49.

95. Raymakers С. CITES, the Convention on International Trade in Endangered Species of Wild Fauna and Flora: its role in the conservation of Acipenseriformes // J. Appl. Ichthyol. -2006. V. 22, Suppl. 1. - P. 53-65.

96. Richer W.E. Hereditary and environmental factors affecting certain salmonid populations / The stock concept of Pacific salmon. Vancouver: Univ. Brit. Columbia. 1972. - P. 19-160.

97. Rodzen J. A., Famula T.R., May B. Estimation of parentage and relatedness in the polyploid white sturgeon (Acipenser transmontanus) using a dominant marker approach for duplicated microsatellite loci // Aquaculture — 2004. — V. 232.-P. 165-182.

98. Roe B.A., Ma D.P., Wilson R.K., Wong J.F. The complete nucleotide sequence of the Xenopus laevis mitochondrial genome // J. Biol. Chem. 1985. -V. 260, N 17. - P. 9759-9774.

99. Royle N.J., Clarkson R.E., Wong Z., Jeffreys A.J. Clustering of hypervariable minisatellites in the preterminal regions of human autosomes // Genomics. 1988. -V. 3. - P. 352-360.

100. Saccone C., Pesole G., Sbisa E. The main regulatory region of mammalian mitochondrial DNA: structure-function model and evolutionary pattern // J. Mol. Evol. 1991. - V. 33, N 1. - P. 83-91.

101. Shaw P. W., Turan C., Wright J.M. et al. Microsatellite DNA analysis of population structure in atlantic herring {Clupea harengus), with direct comparison to allozyme and mtDNA RFLP analysis // Heredity. 1999. - V. 83. - P. 490499.

102. Schldtterer C. Evolutionary dynamics of microsatellite DNA // Chromosoma. 2000. - V. 109. - P. 365-371.

103. Smith C., Seeb L. Number of Alleles as a Predictor of the Relative Assignment Power of SNP and STR Baselines for Chum Salmon // SNP WORKSHOP II. Applications of SNP Genotypeng en Fesheries Management. Girdwood, Alaska. September 21-22. P. 25.

104. Smith P., McVeagh M. Allozyme and microsatellite DNA markers of toothfish population structure in the Southern Ocean // J. Fish Biol. 2000. - V. 57.-P. 72-83.

105. Smith C.T., Nelson R.J., Pollard S. et al. Population genetic analysis of white sturgeon {Acipenser transmontanus) in the Fraser River // J. Appl. Ichthyol. 2002. - V. 18. - P. 307-312.

106. Soltis D.E., Soltis P.S. The dynamic nature of polyploidy genomes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. - V. 92. - P. 8089-8091.

107. Taggart J.B., Ferguson A. Hypervariable minisatellite DNA single locus probes for the Atlantic salmon, Salmo salar L. // F. Fish. Biol. 1990. - V. 37. -P. 991-993.

108. Tranah G., Campton D. E., May B. Genetic evidence for hybridization of pallid and shovelnose sturgeon // Heredity. -2004. V. 95. - P. 474-480.

109. Urquhart A., Kimpton C.P., Downes T.J., Gill P. Variation in short tandem repeat sequences — a survey of twelve microsatellite loci for use as forensic identification markers // Int. J. Leg. Med. 1994. - V. 107. - P. 13-20.

110. Van Eenennaam A.L., Murray J.D., Medrano J.F. Synaptonemal complex analysis in spermatocytes of white sturgeon, Acipenser transmontanus Richardson (Pisces, Acipenseridae), a fish with a very high chromosome number // Genome. -1998. -V. 41. -P. 51-61.

111. Vecsei P., Charette R., Hochleithner M. et al. Guide to the Identification of Sturgeon and Paddlefish Species Controlled under the Convention on International Trade in Endangered Species of Wild Fauna and Flora. Ottava:CITES. - 2004. -P. 30-33.

112. Vaisman A. and Raymakers C. The Status of Sturgeon resources in Russia // TRAFFIC Bulletin. 2001. - V. 19, №1. - P. 33-44.

113. Vignal A., Milan D., San Cristobal M., Eggen A. A review of SNP and other types of molecular markers and their use in animal genetics // Genet. Sel. Emol. -2002.-V. 34.-P. 275-305.

114. Welsh A.B., Blumberg M., May B. Identification of microsatellite loci in lake sturgeon, Acipenser fulvescens, and their variability in green sturgeon, A.medirostrisll Mol.Ecol.Notes. 2003. - V.3. - P. 47-55.

115. Welsh A. and May B. Development and standardization of disomic microsatellite markers for lake sturgeon genetic studies // J. Appl. Ichthyol. -2006. -V. 22.-P. 337-344.

116. Walsh M.G., Bain M.B., Squiers Т., Waldman J.R., Wirgin I. Morphological and genetic variation among Shortnose Sturgeon Acipenser brevirostrum from Adjacent and Distant Rivers 11 Estuaries. 2001. - V. 24, N 1. - P. 41-48.

117. Williams J.G.K., Hanafey M.K., Rafalski F.A., Tingey S.V. Genetic analysis using random amplified polymorphic DNA markers // Methods Enzymol. 1993. -V. 218.-P. 704-740.

118. Williams J.G.K., Kubelik A.R., Livak K.J. et al. DNA polymorphisms amplified by arbitrary primers are useful as genetic markers // Nuc. Acids Res. -1990.-V. 18, N22.-P. 6531-6535.

119. Wright J.M. DNA fingerprinting in fishes / In Hochachka P.W. and Mommsen T. eds. Biochemistry and Molecular Biology of Fishes. 1993. - V. 2. Amsterdam: Elsevier. - P. 58-91.

120. Zane L., Patarnello Т., Ludwig A. et al. Isolation and characterization of microsatellites in the Adriatic sturgeon {Acipenser naccarii) II Mol.Ecol.Notes. -2002. V.2. - P.586-588.

121. Zhivotovsky L.A. Estimating population structure in diploids with multilocus dominant DNA markers // Molecular Ecology. 1999. - V. 8. - P. 907-913.

Обратите внимание, представленные выше научные тексты размещены для ознакомления и получены посредством распознавания оригинальных текстов диссертаций (OCR). В связи с чем, в них могут содержаться ошибки, связанные с несовершенством алгоритмов распознавания. В PDF файлах диссертаций и авторефератов, которые мы доставляем, подобных ошибок нет.