Возрастная динамика цитологических показателей симпатических нейронов в условиях воздействия нитритов и нитратов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 14.00.35, кандидат медицинских наук Дзахова, Галина Аузбиевна

• Дзахова, Галина Аузбиевна
• кандидат медицинских наук
• 2005

Оглавление диссертации кандидат медицинских наук Дзахова, Галина Аузбиевна

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1 ВЛИЯНИЕ НИТРИТОВ И НИТРАТОВ НА ВОЗРАСТНУЮ ДИНАМИКУ ЦИТОЛОГИЧЕСКИХ ПОКАЗАТЕЛЕЙ

СИМПАТИЧЕСКИХ НЕЙРОНОВ (обзор литературы).

1.1 Введение.

1.2 Нитриты и нитраты: их метаболизм и механизмы действия.

1.3 Метаболизм и механизмы действия оксида азота.

1.4 Морфологическая характеристика популяции нейронов краниального симпатического шейного ганглия.

1.4.1 Регуляция нейроонтогенеза.

1.4.2 Гистохимическая характеристика симпатических нейронов.

1.4.3 Функции и связи краниального симпатического шейного ганглия.

ГЛАВА 2 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ.

2.1 Объём и методы исследования.

2.2 Методики определения исследуемых показателей.

2.2.1 Определение количества нейроцитов в ганглии и их морфометрический анализ.

2.2.2 Авторадиографический метод изучения транскрипционной активности хромосом.

2.2.3 Определение метгемоглобина.

2.2.4 Определение белка.

2.2.5 Определение креатинина.

2.2.6 Определение мочевины.

2.3 Статистическая обработка полученных результатов.

РЕЗУЛЬТАТЫ СОБСТВЕННЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ.

ГЛАВА 3 ВЛИЯНИЕ АЗОТСОДЕРЖАЩИХ СОЕДИНЕНИЙ НА

НЕЙРОНЫ КРАНИАЛЬНОГО ШЕЙНОГО СИМПАТИЧЕСКОГО ГАНГЛИЯ.

3.1 Влияние азотсодержащих соединений на количество нейронов краниального шейного симпатического ганглия.

3.1.1 Влияние азотсодержащих соединений на количество нейронов краниального шейного симпатического ганглия в онтогенезе крыс.

3.2 Влияние азотсодержащих соединений на размеры перикарионов нейронов краниального шейного симпатического ганглия.

3.2.1 Влияние азотсодержащих соединений на размеры перикарионов нейронов краниального шейного симпатического ганглия в онтогенезе крыс.

3.3 Влияние азотсодержащих соединений на транскрипционную активность ядер нейронов краниального шейного симпатического ганглия.

3.3.1 Влияние азотсодержащих соединений на транскрипционная активность ядер нейронов краниального шейного симпатического ганглия в онтогенезе крыс.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Возрастная динамика цитологических показателей симпатических нейронов в условиях воздействия нитритов и нитратов»

Актуальность темы. В настоящее время широкое применение во многих отраслях хозяйства и в быту химических соединений способствует появлению новых заболеваний, возникновению и накоплению мутаций, что оказывает негативное влияние на здоровье человека. Опасность во многом заключается в том, что часть химических веществ, которые находят применение в повседневной жизни, мы перестаём воспринимать как вредные и, тем самым, используем в количествах, которые при попадании в организм оказывают отрицательное действие. Другие вещества, даже при поступлении в небольших дозах, но вследствие способности образовывать прочные соединения, накапливаются в организме и вызывают всевозможные нарушения здоровья.

Одним из источников таких негативных влияний на здоровье человека могут быть кислородсодержащие соединения азота (нитриты и нитраты), чьи химические свойства позволяют легко образовывать соли, широко используемые в сельском хозяйстве, в пищевой и фармацевтической промышленности (Жутова Г.Ф., Филина С.А., Зайцев А.Н., 1991; Ильницкий А.П., 1991; Опопель Н.И., 1991).

Точки приложения действия нитритов в организме различны. В желудке они взаимодействует с соляной кислотой с образованием азотной кислоты и оксида азота, способного вызывать раздражение и отечность клеток слизистой оболочки, увеличение внутриклеточного содержания натрия (Avila M.А., 1997; Rockey D.C., Chung J.J., 1997; Chu G.К., Tator C.H., 2001). Нитриты, являясь сильными окислителями, превращают гемоглобин в метгемоглобин, что приводит к нарушению транспорта кислорода и тканевого дыхания, развитию гипоксии, особенно у детей грудного возраста. Кроме того, нитриты, образуя активные формы кислорода, способствуют истощению антиокси-дантного фонда клетки, возникновению множественных нарушений цито-плазматических мембран. Соединении нитритов с аминами и амидами белков образуются нитрозамины и нитрозамиды, которые подавляют иммунитет, оказывают мутагенное и канцерогенное действие (Субботин Ф.Н., Волкова

H.В., 1998; Greenlund L.J., Deckwerth T.L., Johnson E.M., 1995; Doblander С., Lackner R., 1996; Kanapatskaia I.A., Zyrianova T.N., Lavrova V.M., 1998).

Оксид азота, образующийся в организме человека и животных при распаде нитритов, обладает способностью в гладкомышечных клетках стенок сосудов образовывать цГМФ, ослабляющий связи между актином и миозином (Soderberg L.S., Flick J.Т., 1997).Токсический эффект оксида азота связан как с прямым угнетающим действием на железосодержащие и митохондри-альные ферменты, снижением выработки АТФ, так и, совместно с перокси-нитритом, со способностью тормозить репликацию ДНК. Оксид азота, как нейромедиатор и регулятор церебрального кровотока, имеет большое значение для центральной нервной системы. Синтез и выделение оксида азота происходит практически в любом участке тела и отростков нейронов.

Таким образом, кислородсодержащие соединения азота оказывают влияние, как на отдельные системы, так и на весь организм. Однако в научной литературе сведений об их действии на нервные клетки симпатического отдела периферической нервной системы, мы не встречали. Имеются лишь отдельные данные (Rees H.D., Bonsall K.W., Michael R.P., 1986; Alm P. et al., 1995; Krizsan-Agbas D., Smith P.G., 2002) о том, что нитриты ускоряют рост и половое созревание крысят, а N0' радикал способен образовать пероксинит-рит, индуцирующий апоптоз. Сказанное послужило основанием к выбору объекта исследования настоящей работы.

Целью работы явилось систематическое комплексное изучение влияния умерено- и высокотоксичных доз азотсодержащих соединений (нитритов и нитратов) на динамику ряда цитологических показателей симпатических нейронов в онтогенезе крыс.

Задачи исследования. Для достижения поставленной цели были сформулированы следующие задачи исследования:

1. В условиях хронической интоксикации умеренотоксичными дозами нитрита и нитрата натрия провести на крысах разных возрастов (ювениль-ного, зрелого репродуктивного и старческого) исследование количества нейроцитов КШСГ и для групп крыс ювенильного и зрелого репродуктивного возрастов порядок изменений указанного параметра по прошествии десяти месяцев.

2. В условиях трёхнедельного введения крысам разных возрастов умере-нотоксичных доз нитрита и нитрата натрия провести изучение средних размеов перикарионов нейроцитов КШСГ и проследить через десять месяцев за динамикой изменений, если таковые возникают.

3. В условиях введения крысам в онтогенезе умеренотоксичных доз названных выше азотсодержащих соединений в течение трёх недель, исследовать матричную активность ДНК нуклеоплазмы, ядрышка и суммарную активность ядра нейроцитов КШСГ с регистрацией исследуемых параметров по прошествии десяти месяцев.

4. В условиях трёхдневного введения высокотоксичных доз нитрита и нитрата натрия на крысах разных возрастов провести изучение количества нейронов КШСГ, размеров их перикарионов и матричной активности ядер, и оценить состояние перечисленных показателей через десять месяцев для групп крыс ювенильного и зрелого репродуктивного возрастов.

5. Для выяснения влияния азотсодержащих соединений на степень интоксикации организма и функции почек провести исследование содержания метгемоглобина в крови, уровня белка в плазме крови, экскреции мочевины и показателей основных процессов мочеобразования (скорости клубочковой фильтрации и объёма канальцевой реабсорб-ции воды).

Научная новизна работы состоит в том, что впервые проведено комплексное изучение влияния разных дозировок и продолжительности приёма (три недели умеренотоксичные дозы и три дня высокотоксичные) азотсодержащих соединений (нитрита и нитрата натрия) на: динамику изменений количества и размеров нейронов, транскрипционную активность нуклеоплазмы, ядрышка и суммарную активность ядра нейронов КШСГ у крыс разных возрастов (ювенильного, зрелого репродуктивного и старческого возрастов); степень интоксикации (по содержанию в крови метгемоглобина и уровню белка в плазме крови); водо-и азотовыделительную функции почек (по экскреции мочевины, диурезу, скорости клубочковой фильтрации и объёму каналь-цевой реабсорбции воды). Впервые показана определенная корреляция между возрастом и реакцией симпатических нервных клеток на хроническое введение умеренотоксичных доз азотсодержащих соединений (снижение количества нейроцитов, но увеличение их размеров и матричной активности синтеза РНК у ювенильных крыс; уменьшение всех исследуемых показателей у крыс старческого возраста; усиление только активности синтеза РНК у крыс зрелого репродуктивного возраста). Кроме того, впервые установлены отдалённые (через десять месяцев) последствия хронической и острой интоксикации нитритом и нитратом натрия при воздействии в ювенильном и зрелом репродуктивном возрасте.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Трёхнедельная интоксикация крыс разных возрастов умеренотоксич-ными дозами нитрита и нитрата натрия не оказывает влияние на количество нейроцитов КШСГ у крыс зрелого репродуктивного возраста, но снижает их число у крыс старческого и ювенильного возрастов; по прошествии десяти месяцев после воздействия у крыс ювенильного возраста отмечается более выраженное снижение.

2. Умеренотоксичные дозы азотсодержащих соединений не оказывают влияние на средние размеры перикарионов нейроцитов КШСГ крыс зрелого репродуктивного возраста, увеличивают этот показатель у крыс ювенильного возраста и снижают у крыс старческого возрастов; через десять месяцев размеры перикарионов симпатических нейронов крыс, получавших нитрит и нитрат натрия в ювенильном возрасте, ниже соответствующего возрастного контроля.

3. Хроническое введение умеренотоксичных доз нитрита и нитрата натрия повышает матричную активность нуклеоплазмы, ядрышка и суммарную активность ядра у крыс ювенильного возраста и по прошествии десяти месяцев матричная активность ниже контрольных значений, еели обработку препаратами проводили в ювенильном возрасте, и соответствует контролю при обработке в зрелом возрасте. У крыс старческого возраста отмечается снижение матричной активности хроматина.

4. Трёхдневная интоксикация высокотоксичными дозами не оказывает влияние на количество клеток в КШСГ, средние размеры перикарионов и интенсивность транскрипции в ядрах нейронов у крыс всех возрастных групп. Вместе с тем, у крыс ювенильного возраста по прошествии десяти месяцев отмечается снижение числа клеток, а также средних размеров перикарионов и транскрипционной активности ядер.

5. Умеренотоксичные дозы азотсодержащих соединений увеличивают в крови содержание метгемоглобина и снижают уровень белка в плазме крови. При этом увеличивается диурез. Высокотоксичные дозы вызывают резкое угнетение водо- и азотовыделительной функции почек.

Теоретическая и практическая значимость. Проведенные исследования носят экспериментальный характер, а полученные результаты относятся к области фундаментальных знаний, так как показывают ранее неизвестные факты влияния азотсодержащих соединений на динамику цитологических показателей нейронов краниального шейного симпатического ганглия у крыс в онтогенезе.

Материалы исследования имеют не только теоретическое, но и практическое значение, в частности для врачей-токсикологов. Они демонстрируют влияние нитритов и нитратов на нервные клетки у крыс разных возрастных групп, а также отдалённые результаты такого воздействия, что следует учитывать при лечении пациентов, подвергшихся интоксикации азотсодержащими соединениями.

Полученные в работе результаты используются в учебном и научном процессах на кафедрах биологии, гистологии, военной подготовки (курс токсикологии), педиатрии и ЦНИЛ Северо-Осетинской государственной медицинской академии.

Апробация работы. Основные положения работы доложены и обсуждены на: международной конференции «Структурные преобразования органов и тканей на этапах онтогенеза в норме и при воздействии антропогенных факторов» г.Астрахань, 2000; XVIII Всероссийском съезде физиологов г.Казань, 2001; межрегиональной конференции «Актуальные проблемы клинической и экспериментальной морфологии» г.Томск, 2002; итоговой научной сессии сотрудников Северо-Осетинской государственной медицинской академии г.Владикавказ, 2003; V международной конференции «Устойчивое развитие горных территорий: проблемы и перспективы интеграции науки и образования» г.Владикавказ, 2004; совместном заседании сотрудников кафедр биологии, гистологии и ЦНИЛ Северо-Осетинской государственной медицинской академии.

Публикации. По результатам исследований опубликовано 8 работ.

Объём и структура работы. Диссертация изложена на 115 страницах машинописи, состоит из введения, обзора литературы, главы «Материалы и методы исследований», двух глав собственных результатов, заключения и общих выводов. В работу включены 5 таблиц и 28 рисунков. Список использованной научной литературы содержит 156 работ, из которых 42 отечественных авторов и 112 иностранных.

Заключение диссертации по теме «Детская хирургия», Дзахова, Галина Аузбиевна

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

1. Введение крысам умеренотоксичных доз азотсодержащих соединений в течение одной недели приводит к увеличению в крови содержания метгемоглобина и уровня мочевины в плазме крови, которые нарастают по мере продолжения интоксикации, особенно нитритом натрия. Высокотоксичные дозы, вводимые в течение трёх дней, оказывают более выраженное повышение этих показателей.

2. Ежедневное введение в течение одной недели умеренотоксичных доз нитрита и нитрата натрия приводит к снижению содержания общего белка в плазме крови. Трёхдневная интоксикация высокотоксичными дозами не оказывает влияние на уровень белка в крови.

3. Введение умеренных доз азотсодержащих соединений, особенно нитритов, в течение трёх недель крысам взрослого репродуктивного возраста, вследствие снижения канальцевой реабсорбции воды, приводит к увеличению диурез и снижению экскреция мочевины.

4. Введение высокотоксичных доз в течение трёх дней способствует резкому угнетению диуреза вследствие снижения клубочковой фильтрации и повышения канальцевой реабсорбции воды. Одновременно отмечается уменьшение экскреции мочевины с мочой.

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

Исследование влияния азотсодержащих соединений на возрастную динамику цитологических показателей нейронов КШСГ у крыс мы начали с оценки их среднего количества. При этом необходимо отметить, что использование различных методик подсчета в значительной степени сказывается на получаемых результатах. Кроме того, отмеченные многими авторами колебания (от 13 до 45 тысяч) во многом зависят от выбора единицы учета (тело клетки, ядро, ядрышки), количества анализируемых срезов и способов коррекции. Так, по данным Cardinali D.P., Vacas M.I., Geiman P.V. (1981), КШСГ взрослой крысы содержит около 40 тыс. клеток. Этот же показатель у Gabella G. (1986) достигает 42 тысяч. Существенно меньшее число нейронов у молодых самцов крыс (10-15 тыс.) было обнаружено Smith P.G. с соавт. (1990). Результаты, приближённые к этим значениям (18 тыс.) были получены Жук О.Н. (1991) у интактных одномесячных крыс обоего пола. Такое же количество нейронов у самцов крыс (от 18 до 21 тыс.), было определёно с помощью иммуноцитохимических методов Borglhini N. в 1991 году. Однако Dibner M.D. с соавторами в 1977 году при подсчёте среднего количества нейронов КШСГ у одномесячных крыс без учёта пола животных определили их число в 34842±2355, а с учётом пола самок - 25051 ±1964 (1978).

Полученные нами данные количества нейронов контрольных животных для разных возрастов (24364+786для ювенильных, 22864±1108 для крыс зрелого репродуктивного возраста и 20365+846 для старых крыс) не являются абсолютными значениями. Однако, вследствие того, что в работе всегда использовался один и тот же метод подсчета количества нейронов (см. гл.2.2.1), мы можем сравнивать результаты, полученные в норме у интактных крыс, к соответствующим данным крыс после интоксикации различными дозировками и продолжительностью введения нитрита и нитрата натрия. Это соответствует поставленным задачам исследования.

В большинстве литературных источников приводятся данные об уменьшении клеточной популяции КШСГ в первый месяц постнатального развития. Считается, что количество нейронов у новорожденных крыс больше чем у взрослых на 30-50%, а гибель их происходит на этапе установления связей с органами, то есть при достижении определенной степени зрелости (до 21 дня постнатального онтогенеза) и совпадает по времени с созреванием тканей-мишеней (Wright L.L. et al., 1983; Hendry I.A., Messina A., Bell C., 1992). По другим данным, в КШСГ крыс отмирание нейронов идет особенно интенсивно в первые дни после рождения (между 3-ми и 7-и сутками), когда численность нервных клеток сокращается с 39500 на 49% (Wright L.L. et al., 1983). В работе Beaston-Wimmer P., Smolen A.J. (1991) указывается, что в популяции нейронов КШСГ крыс запрограммированная клеточная гибель начинается с 3-го дня и заканчивается к 15-му дню жизни.

Возможно, что половой диморфизм количества нейроцитов в КШСГ крыс связан с выживанием большего числа симпатических нейронов из-за большего иннервационного ареала (Landmesser L., Pilar G., 1978). Так, масса таких органов-мишеней, как подчелюстная слюнная железа и эпифиз, у самцов выше, чем у самок. Однако окончательные различия в массе тела и массе компетентных органов между самками и самцами крыс устанавливаются после завершения периода апоптоза. Можно предположить, что программа клеточной гибели у самцов замедляется из-за наличия в крови высокой концентрации тестостерона. Действительно, кастрация новорождённых самцов снижала количество нейронов в КШСГ, что, тем не менее, можно предотвратить андрогенным воздействием (Wright L.L., Smolen A.J., 1985а). Так, введение тестостерона новорожденным самцам крыс вызывало к концу первого постнатального месяца увеличение среднего количества нервных клеток КШСГ на 55.6% (Wright L.L., Smolen A.J., 1983). В меньшей степени (на 29%), повысилось общее число нейронов у самок крыс, которым весь первый месяц после рождения делали инъекции тестостерона (Dibner M.D., Black I.E., 1978).

Проведенные нами исследования показали, что однонедельная интоксикация умеренотоксичными дозами азотсодержащих соединений вызывала у ювенильных крыс в КШСГ тенденцию к снижению количества нервных клеток, усилившуюся при продолжении экспериментов ещё в течение двух недель, особенно у нитритных крыс, у которых, по сравнению с соответствующим контролем, количество нейроцитов снизилось на 9,5% (р<0,05), а у нитратных крыс - на 6% (табл.1).

Наименьшее влияние оказали исследуемые соединения азота на количество нейронов КШСГ крыс зрелого репродуктивного возраста, у которых только через три недели интоксикации наметилась тенденция к снижению. Скорее всего, это связано с тем, что крысы этого возраста более устойчивы к внешним воздействиям. В то же время у крыс старческого возраста трёхнедельная интоксикации снизила общее число нейроцитов в наибольшей степени - на 17,2% (р<0,05) после нитрата натрия и на 22,5% (р<0,02) после нитрита.

Трёхдневное введение высокотоксичных доз, превосходящих умеренные в четыре раза, не оказало особого влияния на количество нейронов КШСГ крыс, независимо от их возраста (рис.2)

Исследования проведенные на крысах зрелого репродуктивного и старческого возрастов, которым десятью месяцами ранее, когда они, соответственно, были ювенильного и зрелого репродуктивного возрастов и им ежедневно в течение трёх недель вводили умеренотоксичные дозы азотсодержащих соединений, а в дальнейшем они больше не подвергались интоксикации, показали, что количество нейроцитов КШСГ у крыс зрелого репродуктивного возраста было достоверно (р<0,02) снижено. Одновременно у них была сокращена максимальная продолжительность жизни (18 месяцев у нитратных и 16,4 месяца у нитритных крыс). Высокотоксичные дозы, не оказавшие влияние на общее число нейроцитов сразу после их введения, по прошествии десяти месяцев также снизили их число (рис.2).

У крыс же старческого возраста, независимо от продолжительности и дозировки приёма азотсодержащих соединений в зрелом репродуктивном возрасте, количество нейронов КШСГ не отличалось от результатов контроля. Кроме того, у них не сократилась средняя продолжительность жизни (22 месяца).

При исследовании влияния умеренотоксичных доз азотсодержащих соединений на размеры перикарионов и их колебания у крыс ювенильного возраста, было выявлено, что однонедельная интоксикация не оказала какого-нибудь воздействия.-Так, количество мелких нейронов, имеющие профильное поле менее 25000 отн.ед. после введения нитрита натрия уменьшилось на 3%, но на столько же увеличилось число крупные клетки, имеющих размеры свыше 40000 отн.ед. Количество средних клеток не изменилось.

В то же время, продолжение интоксикации ещё в течение двух недель привело к увеличению количества крупных клеток, что, по всей видимости, могло быть обусловлено не только ростом крупных нейроцитов КШСГ у крыс молодого возраста, отмеченным многими исследователями, но и возможной активизацией компенсаторных процессов, вследствие способности нитритов нарушать тканевое дыхание, с образованием активных форм кислорода и N0" радикала, способных ускорять гибель клетки.

Введение высокотоксичных доз в течение трёх дней, по сравнению с контролем, не меняло размеры перикарионов нейронов (рис.6), что, однако, можно расценивать как угнетение, так после недельной интоксикации умеренными дозами рост перикарионов нейронов КШСГ продолжался.

У крыс зрелого репродуктивного возраста введение умеренотоксичных доз вызывала тенденцию к увеличению размеров перикарионов нейроцитов КШСГ, причём за счёт крупных клеток, имеющих размеры свыше 40 отн.ед. и, только после трёхнедельной интоксикации, что, скорее всего, могло быть компенсаторной гипертрофией, так как естественного роста нервных клеток у крыс в этом возрасте не происходит. Высокотоксичные дозы не вызвали каких-либо изменений размеров перикариона нейронов КШСГ.

Наибольшее влияние умеренотоксичные дозы оказали на размеры нейронов КШСГ крыс старческого возраста. У них уже через одну неделю появилась тенденция к уменьшению, а у тех, кто получал нитрит натрия снижение размеров имело достоверное (р<0,05) отличие от контроля. Продолжение интоксикации еще в течение двух недель усилило снижение размеров перикарионов нейроцитов, что имело большую степень отличия (р<0,002) от уровня контроля. Одновременно, при уменьшении общего количества нейро-цитов, отмечалось достоверное (р<0,05) снижение крупных и средних клеток. Введение высокотоксичных доз не оказывало влияния на размеры перика-рионов нейронов КШСГ.

При изучении последействия, отсроченного на десять месяцев после трёхнедельного введения умеренотоксичных доз азотсодержащих соединений крысам ювенильного и зрелого репродуктивного возрастов, было отмечено, что у 1-месячных крысы, достигших годовалого возраста, средние размеры перикарионов нейроцитов были меньше результатов контроля на 12% (р<0,01) при введение нитратов и на 17% после нитритов, что было в первую очередь обусловлено снижением количества крупных клеток, имеющих размеры среднего поля нейроцитов больше 40000 отн.ед.

При аналогичном сопоставлении результатов, полученных у зрелых крыс на момент достижения ими 22-х месяцев, можно констатировать факт незначительного, по сравнению с контролем, снижения размеров перикарионов нейроцитов (на 5,4% при введении нитритов и 2,2% после нитратов), обусловленного уменьшением крупных и средних клеток.

Таким образом, ежедневное введение в течение трёх недель умеренотоксичных доз нитрита и нитрата натрия вызывала у крыс ювенильного возраста увеличение средних размеров перикарионов нейроцитов КШСГ, однако через десять месяцев это приводило к снижению их размеров. Хроническая интоксикация азотсодержащими соединениями не оказывала влияние на размеры перикарионов нейроцитов у крыс зрелого репродуктивного возраста, как сразу, так и по прошествии времени, а у крыс старческого возраста она вызывала уменьшение средних размеров. Высокотоксичные дозы, вводимые в течение трёх дней, не оказывали влияние на средние размеры перикарионов нейронов КШСГ крыс.

О влиянии азотсодержащих соединений на интенсивность транскрипции в нейронах КШСГ мы судили по матричной активности нуклеоплазмы и ядрышка, а также по суммарной активности хроматина ядра, которая у контрольных ювенильных крыс была в 1,59 раза меньше, чем у зрелых репродуктивных крыс и в 1,18 раза меньше результатов, полученных у крыс старческого возраста. При этом в нуклеоплазме транскрипционная активность у крыс зрелого репродуктивного возраста была на 52% больше, чем у крыс ювенильного возраста и на 21,2% больше, чем у крыс старческого возраста, а в ядрышке, соответственно, на 41% и 9%. Очевидно, это обусловлено тем, что у крыс зрелого репродуктивного возраста синтез белков идёт более активно, чем у крыс ювенильного возраста, у которых он сформулирован не в полном объёме, а у крыс старческого возраста - более заторможен.

Хроническая интоксикация умеренотоксичными дозами нитрита и нитрата натрия на транскрипционную активность синтеза РНК в ядре нейроци-тов КШСГ у крыс ювенильного возраста оказывала усиливающее действие. Введение нитрата натрия достоверно (р<0,05) повышало матричную активность в нуклеоплазме, а нитрит натрия оказывал более значимо (р<0,01) влияние, увеличивая исследуемый параметр не только в нуклеоплазме, но и в ядрышке (р<0,02). При этом отмеченные изменения сопровождались увеличением количества сильномеченых клеток, имеющих 50 - 60 зерен восстановленного серебра, и снижением доли слабомеченых (до 30 зерен восстановленного серебра) в нуклеоплазме и ядрышке, особенно при введении нитрита натрия.

Трёхдневное введение высокотоксичных доз азотсодержащих соединений не отразилось на интенсивности мечения ядерных структур.

У крыс зрелого репродуктивного возраста введение умеренотоксичных доз азотсодержащих соединений также усиливало транскрипционную активность хроматина. В результате повышения числа зёрен восстановленного серебра в нуклеоплазме на 19%, а ядрышке с 12,6±0,64, результата контроля, до 21,44±1,73 после введения нитрита натрия, интенсивность суммарной транскрипционной активности в ядре повысилась на 31%. Это повышение в первую очередь происходило за счёт увеличения количества клеток со елабым мечением зёрен восстановленного серебра как в нуклеоплазме, так и в ядрышке. Одновременно уменьшалось число сильномеченных клеток.

Высокотоксичные дозы не оказывали влияние на матричную активность клеток.

У крыс старческого возраста интенсивность синтеза РНК после ежедневного введения в течение трёх недель умеренотоксичных доз нитрита и нитрата в исследуемых компонентах ядра, снижалась. При этом увеличивалось количество клеток, содержащих небольшое количество восстановленного серебра. Высокотоксичные дозы азотсодержащих соединений не оказали влияния на интенсивность транскрипционной активности ядра.

Таким образом, трёхнедельное введение умеренотоксичных доз азотсодержащих соединений повышала матричную активность нуклеоплазмы и ядрышка нейронов КШСГ у крыс ювенильного и зрелого репродуктивного возрастов и снижала у крыс старческого возраста.

При изучении возможного последействия трёхнедельной интоксикацией на активность хроматина в ядрышке и нуклеоплазме было определено, что спустя десять месяцев после введения 1 месячным крысам нитрита натрия, активность синтеза РНК в нуклеоплазме и ядрышке была сниженной (на 12,6% суммарно в ядре). В тоже время, транскрипционная активность у крыс зрелого репродуктивного возраста, получавших нитрит натрия за десять месяцев до исследований, особо не претерпела изменений.

Азотсодержащие соединения, в зависимости от вводимой дозы, оказывали разное влияние на общее состояние и некоторые биохимические показатели крови и функции почек крыс. Вначале у животных, подвергавшихся интоксикации умеренотоксичными дозами, отмечалась повышенная активность, которая, по мере продолжения введения этих соединений азота, сменялась угнетённым состоянием. Дыхание становилось частым и поверхностным, а видимые кожные покровы и слизистые оболочки - синюшными. При введении высокотоксичных доз появлялись кровянистые выделения из носа, фибриллярные подергивания отдельных мышц и судороги, непроизвольное мочеиспускание, особенно у ювенильных крыс, что, возможно, связано со слабым развитием у них защитно-адаптационной системы.

Проведенные биохимические исследование крови у крыс зрелого репродуктивного возраста показали, что введение умеренотоксичных доз в течение одной недели приводило к повышению в крови содержание метгемог-лобина (на 38,1% после введения нитрита натрия и на 28,8% после нитрата), которое после завершения интоксикации уже было больше контроля в 2,01 и 1,7 раза. Введение высокотоксичных доз увеличивало содержание метгемог-лобина в крови более значимо (в 2,21 и 1,93 раза, соответственно).

Умеренотоксичные дозы азотсодержащих соединений вызвали снижение содержания общего белка в плазме крови (р<0,05), а высокотоксичные дозы не оказывали особого влияния.

Содержание в плазме крови мочевины, как одного из показателей обмена азота, уже через одну неделю интоксикации начало повышаться, но только к концу третьей недели экспериментов уровень мочевины превосходил контроль в 1,7 и 1,57 раза после введения нитрита и нитрата натрия. Высокотоксичные дозы, особенно нитриты, также повышали содержание мочевины, но без достоверного отличия.

Таким образом, полученные нами результаты влияния азотсодержащих соединений на содержание в крови метгемоглобина, мочевины и белка соответствуют данным литературы о большей агрессивности нитритов.

Поступающие в организм человека и животных азотсодержащие соединения подвергаются клиренсу в нефроне, выделяясь с мочой, что обусловило закономерный интерес к изучению их влияния на функции почек. Исследование диуреза и основных процессов мочеобразования крыс показало, что недельная интоксикация умеренотоксичными дозами не вызвала каких-либо изменений основных процессов мочеобразования и количества мочи, собранной за три часа после нагрузки водопроводной водой, составляющей 2% от массы тела (табл.5). Однако к моменту окончания экспериментов, особенно у крыс, получавших нитрит натрия, диурез превосходил уровень контроля в 1,77 раза, что было обусловлено снижением (р<0,001) канальцевой реабсорбции воды. Одновременно в плазме крови повысилось (р<0,02) содержание креатинина, а экскреция мочевины снизилась (р<0,001).

Введение высокотоксичных доз оказывало выраженное тормозящее действие на количество мочи, которое после интоксикации нитритом натрия за три часа уменьшилось в 2,48 раза, а после нитрата - в 2,14 раза. Это было обусловлено одновременным снижением (р<0,01) клубочковой фильтрации и канальцевой реабсорбции воды (р<0,001). Содержание креатинина в плазме крови повысилось почти в два раза, а экскреция мочевины снизилась.

Таким образом, негативные проявления при интоксикации азотсодержащими соединениями, вследствие их способности к катаболизму и экскреции продуктов их расщепления, зависят не только от длительности потребления, но и дозы вводимых соединений.

1. Введение крысам разных возрастов (ювенильного, зрелого репродуктивного и старческого) умеренотоксичных доз нитрита и нитрата натрия в течение трёх недель не оказывает влияние на количество ней-роцитов КШСГ у крыс зрелого репродуктивного возраста, но вызывает снижение их числа у крыс старческого и ювенильного возраста. По прошествии десяти месяцев наблюдаемое снижение у крыс ювенильного возраста усиливается.

2. Высокотоксичные дозы нитрита и нитрата натрия, вводимые в течение трёх дней, не оказывают влияние на общее количество нейроци-тов КШСГ. Однако по прошествии десяти месяцев у крыс ювенильного возраста отмечается снижение этого параметра.

3. Хроническая интоксикация умеренотоксичными дозами азотсодержащих соединений не оказывает влияние на размеры перикарионов нейроцитов КШСГ у крыс зрелого репродуктивного возраста, увеличивает у крыс ювенильного возраста, а у крыс старческого возраста -снижает. По прошествии десяти месяцев размеры перикарионов нейронов КШСГ у крыс зрелого репродуктивного возраста не меняются, а у крыс ювенильного возраста - отмечается их снижение. Высокотоксичные дозы, независимо возраста крыс, не оказывают влияние на средние размеры перикарионов нейронов КШСГ.

4. Хроническое введение умеренотоксичных доз нитрита и нитрата натрия вызывает у крыс ювенильного возраста усиление интенсивности транскрипционной активности нуклеоплазмы, ядрышка и суммарную активность ядра нейроцитов КШСГ, а по прошествии десяти месяцев отмечается снижение этого параметра. У крыс зрелого репродуктивного возраста азотсодержащие соединения также усиливают матричную активность синтеза РНК, однако в дальнейшем, по прошествии десяти месяцев, эти изменения не закрепляются. У крыс старческого возраста отмечается снижение транскрипционной активности нуклеоплазмы, ядрышка и суммарной активности ядра нейронов КШСГ.

5. Высокотоксичные дозы, вводимые в течение трёх дней, независимо от возраста крыс, не оказывают влияние на интенсивность транскрипционной активности в нейронах КШСГ.

6. Умеренотоксичные дозы азотсодержащих соединений, вводимые крысам зрелого репродуктивного возраста увеличивают в крови содержания метгемоглобина и снижают уровень белка в плазме крови. Одновременно, вследствие угнетения канальцевой реабсорбции воды, увеличивается диурез. В тоже время, высокотоксичные дозы вызывают резкое угнетение водо- и азотовыделительной функции почек.

Список литературы диссертационного исследования кандидат медицинских наук Дзахова, Галина Аузбиевна, 2005 год

1. Албертс А., Брей Д., Льюис Р. и соавт. Молекулярная биология клетки: В 3-х т.: Пер.с англ. 2-е изд. М.: Мир, -1994.

2. Алёшин Б.В. Система APUD. Актуальные вопросы современной ней-роэндокринологии. Нейроэндобиологические аспекты. М.: Наука.-1981. -С.6-24

3. Боговский П.А. Азотные удобрения и проблемы рака. -1980.

4. Борисов В.А. Экологические проблемы накопления нитратов в окружающей среде. -1990.

5. Бэрнсток Дж., Коста М. Адренергические нейроны, их организация, функция и развитие в периферической нервной системе. Минск: Наука и техника. -1979.

6. Волкова Н. В. Гигиенические значения нитратов и нитритов в плане отдаленных последствий их действия на организм. -1980.

7. Габович Р.Д. Припутана Л.С. Гигиенические основы охраны продуктов питания о вредных химических веществ. -1990.

8. Гервазиев Ю.В., Соколов H.H. Механизмы регуляции кальмодулином активности синтеза оксида азота // Вопросы медицинской химии. -1999. -N.3. -С.32-44.

9. Глинкина В.В. Постнатальное развитие фенотипа автономного нейрона. Дисс. докт.мед.наук. М. 1995.

10. Дзугкоев Ф.С., Джиоев И.Г., Кабоева Б.Н. и соавт. Влияние азотсодержащих соединений на водно-солевой обмен и функции почек // Материалы VI Международного конгресса «Экология и здоровье человека». Самара. -1999. -С.64-66.

11. Дерягина В.П., Реутов В.П. Экологические аспекты патофизиологии, связанные с нитратно-нитритным загрязнением окружающей среды // I Российский конгресс по патофизиологии. Москва. -1996, -С.239.

12. Запднюк И.П., Западнюк В.И. Лабораторные животные. Разведение, содержание, использование в эксперименте. Киев.:Вища школа. -1983.

13. Зарубин Г.П., Дмитриев М.Т., Приходько Е.И. Гигиеническая оценка нитратов в пищевых продуктах. Гигиена и санитария. -1990.

14. Зеленин К.Н. Оксид азота (II): Новые возможности давно известной молекулы II Соросовский Образовательный Журнал. -1997. -N.10. -С. 105-110.

15. Жук О.Н. Влияние фактора роста нервной ткани на структурно-функциональное состояние симпатических нейронов после перерезки их аксона II Арх. анатомии, гистологии и эмбриологии. -1991. -Т. 101, N.11-12. -С.12-17.

16. Жутова Г.Ф., Филина С.А., Зайцев А.Н. Поступление нитратов в состав рациона детей младшего возраста II Вопросы питания. -1991. -N.6. -С.49-52.

17. Ильницкий А.П. О регламентировании нитратов в сельскохозяйственных продуктах растительного происхождения II Вопросы питания. -1991. -N.6. -С.12-14.

18. Калюнов В.Н. Биология фактора роста нервной ткани. Минск: Наука и техника. -1986.

19. Капанадзе Н.Г. К вопросу установления предельно допустимой концентрации нитратов в воде. -1980.

20. Кнорре А.Г., Суворова Л.В. Развитие вегетативной нервной системы в эмбриогенезе позвоночных и человека. М.: Медицина. -1984.

21. Колосов Н.Г., Хабарова А.Я. Структурная организация вегетативных ганглиев. Л.:Наука. -1978.

22. Крыжановский Г.Н., Луценко В.К. Значение нейротрофичеких факторов для патологии нервной системы II Успехи соврем, биологии. -1995. -Т. 115, N.1. -С.31-49.

23. Лагкуева Ф.К. Цитологический анализ аппарата биосинтеза белка растущего невроцита. Дисс.канд.мед.наук. М.1980.

24. Лепехина Л.М. Адаптационно-трофическое влияние шейных симпатических ганглиев в онтогенезе. Л.:Наука. -1984.

25. Метелица В.И., Давыдов A.B. Препараты нитратов в кардиологии. Механизм действия нитратов // М.¡Медицина. -1987. -С.26-28.

26. Ноздрачев А.Д. Физиология вегетативной нервной системы. Л.Медицина. -1993.

27. Ноздрачев А.Д., Буколова Р.П. Симпатический ганглий периферический нейроэндокринный центр // Успехи физиол.наук. -1993. -Т.24, N.1. -С.80-98.

28. Оленев С.Н. Развивающийся мозг. J1.:Наука.-1978.

29. Оленев С.Н. Конструкция мозга. Л.Медицина.-1987.

30. Опопель Н.И. Об особенностях токсического воздействия нитратов, содержащихся в растительных продуктах // Вопросы питания. -1991. -N.6. —С. 15-20.

31. Пылаев A.C. Нейро-паранейроналъные взаимоотношения в ганглиях периферической нервной системы. Дисс. докт.биол.наук. М.1988.

32. Резников А.Г. Физиологические аспекты рецепции андрогенов // Физиология гормональной рецепции. Л.:Наука. -1986. -С.140-165.

33. Реутов В.П. Цикл окиси азота в организме млекопитающих // Успехи биол. химии. -1995. -Т.35. -С.189-228.

34. Реутов В.П., Дьяконова Е.Л. Нейроны виноградной улитки, как модель для исследования компенсаторно-приспособительной реакции в мозге млекопитающих // Материалы I Российского конгресса по патофизиологии. Москва. -1996. -С.186.

35. Розен Б.В. Основы эндокринологии. М.:Высшая школа. -1984, -344с.

36. Рябов С.И., Наточин Ю.В., Бондаренко Б.Б. Диагностика болезней почек. -Л.¡Медицина. -1979, -256с.

37. Скок В.И., Иванов А. Я. Естественная активность вегетативных ганглиев. Киев.:Н.думка. -1989.

38. Хухо Ф. Нейрохимия. Основы и принципы. М: Мир. -1990.

39. Черных Г.В., Григорьева A.B., Ярыгин В.Н. Изменение гистонов и транскрипции в ядрах симпатических нейронов крыс разного возраста при действии тестостерона // Онтогенез. -1989. Т.20, N.5. -С.500-506.

40. Цыганенко О.И., Набока М.В., Ланченко B.C. Метаболизм нитратов ворганизме человека и животных при их поступлении с питьевой водой и пищей // Гигиена и санитария. -1989. -N.4. -С.55-59.

41. Шевелева B.C. Эволюция функции симпатических ганглиев в онтогенезе. Л.:Наука. -1977.

42. Ярыгин В.Н. Динамика компенсаторных процессов в популяции симпатических нейронов // Цитологические механизмы гистогенезов. М.¡Наука. -1979. -С.186-196.

43. Ярыгин В.Н., Лебедев Д.Б. Популяционный подход в исследовании восстановительных процессов в нервной системе // Способы регенерации и клеточное деление. М: Наука.-1979.-С. 112-119.

44. Aim P., Uvelius В., Ekstrom J. et al. Nitric oxide synthase-containing neurons in rat parasympathetic, sympathetic and sensory ganglia: a comparative study// Histochem J. -1995. -Vol.27, N.10. -P.819-831.

45. Avila M.A., Mingorance J., Martinez-Chanter M.L., Casado M. et al. Regulation of rat liver S-adenosylmethionine synthetase during septic shock: role of nitric oxide // Hepatology. -1997. -N.2, -P.391-396.

46. Beaston-Wimmer P., Smolen A.J. Gender differences in neurotransmitter expression in the rat superior cervical ganglion // Dev Brain Res. -1991. -Vol.58, N.1. -P.123-128.

47. Boehm S. Selective inhibition of M-type potassium channels in rat sympathetic neurons by uridine nucleotide preferring receptors // Br J Pharmacol. -1998. -Vol.124, N.6. -P.1261-1269.

48. Bofill-Cardona E., Vartian N., Nanoff C. et al. Two different signaling mechanisms involved in the excitation of rat sympathetic neurons by uridine nucleotides// Mol Pharmacol. -2000. -Vol.57, N.6. -P. 1165-1172.

49. Borghini N., Dalmaz Y., Peyrin L. Effect of guanethidine on dopamine in small intensely fluorescent cells of the superior cervical ganglion of the rat // J Auton Nerve Syst. -1991. -Vol.32, N.1. -P. 13-19.

50. Blachier F., Briand D., Selamnia M., Robert V. et al. Differential inhibitory effects of three nitric oxide donors on ornithine decarboxylase activity in human colon carcinoma cells // Biochem Pharmacol. -1998. -N.8. -P.1235-1239.

51. Blennerhassett M.G., Bienenstock J. Sympathetic nerve contact causes maturation of mast cells in vitro // J Neurobiol. -1998. -Vol.35, N.2. -P. 173182.

52. Cardinali D.P., Vacas M.I., Geiman P.V. The sympathetic superior cervical ganglia as peripherial neuroendocrine centres // J Neural Transmission. -1981.-Vol.52, N.1-2. -P.1-21.

53. Casanova D., Correas M., Moran J.L., Salas E. et al. Nitric oxide in cold and warm ischemia reperfusion renal transplantation // Transplant Proc. -2002. -Vol.34, N.1. -P.45-46.

54. Chandrasekaran V., Zhai Y., Wagner M., et.al. Retinoic acid regulates the morphological development of sympathetic neurons // J Neurobiol. -2000. -Vol.42, N.4. -P.383-393.

55. Chen S.M., Swilley S., Bell R., et al. Lead induced alterations in nitrite and nitrate levels in different regions of the rat brain // Coma Biochem Physiol C Pharmacol Toxicol Endocrinol. -2000. -Vol.125, N.3. -P.315-323.

56. Chu G.K., Tator C.H. Calcium influx is necessary for optimal regrowth of transected neurites of rat sympathetic ganglion neurons in vitro // Neuroscience. -2001. -Vol.102, N.4. -P.945-957.

57. Chu G.K., Tawadros P.S., Kulbatski I., Tator C.H. Death of rat sympathetic ganglion cells in vitro caused by neurite transection: effect of extracellular calcium //J Neurotrauma. -2001. -Vol.7. -P.699-710.

58. Cowen T., Woodhoo A., Sullivan C.D. et al. Reduced age-related plasticity of neurotrophin receptor expression in selected sympathetic neurons of the rat //Aging Cell. -2003. -Vol.2, N.1. -P.59-69.

59. Coleman M.D., Coleman N.A. Drug-induced methaemoglobinaemia. Treatment issues // Drug Saf. -1996. -N.6. -P.394-405.

60. Damon D.H. Postganglionic sympathetic neurons express endothelin // Am

61. J Physiol. -1998. -Vol.274, N.3. -P.873-878.

62. Dibner M.D., Black I.E. Biochemical and morphological effects of testosterone treatment on developing sympathetic neurons // J Neurochem. -1978. -Vol.30.-P.1479-1483.

63. Dibner M.D., Mytilineou C., Black I.E. Target organ regulation of sympathetic neuron development // Brain Res. -1977. -Vol.123, N.2. -P.301-310.

64. Doblander C., Lackner R. Metabolism and detoxification of nitrite by trout hepatocytes // Biochim Biophys Acta. -1996. -N.2. -P.270-274.

65. Edwards S.N., Buckmaster A.E., Tolkovsky A.N. The death programme in cultured sympathetic neurones can be suppressed at the posttranslation level by nerve growth factor, cyclic AMP and depolarization // J Neurocem. -1991.-Vol.10, N.1. -P.1-18

66. Ezerman E.B., Forehand C.J. Development and segmental organization of rostrocaudal dendrites of rat sympathetic preganglionic neurons // J Auton Nerv Syst. -1996. -Vol.57, N.1-2. -P.29-35.

67. Felix B., Catalin D., Miolan J.P., Niel J.P. Effects of testosterone on the electrical properties and nicotinic transmission of the major pelvic and coeliac ganglion neurons IIJ Neuroendocrinol. -2001. -Vol.13, N.2. -P.193-198.

68. Ferlito S. Physiological, metabolic, neuroendocrine and pharmacological regulation of nitric oxide in humans // Minerva Cardioangiol. -2000. -Vol.48, N.6.-P.169-176.

69. Fletcher G.C., Xue L., Passingham S.K., Tolkovsky A.M. Death commitment point is advanced by axotomy in sympathetic neurons II J Cell Biol. -2000. -Vol.150, N.4. -P.741-754.

70. Franklin J.L., Johnson E.M. Control of neuronal size homeostasis by trophic factor-mediated coupling of protein degradation to protein synthesis // J Cell Biol. -1998. -Vol.142, N.5. -P.1313-1324.

71. Francesconi F., Mingardi R., deKreutzenberg S., Avogaro A. Effect of metabolic control on nitrite and nitrate metabolism in type 2 diabetic patients // Clin Exp Pharmacol Physiol. -2001. -Vol.28, N.7. -P.518-521.

72. Freidin M., Dougherty N., Kessler J.A. Cell density regulates neuropeptide Y expression in cultured sympathetic neurones // Brain Res. -1993. -Vol.615, N.I. -P.135-140.

73. Gabella G. Structure of the autonomic nerves system. L.: Chapman and Hall. 1986.

74. Genesca J., Gonzalez A., Segura R., Catalan R. et al. lnterleukin-6, nitric oxide, and the clinical and hemodynamic alterations of patients with liver cirrhosis //Am J Gastroenterol. -1999. -Vol.94, N.1. -P. 169-177.

75. Gibbins L.A. Vasomotor, pilomotor and secretomotor neurones distinguished by size and neuropeptide content in superior cervical ganglia of mice // J Auton Nerv Syst. -1991. -Vol.34, N.2-3. -P.174-183.

76. Gill J.S., Windebank A.J. Paracrine production of nerve growth factor during rat dorsal root ganglion development // Neurosci Lett. -1998. -Vol.251, N.3. -P.149-152.

77. Gingras J., Rassadi S., Cooper E., Ferns M. Agrin plays an organizing role in the formation of sympathetic synapses // J Cell Biol. -2002. -Vol.158, N.6. -P.1109-1118.

78. Gorgun F.M., Gumustas M.K., Altug T., Kokoglu E. Vitamin E supplementation in streptozotocin-treated rats alters cerebellar and plasma nitric oxide metabolism // J Toxicol Environ Health A. -2002. -Vol.65, N.8 -P.631-637.

79. Greenlund L.J., Deckwerth T.L., Johnson E.M. Superoxide dismutase delays neuronal apoptosis: a role for reactive oxigen species in programmed neuronal death // Neuron. -1995. -Vol.14, N.2. -P.303-315.

80. Happola O. Pre- and postnatal development of 5-hydroxytryptamine-immunoactive cells in the superior cervical ganglion of the rat // J Auton Nerv Syst. -1992. -Vol.15, N.1. -P.21-31.

81. Hasan W., Pedchenko T., Krizsan-Agbas D. et al. Sympathetic neurons synthesize and secrete pro-nerve growth factor protein // J Neurobiol. -2003. -Vol.57, N.1 -P.38-53.

82. Hasan W., Smith P.G. Nerve growth factor expression in parasympathetic neurons: regulation by sympathetic innervation // Eur J Neurosci. -2000.-Vol.12, N.12. -P.4391-4397.

83. Hayakawa K., Itoh T., Niwa H. et al. Nerve growth factor prevention of aged-rat sympathetic neuron injury by cisplatin, vincristine and taxol-in vitro explant study // Neurosci Lett. -1999. -Vol.274, N.2. -P. 103-106.

84. Hendry I.A., Messina A., Bell C. Neonatal nerve growth factor treatment after the preganglionic innervations pattern of rat superior cervical ganglion // Neurocsi Lett. -1992. -Vol.148, N.1-2. -P. 117-120.

85. Henion P.D., Landis S.C. Modulation of the enkephalinergic phenotype of rat sympathetic neurons by hormonal and transsympatic mechanisms // J Neurobiol. -1993. -Vol.24, N.9. -P.1243-1251.

86. Heym Ch., Common B., Yin S. et al. Neurochemistry, connectivity and plasticity of small intensely fluorescent (SIF) cells in the rat superior cervical ganglion //Anat Anz. -1993. -Vol.175, N.4. -P.309-319.

87. Higa T., Shiraishi M., Hiroyasu S., Tomori H. et al. Effect of exogenous L-arginine for hepatic ischemia-reperfusion injury in an isolated rat liver in vitro //Transplant Proc. -1998. -Vol.30, N.7. -P.3728-3729.

88. Hjelt K., Lund J.T., Scherling B. et al. Methaemoglobinaemia among neonates in a neonatal intensive care unit//Acta Paediatr. -1995. -N.4. -P.365-370.

89. Hsieh N.K., Liu J.C., Chen H.I. et al. Localization of sympathetic postganglionic neurons innervating mesenteric artery and vein in rats // J Auton Nerv Syst. -2000. -Vol.80, N.1-2. -P.1-7.

90. Ip N.Y., Zigmond R.E. Synergistic effects of muscarinic agonists and secretin or vasoactive intestinal peptide on the regulation of tyrosine hydroxylase activity in sympathetic neurons // J Neurobiol. -2000. -Vol.42, N.1. -P.14-21.

91. Itoh T., Niwa H., Nagamatsu M. et al. Nerve growth factor maintains regulation of intracellular calcium in neonatal sympathetic neurons but not in mature or aged neurons // Neuroscience. -1998. -Vol.82, N.3. -P.641-651.

92. Jallageas M., Mas N., Saboureau M. et al. Effects of bilateral superior cervical ganglionectomy on thyroid and gonadal functions in the edible dormouse Glis // Comp Physiol. -1993. -Vol.104, N.2. -P.299-304.

93. Yamada K., Nabeshima T. Measurement by in vivo brain dialysis of nitrite and nitrate levels as indices of nitric oxide production // Nippon Yakurigaku Zasshi. 2000.-Vol.115, N.2. -P.99-104.

94. Jang A.S., Choi I.S., Lee S., Seo J.P. et al. Nitric oxide metabolites in induced sputum: a marker of airway inflammation in asthmatic subjects // Clin Exp Allergy. -1999. -Vol.29, N.8. -P.1136-1142.

95. Jordan C.L., Watamura S., Arnold A.P. Androgenic, not strogenic, steroids after neuromuscular synapse eliminaion in the rat levator ani // Dev Brain Res. -1995a. -Vol.84, N.2. -P.215-224.

96. Jordan J., Ghadge G.D., Prehn J.H. et al. Expression of human copper/zinc-superoxide dismutase inhibits the death of rat sympathetic neurons caused by withdrawal of nerve growth factor // Mol Pharmacol. -1995b. -Vol.47, N.6. -P.1095-1100.

97. Kankaanranta H., Rydell E., Petersson A.S. et al. Nitric oxide-donating properties of mesoionic 3-aryl substituted oxatriazole-5-imine derivatives // Br J Pharmacol. -1996. -N.3. -P.401-406.

98. Kanapatskaia I.A., Zyrianova T.N., Lavrova V.M. Indicators of lipid peroxidation in rat liver mitochondria after exposing them to some xenobiotics and the action of low dose radiation // Ukr Biokhim Zh. -1998. -N.6. -P.113-119.

99. Kawai Y., Senba E. Spontaneous synaptogenesis in ex vivo sympathetic ganglion and the blockade by serum treatment // J Comp Neurol. -2000. -Vol.424, N.4. -P.670-678.

100. Kearns J., Farnell L., Gibson W.G. et al. Quantal current fields around individual boutons in sympathetic ganglia // J Theor Biol. -2002. -Vol.214, N.2. -P.135-146.

101. Kielbasa W., Fung H.L. Pharmacokinetics of a model organic nitrite inhalantand its alcohol metabolite in rats // Drug Metab Dispos. -2000. -Vol.28, N.4. -P.386-391.

102. Kohi C., Gescher A. Denitrification of the genotoxicant 2-nitropropane: relationship to its mechanism of toxicity // Xenobiotica. -1997. -N.8. -P.843-852.

103. Korytowski W., Zareba M., Girotti A.W. Nitric oxide inhibition of free radical-mediated cholesterol peroxidation in liposomal membranes // Biochemistry. -2000. -Vol.39, N.23. -P.6918-6928.

104. Korsching S. The neurotrophic factor concept: a reexamination // J Neuro-sci. -1993. -Vol.13, N.7. -P.2739-2748.

105. Kozlov A.V., Staniek K., Nohi H. Nitrite reductase activity is a novel function of mammalian mitochondria // FEBS Lett. -1999. -N.454, -P.127-130.

106. Krizsan-Agbas D., Smith P.G. Estrogen modulates myometrium-induced sympathetic neurite formation through actions on target and ganglion // Neuroscience. -2002. -Vol.114, N.2. -P.339-347.

107. Landmesser L., Pilar G. Interaction between neurons and their targets during in vivo synaptogenesis // Fed Prog. -1978. -Vol.37. -P.2016-2022.

108. Lara H.E., Dissen G.A., Leyton V. An increased intraovarian synthesis of nerve growth factor and its low affinity receptor is a principal component of steroid-induced polycystic ovary in the rat // Endocrinology. -2000. -Vol.141, N.3.-P.1059-1072.

109. Lin S.D., Fann M.J. Differential expression of protein kinases in cultured primary neurons derived from the cerebral cortex, hippocampus, and sympathetic ganglia//J Biomed Sci.-1998.-Vol.5, N.2. -P.111-119.

110. Liu L., Rittenhouse A.R. Effects of arachidonic acid on unitary calcium currents in rat sympathetic neurons // J Physiol. -2000. -Vol.525, N.2. -P.391-404.

111. Llewellyn-Smith I.J., Martin C.L. Orexin-immunoreactive inputs to rat sympathetic preganglionic neurons // Neurosci Lett. -2003. -Vol.351, N.2. -P.115-119.

112. Martin-Sanz P., Bosca L., Olmedilla L., Perez-Pena J. et al. Presence of anitric oxide synthase inhibitor in the graft efflux during reperfusion in human liver transplantation // Clin Transplant. -1999. -N.3. -P.221-230.

113. Mital S., Zhang X., Zhao G., Bernstein R.D. et al. Simvastatin upregulates coronary vascular endothelial nitric oxide production in conscious dogs // Am J Physiol Heart Circ Physiol. -2000. -Vol.279, N.6. -P.2649-2657.

114. Moore G.P.M. RNA syntheses in fixed cell by endogenous RNA - polime-rases // Exp Cell Res. -1966. Vol.42. -P.99-116.

115. Morris J.L., Gibbins I.L. Colocalization and plastisity of transmitters in peripheral autonomic and sensory neurons // Int J Dev Neurosci. -1989. -Vol.7, N.5. -P.521-531.

116. Nauta H.J., Wehman J.C., Koliatsos V.E. et.al. Intraventricular infusion of nerve growth factor as the cause of sympathetic fiber sprouting in sensory ganglia //J Neurosurg. -1999. -Vol.91, N. 3. -P.447-453.

117. Nicholls-Gizemski F.A., Tirmenstein M.A., Fariss M.W. Time-dependent production of nitric oxide by rat hepatocyte suspensions // Biochem Pharmacol.-1999.-N.11.-P.1223-1226.

118. Orike N., Thrasivoulou C., Wrigley A., Cowen T. Differential regulation of survival and growth in adult sympathetic neurons: an in vitro study of neuro-trophin responsiveness//J Neurobiol. -2001. -Vol.47, N.4. -P.295-305.

119. Park C.S., Baek H.M., Chung W.G. et al. Suppression of flavin-containing monooxygenase by overproduced nitric oxide in rat liver // Mol Pharmacol. -1999. -N.3. -P.507-514.

120. Partanen M. Hervonen A. The formaldehyde-induced fluorescense of the developing hypogastric (main pelvic) ganglion of the rat: short andrenergic neurons and the effect of testosterone // Histochemie. -1979. -Vol.62. -P.249-258.

121. Petermann H., Vogi S., Schulze E., Dargel R. Chronic liver injury alters basal and stimulated nitric oxide production and 3H-thymidine incorporation in cultured sinusoidal endothelial cells from rats // J Hepatol. -1999. -N.2, -P.284-292.

122. Pettigrew D.B., Levin L., Crutcher K.A. Sympathetic neurite growth on central nervous system sections is region-specific and unaltered by aging // Neurobiol Aging. -2000. -Vol.21, N.5. -P.629-638.

123. Raj D.S., Vincent B., Simpson K., Sato E. et al. Hemodynamic changes during hemodialysis: role of nitric oxide and endothelin // Kidney Int. -2002. -Vol.61, N.2. -P.697-704.

124. Ramer M.S., Bisby M.A. Sympathetic axons surround neuropeptide-negative axotomized sensory neurons // Neuroreport. -1998. -Vol.9, N.13. -P.3109-3113.

125. Rao M.S., Landis S.C. Cell interaction that determine sympathetic neuron transmitter phenotype and the neurokines that mediate them // J Neurobiol. -1993. -Vol.24, N.2. -P.215-232.

126. Rao M.S., Sun Y., Vaidyanathan U. et al. Regulation of substance P is simil-iar to that of vasoactive intestinal peptide after axotomy or explantation of the rat superior cervical ganglion // J Neurobiol. -1993. -Vol.24, N.5. -P.571-580.

127. Rees H.D., Bonsall K.W., Michael R.P. Sites of action of testosterone in the brain of the female primate // Exp Brain Res. -1986. -Vol.85, N.I. -P.67-75.

128. Rockey D.C., Chung J.J. Regulation of inducible nitric oxide synthase and nitric oxide during hepatic injury and fibrogenesis // Am J Physiol. -1997. -N.273 (Pt1). -G.124-130.

129. Rockey D C, Chung J J. Reduced nitric oxide production by endothelial cellsiin cirrhotic rat liver: endothelial dysfunction in portal hypertension // Gastroenterology. -1998. -N.2. -P.344-351. '

130. Rolla G., Brussino L., Colagrande P., Dutto L. et al. Exhaled nitric oxide and oxygenation abnormalities in hepatic cirrhosis // Hepatology. -1997. -Vol.26, N.4. -P.842-847.

131. Roth J.A., Horbinski C., Feng L. et al. Differential localization of divalent metal transporter 1 with and without iron response element in rat PC12 and sympathetic neuronal cells // J Neurosci. -2000. -Vol.20, N.2. -P.7595-7601.

132. Sacchi O., Rossi M.L., Canella R., Fesce R. Synaptic current at the rat ganglionic synapse and its interactions with the neuronal voltage-dependent currents // J Neurophysiol. -1998. -Vol.79, N.2. -P.727-742.

133. Sakai M., Kani K., Yoshida M., Nagatsu I. Dopaminergic cell in the superior cervical ganglion of the rat: light and election microscopic study using an antibody against dopamine // Neurosci Lett. -1988. -Vol.96, N.2. -P.157-162.

134. Sattler R, Tymianski M, Feyaz I. Voltage-sensitive calcium channels mediate calcium entry into cultured mammalian sympathetic neurons following neurite transaction // Brain Res. -1996. -Vol.719, N.1-2. -P.239-246.

135. Shafer A.J., Crutcher K.A., Isaacson L.G. Remodeling of adult sensory axons in the superior cervical ganglion in response to exogenous nerve growth factor// Brain Res. -2000. -Vol.864, N.2. -P.252-262.

136. Shoemaker S.E., Kudwa A.E., Isaacson L.G. Sympathetic ingrowth to the trigeminal ganglion following intracerebroventricular infusion of nerve growth factor// Brain Res. -2002. -Vol.956, N.1. -P.136-148.

137. Siaud P., Mekaouche M., Maurel D. et al. Superior cervical ganglionectomy suppresses circadian corticotropic rhytms in male rats in the short term (5 days) and long term (10 days) // Brain Res. -1994. -Vol.652, N.2. -P.273-278.

138. Soderberg L.S., Flick J.T. Acute blood toxicity of the abused inhalant, cyclo-hexyl nitrite // Int J Immunopharmacol. -1997. -N.5. -P.305-310.

139. Smith S.D., Wheeler M.A., Zhang R., Weiss E.D. et al. Nitric oxide synthase induction with renal transplant rejection or infection // Kidney Int. -1996.-Vol.50, N.6. -P.2088-2093.

140. Striet J.B., Gudelsky G., Soukhova G.K. et al. Regulation of catecholamines by sustained and intermittent hypoxia in neuroendocrine cells and sympathetic neurons // Hypertension. -2003. -Vol.42, N.6. -P.1130-1136.

141. Takai N., Uchihashi K., Higuchi K. et. al. Localization of neuronal-constitutive nitric oxide synthase and secretory regulation by nitric oxide in the rat submandibular and sublingual glands // Arch Oral Biol. -1999. -Vol.44, N.9. -P.745-750.

142. Tanaka S., Koike T. Vasoactive intestinal peptide suppresses neuronal cell death induced by nerve growth factor deprivation in the rat sympathetic ganglion cells in vitro// Neuropeptides. -1994. -Vol.26, N.2. -P.103-111.

143. Tang H., Hammond P., Brimijoin S. Acetylcholinesterase immunolesioning: regional vulnerability of preganglionic sympathetic neurons in rat spinal cord // Exp Neurol. -1998. -Vol.152, N.2. -P. 167-176.

144. Tojo A., Kobayashi N., Kimura K., Hirata Y. et al. Effects of antihypertensive drugs on nitric oxide synthase activity in rat kidney // Kidney Int Suppl. -1996. -Vol.55. -P.138-140.

145. Wager J.G., Ganey P.E., Roth R.A. Nitric oxide is not involved in hepato-cyte killing by neutrophils activated by N-formyl-methionylleucyl-phenylala-nine or phorbol myristate acetate in vitro // Hepatology. -1996. -N.4, -P.803-810.

146. Weiss M.L., Kenney M.J., Müsch T.I., Patel K.P. Modifications to central neural circuitry during heart failure // Acta Physiol Scand. -2003. -Vol.177, N.1. -P.57-67.

147. Wright L.L., Luebke J.I., Elhaar A.E. Target-specific subpopulations of the rat superior cervical ganglion neurons // J Autonom Nerv Syst. -1991. -Vol.33, N.1. -P.105-106.A

148. Wright L.L., Smolen A.J. Effect of neonatal castration or treatment with de-hydrotestosterone on numbers of neurons in the rat superuior cervical sympathetic ganglion // Dev Brain Res. -1985a. -Vol.20, N.2. -P.314-316.

149. Wright L.L., Smolen A.J. Synaptogenic effect of neonatal estradiol treatment in rat superior cervical ganglion // Dev Brain Res. -1985b. -Vol.21, N.2. -P.161-166.

150. Xiao D.S., Qian Z.M. Plasma nitric oxide and iron concentrations in exercised rats are negatively correlated // Mol Cell Biochem. -2000. -Vol.208, N.1-2. -P.163-166.

151. Zaidi Z.F., Matthews M.R. Stimulant-induced exocytosis from neuronal somata, dendrites, and newly formed synaptic nerve terminals in chronically decentralized sympathetic ganglia of the rat // J Comp Neurol. -1999. -Vol.415, N.1. -P.121-143.

152. Zou A.P., Cowley A.W. Nitric oxide in renal cortex and medulla. An in vivo microdialysis study// Hypertension. -1997. -Vol.29, Pt.2. -P.194-198.j