Взаимодействие базидиальных грибов с гуминовыми веществами тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.04, кандидат наук Кляйн, Ольга Ивановна

• Кляйн, Ольга Ивановна
• кандидат наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат наук Кляйн, Ольга Ивановна

СОДЕРЖАНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ. ВЗАИМОДЕЙСТВИЕ БАЗИДИОМИЦЕТОВ С ГВ (НА ПРИМЕРЕ ГРИБОВ РОДА TRAMETES)

1.1. Общая характеристика базидиальных грибов рода Trametes

1.1.1. Распространение и роль в природе

1.1.2. Практическое применение базидиомицетов рода Trametes

1.1.3. Основные ферменты лигнинмодифицирующей системы грибов -возбудителей белой гнили

1.2. Общая характеристика ГВ

1.2.1. Основные функции ГВ в природе

1.2.2. Физико-химические свойства и структура ГВ

1.2.3. Биологическая активность ГВ

1.2.4. Гипотезы образования ГВ

1.3. Взаимодействие базидиомицетов с ГВ

1.3.1. Разложение ГВ базидиомицетами и влияние ГВ на их рост

1.3.2. Поступление ГВ в клетки базидиомицетов и влияние на основные метаболические пути

1.3.3. Исследование взаимодействия базидиомицетов с ГВ на молекулярном уровне

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Культивирование базидиомицетов

2.1.1. Подготовка посевного материала

2.1.2. Твердофазное культивирование

2.1.3. Жидкофазное стационарное культивирование

2.1.4. Жидкофазное глубинное культивирование

2.2. Оценка динамики активности основных ферментов J1MC

2.2.1. Определение лакказной активности

2.2.2. Определение активности Мп-пероксидазы

2.2.3. Определение активности лигнинпероксидазы

2.3. Выделение и физико-химическая характеристика препаратов ГВ

2.3.1. Элементный анализ

2.3.2. Эксклюзионная хроматография

2.3.3. ,3С ЯМР спектроскопия ГВ

2.4. Изучение морфологии Т. maxima и трансформированных ГВ методами световой и электронной микроскопии

2.4.1. Изучение морфологии Т. maxima методом световой микроскопии с использованием прижизненного окрашивания

2.4.2. Изучение особенностей морфологии Т. maxima методом ПЭМ

2.4.3. Изучение морфологии Т. maxima методом СЭМ

2.4.4. Исследование угля методом СЭМ

2.5. Исследование взаимодействия Т. maxima с ГВ

2.5.1. Исследование состава и содержания углеводов в цитозоле

2.5.2. Исследование клеточного дыхания

2.5.3. Определение активности и идентификация СОД

2.5.4. Исследование поступления ГВ

2.6. Исследование влияния ГВ на протеом и секретом 71 maxima

2.6.1. Выделение и очистка внутри- и внеклеточных белков

2.6.2. Измерение концентрации белка

2.6.3. Разделение белков методом двумерного электрофореза

2.7. Исследование влияния ГВ на экспрессию генов Т. maxima

2.7.1. Выбор исследуемых генов

2.7.2. Выделение суммарной РНК

2.7.3. Синтез комплементарной ДНК

2.7.4. Амплификация дц-ДНК

2.7.5. Проведение ПЦР в реальном времени

2.7.6. Выбор референсного гена

2.8. Оценка биологической активности продуктов взаимодействия базидиомицетов с ГВ

2.8.1. Проведение мелкоделяночного эксперимента

2.8.2. Проведение лабораторно-вегетационных экспериментов

2.8.3. Оценка антиоксидантной емкости ГВ

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Трансформация ГВ базидиомицетами

3.1.1. Трансформация ГВ базидиомицетами при

твердофазном культивировании

3.1.2. Трансформация ГВ базидиомицетами при

жидкофазном стационарном культивировании

3.2. Взаимодействие Т. maxima с ГВ в условиях жидкофазного глубинного культивирования

3.2.1. Влияние ГВ на динамику роста Т. maxima

3.2.2. Влияние ГВ на морфологию и ультраструктуру клеток Т. maxima

3.2.3. Поступление ГВ в клетки Т. maxima

3.2.4. Влияние ГВ на дыхание Т. maxima

3.2.5. Влияние ГВ на состав и содержание углеводов в цитозоле Т. maxima

3.2.6. Влияние ГВ на уровень АФК и СОД у Т. maxima

3.2.7. Влияние ГВ на протеом и секретом Т. maxima

3.2.8. Влияние ГВ на экспрессию генов, кодирующих ферменты основных метаболических путей углеводного обмена у Т. maxima

3.3. Биологическая активность продуктов взаимодействия базидиомицетов с ГВ

3.3.1. Антиоксидантная емкость исходных и трансформированных базидиомицетами ГВ

3.3.2. Ростостимулирующая активность продуктов взаимодействия базидиомицетов с ГВ

3.3.3. Детоксицирующая способность продуктов взаимодействия базидиомицетов с ГВ

ВЫВОДЫ

БЛАГОДАРНОСТИ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИИ

л

[ Н]ГВ - меченные тритием гуминовые вещества

13С ЯМР - спектроскопия ядерного магнитного резонанса на ядрах С13

СА,k - углерод алифатических фрагментов

САг - углерод ароматических фрагментов

СВН - целлобиогидролазы I

Сс=о - углерод кетонных и хинонные групп

Ссоо - углерод карбоксильных групп

DCF - 2',7'-дихлорфлуоресцеин

DTT - дитиотреитол

GH - гликозидгидролазы

GH6 - целлобиогидролазы II

H2DCFDA - 2',7-дихлордигидрофлуоросцеин диацетат МпП - марганецпероксидаза

АБТС - 2,2'-азинобис-(3-этилбензотиазолин-6-сульфонат)

АОЕ - антиоксидантная емкость

АФК - активные формы кислорода

БАД - биологически активная добавка

БП - биопрепарат

БСА - бычий сывороточный альбумин

ГВ - гуминовые вещества

ГЖХ - газожидкостная хроматография

ГК — гуминовые кислоты

ГКЭ - эквивалент галловой кислоты

ГМК - гиматомелановые кислоты

ГПВ - гуминоподобные вещества

ДДС-Na - додецилсульфат натрия

ИЭФ - изоэлектрофокусирование

КЖ — культуральная жидкость

КС — клеточная стенка

КФБ - калий фосфатный буфер

JIK - лакказа

ЛМС - лигнинмодифицирующая система ЛП - лигнинпероксидаза ММ - молекулярная масса

МЭТЦ - митохондриальная электрон-транспортная цепь

НТФ - нуклиозит - 5'- трифосфат

ОВП - окислительно-восстановительный потенциал

ОСФ - общее содержание фенолов

ПААГ - полиакриламидный гель

ПФП - пентозофосфатный путь

ПЭМ — просвечивающая электронная микроскопия

СГК - салицилгидроксамовая кислота

СОД - супероксидцисмутаза

СЭМ - сканирующая электронная микроскопия

ТХУ - трихлоруксусная кислота

ТЭ — Тролоксовый эквивалент

ТЭМ - трансмиссионная электронная микроскопия

ТЭМЕД - тетраметилэтилендиамин

ФК - фульвокислоты

ЦБК - целлюлозно-бумажный комбинат

ЦТК - цикл трикарбоновых кислот

ЭДТА - этилендиаминтетрауксусная кислота

ЭТЦ. электрон-транспортная цепь

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Взаимодействие базидиальных грибов с гуминовыми веществами»

ВВЕДЕНИЕ

Базидиомицеты, относящиеся к возбудителям белой гнили древесины, являются одной из немногих групп грибов, которые практически всегда существуют в условиях недостатка углерода в легкодоступной форме. Поэтому в процессе эволюции у них сформировалась лигнинмодифицирующая система (JIMC), представляющая собой набор экстрацеллюлярных ферментов и низкомолекулярных медиаторов, благодаря которым эти грибы способны использовать труднодеградируемые субстраты в качестве источника углерода и / или азота. Особый интерес с этой точки зрения представляют грибы рода Trameies, способные образовывать мицелий не только в древесине, но и в почве. Они обладают уникальной системой лигнолитических и целлюлолитических ферментов и способны благодаря этому разрушать труднодеградируемые вещества, такие как лигнин и целлюлоза. Продуктами последующей трансформации этих соединений в окружающей среде являются гуминовые вещества (ГВ) - преобладающая и наиболее устойчивая к деградации фракция почвенного органического вещества. Участвуя в образовании ГВ, грибы - возбудители белой гнили отвечают за вывод органического углерода из активного круговорота в стабильную форму, недоступную для большинства живых организмов. Следует подчеркнуть, что в форме почвенного органического вещества сосредоточены основные запасы углерода Земли (ок. 50x10'"' кг С), на порядок превышающие запасы органического углерода в биомассе (ок. 5х10ы кг С) [Stevenson and Cole, 1999]. С другой стороны, в настоящее время установленной считается также роль возбудителей белой гнили древесины в разложении ГВ, что приводит к образованию доступных источников углерода для микроорганизмов, т.е. поступлению выведенного из активного круговорота углерода обратно в цикл. Таким образом, базидиальные грибы -возбудители белой гнили древесины играют ключевую роль в глобальном цикле углерода, а изучение их экологической роли в этом процессе - актуальная проблема современной биохимии. При этом изучение функционирования этих грибов в природных средах невозможно без учета их взаимодействия с ГВ, что обуславливает необходимость проведения комплексных исследований, направленных на изучение взаимодействия данной группы базидиальных грибов с ГВ.

Используемые в большинстве случаев модельные системы, создаваемые для изучения взаимодействия грибных организмов с ГВ, основаны на т.н. «богатых» питательных средах, т.е. средах, содержащих глюкозу - легкодоступный источник углерода [Kate et al., 2011]. В то же время в природных условиях эти микроорганизмы функционируют при недостатке легкодоступных источников углерода, что, безусловно, влияет на грибной метаболизм и, как следствие, на их взаимодействие ГВ. Поэтому для создания адекватной модели для исследования базидиальных грибов - возбудителей белой гнили в природных условиях необходимо проведение исследований в системах, где ГВ будут выступать в качестве единственного источника углерода. Для установления и понимания основных закономерностей взаимодействий, протекающих в системе базидиомицеты - ГВ, исследования необходимо проводить не только на клеточном, но и на молекулярном уровне.

Целью работы было сравнительное изучение взаимодействия ГВ с базидиомицетами Trámeles hirsuta (Wulf.:Fr.) Pil. и Trámeles maxima (Mont.) David & Rajchenb в условиях богатой питательной среды и при отсутствии легкодоступного источника углерода. Выбранные штаммы базидиомицетов -возбудителей белой гнили являются продуцентами высокоактивных лакказ и пероксидаз. Для достижения поставленной цели необходимо было решить следующие задачи:

- изучить влияние ГВ на рост и развитие грибов на уровне организма;

- на основании сравнительного анализа основных физико-химических характеристик ГВ до и после взаимодействия с грибами выявить основные пути деградации ГВ выбранными штаммами грибов;

- провести количественную оценку поступления ГВ в клетки грибов;

- на основании оценки изменений, наблюдаемых в физиологических процессах грибов под действием ГВ, установить основные метаболические пути, на которые влияют ГВ;

- на основании оценки изменений, происходящих в протеоме грибов под действием ГВ, выявить молекулярные основы взаимодействия грибов — возбудителей белой гнили с ГВ.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ. ВЗАИМОДЕЙСТВИЕ БАЗИДИОМИЦЕТОВ С ГВ (НА ПРИМЕРЕ ГРИБОВ РОДА TRAMETES)

1.1. Общая характеристика базидиальных грибов рода Trametes

Базидиомицеты - класс мицелиальных грибов, являющихся гетеротрофными эукариотами и характеризующихся наличием двух стадий мицелиального развития. На первой стадии при прорастании базидиоспор происходит образование слаборазвитого гаплоидного мицелия, а на второй - формирование диплоидного мицелия из двух различных гаплоидных филаментов. В диплоидной форме мицелий чаще всего мощный, хорошо развитый. Цитологически он характеризует дикариофитностыо, а морфологически - наличием пряжек. В жизненном цикле развития базидиомицетов диплоидный мицелий преобладает над гаплоидным [Беккер, 1988].

Грибы рода Trametes — ксилотрофные базидиомицеты, относящиеся к группе возбудителей белой гнили и обладающие способностью продуцировать экстрацеллюлярный мультиферментный комплекс, что обуславливает их способность утилизировать как труднодеградируемые природные полимеры (целлюлоза, лигнин, ГВ), так и ксенобиотики различных классов [Mougin et al., 2009]. При этом грибы рода Trametes обладают наиболее высоким лигнолитическим потенциалом среди всех базидиальных грибов. Оценка лигнолитического потенциала, проведенная путем скрининга 92 изолятов, относящихся к родам Pycnoporus, Polyporus, Schizophyllum, Ganoderma, Trametes, Stereiun, Chondrosteream, Inonotus, Phelimis, Fomes, Daedalea, Trichaplum, Merulius, Irpex, Steccherium, Poria, Hexagonia, Ischnoderma, Fomitopsis и Cerrena, показала, что максимальным окислительным потенциалом характеризуются два штамма, принадлежащие к роду Trametes: Т. maxima и Т. villosa [Hernandez-Luna et al., 2008]. Так как, согласно существующим представлениям, основная роль в процессах биодеградации природных полимеров и ксенобиотиков базидиомицетами принадлежит внеклеточным ферментам [Позднякова и др., 2008; US20000541944; US 19910687368; W02004067730], то все большее внимание уделяется исследованию основных ферментов, входящих в состав мультиферментного

экстрацеллюлярного комплекса Trámeles: лакказы, лигнинпероксидазы и Мп-пероксидазы.

С другой стороны, базидиальные грибы привлекают все большее внимание как объект современной генетики и молекулярной биологии. В настоящее время установлено, что представители этого класса грибов обладают сложной генетической организацией, а в их геноме содержатся практически все гены-предшественники современных генов эукариот, в том числе, человека. Поэтому актуальной задачей является изучение генетической организации базидиальных грибов. На данный момент в базах данных нет ни одного собранного и аннотированного генома представителей рода Trámeles.

1.1.1. Распространение н роль в природе

Грибы рода Trámeles широко распространены в лесной зоне по всему земному шару. Во многих лесных биотопах это самый встречаемый род [Соловьева и Иванкина, 2010]. Обычно представители данного рода растут на древесине лиственных пород, чаще всего березы и дуба, но иногда колонизируют и древесину хвойных. Грибы рода Trámeles играют важную роль в лесных экосистемах, участвуя в биодеградации мёртвой древесины и опада и возвращении в круговорот органических и минеральных веществ. Эффективность деградации лигниноцеллюлозных субстратов базидиальными грибами зависит, прежде всего, от их JIMC, а именно от активности и эффективности как отдельных ее компонентов, так и всей мультиферментной системы. Основной особенностью исследуемой группы базидиомицетов является то, что активизация и увеличение лигнолитического потенциала происходит в условиях недостатка основных питательных элементов - углерода и азота.

Разложение лигнина и целлюлозы - основная физиологическая функция ксилотрофных базидиомицетов в природе. Грибы трансформируют труднорасщепляемые биополимеры в формы, доступные для потребления другим организмам в экологической цепи [Lacina et al., 2003; Martinez et al., 2005; Sanchez, 2009] и участвуют в образовании из трансформированных биополимеров ГВ и гуминоподобных веществ (ГПВ), которые представляют собой основной резервуар почвенного углерода. В частности, Соловьевой и Иванкиной на примере пирогенной сукцессии было показано, что грибы рода Trámeles играют важную

роль в восстановлении почвенного покрова, т.к. в процессе их функционирования происходит формирование вторичных метаболитов, к которым относятся низкомолекулярные фенольные соединения и органические кислоты, трансформирующиеся в ГВ [Соловьева и Иванкина, 2010]. Следует подчеркнуть, что авторы регистрировали появление грибов только на основании образования плодовых тел, тогда как выделение метаболитов может осуществляться и при росте грибов в мицелиальной форме. Таким образом, уникальной особенностью функционирования базидиальных грибов в наземных экосистемах является их одновременное участие и в разложении, и в синтезе наиболее устойчивой к деградации фракции почвенного органического вещества — ГВ. Это указывает на важную роль базидиальных грибов в глобальном цикле углерода.

С другой стороны, высокий деградационный потенциал базидиальных грибов — возбудителей белой гнили обуславливает большой интерес к этой группе грибов с точки зрения их возможного использования в природоохранных технологиях для разложения органических отходов (уголь, лигнин, лигноцеллюлоза и т.д.) и ксенобиотиков (азокрасители, пестициды и др.).

1.1.2. Практическое применение базидиомицетов рода Trametes

Грибы рода Trametes обладают способностью продуцировать мультиферментный комплекс, обуславливающий их способность разлагать как труднодеградируемые природные полимеры, так и ксенобиотики различных классов. В связи с этим грибы рода Trametes нашли широкое применение в переработке техногенных отходов, включая очистку сточных вод и почв.

При очистке сточных вод грибы рода Trametes могут использоваться для разложения образующейся на целлюлозно-бумажных комбинатах (ЦБК) пульпы и различных красителей, присутствующих в сточных водах текстильной промышленности. В частности, Т. versicolor нашел применение при обработке сточных вод ЦБК [Selvam et al., 2002; Selvam et al., 2006], а штамм Т. pubescens был рекомендован в нашей стране в качестве биологического агента для обезвреживания твердых отходов ЦБК, содержащих хлорорганические ароматические соединения [Чхенкели и Николаева, 2007]. Способность грибов рода Trametes и других возбудителей белой гнили обесцвечивать различные красители так же хорошо изучена [Gill et al., 2002; Mazmanci and Unyayar, 2005;

Michniewicz et al., 2008]. В частности, разработан метод, позволяющий проводить окисление текстильных красителей с ипользованпем лакказы, получаемой из грибов родов Fomes, Trameies, Rhizoctonia, Coprinus, Myceliophthora, Schytalidiiim и Polyporus [US6409771].

Использование грибов рода Trámeles для очистки загрязненных почв пока находится преимущественно на стадии научно-исследовательских разработок. В настоящее время показано, что штамм Т. (Coriolits) versicolor при культивировании на нефтезагрязненной почве в течение 12 мес. способствует снижению количества нефтяных углеводородов на 78%, превосходя по этому показателю штаммы Phanerochaete chiysosporium и Plewotus ostrealus, при культивировании которых уменьшение количества нефтяных углеводородов лежит в диапазоне 53-68% [Yateem et al., 1998].

При разработке технологий рекультивации загрязненных земель применение представителей рода Trámeles, прежде всего, обусловлено их устойчивостью к присутствию в среде тяжелых металлов, что позволяет использовать грибы этого рода как для очистки почв, загрязненных тяжелыми металлами, так при комплексных загрязнениях. Согласно данным, полученным в работе [Baldrian, 2003], Т. versicolor обладал высокой устойчивостью к Cd, Zn, Ni, Со, Cr, Mo, Pb, Mg и Sn. Кроме того, поглощение металлов грибами может происходить не только вследствие адсорбционных процессов, как в случае бактерий, но также и благодаря активному транспорту металлов в клетки [Gutnick and Bach, 2000; Gabriel et al., 2001]. Указанные особенности базидиальных грибов делают их перспективными биологическими агентами для очистки различных загрязненных сред.

Наряду с очисткой загрязненных сред, грибы рода Trámeles также широко применяются для разложения труднодеградируемых отходов, в том числе отходов сельскохозяйственной деятельности (солома), бытовых отходов и отходов деревообрабатывающей и целлюлозно-бумажной промышленности [Malherbe and Cloete, 2002], синтетических полимеров, используемых в текстильной промышленности [Deguchi et al., 1997]. На данный момент существуют лабораторные работы по трансформации угля представителями рода Trameies, в частности грибом Т. versicolor, с последующим возможным получением метана [Bumpus et al., 1998].

Еще одним направлением практического использования грибов рода Trametes является получение биологически активных соединений. Например, в работе [Sivaprakasam et al., 2011] была продемонстрирована ингибиругощая активность вытяжки из Т. hirsuta по отношению к целому ряду патогенных микроорганизмов, включая аскомицеты {Penicillium sps., Aspergillus fumigatous, A. niger, A.flavus, Mucour indicus) и бактерии {Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa, Salmonella typhi, Staphylococcus aureus, Streptococcus mutans), что делает Trametes перспективным источником новых классов соединений с антибиотической активностью. Кроме того, продолжается поиск новых эффективных и безопасных противоопухолевых природных веществ, синтезируемых грибами. В Японии фирмой Sankyo Со Ltd. на основе гриба Т. versicolor был разработан противоопухолевый препарат «Крестин», который применяется как лекарственное средство [Кадукова и др., 2010]. В России производят аналог данного препарата, который зарегистрирован как биологически активная добавка (БАД) «Трамелан» [Горшина и Скворцова, 2005]. Препарат обладает антисклеротическим, антиатерогенным, гепатопротекторным и иммунокорректорным действием.

Установлено, что базидиомицеты могут быть использованы в промышленности для биосинтеза ароматических компонентов для парфюмерии и пищевой промышленности [Chen and Chiang, 1995; Longo and Sanroman, 2006]. В частности, для штамма Т. suaveolens CBS 334.85 была продемонстрирована способность трансформировать L-фенилаланин в бензальдегид - простейший альдегид ароматического ряда с характерным запахом горького миндаля [Lomascolo et al., 2001]. Другими авторами была установлена способность этого гриба трансформировать бета-каротин в ароматическое соединение дигидроактинидиолид - летучий терпен, обладающий запахом чая и используемый в качестве пищевого ароматизатора [Zorn et al., 2003].

Несмотря перспективность использования базидиомицетов - возбудителей белой гнили в биокаталитических технологиях и технологиях «зеленой химии», биоремедиации, утилизации отходов различных отраслей промышленности, в настоящее время грибы рода Trametes широко используются только в природоохранных технологиях для разложения ксенобиотиков и труднодеградируемых субстратов. Расширение областей применения грибов рода

Trámeles в будущем возможно только с получением новых знаний по их физиологии, биохимии и молекулярной организации.

1.1.3. Основные ферменты лигнинмодифнцирующей системы грибов — возбудителей белой гнили

Возрастающий интерес к исследованию разложения труднодеградируемых полимеров и ксенобиотиков возбудителями белой гнили вызван, прежде всего, возможностью их использования в технологиях переработки и утилизации техногенных образований и отходов. Последние данные экспериментальных работ в данной области суммированы в ряде обзоров [Рабинович и др., 2001; Roblez-Hernandez et al., 2008; Dashtban et al., 2009; Куликова и др., 2011]. Установлено, что процессы деградации грибами белой гнили включают действие сложного мультиферментного комплекса, продукция которого зависит от субстрата, на котором растет гриб, его физиолого-биохимических особенностей и геномной организации. Эффективность деградации обеспечивается комбинацией внеклеточных лигнолитических ферментов, органических кислот, медиаторов и сопутствующих ферментов. Согласно современным представлениям, существует три основных пути разложения природных полимеров и ксенобиотиков базидиомицетами: ферментативная деградация, опосредованно ферментативная и неферментативная деградация [Куликова и др., 2011].

Каждый из перечисленных путей характеризуется наличием собственных механизмов разложения труднодеградируемых веществ. Ферментативный путь основан на молекулярной трансформации субстрата с изменением свойств, а так же с возможным синтезом cle novo и последующим полным разложением субстрата. Опосредованная ферментативная деградация базируется на формировании радикалов в качестве основных и побочных продуктов ферментативных реакций с последующим запуском радикальных процессов. Неферментативная деградация осуществляется за счет реакционноспособных радикалов и ионов металлов переменных валентностей. В природных условиях процессы деградации базидиомицетами являются многостадийными и реализуются, как правило, с участием всех перечисленных выше механизмов. Тем самым в природе осуществляется смешанный тип деградации, благодаря чему происходит усиление процессов деструкции. Тем не менее, как ферментативная, так и опосредованная

ферментативная деградация осуществляются преимущественно с участием оксидоредуктаз и гидролаз, что предопределяет значимость данных ферментов в деградации ксенобиотиков и биополимеров. Из этого следует, что важный вклад в процессы деструкции вносят выделяемые базидиомицетами внеклеточные ферменты.

Базидиомицеты могут синтезировать множество внеклеточных ферментов, принимающих участие в процессе модификации и разрушении органических соединений. Общее название этих ферментов - лигниназы [Ruiz-Duenas and Martinez, 2009], хотя ряд авторов относит этот термин только к лигнинпероксидазе [Wong, 2009]. Лигниназы могут быть разделены на 2 группы: фенолоксидазы -лакказы (ЛК, КФ 1.10.3.2) и гемсодержащие пероксидазы, а именно лигнинпероксидаза (ЛП, КФ 1.11.1.14), марганец пероксидаза (МпП, КФ 1.11.1.13) и полифункциональная (versatile) пероксидаза (ГТП, КФ 1.11.1.16). Основным отличием этих двух групп ферментов являются субстраты-акцепторы электронов: молекулярный кислород для лакказы и перекись водорода для гемовых пероксидаз (табл. 1).

Лигнинпероксидаза (ЛП) представляет собой гликопротеин, содержащий 1 моль железопротопорфирина IX на 1 моль фермента и от 6 до 20% углеводов. ЛП относительно неспецифична к субстратам: она окисляет широкий круг ароматических субстратов фенольной природы и нефенольных компонентов лигнина с редокс потенциалом до 1,4 В (относительно нормального водородного электрода) в присутствии перекиси водорода. Уникальной особенностью ЛП, отличающей ее от других пероксидаз, является способность окислять метоксилированные подструктуры лигнина с высокими редокс-потенциалами. Для фенольных субстратов скорость окисления выше, чем для нефенольных субстратов, причем в результате окисления образуются феноксильные радикалы. В присутствии кислорода феноксильные радикалы могут взаимодействовать с различными соединениями, приводя к разрыву ароматического кольца и/или полимеризации.

Таблица 1.1 - Некоторые характеристики основных ферментов ЛМС базидиальных грибов [по Куликова и др., 2011].

Структура активного центра Локализация Катализируемая реакция ММ, кДа рН- оптимум Медиаторы

Лигнинпероксидаза

Ре-протопорфирин IX Внеклеточная ЛП|Ре(Ш)] + Н2О2—►Л1Г-1[Ре(1У)=0*+] + Н20 ЛП-1+АН—>ЛП-П[Ре(1У)=0*+]+А*+ЛП-Н+АН—>ЛП+А*+ 39-43 1-5 Вератровый спирт

Мп-пероксидаза

Ре-протопорфирин IX Внеклеточная МпП + Н202 = МпП-1 + Н20 МпП-1 + Мп2+ = МпП-Н + Мп3+ МпП-И + Мп2+ - МпП + Мп3+ + Н20 38-63 2,5-6,5 Органические кислоты в качестве хелаторов, толы, ненасыщенные жирные кислоты

Полифункциональная пероксидаза

Гем Внеклеточная Донор + Н2О2 = Донор (окисл) + 2Н20 42-45 3-5 Те же вещества, что и для ЛП и МпП

Лакказа

Ансамбль из четырех ионов меди Внутри-внеклеточная 4 бепзендиол + Ог - 4 бензосемихинон + 2Н20 50-70 2-10 АБТС, ГБТ, ТМПО, комплексы переходных металлов

Маргаисцпсроксидаза (МпП), также как ЛП, представляет собой гликопротеин, и содержит протогем IX (железо-протопорфирин IX), который легко отделяется от апофермента даже при электрофорезе в неденатурирующих условиях. МпП катализирует окисление Мп2+ до Мп3+ в присутствии перекиси водорода. Каталитический цикл МпП в присутствии соответствующего хелатора (оксалат, малонат, малат, тартрат, лактат) ведет к образованию высоко реакционного Мп3+-хелатного комплекса, который способен окислять многие фенольные субстраты по одноэлектронному механизму, включая фенольные лигниновые соединения с образованием феноксирадикалов. МпП способна катализировать реакции разрыва и в нефенольных структурах лигнина по связям Са-Ср, алкил-арил и участвовать в Са-окислении модельных структурах лигнина сирингильного типа (3—1 > Кроме того, предполагают, что МпП окисляет нефенольные структуры лигнина путем образования высокоактивных радикалов из ненасыщенных жирных кислот, а также тиолов [Ка\\'а1 е1 а1., 2009].

Полифуикциональная пероксидаза (ПП) является гликопротеином, обладающим гибридными свойствами ЛП и МпП. До сих пор существует путаница в определении этих ферментов: в ряде случаев они называются гибридными пероксидазами, иногда их обозначают аббревиатурой. В настоящее время к ПП относят ферменты, катализирующие окисление типичных пероксидазных субстратов, включая Мп" и вератровый спирт. Это крайне привлекательная с точки зрения практического использования группа ферментов из-за своей способности окислять Мп" , а также фенольные и нефенольные ароматические соединения. Предполагается, что ПП может окислять широкий круг субстратов с различными потенциалами — от низких до высоких, сравнимых с таковыми для ЛП. ПП демонстрируют более высокую каталитическую эффективность по сравнению с ЛП и МП, которые не способны к эффективному окислению фенольных компонентов при отсутствии вератрового спирта или окислению фенолов при отсутствии Мп" соответственно. Такая субстратная специфичность обусловлена их гибридной молекулярной структурой. Каталитические циклы ПП подобны таковым для МпП и ЛП [Ишг-ОиепаБ е1 а!., 2009].

Основной особенностью мультиферментного комплекса базидиальных грибов рода Тгате1ез является преобладание в нем лакгсаз (ЛК). Лакказа - фермент,

катализирующий реакцию восстановления молекулярного кислорода до воды, минуя стадию образования перекиси водорода с сопутствующим окислением субстрата донора электронов. Лакказы широко распространены в природе, что может объясняться разнообразием выполняемых ими физиологических функций. Они обнаружены в царствах растений, животных, грибов и бактерий. Во многом значимость лакказы в экосистемах определяет структура фермента, обуславливающая его широкую субстратную специфичность и высокую термо- и pH-стабильность.

Практически все лакказы содержат углеводную часть, которая может составлять от 10 до 20% от общей массы молекулы белка (для грибных лакказ) и включать такие углеводы как гексозамин, глюкоза, манноза, галактоза, фукоза, арабиноза [Baldrian, 2006]. Наличие углеводной части у белков, секретируемых в окружающую среду, связано с защитой от протеолиза и инактивации свободными радикалами, что очень важно для грибных лакказ, основной функцией которых является деградация лигнина — процесса, проходящего с образованием свободных радикалов [Baldrian, 2006].

Большинство грибов синтезируют несколько изоформ и/или изоферментов лакказы, что позволяет им окислять широкий круг субстратов и свидетельствует о различных механизмах регуляции биосинтеза [Mansur et al., 1997]. Возможно, благодаря этому высокий уровень лакказной активности в почве сохраняется в течение круглого года, что является отличительной чертой лакказы по отношению к другим лигноцеллюлозным ферментам [Criquet et al., 1999; Criquet et al., 2000].

Лакказы катализируют окисление moho-, ди- и полифенолов, ароматических аминов и других соединений. Субстратная специфичность фермента может быть значительно расширена при использовании редокс-медиаторов. В присутствии редокс-медиаторов лакказы могут окислять нефенольные соединения различной природы. Как правило, значения редокс-потенциала Т1-центра лакказ (первичного акцептора электронов) лежат в диапазоне от +430 до +790 мВ, однако использование системы фермент-медиатор позволяет окислять соединения с более высокими значениями окислительно-восстановительных потенциалов (ОВП) ->+1100 мВ [Fernandez-Sanchez et al., 2002]. Кроме того, медиаторы действуют как-подвижный электронный переносчик, позволяющий окислять

высокомолекулярные биополимеры, такие как лигнин и целлюлоза. Таким образом, по своим каталитическим свойствам, субстратной специфичности и биотехнологическому потенциалу лакказа - практически идеальный катализатор для «зеленой» химии. В связи с тем, что лакказы, синтезируемые представителями рода Trámeles, относятся к ферментам с высоким ОВП (табл. 2), можно сделать вывод о том, что именно представители рода Trámeles являются одними из наиболее перспективных грибов для практического применения.

Таблица 1.2 - Значения ОВП Т1 центра грибных лакказ.

Источник J1K ОВП, mB Источник

Т. Irogii 790 Garzillo et al., 2001

Т. ochraceci 790 Shleev et al., 2004

Т. hirsuta 780 Shleev et al., 2004

Т. vi llosa 780 Xu et al., 1999

Т. versicolor 780 Reinhammar, 1972

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Кляйн, Ольга Ивановна, 2013 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1 Акименко В.К. Альтернативные оксидазы микроорганизмов. М.: Наука. -1989-263 с.

2. Александрова JI.H. Органическое вещество почвы и процессы его трансформации. JL: Химия. - 1980. - 288 с.

3. Аронов С.Г. Гуминовые кислоты. В.: Химическая энциклопедия. М.: Советская энциклопедия. - 1988. - Т. 1. - С. 618.

4. Бабьева И.П., Зенова Г.М. Биология почв: Учебник. М.: Изд-во МГУ. -1989.-336 с.

5. Бакеева JI.E., Сапрунова В.Б., Пасюкова Е.Г., Рощина Н.В. Митоптоз в летательной мышце Drosophila melanogaster II Доклады Академии наук. - 2007. -Т. 413.-С. 1-3.

6. Беккер З.Э. Физиология и биохимия грибов. - М.: Издательство Московского университета. - 1988. -230 с.

7. Белькевич П.И., Чистова JI.P. Торф и проблема защиты окружающей среды. Минск: Наука и техника. - 1979. - 64 с.

8. Беляев E.H. Измерение концентраций аскорбиновой кислоты методом высокоэффективной жидкостной хроматографии в воздухе рабочей зоны. МУК 4.1.0.409-96 // Утв. Пред. Госкомсанэпиднадзора России Главным государственным санитарным врачом Российской Федерации E.H. Беляевым 8 июня 1996 г

9. Билай В.И Методы экспериментальной микологии // Справочник под ред. Билай В.И. // Киев, Наука Думка. - 1982. - С. 106-165.

10. Бробст K.M. Газожидкостная хроматография триметилсилильных производных Сахаров // Методы исследования углеводов // Под. ред. Ф.Я. Хорлина. М.: Мир. - 1975.-С. 9-13.

11. Вильяме В.Р. Почвоведение. Земледелие с основами почвоведения. Изд. -4-е. М.: Сельхозгиз. - 1939. - 450 с.

12. Гесслер H.H., Аверьянов A.A., Белозерская Т.А. Активные формы кислорода в регуляции развития грибов // Биохимия. - 2007. - Т. 72. - Вып. 10. - С. 1342-1364.

13. Горбатова О.Н., Королёва О.В., Ландесман Е.О., Степанова Е.В., Жердев A.B. Индукция биосинтеза лакказы как способ увеличения потенциала детоксификации базидиомицетами // Прикладная биохимия и микробиология. -2006. - Т. 42. - № 4. - Р. 468^174.

14. Горшина Е.С., Скворцова М.М. Трамелан - отечественная биологически активная добавка на основе сухой биомассы лекарственного базидиомицета Trameies pubyscens и другие препараты грибов рода Trametes (Coriolus) II Успехи медицинской микологии. - 2005. - Т. 5. - с. 262-266.

15. ЗаварзинаА.Г. Реконструкция возникновения палеопочв на основе современных процессов гумусообразования. // Палеопочвы и индикаторы континентального выветривания в истории биосферы. Серия «Гео-биологические системы в прошлом». М.: ПИН РАН. - 2010. - С. 36-75.

16. Кадукова Е.М., Терпинская Т.И., Сушко С.Н., Маленченко А.Ф. Использование экстракта веселки обыкновенной в комплексной терапии онкозаболеваний в эксперименте // Сибирский онкологический журнал. - 2010. - Т. 40,-№4.-с. 25-29.

17. Классификация и диагностика почв России // Смоленск: Ойкумена. -2004. -С. 342.

18. Кляйн О.И., Куликова H.A., Степанова Е.В., Софьин A.B., Филиппова О.И., Ландесман Е.О., Королева О.В. Влияние биопрепаратов на основе базидиальных грибов на урожайность и качество редиса // Проблемы агрохимии и экологии. - 2011. - № 3. - С. 36-39.

19. Ковалевский Д.В., Пермин А.Б., Перминова И.В., Петросян B.C. Выбор условий регистрации количественных 13С ЯМР спектров гумусовых кислот. // Вестник МГУ. - 2000. - сер. 2 (Химия). - № 41. - С. 39^12.

20. Кононова М.М. Проблема органического вещества на современном этапе // Органическое вещество целинных и освоенных почв // М.: Наука. - 1972. - с. 17-19.

21. Кулаев И.С. Неорганические полифосфаты и их роль на разных этапах клеточной эволюции // Соросовский образовательный журнал. - 1996. - №2. - С. 28-34.

22. Куликова H.A., Кляйн О.И., Степанова Е.В., Королёва О.В. Использование базидиальных грибов в технологиях переработки и утилизации техногенных

отходов: фундаментальные и прикладные аспекты (обзор) // Прикладная биохимия и микробиология. - 2011. - Т. 47. - № 6. - С. 619-634.

23. Меденцев А.Г., Аринбасарова А.Ю., Акименко В.К. Регуляция и физиологическая роль цианидрезистентной оксидазы у грибов и растений // Биохимия. - 1999.-Т. 64-№ 11.-С. 1457-1472.

24. Моргунов И.Г., Шарышев A.A., Пескова Е.Б., Финогенова Т.В.. Митохондриальная альдегиддегидрогеназа этанол-ассимилирующих дрожжей Candida maltosa II Биохимия. - 1996. - Т. 61. - № 1. - С. 131-141.

25. Орлов Д.С. Гуминовые вещества в биосфере // М.: Наука. - 1993. - с.16-

27.

26. Орлов Д.С. Гумусовые кислоты почв и общая теория гумификации // М.: Изд-во МГУ. - 1990. - 325 с.

27. Орлов Д.С. Свойства и функции гуминовых веществ // М.: Наука. - 1993. -С. 16-27.

28. Орлов Д.С. Химия почв. // М„ Изд-во МГУ. - 1992. - 259 с.

29. Орлов Д.С., Бирюкова О.Н. и Суханова Н.И. Органическое вещество почв Российской федерации // М.: Наука. - 1996. - 256 с.

30. Передникова З.М., Румянцева З.А., Гарцман Б.Б. Изучение химического состава и строения фюзинитовых бурых углей по продуктам их озонирования // ХТТ,- 1992.-№ 1.-36 с.

31. Перминова И.В. Анализ, классификация и прогноз свойств гуминовых кислот. Прогноз свойств гумусовых кислот с использованием дескрипторов состава. Диссертация, Москва // 2000. - с. 277-294.

32. Позднякова H.H., Никитина В.Е., Турковская О.В. Биоремедиация нефтезагрязненной почвы комплексом гриб Pleurotus ostreatus — почвенная микрофлора. // Прикладная биохимия и микробиология - 2008 - Т.44 - №1 - с. 6975.

33. Попов А.И. Гуминовые вещества: свойства, строение, образование/ Под ред. Е. И. Ермакова. // СПб.: Изд-во С.- Петерб. Ун-та. - 2004. - 248 с.

34. Прошкин С.А., Шпаковский Г.В. Ядерные РНК-полимеразы I, II и III: Структура и функции // Успехи биологической химии. - 2005. - Т. 45. - С.269-306.

35. Рабинович M.Jl., Болобова A.B., Кондращенко В.И. Теоретические основы древесных композитов // Кн. I. Древесина и разрушающие ее грибы. - М.: Наука. -2001.-264 с.

36. Сивочуб O.A. Каталог культур базидиомицетов Коллекции Ботанического Института им. В.Л. Комарова РАН //С-П: Наука. - 1992. - 25 с.

38. Сивук В.Ф. Растворимые нуклеозидтрифосфатазы эукариот // Вестник Б ГУ. - 2008. - Сер. 2. - №2. - С. 64-69.

39. Случанко НН, Гусев НБ. Белки семейства 14-3-3 и регуляция цитоскелета // Успехи биологической химии. - 2010. - Т.50. - С. 69-116.

40. Соловьева Е.В, Иванкина Н.Ф. Распространение и минеральный состав трутовых грибов на участке лесного биогеоценоза после пожара // Вестник КрасГАУ Красноярск. -2010. -№ 5.-е. 61-64.

41. Федосеева Е.В., Пацаева C.B., Терехова В.А. Влияние гумата калия на некоторые физиологические характеристики микроскопических грибов разной пигментации // Микология и фитопатология. - 2009. - Т. 43. - № 3. - С. 243-249.

42. Чхенкели В.А., Николаева Л.А. Детоксикация хлорорганических соединений продуцентом Trameies pubescens (Shumach.)Pilat. // Тезисы международной научной конференции «Микроорганизмы и биосфера» Институт микробиологии им. С.Н. Виноградского РАН. - 2007. - С. 147-149.

43. Шольц К.Ф. Островский Д.Н. Методы современной биохимии. // М.: Наука, - 1975.-С. 52-58.

44. Щукри М.Э.Г., Сафиязов Ж.С., Сатарова Р.К. Влияние условий культивирования на рост, развитие и антибиотикообразование бактерий-антагонистов // В кн. Биология и биотехнология микроорганизмов. Ташкент: Изд— во «Фан».-1992.-220 с.

45. Abbt-Braun G., Lankes U., Frimmel F.H. Structural characterization of aquatic humic substances - the need for a multiple method approach // Aquat. Sei. - 2004. - V. 66.-P. 151-170.

46. Abelmann К., Kleineidam S., Knicker H., Grathwohl P., Kogel-Knabner I. Sorption of HOC in soils with carbonaceous contamination: Influence of organic-matter composition // J. Plant Nutr. Soil Sei. - 2005. - V. 168. - P. 293-306.

47. Addison R. Primary structure of the a Neuorospora plasma membrane II+-ATPasa deduced from the gene sequence. Homology to Na+/K+, Ca2+ and K+-ATPases // J. Biol. Chem. - 1986. - V. 261. - P. 14896-14901.

48. Aeschbacher M., Graf C., Schwarzenbach R.P., Sander M. Antioxidant properties of humic substances // Environ. Sci. Technol. -2012. - V. 46. - № 9. - P. 4916-4925.

49. Aguirre J., Rios-Momberg M., Hewitt D., Hansberg W. Reactive oxygen species and development in microbial eukaryotes // Trends Microbiol. - 2005. - V. 13. -P. 111-118.

50. Aken O.V., Giraud E., Clifton R., Whelan J. Alternative oxidase: a target and regulator of stress responses // Physiologia Plantarum. - 2009. - V. 137. - P. 354-361.

51. Alexeyev V.A., Birdsey R.A. (eds.) Carbon storage in forests and peatlands of Russia. Vladyshevskiy D.V., Yanovskiy V.M., Sorokin N.D, Rukosuyeva N.P., Bugakova T.M., Astapenko V.V. Chapter 9. Biomass and carbon of forest consumers // USDA Forest Service. - 1998. - pp. 137.

52. Badun G.A., Chernysheva M.G., Tyasto Z.A., Kulikova N.A., Kudryavtsev A.V., Perminova I.V. A new technique for tritium labeling of humic substances // Radiochim. Acta. - 2010. - P. 98161-98166.

53. Baldrian P. Fungal laccases - occurrence and properties // FEMS Microbiol. Rev. - 2006. - V. 30. - № 2. - P. 215-242.

54. Baldrian P. Interactions of heavy metals with white-rot fungi // Enz. Microbial Technol. - 2003. - V. 32. - P. 78-91.

55. Baldrian P. Purification and characterization of laccase from the white-rot fungus Daedalea quercina and decolorization of synthetic dyes by the enzyme. // Appl Microbiol. Biotechnol. - 2004. - V. 63. - P. 560-563.

56. Barclay C.D., Legge R.L., Farquhar G.F. Modeling the growth kinetics of Phanerochaete cluysosporium in submerged static cultures. // Appl. Environ. Microbiol. - 1993.-V. 59.-P. 1887-1892.

57. Belcarz A... Ginalska G., Kornillowicz-Kowalska T. Extracellular enzyme activities of Bjerkandera adusta R59 soil strain, capable of daunomycin and humic acids degradation // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2005. - V. 68. - № 5. - P. 686-694.

58. Belinky P.A., Goldberg D., Krinfeld B., Burger M, Rothschild N., Coganb U., Dosoretz C.G. Manganese-containing superoxide dismutase from the white-rot fungus Phanerochaete chysosporium: its function, expression and gene structure // Enz. Microbial Technol. - 2002. - V. 31. - P. 754-764.

59. Blondeau R. Biodegradation of natural and synthetic humic acids by the white rot fungus Phanerochate chrysosporium II Appl. Environ. Microbiol. - 1989. - № 55. -P. 1282-1285.

60. Boerner R.E.J., Brinkman J.A., Smith A. Seasonal variations in enzyme activity and organic carbon in soil of a burned and unburned hardwood forest // Soil Biol. Biochem. -2005. - V. 37.-P. 1419-1426.

61. Brandina I., Graham J., Lemaitre-Guillier C., EntelisN., Krasheninnikov I., Sweetlove L., Tarassov I., Martin R.P. Enolase takes part in a macromolecular complex associated to mitochondria in yeast // Biochimica et Biophysica Acta. - 2006. -V. 1757. -P. 1217-1228.

62. Briante R., Febbraio F., Nucci R.O Antioxidant properties of low molecular weight phenols present in the mediterranean diet // J. Agric. Food Chem. - 2003. - V. 51. -P. 6975-6981.

63. Burger A., Latter V. Decomposition of humic acid by fungi // Nature. - 1960. -V. 186. - № 4722. - P. 404-405.

64. Butt T.M., Hoch U.C., Staples R.C., Stieger R.J. Use of fluorochromes in the study of fungal cytology and differentiation // Experim. Mycol. - 1989. - V. 13. - № 4. -P. 303-320.

65. Ceccaroli P, Buffalini M, Saltarelli R, Barbieri E, Polidori E, Ottonello S, Kohler A, Tisserant E, Martin F, Stocchi V. Genomic profiling of carbohydrate metabolism in the ectomycorrhizal fungus Tuber melanosporum II New Phytologist. -2011. - V. 189.-P. 751-764.

66. Ceccaroli P., Saltarelli R., Guescini M., Polidori E., Buffalini M., Menotta M., Pierleoni R., Barbieri E., Stocchi V. Identification and characterization of the Tuber borchii D-mannitol dehydrogenase which defines a new subfamily within the polyol— specific medium chain dehydrogenases // Fungal Genetics Biol. - 2007. - V. 44. - P. 965-978.

67. Ceccaroli P.Genomic profiling of carbohydrate metabolism in the ectomycorrhizal fungus Tuber melanosporum II New Phytologist. - 2011. - V. 189. - P. 751-764.

68. Chen H.L., Chiang B.C. Constituents of fruit bodies of Trametes orientalis // J. Chinese Chem. Soc. - 1995. - V.42.-№.1. - P.97-100.

69. Claus H., Filip Z. Degradation and transformation of aquatic humic substances by laccase-producing fungi Cladosporium cladosporioides and Polyporus versicolor II Acta Hydrochimica et Hydrobiologica. - 1998. - V. 26. - № 3. - P. 180-185.

70. Criquet S., Farnet A.M., Tagger S., Le Petit J. Annual variations of phenoloxidase activities in an evergreen oak litter: influence of certain biotic and abiotic factors // Soil Biol. Biochem. - 2000. - V. 32. - P. 1505-1513.

71. Criquet S., Tagger S., Vogt G., Iacazio G., Le Petit J. Laccase activity of forest litter.//Soil Biol. Biochem. - 1999.-V. 31.-P. 1239-1244.

72. Dashtban M., Schraft H., Qin W. Fungal bioconversion of lignocellulosic residues; opportunities & perspectives. // Int. J. Biol. Sci. - 2009. - V. 5. - № 6. - P. 578-595.

73. Deguchi T., Kakezawa M., Nishida T. Nylon biodégradation by lignin-degrading fungi. // Appl. Environ. Microbiol. - 1997. - V.63. - P.329-331.

74. Dehorter B., Kontchou C.Y., Blondeau R. C-13 NMR Spectroscopic analysis of soil humic acids recovered after incubation with some white rot fungi and actinomycetes // Soil Biol. Biochem. - 1992. - V. 24. - № 7. - P. 667-673.

75. Dehorter B., Blondeau R., Extracellular enzyme-activities during humic-acid degradation by the white rot fungi Phanerochaete chrysosporium and Trametes versicolor // FEMS Microbiol Lett. - 1992. - V. 94. - № 3. - P. 209-215.

76. Diallo M.S., Simpson A., Gassman P., Faulon J.L., Johnson J.H., Goddard W., I-Iatcher P.G. 3-D Structural modeling of humic acids through experimental characterization, computer assisted structure elucidation and atomistic simulations. 1. Chelsea soil humic acid // Environ. Sci. Tcchnol. - 2003. - V. 37. - P. 1783-1793.

77. Einax E., Voigt K. Oligonucleotide primers for the universal amplification of b-tubulin gens facilitate phylogenetic analyses in the regnum fungi // Org. Divers. Evol. -2003. - V. 3. - P. 185-194.

78. Elbeyli I.Y., Palantoken A., Piskin S., Kuzu IT., Peksel A. Liquefaction/solubilization of low-rank Turkish coals by white-rot fungus (.Phanerochaete chrysosporium) II Energy Sources Part A-Recovery Utilization And Environmental Effects. - 2006. - V. 28. - № 11. - P. 1063-1073.

79. Elbeyli I.Y., Palantoken A., Piskin S., Peksel A., Kuzu H. Bio-liquefaction/solubilization of lignitic humic acids by white-rot fungus {Phanerochaete chysosporium) // Energy Sources Part A-Recovery Utilization And Environmental Effects. - 2006. - V. 28. - № 11. - P. 1051-1061.

80. Eraso P., Gancedo C. Activation of yeast plasma membrane H+-ATPasa by acid pH during growth // FEBS Letters. -1987. - V. 224. - P. 187-1892.

81. Fakoussa R.M. Frost P.J. In vivo-decolorization of coal-derived humic acids by laccase-excreting fungus Trametes versicolor II Appl. Microbiol. Biotechnol. - 1999. -V. 52. - P. 60-65.

82. Fernandez-Sanchez C., et al., Voltammetric monitoring of laccase-catalysed mediated reactions // Bioelectrochem. - 2002. - V. 58. - № 2. - P. 149-156.

83. Gabriel J., Baldrian P., Hladikova K., Hakova M. Copper sorption by native and modified pellets of wood-rotting basidiomycetes. // Lett. Appl. Microbiol. - 2001. - V. 32.-P. 194-198.

84. Garrill A. edited by Neil A.R. The growing fungys, chapter-8, transport p // Published Chapman & IIoll, London. 1994. - pp. 175.

85. Garzillo A.M., Colao M.C., Buonocore V., Oliva R., Falcigno L., Saviano M., Santoro A.M., Zappala R., Bonomo R.P., Bianco C., Giardina P., Palmieri G., Sannia G. Structural and kinetic characterization of native laccases from Pleurotus ostreatus, Rigidoporus lignosus, and Trametes trogii II J. Protein Chem. - 2001. - V. 20. - № 3. -P. 191-201.

86. Gerginova M., ManasievJ., Shivarova N., AlexievaZ. Influence of various phenolic compounds on phenol hydroxylase activity of a Trichosporon culaneum strain // Z. Naturforsch. - 2007. - V.62. - № 1-2. - P. 83-86.

87. Gessler N.N., Averyanov A.A., Belozerskaya T.A. Reactive oxygen species in regulation of fungal development // Biochemistry (Moscow). - 2007. - V. 72. - P. 10911109.

88. Gevao B., Semple K.T., Jones K.C. Bound residues in soil: a review // Environ. Pollution.-2000.-V. 180.-P. 3-14.

89. Gill P.K., Arora D.S., Chander M.. Biodecolourization of azo and triphenylmethane dyes by Dichomitus sqaalens and Phlebia spp II J. Ind. Microbiol. Biotechnol. - 2002. - V. 28. - P. 2001-2003.

90. Goamez-Ruiz A.J., Leake D.S., Ames J.M. In vitro antioxidant activity of coffee compounds and their metabolites // J. Agric. Food Chem. - 2007. - V. 55. - P. 6962-6969.

91. Gotz G.K.E., FakoussaR.M. Fungal biosolubilization of Rhenish brown coal monitored by Curie-point pyrolysis/gas chromatography/mass spectrometry using tetraethylammonium hydroxide // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 1999. - V.52. - № 1. -P. 41^18.

92. Grabe M. Oster G. Regulation of organelle acidity // J. Gen. Physiol. - 2001. -V. 117.-№4.-P. 329-343.

93. Gramss G., Ziegenhagen D, Sorge S. Degradation of soil humic extract by wood - and soil-associated fungi, bacteria, and commercial enzymes // Microbial Ecol. - 1999. -V. 37.-№2.-P. 140-151.

94. Granit T., Chen Y.N., Hadar Y. Humic acid bleaching by white-rot fungi isolated from biosolids compost // Soil Biol. Biochem. - 2007. - V. 39. - № 5. - P. 1040-1046.

95.GnjzM, Jarosz-Wilkolazka A. Oxalic acid, versatile peroxidase secretion and chelating ability of Bjerkandera fumosa in rich and limited culture conditions // World J. Microbiol. Biotechnol. - 2011. - V.27. - № 8. - P. 1885-1891.

96. Grinhut T., Hertkorn N., Schmitt-Kopplin P., Hadar Y., Chen Y. Mechanisms of humic acids degradation by white rot fungi txplored using 1H NMR spectroscopy and FTICR mass spectrometry // Environ. Sci. Technol. - 2011. - V. 45. - P. 2748-2754.

97. Grinhut T., Salame T.M., Chen Y.N., Hadar Y.Involvement of ligninolytic enzymes and Fenton-like reaction in humic acid degradation by Trametes sp. II Appl. Microbiol. Biotechnol.-201 l.-V. 91.-№4.-P. 1131-1140.

98. Gryndler M., Hrselova I I., Sudova R., Gryndlerova I I., Rezacova V., Merhautova V. Hyphal growth and mycorrhiza formation by the arbuscular mycorrhizal

fungus Glomus claroideiun BEG 23 is stimulated by humic substances // Mycorrhiza. -2005. - V. 15. - №7. - P.483-488.

99. Gutnick D.L., Bach H. Engineering bacterial biopolymers for the biosorption of heavy metals; new products and novel formulations // Appl. Microbiol. Biotechnol -2000.-V. 54.-P. 451-460.

100. Hammel K.E., KapichA.N., Jensen Jr. K.A, Ryan Z.C. Reactive oxygen species as agents of wood decay by fungi. Review // Enz. Microbial Technol. - 2002. -V. 30.-P. 445-453.

101. Hansberg W., AguirreJ. Hyperoxidant states cause microbial cell differentiation by cell isolation from dioxygen // J. Theor. Biol. - 1990. - V. 142. - P. 201-221.

102. Hernandez-Luna C.E., Gutie'rrez-Soto G., Salcedo-Martinez S.M. Screening for decolorizing basidiomycetes in Mexico // World J. Microbiol. Biotechnol. - 2008. -V. 24.-P. 465-473.

103. Herrero E., Ros J., Bell G., Cabiscol E. Redox control and oxidative stress in yeast cells //Biochim Biophys Acta. -2008.- V. 1780.-P. 1217-1335.

104. HildenK.S., BortfeldtR., Hofrichter M., HatakkaA., Lundell T.K. Molecular characterization of the basidiomycete isolate Nematoloma frowardii bl9 and its manganese peroxidase places the fungus in the // Microbiology-SGM. - 2008. - V. 154. -P. 2371-2379.

105. Hofrichter M., Fritsche W. Depolymerization of low-rank coal by extracellular fungal enzyme systems 2. The ligninolytic enzymes of the coal-humic-acid-depolymerizing fungus Nematoloma frowardii bl9 II Appl. Microbiol. Biotechnol. -1997. - V. 47. - № 5. - P. 415^124.

106. Hofrichter M., Fritsche W. Depolymerization of low-rank coal by extracellular fungal enzyme systems .3. In vitro depolymerization of coal humic acids by a crude preparation of manganese peroxidase from the white-rot fungus Nematoloma frowardii bl9 II Appl. Microbiol. Biotechnol. - 1997. - V. 47. - № 5. - P. 566-571.

107. Hofrichter M., ScheibnerK., Schneegass I., Ziegenhagen D., Fritsche W. Mineralization of synthetic humic substances by manganese peroxidase from the white-rot fungus Nematoloma frowardii II Appl. Microbiol. Biotechnol. - 1998. -V. 49. - № 5. - P. 584-588.

108. HofrichterM., Ziegenhagen D., Sorge S., Ullrich R., Bublitz F., Fritsche W., Degradation of lignite (low-rank coal) by ligninolytic basidiomycetes and their manganese peroxidase system // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 1999. - V. 52. - № 1. -P. 78-84.

109. IIou J.L., Banks C.J. Removal o.f. humic-acid fractions by rhizopus-arrhizus - uptake and kinetic-studies // Environ. Technol. - 1991 - V. 12- №10 - P.859-869.

110. Hrselova II., SoukupovaL., GryndlerM., Humic acid-like material from sewage sludge stimulates culture growth of ectomycorrhizal fungi in vitro // Folia Microbiol (Praha). - 2007. - V. 52. - № 6. - P. 627-630.

111. HuangH.L., ZengG.M., JiangR.Q., YuanX.Z., Yu M.,HuangD.L., Zhang J.C., Feng C.L. Fluorescence spectroscopy characteristics of humic acid by inoculating white-rot fungus during different phases of agricultural waste composting // J. Central South University Technol. -2009. -V. 16. -№ 3. - P. 440-443.

112. Hurst H.M., Burges A., Latter P. Some aspects of the biochemistry of humic acid decomposition by fungi // Phytochemistry - 1962 - V. 1 - №4 - P.227-231.

113. Jennings D.H., //Polyol metabolism in fungi //Adv. Microb. Physiol. - 1984. -V. 25.-P. 149-193.

114. John BumpusA., Senko J., Lynd G., Morgan R., Kimberly S., Stimpson J.,. Roe S. Biomimetic solubilization of a low rank coal: implications for its use in methane production //Energy Fuels. - 1998.- V. 12.-P. 664-671.

115. Kabe Y., Osawa T., Ishihara A., Kabe T. Decolorization of coal humic acid by extracellular enzymes produced by white-rot fungi // Coal preparation. - 2005. - V. 25. -№4.-P. 211-220.

116. Kawai S., Jensen K.A., Ilammel K.E. New polymeric model substrates for the study of microbial ligninolysis. // Appl. Environ. Microbiol. - 1995. - V. 61. - P. 34073414.

117. KeoghD. Haem and xenosiderophore mediated iron acquisition by Sinorhizobium meliloti and Pseudomonas aeruginosas II PhD thesis - Dublin City University. DCU Faculties and Schools, Faculty of Science and Health, School of Biotechnology. - 2008. - 279 pp.

118. Klavins M., Dipane J., Babre K. Humus substances as catalysts in condensation reactions// Chemosphere. - 2001. - V. 44. - P. 737-7742.

119. Kleinhempel D. Ein Beitrag zur Theorie des Huminstoffzustandes // Albrecht-Thaer-Archiv. - 1970. - Bd. 14. - H.l. - P. 3-14.

120. Kluezek-Turpeinen B., Maijala P., TuomelaM., Hofrichter M., HatakkaA. Endoglucanase activity of compost-dwelling fungus Paecilomyces inflatus is stimulated by humic acids and other low molecular mass aromatics // World J. Microbiol. Biotechnol. - 2005. -V. 21. - P. 1603-1609.

121. Kluezek-Turpeinen B., Steffen K.T., TuomelaM., HatakkaA., Hofrichter M. Modification of humic acids by the compost-dwelling deuteromycete Paecilomyces inflatus II Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2005. - V. 66. - № 4. - P. 443^149.

122. Knorre D.A., Ojovan S M., Saprunova V.B., Sokolov S.S., Bakeeva L.E., Severin F.F. Mitochondrial matrix fragmentation as a protection mechanism of yeast Saccharomyces cerevisiae II Biochemistry. - 2008. - V.73. - № 11. - P. 1254-1259.

123. Kontchou C.Y., Blondeau R. Biodegradation of soil humic acids by streptomyces-viridosporus // Canadian J. Microbiol. - 1992. - V. 38. - № 3. - P. 203208.

124. Kornillowicz-Kowalska T., Ginalska G; BelcarzA; Iglik I I Decolorization of humic acids and alkaline lignin derivative by an anamorphic Bjerkandera adusta R59 strain isolated from soil // Polish J. Environ. Studies. - 2008. - V. 17. - №6. - P. 903909.

125. Koroleva-Skorobogat'ko O., StepanovaE., GavrilovaV., Morozova O., Lubimova N., Dzchafarova A., Yaropolov A., Makower A. Purification and characterization of the constitutive form of laccase from the basidiomycete Coriolus hirsutus and effect of inducers on laccase synthesis // J. Biotechnol. Appl. Biochem. -1998. - V. 28, № 1. - P. 47-54.

126. Koroljova O.V., et al., Laccase of Coriolus zonatus: isolation, purification, and some physicochemical properties // Appl. Biochem. Biotechnol. - 1999. - V. 76. - № 2. -P. 115-127.

127. Kudryavtsev A.V., Perminova I.V., Petrosyan V.S. Size-exclusion chromatographic descriptors of humic substance // Anal. Chim. Acta. - 2000. -V. 407. -P. 193-202.

128. KulikovaN.A., Davidchik V.N., Tsvetkova E.A., Koroleva O.V. Interaction of coal humic acids with fungal laccase // Adv. Microbiol. - 2013. - T. 3. - P. 145-153.

129. Kulikova N.A., Stepanova E.V., KorolevaO.B. Mitigating activity of humic substances: direct influence on biota. In: Use of humic substances to remediate polluted environments: from theory to practice, Perminova I.V., Hatfield K., Hertkorn N. (Eds.) // NATO Science Series: IV: Earth and Environmental Sciences, Dordrecht, The Netherlands Springer. - 2005. - V. 52. - P. 285-310.

130. Lacina C., Germin G., Spiros A. Utilization of fungi for biotreatment of new wastewater: a review. // Afr. J. Biotechnol. - 2003. - V. 2. - P. 620-635.

131. Larry L.B., Ruocco J.J. Soluble humic complexes and sulfate uptake by Aspergillus niger II J. Soil Biol. Biochem. - 1981. - V. 13. - P. 435-437.

132. Levin L., Melignani E, Ramos A.M. Effect of nitrogen sources and vitamins on ligninolytic enzyme production by some white-rot fungi, dye decolorization by selected culture filtrates // Bioresource Technol. - 2010. - V. 101. - P. 4554^1563.

133. Lewis D.H., Smith D.C. Sugar alcohols (polyols) in fungi and green plants. // New Phytol. - 1967.-V. 66.-P. 143-184.

134. Li W., Ilydamaka A.W., Lowry L., BetaT. Comparison of antioxidant capacity and phenolic compounds of berries, chokecherry and seabuckthorn // Cent. Eur. J. Biol. - 2009. - V. 4. - № 4. - P. 499-506.

135. Lingrel J.B, Kuntzweiler T. Na+,K+-ATPasa // J. Biol. Chem. - 1994. - V. 269. - № 31. - P. 19659-19662.

136. Loffredo E., Berloco M., Casulli F., SenesiN., In vitro assessment of the inhibition of humic substances on the growth of two strains of Fusarium oxysporum II Biol. Fertil. Soils. - 2007. - V. 43. - № 6. - P. 759-769.

137. Loffredo E., Berloco M., SenesiN. The role of humic fractions from soil and compost in controlling the growth in vitro of phytopathogenic and antagonistic soil-borne fungi // Ecotoxicol. Environ. Safety. - 2008. - V. 69. - № 3. - P. 350-357.

138. Loffredo E., Traversa A.j SenesiN. Biodecontamination of water from bisphenol A using ligninolytic fungi and the modulation role of humic acids // Ecotoxicol. Environ. Safety. - 2012. - V. 79. - P. 288-293.

139. Loffredo E; SenesiN In vitro and in vivo assessment of the potential of compost and its humic acid fraction to protect ornamental plants from soil-borne pathogenic fungi // Scientia Horticulturae. - 2009. - V. 122. - № 3. - P. 432-439.

140. Lomascolo A., AstherM., Navarro D., Antona C., Delattre M., Lesage-Meessen L. Shifting the biotransformation pathways of L-phenylalanine into benzaldehyde by Trametes suaveolens CBS 334.85 using IIP20 resin. // Lett. Appl. Microbiol. - 2001. - V.32. - P. 262-267.

141.LongoM. A., SanromanM.A. Production of food aroma compounds: microbial and enzymatic methodologies // Food Technol. Biotechnol. - 2006. - V.44. -№ 3. - P. 335-353.

142. Lopez M.J., Vargas-Garcia M.D.C., Suarez-Estrella F., Moreno J. Biodelignification and humification of horticultural plant residues by fungi // Int. Biodeterioration Biodégradation. - 2006. - V. 57. -№ 1. - P. 24-30.

143. Lu Z.L., Liu L.W., Li X.Y., Gong Y.Q., IIouX.L., Zhu X.W., YangJ.L., Wang L.Z. Analysis and evaluation of nutritional quality in Chinese radish (Raphanus saiivus L.) // Agricult. Sci. China. - 2008. - V. 7. - № 7. - P. 823-830.

144. Mahmud S.A., HirasawaT., Shimizu IL, Differential importance of trehalose accumulation in Saccharomyces cerevisiae in response to various environmental stresses // J. Biosci. Bioengineering. - 2010. - V. 109. - № 3. - P. 262-266.

145. Malherbe S., Cloete T.E. Lignocellulose biodégradation: fundamentals and applications. // Rev. Environ. Sci. Biotechnol. -2002. -V. 1. - P. 105-114.

146. Mansur M., et al. Identification of a laccase gene family in the new lignin-degrading basidiomycete CECT 20197 // Appl. Environ. Microbiol. - 1997. - V.63. - № 7. - P. 2637-2646.

147. Martinez A.T., Speranza M., Ruiz-Ducnas F.J., Ferreira P., Camarero S., Guillen F., Martinez M.J., Gutierrez A. del Rio J.C Biodégradation of lignocellulosics: microbial, chemical, and enzymatic aspects of the fungal attack of lignin. // Int. Microbiol. - 2005. - V. 8. - P. 195-204.

148. Martinez D. et al., Genome sequence of the lignocellulose degrading fungus Phanerochaele chrysosporhun strain RP78 // Nat. Biotechnol. - 2004. - V. 22. - № 6. -P. 695-700.

149. Mazmanci M.A., Unyayar A. Decolourisation of Reactive Black 5 by Funalia trogii immobilised on luffa cylindrica sponge // Proc. Biochem. - 2005. - V. 40. - P. 337-342.

150. Meinelt T., Paul A., Phan T.M., Zwirnmann E., KruegerA., Wienke A., Steinberg C.E.W. Reduction in vegetative growth of the water mold Saprolegnia parasitica (Coker) by humic substance of different qualities // Aquat. Toxicol. - 2007. -V. 38.-№2.-P. 93-103.

151. Michniewicz A., Ledakowicz S., Ullrich R., Hofrichter M. Kinetics of the enzymatic decolorization of textile dyes by lacease from Cerrena unicolor. II Dyes Pigm. - 2008. - V. 77. - P. 295-302.

152. Moldes D, Fernández-Fernandez M, Sanroman MA. Role of lacease and low molecular weight metabolites from Trámeles versicolor in dye decolorization // Sci. World J. - 2012. - V. 2012. - pp. 9.

153. Moliszcwska E., Pisarek Influence of humic substances on the growth of two phytopathogenic soil fungi // Environ. Inter. - 1996. - V. 22. -№ 5. - P.579-584.

154. Mondego J.M, Carazzolle M.F, Costa G.G. A genome survey of Moniliophthora perniciosa gives new insights into Witches' Broom disease of cacao // BMC Genomics. - 2008. - V. 9. - № 548. - P. 1-25.

155. Mougin C., Boukcim II., Jolivalt C. Soil bioremediation strategies based on the use of fungal enzymes. // In: A. Singh et al. (eds.). -2009. - P. 17123-149.

156. Myers L., KornbergR. Mediator of transcriptional regulation // Ann. Rev. Biochem. - 2000. - V.69. - № 1. - P. 729^19.

157. Namba Y., Yoshizawa K., Ejima A., I-Iayashi T., Kaneda T. Coenzyme A- and nicotinamide adenine dinucleotide-dependent branched chain alpha-keto acid dehydrogenase. I. Purification and properties of the enzyme from Bacillus sublilis. II J. Biol. Chem. - 1969. - V. 244. -№ 16. - P. 4437^17.

158. Nikolaev I., Klein O., KulikovaN., Stepanova E., Koroleva O. Development and validation of antioxidant capacity assessment protocol for humic and humic-like substances. // In: From Molecular Understanding to Innovative Applications of Ilumic Substances; Proceedings of the 14th International Meeting of the International Humic Substances Society, September 14-19, 2008, Moscow - Saint Petersburg, Russia, Editors: I.V. Perminova, N.A. Kulikova, Humus Sapiens, Moscow. - V.II. - P. 441-444.

159. Orwin K.H., Kirschbaum M.U.F., John M.G.S., Dickie I.A. Organic nutrient uptake by mycorrhizal fungi enhance s ecosystem carbon storage: a model -based assessment // Ecol. Lett. - 2011. - V. 14. - P. 493-502.

160. Ota Y., FukudaK., Suzuki K. The nonheterothallic life cycle of Japanese Armillaria mellea //Mycologia. - 1998. - V. 90. - P. 396-405.

161. Paszczynski A., Grawford R.L., Huynh V.-B. Manganese peroxidase from Phanerochaete chrisosporium: Purification. In: Methods Enzymol. Edited by Wood // W.A., Kellogg, S.T. AP: New York. - 1988,- V. 161.-P. 264-271.

162. Paul M. Trehalose 6-phosphate // Current Opinion Plant Biol. - 2007. - V. 10. - P. 303-309.

163. Paul M.J., Primavesi L.F., Jhurreea D. Zhang Y. Trehalose metabolism and signaling//Rev. Plant Biol.-2008. - V. 59., P. 417-441.

164. Perminova I.V., Frimmel F.H., Kudryavtsev A.V., Kulikova N.A., Abbt-Braun G., Hesse S., Petrosyan V.S. Molecular weight characteristics of aquatic, soil, and peat humic substances as determined by size exclusion chromatography and their statistical evaluation. // Environ. Sci. Technol. - 2003. - V. 37. - P.2477-2485.

165. Pfaffl M.W., Tichopad A., Prgomet C., Neuvians T.P., Determination of stable housekeeping genes, differentially regulated target genes, and sample integrity: BestKeeper-Excel-based tool using pair-wise correlations // Biotechnol. Lett. - 2004. -V. 26.-P. 509-515.

166. Piccolo A.; Conte P. Molecular size of humic substances. Supramolecular associations versus macromolecular polymers //Adv. Environ. Res. — 1999. - V. 3. - P. 508-521.

167. Pozo C., Contreras D., Freer J., Rodriguez J. Effects of humic and oxalic acid in wood biodégradation by Gloeophyllum trabeum II J. Chilean Chem. Soc. - 2010. - V. 55.-№4.-P. 436^139.

168. Reinhammar B.R., Oxidation-reduction potentials of the electron acceptors in laccases and stellacyanin // Biochim. Biophys. Acta. - 1972. - V. 275. - № 2. - P. 24559.

169. Rezacova V., HrselovaH., Gryndlerova II., MiksikL, Gryndler M. Modifications of degradation-resistant soil organic matter by soil saprobic microfungi // Soil Biol. Biochem. - 2006. - V. 38. - № 8. - P. 2293-2299.

170. Roblez-Hernandez L., Cecilia-Gonzalez-Franco A., Crawford D.L., Chun W.W.C. Review of environmental organopollutants degradation by white-rot basidiomycete mushrooms // Tecnociencia Chihuahua. - 2008. - V. 2. - № 1. - P. 32-40.

171. Ruiz-Duenas F.J., Martinez A.T. Microbial degradation of lignin: how a sulky recalcitrant polymer is efficiently recycled in nature and how we can take advantage of this // Microbial Biotechnol. - 2009. - V. 2. - № 2. - P. 164-177.

172. Ruiz-Duenas F.J., Morales M., Garcia E., Miki Y., Martinez M.J. Martinez A.T. Substrate oxidation sites in versatile peroxidase and other basidiomycete peroxidase // J. Experimental Botany. - 2009. - V. 60. - P. 441^152.

173. Ruocco J.J., Barton L.L. Energy-driven uptake of humic acids by Aspergillus niger II Canadian J. Microbiol. - 1978. - V. 24. - P. 533-536.

174. Sanchez C. Lignocellulosic residues: biodégradation and bioconversion by fungi. Biotechnol. Adv. - 2009. - V.27. - P. 185-194.

175. Santangelo G. M. Glucose signaling in Saccharomyces cerevisiae. Microbiol. Molecular Biol. Rev. - 2006. - P. 253-282.

176. Scandalios J.G. Oxidative stress: molecular perception and transduction of signals triggering antioxidant gene defenses // Brazilian J. Medical Biolog. Res. - 2005. -V. 38.-P. 995-1014.

177. Schaumann G.E, Thiele-Bruhn S. Molecular modeling of soil organic matter: Squaring the circle?//Geoderma.-201 l.-V. 166.-P. 1-14.

178. Scheel T., Holker U., Ludwig S., Hofer M. Evidence for and expression of a laccase gene in three basidiomycetes degrading humic acids // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 1999. - V. 52. - № 1. - P. 66-69.

179. Schneider P., et al., Characterization of a Coprinus cinereus laccase // Enz. Microb. Technol. - 1999. -V. 25. - P. 502-508.

180. Selvam K., Swaminathan K., Myung Moon SongM.H., Chae K. Biological treatment of a pulp and paper industry effluent by Fomes lividus and Trametes versicolor II World J. Microbiol. Biotechnol. - 2002. - V. 18. - P. 523-526.

181. Selvam K., Swaminathan K., Rasappan K., Rajendran R., Pattabhi S. Decolourization and dechlorination of a pulp and paper industry effluent by Thelephora sp. II Ecol. Environ. Conserv. - 2006. - V. 12. - P. 223-226

182. ShimadaM., Akamtsu Y., Tokimatsu T., Mii K„ HattoriT. Possible biochemical roles of oxalic acid as a low molecular weight compound involved in brown-rot and white-rot wood decays Minireview // J. Biotechnol. - 1997. - V. 53. - P. 103-113.

183. Shleev S.V., et al., Comparison of physico-chemical characteristics of four laccases from different basidiomycetes // Biochimie. - 2004. - V. 86. - № 9-10. - P. 693-703.

184. Simpson M.J., Simpson A.J., Hatcher P.G. Noncovalent interaction between aromatic compounds and dissolved humic acid examined by nuclear magnetic resonance spectroscopy // Environ. Toxicol. Chem. - 2004 - V.23 - №.2 - P.355-362.

185. Singleton V.L., Rossi J. Colorimetry of total phenolics with phosphomolybdicphosphotungstic acid regents // Am. J. Enol. Vitic. - 1965. - V. 16. - P. 144-158.

186. Sivaprakasam E., KavithaD., BalakumarR., Sridhar S., Suresh Kumar J. Antimicrobial activity of whole fruiting bodies of Trametes hirsuta (Wulf. Fr.) Pil. against some common pathogenic bacteria and fungus // Int. J. Pharmaceutical Sci. Drug Res.-2011.-V. 3.-№3.-P. 219-221.

187. Snajdr J., Steffen K.T., Ilofrichter M. Baldrian P. Transformation of C-14-labelled lignin and humic substances in forest soil by the saprobic basidiomycetes Gymnopus eiythropus and Hypholoma fasciculare II Soil Biol. Biochem. - 2011. — V. 42. - № 9. - P. 1541-1548.

188. Solarska S., May T., Roddick F.A., Lawrie A.C. Isolation and screening of natural organic matter-degrading fungi // Chemosphere. - 2009. - V. 75. - № 6. - P. 751-758

189. Somogui M. Determination of blood sugar // J. Biol. Chem. - 1945. - V. 160. -pp.69.

190. Souto C., Pellissier F., Chiapusio G. Allelopathic effects of humus phenolics on growth and respiration of mycorrhizal fungi // J. Chem. Ecol. - 2000. - V. 26. - № 9. -P. 2015-2023.

191. Steffen K.T., HatakkaA,. Hofrichter M. Degradation of humic acids by the litter-decomposing basidiomycete Collybia diyophila II Appl. Environ. Microbiol. -2002. - V. 68. - № 7. - P. 3442-3448.

192. Stevens D.K., Badkoubi A., Murarka I.P. Pentachlorophenol mineralization by Phanerochaete chysosporium in liquid culture in the presence of syringic acid or humic acid // Hazardous Waste & Hazardous Materials. - 1996. -V. 13. -№ 4. - P. 473^184.

193. Stevenson F.J., Cole M.A. Cycles of Soil. Carbon, Nitrogen, Phosphorus, Sulfur, Micronutrients // John Wiley & Sons, Inc. - 1999. - pp. 427.

194. Swift R.S., Macromolecular properties of soil humic substances: fact, fiction, and opinion // Soil Sci. - 1999. - V. 164. - pp.790.

195. Tatsumi K., Liu S.Y., BollagJ.M. Enzyme-catalyzed complex-formation of chlorinated anilines with humic substances // International Symp On Hazard Assessment And Control Of Environmental Contaminants In Water. - 1992. - V. 25. - № 11. - P. 57-60

196. Thiruchelvam A.T, Ramsay A.J. Growth and laccase production kinetics of Trametes versicolor in a stirred tank reactor. //Appl. Microbiol. Biotechol. - 2007. - V. 74.-P. 547-554.

197. Tien M., Kirk T. Lignin peroxidase of Phanerochaete chrysosporium. In: Methods Enzymol // (Wood, W.A., Kellogg, S.T., ed.), Academic Press, N.Y. - 1988. -V. 161.-P. 238-249.

198. Tisma M., SudarM., Vasic-Racki D., Zelic B. Mathematical model for Trametes versicolor growth in submerged cultivation // Bioprocess Biosyst. Eng. - 2010. - V.33. - P.749-758.

199. Trinci A.P. Kinetic of the growth of mycelial pellets of Aspergillus niclulans II Arch. Microbiol. - 1970. - V. 73. - P. 353-367.

200. Tyrakowska В., Soffers E.M.F., Szymusiak II., Boeren S., Boersma M.G. TEAC antioxidant activity of 4-hydroxybenzoates // Free Radical Biol. Med. - 1999. -V.27. - № 11/12. - P. 1427-1436.

201. US19910687368. Photochemically enhanced microbial degradation of environmental pollutants // пат. 5342779 US; заявл. 18.04.1991; опубл.30.08.1994

202. US20000541944. Fungal degradation and bioremediation system for pentachlorophenol-treated wood // пат. 6383800 US. Заявл. 31.03.2000; Опубл. 07.05.2002

203. US6409771. Process for removal of excess dye from printed or dyed fabric or yarn // Patent Issued on June 25, 2002. Estimated Expiration Date: Icon subject May 11, 2021.

204. ValliniG., Pera A., Avio L.s Valdrighi M., Giovannetti M. Influence of humic acids on laurel growth, associated rhizospheric microorganisms, and mycorrhizal fungi // Biol. Fertil. Soils. - 1993.-V. 16.-№ l.-P. 1-4.

205. Velez H., Glassbrook N.J., Daub M.E. Mannitol metabolism in the phytopathogenic fungus Altemaria alternata II Fungal Genetics Biol. - 2007. - V. 44. -P. 258-268.

206. Wang F., Ma A.Z., Guo C., Zhuang G.-Q., LiuC.-Z. Ultrasound-intensified laccase production from Trametes versicolor II Ultrasonics Sonochemistry - 2013. - V. 20.-P. 118-124

207. Wengel M; Kothe E; Schmidt CM; Ileide K; Gleixner G. Degradation of organic matter from black shales and charcoal by the wood-rotting fungus Schizophyllum commune and release of DOC and heavy metals in the aqueous phase // Sci. Total Environ. - 2006. - V. 367. - № 1. - P.383-393

208. Wershaw R. L. Molecular aggregation of humic substances. // Soil Sci. - 1999. -V. 164.-pp. 803.

209. Westerhoff P., Aiken G., Amy G. Relationships between the structure of natural organic matter and its reactivity towards molecular ozone and hydroxyl radicals // J. Debroux Wat. Res. - 1999. - V. 33. -№ 10. - P. 2265-2276.

210. W02004067730. Bioremediation using fungal isolates of order polyporales: пат. заявл. 12.08.2004

211. Wong D.W.S. Structure and action mechanism of Iigninolytic enzymes // Appl. Biochcm. Biotechnol. -2009.- V. 157.-P. 174-209.

212. Wunderwald U., Kreisel G., Braun M., Schulz M., JagerC., HofrichterM. Formation and degradation of a synthetic humic acid derived from 3-fluorocatechol // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2000. - V. 53. - № 4. - P. 441-446

213. Wymelenberg A.V., Gaskell J., Mozuch M., Sabat G., Ralph J., Skyba O., Mansfield S.D., Blanchette R.A., Martinez D., Grigoriev I., Kersten P.J., Cullen D. Comparative transcriptome and secretome analysis of wood decay fungi Postia placenta and Phanerochaete chrysosporium II Appl. Environ. Microbiol. - 2010. - P. 3599-3610.

214. Wymelenberg A.V., Gaskell J., Mozuch M., BonDurant S.S., Sabat G., Ralph J., Skyba O., Mansfield S.D., Blanchette R.A., Grigoriev I.V., Kersten P.J., Cullen D. Significant alteration of gene expression in wood decay fungi Postia placenta and

Phanerochaete chrysosporium by plant species // Appl. Environ. Microbiol. - 2011. - P. 4499-4507.

215. Xianli W., Beecher G.R., Holden J.M., Haytowitz D.B., Gebhardt S.E., Prior R.L. Lipophilic and hydrophilic antioxidant capacities of common foods in the United States // J. Agric. Food Chem. - 2004. - V. 52. - P. 4026^1037.

216. XuF., et al., Targeted mutations in a Trametes villosa laccase. Axial perturbations of the T1 copper // J. Biol Chem. - 1999 - V. 274. - № 18. - P. 1237212375.

217. Yanagi Y., Hamaguchi S., Tamaki H., Suzuki T., Otsuka H., FujitakeN., Relation of chemical properties of soil humic acids to decolorization by white rot fungus - Coriolus consors II Soil Sci. Plant Nutr. - 2003. - V. 49. - № 2. - P. 201-206.

218. Yanagi Y., Tamaki II., Otsuka II., FujitakeN. Comparison of decolorization by microorganisms of humic acids with different C-13 NMR properties // Soil Biol. Biochem. - 2002 - V.34 - №5 - P.729-731.

219. Yateem A., Balba M.T., Al-Awadhi N., El-Nawawy A.S. White-rot fungi and their role in remediating oil-contaminated soil. // Environment Int. - 1998. - V. 24. -P. 181-187.

220. Yavmetdinov I.S. Stepanova E.V., Gavrilova V.P., Lokshin B.V., Perminova I.V., Koroleva O.V. Isolation and characterization of humin-like substances produced by wood-degrading white rot fungi // Appl. Biochem. Microbiol.. - 2003. - V. 39. -№ 3. - P. 257-264.

221. Zandonadi D.B., Canellas P.L., Faganha A.R. Indolacetic and humic acids induce lateral root development through a concerted plasmalemma and tonoplast 11+ pumps activation // Planta. - 2007. - V. 225. - P. 1583-1595.

222. Zeng K., Hwang H.-M., Yu H. Effect of dissolved humic substances in the photochemical degradation rate of 1-aminopyrene and atrazine // Int. J. Mol. Sci. - 2002. -V.43.-P. 1048-1057.

223. Ziegenhagen D., HofrichterM. Degradation of humic acids by manganese peroxidase from the white-rot fungus Clitocybula dusenii II J. Basic Microbiol. - 1998. -V. 38,-№4.-P. 289-299.

224. Zorn H., LanghoffS., ScheibnerM., BergerR.G. Cleavage of beta,beta-carotene to flavor compounds by fungi // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2003. - V. 62. -P. 331-336.

u