Взаимодействие комплексов фотосистемы 1 с экзогенными медиаторами электронного транспорта тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.02, кандидат наук Петрова Анастасия Александровна

• Петрова Анастасия Александровна
• кандидат наук
• 2018

Оглавление диссертации кандидат наук Петрова Анастасия Александровна

Список условных сокращений

Введение

Глава 1. Обзор литературы

1.1. Фотосинтетический аппарат оксигенных организмов

1.2. Структурно-функциональная характеристика фотосистемы

1.3. Термодинамические характеристики переноса электрона в фотосистеме

1.4. Замещение хинонного кофактора в фотосистеме

1.5. Взаимодействие ФС1 с экзогенными донорами и акцепторами

электронов

Глава 2. Материалы и методы

2.1. Культивирование цианобактерий

2.2. Выделение тримерных комплексов фотосистемы 1 из цианобактерий

2.3. Замещение пластохинона на 2,3-дихлор-1,4-нафтохинон в препаратах фотосистемы 1 из мутантного штамма тепВ

2.4. Регистрация кинетики восстановления Р700 методом импульсной абсорбционной спектрофотометрии

2.5. Регистрация кинетики восстановления и ЭПР -спектра Р700+ методом ЭПР-спектроскопии в X-полосе в условиях стационарного освещения

2.6. Регистрация кинетики восстановления и Р700+ методом PAM-probe в условиях стационарного освещения

2.7. Регистрация кинетики поглощения кислорода методом полярографии в

условиях стационарного освещения

Глава 3. Результаты и обсуждение

3.1. Взаимодействие различных типов комплексов ФС1 с экзогенными акцепторами электронов в условиях импульсного освещения

3.2. Взаимодействие комплексов ФС1 с экзогенными акцепторами электронов в условиях стационарного освещения

Выводы

2

Список литературы

СПИСОК УСЛОВНЫХ СОКРАЩЕНИЙ

ЭТЦ — электрон-транспортная цепь;

ФС1 — фотосистема 1;

ФС2 - фотосистема 2;

Фд — ферредоксин;

Флд — флаводоксин;

Пц — пластоцианин;

НАДФ — никотинамидадениндинуклеотидфосфат;

P700 — первичный донор электронов в фотосистеме 1, представляющий собой димер хлорофилла а;

А0 — первичный акцептор элеткронов в фотосистеме 1, представляющий собой димер хлорофилла а;

А1 — вторичный акцептор электронов в фотосистеме 1, представляющий собой молекулу филлохинона;

FX, FA, FB — железо-серные кластеры фотосистемы 1;

PhQ — филлохинон;

PQ — пластохинон;

— 2,3-дихлор-1,4-нафтохинон;

WT — интактные комплексы фотосистемы 1, содержащие в сайте связывания хинонного кофактора филлохинон;

FX-core — комплексы фотосистемы 1, лишенные железо-серных кластеров FA/FB;

menB-PQ — комплексы фотосистемы 1 из мутанта шепВ, содержащие в сайте связывания хинонного кофактора пластохинон;

menB-Cl2NQ — комплексы фотосистемы 1 из мутанта шепВ, содержащие в сайте связывания хинонного кофактора 2,3-дихлор-1,4-нафтохинон;

т — характерное время экспоненциальной кинетической компоененты;

АО — свободная энергия реакции переноса электрона;

Еш — среднеточечный редокс-потенциал;

4

^ —константа Михаэлиса;

Asc — аскорбат натрия;

DCPIP— 2,6-дихлорфенолиндофенол;

гчу

DCPIP — окисленная форма 2,6-дихлорфенолиндофенола;

TMPD— ДД#',#-тетраметил-р-фенилендиамин;

MV— метилвиологен;

VO2 — скорость поглощения кислорода;

Rмv — отношение скорости поглощения кислорода в присутствии метилвиологена к скорости поглощения кислорода в отсутствие метилвиологена;

ЭПР — электронный парамагнитый резонанс.

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность исследования

Оксигенный фотосинтез является одним из основополагающих биохимических процессов в биосфере. В ходе фотосинтеза энергия солнечного света преобразуется в химическую форму, обеспечивая накопление первичной биомассы, а в качестве побочного продукта фотосинтетических реакций в атмосферу выделяется кислород. Первичное преобразование солнечной энергии в энергию разделенных зарядов выполняют пигмент-белковые комплексы фотосистем 1 и 2, совместная работа которых обеспечивает перенос электрона от молекулы воды к молекуле ферредоксина (Фд). Фотосистема 1 (ФС1) - важнейший пигмент-белковый комплекс фотосинтетического аппарата высших растений и цианобактерий. Этот уникальный белок, состоящий из 12 субъединиц, имеет в своем составе внутреннюю антенну и кофакторы электрон-транспортной цепи, организованные в две функционально активные ветви А и В. В переносе электрона в ФС1 участвуют димер хлорофилла Р700 в качестве первичного донора электронов, два димера хлорофилла А0 в качестве первичного акцептора, две молекулы филлохинона А1 и три последовательно расположенных железо-серных кластера Бх, БА и Бв. Одной из ключевых реакций в ФС1 является перенос электрона от молекулы филлохинона к железо-серному кластеру Бх. Эта стадия является скорость-лимитирующей при переносе электрона в ФС1 и, определяет эффективность взаимодействия комплекса с экзогенными акцепторами электронов.

ФС1 вовлечена как в линейный электронный транспорт, так и в различные

циклические и псевдоциклические пути переноса электрона, распределяя

потоки электронов по этим путям. В последние годы появились указания на

то, что филлохинон является одной из возможных точек бифуркации,

непосредственно взаимодействуя не только с железо-серным кластером Бх,

но и с экзогенными акцепторами электронов. Вероятным кандидатом на роль

такого акцептора является молекулярный кислород, который в условиях

6

стационарного освещения восстанавливается не только железо-серными кластерами в водной фазе, но и в гидрофобной среде внутри тилакоидной мембраны (Ко7и1еуа е1 а1., 2011).

Точные значения ключевых кинетических и термодинамических параметров реакции А1 ^ FX на сегодняшний день не установлены. Так, до сих пор нет надежных оценок значений Еш хинонных кофакторов в сайтах А1А и А1В и железо-серного кластера FX. Остается невысненной степень вовлеченности двух ветвей кофакторов в прямые и обратные реакции переноса электрона. Одним из перспективных подходов к изучению кинетических и термодинамических параметров электронного транспорта с участием хинонного кофактора в ФС1 является замещение филлохинона в сайте А1 другими хинонами с различными значениями среднеточечных редокс-потенциалов (Еш). Наиболее эффективным методом получения модифицированных комплексов ФС1 является использование мутантного цианобактериального штамма тепВ с нарушенным биосинтезом филлохинона. У таких мутантов в сайт связывания вместо филлохинона включается пластохинон (PQ), который в водном растворе легко замещается на другие хиноны. В данной работе были исследованы препараты ФС1 из мутанта тепВ, содержащие пластохинон (menB-PQ[) и высокопотенциальный 2,3-дихлор-1,4-нафтохинон (тепВ-С12NQ).

Другим методом, позволяющим получать модифицированные комплексы ФС1, является удаление субъединицы РБаС, содержащей терминальные железо-серные кластеры FA/FB. В полученных комплексах ^х-соге), терминальным кофактором электронного транспорта, взаимодействующим с экзогенными акцепторами электронов, является железо-серный кластер FX. В данной работе было исследовано взаимодействие комплексов ФС1, содержащих нативные и реконструированные хинонные кофакторы и различное число железо-серных кластеров, с экзогенными медиаторами электронного транспорта. Это позволило выявить ранее неизвестные особенности переноса электрона в ФС1, детализировать механизмы

7

восстановления экзогенных акцепторов электронов. В частности, были получены оценки редокс-потенциалов хинонных кофакторов (РИР, РР) в сайте связывания А1, определен вклад двух ветвей кофакторов переноса электрона в реакции обратного переноса электрона и предложен новый механизм взаимодействия ФС1 с экзогенными акцепторами электронов.

Цели и задачи исследования

Целью работы являлось изучение влияния направленного изменения состава кофакторов переноса электрона в препаратах ФС1 на взаимодействие этих комплексов с экзогенными редокс-медиаторами. В связи с этим были поставлены следующие задачи:

1. Исследовать взаимодействие искусственных экзогенных акцепторов электронов с комплексами ФС1 в условиях однократного срабатывания комплексов в ответ на лазерную вспышку.

2. Количественно описать полученные результаты с помощью кинетической модели переноса электрона в ФС1.

3. Изучить донорно-акцепторные свойства различных медиаторов переноса электрона, взаимодействующих с ФС1 в условиях стационарного освещения.

4. Установить природу редокс-кофакторов ФС1, восстанавливающих молекулярный кислород в условиях стационарного освещения.

Научная новизна работы.

Впервые исследована эффективность взаимодействия комплексов ФС1, содержащих различные модификации состава кофакторов, с экзогенными акцепторами электронов метилвиологеном (МУ) и 2,3-дихлор-1,4-нафтохиноном (Q2NQ). Были использованы следующие типы комплексов

ФС1: интактные ФС1 из дикого типа (WT), комплексы из дикого типа лишенные терминальных кластеров FA/FB ^Х-соге), ФС1 из мутантного штамма тепВ, содержащие в сайте А1 PQ (menB-PQ) или Q2NQ (тепВ-С12ЫОО). Продемонстрировано снижение эффективности взаимодействия ФС1 с экзогенными акцепторами в ряду WT ^ menB-PQ ^ FX-core. Для комплексов menB-Cl2NQ было впервые продемонстрировано прямое восстановление внешнего акцептора электронов МУ от хинонного кофактора в сайте А1 ФС1. Полученные данные были адекватно аппроксимированы с помощью кинетической модели. На ее основе были рассчитаны значения редокс-потенциалов PhQ в А и В ветвях и PQ в А-ветви ФС1.

Впервые было установлено, что Сl2NQ и окисленная

форма DCPIP фСР1Р )

являются эффективными акцепторами электронов от ФС1 в условиях стационарного освещения. Кроме того, Сl2NQ, подобно DCPIP, является медиатором переноса электронов от восстановленного аскорбата к Р700+.

ОХ

Показано, что механизм взаимодействия DCPIP с акцепторной стороной комплекса ФС1 сходен с таковым для МУ: образовавшаяся семи-восстановленная форма DCPIP восстанавливает кислород с образованием супероксидного анион-радикала.

Впервые показано прямое восстановление кислорода филлохиноном в сайте А1 ФС1 в условиях стационарного освещения.

Научно-практическая значимость работы

Полученные в работе результаты позволили численно описать процессы переноса электрона в ФС1, а также установить кинетические и термодинамические параметры переноса электрона в комплексах ФС1. Кроме того были детализированы механизмы взаимодействия экзогенных доноров и акцепторов электронов с ФС1. Результаты изучения взаимодействия комплексов ФС1 с экзогенными донорами и акцепторами электронов могут быть использованы при конструировании

высокоэффективных экологически-чистых искусственных

фотопреобразователей на основе фотосинтетических пигмент-белковых комплексов.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Взаимодействие комплексов фотосистемы 1 с экзогенными медиаторами электронного транспорта»

Апробация работы

Результаты работы были представлены на семинаре отдела биоэнергетики НИИ физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского МГУ. Основные положения работы были изложены на XXI Пущинских чтениях по фотосинтезу (Пущино, 2015), Photosynthesis Research for Sustainability (Баку, 2013, Пущино, 2016), International Workshop of the Russian Photobiological Society "Primary Electron Transfer in Photosynthetic Reaction Centers" (Псков, 2015), 17th International Congress on Photosynthesis Research. Photosynthesis in a Changing World (Маастрихт, 2016) и VIII Съезде Российского фотобиологического общества (Шепси, 2017).

По теме диссертации опубликовано 6 печатных работ в рецензируемых научных журналах, индексируемых в международных системах цитирования Web of Science и Scopus.

Личный вклад соискателя

Личный вклад заключался в анализе данных литературы, постановке экспериментов, обработке полученных экспериментальных данных и их интерпретации, подготовке публикаций.

Публикации

1. Kozuleva M.A., Petrova A.A., Mamedov M.D., Semenov A.Yu, Ivanov B.N. O2 reduction by Photosystem I involves phylloquinone under steady-state illumination. // FEBS Letters. 2014. Т. 588. №23. С. 4364-4368 DOI 10.1016/j.febslet.2014.10.003

2. Kozuleva M.A., Vetoshkina D.V., Petrova A.A., Borisova-Mubarakshina M.M., Ivanov B.N. 2015 The study of oxygen reduction in photosystem I of higher plants using electron donors for this photosystem in intact thylakoids. // Biochemistry (Moscow) Supplement Series A: Membrane and Cell Biology. 2015. T. 9. № 4. C. 246-251 DOI 10.7868/S0233475514060024

3. Semenov A.Yu, Petrova A.A., Mamedov M.D., Nadtochenko V.A., 2015 Electron transfer in photosystem I containing native and modified quinone acceptors. // Biochemistry (Moscow). 2015. T. 80. № 6. C. 654-661 DOI 10.1134/S0006297915060024

4. Petrova A. A., Boskhomdzhieva B. K., Milanovsky G. E., Koksharova O. A., Mamedov M. D., Cherepanov D. A., Semenov A. Yu. Interaction of various types of Photosystem I complexes with exogenous electron acceptors. // Photosynthesis Research. 2017. T. 133. C. 175-184 DOI 10.1007/s11120-017-0371-1

5. Milanovsky G.E., Petrova A.A., Cherepanov D.A., Semenov A.Yu. Kinetic modelling of electron transfer reactions in Photosystem I complexes of various structure with substituted quinone acceptors. // Photosynthesis Research. 2017. T. 133. C. 185-199 DOI: 10.1007/s11120-017-0366-y

6. Cherepanov D.A., Milanovsky G.E., Petrova A.A., Tikhonov A.N., and Semenov A.Yu. Electron transfer through the acceptor side of photosystem I: interaction with exogenous acceptors and molecular oxygen. // Biochemistry (Moscow). 2017. T. 82. C. 1249-1268.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Фотосинтетический аппарат оксигенных организмов.

Фотосинтез — один из важнейших биохимических процессов на Земле, в ходе которого энергия солнечного света преобразуется в энергию химических связей. Важнейшим этапом этого сложного многоступенчатого процесса является поглощение квантов солнечного света и образование трансмембранной разности электрохимических потенциалов ионов водорода на сопрягающей мембране, в которой локализованы компоненты фотосинтетической электрон-транспортной цепи (ЭТЦ).

АФК

ЦКБ а

Н20 1/202 + 2Н^ 2Н+

Фотосистема 2 &б Г комплекс Фотосистема 1

Рис. 1. Основные компоненты фотосинететической электрон-транспортной цепи. Р - пластохинон, Рс - пластоцианин, Бё - ферредоксин, БМ^ -ферредоксин-НАДФ-редуктаза, БРЯ - ферредоксин:хинон-редуктаза, МОИ -НАДН-дегидрогеназа

Наиболее эволюционно совершенной является организация ЭТЦ цианобактерий, водорослей и высших растений, которые осуществляют оксигенный фотосинтез (Рис.1). Мультисубъединичные белковые комплексы, входящие в состав ЭТЦ оксигенного фотосинтеза, поглощают энергию солнечного света и преобразуют ее в энергию разделенных зарядов, которая впоследствии расходуется на восстановление НАДФ+ и формирование трансмембранного протонного градиента. При этом в ходе светозависимого разделения зарядов в пигмент-белковом комплексе фотосистемы 2 (ФС2) образуется сильнейший окислитель, который способен окислить молекулу воды с образованием молекулярного кислорода и двух протонов. Затем в ФС2 осуществляется перенос электрона по цепи кофакторов до терминального акцептора молекулы пластохинона (PQ). Дважды восстановленный PQ высвобождается в липидную фазу мембраны и затем окисляется цитохром-Ь61-комплексом. По мере движения по цепи кофакторов, входящих в ФС2 и цитохром-Ь61-комплекс, электрон теряет энергию, которая расходуется на перенос протонов из стромы хлоропластов (в случае водорослей и высших растений) или цитоплазмы (в случае цианобактерий) в люменальное пространство тилакоидов. Конечным акцептором электрона в цитохром-Ь61-комплексе является растворимый белок пластоцианин (Пц). Фотосистема 1 (ФС1), как и ФС2, выполняет светозависимое разделение зарядов, и восстановление конечного акцептора электронов ферредоксина (Фд) или, в случае цианобактерий, флаводоксина (Флд). Фотоокисленный первичный донор электронов ФС1 восстанавливается от Пц или, в случае цианобактерий, цитохрома с6. Таким образом, фотосинтетический аппарат оксигенных организмов включает два функционально сходных комплекса, способных осуществлять разделение зарядов, из которых один (ФС2) приспособлен к генерации сильного окислителя, необходимого для окисления воды, а другой (ФС1) — к образованию сильного восстановителя, необходимого для восстановления

Фд.

Помимо описанного выше линейного переноса электрона, важную физиологическую роль играют различные пути циклического переноса электрона. При этом конечные продуты линейного переноса электрона, Фд или НАДФН, окисляются, передавая электроны на цитохром-Ь61-комплекс. При этом может происходить перенос электрона от Фд на пластохинон посредством ферредоксин:хинон-редуктазы и цитохром-Ь61-комплекса или ферредоксин:НАДФ-редуктазы, а также от НАДФН на пластохинон с помощью НАДН-дегидрогеназы. Образовавшийся при этом пластохинол может снова окислиться цитохром-Ь61-комплексом. Показано, что экспрессия генов, кодирующих компоненты циклических путей переноса электрона, необходима для нефотохимического тушения возбужденного состояния хлорофилла и защиты фотосинтетичесого аппарата от фотоингибирования (Cherepanov 2017).

Другим возможным путем разгрузки фотосинтетического аппарата является псевдоциклический перенос электрона, при котором и в качестве исходного донора, и в качестве конечного акцептора электронов выступает молекула воды (Asada 2006). При этом происходит восстановление молекулярного кислорода терминальными кофаторами ФС1 или Фд (более подробно процессы восстановления кислорода в ФС1 рассматриваются в разделе 1.5). Таким образом, ФС1 является элементом ЭТЦ, который сопрягает фотофизические процессы переноса энергии и разделения зарядов с регуляторными физиологическими механизмами, такими как множественные пути электронного транспорта.

Фотосинтетический аппарат цианобактерий, которые согласно симбиотической теории дали начало хлоропластам водорослей и высших растений, мало изменился за миллионы лет эволюции. Сравнение трехмерных структур комплексов ФС1 из цианобактерий и высших растений, полученных методом рентгено-структурного анализа, позволило выявить лишь небольшие отличия в структуре этих комплексов (Jordan et al. 2001;

Ben-Shem et al. 2003). Механизмы переноса электрона в ФС1 высоко консервативны, поэтому ФС1 из цианобактерий широко используется в качестве модельного объекта для изучения механизмов переноса электрона. В данной работе рассматриваются процессы переноса электронов в цианобактериальной ФС1.

1.2. Структурно-функциональная характеристика фотосистемы 1. 1.2.1. Субъединичный состав фотосистемы 1.

ФС1 цианобактерий (Рис.2а) состоит из 12 белковых субъединиц (Jordan et al. 2001). Две наиболее крупные из них, PsaA и PsaB, образуют почти симметричное гетеродимерное ядро комплекса и несут большинство кофакторов. Была показана высокая стпепень гомологии этих субъединиц, что позволяет предполагать, что они произошли благодаря редупликации предкового гена (Ben-Shem et al. 2004). В то время как трансмембранные а-сприрали субъединиц PsaA и PsaB практически идеально симметричны, периферические петли часто отклоняются от общей симметрии. Эти отклонения могут быть обусловлены необходимостью присоединения периферических минорных субъединиц в правильной ориентации (Fromme and Grotjohann 2006). Все кофакторы электрон-транспортной цепи, входящие в состав ФС1, локализованы практически симметрично относительно С2-оси симметрии. Оба непарных кофактора, ассоциированных с PsaA и PsaB, — димер хлорофилла а Р700 и железо-серный [4Fe-4S] кластер FX — находятся непосредственно на оси симметрии и координируется одновременно обеими субъединицами. FX представляет собой редкий пример межсубъединичного железо-серного кластера.

Рис.2 Структура комплекса фотосистемы 1 цианобактерии Synechococcus elongatus: субъединицы (а) и расположение кофакторов в белковом матриксе (б) (Jordan et al. 2001)

Субъединицы PsaA и PsaB также формируют сайт связывания для экзогенных доноров электронов Пц и цитохрома с6 (De la Cerda et al. 1999; Molina-Heredia et al. 1999). Предполагается, что наиболее значимую роль в этом взаимодействии играют гидрофобные взаимодействия доноров и субъединиц PsaA и PsaB, а электростатические силы имеют лишь вспомогательную функцию.

Три небольшие субъединицы PsaC, PsaD и PsaE, имеющие молекулярную массу 9.3, 15.2 и 8 кДа, формируют акцепторную часть ФС1 (Jordan et al. 2001). Они экспонированы в цитоплазму, гидрофильны и отвечают за взаимодействие ФС1 с экзогенными акцепторами электронов. Предполагается, что отрицательно заряженные группы акцепторов (Фд, Флд или синтетических соединений) взаимодействуют с положительно-заряженными последовательностями субъединиц PsaC и PsaD (Lelong et al. 1996; Ruffle et al. 2000).

Субъединица PsaC несет два железо-серных кластера, которые являются

терминальными звеньями в цепи переноса электрона в ФС1. Значительное

сходство аминокислотной последовательности этой субъединицы и Фд,

16

который также в своем составе имеет два [4Fe-4S] железо-серных кластера, позднее подтвержденное и схожестью их трехмерных структур, говорит о гомологии этих полипептидов (Antonkine et al. 2000). Основные отличия PsaC от Фд заключаются в N- и C- концевых последовательностях (последние крайне важны для взаимодействия PsaC и ядра комплекса, состоящего из субъединиц PsaA и PsaB (Antonkine et al. 2003)), а также в петле из 10 аминокислот, которая обращена к месту посадки Фд (Fischer et al. 1998; Fischer et al. 1999).

Основная функция субъединиц PsaD и PsaE, по-видимому, состоит в поддержании правильной ориентации и конформации PsaC и образовании сайта связывания Фд (Zhao et al. 1990; Li et al. 1991). Так, было показано, что мутанты не синтезирующие PsaE, компенсируют слабое взаимодействие Фд с ФС1 увеличением содержания Фд в клетке на несколько порядков (van Thor et al. 1999). Кроме того, было показано, что у высших растений эта субъединица может быть вовлечена в циклический электронный транспорт, поскольку ее N-концевая аминокислотная последовательность взаимодействует с ферредоксин-НАДФ-редуктазой (Andersen et al. 1992). Остальные субъединицы минорны, они состоят из 1-3 трансмембранных а-спиралей и располагаются по периферии гетеродимера, образованного субъединицами PsaA и PsaB. Субъединицы PsaI, PsaL и PsaM, по-видимому, являются необходимыми для образования тримеров. Было показано, что цианобактериальные мутанты, с делецией по гену биосинтеза субъединицы PsaI не образуют тримеров (Schluchter et al. 1996). Это не сказывается на скорости роста при средних и высоких интенсивностях света, в то время как в условиях недостаточного освещения скорость роста таких мутантов снижалась в 10 раз (Muhlenhoff et al. 1996; Muhlenhoff et al. 1996). Таким образом, образование тримеров, по-видимому, необходимо для более эффективного поглощения солнечного света. Молекулы Р-каротина и хлорофилла а, ассоциированные с этими субъединицами, могут участвовать в переносе энергии между мономерами ФС1, входящими в состав тримера.

17

Остальные субъединицы, входящие в состав ФС1, - PsaF, PsaJ, PsaK и PsaX — по-видимому, необходимы для стабилизации большой внутренней антенны, локализованной на субъединицах PsaA и PsaB (Fromme and Grotjohann 2006).

1.2.2. Внутренняя антенна фотосистемы 1.

Поглощение энергии солнечного света и ее перенос к центральной части комплекса осуществляется антенной системой (Рис.2б), почти все молекулы которой (90 молекул хлорофилла а и 22 молекулы ß-каротина) локализованы на субъединицах PsaA и PsaB (Jordan et al. 2001). В составе антенны можно выделить два домена: центральный и периферический. В составе периферического домена выделяют два слоя один из которых ближе к стромальной стороне комплекса, а другой — к цитоплазматичекской. Расстояния между молекулами хлорофилла в двух слоях слишком велики для экситонного взаимодейстия и предполагается, что обмен энергией между слоями затруднен. В то же время, в пределах одного слоя каждая из молекул хлорофилла имеет нескольких соседей на расстоянии менее 15 Ä, что создает множество различных путей переноса энергии. Слои объединяются только в составе центрального домена, который окружает кофакторы ЭТЦ. Молекулы хлорофилла в центральном домене могут беспрепятственно обмениваться энергией по всему объему.

Большинство молекул хлорофилла в антенне координируется остатками гистидина, однако различное микроокружение, а в частности, электростатические и экситонные взаимодействия молекул хлорофилла друг с другом, заряженными аминокислотными остатками и кофакторами ЭТЦ приводят к сдвигам максимумов спектров поглощения молекул хлорофилла антенны и антенна в целом имеет более широкий спектр поглощения, чем каждая из молекул хлорофилла в частности (Damjanovic et al. 2002; Byrdin et al. 2002). Ширина Qy полосы поглощения антенны, имеющей максимум поглощения при 680 нм, составляет ~30 нм, тогда как Qy полоса единичной

молекулы хлорофилла примерно в 3 раза уже.

18

Особо стоит отметить так называемые «красные» молекулы хлорофилла, максимум спектра поглощения которых расположен в более длинноволновой области по сравнению даже смолекулами хлорофилла реакционного центра (>700 нм) (Wittmershaus et al.; Shubin et al. 1991; van der Lee et al. 1993; Gobets et al. 1994; Pälsson et al. 1996; Melkozemov et al. 2000). По-видимому, это димеры хлорофилла, которые имеют общую электронную плотность, что способствует понижению их энергии и, как следствие, сдвигу спектра поглощения. В настоящий момент их роль все еще не установлена, однако уже очевидно, что они представляют собой своеобразные энергетические ловушки, которые замедляют перенос энергии от антенны на Р700. Молекулы ß-каротина (Рис.2б) равномерно распределены по всей толще антенны (Jordan et al. 2001). Те из них, которые ориентированы параллельно плоскости мембраны, в основном локализованы в непосредственной близости от двух слоев молекул хлорофилла в периферическом домене. Другие пронизывают толщу белка почти перпендикулярно плоскости мембраны и как бы соединяют эти слои между собой. Несколько молекул ß-каротина оплетают собой реакционный центр. Молекулы каротиноидов поглощают энергию в коротковолновой области спектра и могут передавать ее на молекулы хлорофилла а. Однако намного более важной представляется защитная функция каротиноидов, которые способны тушить триплетные состояния хлорофилла, образующиеся при освещении слишком высокой интенсивности (Fromme and Grotjohann 2006). Молекулы хлорофилла в триплетном состоянии способны взаимодействовать с триплетным состоянием молекулярного кислорода с образованием синглетного кислорода. Синглетный кислород является сильнейшим окислителем и способен вызывать т.н. фотоингибирование. Близлежащие молекулы каротиноидов препятствуют этому процессу: взаимодействия с триплетным состоянием хлорофилла а, они сами переходят в триплетное состояние, энергия которого затем рассеивается в виде тепла. Данная защитная система настолько эффективна, что для ФС1 в физиологических условиях не было

19

выявлено фотоингибирования. Еще одной важной функцией каротиноидов может быть стабилизация тримерного суперкомплекса ФС1 и, может быть, даже перенос энергии между мономерами в составе тримера (Qin et al. 2015). Принято считать, что три молекулы каротиноидов, BCR4022, 4015 и 4021, могут принимать участие в этих процессах. 1.2.3. Первичное разделение зарядов в фотосистеме 1.

Энергия солнечного света, поглощенная молекулами антенны и запасенная в форме энергии экситонного возбуждения, за времена порядка 10 — 60 фс уравновешивается в антенне и переносится к первичному донору электрона димеру молекул хлорофилла а Р700, имеющему характерный спектр с максимумом поглощения при 700 нм (Hiyama and Ke 1971).

Рис.3 Расположение кофакторов (а) и перенос электрона (б) в цианобактериальной ФС1 из клеток дикого типа и мутанта тепВ. Значения среднеточечных потенциалов приведены согласно результатам семи-электростатических расчетов (Ptushenko et al. 2008).

Димер Р700 располагается в сердце комплекса (Рис.3а). Центральный атом магния одной из молекул координируется остатком гистидина HisA680

субъединицы PsaA. Эта молекула является уникальной, она является

13

эпимером по атому углерода С13 входящему в состав хлоринового кольца (Jordan et al. 2001). Другая молекула хлорофилла в составе димера координируется остатком гистидина HisA660 субъединицы PsaB и химически идентична всем остальным молекулам хлорофилла в составе ФС1. Плоскости хлориновых колец обеих молекул ориентированы перпендикулярно плоскости мембраны и параллельны друг другу. Среднее расстояние между плоскостями колец составляет ~3.6 А, однако кольца сдвинуты друг относительно друга и расстояние между атомами марганца составляет ~9 А. Перекрывающиеся электронные облака п-орбиталей атомов, входящих в состав хлориновых колец, создают общую электронную плотность и обуславливают сильное экситонное сопряжение в димере. Принято считать, что электронная плотность в димере асимметрична и сдвинута в сторону хлорофилла, ассоциированного с субъединицей PsaB (Kass et al. 2001).

В ответ на возбуждение квантом света формируется возбужденное

1 *

синглетное состояние Р700 , которое является одним из самых сильных восстановителей известных в природе. Его среднеточечный потенциал (Em) составляет —1.2 B, что позволяет ему восстановить первичный акцептор электронов А0, также имеющий крайне низкий Em.

Первичным акцептором электронов в ФС1 является димер молекул хлорофилла а А0. Это парный кофактор, в ФС1 имеется по одному димеру, ассоциированному с субъединицами PsaA и PsaB. Наряду с также парными молекулами филлохинона, димеры А0А и А0В образуют две ветви переноса электрона А и В, кофакторы в которых преимущественно ассоциированы с субъединицами PsaA и PsaB, соответственно. Плоскости колец молекул хлорофилла в каждом димере параллельны друг другу и ориентированы диагонально относительно плоскости мембраны. Степень перекрывания колец в этих димерах ниже, чем в димере первичного донора Р700, однако

расстояние между атомами марганца, составляющее порядка 8.5 А (Jordan et al. 2001), все еще позволяет предполагать наличие электронного сопряжения. Интересной особенностью молекул хлорофилла (Chl2), расположенных проксимально по отношению к Р700 в каждом из димеров, является то, что их центральные атомы марганца не координируются напрямую аминокислотами. Они образуют координационные связи с молекулами воды, которые в свою очередь ассоциированы водородными связями с остатками аспарагина AsnB591 и AsnA604, причем молекула хлорофилла в ветви А связана с остатком аспарагина субъединицы PsaB и наоборот (Jordan et al. 2001). Ранее молекулы Chl2 называли «дополнительными» и не считали полноценными участниками переноса электрона в ФС1. Однако в настоящее время Chl2 рассматриваются как часть димера первичного акцептора электронов А0.

Центральные атомы марганца дистальных относительно Р700 молекул хлорофилла а, Chl3A и Chl3B, образуют координационные связи с атомами серы остатков MetA688 и MetB668 соответственно, что весьма примечательно, поскольку основная часть молекул хлорофилла в ФС1 координируется остатками гистидина. Точечная замена метионина на гистидин в этом положении в одной из ветвей приводит к практически полному прекращению переноса электрона по этой ветви (Fairclough et al., 2003). Таким образом, наличие метионина в качестве лиганда для Chl3 является важным эволюционным приобретением фотосинтезирующих организмов.

Первичное разделение зарядов между Р700 и А0 (Рис.3б) происходит за времена <100 фс (Shelaev et al. 2010), или, по другим данным, 4-21 пс (Wasielewski et al. 1987; Hastings et al. 1994; Savikhin et al. 2001). Фотоокисленный Р700 впоследствии восстанавливается от внешнего донора электрона в миллисекундном временном диапазоне.

Существуют представления, согласно которым, разделение зарядов

происходит не между двумя димерами хлорофилла Р700 и А0, а между

22

молекулами Chl2 и Chl3 в составе димера А0. Согласно этой модели, Р700 является вторичным донором электронов, который восстанавливает фотоокисленный Chl2 в пикосекундном временном диапазоне (Holzwarth et al. 2006; Muller et al. 2010). Однако результаты электростатических расчетов (Ptushenko et al. 2008) показывают, что в этом случае величина среднеточечного потенциала первичного донора на 60 мВ более положительна, чем первичного акцептора, что делает такую реакцию термодинамически не выгодной.

Полученные в последние годы данные показывают существование когерентных колебаний в РЦ ФС2 (Romero et al. 2014). Можно предположить, что шесть молекул хлорофилла, входящих в состав рекационного центра ФС1, также могут быть объединены общей осциллирующей электронной плотностью. Такие колебания могут усиливаться, когда энергия возбуждения поступает от антенны в реакционный центр, что, в конечном счете, приводит к переносу электрона на молекулу филлохинона в одной из ветвей. Эта гипотеза отчасти примеряет оба предложенных механизма разделения зарядов в ФС1. 1.2.4. Перенос электрона в фотосистеме 1.

Стабилизация состояния с разделенными зарядами происходит путем образования вторичной ион-радикальной пары Р700+А1-, которое протекает за времена порядка 13-20 пс (Savikhin et al. 2001; Shelaev et al. 2010). Вторичным акцептором А1 в ФС1 является филлохинон, 2-метил-3-фитил-1,4-нафтохинон, (PhQ) (Biggins and Mathis 1988; Snyder et al. 1991). Как и А0, А1 является парным кофактором и представлен одной молекулой филлохинона в каждой из ветвей. п-орбитали PhQ в обеих ветвях перекрываются с п-орбиталями остатков триптофана в сайте связывания А1 (Hanley et al. 1997; van der Est et al. 1997). Только один из двух атомов кислорода формирует водородную связь с NH-группой аминокислот L722A в сайте А1А и L706B и в сайте A1B (Рис. 4) (Pushkar et al. 2004; Hastings et al. 2008). Такая асимметрия не характерна для хинонов в биологических

23

системах и может быть одним из факторов, обуславливающих чрезвычайно низкий среднеточечный потенциал, характерный для PhQ.

Рис. 4. Молекулярная структура сайта связывания филлохинона (Srinivasan and Golbeck 2009).

Стоит отметить, что хиноны, с различным числом бензольных колец, имеющие фитольные хвосты различной длины и степени насыщенности, присутствуют практически во всех комплексах, осуществляющих светозависимое разделение зарядов (Srinivasan and Golbeck 2009). Широкое распространение хинонов как элементов ЭТЦ, в значительной степени обусловлено их химической вариабельностью, которая позволяет им выступать как в роли эффективных высокопотенциальных акцепторов электронов, так и в роли промежуточных звеньев, обладающих достаточным окислительным потенциалом. Они способны, с одной стороны, сопрягать реакции одноэлектронного переноса с реакциями одновременного транспорта двух протонов и электронов, как в происходит в ФС2, и, с другой стороны, выступать в роли одноэлектронного кофактора на границе между

хлорофилльными донорами и железо-серными кластерами, что имеет место в ФС1.

В кинетике переноса электрона от А1 на FX наблюдается две фазы с характерными временами 10-25 и 260-340 нс (Schlodder et al. 1998; Joliot and Joliot 1999; Guergova-Kuras et al. 2001; Agalarov and Brettel 2003; Bautista et al.

2005), которые, по-видимому, соответствуют переносу электрона от PhQB и PhQA соответственно. Эта реакция медленнее, чем восстановление PhQ первичным донором (десятки пикосекунд) и чем последующие реакции переноса электрона между железо-серными кластерами (сотни наносекунд), поэтому эта реакция является скорость-лимитирующей стадией всего электронного транспорта в ФС1. Таким образом, филлохинон является одним из ключевых кофакторов в цепи переноса электрона в ФС1, и, вероятно, данная реакция играет важную регуляторную роль in vivo.

С этой реакцией также связан еще один важный вопрос о механизме переноса электрона в ФС1, а именно, вопрос о распределении транспорта электрона по ветвям А и В. В отличие от ФС2, где, несмотря на симметричное расположение кофакторов на субъединицах PsbA и PsbB, перенос электрона происходит только по одной ветви кофакторов, в ФС1 редокс-активны две ветви (Hastings et al. 2001; Muhiuddin et al. 2001; Li et al.

2006). Однако вследствие наблюдаемой асимметричности в термодинамических свойствах кофакторов, которая наблюдается уже на уровне распределения электронной плотности в димере хлорофилла Р700, вклад этих ветвей в перенос электрона неодинаков. Несмотря на то, что перенос электрона от хинона в ветви А, по-видимому, является термодинамически менее выгодным и, как следствие, происходит с большим характерным временем (200 нс против 20 нс в ветви В (Setif and Brettel 1993; Boudreaux et al. 2001; Xu et al. 2003)), его вклад в кинетику переноса электрона больше, чем таковой для ветви В. Показано, что вклад ветвей А и В в комплексах ФС1 из цианобактерий составляет 80% и 20% соответственно (Xu et al. 2003; Savitsky and Möbius 2009; Mula et al. 2012). Однако в случае

25

комплексов из Chlamydomonas reinhardtii перенос электронов по ветвям А и В симметричен (Fairclough et al. 2001; Guergova-Kuras et al. 2001; Muhiuddin et al. 2001; Fairclough et al. 2003).

Две симметричные ветви кофакторов сходятся на железо-серном [4Fe-4S] кластере FX, который координируется остатками гистидина Cys565 и Cys587 субъединицы PsaA и остатками гистидина Cys565 и Cys574 субъединицы PsaB (Jordan et al. 2001). Помимо участия в электронном транспорте, FX играет важную роль в сборке и стабилизации всего комплекса ФС1. Показано, что цианобактериальный мутант RubA, не способный к формированию этого железо-серного кластера, синтезирует ФС1. Однако хотя в этом комплексе присутствуют все трансмембранные субъединицы, обращенные в цитоплазму субъединицы PsaC, PsaD и PsaE отсутствуют (Shen et al. 2002).

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Петрова Анастасия Александровна, 2018 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

(Mubarakshina) Borisova MM, Kozuleva MA, Rudenko NN, et al (2012) Photosynthetic electron flow to oxygen and diffusion of hydrogen peroxide through the chloroplast envelope via aquaporins. Biochim Biophys Acta -Bioenerg 1817:1314-1321. doi: 10.1016/J.BBABIO.2012.02.036 Agalarov R, Brettel K (2003) Temperature dependence of biphasic forward electron transfer from the phylloquinone(s) A1 in photosystem I: only the slower phase is activated. Biochim Biophys Acta - Bioenerg 1604:7-12. doi: 10.1016/S0005-2728(03)00024-0

Andersen B, Scheller HV, M0ller BL (1992) The PSI-E subunit of photosystem I binds ferredoxin:NADP+ oxidoreductase. FEBS Lett 311:169-173. doi: 10.1016/0014-5793(92)81391-X

Antonkine ML, Bentrop D, Bertini I, et al (2000) Paramagnetic 1H NMR spectroscopy of the reduced, unbound Photosystem I subunit PsaC: sequence-specific assignment of contact-shifted resonances and identification of mixed-and equal-valence Fe-Fe pairs in [4Fe-4S] centers FA - and FB -. J Biol Inorg Chem 5:381-392. doi: 10.1007/PL00010667

Antonkine ML, Jordan P, Fromme P, et al (2003) Assembly of Protein Subunits within the Stromal Ridge of Photosystem I. Structural Changes between Unbound and Sequentially PS I-bound Polypeptides and Correlated Changes of the Magnetic Properties of the Terminal Iron Sulfur Clusters. J Mol Biol 327:671-697. doi: 10.1016/S0022-2836(03)00145-1 Asada K (2006) Production and scavenging of reactive oxygen species in chloroplasts and their functions. Plant Physiol 141:391-6. doi: 10.1104/pp.106.082040

Asada K (1999) THE WATER-WATER CYCLE IN CHLOROPLASTS: Scavenging of Active Oxygens and Dissipation of Excess Photons. Annu Rev Plant Physiol Plant Mol Biol 50:601-639. doi: 10.1146/annurev.arplant. 50.1.601

Bandaranayake PKM, Wang R, Johnson TW, Hastings G (2006) Time-

102

Resolved FTIR Difference Spectroscopy for the Study of Photosystem I Particles with Plastoquinone-9 Occupying the A 1 Binding Site. Biochemistry 45:12733-12740. doi: 10.1021/bi0611199

Bautista JA, Rappaport F, Guergova-Kuras M, et al (2005) Biochemical and biophysical characterization of photosystem I from phytoene desaturase and zeta-carotene desaturase deletion mutants of Synechocystis Sp. PCC 6803: evidence for PsaA- and PsaB-side electron transport in cyanobacteria. J Biol Chem 280:20030-41. doi: 10.1074/jbc.M500809200 Ben-Shem A, Frolow F, Nelson N (2003) Crystal structure of plant photosystem I. Nature 426:630-635. doi: 10.1038/nature02200 Ben-Shem A, Frolow F, Nelson N (2004) Evolution of photosystem I - from symmetry through pseudosymmetry to asymmetry. FEBS Lett 564:274-280. doi: 10.1016/S0014-5793(04)00360-6

Biggins J, Mathis P (1988) Functional role of vitamin K in photosystem I of the cyanobacterium Synechocystis 6803. Biochemistry 27:1494-500. doi: 10.1021/BI00405A015

Blankenship RE (2002) Reaction Center Complexes. In: Molecular Mechanisms of Photosynthesis. Blackwell Science Ltd, Oxford, UK, pp 95-123 Boucher N, Carpentier R (1993) Heat-stress stimulation of oxygen uptake by Photosystem I involves the reduction of superoxide radicals by specific electron donors. Photosynth Res 35:213-218. doi: 10.1007/BF00016552 Boudreaux B, MacMillan F, Teutloff C, et al (2001) Mutations in both sides of the photosystem I reaction center identify the phylloquinone observed by electron paramagnetic resonance spectroscopy. J Biol Chem 276:37299-306. doi: 10.1074/jbc.M102327200

Breton J, Nabedryk E, Leibl W (1999) FTIR Study of the Primary Electron Donor of Photosystem I (P700) Revealing Delocalization of the Charge in P700+ and Localization of the Triplet Character in 3P700. Biochemistry 38:11585-11592. doi: 10.1021/BI991216K

Brettel K (1997) Electron transfer and arrangement of the redox cofactors in

103

photosystem I. Biochim Biophys Acta (BBA)-Bioenergetics 1318:322-373. Brettel K, Golbeck JH (1995) Spectral and kinetic characterization of electron acceptor A1 in a Photosystem I core devoid of iron-sulfur centers FX, FB and FA. Photosynth Res 45:183-193. doi: 10.1007/BF00015559 Brettel K, Leibl W (2001) Electron transfer in photosystem I. Biochim Biophys Acta - Bioenerg 1507:100-114. doi: 10.1016/S0005-2728(01)00202-X Byrdin M, Jordan P, Krauss N, et al (2002) Light Harvesting in Photosystem I: Modeling Based on the 2.5-Á Structure of Photosystem I from Synechococcus elongatus. Biophys J 83:433-457. doi: 10.1016/S0006-3495(02)75181-3 Byrdin M, Santabarbara S, Gu F, et al (2006) Assignment of a kinetic component to electron transfer between iron-sulfur clusters FX and FA/B of Photosystem I. Biochim Biophys Acta - Bioenerg 1757:1529-1538. doi: 10.1016/J.BBABI0.2006.06.016

Chamorovsky SK, Cammack R (1982) Effect of temperature on the photoreduction of centres A and B in Photosystem I, and the kinetics of recombination. Biochim Biophys Acta - Bioenerg 679:146-155. doi: 10.1016/0005-2728(82)90266-3

Currie DJ, Holmes HL (1966) Polarographic half-wave potentials of some 1,4-naphthoquinones. Can J Chem 44:1027-1029. doi: 10.1139/v66-152 Damjanovic A, Vaswani HM, Fromme P, Fleming GR (2002) Chlorophyll Excitations in Photosystem I of Synechococcus elongatus. J Phys Chem B 106:10251-10262. doi: 10.1021/JP020963F

De la Cerda B, Díaz-Quintana A, Navarro JA, et al (1999) Site-directed mutagenesis of cytochrome c6 from Synechocystis sp. PCC 6803. The heme protein possesses a negatively charged area that may be isofunctional with the acidic patch of plastocyanin. J Biol Chem 274:13292-7. doi: 10.1074/JBC.274.19.13292

Díaz-Quintana A, Leibl W, Bottin H, Sétif P (1998) Electron Transfer in Photosystem I Reaction Centers Follows a Linear Pathway in Which Iron-Sulfur Cluster FB Is the Immediate Electron Donor to Soluble

104

Ferredoxinf. Biochemistry 37:3429-3439. doi: 10.1021/BI972469L Eigen M, Hammes GG (2006) Elementary Steps in Enzyme Reactions (as Studied by Relaxation Spectrometry). In: Advances in Enzymology and Related Areas of Molecular Biology, Volume 25. John Wiley & Sons, Inc., pp 1-38 Evans MCW, Reeves SG, Cammack R (1974) Determination of the oxidation— reduction potential of the bound iron-sulphur proteins of the primary electron acceptor complex of photosystem I in spinach chloroplasts. FEBS Lett 49:111114. doi: 10.1016/0014-5793(74)80644-7

Fairclough W, Evans M, Purton S, et al (2001) Site-directed mutagenesis of PsaA:M684 in Chlamydomonas reinhardtii. Sci Access. doi: 10.1071/SA0403182

Fairclough W V., Forsyth A, Evans MCW, et al (2003) Bidirectional electron transfer in photosystem I: electron transfer on the PsaA side is not essential for phototrophic growth in Chlamydomonas. Biochim Biophys Acta - Bioenerg 1606:43-55. doi: 10.1016/S0005-2728(03)00083-5

Fischer N, Hippler M, Setif P, et al (1998) The PsaC subunit of photosystem I provides an essential lysine residue for fast electron transfer to ferredoxin. EMBO J 17:849-58. doi: 10.1093/emboj/17.4.849

Fischer N, Setif P, Rochaix JD (1999) Site-directed mutagenesis of the PsaC subunit of photosystem I. F(b) is the cluster interacting with soluble ferredoxin. J Biol Chem 274:23333-40. doi: 10.1074/JBC.274.33.23333 Fromme P, Grotjohann I (2006) Structural Analysis of Cyanobacterial Photosystem I. In: Golbeck JH (ed) Photosystem I. Springer Netherlands, Dordrecht, pp 47-69

Fujii T, Yokoyama E, Inoue K, Sakurai H (1990) The sites of electron donation of Photosystem I to methyl viologen. Biochim Biophys Acta - Bioenerg 1015:41-48. doi: 10.1016/0005-2728(90)90213-N Gobets B, van Amerongen H, Monshouwer R, et al (1994) Polarized site-selected fluorescence spectroscopy of isolated Photosystem I particles. Biochim Biophys Acta - Bioenerg 1188:75-85. doi: 10.1016/0005-2728(94)90024-8

105

Golbeck JH (1999) A comparative analysis of the spin state distribution of in vitro and in vivo mutants of PsaC. A biochemical argument for the sequence of electron transfer in Photosystem I as FX ^ FA ^ FB ^ ferredoxin/flavodoxin. Photosynth Res 61:107-144. doi: 10.1023/A: 1006281802710

Golbeck JH, Parrett KG, McDermott AE (1987) Photosystem I charge separation in the absence of center A and B. III. Biochemical characterization of a reaction center particle containing P-700 and FX. Biochim Biophys Acta -Bioenerg 893:149-160. doi: 10.1016/0005-2728(87)90034-X Gopta OA, Tyunyatkina AA, Kurashov VN, et al (2008) Effect of redox mediators on the flash-induced membrane potential generation in Mn-depleted photosystem II core particles. Eur Biophys J 37:1045-1050. doi: 10.1007/s00249-007-0231 -6

Gourovskaya KN, Mamedov MD, Vassiliev IR, et al (1997) Electrogenic reduction of the primary electron donor P700+ in photosystem I by redox dyes. FEBS Lett 414:193-196. doi: 10.1016/S0014-5793(97)00994-0 Guergova-Kuras M, Boudreaux B, Joliot A, et al (2001) Evidence for two active branches for electron transfer in photosystem I. Proc Natl Acad Sci U S A 98:4437-42. doi: 10.1073/pnas.081078898

Hanley J, Deligiannakis Y, MacMillan F, et al (1997) ESEEM Study of the Phyllosemiquinone Radical A1 •- in 14N- and 15N-Labeled Photosystem I. Biochemistry 36:11543-11549.

Hastings G, Bandaranayake PKM, Carrion E (2008) Time-Resolved FTIR Difference Spectroscopy in Combination with Specific Isotope Labeling for the Study of A1, the Secondary Electron Acceptor in Photosystem 1. Biophys J 94:4383-4392. doi: 10.1529/BI0PHYSJ.107.113191

Hastings G, Kleinherenbrink FA, Lin S, Blankenship RE (1994) Time-resolved fluorescence and absorption spectroscopy of photosystem I. Biochemistry 33:3185-92. doi: 10.1021/BI00177A007

Hastings G, Ramesh VM, Wang R, et al (2001) Primary Donor Photo-

106

Oxidation in Photosystem I: A Re-Evaluation of (P700+ - P700) Fourier Transform Infrared Difference Spectraf. Biochemistry 40:12943-12949. doi: 10.1021/BI0155753

Hiyama T, Ke B (1971) A New Photosynthetic Pigment, "P430": Its Possible Role as the Primary Electron Acceptor of Photosystem I. Proc Natl Acad Sci 68:1010-1013. doi: 10.1073/pnas.68.5.1010

Holzwarth AR, Müller MG, Niklas J, Lubitz W (2006) Ultrafast Transient Absorption Studies on Photosystem I Reaction Centers from Chlamydomonas reinhardtii. 2: Mutations near the P700 Reaction Center Chlorophylls Provide New Insight into the Nature of the Primary Electron Donor. Biophys J 90:552565. doi: 10.1529/BI0PHYSJ.105.059824

Hou HJM, Shen G, Boichenko VA, et al (2009) Thermodynamics of Charge

Separation of Photosystem I in the menA and menB Null Mutants of

Synechocystis sp. PCC 6803 Determined by Pulsed Photoacoustics.

Biochemistry 48:1829-1837. doi: 10.1021/bi801951t

Ishikita H, Knapp E-W (2003) Redox potential of quinones in both electron

transfer branches of photosystem I. J Biol Chem 278:52002-11. doi:

10.1074/jbc.M306434200

Ishikita H, Stehlik D, Golbeck JH, Knapp E-W (2006) Electrostatic influence of PsaC protein binding to the PsaA/PsaB heterodimer in photosystem I. Biophys J 90:1081-9. doi: 10.1529/biophysj.105.069781

Itoh S, Iwaki M, Ikegami I (2001) Modification of photosystem I reaction center by the extraction and exchange of chlorophylls and quinones. Biochim Biophys Acta - Bioenerg 1507:115-138. doi: 10.1016/S0005-2728(01)00199-2 Ivanov BN (2014) Role of Ascorbic Acid in photosynthesis. Biochem 79:282289.

Iwaki M, Itoh S (1991) Function of quinones and quinonoids in green-plant photosystem I reaction center. Electron Transf Inorganic, Org Biol Syst 163178.

Iwaki M, Itoh S (1994) Reaction of Reconstituted Acceptor Quinone and

107

Dynamic Equilibration of Electron Transfer in the Photosystem I Reaction Center. Plant Cell Physiol 35:983-993. doi: 10.1093/oxfordjournals.pcp.a078701

Jajoo A, Bharti S (1993) Effect of Anions on Photosystem 1-Mediated Electron Transport in Spinach Chloroplasts. J Exp Bot 44:785-790. doi: 10.1093/jxb/44.4.785

Johnson TW, Shen G, Zybailov B, et al (2000) Recruitment of a foreign quinone into the A(1) site of photosystem I. I. Genetic and physiological characterization of phylloquinone biosynthetic pathway mutants in Synechocystis sp. pcc 6803. J Biol Chem 275:8523-30. doi: 10.1074/JBC.275.12.8523

Johnson TW, Zybailov B, Jones AD, et al (2001) Recruitment of a foreign quinone into the A1 site of photosystem I: In vivo replacement of plastoquinone-9 by media-supplemented naphthoquinones in phylloquinone biosynthetic pathway mutants of synechocystis sp. PCC 6803. J Biol Chem 276:39512-39521. doi: 10.1074/jbc.M104040200 Joliot P, Joliot A (1999) In Vivo Analysis of the Electron Transfer within Photosystem I: Are the Two Phylloquinones Involved?^. Biochemistry 38:11130-11136. doi: 10.1021/BI990857C

Jordan P, Fromme P, Witt HT, et al (2001) Three-dimensional structure of cyanobacterial photosystem I at 2.5 Â resolution. Nature 411:909-917. doi: 10.1038/35082000

Jordan R, Nessau U, Schlodder E (1998) Charge Recombination Between the

Reduced Iron-Sulphur Clusters and P700+. In: Photosynthesis: Mechanisms

and Effects. Springer Netherlands, Dordrecht, pp 663-666

Käss H, Fromme P, Witt HT, Lubitz W (2001) Orientation and Electronic

Structure of the Primary Donor Radical Cation in Photosystem I: A Single

Crystals EPR and ENDOR Study. J Phys Chem B 105:1225-1239. doi:

10.1021/JP0032311

Ke B (1967) Photoreduction sites for 2,6-dichlorophenolindophenol in

108

chloroplasts. Plant Physiol 42:1310-2.

Khorobrykh S, Mubarakshina M, Ivanov B (2004) Photosystem I is not solely responsible for oxygen reduction in isolated thylakoids. Biochim Biophys Acta - Bioenerg 1657:164-167. doi: 10.1016/J.BBABI0.2004.04.009 Kleinherenbrink FA, Hastings G, Wittmerhaus BP, Blankenship RE (1994) Delayed fluorescence from Fe-S type photosynthetic reaction centers at low redox potential. Biochemistry 33:3096-105. doi: 10.1021/BI00176A044 Kozuleva M, Klenina I, Proskuryakov I, et al (2011) Production of superoxide in chloroplast thylakoid membranes: ESR study with cyclic hydroxylamines of different lipophilicity. FEBS Lett 585:1067-1071. doi: 10.1016/J.FEBSLET.2011.03.004

Kruk J, Jemiola-Rzemmska M, Burda K, et al (2003) Scavenging of Superoxide Generated in Photosystem I by Plastoquinol and Other Prenyllipids in Thylakoid Membranesf. Biochemistry 42:8501-8505. doi: 10.1021/BI034036Q Lakshmi K V., Jung Y-S, Golbeck JH, Brudvig GW (1999) Location of the Iron-Sulfur Clusters FA and FB in Photosystem I: An Electron Paramagnetic Resonance Study of Spin Relaxation Enhancement of P700+f. Biochemistry 38:13210-13215. doi: 10.1021/BI9910777 Lefebvre-Legendre L, Rappaport F, Finazzi G, et al (2007) Loss of phylloquinone in Chlamydomonas affects plastoquinone pool size and photosystem II synthesis. J Biol Chem 282:13250-63. doi: 10.1074/jbc.M610249200

Lelong C, Boekema EJ, Kruip J, et al (1996) Characterization of a redox active cross-linked complex between cyanobacterial photosystem I and soluble ferredoxin. EMBO J 15:2160-8.

Li N, Warren P V., Golbeck JH, et al (1991) Polypeptide composition of the Photosystem I complex and the Photosystem I core protein from Synechococcus sp. PCC 6301. Biochim Biophys Acta - Bioenerg 1059:215225. doi: 10.1016/S0005-2728(05)80206-3

Li Y, van der Est A, Lucas MG, et al (2006) Directing electron transfer within

109

Photosystem I by breaking H-bonds in the cofactor branches. Proc Natl Acad Sci U S A 103:2144-9. doi: 10.1073/pnas.0506537103 Lien S, Pietro AS (1979) On the reactivity of oxygen with photosystem I electron acceptors. FEBS Lett 99:189-193. doi: 10.1016/0014-5793(79)80276-8

Makita H, Hastings G (2016) Modeling electron transfer in photosystem I. Biochim Biophys Acta - Bioenerg 1857:723-733. doi: 10.1016/j.bbabio.2016.03.015

Makita H, Hastings G (2015) Directionality of electron transfer in cyanobacterial photosystem I at 298 and 77 K. FEBS Lett 589:1412-1417. doi: 10.1016/j.febslet.2015.04.048

Makita H, Zhao N, Hastings G (2015) Time-resolved visible and infrared difference spectroscopy for the study of photosystem I with different quinones incorporated into the A1 binding site. Biochim Biophys Acta - Bioenerg 1847:343-354. doi: 10.1016/J.BBABI0.2014.12.007

Mamedov MD, Gadzhieva RM, Gourovskaya KN, et al (1996) Electrogenicity at the donor/acceptor sides of cyanobacterial photosystem I. J Bioenerg Biomembr 28:517-522. doi: 10.1007/BF02110441

Mamedov MD, Gourovskaya KN, Vassiliev IR, et al (1998) Electrogenicity accompanies photoreduction of the iron-sulfur clusters FA and FB in photosystem I. FEBS Lett 431:219-223. doi: 10.1016/S0014-5793(98)00759-5 Mamedova AA, Mamedov MD, Gourovskaya KN, et al (1999) Electrometrical study of electron transfer from the terminal F A/FB iron-sulfur clusters to external acceptors in photosystem I. FEBS Lett 462:421-424. doi: 10.1016/S0014-5793(99)01570-7

Marchanka A, Gastel M van (2012) Reversed Freeze Quench Method near the Solvent Phase Transition. J Phys Chem A 116:3899-3906. doi: 10.1021/jp300555x

Mathis P, Conjeaud H (1979) RAPID REDUCTION OF P-700

PHOTOOXIDIZED BY A FLASH AT LOW TEMPERATURE IN SPINACH

110

CHLOROPLASTS. Photochem Photobiol 29:833-837. doi: 10.1111/j.1751-1097.1979.tb07774.x

Mcconnell MD, Cowgill JB, Baker PL, et al (2011) Double Reduction of Plastoquinone to Plastoquinol in Photosystem 1. Biochemistry 50:1103411046. doi: 10.1021/bi201131r

Melkozernov AN, Lin S, Blankenship RE (2000) Femtosecond Transient Spectroscopy and Excitonic Interactions in Photosystem I. J Phys Chem B 104:1651-1656. doi: 10.1021/JP993257W

Milanovsky GE, Petrova AA, Cherepanov DA, Semenov AY (2017) Kinetic modeling of electron transfer reactions in photosystem I complexes of various structures with substituted quinone acceptors. Photosynth Res 133:185-199. doi: 10.1007/s11120-017-0366-y

Milanovsky GE, Ptushenko V V., Cherepanov DA, Semenov AY Mechanism of primary and secondary ion-radical pair formation in photosystem I complexes. Biochem 79:221-226. doi: 10.1134/s0006297914030079 Molina-Heredia FP, Díaz-Quintana A, Hervás M, et al (1999) Site-directed mutagenesis of cytochrome c(6) from Anabaena species PCC 7119. Identification of surface residues of the hemeprotein involved in photosystem I reduction. J Biol Chem 274:33565-70. doi: 10.1074/JBC.274.47.33565 Moser CC, Sension RJ, Szarka AZ, et al (1995) Initial charge separation kinetics of bacterial photosynthetic reaction centers in oriented Langmuir-Blodgett films in an applied electric field. Chem Phys 197:343-354. doi: 10.1016/0301-0104(95)00164-J

Muhiuddin IP, Heathcote P, Carter S, et al (2001) Evidence from time resolved

studies of the P700+/A 1- radical pair for photosynthetic electron transfer on

both the PsaA and PsaB branches of the photosystem I reaction centre. FEBS

Lett 503:56-60. doi: 10.1016/S0014-5793(01)02696-5

Mühlenhoff U, Kruip J, Bryant DA, et al (1996) Characterization of a redox-

active cross-linked complex between cyanobacterial photosystem I and its

physiological acceptor flavodoxin. EMBO J 15:488-97.

111

Muhlenhoff U, Zhao J, Bryant DA (1996) Interaction between Photosystem I and Flavodoxin from the Cyanobacterium Synechococcus sp. PCC 7002 as Revealed by Chemical Cross-Linking. Eur J Biochem 235:324-331. doi: 10.1111/j.1432-1033.1996.00324.x

Mula S, Savitsky A, Möbius K, et al (2012) Incorporation of a high potential quinone reveals that electron transfer in Photosystem I becomes highly asymmetric at low temperature. Photochem Photobiol Sci 11:946. doi: 10.1039/c2pp05340c

Müller MG, Slavov C, Luthra R, et al (2010) Independent initiation of primary electron transfer in the two branches of the photosystem I reaction center. Proc Natl Acad Sci U S A 107:4123-8. doi: 10.1073/pnas.0905407107 Nakamura A, Suzawa T, Kato Y, Watanabe T (2005) Significant species-dependence of P700 redox potential as verified by spectroelectrochemistry: Comparison of spinach and Theromosynechococcus elongatus. FEBS Lett 579:2273-2276. doi: 10.1016/j.febslet.2005.02.076 Nikandrov V V, Chan Van Nhi N Van, Brin GP, Krasnovskii AA (1978) Methylviologen photoreduction by chloroplasts. Mol Biol (Mosk) 12:1278-87. Pälsson L-O, Dekker JP, Schlodder E, et al (1996) Polarized site-selective fluorescence spectroscopy of the long-wavelength emitting chlorophylls in isolated Photosystem I particles of Synechococcus elongatus. Photosynth Res 48:239-246. doi: 10.1007/BF00041014

Parrett KG, Mehari T, Warren PG, Golbeck JH (1989) Purification and properties of the intact P-700 and F x-containing Photosystem I core protein. Biochim Biophys Acta - Bioenerg 973:324-332. doi: 10.1016/S0005-2728(89)80439-6

Petrova AA, Boskhomdzhieva BK, Milanovsky GE, et al (2017) Interaction of

various types of photosystem I complexes with exogenous electron acceptors.

Photosynth Res 133:175-184. doi: 10.1007/s11120-017-0371-1

Poluektov OG, Utschig LM, Dubinskij AA, Thurnauer MC (2004) ENDOR of

Spin-Correlated Radical Pairs in Photosynthesis at High Magnetic Field: A

112

Tool for Mapping Electron Transfer Pathways. J Am Chem Soc 126:16441645. doi: 10.1021/JA039309J

Ptushenko V V., Cherepanov DA, Krishtalik LI, Semenov AY (2008) Semi-continuum electrostatic calculations of redox potentials in photosystem I. Photosynth Res 97:55-74. doi: 10.1007/s11120-008-9309-y Pushkar YN, Golbeck JH, Stehlik D, Zimmermann H (2004) Asymmetric Hydrogen-Bonding of the Quinone Cofactor in Photosystem I Probed by 13C-Labeled Naphthoquinones^ J Phys Chem B 106:9439-9448. doi: 10.1021/JP0361879

Pushkar YN, Karyagina I, Stehlik D, et al (2005) Recruitment of a foreign quinone into the A1 site of photosystem I. Consecutive forward electron transfer from A0 TO A1 to FX with anthraquinone in the A1 site as studied by transient EPR. J Biol Chem 280:12382-90. doi: 10.1074/jbc.M412940200 Pushkar YN, Zech SG, Stehlik D, et al (2002) Orientation and Protein-Cofactor Interactions of Monosubstituted n-Alkyl Naphthoquinones in the A 1 Binding Site of Photosystem I. J Phys Chem B 106:12052-12058. doi: 10.1021/jp0265743

Qin X, Suga M, Kuang T, Shen J-R (2015) Photosynthesis. Structural basis for energy transfer pathways in the plant PSI-LHCI supercomplex. Science 348:989-95. doi: 10.1126/science.aab0214

Redding K, van der Est A (2006) The Directionality of Electron Transport in Photosystem I. In: Golbeck JH (ed) Photosystem I. Springer Netherlands, Dordrecht, pp 413-437

Rippka R, Deruelles J, Herdman M, et al (1979) Generic Assignments, Strain Histories and Properties of Pure Cultures of Cyanobacteria. Microbiology 111:1-61. doi: 10.1099/00221287-111-1-1

Romero E, Augulis R, Novoderezhkin VI, et al (2014) Quantum Coherence in Photosynthesis for Efficient Solar Energy Conversion. Nat Phys 10:676-682. doi: 10.1038/nphys3017

Ruffle S V, Mustafa AO, Kitmitto A, et al (2000) The location of the mobile

113

electron carrier ferredoxin in vascular plant photosystem I. J Biol Chem 275:36250-5. doi: 10.1074/jbc.M006549200

Rustandi RR, Snyder SW, Biggins J, et al (1992) Reconstitution and exchange of quinones in the A1 site of Photosystem I. An electron spin polarization electron paramagnetic resonance study. Biochim Biophys Acta - Bioenerg 1101:311-320. doi: 10.1016/0005-2728(92)90087-I

Rutherford AW, Osyczka A, Rappaport F (2012) Back-reactions, short-circuits, leaks and other energy wasteful reactions in biological electron transfer: Redox tuning to survive life in O2. FEBS Lett 586:603-616. doi: 10.1016/j.febslet.2011.12.039

Sakuragi Y, Zybailov B, Shen G, et al (2001) Insertional Inactivation of the menG Gene, Encoding 2-Phytyl-1,4-Naphthoquinone Methyltransferase of Synechocystis sp. PCC 6803, Results in the Incorporation of 2-Phytyl-1,4-Naphthoquinone into the A1 Site and Alteration of the Equilibrium Constant between A1 and FX in Photosystem I. Biochemistry 41:394-405. doi: 10.1021/BI011297W

Santabarbara S, Heathcote P, Evans MCW (2005a) Modelling of the electron transfer reactions in Photosystem I by electron tunnelling theory: The phylloquinones bound to the PsaA and the PsaB reaction centre subunits of PS I are almost isoenergetic to the iron-sulfur cluster FX. Biochim Biophys Acta -Bioenerg 1708:283-310. doi: 10.1016/j.bbabio.2005.05.001 Santabarbara S, Kuprov I, Fairclough W V., et al (2005b) Bidirectional Electron Transfer in Photosystem I: Determination of Two Distances between P700+ and A1- in Spin-Correlated Radical Pairsf. Biochemistry 44:2119-2128. doi: 10.1021/BI048445D

Santabarbara S, Zucchelli G (2016) Comparative kinetic and energetic modelling of phyllosemiquinone oxidation in Photosystem I. Phys Chem Chem Phys 18:9687-9701. doi: 10.1039/C5CP06590A

Savikhin S, Xu W, Martinsson P, et al (2001) Kinetics of Charge Separation and A0—> A1 Electron Transfer in Photosystem I Reaction Centersf.

114

Biochemistry 40:9282-9290. doi: 10.1021/BI0104165

Savitsky A, Möbius K (2009) High-field EPR. Photosynth Res 102:311-333.

doi: 10.1007/s11120-009-9432-4

Schlodder E, Falkenberg K, Gergeleit M, Brettel K (1998) Temperature Dependence of Forward and Reverse Electron Transfer from A1-, the Reduced Secondary Electron Acceptor in Photosystem If. Biochemistry 37:9466-9476. doi: 10.1021/BI973182R

Schluchter WM, Shen G, Zhao J, Bryant DA (1996) Characterization of psal and psaL Mutants of Synechococcus sp. Strain PCC 7002: A New Model for State Transitions in Cyanobacteria. Photochem Photobiol 64:53-66. doi: 10.1111/j.1751-1097.1996.tb02421.x

Semenov AY, Mamedov MD, Chamorovsky SK (2006) Electrogenic Reactions Associated with Electron Transfer in Photosystem I. In: Photosystem I. Springer Netherlands, Dordrecht, pp 319-338

Semenov AY, Vassiliev IR, van Der Est A, et al (2000) Recruitment of a foreign quinone into the A1 site of photosystem I. Altered kinetics of electron transfer in phylloquinone biosynthetic pathway mutants studied by time-resolved optical, EPR, and electrometric techniques. J Biol Chem 275:2342938. doi: 10.1074/jbc.M000508200

Setif P (2001) Ferredoxin and flavodoxin reduction by photosystem I. Biochim Biophys Acta - Bioenerg 1507:161-179. doi: 10.1016/S0005-2728(01)00205-5 Setif P, Brettel K (1993) Forward electron transfer from phylloquinone A1 to iron-sulfur centers in spinach photosystem I. Biochemistry 32:7846-7854. doi: 10.1021/bi00082a002

Shelaev I V., Gostev FE, Mamedov MD, et al (2010) Femtosecond primary charge separation in Synechocystis sp. PCC 6803 photosystem I. Biochim Biophys Acta - Bioenerg 1797:1410-1420. doi: 10.1016/J.BBABIO.2010.02.026

Shen G, Zhao J, Reimer SK, et al (2002) Assembly of photosystem I. I. Inactivation of the rubA gene encoding a membrane-associated rubredoxin in

115

the cyanobacterium Synechococcus sp. PCC 7002 causes a loss of photosystem I activity. J Biol Chem 277:20343-54. doi: 10.1074/jbc.M201103200 Shinkarev VP, Zybailov B, Vassiliev IR, Golbeck JH (2002) Modeling of the P700+ Charge Recombination Kinetics with Phylloquinone and Plastoquinone-9 in the A1 Site of Photosystem I. Biophys J 83:2885-2897. doi: 10.1016/S0006-3495(02)75298-3

Shubin V V., Murthy SDS, Karapetyan N V., Mohanty P (1991) Origin of the 77 K variable fluorescence at 758 nm in the cyanobacterium Spirulina platensis. Biochim Biophys Acta - Bioenerg 1060:28-36. doi: 10.1016/S0005-2728(05)80115-X

Shuvalov VA (1976) The study of the primary photoprocesses in Photosystem I of chloroplasts Recombination luminescence, chlorophyll triplet state and triplet-triplet annihilation. Biochim Biophys Acta - Bioenerg 430:113-121. doi: 10.1016/0005-2728(76)90227-9

Sieckman I, van der Est A, Bottin H, et al (1991) Nanosecond electron transfer kinetics in photosystem I following substitution of quinones for vitamin K 1 as studied by time resolved EPR. FEBS Lett 284:98-102. doi: 10.1016/0014-5793(91)80771-T

Snyder SW, Rustandi RR, Biggins J, et al (1991) Direct assignment of vitamin K1 as the secondary acceptor A1 in photosystem I. Proc Natl Acad Sci U S A 88:9895-6. doi: 10.1073/PNAS.88.21.9895

Srinivasan N, Golbeck JH (2009) Protein-cofactor interactions in bioenergetic complexes: The role of the A1A and A1B phylloquinones in Photosystem I. Biochim Biophys Acta - Bioenerg 1787:1057-1088. doi: 10.1016/j.bbabio.2009.04.010

Srinivasan N, Karyagina I, Bittl R, et al (2009) Role of the Hydrogen Bond from Leu722 to the A1A Phylloquinone in Photosystem I. Biochemistry 48:3315-3324. doi: 10.1021/bi802340s

Sun J, Hao S, Radle M, et al (2014) Evidence that histidine forms a

coordination bond to the A0A and A0B chlorophylls and a second H-bond to

116

the A1A and A1B phylloquinones in M688HPsaA and M668HPsaB variants of Synechocystis sp. PCC 6803. Biochim Biophys Acta - Bioenerg 1837:13621375. doi: 10.1016/j.bbabio.2014.04.004

Takahashi M, Asada K (1988) Superoxide production in aprotic interior of chloroplast thylakoids. Arch Biochem Biophys 267:714-722. doi: 10.1016/0003-9861 (88)90080-X

Thomas DD, Keller H, McConnell HM (1963) Exciton Magnetic Resonance in Wurster's Blue Perchlorate. J Chem Phys 39:2321-2329. doi: 10.1063/1.1701437

Thomas PG, Quinn PJ, Williams WP (1986) The origin of photo system-I-mediated electron transport stimulation in heat-stressed chloroplasts. Planta 167:133-139. doi: 10.1007/BF00446380

Trubitsin B V., Mamedov MD, Semenov AY, Tikhonov AN (2014) Interaction of ascorbate with photosystem I. Photosynth Res 122:215-231. doi: 10.1007/s11120-014-0023-7

van der Est A, Prisner T, Bittl R, et al (1997) Time-Resolved X-, K-, and W-Band EPR of the Radical Pair State of Photosystem I in Comparison with in Bacterial Reaction Centers. J Phys Chem B 101:1437-1443. doi: 10.1021/JP9622086

van der Lee J, Bald D, Kwa SLS, et al (1993) Steady-state polarized light spectroscopy of isolated Photosystem I complexes. Photosynth Res 35:311321. doi: 10.1007/BF00016562

van Thor JJ, Geerlings TH, Matthijs HCP, Hellingwerf KJ (1999) Kinetic Evidence for the PsaE-Dependent Transient Ternary Complex Photosystem I/Ferredoxin/Ferredoxin:NADP+ Reductase in a Cyanobacterium. Biochemistry 38:12735-12746. doi: 10.1021/BI9903502

Vassiliev IR, Jung YS, Mamedov MD, et al (1997) Near-IR absorbance changes and electrogenic reactions in the microsecond-to-second time domain in Photosystem I. Biophys J 72:301-15. doi: 10.1016/S0006-3495(97)78669-7 Vos MH, van Gorkom HJ (1990) Thermodynamical and structural information

117

on photosynthetic systems obtained from electroluminescence kinetics. Biophys J 58:1547-55. doi: 10.1016/S0006-3495(90)82499-1

Wardman P (1990) Bioreductive Activation of Quinones: Redox Properties and Thiol Reactivity. Free Radic Res Commun 8:219-229. doi: 10.3109/10715769009053355

Wardman P (1989) Reduction Potentials of One-Electron Couples Involving Free Radicals in Aqueous Solution. J Phys Chem Ref Data 18:1637-1755. doi: 10.1063/1.555843

Wasielewski MR, Fenton JM, Govindjee (1987) The rate of formation of P700+?A0 - in photosystem I particles from spinach as measured by picosecond transient absorption spectroscopy. Photosynth Res 12:181-189. doi: 10.1007/BF00047947

Wittmershaus BP, Woolf VM, Vermaas WFJ Temperature dependence and polarization of fluorescence from Photosystem I in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Photosynth Res 31:75-87. doi: 10.1007/bf00028785

Xu W, Chitnis P, Valieva A, et al (2003) Electron transfer in cyanobacterial

photosystem I: I. Physiological and spectroscopic characterization of site-

directed mutants in a putative electron transfer pathway from A0 through A1 to

FX. J Biol Chem 278:27864-75. doi: 10.1074/jbc.M302962200

Yang X, Zhang YH, Yang ZL, et al (2009) pH dependence of photosynthetic

behavior of plant photosystem I particles. Russ J Plant Physiol 56:599-606. doi:

10.1134/S1021443709050033

Zhao J, Warren P V., Li N, et al (1990) Reconstitution of electron transport in photosystem I with PsaC and PsaD proteins expressed in Escherichia coli. FEBS Lett 276:175-180. doi: 10.1016/0014-5793(90)80536-R