Закономерности тепловой агрегации глобулярных олигомерных белков тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Голуб, Николай Викторович

  • Голуб, Николай Викторович
  • кандидат биологических науккандидат биологических наук
  • 2008, МоскваМосква
  • Специальность ВАК РФ03.00.04
  • Количество страниц 115
Голуб, Николай Викторович. Закономерности тепловой агрегации глобулярных олигомерных белков: дис. кандидат биологических наук: 03.00.04 - Биохимия. Москва. 2008. 115 с.

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Голуб, Николай Викторович

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Агрегация белков.

1.2. Митохондриальная аспартатаминотрансфераза из сердца свиньи.

1.3. Глицеральдегид-З-фосфатдегидрогеназа из скелетных мышц кролика.

1.4. Алкогольдегидрогеназа I из Saccharomyces cerevisiae.

1.5. Р-Кристаллин хрусталика глаза быка.

1.5.1.Влияние УФ-облучения на структуру и агрегацию (3-кристаллина

1.6. Молекулярные шапероны.

1.6.1. Структура и функции а-кристаллина.

1.6.2. Структура и функции GroEL.

ПОСТАНОВКА ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЙ.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.1. Материалы.

2.1.1. Выделение и очистка митохондриальной аспартатаминотрансферазы.

2.1.2. Глицеральдегид-З-фосфатдегидрогеназа.

2.1.3. Алкогольдегидрогеназа I из Saccharomyces cerevisiae.

2.1.4.Шаперон GroEL.

2.1.5.Выделение и очистка а- и (Зь-кристаллинов.

2.2. Методы исследования.

2.2.1.Электрофоретический анализ белков в ПААГ.

2.2.2. Дифференциальная сканирующая калориметрия (ДСК).

2.2.3. Динамическое (квазиэластичное) светорассеяние.

2.2.4. Изучение кинетики тепловой агрегации белков методом динамического светорассеяния.

2.2.5.УФ-облучение p-кристаллина.

2.2.6. Определение активности митохондриальной аспартатаминотрансферазы.

2.2.7. Термоинактивация митохондриальной аспартатаминотрансферазы

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1. Тепловая инактивация, денатурация и агрегация митохондриальной аспартатаминотрансферазы.

3.1.1. Тепловая денатурация и инактивация митохондриальной аспартатаминотрансферазы.

3.1.2.Тепловая агрегация митохондриальной аспартатаминотрансферазы.

3.2. Влияние а-кристаллина на тепловую агрегацию митохондриальной аспартатаминотрансферазы.

3.3. Изучение стадии образования стартовых агрегатов на примере тепловой агрегации глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы.

3.4. Влияние GroEL на тепловую агрегацию ГАФД.

3.5. Доказательство наличия шапероноподобной активности у дрожжевой алкогольдегидрогеназы I.

Рекомендованный список диссертаций по специальности «Биохимия», 03.00.04 шифр ВАК

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Закономерности тепловой агрегации глобулярных олигомерных белков»

Актуальность проблемы. Неблагоприятные условия в клетках (как, например, тепловой шок) могут приводить к разворачиванию и агрегации белков. Проблему агрегации белков необходимо учитывать при решении биотехнологических задач, в частности, при ренатурации рекомбинаптных белков, накапливающихся в виде телец включения.

Содержание таких белков, как аспартатаминотрансфераза (фермент, участвующий в метаболизме азота, КФ 2.6.1.1, ААТ) и глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназа (один из ключевых ферментов гликолиза, КФ 1.2.1.12, ГАФД), в клетках животных очень высоко. Митохондриальная ААТ (мААТ) из сердца свиньи — фермент с молекулярной массой 90 кДа — состоит из двух идентичных субъединиц. ГАФД из скелетной мышцы кролика — гомотетрамер с молекулярной массой 144 кДа. Среди алкогольдегидрогеназ (АДГ) наиболее широко распространены цинк-содержащие ферменты. АДГ I из дрожжей Saccharomyces cerevisiae ( КФ 1.1.1.1) — тетрамерный фермент (150 кДа), состоящий из идентичных субъединиц, каждая из которых содержит по два иона Zn2+. Изучение механизмов агрегации этих белков, различающихся функцией, структурой, тканевой и внутриклеточной локализацией, представляется очень важным.

В ответ на стресс (тепловой, окислительный или токсический) в клетках прокариот и эукариот синтезируются белки теплового шока «heat shock proteins (hsps)», играющие роль молекулярных шаперонов. Функции шаперонов состоят в том, что они взаимодействуют с развернутыми полипептидными цепями, предотвращая их необратимую агрегацию, участвуют в фолдинге и сборке белков и предохраняют клетки от вызываемых стрессом повреждений. а-Кристаллин, представитель семейства малых белков теплового шока (shsps), обладает антиагрегационной активностью, способен к образованию устойчивых растворимых комплексов с денатурированными белками и, таким образом, подавляет агрегацию развернутых форм белков. В работах лаборатории ферментных систем Института биохимии им. А.Н. Баха РАН (Khanova et al., 2005; Markossian et al., 2006b; Meremyanin et al., 2008) на примере подавления тепловой агрегации рь-кристаллина, ГАФД и гликогенфосфорилазы Ь, показано, что защитное действия а-кристаллина обусловлено переходом процесса агрегации из диффузионно-контролируемого режима в кинетический режим, для которого вероятность слипания сталкивающихся частиц меньше единицы. Представляло интерес выяснить, выполняется ли подобный механизм защитного действия а-кристаллина для других белковых субстратов и насколько общим он является. GroEL, представитель семейства шаперонинов 60, в клетках участвует в фолдинге белков. Известно, что GroEL проявляет способность подавлять агрегацию белковых субстратов, однако, механизм защитного действия GroEL оставался невыясненным. Поскольку способность взаимодействовать с развернутой формой белков проявляют шапероны различных классов, актуальным является проведение сравнительных исследований механизмов защитного действия различных шаперонов.

Цель работы. Цель настоящей работы — выявление кинетических закономерностей и механизма тепловой агрегации белков, приводящей к образованию аморфных агрегатов, в отсутствие и в присутствии шаперонов, взаимодействующих с развернутыми формами белков. В соответствии с этой целью были поставлены следующие задачи: 1. для получения более детальной информации о начальной стадии процесса тепловой агрегации белков подобрать условия агрегации ГАФД из скелетных мышц кролика, при которых возможна одновременная регистрация исходной (нативной) формы белка и белковых агрегатов; 2. изучить кинетику тепловой инактивации, денатурации и агрегации мААТ из сердца свиньи; 3. с использованием в качестве белковых субстратов мААТ и ГАФД изучить влияние а-кристаллина и GroEL на тепловую агрегацию белков; 4. проверить наличие шапероноподобной активности у АДГ I с использованием тест-системы, основанной на агрегации УФ-облученного р-кристаллина при 37 °С.

Научная новизна. На основании сопоставления процессов тепловой инактивации и денатурации мААТ сделан вывод о том, что инактивация фермента характеризуется более высокой скоростью по сравнению с денатурацией белка. Это указывает на более высокую чувствительность активного центра фермента к " денатурирующим воздействиям по сравнению с белковой глобулой. Установлено, что тепловая агрегация мААТ протекает в диффузионно-контролируемом режиме. Подобраны условия агрегации ГАФД, которые позволили доказать, что образование стартовых агрегатов из денатурированных молекул белка происходит по принципу «все-или-ничего», без образования интермедиатов. Проведено сравнение механизмов подавления агрегации белков а-кристаллином и GroEL — г белками, относящимися к различным классам шаперонов. Установлено, что а-кристаллин и GroEL препятствуют агрегации белков (мААТ и ГАФД) путем перехода режима агрегации из диффузиопно-контролируемого в режим агрегации, характеризующийся вероятностью слипания частиц при столкновении, меньшей единицы. Показано, что необычная кинетика тепловой агрегации АДГ I, проявляющаяся в экспоненциальной зависимости гидродинамического радиуса белковых агрегатов от времени, объясняется наличием шапероноподобной активности у нативного фермента

Практическое значение работы. Понимание механизма агрегации белков позволяет предложить количественные методы оценки скорости агрегации, которые могут быть использованы для отбора агентов, эффективно подавляющих агрегацию белков. Понимание механизма защитного действия шаперонов различных классов может служить основой для поиска антиагрегациопных агентов, которые, подобно шаперонам, будут оказывать защитное действие путем уменьшения вероятности слипания сталкивающихся частиц. Агенты подобного рода могут найти применение при решении биотехнологических задач и при создании препаратов медицинского назначения.

Похожие диссертационные работы по специальности «Биохимия», 03.00.04 шифр ВАК

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Голуб, Николай Викторович

выводы

1. Тепловая инактивация митохондриальной аспартатаминотрансферазы (мААТ) из сердца свиньи происходит быстрее, чем разворачивание белковой молекулы, что согласуется с гипотезой Tsou о более высокой чувствительности активного центра к денатурирующим воздействиям по сравнению с белковой глобулой. Предложена кинетическая модель, объясняющая расхождение между скоростями инактивации и денатурации мААТ. Показано, что доля агрегированного белка совпадает с долей денатурированного белка. Установлено, что тепловая агрегация аспартатаминотрансферазы протекает в диффузионно-контролируемом режиме.

2. На основании изучения кинетики тепловой агрегации глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы (ГАФД) из скелетных мышц кролика методом динамического светорассеяния получены доказательства того, что начальная стадия тепловой агрегации белков — стадия образования стартовых агрегатов из денатурированных молекул белка — протекает по принципу «все или ничего», без образования интермедиатов.

3. Показано, что механизмы подавления тепловой агрегации белков а-кристаллином и GroEL сходны и заключаются в том, что в обоих случаях шаперон индуцирует переход процесса агрегации из диффузионно-контролируемого режима в кинетический режим, при котором вероятность слипания частиц при столкновении становится меньше единицы.

4. Установлено наличие шапероноподобной активности у дрожжевой алкогольдегидрогеназы I. Подобная активность позволяет объяснить необычную кинетику тепловой агрегации алкогольдегидрогеназы I, характерную для агрегации белков в присутствии шаперонов и проявляющуюся в экспоненциальном характере зависимости гидродинамического радиуса белковых агрегатов от времени.

Автор выражает глубокую признательность заведующему лабораторией ферментных систем, профессору Борису Ивановичу Курганову за переданные мне знания и опыт, непосредственное участие и неоценимую помощь при обсуждении результатов.

Автор выражает искреннюю благодарность научному руководителю, д.б.н. Кире Андреевне Маркосян, за непосредственное руководство работой, участие в постановке экспериментов, терпение и помощь в подготовке диссертационной работы.

Автор выражает благодарность за предоставление препаратов белков и проведение совместных исследований: к.б.н. М.В. Шолуху (научно-исследовательская лаборатория биохимии обмена веществ биологического факультета Белорусского государственного университета); профессору В.И. Муронцу, к.б.н. Р.А. Асриянц и к.б.н. И.Н. Налетовой (отдел биохимии животной клетки Научно-исследовательского института физико-химической биологии им. А.Н. Белозерского Московского государственного университета им. М.В. Ломоносова); к.б.н. К.О. Муранову (лаборатория физико-химических основ биорегуляции Института биохимической физики им. Н.М. Эмануэля РАН).

Автор выражает благодарность к.б.н. С.Ю. Клейменову (Институт биохимии им. А.Н. Баха РАН) и к.б.н. В.Н. Орлову (Научно-исследовательский институт физико-химической биологии им. А.Н. Белозерского Московского государственного университета им. М.В. Ломоносова) за помощь в проведении экспериментов по дифференциальной сканирующей калориметрии и интерпретации полученных данных.

Работа выполнена при поддержке грантов Российского фонда фундаментальных исследований и Программы «Молекулярная и клеточная биология» Президиума РАН.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В настоящей работе для изучения закономерностей тепловой агрегации глобулярных олигомерных белков использован метод динамического светорассеяния. Метод динамического светорассеяния дает возможность оценить величину образующихся белковых агрегатов и проследить за тем, как меняется характер распределения белковых агрегатов по размеру в ходе процесса агрегации.

В работах, проводимых в лаборатории ферментных систем Института биохимии им. А.Н. Баха РАН, на основании анализа соотношения между интенсивностью светорассеяния и величиной гидродинамического радиуса белковых агрегатов для тепловой агрегации глобулярных олигомерных белков (Рь-кристаллина из хрусталика глаза быка, ГАФД из скелетных мышц кролика, белка оболочки вируса табачной мозаики и дрожжевой АДГ I) предложен новый механизм тепловой агрегации, ведущей к образованию аморфных агрегатов. Предложенный механизм включает в себя стадию образования стартовых агрегатов (первичных кластеров) и дальнейшие стадии слипания стартовых агрегатов и агрегатов более высокого порядка [Khanova et al, 2005; Markossian et al, 2006a; Markossian et al 2006b; Panyukov et al., 2007]. Механизм тепловой агрегации, включающий образование стартовых агрегатов и дальнейшее их слипание, выполняется и для мААТ (рисунок 31).

Для агрегации перечисленных выше глобулярных олигомерных белков так же, как и в настоящей работе для агрегации агрегации мААТ, проведен систематический анализ графиков соотношения интенсивности светорассеяния и гидродинамического радиуса. Анализ начальных линейных участков таких графиков позволяет оценить величину гидродинамического радиуса (i?h,o) стартовых агрегатов. Величина определяется как отрезок, отсекаемый на оси абсцисс линейным участком графика соотношения интенсивности светорассеяния и гидродинамического радиуса. Однако следует понимать, что величина в этом случае находится путем экстраполяции. В настоящей работе были подобраны условия для агрегации ГАФД (относительно низкая температура и высокая концентрация белка), которые позволили впервые достоверно зарегистрировать образование стартовых агрегатов на протяжении относительно длительного промежутка времени и определить их размер.

Нативный Развернутый белок белок

О -► О Стартовый агрегат

DLCA

Аморфный

Рисунок 31. Механизм агрегации белков, включающий стадию образования стартовых агрегатов.

Следовательно, результаты исследований тепловой агрегации белков согласуются с идеей о том, что начальной стадией агрегации является стадия образования стартовых агрегатов, включающих сотни молекул денатурированного белка. Дальнейшее слипание стартовых агрегатов протекает в диффузионно-контролируемом режиме (DLCA), при котором вероятность слипания частиц при столкновении равна единице. В пользу выполнимости режима DLCA для тепловой агрегации глобулярных олигомерных белков (мААТ, $-кристаллин, ГАФД, гликогенфосфорилаза Ь, белок оболочки вируса табачной мозаики) при различных концентрациях белка свидетельствует тот факт, что зависимость гидродинамического радиуса от времени описывается степенной функцией с величиной фрактальной размерности df = 1,8.

Исследование влияния а-кристаллина на тепловую агрегацию мААТ методом динамического светорассеяния показало, что в присутствии относительно невысоких концентраций а-кристаллина популяция агрегатов расщепляется на два компонента. Агрегаты первого типа стабильны и их размер не изменяется во времени. Агрегаты второго типа растут при нагревании, достигая крупных размеров, и склонны к преципитации. Более высокие концентрации а-кристаллина практически полностью подавляют агрегацию.

При агрегации мААТ в присутствии а-кристаллина, как и в случае агрегации |3-кристаллина, ГАФД, гликогенфосфорилазы Ь, начальные участки зависимостей Rh от времени подчиняются экспоненциальному закону. Это указывает на выполнимость режима "reaction-limited cluster-cluster aggregation" (RLCA) (рисунок 32). Для этого режима агрегации вероятность слипания сталкивающихся частиц меньше единицы.

Интересным представлялось изучить влияние шаперонина GroEL на агрегацию белков в связи с тем, что основная часть работ посвящена влиянию GroEL на рефолдинг белков. В результате анализа кинетики агрегации ГАФД при 45 °С в присутствии различных концентраций GroEL

85 было получено, что добавление GroEL приводит к уменьшению начального прироста интенсивности светорассеяния. При этом величина остается постоянной в течение длительного времени и очень близка к таковой при агрегации ГАФД в отсутствие GroEL. При временах выше t3 рост значения Rh стечением времени описывается экспоненциальной функцией.

Аморфный агрегат

Рисунок 32. Механизм агрегации мААТ в присутствии а-кристаллина. 1 и 2 — агрегация мААТ при относительно низких и относительно высоких концентрациях а-кристаллина, соответственно.

Тот факт, что начальные участки зависимостей гидродинамического радиуса от времени для агрегации ГАФД в присутствии GroEL описываются экспоненциальным уравнением, указывает на индуцированный шапероном переход процесса агрегации из диффузионно-контролируемого режима в кинетический режим, при котором вероятность слипания сталкивающихся частиц становится меньше единицы.

Таким образом, механизмы защитного действия а-кристаллина и GroEL сходны и заключаются в снижении вероятности слипания частиц при столкновении. В то же время взаимодействие а-кристаллина с денатурированной ГАФД блокирует образование стартовых агрегатов а-Кр нсгал лин

RLCA ^

Нативнаи мААТ О

Денатурированная "мААТ о —

Комплекс и-кристалл н на и денатурированного белка

Стартовый агрегат с включенным «-кристаллином

Markossian et al,, 2006b], тогда как, согласно полученным нами данным, взаимодействие GroEL с развернутой молекулой ГАФД не препятствует образованию стартовых агрегатов (рисунок 33). Тем не менее, встраивание GroEL в стартовые агрегаты снижает вероятность их слипания. Можно полагать, что а-кристаллин и GroEL взаимодействуют с разными участками развернутой молекулы ГАФД. Согласно этим представлениям, подавление агрегации белков а-кристаллином или GroEL интерпретируется как результат уменьшения вероятности слипания стартовых агрегатов при включении в их состав шаперона.

Рисунок 33. Механизм агрегации ГАФД в присутствии GroEL.

Следует отметить способность дрожжевой АДГ I подавлять агрегацию УФ-облученного З^-кристалл ина, что свидетельствует о наличии шапероноподобной активности у нативной молекулы АДГ I.

Полученные результаты позволяют судить о механизме агрегации белков и механизме защитного действия шаперонов. Дальнейшее изучение влияния как природных, так и искусственных шаперонов на агрегацию различных белков позволит более определенно выяснить общность и различия их механизма действия.

Ншнвмаи Денятуриром

ГАФД ГЛФД

О -* о

C'l артовын itj pei ai с вк.иочемным GroKL

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Голуб, Николай Викторович, 2008 год

1. Abgar S., Vanhoudt J., Aerts T. and Clauwaert J. (2001) Study of the chaperoning mechanism of bovine lens a-crystallin, a member of the a small heat shock superfamily. Biophys. J. 80, 1986-1995.

2. Ajaz M.S., Ma Z., Smith D.L. and Smith J.B. (1997) Size of human lens beta crystallin aggregates are distinguished by N-terminal truncation of beta В1. J. Biol. Chem, 272, 11250-11255.

3. Andley U.P, Clark B.A. (1989) The effects of near-UV radiation on human lens beta-crystallins: protein structural changes and the production of 02- and H202. Photochem Photobiol. 1, 97-105.

4. Artymiuk, P. J., Blake, С. C. F., Grace, D. E. P., Oatley, S. J., Phillips, D. C., and Sternberg, M. J. E. (1979) Crystallographic studies of the dynamic properties of lysozyme, Nature 280, 563-568.

5. Augusteyn R.C., Stevens A. (1998) Macromolecular structure of the eye lens. Prog Polymer Sci., 23, 3 75-413.

6. Azzariti A., Vacca R.A., Giannattasio S., Merafina R.S., Marra E., Doonan S. (1998) Kinetic properties and thermal stabilities of mutant forms of mitochondrial aspartate aminotransferase. Biochim. Biophys. Acta. 1386, 2938.

7. Banfield M.J., Salvucci M.E., Baker E.N., Smith C.A. (2001) Crystal structure of the NADP(H)-dependent ketose reductase йот Bemisia argentifolii at 2.3 A resolution. J. Mol. Biol., 306, 239-250.

8. Barra D., Bossa., Doonan S. (1976) Large-scale purification and some properties of the mitochondrial aspartate aminotransferase from pig heart. Eur. J. Biochem. 64, 519-526.

9. Bateman O.A., Sarra R., van Genesen S.T., Kappe G., Lubsen N.H. and Slingsby C. (2003) The stability of human acidic (3-crystallin oligomers and hetero-oligomers. Exp. Eye Res., 77, 409—422.

10. Berbers G.A., Brans A.M., Hoekman W.A, Slingsby C., Bloemendal H. and de Jong W.W. (1983) Aggregation behavior of the bovine beta-crystallin Bp chain studied by limited proteolysis. Biochim. Biophys. Acta., 748, 213-219.

11. Berbers G.A., Hoekman W.A., Bloemendal H. de Jong W.W., Kleinschmidt T. and Braunitzer G. (1984) Homology between the primary structures of the major bovine beta-crystallin chains. Eur. J. Biochem., 139, 467-479.

12. Berbers G.A.M., Boermann O.C., Bloemendal H. and de Jong W.W. (1982) Primary gene products of bovine beta-crystallin and reassociation behaviour of its aggregates. Eur. J. Biochem., 128, 495-502.

13. Bettelheim F.A., Ansari R., Cheng Q.F. and Zigler J.S.Jr. (1999) The mode of chaperoning of dithiothreitol-denatured alpha-lactalbumin by alpha-crystallin. Biochem. Biophys. Res. Commun., 261, 292-297.

14. Bhattacharyya J., Santhoshkumar P. and Sharma K.K. (2003) A peptide sequence —YSGVCHTDLHAWHGDWPLPVK 40-60. —in yeast alcohol dehydrogenase prevents the aggregation of denatured substrate proteins. Biochem. Biophys. Res. Commun., 307, 1-7.

15. Bindels J.G., Koppers A. and Hoenders H.J. (1981) Structural aspects of bovine p-crystallins: Physical characterization including dissociation-association behavior. Exp. Eye Res., 33, 333-343.

16. Bova M.P., Ding L.L., Horwitz J. and Fung B.K. (1997) Subunit exchange of ocA-crystallin. J. Biol. Chem., 272, 29511-29517.

17. Boyd J.W. (1961) The intracellular distribution, latency and electrophoretic mobility of L-glutamate-oxaloacetate transaminase from rat liver. Biochem. J. 81, 434-41.

18. Boyle D. and Takemoto L. (1994) Characterization of the alpha-gamma and alpha-beta complex: evidence for an in vivo functional role of alpha-crystallin as a molecular chaperone. Exp. Eye Res., 58, 9-16.

19. Braig K., Otwinowski Z., Hedge R., Boisvert D.C., Joachimiak A., Horwich A.L. and Sigler P.B. (1994) The crystal structure of the bacterial chaperonin GroEL at 2.8 A. Nature, 371, 578-586.

20. Braig К., Adams P. D., Brunger A.T. (1995) Conformational variability in the refined structure of the chaperonin GroEL at 2.8 A resolution Nat. Struct. Biol. 2, 1083-94.

21. Brinker A., Pfeifer G., Kerner M.J., Naylor D.J., Hartl F.U. and Hayer-LIartl M. (2001) Dual function of protein confinement in chaperonin-assisted protein folding. Cell. 107, 223-233

22. Buchner J., Schmidt M., Fuchs M., Jaenicke R., Rudolph R., Schmid F.X., Kiefhaber T. (1991) GroE facilitates refolding of citrate synthase by suppressing aggregation. Biochemistry, 30, 1586-1591.

23. Buchner J., Grallert H. and Jakob U. (1998) Analysis of chaperone function using citrate synthase as normative substrate protein. Methods Enzymol. 290, 323-338

24. Bukau B. and Horwich A.L. (1998) The Hsp70 and Hsp60 chaperone machines. Cell, 92, 351-366.

25. Carver J.A., Aquilina J.A. and Truscott R.J. (1994a) On the interaction of a-crystallin with unfolded proteins. Biochim. Biophys. Acta., 1164, 24-28.Clark and Huang, 1996

26. Carver J.A., Aquilina J.A., Cooper P.G. and Williams G.A. (1994c) Alpha-crystallin: molecular chaperone and protein surfactant. Biochim. Biophys. Acta., 1204, 195-206.

27. Chaudhuri Т.К., Farr G.W., Fenton W.A., Rospert S. and Horwich A.L. (2001) GroEL/GroES-mediated folding of a protein too large to be encapsulated. Cell. 107, 235-24628. Chen etal., 2001

28. Chen L., Sigler P.B. (1999) The crystal structure of a GroEL/peptide complex, plasticity as a basis for substrate diversity. Cell, 99, 757-768.

29. Chiou S.H., Azari P., Himmel M.E. and Squire P.G. (1979) Isolation and physical characterization of bovine lens crystallins. Int. J. Pept. Protein Res., 13, 409-417.

30. Corrales F.J. and Fersht A.R. (1996) Kinetic significance of GroEL14 (GroES7) 2 complexes in molecular chaperone activity. Fold. Des., 1, 265273.

31. Das K.P., Surewicz W.K. 1995 Temperature-induced exposure of hydrophobic surfaces and its effect on the chaperone activity of alphacrystallin. FEBSLett., 369, 321-325.

32. Davis G.J., Bosron W.F., Stone C.L., Owusu-Dekyi K., Hurley T.D. (1996) X-ray structure of human ЬЗЬЗ alcohol dehydrogenase. The contribution of ionic interactions to coenzyme binding, J. Biol. Chem., 271, 17057-17061.

33. De Bolle X., Vinals C., Fastrez J. and Feymans E. (1997) Bivalent cations stabilize yeast alcohol dehydrogenase I. Biochem. J., 323, 409-413.

34. Dean R.T., Fu S., Stocker R., Davies M.J. (1997) Biochemistry and pathology of radical-mediated protein oxidation. Biochem. J., 324, l-18.Andley and Clark, 1989,

35. Diez-Orrite S., Stoll S. and Schurtenberger P. (2005) Off-lattice Monte Carlo simulations of irreversible and reversible aggregation processes. Soft Matter., 7,364-371.

36. Dobson C.M. (1999) Protein misfolding, evolution and disease. Trends Biochem. Set, 24, 329-332.

37. Doonan S., Hughes G.J., Barra D. Bossa F., Martini F., Petruzzelli R. (1974) Homology of the primary structures of cytoplasmic and mitochondrial aspartate aminotransferases from pig heart. FEBS Lett. 49, 25-8.

38. Dusa A., Kaylor J., Edridge S., Bodner N., Hong D.P. and Fink A.L. (2006) Characterization of oligomers during alpha-synuclein aggregation using intrinsic tryptophan fluorescence. Biochemistry, 45, 2752-2760.

39. Ehrnsperger E., Lilie H., Gaestel M., Buchner J. (1999) The dynamics of hsp25 quaternary structure. Structure and function of different oligomeric species. J. Biol. Chem., 274, 14867-14874.

40. Ehrnsperger M., Buchner J., Gaestel M. (1998) Molecular Chaperones in the Life Cycle of Proteins. Structure, Function and Mode of Action. (Ed. A.L. Fink, Y. Goto. New York, Basel, Hong-Kong.: Marcel Derrker Inc., 533-575

41. Eklund H., Branden C.I. (1987) Alcohol dehydrogenase, in, F. Jurnak, A. McPherson (Eds.), Biological Molecules and Assemblies, Enzymes, 3, Wiley, New York, 73-142.

42. Eklund H., Nordstrom В., Zeppezauer E., Soderlund G., Ohlsson I., Boiwe Т., Soderberg B.O., Tapia O., Branden C.I., Akeson A. (1976) Three-dimensional structure of horse liver alcohol dehydrogenase at 2-4 A resolution. J. Mol. Biol., 102, 27-59. 4 ;

43. Ellis R.J. and van der Vies S.M. (1991) Molecular chaperones. Annu. Rev. Biochem., 60,321-347.

44. Ellis R. J. (1987) Comparison of Fluence-Response Relationships of Phototropism in Light- and Dark-Grown Buckwheat. Plant Physiol. 85, 689692

45. Esposito L., Sica F., Raia C.A., Giordano A., Rossi M., Mazzarella L., Zagari A. (2002) Crystal structure of the alcohol dehydrogenase from the hyperthermophilic archaeon Sulfolobus solfataricus at 1.85 A resolution. J. Mol. Biol., 318, 463-477.

46. Fan, Y.-X., Ju, M., Zhou, J.-M., Tsou, C.-L. (1996) Activation of chicken liver dihydrofolate reductase by urea and guanidine hydrochloride is accompanied by conformational change at the active site, Biochem. J. 315, 97-102.

47. Feil I.K., Malfois M., Hendle J., van der Zandt H., and Svergun D.I. (2001) A Novel Quaternary Structure of the Dimeric a-Crystallin Domain with Chaperone-like Activity. J. Biol Chem., 276, 12024-12029.

48. Feng J., Smith D.L. and Smith J.B. (2000) Human lens (3-crystallin solubility. J. Biol Chem., 275, 11585-11590.

49. Fenton W. A., Kashi Y., Furtak K. and Horwich A. L. (1994) Residues in chaperonin GroEL required for polypeptide binding and release. Nature. 371, 614-619.

50. Fink A.L. (1998) Protein aggregation: folding aggregates, inclusion bodies and amyloid. Folding Dis., 3, R9-R23.

51. Fink A.L. (1999) Chaperone-mediated protein folding. Physiol Rev., 79, 425449.

52. Fleisher G.A., Potter C.S., Wakim K. G. (1960) Separation of 2 glutamic-oxalacetic transaminases by paper electrophoresis. Proc. Soc. Exp. Biol. Med. 103,229-31.

53. Follmer C., Pereira F.V., DaSilveria N.P. and Carlini C.R. (2004) Jack bean urease (EC 3.5.1.5) aggregation monitored by dynamic and static light scattering. Biophys. Chem., Ill, 79-87.

54. Ford G.C., Eichele G., Jansonius J.N. (1980) Three-dimensional structure of a pyridoxalphosphate-dependent enzyme, mitochondrial aspartate aminotransferase. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A., 77, 2559-2563

55. Ganea E. and Harding J.J. (2000) a-Crystallin assists the renaturation of glyceraldehyde 3 phosphate dehydrogenase. Biochem. J., 345, 467-472.

56. Ganzhorn A. J. and Plapp B.V. (1988) Carboxyl groups near the active site zinc contribute to catalysis in yeast alcohol dehydrogenase. J. Biol Chem., 263, 5446-5454.Georgopoulos, 1992

57. Gething M.-J., Sambrook J. (1992) Protein folding in the cell. Nature, 335, 33-45.

58. Golub N., Meremyanin A., Markossian K., Eronina Т., Chebotareva N., Asryants R., Muronets V., Kurganov B. (2007) Evidence for the formation ofstart aggregates as an initial stage of protein aggregation. FEBS Lett. 581, 4223-4227.

59. Grallert H., Rutkat K. and Buchner J. (2000) Limits of protein folding inside GroE complexes. J Biol Chem. 275, 20424-20430.

60. Groenen P.J., Merck K.B., de Jong W.W. and Bloemendal H. (1994) Structure and modifications of the junior chaperone alpha-crystallin. From lens transparency to molecular pathology. Eur. J. Biochem., 225, 1-19.

61. Gu Y., Verghese S., Mishra R.S., Xu X., Shi Y. and Singh N. (2003) Mutant prion protein-mediated aggregation of normal prion protein in the endoplasmic reticulum: implications for prion propagation and neurotoxicity. J. Neurochem., 84, 10-22.

62. Hartl F.U. and Hayer-Hartl M. (2002) Molecular chaperones in the cytosol: from nascent chain to folded protein. Science, 295, 1852-1858.

63. Hartl F.U. (1996) Molecular chaperones in cellular protein folding. Nature, 381, 571-579.

64. He В., Bai J.H. and Zhou H.M. (1997) Comparison of inactivation and unfolding of yeast alcohol dehydrogenase during thermal denaturation. Int. J. Biochem. Cell Biol. 29, 1021-1028.

65. Hemmingsen, S. M., Woolford, C., van der Vies, S. M., Tilly, K.5 Dennis, D. T.5 Georgopoulos, C. P., Hendrix, R. W. and Ellis, R. J. (1988) Homologous plant and bacterial proteins chaperone oligomeric protein assembly. Nature. 333, 330-334

66. Hendrick J.P., Hartl F.U. (1993) Molecular chaperone functions of heatshock proteins, Annu. Rev. Biochem., 62, 349-384.

67. Hendrix, R. W. (1979) Purification and properties of groE, a host protein involved in bacteriophage assembly. JMol Biol. 129, Ъ15-Ъ92

68. Hibbard L.B., Kirk N.J., Borkman R.F. (1985) The in vitro photolysis of whole rat lenses using focused 290 nm laser radiation. Exp. Eye Res., 40, 285-295.

69. Hill E.G., Meriwether B.P., Park J.H. (1975) Purification of rabbit muscle glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase by gelfiltration chromatography. Analyt. Biochem., 63, 175-182.

70. Holl-Neugebauer, В., Rudolph, R., Schmidt, M. and Buchner, J. (1991) Reconstitution of a heat shock effect in vitro: influence of GroE on the thermal aggregation of alpha-glucosidase from yeast. Biochemistry. 30, 11609-11614 :

71. Horwitz J. (2003) Alpha-crystallin. Exp. Eye Res., 76, 145-153

72. Horwitz J., Emmons Т., Takemoto L. (1992b) The ability of lens alpha crystallin to protect against heat-induced aggregation is age-dependent. Curr. Eye Res., 11, 817-822.

73. Horwitz J. (1992a) a-Crystallin can function as a molecular chaperone. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 89, 10449-10453.

74. Hott J.L., Borkman R.F. (1993) Concentration dependence of transmission losses in UV-laser irradiated bovine alpha-, beta H-, beta L- and gamma-crystallin solutions. Photochem. Photobiol., 57, 312—317.

75. Houry, W. A., Frishman, D., Eckerskorn, C., Lottspeich, F. and Hartl, F. U. (1999) Identification of in vivo substrates of the chaperonin GroEL. Nature. 402, 147-154

76. Hurley T.D., Bosron W.F., Hamilton J.A., Amzel L.M. (1991) Structure of human blbl alcohol dehydrogenase, catalytic effects of non-active-site substitutions. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 88, 8149-8153.

77. Hurley T.D., Bosron W.F., Stone C.L., Amzel L.M. (1994) Structures of three human beta alcohol dehydrogenase valiants. Correlations with their functional differences. J. Mol. Biol, 239, 415-429.

78. Hurtley S.M. and Helenius A. (1989) Protein oligomerization in the endoplasmic reticulum. Annu. Rev. Cell. Biol., 5, 277-307.

79. Ichijima H., Iwata S. (1987) Changes of lens crystallins photosensitized with tryptophan metabolites. Ophthalmic Res., 19, 157-163.

80. Johansson K., El-Ahmad M., Kaiser C., Jornvall H., Eklund H., Hoog J., Ramaswamy S. (2001) Crystal structure of sorbitol dehydrogenase. Chem. Biol. Interact., 130-132, 351-358.

81. Jornvall H. (1977) The primary structure of yeast alcohol dehydrogenase. Eur. J. Biochem., 72, 425-442.

82. Jornvall H., Eklund H., Branden C.I. (1978) Subunit conformation of yeast alcohol dehydrogenase. J. Biol. Chem., 253, 8414-8419.

83. Kagamiyama H. Wada H. (1975) Amino acid sequence of fifty two residues from the N-terminus of mitochondrial aspartate aminotransferase. Biochem. Biophys. Res. Commun. 62, 425-30.

84. Kagamiyama H., Teranishi K., Wada H. (1975) Amino acid sequence of 37 residues surrounding Nxi-pyridoxyllysine in mitochondrial aspartate aminotransferase. Biochem. Biophys. Res. Commun. 63, 993-9.

85. ICagamiyama H., Watanabe Т., Wada H., Fujimoto Y., Tatsuno, Т., (1968) Terminal amino acids of aspartate aminotransferase isozymes. Biochem. Biophys. Res. Commun. 32, 678-84.

86. Karlsson A., El-Ahmad M., Johansson K., Shafqat J., Jornvall H., Eklund H., Ramaswamy S. (2003) Tetrameric NAD-dependent alcohol dehydrogenase. Chemico-Biological Interactions, 143-144, 239-245.

87. Karmen A. (1955) A note on spectrophotometric assay of glutamic oxalocetic transaminase in human blood serum. J. Clin. Invest. 34, 131-133.

88. Kastenschmidt L. L., Kastenschmidt J. and Helmreich E. (1968) Subunit interactions and their relationship to the allosteric properties of rabbit skeletal muscle phosphorylase b. Biochemistry, 7, 3590-3607.

89. Katsumata, Т., Noguchi, S., Yonezawa, N., Tanokura, M. and Nakano, M. (1996) Structural characterization of the N-linked carbohydrate chains of the zona pellucida glycoproteins from bovine ovarian and fertilized eggs. Eur J Biochem. 240, 448-453

90. Katunuma N., Matsuzawa T. et al. (1962) Differences between the transaminases in mitochondria and soluble fraction. II. Glutamic-oxaloacetic transaminase. J. Vitaminol. (Kyoto) 8, 74-9.

91. Kelley W.L., Georgopoulos C. (1992) Chaperones and protein folding. Curr. Opin. Cell Biol, 4, 984- 991.

92. Kim K.K., Kim R., Kim S.H. (1998) Crystal structure of a small heat shock protein. Nature, 394, 595-599.

93. Kodaka M. (2004) Interpretation of concentration-dependence in aggregation kinetics. Biophys. Chem., 109, 325-332.

94. Kopito R.R. (2000) Aggresomes, inclusion bodies and protein aggregation. Trends Cell Biol, 10, 524-530.

95. Koretz J.F., Augusteyn R.C. (1988) Electron microscopy of native and reconstituted alpha-crystallin aggregates. Curr. Eye Res., 7, 25-30.

96. Korkhin Y., Kalb A.J., Peretz M., Bogin O., Burstein Y., Frolow F. (1999) Oligomeric integrity-the structural key to thermal stability in bacterial alcohol dehydrogenases. Protein Sci., 8, 1241-1249.

97. Kuhn H.J., Braslavsky S.E., Schmidt R. (2004) Chemical actinometry (IUPAC Technical Report). Pure and applied chemistry. Chimie pure et appliquee, 76, 2105-2146.

98. Kurganov B.I., Lyubarev A.E., Sanchez-Ruiz J.M., Shnyrov V.L. (1997) Analysis of differential scanning calorimetry data for proteins Criteria of validity of one-step mechanism of irreversible protein denaturation. Biophys.1. Chem., 69, 125-35.

99. Kurganov B.I. (2002) Estimation of the activity of molecular chaperones in test-systems based on suppression of protein aggregation Usp. Biol Khim. (Moscow). 42 89-138

100. Kusukawa, N., Yura, Т., Ueguchi, C., Akiyama, Y. and Ito, K. (1989) Effects of mutations in heat-shock genes groES and groEL on protein export in Escherichia coli. EMBO J. 8, 3517-3521

101. Laemmli U.K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature, 227, 680-685.

102. Lampi K.J., Ma Z., Shih M., Shearer T.R., Smith J.B., Smith D.L. and David L.L. (1997) Sequence analysis of betaA3, betaB3, and betaA4 crystallins completes the identification of the major proteins in young human lens. J. Biol. Chem., 272, 2268-2275.

103. Lawton J.M., Doonan S. (1998) Thermal inactivation and chaperonin-mediated renaturation of mitochondrial aspartate aminotransferase, Biochem. J. 334,219-224.

104. Le W.P., Yan S.X., Li S., Zhong H.N. and Zhou H.M. (1996) Alkaline unfolding and salt-induced folding of yeast alcohol dehydrogenase under high pH conditions. Int. J. Peptide Protein Res., 47, 484-490.

105. Lee G. J., Roseman A.M., Saibil H.R. and Vierling E. (1997) A small heat shock protein stably binds heat-denatured model substrates and can maintain a substrate in a folding-competent state, EMBO J. 16, 659-671.

106. Li C., Heatwole J., Soelaiman S., Shoham M. (1999) Crystal structure of a thermophilic alcohol dehydrogenase substrate complex suggests determinants of substrate specificity and thermostability. Proteins, 37, 619-627.

107. Li J. and Wang C.C. (1999) Half of the sites, binding of D glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase folding intermediate with GroEL. J. Biol. Chem., 274, 10790-10794.

108. Li J., Lin Z. and Wang C.C. (2001) Aggregated proteins accelerate but do not increase the aggregation of D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase. Specificity of protein aggregation. J. Prot. Chem., 20, 155-163.

109. Lin M.Y., Linsday H.M., Weitz D.A., Ball R.C., Klein R. and Meakin Pi1989) Universality of fractal aggregates as probed by light scattering. Proc. R. Soc. bond. A., 423, 71-87.

110. Lin Y.Z., Liang S.J., Zhou J.M., Tsou C.L., Wu P.Q. and Zhou Z.K. (1990) Comparison of inactivation and conformational changes of D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase during thermal denaturation. Biochim. Biophys. Acta, 1038, 247-252.

111. Lin Z., Wang C. and Tsou C. (2000) High concentrations of D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase stabilize the enzyme against denaturation by low concentrations of GuHCl. Biochim. Biophys. Acta, 1481, 283-288.

112. Lin, Y.-Z., Liang S.-J., Zhou, J.-M., Tsou, C.-.L, Wu, P.-Q., and Zhou, Z.-K.1990) Comparison of inactivation and conformational changes of D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase during thermal denaturation, Biochim. Biophys. Acta 1038, 247-252

113. Liu, C. and Welsh, M. J. (1999) Identification of a site of Hsp27 binding with Hsp27 and alpha B-crystallin as indicated by the yeast two-hybrid system. Biochem Biophys Res Commun. 255, 256-261.

114. Lyubarev A.E. and Kurganov B.I. (2001) Study of irreversible thermal denaturation of proteins by differential scanning calorimetry. Recent Res. Devel. Biophys. Chem. 2, 141-165.

115. Lyubarev A.E., Kurganov B.I., Orlov V.N., Zhou H.M. (1999) Two-state irreversible thermal denaturation of muscle creatine kinase. Biophys. Chem., 79, 199-204.

116. Ma Z., Hanson S.R., Lampi K., David L., Smith D.L. and Smith J.B. (1998) Age related changes in human lens crystallins identified by HPLC and mass spectrometry. Exp. Eye Res., 67, 21-30.

117. Mach H., Trautman P.A., Thomson J.A., Lewis R.V. and Middaugh C.R. (1990) Inhibition of alpha-crystallin aggregation by gamma-crystallin. J. Biol. Chem., 265, 4844-4848.

118. Magonet E., Hayen P., Delforge D., Delaive E., Remade J. (1992) Importance of the structural zinc atom for the stability of yeast alcohol dehydrogenase. Biochem. J., 287, 361-365.

119. Mahler H.C., Muller R., Friess W., Delille A. and Matheus S. (2005) Induction and analysis of aggregates in a liquid IgGl-antibody formulation, Eur. J. Pharm. Biopharm., 59, 407-417.

120. Maiti M., Kono M. and Chakrabarti B. (1988) Heat-induced changes in the conformation of alpha- and beta-crystallins: unique thermal stability of alpha-crystallin. FEBSLett., 236, 109-114.

121. Marchenkov V.V., M. N. Y., Marchenkova S.Yu., Semisotnov G.V. (2006) Molecular chaperones of prokaryote and eukaryote cells. Usp. Biol. Khim. (Moscow) 46 279-302

122. Markossian K.A., Khanova H.A., Kleimenov S.Yu., Levitsky D.L, Chebotareva N.A., Asryants R.A., Muronetz V.I., Saso L., Yudin I.K.,

123. Kurganov B.I. (2006b) Mechanism of thermal aggregation of rabbit muscle glyceraldehyde 3 phosphate dehydrogenase. Biochemistry, 45, 13375-13384.

124. Martin J., Horwich A. L. and Hartl F. U. (1992) Prevention of protein denaturation under heat stress by the chaperonin Hsp60. Science. 258, 995998

125. Martin J., Langer Т., Boteva R., Schramel A., Horwich A. L. and Hartl F.-U. (1991) Chaperonin-mediated protein folding at the surface of groEL through a 'molten globule'-like intermediate. Nature, 352, 36-42. ;

126. Martinez-Carrion M., Tiemeier D. (1967) Mitochondrial glutamate-aspartate transaminase. I. Structural comparison with the supernatant isozyme. Biochemistry. 6, 1715-22.

127. Mayer M.P. and Bukau B. (2005) Hsp70 chaperones: cellular functions and molecular mechanism. Cell Mol. Life Sci., 62, 670-684.

128. Mayhew, M., da Silva, A. C., Martin, J., Erdjument-Bromage, H., Tempst, P. and Hartl, F. U. (1996) Protein folding in the central cavity of the GroEL-GroES chaperonin complex. Nature. 379, 420-426

129. McPhalen C.A., Vincent M.G., Jansonius J.N. (1992) X-ray structure refinement and comparison of three forms of mitochondrial aspartate aminotransferase. J. Mol. Biol. 225, 495-517.

130. Mendoza, J. A., Lorimer, G, H. and Horowitz, P. M. (1992) Chaperonin српбО from Escherichia coli protects the mitochondrial enzyme rhodaneseagainst heat inactivation and supports folding at elevated temperatures. J Biol Chem. 267, 17631-17634

131. Meremyanin, A. V., Eronina, Т. В., Chebotareva, N. A. and Kurganov, В. I. (2008) Kinetics of thermal aggregation of glycogen phosphorylase b from rabbit skeletal muscle. Mechanism of protective action of alpha-crystallin. Biopolymers. 89, 124-134

132. Militello V., Casarino C., Emanuele A., Giostra A., Pullara F. and Leone M. (2004) Aggregation kinetics of bovine serum albumin studied by FTIR spectroscopy and light scattering. Biophys. Chem., 107, 175-187.

133. Morino Y., Kagamiyama H. et al. (1964) Immunochemical Distinction between Glutamic-Oxaloacetic Transaminases from the Soluble and Mitochondrial Fractions of Mammalian Tissues., J Biol Chem 239, 943-4.

134. Morino, Y., H. Itoh, et al. (1968) Crystallization of 2-oxoglutarate L-aspartate transaminases from mitochondrial and soluble fractions of beef liver., Biochem Biophys Res Commun 13, 348-52.

135. Naletova I.N., Muronetz V.I. and Schmalhausen E.V. (2006) Unfolded, oxidized, and thermoinactivated forms of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase interact with the chaperonin GroEL in different ways. Biochim. Biophys. Acta, 1764, 831-838.

136. Niederhut M.S., Gibbons B.J., Perez-Miller S., Hurley T.D. (2001) Three-dimensional structures of the three human class I alcohol dehydrogenases. Protein Sci., 10, 697-706.

137. Ostrovsky M.A., Sergeev Y.V., Atkinson D.B., Soustov L.V., Hejtmancik J.F. (2002) Comparison of ultraviolet induced photo-kinetics for lens-derived and recombinant beta-crystallins. Mol Vis., 8, 72-78.

138. Majhi P.R., Ganta R.R., Vanam R.P., Seyrek E., Giger K., Dubin P.L. (2006) Electrostatically driven protein aggregation, beta-lactoglobulin at low ionic strength. Langmuir 22, 9150-9159.

139. Panyukov Y., Yudin I., Drachev V., Dobrov E., Kurganov B. (2007) The study of amorphous aggregation of tobacco mosaic virus coat protein by dynamic light scattering. Biophys. Chem. 127, 9-18.

140. Perrett S., Zahn R., Stenberg G. and Fersht A. R. (1997) Importance of electrostatic interactions in the rapid binding of polypeptides to GroEL. J Mol. Biol. 269, 892-901.

141. Peterson G. L. (1983) Determination of total protein. Methods Enzymol. 91, 95-119.

142. Putilina Т., Skouri-Panet F., Prat K, Lubsen N.H. and Tardieu A. (2003) Subunit exchange demonstrates a differential chaperone activity of calf a-crystallin toward Plow- and individual y-crystallins. J. Biol. Chem., 278, 13747-13756.

143. Raman B. and Rao C.M. (1994) Chaperone-like activity and quaternary structure of alpha-crystallin. J. Biol. Chem., 269, 27264-27284.

144. Raman В. and Rao C.M. (1997) Chaperone-lilce activity and temperature-induced structural changes of alpha-crystallin, J. Biol. Chem., 272, 2355923564.

145. Raman В., Ramakrishna T. and Rao C.M. (1995) Rapid refolding studies on the chaperone-like alpha-crystallin. Effect of alpha-crystallin on refolding of beta- and gamma-crystallins. J. Biol. Chem., 270, 19888-19921.

146. Ramaswamy S., El Ahmad M., Danielsson O., Jornvall H., Eklund H. (1996) Crystal structure of cod liver class I alcohol dehydrogenase, substrate pocket and structurally variable segments. Protein. Sci., 5, 663-671.

147. Ramaswamy S., Kratzer D.A., Hershey A.D., Rogers P.H., Arnone A., Eklund H. and Plapp B.V. (1994) Crystallization and preliminary crystallographic studies of Saccharomyces cerevisiae alcohol dehydrogenase I. J. Mol. Biol., 235, 777-779.

148. Rao C.M, Raman В., Ramakrishna Т., Rajaraman K., Ghosh D., Datta S., Trivedi V.D. and Sukhaswami M.B. (1998) Structural perturbation of a-crystallin and its chaperone-like activity. Int. J Biol. Macromol., 22, 271-281.

149. Rao P.V., Horwitz J., Zigler J.S., Jr. (1993) Alpha-ciystallin, a molecular chaperone, forms a stable complex with carbonic anhydrase upon heat denaturation. Biochem. Biophys. Res. Commun., 190, 786 —793.

150. Reddy G.B., Das K.P., Petrash J.M. and Surewicz W.K. (2000) Temperature-dependent chaperone activity and structural properties of human alphaA- and alphaB-crystallins. J. Biol. Chem., 275, 4565-4570.

151. Regini J.W., Grossman J.G. (2003) Structural changes of a-crystallin during heatingand comparisons with other small heat shock proteins. Fibre Diffr. Rev., 11, 95-101.

152. Ren G., Lin Z., Tsou C. L. and Wang C.C. (2003) Effects of macromolecular crowding on the unfolding and the refolding of D-glyceraldehyde-3-phosophospate dehydrogenase, J. Protein Chem., 22, 431-439.

153. Rudolph R., Heider I. and Jaenicke R. (1977) Mechanism of reactivation and refolding of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase from yeast after denaturation and dissociation. Eur. J. Biochem. 81, 563-570.

154. Sakakibara, R., Q. K. Huynh, et al. (1980) In vitro synthesis of glutamic oxaloacetic transaminase isozymes of rat liver., Biochem Biophys Res Commun 95, 1781-8.

155. Sandmeier E., Christen P. (1980) Mitochondrial aspartate aminotransferase 27/32-410. Partially active enzyme derivative produced by limited proteolytic cleavage of native enzyme. J. Biol. Chem. 255, 10284-10289.

156. Sanghani P.C., Robinson H., Bosron W.F., Hurley T.D. (2002) Human glutathione-dependent formaldehyde dehydrogenase. Structures of apo, binaiy, and inhibitory ternary complexes. Biochemistry, 41, 10778-10786.

157. Sannia G., Abrescia P., et al. (1982) In vitro synthesis of precursor forms of pig heart aspartate aminotransferase isozymes. Biochem. Biophys. Res. Commun. 105, 444-9.

158. Santhoshkumar P., Sharma K.K. (2001) Analysis of a-crystallin chaperone function using restriction enzymes and citrate synthase. Mol. Vis., 7, 172-177.

159. Santhoshkumar P., Sharma K.K. (2002) Identification of a region in alcohol dehydrogenase that binds to alpha-crystallin during chaperone action. Biochim. Biophys. Acta, 1598, 115-121.

160. Schuler J., Frank J., Saenger W. and Georgalis Y. (1999) Thermally induced aggregation of human transferrin receptor studied by light-scattering techniques. Biophys J., 77, 1117-1125.

161. Scopes R.K. and Stoter A. (1982) Purification of all glycolytic enzymes from one muscle extract. Meth. Enzymol., 90, 479-490.

162. Sergeev Y.V., Hejtmancik J.F. and Wingfield P.T. (2004) Energetics of domain-domain interactions and entropy driven association of p-crystallins. Biochemistry, 43, 415-424.

163. Sharma K.K., Kumar R.S., Kumar G.S., Quinn P.T. (2000) Synthesis and characterization of a peptide Identified as a functional element in aA-crystallin. J Biol Chem., 275, 3767-377 l.Panasenko et al., 2002

164. Siezen R.J., Bindels J., Hoenders H.J. (1980) The quaternary structure of bovine a-crystallin. Effects of variations in alkaline pH, ionic strength, temperature and calcium ion concentration. Eur. J. Biochem., Ill, 435-444.

165. Sirover M.A. (1996) Minireview. Emerging new functions of the glycolytic protein, glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase, in mammalian cells. Life. Sci. 58, 2271-7.

166. Sirover M.A. (1999) New insights into an old protein, the functional diversity of mammalian glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase. Biochim. Biophys. Acta. 1432, 159-184. *

167. Slingsby C. and Bateman O.A. (1990) Quaternary interactions in eye lens P-crystallins: Basic and acidic subunits of P-crystallins favor heterologous', association. Biochemistry, 29, 6592-6599.

168. Sluzky, V., Tamada, J. A., Klibanov, A. M. and Langer, R. (1991) Kinetics of, insulin aggregation in aqueous solutions upon agitation in the presence of hydrophobic surfaces. Proc Natl Acad Sci USA. 88, 9377-9381

169. Smith D.F., Whitesell L. and Katsanis E. (1998) Molecular chaperones: biology and prospects for pharmacological intervention. Pharmacol. Rev., 50, 493-514.

170. Sonderegger P., Jaussi R., et al. (1980) Cell-free synthesis of a putative precursor of mitochondrial aspartate aminotransferase with higher molecular weight. Biochem. Biophys. Res. Commun. 94, 1256-60.

171. Sparrer H., Lilie H.and Buchner J. (1996) Dynamics of the GroEL-protein complex: effect of nucleotides and folding mutants. J. Mol. Biol, 258, 74-87.

172. Speed M.A., King J. and Wang D.J. (1997) Polymerization mechanism of polypeptide chain aggregation. Biotechnol. Bioeng., 54, 333-343.

173. Sun Y. and. MacRae Т.Н. (2005) The small heat shock proteins and their role in human disease. FEBSJ. 272, 2613-2627.

174. Surewicz W.K. and Olesen P.R. (1995) On the thermal stability of alpha-crystallin: a new insight from infrared spectroscopy. Biochemistry, 34, 96559660.

175. Svensson S., Hoog J.O., Schneider G., Sandalova T. (2000) Crystal structures of mouse class II alcohol dehydrogenase reveal determinants of substrate specificity and catalytic efficiency. J. Mol. Biol., 302, 441-453.

176. Taylor, R. P. and Benjamin, I. J. (2005) Small heat shock proteins: a new classification scheme in mammals. J Mol Cell Cardiol. 38, 433-444

177. Thomson J.A., Augusteyn R.C. (1983) A m-crystallin: the native form of the protein? Exp. Eye Res., 37, Ъ61-Ъ11.

178. Tsou, C. L. (1986) Location of the active sites of some enzymes in limited and flexible molecular regions, Trends Biochem. Sci. 11, 427-429.

179. Tsou, C.-L. (1993) Conformational flexibility of enzyme active sites, Science 262, 380-381.

180. Tsou, C.-L. (1998) Active site flexibility in enzyme catalysis, Ann. N.-Y. Acad. Sci. 864, 1-8.

181. Tsou, C.-L. (1998) The role of active site flexibility in enzyme catalysis, Biochemistry (Moscow) 63, 253-258.

182. Vanhoudt J., Aerts Т., Abgar S. and Clauwaert J. (1997) Quaternary structure and interaction parameters of bovine a-crystallin: influence of isolation conditions. Progr. Colloid. Polym. Sci., 107, 88-93.

183. Veillon C. and Sitkowsky A.J. (1975) The intrinsic zinc atoms of yeast alcohol dehydrogenase. Biochem. Biophys. Res. Commun., 67, 1494-1500.

184. Velasco P.T., Lukas T.J., Murthy S.N., Duglas-Tabor Y., Garland D.L. and Lorand L. (1997) Hierarchy of lens proteins requiring protection against heat-induced precipitation by the alpha crystallin chaperone. Exp. Eye Res., 65, 497-505.

185. Viitanen, P. V., Donaldson, G. K., Lorimer, G. H., Lubben, Т. H. and Gatenby, A. A. (1991) Complex interactions between the chaperonin 60 molecular chaperone and dihydrofolate reductase. Biochemistry. 30, 97169723

186. Wada H., Morino Y. (1964) Comparative Studies on Glutamic-Oxalacetic Transaminases from the Mitochondrial and Soluble Fractions of Mammalian Tissues. Vitam. Horm. 22, 411-44.

187. Wada, H., H. Kagamiyama, et al. (1966) Pyridoxal Catalysis, Enzyme and Model Systems. E. E. Snell, A. E. Braunstein, E. S. Severin and Y. M. Torchinsky. New York, NY, Interscience, 111-29.

188. Wang К. and Spector A. (1994) The chaperone activity of bovine a-crystallin. Interaction with other lens crystallins in native and denatured states. J. Biol. Chem., 269, 13601-13608.

189. Wang, X. C., Wang, F., Zou, X.M. and Zhou, H.M. (1993) Studies on the oxidated creatine kinase. Science in China (Series B). 23, 1279-1286

190. Wang, K. and Spector, A. (1994) The chaperone activity of bovine alpha crystallin. Interaction with other lens crystallins in native and denatured states. J Biol Chem. 269, 13601-13608

191. Weitz D.A., and Lin M.Y. (1986) Dynamic scaling of cluster-mass distributions in kinetic colloid aggregation. Phys. Rev. Lett., 57, 2037-2040.

192. Weitz D.A., Huang J.S., Lin M.Y. and Sung J. (1985) Limits of the fractal dimension for irreversible kinetic aggregation of gold colloids. Phys. Rev. Lett., 54, 1416-1419.

193. West S.M., Price N.C. (1989) The unfolding and refolding of cytoplasmic aspartate aminotransferase from pig heart. Biochem. J. 261, 189-196.

194. West S.M., Price N.C. (1990), The unfolding and attempted refolding of mitochondrial aspartate aminotransferase from pig heart. Biochem. J. 265, 4550.

195. Wistow G., Turnell В., Summers L., et al. (1983) X-ray analysis of the eye lens protein gamma-II crystallin at 1.9 A resolution. J. Mol. Biol., 170, 175— 202.

196. Wistow G.J. and Piatigorsky J. (1988) Lens crystallins: The evolution and expression of proteins for a highly specialized tissue. Ann. Rev. Biochem., 57, 479-504.

197. Wood J.D., Beaujeux T.P. and Shaw P.J. (2003) Protein aggregation in motor neurone disorders. Neuropathol. Appl. Neurobiol., 29, 529-545.

198. Xie P., Parsons S.H., Speckhard D.C., Bosron W.F., Hurley T.D. (1997) X-ray structure of human class IV ss alcohol dehydrogenase. Structural basis for substrate specificity. J. Biol. Chem., 272, 185 5 8-185 63.

199. Xu, S., Wu, D., Arnsdorf, M., Johnson, R., Getz, G. S. and Cabana, V. G. (2005) Chemical colloids versus biological colloids: a comparative study for the elucidation of the mechanism of protein fiber formation. Biochemistry. 44, 5381-5389

200. Yang Y., Chen R. and Zhou H.M. (1998) Comparison of inactivation and conformational changes of native and apo yeast alcohol dehydrogenase during thermal denaturation. Biochem. Mol. Biol. Int., 45, 475-487.

201. Yang Z.N., Bosron W.F., Hurley T.D. (1997) Structure of human xx alcohol dehydrogenase, a glutathione-dependent formaldehyde dehydrogenase. J. Mol. Biol., 265, 330-343.

202. Yang, H.-J., Tsou, C.-L. (1995) Inactivation during denaturation of ribonuclease A by guanidinium chloride is accompanied by unfolding at the active site, Biochem. J. 305, 379-384.

203. Yao, Q.-Z., Tian, M., and Tsou, C.-L. (1984) Comparison of the rates of inactivation and conformational changes of creatine kinase during urea denaturation, Biochemistry. 23, 2740-2744.

204. Zhang, H.-J., Sheng, X.-R., Pan, X.-M., and Zhou, J.-M. (1997) Activation of adenylate kinase by denaturants is due to the increasing conformational flexibility at its active sites, Biochem. Biophys. Res. Commun. 238, 382-386.

205. Zhang, Т., and Zhou, H.-M. (1996) Comparison of inactivation and unfolding of yeast alcohol dehydrogenase during denaturation in urea solutions, Int. J. Biol. Macromol. 19, 113-119.

206. Zhang, Т., Zhou, H.-M., and Tsou, C.-L. (1993) Inactivation precedes conformation change during thermal denaturation of adenylate kinase, Biochim. Biophys. Acta. 1164, 61-67

207. Zhou, H.-M., Zhang, X.-H., Yin, Y., and Tsou, C.-L. (1991) Comparison of the activity and conformation changes of lactate dehydrogenase H4 during denaturation by guanidinium chloride, Biochem. J. 277, 207-211.

208. Zigler J.S., Horwitz J. and Kinoshita J.H. (1980). Human p-crystallin I. Comparative studies on the pb p2 and Рз-crystallins. Exp. Eye Res., 31, 41-55.

209. Braunstein A.E. (1973) Enzymes, ed. by P.O. Boyer, 3 ed, 9, N.Y. 379-481.

210. Кривандин A.B., Муранов K.O., Островский M.A. (2004a) Рентгеновское малоугловое сследование комплексообразования в расстворах а- и Рь-кристаллинов при нагрегвании. Докл. Академ. Наук, 394, 1-4.

211. Кривандин А.В., Муранов К.О., Островский M.A. (2004b) Исследование комплексообразования в расстворах а- и рь-кристаллинов при 60 °С. Мол. Биол. 38, 1-15.

212. Любарев А.Е., Курганов Б.И. (2000) изучение необратимой тепловой денатурации белков методом дифференциальной сканирующей калориметрии. Успехи биологической химии. 40, 43—483

213. Любарев А.Е., Курганов Б.И. (2000) Изучение необратимой тепловой денатурации белков методом дифференциальной сканирующей калориметрии. Успехи биол. химии, 40, 43-84.

214. Маркосян К.А., Курганов Б.И. (2004) Фолдинг, неправильный фолдинг и агрегация белков. Образование телец включения и агресом. Биохимия, 69, 1196-1212.

215. Марченков В.В., Марченко Н.Ю., Марченкова С.Ю., Семисотнов Г.В. (2006b) Молекулярные шаперонины прокариотических и эукариотических клеток. Успехи биологической химии. 46, 279-302.

216. Цоу Ч.-JI. (1998) Роль гибкости активного центра в ферментативном катализе. Биохимия, 63, 300-307.

217. Янг И., Жоу Х.-М. (2001) Влияние ионов цинка на конформационную стабильность дрожжевой алкогольдегидрогеназы. Биохимия, 66, 61-70.

Обратите внимание, представленные выше научные тексты размещены для ознакомления и получены посредством распознавания оригинальных текстов диссертаций (OCR). В связи с чем, в них могут содержаться ошибки, связанные с несовершенством алгоритмов распознавания. В PDF файлах диссертаций и авторефератов, которые мы доставляем, подобных ошибок нет.