Жизнеспособные и девитализированные ксено- и аллотрансплантаты для сердечно-сосудистой хирургии тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 14.00.44, кандидат медицинских наук Сачков, Антон Сергеевич

• Сачков, Антон Сергеевич
• кандидат медицинских наук
• 2009

Оглавление диссертации кандидат медицинских наук Сачков, Антон Сергеевич

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1 ИММУННЫЙ ОТВЕТ.

1.1.1 Иммунологические факторы.

1.1.2 Молодой возраст.

1.1.3 АВО несовместимость.

1.1.4 HLA несовместимость.

1.2 ТКАНЕВАЯ ИНЖЕНЕРИЯ ПОЛУЛУННЫХ КЛАПАНОВ СЕРДЦА.

1.2.1 Развитие и морфология створок аортального клапана.

1.2.2 Структурно-функциональные свойства аортального клапана.

1.2.3 Стратегии и основные достижения тканевой инженерии.

1.2.4 Тканевая инженерия клапанов на основе биологических матриц.

1.2.5 Тканевая инженерия клапанов на основе синтетических матриц.

1.2.6 Дальнейшие перспективы.

ГЛАВА II. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1. Оценка жизнеспособной алло- и девитализированной ксено- и аллоткани в системном кровотоке на модели крупного животного.

2.1.1. Методика получения и обработки биоматериала.

2.1.2. Экспериментальная модель и техника операции.

2.2. Методы исследования тканей.

2.2.1 Микроскопический анализ.

2.2.2. Анализ жизнеспособности тканей до и после имплантации.

2.2.3. Измерение кальция в образцах.

ГЛАВА III. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1. Результаты изучения биоматериала на модели собаки.

3.1.1. Результаты операции по имплантации заплаты с моностворкой в дефект грудной аорты собаки.

3.1.2. Результаты исследования влияния криосохранения и девитализирующей обработки на ксено- и аллоткань.

3.1.3. Результаты исследования эксплантированного через 4 месяца биоматериала.

3.1.3.1. Результаты макроскопического исследования.

3.1.3.2. Результаты микроскопического исследования.

3.1.3.3. Результаты измерения содержания связанного кальция в биоматериале через 4 месяца после имплантации.

3.2. Обсуяедение полученных результатов.

3.2.1 Обоснование выбора экспериментальной модели.

3.2.2. Обсуждение результатов, полученных при изучении влияния девитализирующей антикальцинозной обработки дигитонином и ЭДТА на ткань.

3.2.3. Обсуждение результатов полученных после оценки эксплантированной через 4 месяца девитализированной алло- и ксеноткани и жизнеспособной аллоткани.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Жизнеспособные и девитализированные ксено- и аллотрансплантаты для сердечно-сосудистой хирургии»

Наиболее общим подходом в лечении пороков клапанов сердца на конечном этапе заболевания является их замена. В США в год выполняется более 60000 операций протезирования клапанов сердца и более 170000 - в мире (164). Кроме того, каждый год в США примерно 15000 детей рождается с врожденными пороками сердца, у многих из них поражен один или более клапанов сердца (120). Протезирование клапанов сердца эффективно предотвращает прогрессирование сердечной недостаточности, но имеет множество недостатков. В настоящее время существуют три основных типа заменителей клапанов сердца: механические клапаны, биопротезы (ксеногенная ткань фиксированная, например, глютаровым альдегидом (ГА)) и аллографты -клапаны, полученные от человеческих доноров (120). Каждый из этих клапанов имеет ограничения и специфические недостатки. Использование механических протезов ассоциировано с риском тромбоэмболических и геморрагических осложнений и требует пожизненной антикоагулянтной терапии. Эти клапаны так же не имеют устойчивости к инфекции, с которой чрезвычайно сложно справиться без удаления протеза (72). Биопротезы, фиксированные ГА, не требуют антикоагулянтной терапии, но они гораздо менее долговечны (82). Криосохраненные аллографты, так же не требуют антикоагулянтной терапии, однако они содержат жизнеспособные клетки и могут, таким образом, вызывать развитие иммунного ответа (120). Ни один вид доступных протезов клапанов сердца не имеет способности к росту, что особенно важно для детей (120).

Учитывая недостатки существующих протезов клапанов сердца, усилия многих исследователей направлены на создание жизнеспособного неиммуногенного клапана сердца при помощи методов тканевой инженерии. Идеальный клапан, по мнению Harken (73), не должен создавать обструкции кровотоку, быть нетромбогенным, устойчивым к инфекции, химически инертным, атравматичным для клеток крови, долговечным, и легко имплантируемым (73).

Есть два основных подхода к созданию биоинженерных тканей, которые используются последнее время. При первом используются бесклеточные ксеногенные или аллогенные клапаны с последующим засеванием или с ожидаемой репопуляцией клетками хозяина после имплантации. Рядом авторов в эксперименте показана целесообразность такого подхода.

Второй подход заключается в создании полимерной основы в форме клапана сердца, с последующей трасплантацией на нее аутологичных клеток (177). После прикрепления, клетки формируют собственный экстрацеллюлярный матрикс. Теоретически, таким образом можно получить жизнеспособный аутологичный клапан, который может быть имплантирован пациенту, у которого исходно были получены клетки (177). Такой клапан может иметь потенциал к росту, самообновлению, быть устойчивым к инфекции и нетромбогенным. Пионерами этого направления являются Mayer и коллеги. В своих исследованиях они использовали смешанную клеточную культуру эндотелиальных клеток и миофибробластов, полученную из артерии овцы.

Большой прогресс достигнут в тканевой инженерии (ТИ) клапанов сердца, но многое еще предстоит сделать. Однако, оптимальная обработка, не повреждающая соединительную ткань биологического матрикса, целесообразность заселения матрикса, его дизайн, источник клеток для заселения, in-vitro условия и многие другие направления продолжают активно исследоваться. Конечной целью должно явиться создание аутологичного самообновляющегося клапана способного противостоять гемодинамическому воздействию системной циркуляции.

В России впервые по инициативе В.И.Бураковского криосохраненные жизнеспособные аллогенные клапаны стали применяться в НЦССХ им. А.Н.Бакулева РАМН. В 1990 году В.П. Подзолков ив 1992 году Г.И. Цукерман выполнили первые успешные операции по имплантации этих протезов при хирургической коррекции сложных врожденных и приобретенных пороков сердца. До настоящего времени НЦ ССХ им. А.Н. Бакулева РАМН сохраняет приоритет в этом направлении кардиохирургии. За истекшее время была отработана принципиальная технологическая схема, созданы условия для производства криосохраненных аллографтов и первый в России банк криосохраненных аллографтов.

В 1992 - 2003 гг. в клинике ППС НЦ ССХ им. А.Н. Бакулева РАМН было имплантировано 80 жизнеспособных криосохраненных аллографтов, в том числе 70 - при коррекции аортального порока, главным образом при инфекционном эндокардите (в том числе произведено 12 операций аутолегочного протезирования аортального клапана с имплантацией легочного аллографта (операций Росса)), 10 митральных аллографтов имплантировано в трикуспидальную позицию больным с эндокардитом трехстворчатого клапана.

Послеоперационная оценка функции аллографта основывалась на ультразвуковых методах, магнитно-резонансной томографии и клинических методах обследования. Пациенты повторно обследовались в различные сроки после операции. Срок первого обращения находился в пределах от 6 месяцев до 3 лет. Наибольший срок наблюдения превышает 10 лет. Данные обследования выявили адекватную функцию пересаженных аллографтов у большинства взрослых пациентов (6-11,18-20).

В России ТИ клапанов сердца все еще находится на начальных этапах развития. Однако в НЦССХ РАМН им.А.Н.Бакулева последние годы ведутся исследования в этом направлении. В ходе нашей совместной работы с ИТЭБ РАН разработана оригинальная девитализирующая антикальцинозная обработка биотканей для снижения иммунного ответа и кальциноза. Методика исследовалась на модели крысы с имплантацией девитализированной ткани под кожу на 2 месяца. Степень дегенерации биоматериала оценивалась по уровню кальциноза ткани после эксплантации. Была установлена высокая эффективность нашей методики в плане предотвращения кальциноза. (1-5,13). Основываясь на экспериментальных данных с 2004 года начато клиническое применение девитализированных аллографтов для реконструкции выводного отдела правого желудочка при операции Росса и для протезирования аортального клапана при различных видах его патологии (16). Накопленный клинический материал на данном этапе не позволяет выявить значимых различий между жизнеспособными и девитализированными аллографтами (15,17). В связи, с чем было решено провести сравнительную оценку криосохраненных жизнеспособных и девитализированных аллографтов в хроническом эксперименте на модели крупного животного с имплантацией биоматериала в кровоток. Учитывая труднодоступность аллографтов и ограниченное количество протезов маленького диаметра, так же решено было исследовать в эксперименте клапаны ксеногенного происхождения девитализированные по нашей методике.

Цель и задачи работы. Основной целью работы является экспериментальная оценка различных видов клапанных трансплантатов и обоснование возможности их использования в сердечно-сосудистой хирургии. В связи с этим были поставлены следующие задачи:

1. Оценить влияние процесса криоконсервации и стерилизации на жизнеспособность аллографта и на состояние его соединительнотканного матрикса.

2. Изучить характер изменений, происходящих с клетками и соединительнотканным матриксом алло- и ксеноматериала, в результате девитализирующей обработки.

3. Провести сравнительный макро- и микроскопический анализ изменений, происходящих в имплантатах из девитализированной аллогенной и жизнеспособной аллогенной тканей, через 4 месяца после имплантации.

4. Выявить особенности адаптации девитализированной ксеногенной ткани в сравнении с жизнеспособным алломатериалом при имплантации в системный кровоток.

Научная новизна исследования. Настоящее исследование отражает один из этапов работы, проводимой совместно НЦССХ им. А.Н. Бакулева РАМН и ИТЭБ РАН по разработке новых образцов биологических клапанов для кардиохирургии.

Научная новизна работы заключается в исследовании принципиально нового, не имеющего мировых аналогов, вида обработки биологических материалов. В работе впервые определены основные закономерности морфологических изменений девитализированных дигитонином и ЭДТА ксено-и аллогенных сосудистых тканей на модели собаки с имплантацией биоматериала в системный кровоток сроком на 4 месяца. По результатам хронического эксперимента выявлены благоприятные характеристики девитализированной аллоткани, позволяющие надеяться на ее успешное клиническое применение. Выявлены критические параметры обработки, в будущем требующие модификации и усовершенствования.

Разработана хирургическая модель для оценки биологических тканей в системном кровотоке без использования искусственного кровообращения и предложен вариант ее усовершенствования.

Практическая ценность.

В результате комплекса научно-поисковых работ определены направления дальнейших исследований, которые в будущем позволят создать аутологичный жизнеспособный заместитель клапанов сердца и сосудов.

Оценка полученных экспериментальных данных показала, что в имплантированной в кровоток собакам жизнеспособной аллогенной ткани происходили изменения, сходные, с таковыми в ткани аллографтов, имплантированных человеку. На основании этого можно предположить, что модель собаки позволит более точно прогнозировать судьбу тканей при имплантации человеку. Сравнительная оценка эксплантированных через 4 месяца тканей показала, что девитализированная аллогенная ткань является наиболее перспективной с точки зрения отсутствия развития иммунного ответа и сохранения структурной целостности имплантата. Все это позволяет надеяться на успешное клиническое применение данного вида биоматериала.

Положения, выносимые на защиту.

1. Девитализированная дигитонином и ЭДТА аллогенная ткань по результатам экспериментального исследования обладает хорошими пластическими качествами. В организме реципиента она оставалась полностью инертной и не подвергалась дегенеративным изменениям в сроки до 4-х месяцев, вследствие отсутствия кальциноза и иммунной реакции.

2. Девитализация ткани ксеногенного происхождения при помощи дигитонина и ЭДТА приводила к структурной дегенерации из-за развития выраженной иммунной реакции.

3. Криосохраненная жизнеспособная аллогенная ткань обладает удовлетворительными качествами при имплантации в кровоток. Однако выявленные признаки умеренной структурной дегенерации и иммунного ответа могут привести к последующему развитию дисфункции аллографта в отдаленные сроки.

10 L

Работа была выполнена в отделении неотложной хирургии приобретенных пороков сердца (руководитель - проф., д. м. и. Р. М. Муратов), совместно с лабораторией по экспериментальной разработке новых биоматериалов для сердечно-сосудистой хирургии (руководитель - д.м.н. Д.В.Бритиков), в отделе моделирования и изучения патологии сердца и сосудов с оперблоком и виварием (руководитель - проф.д.м.н. М.В. Соколов). Совместные исследования по клеточной инженерии проводились на базе лаборатории тканевой инженерии (руководитель - проф.д.ф.-м.н. B.C. Акатов) Института теоретической и экспериментальной биофизики РАН. Совместные исследования по гистологической оценки проводились совместно с лабораторией патоморфологии (руководитель - проф. д.б.н А.Б.Шехтер) ММА им. И.М.Сеченова.

Автор выражает глубокую благодарность директору Научного центра сердечно - сосудистой хирургии, академику РАМН JI. А. Бокерия за предоставленную возможность выполнения работы и общее руководство исследованиями, руководителю отделения неотложной хирургии приобретенных пороков сердца профессору д. м. н. Р. М. Муратову, за постоянную помощь в работе над диссертацией, а так же руководителю лаборатории по экспериментальной разработке новых биоматериалов для сердечно-сосудистой хирургии д.м.н Д.В.Бритикову, руководителю лаборатории тканевой инженерии ИТЭБ РАН профессору д.ф.-м.н. B.C. Акатову, ведущему научному сотруднику лаборатории патоморфологии ММА им. И.М.Сеченова к.б.н. З.П.Миловановой и сотрудникам отдела моделирования и изучения патологии сердца и сосудов с оперблоком и виварием Н.И.Лившиц и Т.К.Шурим за постоянную помощь и активное участие в проведении работы.

Автор также выражает глубокую благодарность всем сотрудникам НЦССХ РАМН, принявшим участие в проведении исследований.

Заключение диссертации по теме «Сердечно-сосудистая хирургия», Сачков, Антон Сергеевич

Выводы:

1. Криосохранение и стерилизация в антибиотиках, как этап технологической схемы изготовления аллографтов для клинического использования, обеспечивают сохранение нативной структуры соединительнотканного матрикса и значительного количества жизнеспособных клеток, которые после имплантации способны стимулировать развитие иммунного ответа с последующей дегенерацией и дисфункцией аллографта.

2. В результате девитализирующей атикальцинозной обработки дигитонином и ЭДТА повреждений соединительнотканного матрикса ткани не выявлялось, при этом происходила полная гибель всех клеток донора.

3. Имплантаты из жизнеспособных крисохраненных аллографтов продемонстрировали удовлетворительные результаты. Структура матрикса в целом оставалась стабильной. Однако так же выявлены умеренные признаки иммунного ответа и его дегенерации, что при более длительных сроках наблюдения может привести к дегенерации с последующим нарушением функции аллографта.

4. Девитализированная аллогенная ткань обладает благоприятными свойствами для использования в сердечно-сосудистой хирургии. Над всей поверхностью заплаты происходило новообразование сложной тканевой структуры из эластических и коллагеновых волокон и жизнеспособных клеток, составляющих неоинтиму. Соединительнотканный матрикс оставался устойчивым к дистрофическим изменениям и был полностью инертным, не вызывая развития иммунного ответа.

5. Девитализирующая антикальцинозная обработка не обеспечивает достаточной стабилизации ксеногенной ткани аорты. При экспериментальной имплантации сроком на 4 месяца происходили выраженные дегенеративные изменения в соединительно-тканном матриксе имплантата, вследствие развития иммунной реакции.

6. В сроки до 4-х месяцев после имплантации всех видов тканей значимой миграции интерстициальных клеток реципиента в толщу пересаженной ткани наблюдалось, а донорские клетки и их элементы в эти сроки не выявлялись.

Практические рекомендации:

Модель имплантации заплаты со створкой из клапанного аллографта в грудную аорту собаке является воспроизводимой и информативной для оценки в длительные сроки после имплантации. Для определения дальнейшей судьбы створок имплантатов необходимо усовершенствование экспериментальной модели путем создания механизма нагрузки на створку.

2. Для предотвращения развития иммунного ответа на ксеногенную ткань необходимо использовать более агрессивные методы обработки. Необходимо добиваться полного удаления клеток и их фрагментов, стараясь при этом минимально воздействовать на соединительнотканный матрикс. Также в будущих исследованиях необходимо исследовать собственную иммуногенность соединительнотканного ксеногенного матрикса.

3. При исследовании девитализированного криосохраненного алломатериала в хроническом эксперименте на модели собаки клетки донора к 4-м месяцам после имплантации не выявлялись и признаки развития иммунного ответа отсутствовали. Учитывая это можно заключить, что при обработке аллогенных тканей для предотвращения иммунного ответа достаточно ограничиться девитализацией, а не пытаться достичь полного удаления клеток донора из ткани.

4. При сравнении в эксперименте тканей аллогенного и ксеногенного происхождения девитализированных дигитонином и ЭДТА получены противоположные результаты. Это говорит о необходимости использования различных способов обработки гетерогенных и аллогенных материалов.

5. Учитывая факт, что матрикс девитализированной аллогенной ткани оставался практически полностью бесклеточным в сроки до 4-х месяцев, в будущих экспериментальных исследованиях необходимо оценить методы, ускоряющие миграцию клеток реципиента в имплантат.

Список литературы диссертационного исследования кандидат медицинских наук Сачков, Антон Сергеевич, 2009 год

1. Акатов B.C., Муратов P.M., Рындина Н.И., Соловьев В.В., Бритиков Д.В. «Способ обработки трансплантатов для сердечно-сосудистой хирургии». Патент РФ на изобретение №2291675. Опубликовано 20.01.2007 Бюллетень №2

2. Бокерия Л.А., Лошаков А.В., Скопин И.И., Макушин А.А., Бритиков Д.В., Мироненко М.Ю. «Первый опыт аутолегочного протезирования аортального клапана (операция Росса) при активном инфекционном эндокардите» «Медицинские науки», М., 2004, №1

3. Бритиков Д.В. «КРИОСОХРАНЕННЫЕ АЛЛОГРАФТЫ ДЛЯ СЕРДЕЧНО-СОСУДИСТОЙ ХИРУРГИИ» Автореферат диссертации на соискание ученой степени доктора медицинских наук. с. 11-14

4. Клиническая иммунология и аллергология. Под ред Г.Лолора-младшего, Т.Фишера и Д.Адельмана. Пер. с англ. — М.,Практика,2000 с.522.

5. Шехтер А.Б. Экспериментально-морфологическое обоснование применения коллагена в медицине. Автореферат диссертации на соискание ученой степени доктора медицинских наук. С.27-32 Москва -1971.

6. Aasen AO, Resch F, Semb BJ, et al. Development of a canine model for long-term studies after mitral valve replacement with the Hall-Kaster prosthesis. Eur Surg Res 1980;12:199-207

7. Adamczyk MM, Vesely I. Biaxial strain distributions in explanted porcine bioprosthetic valves. J Heart Valve Dis 2002; 11:688-695

8. Agrawal CM, Ray RB. Biodegradable polymeric scaffolds for musculoskeletal tissue engineering. J Biomed Mater Res 2001;55:141-150

9. Allman AJ, McPherson ТВ, Badylak SF, et al: Xenogeneic extracellular matrix grafts elicit a TH2-restricted immune response. Transplantation 2001; 71:1631.

10. Ameer GA, Mahmood ТА, Langer R. A biodegradable composite scaffold for cell transplantation. J Orthop Res 2002;20:16-19

11. Angell WW, Oury JH, Lamberti JJ, Koziol J. Durability of the viable aortic allograft. J Thorac Cardiovasc Surg 1989;98:48-56

12. Armiger LC. Postimplantation leaflet cellularity of valve allografts: are donor cells beneficial or detrimental?. Ann Thorac Surg 1998;66(Suppl):S233.

13. Bader A, Schilling T, Teebken OE, Brandes G, Herden T, Steinhoff G,Haverich A. Tissue engineering of heart valves—human endothelial cell seeding of detergent acellularized porcine valves. Eur J Cardiothorac Surg 1998;14:279-84.

14. Bairati A, DeBiasi S. Presence of a smooth muscle system in aortic valve leaflets. AnatEmbryol 1981;161:329-340

15. Barratt-Boyes BG, Roche AHG, Subramanyan R et al. Long-term follow-up on patients with the antibiotic-sterilised aortic homograft valve inserted freehand in the aortic position. Circulation, 1987,75,768-777.

16. Bechtel JF, Bartels C, Schmidtke C, et al. Does histocompatibility affect homograft valve function after the Ross procedure?. Circulation 2001;104(Suppl 1):I25.

17. Bergsma JE et al., Biocompatibility study of as-polymerized poly(L-lactide) in rats using a cage implant system. J.Biomed.Mat.Res., 1995,29,173-178;

18. Bodnar E, Olsen EG, Florio R, Dobrin J. Damage of porcine aortic valve tissue caused by the surfactant sodiumdodecylsulphate. Thorac Cardiovasc Surg 1986;34(2):82-5.

19. Booth C, Korossis SA, Wilcox HE, et al. Tissue engineering of cardiac valve prostheses I: Development and histological characterization of an acellular porcine scaffold. J Heart Valve Dis 2002; 11:457-462

20. Breinholt JP, III, Hawkins JA, Lambert LM, et al. A prospective analysis of the immunogenicity of cryopreserved nonvalved allografts used in pediatric heart surgery. Circulation 2000;102(Suppl 3):III179.

21. Breuer CK, Shinoka T, Tanel RE, et al. Tissue engineering lamb heart valve leaflets. Biotechnol Bioeng 1996;50:562-567

22. Caterina MJ, Devreotes PN. Molecular insights into eukaryotic chemotaxis. FASEB J. 1991;5:3078-3085.

23. Cebotari S, Mertsching H, Kallenbach K, et al. Construction of autologous human heart valves based on an acellular allograft matrix. Circulation 2002;106(12 Suppl.l):I63-I68

24. Cebotari S, Mertsching H, Kallenbach K, Kostin S, Repin O, Batrinac A, Kleczka C, Ciubotaru A, Haverich A. Construction of autologous human heart valves based on an acellular allograft matrix. Circulation 2002; 106(Suppl I):I63-I8.

25. Chen MK, Badylak SF: Small bowel tissue engineering using small intestinal submucosa as a scaffold. J Surg Res 2001; 99:352.1. Too L

26. Clarke DR, Campbell DN, Hay ward AR, Bishop DA. Degeneration of aortic valve allografts in young recipients. J Thorac Cardiovasc Surg 1993;105:934-942.

27. Cobb MA, Badylak SF, Janas W, et al: Porcine small intestinal submucosa as adural substitute. Surg Neurol 1999; 51:99.

28. Cochran RP, Kunzelman KS. Cryopreservation does not alter antigenic expression of aortic allografts. J Surg Res 1989;46:597-599.

29. Cooper DK, Koren E, Oriol R. Oligosaccharides and discordant xenotransplantation. Immunol Rev 1994;141:31-58

30. Couchman JR, Austria MR, Woods A. Fibronectin-cell interactions. J Invest Dermatol 1990;94(6 Suppl):7S-l 14.

31. Curtil A, Pegg DE, Wilson A. Repopulation of freeze-dried porcine valves with human fibroblasts and endothelial cells. J Heart Valve Dis 1997;6:296-306

32. Curtis A, Riehle M. Tissue engineering: the biophysical background. Phys Med Biol 2001 ;46:R47-R65

33. Da Costa A, Dohmen PM, Lopes SV. Comparison of cryopreserved homografts and decellularized porcine heterografts implanted in sheep. Artif Organs 2004;28:366-370

34. Deasy BM, Jankowski RJ, Huard J: Muscle-derived stem cells: characterization and potential for cell-mediated therapy. Blood Cells Mol Dis 2001; 27:924.

35. Delia Rocca F, Sartore S, Guidolin D, et al. Cell composition of the human pulmonary valve: Acomparative study with the aortic valve the VESALIO project. Ann Thorac Surg 2000;70:1594-1600

36. Dohmen PM, Da Costa F, Yoshi S, et al. Histological Evaluation of Tissue-engineered Heart Valves Implanted in the Juvenile Sheep Model: Is There a Need for In-Vitro Seeding? The Journal of Heart Valve Disease 2006;15:823-829

37. Dohmen PM, Duarte D, et al. Immunological and echocardiographic evaluation of decellularized versus cryopreserved allografts during the Ross operation European Journal of Cardio-thoracic Surgery 2005;27: 572-578

38. Dohmen PM, Hauptmann S, Terytze A, Konertz WF. In-Vivo Repopularization of a Tissue-Engineered Heart Valve in a Human Subject The Journal of Heart Valve Disease 2007;16:447-449

39. Driessen NJB, Boerboom RA, Huyghe JM, Bouten CVC, Baaijens FPT. Computational analyses of mechanically induced collagen fiber remodeling in the aortic heart valve. J Biomech Eng 2003;125:549-557

40. Elkins RC, Dawson PE, Goldstein S, et al. Decellularized Human Valve Allografts. Ann Thorac Surg 2001;71:S428-32

41. Elkins RC, Goldstein S, Hewitt CW, et al: Recellularization of heart valve grafts by a process of adaptive remodeling. Semin Thorac Cardiovasc Surg 2001; 13(suppl 1):87.

42. Farm JI, Miller DC, Moore К A, et al. Twenty-year clinical experience with porcine bioprosthesis. Ann Thorac Surg 1996;62:1301-1311

43. Filip DA, Radu A, Simionescu M. Interstitial cells of the heart valves possess characteristics similar to smooth muscle cells. Circ Res 1986;59:310-320

44. Fischlein T, Schu'tz A, Haushofer M, Frey R, Uhlig A, Detter C, Reichart B. Immunologic reaction and viability of cryopreserved allografts. Ann Thorac Surg 1995;60:S122-126.1. J Ш2 1

45. Forbess JM, Shah AS, St Louis JD, et al: Cryopreserved homografts in the pulmonary position: determinants of durability. Ann Thorac Surg 2001; 71:54.

46. Gall KL, Smith SE, Willmette CA, O'Brien MF. Allograft heart valve viability and valve-processing variables. Ann Thorac Surg 1998;65:1032-1038.

47. Goffin Y, Grandmaugin D, Van Hoek B. Banking cryopreserved heart valves in Europe: assesment of a 5-year operation in International Tissue Bank in Brussels. Eur J Cardio-Thorac Surg, 1996, 10, 505-512.

48. Goldstein S, Clarke DR, Walsh SP, Black KS, O'Brien MF. Transpecies heart valve transplant:Advanced studies of a bioengineered xeno-autograft. Ann Thorac Surg 2000;70:1962-1969

49. Grauss RW, Hazekamp MG, Oppenhuizen F, et al. Histological evaluation of decellularised porcine aortic valves: matrix changes due to different decellularisation methods. Eur J Cardiothorac Surg 2005;27:566-571

50. Grauss RW, Hazekamp MG, van Vliet S, Gittenberger-de Groot AC, de Ruiter MC. Decellularization of rat aortic valve allografts reduces leaflet destruction and extracellular matrix remodelling. J Thorac Cardiovasc Surg 2003;126:2003-10.

51. Green MK, Walsh MD, Dare A, et al. Histologic and immunohistochemical responses after aortic valve allografts in the rat. Ann Thorac Surg 1998;66(Suppl):S216.

52. Grunkemeier GL, Jamieson WR, Miller DC, Starr A. Actuarial versus actual risk of porcine structural valve deterioration. J Thorac Cardiovasc Surg 1994;108:709-718

53. Harken DF, Taylor WJ, LeFemine AA, et al. Aortic valve replacement with a caged ball valve. Am J Cardiol 1962;9:292-299.

54. Hawkins JA, Bailey WW, Dillon T, Schwartz DC. Midterm results with cryopreserved allograft valved conduits from the right ventricle to the pulmonary arteries. J Thorac Cardiovasc Surg 1992;104:910-916.

55. Hoekstra F, Knoop C, Aghai Z, et al. Stimulation of immune-competent cells in vitro by human cardiac valve-derived endothelial cells. Ann Thorac Surg 1995;60(Suppl):S 131.

56. Hoekstra F, Knoop C, Jutte N, et al. Effect of cryopreservation and HLA-DR matching on the cellular immunogenicity of human cardiac valve allografts. J Heart Lung Transplant 1994;13:1095-1098.

57. Hoekstra F, Knoop C, Vaessen L, et al. Donor-specific cellular immune response against human cardiac valve allografts. J Thorac Cardiovasc Surg 1996;112:281-286.

58. Hoekstra F, Witvliet M, Knoop C, et al. Donor-specific anti-human leukocyte antigen class I antibodies after implantation of cardiac valve allografts. J Heart Lung Transplant 1997;16:570-572.

59. Hoekstra F, Witvliet M, Knoop C, et al. Immunogenic human leukocyte antigen class II antigens on human cardiac valves induce specific alloantibodies. Ann Thorac Surg 1998;66:2022-2026.

60. Hoerstrup SP, Kadner A, Breymann C, et al. Living, autologous pulmonary artery conduits tissue engineered from human umbilical cord cells. Ann Thorac Surg 2002;74:46-52

61. Hoerstrup SP, Kadner A, Melnitchouk S, et al. Tissue engineering of functional trileaflet heart valves from human marrow stromal cells. Circulation 2002;106(12Suppl.l):I143-I150

62. Hoerstrup SP, Sodian R, Daebritz S, et al. Functional living trileaflet heart valves grown in vitro.Circulation 2000;102(suppl.III):III-44-III-49

63. Hoerstrup SP, Zund G, Cheng S, et al. A new approach to completely autologous cardiovascular tissue in humans. Am Soc Artif Intern Organs J 2002;48:234-238

64. Hoerstrup SP, Zund G, Schnell AM, et al. Optimized growth conditions for tissue engineering of human cardiovascular structures. Int J Artif Organs 2000;23:817-823

65. Hopkins R. Tissue engineering of heart valves: Decellularized valve scaffolds (editorial) Circulation 2005; 111:2712-2714

66. Hutmacher DW, Goh JCH, Teoh SH. An introduction to biodegradable materials for tissue engineering applications. Ann Acad Med Singapore 2001;30:183-191

67. Hutmacher DW. Scaffold design and fabrication technologies for engineering tissues state of the art and future perspectives. J Biomater Sci Polym Ed 2001;12:107-124

68. Jaffe JS, Ginsberg PC, Yanoshak SJ, et al: Ureteral segment replacement using a circumferential small-intestinal submucosa xenogenic graft. J Invest Surg 2001; 14:259.

69. Jockenhoevel S, Chalabi K, Sachweh JS, et al. Tissue engineering: Complete autologous valve conduit a new moulding technique. Thorac Cardiovasc Surg 2001;49:287-290

70. Jockenhoevel S, Zund G, Hoerstrup SP, et al. Fibrin gel advantages of a new scaffold in cardiovascular tissue engineering. Eur J Cardiothorac Surg 2001;19:424-430

71. Jockenhoevel S, Zund G, Hoerstrup SP, Schnell A, Turina M. Cardiovascular tissue engineering: A new laminar flow chamber for in vitro improvement of mechanical tissue properties. Am Soc Artif Intern Organs J 2002;48:8-11

72. Johnson DL, Sloan C, O'Halloran A, Yacoub MH. Effect of antibiotic pretreatment on immunogenicity of human heart valves and component cells. Ann Thorac Surg 1998;66(Suppl):S221.

73. Jones RD, Akao M, Cross FS. Bacteremia and thrombus on prosthetic heart valves in dogs. Circulation 1969;39(5 Suppl.l):I253-I256

74. Kadner A, Chen RH, Mitchell RN, Adams DH. Hemograft crossmatching is unnecessary due to the absence of blood group antigens. Ann Thorac Surg 2001 ;71 (Suppl):S349.

75. Kasimir MT, Rieder E, Seebacher G, et al. Comparison of different decellularization procedures of porcine heart valves. Int J Artif Organs 2003;26:421-427

76. Kasimir MT, Rieder E, Seebacher G, et al. Decellularization does not Eliminate Thrombogenicity and Inflammatory Stimulation in Tissue-Engineered Porcine Heart Valves. The Journal of Heart Valve Disease 2006;15:278-286

77. Kaushal S, Amiel GE, Guleserian KJ, et al: Functional small-diameter neovessels created using endothelial progenitor cells expanded ex vivo. Nat Med 2001; 7:1035.

78. Kessler B, Witholt B. Factors involved in the regulatory network of polyhydroxyalkanoate metabolism. JBioteclmol 2001;86:97-104

79. Ketchedjian A, Linthurst A, Krueger P et al. Recellularization of Decellularized Allograft Scaffolds in Ovine Great Vessel Reconstructions. Ann Thorac Surg 2005;79:888-896

80. Kim BS, Nikolovski J, Bonadio J, Mooney DJ. Cyclic mechanical strain regulates the development of engineered smooth muscle tissue. Nat Biotechnol 1999;17:979-983

81. Kim WG, Cho SK, Kang MC, Lee TY, Park JK. Tissue-engineered heart valve leaflets: An animal study, hit J Artif Organs 2001;24:642-648

82. Kim WG, Park JK, Lee WY. Tissue-engineered heart valve leaflets: An effective method of obtaining acellularized valve xenografts. Int J Artif Organs 2002;25:791-797

83. Kim WG, Park JK, Park YN, et al. Tissue-engineered heart valve leaflets: An effective method for seeding autologous cells on scaffold. Int J Artif Organs 2000;23:624-628

84. Kleinman HK, McGarvey. The role of laminin in basement membranes and in the growth, adhesion and differentiation of cells. In: Kleinman HK, McGarvey, editors. The role of the extracellular matrix in development. New York: AlanR. Liss; 1984. p. 123^3.

85. Kneebone JM, Lupinetti FM. Procollagen synthesis by fresh and cryopreserved rat pulmonary valve grafts. J Thorac Cardiovasc Surg 2000;120:596-603.

86. Knight R, Collins S. Human prion diseases: Cause, clinical and diagnostic aspects. Contrib Microbiol 2001;7:68-92

87. Koolbergen DR, Hazekamp MG, de Heer E, van Hoorn F, Huysmans HA, Bruijn JA, Dion RA. Structural degeneration of pulmonary homografts used as aortic valve substitute underlines early graft failure. Eur J Cardiothorac Surg 2002;22:802-7.

88. Lee KY, Mooney DJ. Hydrogels for tissue engineering. Chem Rev 2001;101:1869-1879

89. Lee TC, Midura RJ, Hascall VC, Vesely I. The effect of elastin damage on the mechanics of the aortic valve. J Biomech 2001;34:203-210

90. Legare JF, Issekutz T, Lee TD, Hirsch G. CD8+ T lymphocytes mediate destruction of the vascular media in a model of chronic rejection. Am J Pathol 2000;157:859-865.

91. Legare JF, Ross DB, Issekutz ТВ, et al. Prevention of allograft heart valve failure in a rat model. J Thorac Cardiovasc Surg 2001; 122:310-317.

92. Leyh RG, Wilhelmi M, Rebe P, et al. In Vivo Repopulation of Xenogeneic and Allogeneic Acellular Valve Matrix Conduits in the Pulmonary Circulation. Ann Thorac Surg 2003;75:1457- 63

93. Lo D, Vesely I. Biaxial strain analysis of the porcine aortic valve. Ann Thorac Surg 1995;60:S374-S378

94. Marchant R et al., In vivo biocompatibility studies. I. The cage implant system and a biodegradable hydrogel. J.Biomed.Mat.Res., 1983, 17, 301325

95. Maron В J, Hutchins GM. The development of the semilunar valves in the human heart. Am J Pathol 1974;74:331-344

96. Marron K, Yacoub MH, Polak JM, et al. Innervation of the human atrioventricular and arterial valves. Circulation 1996;94:368-375

97. Marshall SE, Tweedt SM, Greene CH, et al: An alternative to synthetic aortic grafts using jejunum. J Invest Surg 2000; 13:333.

98. Martin U, Kiessig V, Blusch JH, et al. Expression of pig endogenous retrovirus by primary porcine endothelial cells and infection of human cells. Lancet 1998;352:692-694

99. Mayer JE, Jr, Shin'oka T, Shum-Tim D. Tissue engineering of cardiovascular structures. Curr Opin Cardiol 1997;12:528-532.

100. McNally RT, Brockbank KG. The correlation between improved cellular viability and clinical performance in 5,000 cryopreserved human heart valves. ASAIO Trans 1991;37:M355-356.

101. Messier RHJ, Bass BL, Aly HM, et al. Dual structural and functional phenotypes of the porcine aortic valve interstitial population: Characteristics of the leaflet myofibroblasts. J Surg Res 1994;57:1-21

102. Meuris B, Ozaki S, Herijgers P, Verbekenl E, Flameng W. Bioprosthetic Tissue Calcification: Influence of Blood Contact and Arterial Pressure. An Experimental Study in Rats and Sheep. The Journal of Heart Valve Disease 2003;12:392-399

103. Mirzaie M, Meyer T, Schwartz P, Dalichau H. Preimplant Ultrastructure and Calcification Tendency of Various Biological Aortic Valves The Journal of Heart Valve Disease 2000;9:576-582.

104. Mitchell RN, Jonas RA, Schoen FJ. Pathology of explanted cryopreserved allograft heart valves: comparison with aortic valves from orthotopic heart transplants. J Thorac Cardiovasc Surg 1998;115:118-127.

105. Mitchell RN, Jonas RA, Schoen FJ. Structure-function correlations in cryopreserved allograft cardiac valves. Ann Thorac Surg 1995;60(Suppl):S108.

106. Mol A, Bouten CVC, Zund G, et al. The relevance of large strains in functional tissue engineering of heart valves. Thorac Cardiovasc Surg 2003;51:78-83

107. Motomura N, Imakita M, Yutani C, et al. Histologic modification by cryopreservation in rat aortic allografts. Ann Thorac Surg 1995;60(Suppl):S168.

108. Motomura N, Imakita M, Yutani C, et al. Histological change in cryopreserved rat aortic allograft. J Cardiovasc Surg (Torino) 1995;36:53-60.

109. Moustapha A, Ross DB, Bittira B, et al. Aortic valve grafts in the rat: evidence for rejection. J Thorac Cardiovasc Surg 1997;114:891-902.

110. Niwaya K, Sakaguchi H, Kawachi K, Kitamura S. Effect of warm ischemia and cryopreservation on cell viability of human allograft valves. Ann Thorac Surg 1995;60(Suppl):S 114.

111. O'Brien MF, McGiffm DC. Aortic and pulmonary allografts in contemporary cardiac surgery. In: Karp RB, Kouchoukos NT, Laks H, Wechsler AS, editors. Advances in cardiac surgery. Chicago, Year Book Medical Publishers, 1990; 1-24.

112. O'Brien MF, Stafford EG, Gardner MA, et al. A comparison of aortic valve replacement with viable cryopreserved and fresh allograft valves, with a note on chromosomal studies. J Thorac Cardiovasc Surg 1987;94:812-823.

113. Odorico JS, Kaufman DS, Thomson JA. Multilineage differentiation from human embryonic stem cell lines. Stem Cells 2001;19:193-204

114. Oei F, Dor F, Stegmann A, et al. Helper T cell frequencies after implantation of aortic valve allografts in rats. Transplant Proc 2001;33:640-641.

115. Oei F, Stegmann A, van der Ham F, et al. The presence of immune stimulatory cells in fresh and cryopreserved donor aortic and pulmonary valve allografts. J Heart Valve Dis 2002; 11:315-325

116. Oei F, Welters MJ, Knoop CJ, et al. Circulating donor-specific cytotoxic T lymphocytes with high avidity for donor human leukocyte antigens in pediatric and adult cardiac allograft valved conduit recipients. Eur J Cardiothorac Surg 2000;18:466-472.

117. Ouyang DW, Salerno CT, Pederson TS, Bolman RM, Bianco RW. Long-term evaluation of orthotopically implanted stentless bioprosthetic aortic valves in juvenile sheep. J Invest Surg 1998; 11:175—83.

118. Patience C, Switzer WM, Takeuchi Y, et al. Multiple groups of novel retroviral genomes in pigs and related species. J Virol 2001;75:2771-2775

119. Pearl JM, Laks H, Drinkwater DC Jr, Loo DK, George BL, Williams RG. Repair of conotruncal abnormalities with the use of valved conduit: Improved early and midterm results with the cryopreserved allografts. J Am Coll Cardiol 1992;20:191-196.

120. Perry ТЕ, Kaushal S, Sutherland FWH, et al. Bone marrow as a cell source for tissue engineering of heart valves. Ann Thorac Surg 2003;75:761-767

121. Perry ТЕ, Roth SJ. Cardiovascular tissue engineering. Constructing living tissue cardiac valves and blood vessels using bone marrow, umbilical cord blood, and peripheral blood ceils. J Cardiovasc Nurs 2003;18:30-37

122. Quing Y, Zund G, Benedikt P, et al. Fibrin gel as a three dimensional matrix in cardiovascular tissue engineering. Eur J Cardiothorac Surg 2000; 17:587591

123. Rabkin E, Hoerstrup SP, Aikawa M, Mayer JEJ, Schoen FJ. Evolution of cell phenotype and extracellular matrix in tissue-engineered heart valves during in-vitro maturation and in-vitro remodeling. J Heart Valve Dis 2002;11:308-314

124. Rabkin E, Schoen FJ. Cardiovascular tissue engineering. Cardiovasc Pathol 2002;11:305-317

125. Rainer G, Wilhelmi M, Rebe P, Fischer S, Kofidis T, et al. In Vivo Repopulation of Xenogeneic and Allogeneic Acellular Valve Matrix Conduits in the Pulmonary Circulation Ann Thorac Surg 2003;75:1457- 63

126. Rajani В, Mee RB, Ratliff NB. Evidence for rejection of homograft cardiac valves in infants. J Thorac Cardiovasc Surg 1998; 115:111-117.

127. Rieder E., Seebacher G., Kasimir M. et al. Decellularized Porcine and Human Valve Scaffolds Differ Importantly in Residual Potential to Attract Monocytic Cells. Circulation. 2005; 111:2792-2797.

128. Robert P Gallegos, Pavel J Nockel, Andrew L Rivard, Richard W Bianco. The Current State of In-vivo Pre-clinical Animal Models for Heart Valve Evaluation The Journal of Heart Valve Disease 2005;14:423-432

129. Roeder R, Wolfe J, Lianakis N, et al. Compliance, elastic modulus, and burst pressure of small-intestine submucosa (SIS), small-diameter vascular grafts. J Biomed Mater Res 1999; 47:65.

130. Ross DN, Jackson M, Davies J. The pulmonary autograft. A permanent aortic Valve. Eur J Card. Surg, 1992, 6, 113-117.

131. Ross DN. Evolution of the homograft valve. Ann Thorac Surg 1995;59:565-567.

132. Rothenburger M, Vischer P, Volker W, et al. In vitro modelling of tissue using isolated vascular cells on a synthetic collagen matrix as a substitute for heart valves. Thorac Cardiovasc Surg 2001;49:204-209

133. Rothenburger M, Volker W, Vischer P, et al. Tissue engineering of heart valves: Formation of a threedimensional tissue using porcine heart valve cells. Am Soc Artif Intern Organs J 2002;48:586-591

134. Samouillan V, Dandurand-Lods J, Lamure A, et al. Thermal analysis characterization of aortic tissues for cardiac valve bioprosthesis. J Biomed Mater Res 1999;46:531-538

135. Samuelsson BE, Rydberg L, Breimer ME, et al. Natural antibodies and human xenotransplantation. Immunol Rev 1994;141:151-168

136. Sandrin MS, McKenzie IF. Gal alpha(l,3)Gal, the major xenoantigen(s) recognised in pigs by human natural antibodies. Immunol Rev 1994;141:169-190

137. Sartore S, Franch R, Roelofs M, Chiavegato A. Molecular and cellular phenotypes and their regulation in smooth muscle. Rev Physiol Biochem Pharmacol 1999;134:235-320

138. Schense JC, Hubbell JA. Cross-linking exogenous bifunctional peptides into fibrin gels with factor Xllla. Bioconjug Chem 1999;10:75-81

139. Schnell AM, Hoerstrup SP, Zund G, et al: Optimal cell source for cardiovascular tissue engineering: venous vs. aortic human myofibroblasts. Thorac Cardiovasc Surg 2001; 49:221.

140. Schoen FJ, Levy RJ. Founder's Award, 25th Annual Meeting of the Society for Biomaterials, perspectives. Providence, RI, April 28-May 2, 1999. Tissue heart valves: current challenges and future research perspectives. J Biomed Mater Res 1999;47:439-465.

141. Scott M, Vesely I. Aortic valve cusp microstructure: The role of elastin. Ann Thorac Surg 1995;60:S391-S394

142. Scott MJ, Vesely I. Morphology of porcine aortic valve cusp elastin. J Heart Valve Dis 1996;5:464-71.

143. Senthilnathan V, Treasure T, Grunkemeier G, Starr A. Heart valves: Which is the best choice? Cardiovasc Surg 1999;7:393-397

144. Shaddy RE, Hunter DD, Osborn KA, et al. Prospective analysis of HLA immunogenicity of cryopreserved valved allografts used in pediatric heart surgery. Circulation 1996;94:1063-1067.

145. Shaddy RE, Tani LY, Sturtevant JE, et al. Effects of homograft blood type and anatomic type on stenosis, regurgitation and calcium in homografts in the pulmonary position. Am J Cardiol 1992;70:392-393.

146. Shaddy RE, Thompson DD, Osborne KA, et al. Persistence of human leukocyte antigen (HLA) antibodies after one year in children receiving cryopreserved valved allografts. Am J Cardiol 1997;80:358-359.

147. Shinoka T, Breuer CK, Tanel RE, et al. Tissue engineering of heart valves: Valve leaflet replacement study in a lamb model. Ann Thorac Surg 1995;60:S513-S516

148. Shinoka T, Ma PX, Shum-Tim D, et al. Tissue-engineered heart valves: Autologous valve leaflet replacement study in a lamb model. Circulation 1996;94(9 suppl.II):II-164-11-168

149. Shinoka T. Tissue engineered heart valves: Autologous cell seeding on biodegradable polymer scaffold. Artif Organs 2002;26:402-406

150. Siminoesco DT, Lovekamp JJ, Vyavahare NR. Glycosaminoglycandegrading enzymes in porcine aortic heart valves:implications for bioprosthetic heart valve degeneration. J Heart Valve Dis. 2003;12:217-225.

151. Simon P, ICasimir MT, Seebacher G, et al. Early failure of the tissue engineered porcine heart valve SYNERGRAFT in pediatric patients. Eur J Cardiothorac Surg 2003;23:1002-1006

152. Smith JD, Ogino H, Hunt D, et al. Humoral immune response to human aortic valve homografts. Ann Thorac Surg 1995;60(Suppl):S127.

153. Sodian R, Hoerstrup SP, Sperling J., et al. Early in vivo experience with tissue-engineered trileaflet heart valves. Circulation 2000;102(Suppl 3):III22-III29.

154. Sodian R, Hoerstrup SP, Sperling JS, et al. Evaluation of biodegradable, three-dimensional matrices for tissue engineering of heart valves. Am Soc Artif Intern Organs J 2000;46:107-110

155. Sodian R, Hoerstrup SP, Sperling JS, et al. Tissue engineering of heart valves: In vitro experiences.Ann Thorac Surg 2000;70:140-144

156. Sodian R, Loebe M, Hein A, et al. Application of stereolithography for scaffold fabrication for tissue engineered heart valves. Am Soc Artif Intern Organs J 2002;48:12-16

157. Sodian R, Sperling JS, Martin DP, et al. Fabrication of a trileaflet heart valve scaffold from a polyhydroxyalkanoate biopolyester for use in tissue engineering. Tissue Eng 2000;6:183-188

158. Specke V, Rubant S, Denner J. Productive infection of human primary cells and cell lines with porcine endogenous retroviruses. Virology 2001;285:177-180

159. Stark J, Bull C, Stajevic M, et al: Fate of subpulmonary homograft conduits: determinants of late homograft failure. J Thorac Cardiovasc Surg 1998; 115:506.

160. Stock UA, Nagashima M, Khalil PN, et al. Tissueengineered valve conduits in the pulmonary circulation. J Thorac Cardiovasc Surg 2000; 119:732-740

161. Stock UA, Vacanti JP. Cardiovascular physiology during fetal development and implications for tissue engineering. Tissue Eng 2001 ;7:1 -7

162. Stock UA, Vacanti JP. Tissue engineering: Current state and prospects. Annu Rev Med 2001;52:443-451

163. Sundstroem C, Nilson K. Establishment and characterization of a human histiocytic lymphoma cell line (U-937). Int J Cancer 1976;17:565-577

164. Takeuchi Y. Risk of zoonosis in xenotransplantation. Transplant Proc 2000;32:2698-2700

165. Talman EA, Boughner DR. Glutaraldehyde fixation alters the internal shear properties of porcine aortic heart valve tissue. Ann Thorac Surg 1995;60(2 Suppl):S369-S73.

166. Taylor PM, Allen SP, Dreger SA, Yacoub MH. Human cardiac valve interstitial cells in collagen sponge: A biological three-dimensional matrix for tissue engineering. J Heart Valve Dis 2002; 11:298-307

167. Taylor PM, Allen SP, Yacoub MH. Phenotypic and functional characterization of interstitial cells from human heart valves, pericardium and skin. J Heart Valve Dis 2000;9:150-158

168. Teebken et al., Tissue engineering of vascular grafts: human cell seeding of decellularised porcine matrix. Eur. J Vasc.Endovasc.Surg., 2000,v.19,381-386,

169. Thubrikar MJ, Aouad J, Nolan SP. Comparison of the in vivo and in vitro mechanical properties of aortic valve leaflets. J Thorac Cardiovasc Surg 1986;92:29-36

170. Thubrikar MJ, Deck JD, Aouad J, Nolan SP. Role of mechanical stress in calcification of aortic bioprosthetic valves. J Thorac Cardiovasc Surg 1983;86:115-125

171. Timpl R, Brown JC. The laminins. Matrix Biol 1994;14:275-81.

172. Timpl R. Immunological studies on collagen. In: Ramachandran GN, Reddi AH, editors. Biochemistry of collagen. New York: Plenum Press; 1976. p. 319-75.

173. Tomasek JJ, Gabbiani G, Hinz B, Chaponnier C, Brown RA. Myofibroblasts and mechanoregulation of connective tissue remodelling. Nat Rev Mol Cell Biol 2002;3:349-363

174. Trantina-Yates A, Weissenstein C, Human P, and Zilla P. Stentless Bioprosthetic Heart Valve Research: Sheep Versus Primate Model Ann Thorac Surg 2001;71:S422-7

175. Vesely I, Noseworthy R. Micromechanics of the fibrosa and the and the ventricularis in aortic valve leaflets. J Biomech 1992;25:101-113

176. Vesely I. The role of elastin in aortic valve mechanics. J Biomech 1998;31:115-123

177. Villa ML, De Biasi S, Pilotto F. Residual heteroantigenicity of glutaraldehyde-treated porcine cardiac valves. Tissue Antigens 1980; 16:62— 9.

178. Vongpatanasin W, Hillis D, Lange RA. Prosthetic heart valves. N Engl J Med 1996;335:407-416

179. Wagner E, Roy R, Marois Y, et al. Posttransplant antibodies and fresh venous allograft failure in dogs. Transplantation 1994;58:537-542.

180. Weigel G, Bertalanffy P, Wolner E. Depletion of intracellular GTP results inлnuclear factor-IB activation and intercellular adhesion molecule-1 expression in human endothelial cells. Mol Pharmacol 2002;62:453-462

181. Weiss RA, Magre S, Takeuchi Y. Infection hazards of xenotransplantation. J Infect 2000;40:21-25

182. Welters MJ, Oei FB, Vaessen LM, et al. Increased numbers of circulating donor-specific T helper lymphocytes after human heart valve transplantation. Clin Exp Immunol 2001;124:353-358.

183. Wilson GJ, Courtman DW, Klement P, Lee JM, Yeger H. Acellular matrix: A biomaterials approach for coronary artery bypass and heart valve replacement. Ann Thorac Surg 1995;60:S353-S358

184. Wolfinbarger L, Hopkins RA. Biology of heart valve preservation. In: Hopkins RA ed. Cardiac reconstructions with allograft valves. New York: Springer-Verlag, 1989, 21-36.

185. Wolfinbarger L, Weintraub B, Technical Programm Report: heart valve cryopreservation. Virginia Beach, VA, Virginia Tissue Bank, 1987.

186. Yankah AC, Alexi-Meskhishvili V, Weng Y, et al. Accelerated degeneration of allografts in the first two years of life. Ann Thorac Surg 1995;60(Suppl):S71.1. ГТГ7

187. Yankah AC, Wottge HU, Muller-Ruchholtz W. Short-course cyclosporin A therapy for definite allograft valve survival immunosuppression in allograft valve operations. Ann Thorac Surg 1995;60(Suppl):S146.

188. Ye Q, Zund G, Benedikt P, et al. Fibrin gel as a three dimensional matrix in cardiovascular tissue engineering. Eur J Cardiothorac Surg 2000;17:587-591

189. Ye Q, Zund G, Jockenhoevel S, et al. Tissue engineering in cardiovascular surgery: New approach to develop completely human autologous tissue.Eur J Cardiothorac Surg 2000;17:449-454

190. Zeltinger J, Landeen LK, Alexander HG, Kidd ID, Sibanda B. Development and characterization of tissue-engineered aortic valves. Tissue Eng 2001;7:9

191. Zhao XM, Green M, Frazer IH, et al. Donor-specific immune response after aortic valve allografting in the rat. Ann Thorac Surg 1994;57:1158-1163.

192. Zilla P, Weissenstein C, Human P, Dower T, et al. High Glutaraldehyde Concentrations Mitigate Bioprosthetic Root Calcification in the Sheep Model Ann Thorac Surg 2000;70:2091-5

193. Zuk PA, Zhu M, Mizuno H, et al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Eng 2001; 7:211.

194. Zund G, Breuer CK, Shinoka T, et al. The in vitro construction of a tissue engineered bioprosthetic heart valve. Eur J Cardiothorac Surg 1997; 11:49322497